(Microsoft Word Viewer - Pa\263eczki gram

dr n med. Aleksandra Garbusińska
Kierownik Centralnej Sterylizacji
Centrum Onkologii Gliwice
Pałeczki Gram-ujemne niefermentujące NFGNB w środowisku szpitalnym – zagrożenia,
zwalczanie, zapobieganie.
Pałeczki Gram-ujemne niefermentujące NFGNB występujące powszechnie w środowisku szpitalnym,
należą obecnie do najczęściej występujących czynników etiologicznych zakażeń. Niepokojące zjawisko
narastania oporności tych drobnoustrojów na szerokozakresowe antybiotyki i chemioterapeutyki
i związane z tym faktem występowanie trudnych do leczenia zakażeń, zobowiązuje szpitale do wdrażania
polityki ochrony antybiotyków i podejmowania restrykcyjnych działań z zakresu higieny.
Słowa kluczowe: pałeczki niefermentujące NFGNB, lekooporność, zakażenia szpitalne
Liczna grupa pałeczek Gram-ujemnych niefermentujących NFGNB ( ang. non-fermentive
Gram- negative bacilli ) o znaczeniu klinicznym wywołujących zakażenia w zakładach opieki
zdrowotnej HCAI (ang. Health Care Associated Infections) jest reprezentowana
przez bakterie należące w szczególności do rodzajów Acinetobacter, Pseudomonas,
Stenotrophomonas, Burkholderia. Spośród kilkudziesięciu gatunków rodzaju Acinetobacter
dominujący jest A. baumannii, który łącznie z A.calcoaceticus oraz genogatunkami 3 i 13 TU
występuje czasem pod wspólną nazwą A.calcoaceticus - A. baumannii kompleks (ACB)
Rzadziej izolowane są: A. lwoffii, A. johnsonii, A. haemolyticus. Gatunki istotne klinicznie
należące do pozostałych rodzajów to: P. aeruginosa, P. putida, P. stutzeri, P. fluorescens,
S. maltophilia, B. cepacia.
Pałeczki NFGNB występują powszechnie w środowisku naturalnym: w wodach
powierzchniowych, ściekach, glebie, żywności, na roślinach i zwierzętach, w produktach
pochodzenia roślinnego i zwierzęcego [1,2,3,4]. Z wyjątkiem rodzaju Pseudomonas, wchodzą
w skład naturalnej, tj. fizjologicznej mikroflory zdrowego człowieka. Są izolowane ze skóry,
błon śluzowych jamy ustnej, gardła, nosa, dróg oddechowych, z przewodu pokarmowego.
Wilgotne obszary skóry takie jak zagięcia, pachy, pachwiny, miejsca między palcami stóp
zasiedlają szczególnie obficie [1,3]. Flora fizjologiczna w warunkach zachowania równowagi
między kolonizującymi drobnoustrojami a organizmem pełni ogromne ważną funkcję
1
biologiczną chroniąc gospodarza przed inwazją ,,obcych’’ bakterii, czyli tych potencjalnie
patogennych.
W pomieszczeniach zakładów opieki zdrowotnej pałeczki NFGNB preferują środowisko
wodne i miejsca wilgotne: umywalki, zlewy, nawilżacze powietrza, krany, perlatory, głowice
pryszniców i kabiny prysznicowe, dozowniki ze środkami do higieny rąk, urządzenia do
hemodializy, unity stomatologiczne, respiratory, cewniki naczyniowe i moczowe, pompy
infuzyjne, itp. Są wykrywane również w wodzie wodociągowej. Występują obficie na
sprzęcie szpitalnym: na łóżkach, pościeli, kocach, materacach, poduszkach, w miejscach
dotykowych, np. na klamkach i słuchawkach telefonów [2,3,4,5,6,7]. Wykrywane są także
w powietrzu i w urządzeniach wentylujących [3].
Pałeczki NFGNB posiadają cechy ułatwiające im adaptację w środowisku w warunkach
niesprzyjających, nawet w dłuższych okresach czasu. Tak więc tolerują wahania temperatury,
mają niewielkie wymagania odżywcze, rozmnażają się nawet w wodzie destylowanej
i zdemineralizowanej [1,3,4,6]. Pałeczki Acinetobacter spp. wyróżniają się spośród innych
NFGB odpornością na przesuszenie [3,4]. Na powierzchni laminatu bakterie te przeżywają
od 3 do 13 dni, na suchej bibule - 6 dni, na szkle – od 7 dni do 11 miesięcy, bawełnie- od 9 do
25 dni, poliuretanie, polietylenie - powyżej 60 dni, na fartuchu z bawełny, poliesteru- powyżej
11 dni, na porcelanie, stali, gumie- kilka miesięcy) [4]. Pałeczki Acinetobacter spp. są
przystosowane do przeżywania w warunkach niedoboru pierwiastków niezbędnych w ich
przemianach metabolicznych. Jest to możliwe dzięki
ich zdolnościom do pozyskiwania
węgla ze związków alkoholowych, np. alkoholowych preparatów dezynfekcyjnych [4,8] oraz
do wychwytu żelaza ze środowiska za pośrednictwem cząstek o wysokim powinowactwie do
tego pierwiastka zwanych sideroforami. Siderofory wykryto np. u szczepów izolowanych
z ognisk epidemicznych [8].
Pałeczki NFGNB generują na powierzchniach żywych tkanek lub abiotycznych strukturę
biofilmu,
uwarunkowaną
między
innymi
posiadaniem
powierzchniowych typu rzęski, fimbrie, otoczki.
przez
bakterie
struktur
Ułatwiają one komórkom adhezję do
powierzchni. Szczególnie Acinetobacter spp. wykazuje zdolność do szybkiego wytwarzania
tej struktury [1]. Biofilm, jako uporządkowana wspólnota licznych komórek bakteryjnych
zatopionych w bezkomórkowej matrycy składającej się z różnorodnych związków
organicznych, ściśle związana z podłożem, ułatwia bakteriom przetrwanie w środowisku
w warunkach narażenia na antybiotyki, zabiegi czyszczące, wysuszenie, wahania wilgotności
itp. Wytwarzanie biofilmu jest oznaką wirulencji bakterii i staje się trudnym problemem
higienicznym, jeśli powstaje na powierzchni sprzętu medycznego: cewnikach naczyniowych,
moczowych, układach zastawkowych, przewodach unitów stomatologicznych, implantach
2
i innych materiałach wszczepiennych, itp.[3,4,8,9]. Z niedostatecznie oczyszczonego sprzętu
bakterie mogą zostać przeniesione bezpośrednio na pacjenta lub za pośrednictwem
obsługującego ten sprzęt personelu medycznego, powodując zakażenia. W transmisji
drobnoustrojów podkreśla się znaczenie przede wszystkim braku zachowania zasad higieny
rąk pracowników medycznych.
W 85 ośrodkach greckich wykonujących zabiegi hemodializy wykryto przypadki skażenia
pałeczkami Gram-ujemnymi systemów wodnych do przeprowadzania tych procedur.
Z pobranych do badań mikrobiologicznych próbek wody z kranu, wody uzdatnionej
i dializatów wyhodowano łącznie 141 szczepów bakterii Gram-ujemnych, z których 98 to
pałeczki
niefermentujące.
Najczęściej
izolowano
Pseudomonas
aeruginosa
(22,7%
wszystkich szczepów), Chryseobacterium meningosepticum (14,9%), Stenotrophomonas
maltiphilia (13,5%). Udowodniono powiązanie tych wyizolowanych szczepów bakterii
z zakażeniami odcewnikowymi, które wystąpiły u dializowanych pacjentów [6].
Udokumentowano ognisko epidemiczne, w którym czynnikiem etiologicznym zakażeń
pacjentów były szczepy Pseudomonas aeruginosa pochodzące z umywalek usytuowanych
w pobliżu pokoi łóżkowych. Z umywalek tych korzystano między innymi w trakcie
wykonywania czynności przygotowywania leków [2]. Opisano skażenie bakteriami środków
antyseptycznych do higieny rąk [5,9]. Szczep Pseudomonas aeruginosa ST 175 o szczególnej
zjadliwości, zanieczyszczający dozowniki z triklosanem i glukonianem chlorheksydyny został
przeniesiony przez ręce personelu na pacjentów cewnikowanych dożylnie i urologicznie
wywołując zakażenia [5]. Doniesiono o wystąpieniu ognisk epidemicznych spowodowanych
środkami dezynfekcyjnymi: IV rzędowymi związkami amoniowymi, formaldehydem,
fenolami, które były skażone bakteriami Burkholderia cepacia, Pseudomonas aeruginosa,
Stenotrophomonas maltophilia, Alcaligenes faecalis [9].
Inwazyjne, trudne do leczenia zakażenia, ogniska i epidemie szpitalne zobowiązują do
przeprowadzania dochodzeń epidemiologicznych w poszukiwaniu powiązań tych zdarzeń ze
środowiskiem szpitalnym [2,5,7]. Najczęściej dowodem na istnienie tego typu zależności były
badania wykonywane techniką typowania molekularnego PFGE wskazujące na genetyczne
pokrewieństwo szczepu bakterii wyizolowanego od zakażonych pacjentów ze szczepami tego
samego gatunku wyhodowanego ze środowiska szpitalnego [1,2,5].
W działaniach prewencyjnych, ogromne znaczenie ma jakość przeprowadzanych czynności
czyszczenia i dezynfekcji. Skuteczne procesy przerywają łańcuch szerzenia się zakażeń
powiązanych ze środowiskiem. Z kolei zaniedbania higieniczne, w tym dotyczące higieny rąk
personelu medycznego wykonującego zabiegi medyczne mogą doprowadzić do pojawiania
się nowych źródeł infekcji. Wskazywano na częste błędy użytkowników wykonujących
3
zabiegi dekontaminacyjne: stosowanie w procedurach środków dezynfekcyjnych o zbyt
niskim zakresie mikrobójczym lub po utracie aktywności, niewłaściwe przygotowywanie
roztworów
preparatów,
niedokładnie
oczyszczenie
powierzchni
przed
dezynfekcją,
nieprzestrzeganie czasu kontaktu roztworu środka z powierzchnią, błędy w użytkowaniu
dozowników (stałe dolewanie środków do dozowników bez ich uprzedniego opróżnienia,
umycia i wysuszenia)[5,9]. W zakresie zachowania czystości mikrobiologicznej wody
pojawiły się zalecenia przeprowadzania okresowej dezynfekcji termicznej wody, jonizację
srebrem i stosowania filtrów wodnych do kranów i pryszniców. Zastosowanie filtrów
o porach 0,2 µm ograniczyło występowanie między innymi P. aeruginosa, S. maltophilia,
A. baumannii w oddziałach hematologii i onkologii [2,7].
Zakażenia wywoływane przez pałeczki NFGNB mogą dotyczyć każdej tkanki i narządu
i zwykle są poprzedzone kolonizacją drobnoustrojami szpitalnymi różnych obszarów
anatomicznych. Bakterie najszybciej zasiedlają miejsca wilgotne i podatne na powstawanie
biofilmu: przy rurce tracheotomijnej, cewniku naczyniowym, moczowym, przy elementach
wszczepiennych z tworzyw sztucznych, itp. Postać kliniczna zakażenia może objawiać się
jako zapalenie skóry i tkanek miękkich, zapalenie płuc, zwłaszcza tzw. respiratorowe
zapalenie płuc VAP (ang. ventilator-associated pneumonia), zapalenie ucha, zatok, gałki
ocznej, zapalenie otrzewnej, infekcje w obrębie jamy brzusznej, zapalenie kości, zakażenie
układu moczowego (dotyczy zwłaszcza chorych z założonymi cewnikami moczowymi),
bakteriemia przechodząca w posocznicę i wstrząs septyczny (powiązana często z cewnikami
naczyniowymi, sztucznymi zastawkami lub VAP), zapalenie opon mózgowo- rdzeniowych
[1,2,3,4,10,11]. Zakażenia nie zawsze są spowodowane transmisją bakterii ze środowiska
szpitalnego i sprzętu na pacjenta w wyniku zabiegów medycznych. Często są to infekcje
oportunistyczne, endogenne, rozwijające się w warunkach naruszenia składu flory naturalnej
i translokacji mikroorganizmów w organizmie. Bakteriemia będąca wynikiem translokacji
flory fizjologicznej z przewodu pokarmowego poprzez nabłonek śluzówki do układu krążenia
to przykład takich zaburzeń. Powodem jest dysfunkcja ściany jelita pacjentów żywionych
pozajelitowo.
Zakażeniom najczęściej ulegają pacjenci długotrwale hospitalizowani zwłaszcza w oddziałach
intensywnej terapii, pacjenci z przedłużającą się wentylacją mechaniczną, poddawani
antybiotykoterapii o szerokim spektrum, po inwazyjnych zabiegach diagnostycznych,
leczniczych, chirurgicznych, z oparzeniami, z dostępem naczyniowym, z poważną chorobą
podstawową np. z POChP, z mukowiscydozą, z chorobą nowotworową, w stanach
immunosupresji, neutropenii. Nie bez znaczenia ma również wiek pacjentów [1,2,3,10,11].
4
Trudnym problemem klinicznym są zakażenia NFGNB spowodowane szczepami opornymi
na stosowane powszechnie leki przeciwdrobnoustrojowe. Pojawienie się tego typu infekcji
oznacza zwykle znaczne zawężenie opcji terapeutycznych i w konsekwencji ciężki przebieg
zakażenia. Mogą bowiem pojawić się szczepy pałeczek niefermentujących: wielooporne
MDR( ang. multidrug-resistant), tj. oporne na co najmniej trzy lub więcej klas leków,
wielooporne typu XDR (ang. extensively-drug-resistant) tj. oporne na trzy klasy leków
włącznie z karbapenemami lub wielooporne typu PDR (ang. pandrug-resistant) tj. oporne na
prawie wszystkie grupy leków, w tym polimiksyny i tigecyklinę [1,3,10]. Pojawienie się tych
trudnych do leczenia infekcji jest zawsze spowodowane wykształceniem przez pałeczki
NFGNB genetycznie uwarunkowanych mechanizmów oporności na leki. Za określony
mechanizm oporności odpowiadają geny usytuowane w chromosomie bakterii lub poza
chromosomem, głównie w plazmidach [10]. Jednym z mechanizmów oporności pałeczek
NFGNB na leki przeciwdrobnoustrojowe jest tzw. oporność transportowa polegająca na
blokowaniu wejścia leku do komórki bakteryjnej z powodu wystąpienia defektów błony
zewnętrznej [1,3,4,12], czy też aktywne wypompowywanie leku z komórki [1,3,4,8]. Inny
mechanizm to zmiana miejsca docelowego dla leku [8]. Jednak głównym mechanizmem jest
tzw. oporność enzymatyczna polegająca na produkcji enzymów rozkładających lub
modyfikujących leki. Szczególnie niebezpieczne w skutkach są mechanizmy rozkładające leki
zwane potocznie ,,z górnej półki’’, które są zarezerwowane do leczenia najtrudniejszych
infekcji. Tu wyszczególnić należy produkcję enzymów rozkładających szeroko stosowane
leki beta-laktamowe: beta-laktamazy ESBL (ang. extended –spectrum –beta -lactamases) tzn.
o rozszerzonym spektrum substratowym [3,8,10,12], cefalosporynazy AmpC [1,4,8,12],
karbapenemazy, w tym typu MBL (ang. metallo-beta-lactamases) oraz typu KPC (ang.
Klebsiella pneumoniae carbapenemase) występujące najczęściej u Pseudomonas spp.,
hydrolizujące wszystkie antybiotyki beta-laktamowe [1,3,4,8].
Występowanie opornych patogenów jest obecnie powszechne, jednakże w szczególności
środowisko
szpitalne
sprzyja
pojawianiu
i
rozprzestrzenianiu
się
lekoopornych
drobnoustrojów. Brak racjonalnej polityki antybiotykowej, zwłaszcza stosowanie leków
o szerokim zakresie przeciwdrobnoustrojowym doprowadza do selekcji szczepów opornych.
Niebezpieczne, nieprzewidywalne w skutkach są mutacje w obrębie istniejących genów,
ponieważ mogą doprowadzić do pojawiania się nowych mechanizmów oporności. Z kolei
przekazywanie z komórki do komórki ruchomych elementów genetycznych zawierających
geny oporności, odbywające się poza podziałami komórkowymi bakterii i co ma ogromne
znaczenie – przebiegające horyzontalnie, tj. międzygatunkowo, warunkuje szybkie
rozprzestrzenianie się lekoopornych szczepów w środowisku.
5
W 2010 roku, w 36 polskich szpitalach realizujących program Europejskiej Sieci
Monitorowania Oporności na Antybiotyki EARS-Net (ang. European Antimicrobial
Resistance Surveillance Network) uzyskano następujące zbiorcze wyniki badań lekooporności
dla najczęściej izolowanych pałeczek NFGNB z zakażeń inwazyjnych:
- Pseudomonas aeruginosa, szczepy oporne na aminoglikozydy: 30%, fluorochinolony: 28%,
ceftazydym: 25%, karbapenemy: 25%, piperacylinę/ tazobactam: 29%
- Acinetobacter baumanni, szczepy oporne na imipenem: 39%, meropenem: 37%,
piperacylinę/ tazobactam: 78%, ceftazydym: 82%, gentamycynę: 69% amikacynę: 52%,
tobramycynę: 47%, netylmycynę: 73% ciprofloksacynę: 87% [13].
Według Rozporządzenia Ministra Zdrowia z dnia 23 grudnia 2011 r. (Dz.U.2011. 294,
poz.1741)- ,,w sprawie listy czynników alarmowych, rejestrów zakażeń szpitalnych
i czynników alarmowych (….)’’, wydanym na podstawie Ustawy z dnia 5 grudnia 2008r.
,,o zapobieganiu oraz zwalczaniu zakażeń i chorób zakaźnych u ludzi’’ (Dz.U.2008.
234.1570), szczepy tych właśnie gatunków pałeczek niefermentujących z mechanizmami
oporności znajdują się w wykazie czynników alarmowych. Izolacja czynników alarmowych
zobowiązuje zakłady opieki zdrowotnej do prowadzenia rejestru tych patogenów w swoich
jednostkach oraz podejmowania konkretnych działań w zakresie profilaktyki oraz w celu ich
eradykacji.
Problem narastania zakażeń HCAI wywoływanych przez drobnoustroje lekooporne jest
problemem międzynarodowym, skłaniającym kraje Unii Europejskiej do podejmowania
wspólnych, skoordynowanych działań zmierzających do rozpoznania skali zjawiska, ustalania
jednolitych kryteriów diagnostyki tych zakażeń, oceny czynników ryzyka, jak również
opracowywania wytycznych procedur dotyczących profilaktyki zakażeń.
W oparciu o rekomendacje, dyrektywy Unii Europejskiej, wytyczne Światowej Organizacji
Zdrowia oraz polskie przepisy prawne (Dz.U.2008.Nr164,poz.1027 oraz Dz.U.2008.234.
1570), powstał w Polsce Narodowy Program Ochrony Antybiotyków NPOA. Realizacja
Programu przez pilotażową grupę polskich szpitali pod kierunkiem zespołu ekspertów
Narodowego Instytutu Leków w Warszawie to monitorowanie czynników etiologicznych
inwazyjnych
zakażeń
bakteryjnych,
analiza
występujących
ognisk
epidemicznych,
rozpoznawanie mechanizmów oporności i zarysowujących się trendów zmian lekooporności.
Polska i inne kraje realizując program Europejskiej Sieci Monitorowania Oporności na
Antybiotyki EARS-Net przekazuje uzyskane z analiz epidemiologicznych wyniki do EARSNet. Tym sposobem działania europejskich ośrodków medycznych są koordynowane
i
pozwalają na szybką, bieżącą analizę sytuacji epidemiologicznej w celu wspólnego
6
podejmowania działań zapobiegawczych i służących opracowywaniu właściwej strategii
zapobiegania i leczenia zakażeń [13].
Piśmiennictwo
1. Żabicka D, Izdebski R. Zakażenia wywoływane przez Acinetobacter spp. Nowa Klinika
2009; 16: 706-710.
2. Fujitani S, Sun H-Y, Yu VL. Pneumonia due to Pseudomonas aeruginosa Part I:
Epidemiology, clinical diagnosis and source. Chest 2011; 139: 909-919.
3. Manchanda V, Sanchaita S, Singh NP. Multidrug resistant Acinetobacter. J Glob Infect
Dis 2010; 2: 291-304.
4. Wróblewska M. Znaczenie kliniczne bakterii z rodzaju Acinetobacter –nowe zagrożenia.
Post Microbiol 2008; 47: 345-352.
5. Lanini S, D’Arezzo S, Puro V et al. Molecular epidemiology of a Pseudomonas
aeruginosa hospital outbreak driven by a contaminated disinfectant- soap dispenser. PLoS
ONE 2011; 6: e 17064 (www.plosone.org)
6. Arvanitidou M, Vayona A, Spanakis N, Tsakris A. Occurrence and antimicrobial
resistance of Gram-negative bacteria isolated in haemodialysis water and dialysate of
renal units: results of a Greek multicentre study. J Appl Microbiol 2003; 95: 180-185.
7. Cervia JS, Ortolano GA, Canonica FP. Hospital tap water as a source of
Stenotrophomonas maltophilia infection. Clin Infect Dis 2008; 46: 1485-1487.
8. Roca I, Espinal P, Vila-Farrés X, Vila J. The Acinetobacter baumannii oxymoron:
commensal hospital dweller turned pan-drug-resistant menace. Front Microbiol 2012;
3:148
9. Weber DJ, Rutala WA, Sickbert-Bennett EE. Outbreaks associated with contaminated
antiseptics and disinfectants. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51: 4217- 4224.
10. Zielińska-Borkowska U, Złotorowicz M. Zakażenie szczepami wieloopornymi u chorych
leczonych w oddziale intensywnej terapii. Anestezjologia Intensywna Terapia 2010; XLII:
94-96.
11. Safdar A, Rolston KV. Stenotrophomonas maltophilia: changing spectrum of a serious
bacterial pathogen in patients with cancer. Clin Infect Dis 2007; 45: 1602-1609.
12. Duszyńska W. Antybiotykoterapia zakażeń bakteriami Gram- ujemnymi u chorych w OIT
w kontekście wielooporności. Anestezjologia Intensywna Terapia 2010; XLII: 160-166.
7
13. Materiały XV Sympozjum Naukowego - Postępy w Medycynie Zakażeń 2011; Polskie
Towarzystwo Mikrobiologów, Warszawa.
8