białka i kwasy nukleinowe mini- kompendium

advertisement
BIAŁKA I KWASY
NUKLEINOWE
MINI- KOMPENDIUM
Materiały do zajęć dla studentów
w roku akademickim 2014
Uniwersytet Warszawski
Zakład Biologii Molekularnej
Skrypt pod redakcją Alicji Czubaty.
Autorzy:
Alicja Czubaty, Agnieszka Girstun, Takao Ishikawa, Piotr Kozłowski
Izolacja i oczyszczanie białek
Cel, w jakim ma być wykorzystane białko, determinuje dobór materiału biologicznego, z którego jest ono
izolowane oraz metody jego oczyszczania. Zależą one od tego, czy otrzymywane białko powinno
zachować swoją formę natywną i aktywność biologiczną, np. przy badaniach enzymatycznych, czy
powinno zostać oczyszczone do pełnej jednorodności (homogenności), np. przy badaniach
strukturalnych lub czy ma być zastosowane jako lek. Najkorzystniejszym źródłem białka będzie materiał
zawierający jak najwięcej izolowanego białka dającego się łatwo otrzymać w roztworze w formie
stabilnej, a jednocześnie ubogi w zanieczyszczenia i możliwie najtańszy. Obecnie coraz częściej w celu
uzyskania potrzebnych białek przeprowadza się ich produkcję w komórkach bakteryjnych i
eukariotycznych: drożdżowych, w hodowlach komórek owadzich, ssaczych a także w komórkach alg.
Otrzymane w ten sposób białka nazywane są białkami rekombinowanymi. Zaletą takiego podejścia
jest możliwość otrzymania dużej ilości potrzebnego białka, a jego oczyszczanie do homogenności jest
stosunkowo proste.
Dla każdego białka powinno się zastosować indywidualny schemat oczyszczania, wykorzystujący jego
własności fizykochemiczne i biologiczne. Oczyszczanie białka można podzielić na kilka etapów:
1. wyodrębnianie z materiału biologicznego
• rozdrobnienie materiału, rozbicie tkanek i komórek (homogenizacja dla tkanek, rozbicie
ultradźwiękami dla komórek ),
• ekstrakcja białka do roztworu wodnego i usunięcie pozostałego materiału poprzez odwirowanie
lub przesączenie,
2. oczyszczanie wstępne (opcjonalne)
• wytrącenie białka z roztworu poprzez frakcjonowanie wzrastającymi stężeniami siarczanu
amonu (tzw. wysolenie), a następnie rozpuszczenie białek i usunięcie soli za pomocą dializy,
3. oczyszczanie właściwe
• chromatografia ,
4. zmiana warunków jonowych (opcjonalne)
• dializa ,
5. analiza jakości i czystości preparatu
• elektroforeza
• dla białek enzymatycznych oznaczenie aktywności.
Z reguły, izolację białek przeprowadza się w niskiej temperaturze (2- 4°C) i w obecności inhibitorów
proteaz.
Chromatografia jest to szeroki zakres metod używanych do rozdzielania i/lub analizowania złożonych
mieszanin związków różniących się właściwościami fizykochemicznymi (ładunkiem, polarnością,
rozpuszczalnością, wielkością, kształtem), a także właściwościami biologicznymi. Metodami
chromatograficznymi można rozdzielać aminokwasy, peptydy, białka, ale także nukleotydy, kwasy
nukleinowe, cukry i lipidy.
Cząsteczki podlegające rozdziałowi chromatograficznemu dzielą się pomiędzy dwie fazy: fazę
stacjonarną (nieruchomą) i fazę ruchomą, która przepływa przez fazę stacjonarną. W zależności od
formy fazy stacjonarnej i fazy ruchomej wyróżniamy chromatografię: kolumnową, cienkowarstwową i
bibułową oraz cieczową i gazową.
Białka rozdzielamy metodą chromatografii cieczowej, gdzie fazą stacjonarną jest złoże, które mogą
stanowić odpowiednio modyfikowane substancje nierozpuszczalne w wodzie takie jak: agaroza,
dekstran lub polimer akrylamidu, wypełniające rurkę (szklaną, plastikową czy metalową, tzw. kolumnę,
czyli jest to także chromatografia kolumnowa) i zrównoważone buforem o odpowiednim składzie
jonowym i pH. Mieszaninę białek wprowadzamy na kolumnę w buforze fazy ruchomej. Im większe
powinowactwo białka do fazy stacjonarnej, tym wolniej przesuwa się ono w kolumnie. Białka są
eluowane (wymywane) z kolumny kolejnymi porcjami buforu w zależności od ich powinowactwa do
złoża – najsłabiej związane pojawią się w eluacie jako pierwsze, najsilniej – jako ostatnie.
Właściwości złoża fazy stacjonarnej należy dobrać do cech rozdzielanych białek (tab. 1). Aby otrzymać
wysoce oczyszczone białko na ogół trzeba zastosować procedurę składającą się z kilku rozdziałów
chromatograficznych.
Cecha białka
Chromatografia
Typ złoża
wielkość i/lub kształt
filtracja żelowa
neutralne (z porami)
ładunek
chromatografia jonowymienna
dołączone grupy wymieniające jony
hydrofobowość
chromatografia hydrofobowa
dołączone grupy hydrofobowe
specyficzność biologiczna chromatografia powinowactwa
dołączony ligand wiązany przez
białko
Tab. 1. Wybrane typy chromatografii białek.
Znaczniki (tagi) białek rekombinowanych
Zaletą białek rekombinowanych jest to, że można wzbogacać je o krótkie sekwencje peptydowe lub
uzyskiwać ich syntezę w fuzji z innym białkiem, czyli dodawać tzw. znaczniki. Takie operacje mają
zwykle na celu albo ułatwienie izolacji i oczyszczenia białka albo zwiększenie jego rozpuszczalności.
Dołączanie odpowiedniej sekwencji aminokwasowej może również zapewnić pożądaną lokalizację
wewnątrzkomórkową lub sekrecję rekombinowanego białka. Wprowadzając dodatkowo miejsce
rozpoznawane przez proteazę można usunąć dodaną sekwencję po oczyszczeniu rekombinowanego
białka.
W wielu przypadkach znacznik można dodawać albo na N-końcu albo na C-końcu białka (np. 6×His).
W przypadku niektórych znaczników zalecane jest dostawianie w określonym miejscu (np. GST na Nkońcu białka).
Dostępne obecnie znaczniki mają swoje wady i zalety. Nie ma jednego idealnego znacznika, który
zapewniałby same korzyści. Czasami aby uzyskać oczekiwany efekt należy zastosować kombinację
kilku znaczników.
Porównanie wad, zalet i zastosowań wybranych znaczników zamieszczono poniżej.
6×His
! Krótka sekwencja peptydowa wiązana przez kationy metali kolorowych, np. niklu (oczyszczanie
białka metodą chromatografii powinowactwa do jonów metali, tzw. IMAC)
! Specyficzność wiązania do złoża w chromatografii typu IMAC jest niższa niż w innych metodach
oczyszczania z użyciem znaczników, ale złoże jest stosunkowo tanie
! Łagodne warunki elucji ze złoża – bufor zawierający wysokie stężenie imidazolu (elucja wydajna)
! Nie zwiększa rozpuszczalności białka rekombinowanego
FLAG, HA, c-myc, T7, V5, Xpress
! Krótkie sekwencje peptydowe będące epitopami rozpoznawanymi przez specyficzne przeciwciała:
FLAG:
syntetyczny peptyd: DYKDDDDK
HA:
fragment białka hemaglutyniny wirusa grypy: YPYDVPDYA
c-myc:
fragment białka kodowanego przez ludzki gen c-myc: EQKLISEEDL
T7:
fragment białka kodowanego przez gen 10 faga T7: MASMTGGQQMG
V5:
!
!
!
!
peptyd będący pochodną małego epitopu (Pk) obecnego w białkach P i V
paramyksowirusa SV5: GKPIPNPLLGLDST
Xpress:
fragment białka kodowanego przez gen 10 faga T7: DLYDDDDK
Do oczyszczania stosuje się złoża zawierające unieruchomione przeciwciała – kosztowne, ale
bardzo specyficzne
Elucja w drastycznych warunkach (np. niskie pH) – wydajna albo buforem zawierającym
syntetyczny peptyd odpowiadający wykorzystywanemu epitopowi – zwykle mało wydajna
Częściej wykorzystywane do identyfikacji immunologicznej białka lub przy
immunoprecypitacji niż do oczyszczania metodą chromatografii
Nie zwiększają rozpuszczalności białka rekombinowanego
GST (S-transferaza glutationowa)
! Białko o masie 26 kDa pochodzące z przywry Schistosoma japonicum
! Do oczyszczania stosuje się złoże z unieruchomionym glutationem (tanie), a do elucji ze złoża –
bufor zawierający glutation (łagodne warunki elucji, elucja wydajna)
! Zwiększa rozpuszczalność białka rekombinowanego
MBP (białko wiążące maltozę)
! Białko o masie 40 kDa pochodzące z Escherichia coli
! Do oczyszczania stosuje się złoże zawierające unieruchomioną amylozę (tanie), a do elucji bufor
zawierający maltozę (łagodne warunki elucji)
! Zwiększa rozpuszczalność białka rekombinowanego
Strep-tag II (peptyd wiążący streptawidynę)
! Syntetyczny peptyd: WSHPQFEK
! Oczyszczanie na złożu z unieruchomioną streptawidyną (kosztowne, ale wysoka specyficzność
wiązania), elucja buforem zawierającym biotynę lub jej pochodne (łagodne warunki elucji)
! Nie zwiększa rozpuszczalności białka rekombinowanego
S-tag
! Peptyd S: KETAAAKFERQHMDS
! Oczyszczanie na złożu z unieruchomionym białkiem S (kosztowne). Peptyd S i białko S są
fragmentami RNazy A. Wiążą się silnie między sobą, co prowadzi do odbudowania aktywności
rybonukleazy (tworzą tzw. RNazę S, która stanowi część RNazy A). To oddziaływanie zapewnia
wysoką specyficzność wiązania do złoża, ale elucja wymaga drastycznych warunków (2M
tiocyjanian sodu) lub proteolitycznego odcięcia znacznika na kolumnie.
! Nie zwiększa rozpuszczalności białka rekombinowanego
CBP (peptyd wiążący kalmodulinę)
! Peptyd KRRWKKNFIAVSAANRFKKISSSGAL pochodzący z kinazy lekkiego łańcucha miozyny.
! Oczyszczanie na złożu z unieruchomioną kalmoduliną, w obecności jonów Ca2+ (kosztowne, ale
wysoka specyficzność wiązania), elucja buforem zawierającym EDTA lub EGTA (chelatuje jony
Ca2+, łagodne warunki elucji). CBP wykazuje wysokie powinowactwo do kalmoduliny w obecności
jonów Ca2+. Kiedy jony Ca2+ zostają usunięte ze środowiska, w cząsteczce kalmoduliny zachodzą
zmiany konformacyjne, które powodują, że CBP traci powinowactwo do kalmoduliny
! Nie zwiększa rozpuszczalności białka rekombinowanego
Tioredoksyna (Trx tag)
! Białko o masie 11,7 kDa pochodzące z Escherichia coli charakteryzujące się dobrą
rozpuszczalnością i wspomagające formowanie wiązań dwusiarczkowych
!
!
Zwiększa rozpuszczalność białka rekombinowanego
Nie jest stosowany do oczyszczania białka, może być wykorzystywany do identyfikacji
immunologicznej
SET (solubility enhancing tag)
! Peptyd będący pochodną białka kodowanego przez gen 10B faga T7 i charakteryzujący się
wypadkowym ładunkiem ujemnym. Istnieje kilka wariantów peptydu SET.
! Zwiększa rozpuszczalność białka rekombinowanego. Wymienione wcześniej znaczniki
zwiększające rozpuszczalność działają przede wszystkim w ten sposób, że same są łatwo
rozpuszczalne i przez to wspomagają rozpuszczalność białka, do którego są dołączone. Peptyd
SET ma charakter wysoce kwaśny i dzięki temu zwiększa odpychanie elektrostatyczne miedzy
białkami i zapobiega ich agregacji
!
Nie jest stosowany do oczyszczania białka
GFP (zielone białko fluorescencyjne) i inne białka fluorescencyjne
!
Znaczniki stosowane głównie do badania rekombinowanych białek wewnątrzkomórkowo.
Szerokie spektrum stosowanych metod obejmuje badania lokalizacji wewnątrzkomórkowej,
oddziaływań białek, ruchliwości (np. techniki FRET, FRAP)
Sekwencje kierujące do przestrzeni periplazmatycznej i pozwalające na sekrecję do podłoża
hodowlanego
W przestrzeni periplazmatycznej panują bardziej dogodne warunki do fałdowania białek i tworzenia
wiązań dwusiarczkowych niż w cytoplazmie, gdzie występuje wysoki potencjał redukujący i dlatego
dołączenie znacznika kierującego do przestrzeni periplazmatycznej może poprawiać jakość
rekombinowanego białka. Jako takie znaczniki stosuje się m. in. pochodzące z Escherichia coli białka
DsbA i DsbC (zawierają sekwencje kierujące do periplazmy) oraz peptyd pelB. PelB jest sekwencją
sygnałową kierującą do przestrzeni periplazmatycznej. W przestrzeni periplazmatycznej pelB jest
odtrawiany przez specyficzną peptydazę pelB. Białka DsbA i DsbC dodatkowo są enzymami
katalizującymi formowanie (DsbA) i izomeryzację (DsbC) wiązań dwusiarczkowych.
W niektórych przypadkach korzystne może okazać się wzbogacenie rekombinowanego białka o
sekwencję sygnałową warunkującą sekrecję do podłoża hodowlanego. Białko wydzielone do pożywki
daje się łatwiej oczyścić niż białko pozostające w komórkach, ponieważ stosunek białka
rekombinowanego do białek gospodarza jest bardziej korzystny w pożywce niż w lizacie komórkowym.
Ponadto takie podejście może być szczególnie pomocne przy ekspresji białek toksycznych. Sekrecję
białek można stosować nie tylko przy ekspresji białek w bakteriach, ale także w innych systemach. Np.
sygnałem do sekrecji białka z komórek owadzich przy ekspresji w systemie bakulowirusowym jest 36aminokwasowy peptyd gp67. W czasie transportu przez błonę komórkową peptyd jest odcinany a
natywne białko może zostać wyizolowane z pożywki hodowlanej. Sygnałem stosowany do sekrecji
białek z komórek drożdżowych może być np. sekwencja SUC2.
W niektórych przypadkach, zwłaszcza przy ekspresji genów w komórkach eukariotycznych, może być
pożądane skierowanie białka do konkretnego przedziału komórkowego, co uzyskuje się także przez
dodanie specyficznej sekwencji sygnałowej, np. wydajną lokalizację jądrową w komórkach ssaków
zapewnia sekwencja NLS z dużego antygenu T wirusa SV40 (DPKKKRKV)
Miejsca cięcia dla proteaz
Znaczniki dołączone do rekombinowanych białek mogą czasami wpływać na aktywność biologiczną
białek, zaburzać krystalizację lub w inny sposób wpływać na te białka. Dlatego też często pożądane jest
usunięcie znacznika po wyizolowaniu i oczyszczeniu białka. W tym celu między sekwencją
rekombinowanego białka a znacznika umieszcza się sekwencję rozpoznawaną przez proteazę.
Wybrana proteaza powinna trawić wysoce specyficznie a rozpoznawana przez nią sekwencja nie może
występować w rekombinowanym białku. Najwygodniej używać proteaz unieruchomionych na złożu (np.
agarozowym), co pozwala na szybkie i proste usunięcie enzymu przez odwirowanie. W tabeli poniżej
wymieniono proteazy najczęściej obecnie stosowane do usuwania znaczników. W zależności od
wybranej proteazy i od lokalizacji miejsca cięcia (tzn. czy jest zlokalizowane na N-końcu białka, czy na
jego C-końcu) po trawieniu możemy otrzymać albo białko rekombinowane bez dodatkowych reszt
aminokwasowych albo białko z dołączoną jedną lub kilkoma resztami.
Proteaza
trombina
enterokinaza
czynnik Xa
TEV
PreScission
Informacje podstawowe
czynnik krzepnięcia krwi, katalizuje proteolityczne przekształcenie
fibrynogenu w fibrynę
enzym produkowany w komórkach błony śluzowej jelita cienkiego,
katalizuje proteolityczne przekształcenie trypsynogenu w trypsynę
czynnik krzepnięcia krwi, katalizuje przekształcenie protrombiny w
trombinę
proteaza z wirusa wżerkowej plamistości tytoniu, ang. tobacco etch
virus
proteaza z ludzkiego wirusa nieżytu nosa (rhinovirus)
Sekwencja
rozpoznawana*
LVPR/GS
DDDDK/
IEGR/
ENLYFQ/G
LEVLFQ/GP
Tabela 2. Proteazy stosowane do odcinania znaczników od białek rekombinowanych.
* miejsce cięcia zaznaczono symbolem /
Systemy ekspresyjne
Białka można uzyskiwać w rozmaitych systemach ekspresyjnych- wykorzystujących do produkcji białka
bakterie, drożdże oraz linie komórkowe owadzie, ssacze lub roślinne. Alternatywą jest ekspresja białka
w systemach bezkomórkowych. Dobór systemu ekspresyjnego uzależniony jest od charakteru białka i
celu w jakim ma być użyte, istotnym czynnikiem są też koszty, czas potrzebny do uzyskania białka oraz
skala produkcji. Posługując się komórkowymi systemami ekspresyjnymi należy wprowadzić cDNA
kodujące pożądane białko do komórek, używając w tym celu specjalnie skonstruowanych wektorów.
Wektor musi spełniać szereg wymogów uzależnionych od rodzaju komórek wyrażających białko.
Ekspresja w komórkach bakteryjnych
Najpopularniejszą i najtańszą metodą jest produkcja rekombinowanych białek w systemach
prokariotycznych. Geny kodujące białka mogą być wprowadzane na wektorach będących pochodnymi
plazmidów bakteryjnych lub fagów. Najpopularniejszym gospodarzem jest Escherichia coli, inne
popularnie używane bakterie pochodzą z Bacillus sp (zwłaszcza przy ekspresji białek wydzielanych do
pożywki) i Lactococcus lactis.
Wektory plazmidowe są niewielkimi kolistymi cząsteczkami DNA posiadającymi autonomiczne miejsce
rozpoczęcia replikacji (origin), propagującymi się niezależnie od chromosomu bakteryjnego. Plazmidy
bakteryjne skonstruowane metodami inżynierii genetycznej posiadają marker selekcyjny będący z
reguły genem oporności na antybiotyk, unikalne miejsca restrykcyjne do wklonowania wstawki
(polilinker , MCS) oraz origin. W powszechnie używanych wektorach skonstruowanych do bakterii E.coli
najczęściej spotykane origin pochodzi z plazmidu ColE1. Gdy origin plazmidu ColE1 towarzyszy
niewielki gen rpo, plazmid występuje w komórce w niewielkiej liczbie kopii (10-40 np. pBR322), gdy
genu rpo nie ma, lub jest zmutowany, plazmid jest wielokopijny (100-200 kopii na komórkę np. pUC).
Dokładna liczba kopii na komórkę plazmidu z origin ColE1 jest różna dla poszczególnych rodzajów
plazmidów, ale mieści się w zakreślonych powyżej granicach. Wysokokopijne plazmidy bakteryjne mogą
pomieścić wstawki o wielkości do 10kb.
Do wydajnej ekspresji bakteryjnej potrzebne są odpowiednie sekwencje odpowiadające za wydajną
transkrypcję i translację (patrz dalej). Do ekspresji używane są promotory bakteryjne lub fagowe.
Inną grupą są wektory na bazie bakteriofagów, choć w obecnej chwili do nadekspresji białek używane
są przede wszystkim wektory plazmidowe.
Produkcja białek w systemach prokariotycznych jest tania, wydajna i szybka. Przeciętna wydajność to 5500 mg białka na litr hodowli bakteryjnej. Takie systemy ekspresyjne stosuje się często chcąc uzyskać
homogenne preparaty białkowe do badań in vitro (np. badania enzymatyczne, badania interakcji in vitro,
krystalografia, białka do immunizacji).
Należy jednak pamiętać, że białka eukariotyczne wyrażane w takim systemie odbiegają od białek
natywnych brakiem poststanslacyjnych modyfikacji, istnieje także niebezpieczeństwo niewłaściwego
sfałdowania. Ponadto niektóre białka są dla komórek bakteryjnych tak toksyczne, że uzyskanie ich w
takim systemie ekspresyjnym jest niemożliwe. Z powyższych względów rozwinięto szereg technik
ekspresji w komórkach eukariotycznych.
Ekspresja w komórkach drożdżowych
Najwygodniejszym do manipulacji metodami inżynierii genetycznej organizmem eukariotycznym są
drożdże. Popularne gatunki używane do wyrażania białek to Saccharomyces cerevisiae i Pichia pastoris,
choć na rynku można znaleźć wiele systemów opartych o inne gatunki (Kluyveromyces lactis,
Hansenula and Yarrowia).
Plazmidy drożdżowe są wektorami bifunkcyjnymi – czyli zdolnymi do propagacji zarówno w
komórkach bakteryjnych jak i drożdżowych - posiadającymi zarówno origin bakteryjne jak i drożdżowe
wraz z odpowiednimi markerami selekcyjnymi dla każdego z organizmów. Umożliwia to proste
manipulacje powielania plazmidu i klonowania cDNA w bakteriach, a ekspresji białka w układzie
drożdżowym.
Łatwość wprowadzania wektorów, stosunkowo krótki czas podziału, możliwość kontrolowanej indukcji
ekspresji w połączeniu z zaletami ekspresji w komórkach eukariotycznych zadecydowały o popularności
systemów drożdżowych. Także koszty produkcji białek w komórkach drożdżowych są najniższe wśród
eukariotycznych systemów ekspresyjnych. Ekspresji białek pochodzących z wyższych eukariontów
sprzyja eukariotyczny aparat transkrypcji i translacji a także eukariotyczne systemy wspomagające
fałdowanie białek i obecność modyfikacji posttranslacyjnych (choć te ostatnie mogą się różnić od
modyfikacji, które występują u organizmów wyższych- np wzorem glikozylacji). Pomimo tych zalet są to
systemy mniej wydajne niż bakteryjne, a obecność ściany komórkowej utrudnia izolację białek
wyrażanych wewnątrzkomórkowo, a także plazmidów.
Saccharomyces cerevisiae
Pierwotne wektory używane do transformacji drożdży były prostymi pochodnymi wektorów bakteryjnych
zaopatrzonymi w sekwencje promotorów i markerów drożdżowych i odpowiedniego locus drożdżowego.
Aby taki konstrukt był stabilny musiała zajść homologiczna rekombinacja wbudowująca plazmid do
genomu gospodarza w pożądanym locus. Jednakże w komórkach drożdżowych możliwa jest także
ektopiczna (pozachromosomalna) ekspresja, co jest rzadkością w komórkach eukariotycznych. Istotną
zaletą drożdży jest występowanie naturalnego plazmidu posiadającego autonomicznie replikujące się
origin nazwane ori 2 µ. Istnieje szeroka gama wysokokopijnych wektorów drożdżowych powstałych na
bazie ori 2 µ. Inną możliwością propagacji jest dodanie do plazmidu sekwencji ARS (autonomous
replication sequence - origin chromosomu drożdżowego) wraz z sekwencją centromerową CEN
zapewniającą równomierny rozdział episomalnego plazmidu między potomne komórki (włókna
wrzeciona kariokinetycznego łączą się z sekwencją CEN). Wektory te występują w mniejszej liczbie
kopii.
Drożdżowe markery selekcyjne są z reguły markerami pokarmowymi, komplementującymi auksotrofię
szczepu docelowego, choć zdarzają się markery oporności na antybiotyki. Istnieje też szeroka gama
promotorów drożdżowych (patrz dalej).
Pichia pastoris
Pichia pastoris jest gatunkiem drożdży zdolnych do wzrostu na metanolu jako źródle węgla. W
przeciwieństwie do Saccharomyces cerevisiae posiada naturalny, silny, indukowalny promotor.
Pierwszy enzym szlaku katabolizującego metanol - oksydaza alkoholowa jest białkiem, którego
produkcja zachodzi tylko podczas obecności metanolu w pożywce (przy braku glukozy) i wtedy stanowi
on powyżej 30% rozpuszczalnych białek komórki. Promotor genu kodującego oksydazę alkoholową
(AOX1) został użyty do konstrukcji wektorów ekspresyjnych z indukowalną ekspresją w Pichia pastoris.
System ten wymaga wycofania glukozy z pożywki (derepresja) a następnie dodania induktorametanolu (indukcja). Zapewnia to wysoki poziom produkcji białka w systemie eukariotycznym. Zarazem
także ten system ekspresyjny odznacza się łatwą i stosunkowo niedrogą hodowlą w dużej objętości
pożywki. Alternatywą jest konstytutywna wysoka ekspresja z promotora dehydrogenazy aldehydu
3-fosfoglicerynowego (GAP). Wektory do Pichia pastoris są wektorami integracyjnymi (integrują w locus
zajmowanym przez użyty w wektorze promotor) a produkowane białka mogą być wyrażane
wewnątrzkomórkowo lub kierowane do pożywki. W tym systemie ekspresyjnym można uzyskać z
litra pożywki od 20 mg do 12 g białka i jest to wydajność przeszło 10 krotnie wyższa niż w
Saccharomyces cerevisiae.
Ekspresja w komórkach owadzich
Bakulowirus (Autographa californica nuclear polyhedrosis virus [AcNPV])
System bakulowirusowy jest używany do wyrażania białek w komórkach owadzich (linii komórkowej Sf
i HF wywodzących się odpowiednio z komórek jajnikowych ćmy Spodoptera frugiperda oraz
Trichoplusia ni). Zaletą tego systemu jest eukariotyczny aparat translacji i transkrypcji, zdolność do
wyrażania dużych białek wydajnością 1% do 20% całkowitej produkcji. W komórkach owadzich
zachodzi także duża część modyfikacji posttranslacyjnych obecnych w komórkach ssaczych, co sprawia,
że wyrażane tam ssacze białka są funkcjonalnie i antygenowo podobne do naturalnych (choć
nadmierna glikozylacja może nadal być problemem). Łatwo jest także zwiększyć skalę hodowli komórek
owadzich, ze względu na zdolność do wzrostu przy dużej gęstości hodowli i brak wymagania CO2.
Zmienna wielkość kapsydów wirusowych pozwala także na wprowadzanie dużych ilości obcego cDNA.
AcNPV jest bardzo dużym (150 kb) wirusem zakażającym komórki owadzie. Ze względu na wielkość nie
jest wygodnym materiałem do manipulacji genetycznych, takich jak klonowanie. Stąd uzyskanie
komórek wyrażających pożądane białko odbywa się dwuetapowo.
Etap 1. Najpierw gen interesującego nas białka klonowany jest do małego plazmidu niosącego
gen białka płaszcza bakulowirusa (polihedryny) wraz z niewielkimi otaczającymi go fragmentami
genomu bakulowirusa tak, żeby sekwencję polihedryny wymienić na pożądany gen. Następnie taki
plazmid powinien ulec rekombinacji z genomem bakulowirusa dając pożądane cząsteczki niosące
klonowany gen zamiast genu polihedryny. Dostępne na rynku komercyjne systemy skracają i podnoszą
wydajność tej procedury oferując specjalnie skonstruowane szczepy bakteryjne, w których po
wprowadzeniu małego plazmidu ze sklonowanym genem zachodzi transpozycja sklonowanego genu do
bakmidu.
Etap 2. W drugim etapie procedury bakmid, po izolacji z bakterii, jest wprowadzany do komórek
owadzich (na drodze transfekcji) i tam namnaża się, dając początek aktywnym bakulowirusom
używanym do zakażenia następnej puli komórek. Odpowiednio namnożony bakulowirus o znacznym
mianie jest zdolny do zainfekowania dużej liczby komórek SF lub HF jednocześnie i zaindukować w nich
produkcję pożądanego białka obok produkcji kapsydów wirusowych.
Białko płaszcza może stanowić 50% produkcji komórkowej, stąd pod tak silny promotor podłączane są
rekombinowane białka. Można w ten sposób uzyskać do 500mg białka z 1 l hodowli. Białka wyrażane
mogą być kierowane albo do pożywki albo zostawać w komórce w tzw ciałach okluzyjnych
generowanych w czasie poźnej fazy rozwoju wirusa.
Ekspresja białka w komórkach Drosophila melanogaster
Alternatywą do systemu bakulowirusowego jest wyrażanie białka w komórkach Drosophila
melanogaster (Schneider S2 - linia wywodząca się z embrionów muszki owocowej). Taka ekspresja
posiada wszystkie zalety powyżej opisanego systemu z tą różnicą, że białko wyrażane jest w
komórkach zdrowych, nie zakażonych wirusem, więc nie zachodzi proteoliza białka w czasie lizy
komórek owadzich. Gen jest wprowadzany na prostym plazmidzie i jest wyrażany przejściowo, a
produkt białkowy można wykryć po kilku dniach od transfekcji. W celu uzyskania stabilnej linii potrzebna
jest kotransfekcja specjalnie przygotowanym wektorem niosącym gen oporności na antybiotyk. Komórki
Schneider S2 mają unikalną właściwość integrowania dużych ilości transfekowanych plazmidów do
swojego genomu, stąd gen wprowadzonego białka istnieje w wielu kopiach, co zapewnia ekspresję na
wyższym poziomie niż w systemach ssaczych.
Tabela 3 Porównanie ekspresji białka ssaczego w różnych systemach komórkowych
Komórki
Bakterie
Drożdże
owadzie
Komórki
ssacze
tempo wzrostu (czas podziału) szybkie (30 min) szybkie (90 min)
wolne (18-24
godz)
wolne (24
godz)
koszty hodowli
niskie
niskie
wysokie
wysokie
poziom ekspresji
wysoki
niski do
wysokiego
niski do
wysokiego
niski do
średniego
możliwość produkcji białek
sekrecyjnych
sekrecja do
peryplazmy
sekrecja do
pożywki
sekrecja do
pożywki
sekrecja do
pożywki
N-glikozylacja
brak
duży procent
mannozy
prosta, bez kw.
sialowego
złożona,
kompletna
O- glikozyalcja
brak
obecna
obecna
obecna
fosforylacja
acetylacja,
acylacja
brak
obecna
obecna
obecna
gamma-karboksylacja
brak
brak
brak
obecna
przeciętna wydajność (mg na
litr pożywki)
5-500
10-200
10-200
0.1-100
prawdopodobieństwo
sukcesu (białko aktywne i
sfałdowane)
40-60
50-70
50-70
80-95
Ekspresja w komórkach ssaczych
W badaniach, których celem jest ustalenie jak funkcjonuje dane białko w komórce, wyrażanie go w
komórkach pochodzących z organizmu odległego ewolucyjnie jest często niewystarczające.
Eksperymenty in celulo, określanie lokalizacji i przemieszczania się białka, jego kontekstu białkowego i
innych aspektów funkcjonalnych wymaga wyrażenia białka w komórkach pochodzących z tego samego
lub blisko spokrewnionego gatunku. Stąd opracowane zostały sposoby wprowadzania genów do
komórek ssaczych. Tego typu manipulacje mogą mieć na celu wyrażenie białka w celu jego izolacji i
oczyszczania (np. izolacja kompleksów białkowych przy identyfikacji białek oddziałujących) i wtedy
korzystna jest wysoka ekspresja produkowanego białka. Często jednak do analizy zachowania białka in
celulo wysoka ekspresja nie jest konieczna, a wręcz zaburza fizjologiczny stan komórki. Ekspresja
białek w komórkach ludzkich jest też intensywnie badana ze względu na ewentualne korzyści, jakie
może przynieść terapia genowa.
Rozróżniamy dwa typy ekspresji w komórkach - przejściową i stabilną. Przejściowa zakłada wyrażanie
białka z genu wbudowanego do wektora i ustaje wraz ze zmniejszaniem się ilości wektora w puli
komórek. Stabilna polega na wbudowaniu genu do genomu komórki i niezmienioną ekspresję po
kolejnych podziałach komórkowych. W ten sposób wyprowadzane są linie komórkowe wyrażające dane
białko.
Kolejną możliwością są systemy ekspresji opartej o indukcję/ represję. Obecność lub brak pewnych
substancji w pożywce (składniki pokarmowe, antybiotyki) pozwala na kontrolowaną ekspresję.
Pozwalają one na precyzyjne wyznaczenie momentu startu produkcji białka, co może być istotne dla
badań funkcjonalnych lub w przypadku białek toksycznych dla komórek.
Wektory do komórek ssaczych są pochodnymi wirusów lub plazmidami zawierającymi elementy
wirusowe.
Wektory plazmidowe
Wektory te są plazmidami z możliwością propagacji w komórkach bakteryjnych. Po transfekcji komórek
ssaczych jednakże nie są one zdolne do funkcjonowania przez dłuższy czas jako episom. Taka
transfekcja jest przejściowa i białko można zaobserwować i badać tylko przez stosunkowo krótki okres.
Jednak z pewną częstością następuje niehomologiczna rekombinacja wprowadzonego plazmidu z
genomem gospodarza i takie komórki można wyselekcjonować doprowadzając do utworzenia stabilnej
linii wyrażającej interesujące nas białko. Zasada selekcji zakłada, że wraz z klonowanym białkiem
wyraża się także gen oporności na antybiotyk kodowany na plazmidzie i taki gen także integruje się do
genomu.
Modyfikacją powyższego podejścia jest uzyskanie stabilnej linii za pomocą podwyższenia częstości
rekombinacji poprzez wprowadzenie do genomu komórek docelowych swoistych sekwencji dla
rekombinaz. Wprowadzając do takich zmodyfikowanych linii komórkowych plazmid z pożądaną
wstawką oflankowaną sekwencjami dla rekombinazy możemy uzyskać wydajną rekombinację do
genomu w określonym miejscu i liczbie kopii.
Wektory plazmidowe oparte o SV40 (Simian Virus)
SV40 jest wirusem DNA o wielkości 5,2 kb. Zakaża komórki nerki małpiej jako wirus lityczny. Do
replikacji tego wirusa niezbędna jest kodowana w jego genomie helikaza- duży antygen T. Po wyrażeniu
dużego antygenu T genom SV40 ulega replikacji w jądrze komórkowym, następuje produkcja kolejnych
białek wirusowych, składanie kapsydów i następnie liza komórki.
Wektory pochodne SV40 są typowymi wektorami bifukcyjnymi zawierającymi sekwencje niezbędne do
propagacji w E.coli. Ponadto kodują duży antygen T i mają ori z SV40. Mogą się powielać w komórkach
ssaczych i przejściowo funkcjonować jako episom. Z niewielką częstością mogą być wbudowywane do
genomu komórki. Są stabilnie utrzymywane w bakteriach, ale bez integracji do genomu gubione przy
kolejnych podziałach ssaczych komórek.
Alternatywnym rozwiązaniem jest transfekcja plazmidu z origin SV40 do zmodyfikowanej linii
komórkowej. Linii tej, na drodze genetycznych manipulacji, wstawiono do genomu fragment genomu
SV40 zawierający uszkodzone origin, koduje ona natomiast funkcjonalny duży antygen T. Obecność
tego fragmentu umożliwia każdemu kolistemu DNA posiadającemu funkcjonalne origin SV40 replikację
niezależną od komórkowego DNA (episomalną).
Wektory wirusowe
Pośród wektorów wirusowych istnieją wektory zdolne do samodzielnej infekcji lub też (bardziej
popularne) niezdolne do niej. W tych ostatnich zostały usunięte geny pewnych białek (z reguły białek
płaszcza wirusowego). W ten sposób w genomie wirusa pojawia się miejsce na wstawkę, a zarazem nie
jest on zdolny do samodzielnej, niekontrolowanej wirulencji. Zostawione są rejony odpowiedzialne za
replikację (lub odwrotną transkrypcję i replikację), integrację do genomu gospodarza oraz sygnały
pakowania do cząstek wirusowych. Tym samym niezaburzona jest replikacja i propagacja genomu
wirusowego, a zarazem niesionej wstawki, w komórce docelowej. W celu uzyskania wirulentnych
cząstek do zakażenia komórek docelowych konieczne są specjalnie skonstruowane komórki pakujące.
Dostarczają one brakujących białek wirusowych, których geny zostały metodami inżynierii genetycznej
zintegrowane z genomem komórek pakujących. Komórki pakujące dostarczają też glikoprotein płaszcza
wirusa, które decydują o tym, jaki typ komórek docelowych wirus będzie zakażał. Z chwilą, gdy wirus
zainfekuje komórki docelowe, dalsza produkcja cząstek infekcyjnych jest zbędna. Wprowadzony gen
ulega ekspresji ale nie ma produkcji wirionów. W przypadku pracy z wirusami zdolnymi do zakażania
ludzkich komórek niezbędne jest używanie defektywnych wirusów ze względów bezpieczeństwa.
Konstrukcja ssaczego wektora wirusowego jest kilkuetapowa. W pierwszym etapie należy wklonować
interesującą wstawkę w bakteryjny wektor nośnikowy. Następnie gen z wektora nośnikowego jest
przestawiany do genomu wektora wirusowego albo na drodze rekombinacji albo klonowania. Potem
wektor jest wprowadzany do komórek pakujących i odzyskiwany jako infekcyjny wektor wirusowy.
Wtedy może być użyty do transfekcji komórek docelowych.
Wiele typów wirusów zostało użyte jako wektory, poniżej są podane niektóre przykłady.
Adenovirus
Adeno-associated virus
Baculovirus
Epstein-Barr virus
Herpes simplex virus
Lentiviruses
Poliovirus
Retroviruses
Semliki Forest virus
Simian virus 40
Sindbis virus
Vaccinia virus
Tabela 4. Wirusy, których pochodne są używane jako wektory do transfekcji komórek ssaczych
Wektory retrowirusowe
Retrowirusy są wirusami RNA, których genom dzięki wprowadzanej wraz z wirusem odwrotnej
transkryptazie i integrazie ulega przepisaniu na DNA i integracji do genomu gospodarza. Z uwagi na
zdolność do integracji retrowirusów do genomu gospodarza, stabilną replikację i przekazywanie ich
komórkom potomnym stosuje się je do transfekcji komórek dzielących się, choć nowsze generacje
wektorów infekują także komórki niereplikujące się. Konstrukcja wektora retrowirusowego zasadza się
na usuwaniu sekwencji retrowirusowych na rzecz heterologicznego genu mającego ulegać ekspresji
(wstawki mogą mieć wielkość do 7 kb). Inne charakterystyczne cechy wektora retrowirusowego- patrz
niżej.
Geny wprowadzone wbudowują się do genomu gospodarza i mogą być wyrażane z promotora
wirusowego (umiejscowionego w LTR), przy czym można wzmocnić ekspresję przez użycie swoistych
tkankowo enhancerów, mogą być także wyrażane z wewnętrznych promotorów, co pozwala na bardziej
elastyczną kontrolę ekspresji. Można w ten sposób wyrażać jeden lub więcej genów. W przypadku
ekspresji pojedynczego genu, gdy kodowane przez niego białko nie może służyć jako marker,
konieczna jest kotransfekcja z plazmidem niosącym marker selekcyjny. W przypadku wyrażania dwóch
lub więcej genów możliwe są różne strategie- między innymi- użycie wewnętrznych promotorów lub
genów ulegających alternatywnemu splicingowi a także konstruowanie białek fuzyjnych czy tzw.
policistonowych genów, gdzie umieszczenie sekwencji IRES między genami pozwala na wyrażanie
kilku białek z jednego transkryptu. Użycie genów policistronowych ma dododatkową zaletę ekspresji
białka docelowego na poziomie białka markerowego. Białka markerowe używane w tego typu wektorach
są często białkami bakteryjnymi odpowiadającymi za odporność na antybiotyki np. za odporność na
neomycynę (G418) lub higromycynę, także białkami bakteryjnymi umożliwiającymi wzrost na
nietypowych źródłach składników odżywczych np. gen hisD umożliwiający wzrost na histydynolu
zamiast histydynie, ale także gen mdr odpowiadający za oporność wielolekową.
Wektory adenowirusowe
Adenowirus jest DNA wirusem o wielkości 36 kb, który w swoim cyklu życiowym nie przechodzi przez
stadium RNA i odwrotną transkrypcję. Jest wirusem litycznym, nie integrującym się do genomu
gospodarza i stąd transfekcje tym wirusem są z założenia przejściowe, ponieważ jego DNA jest gubione
podczas podziałów komórek. Dużą zaletą jest fakt możliwości transfekcji komórek stacjonarnych.
Można użyć go jako wektora i wprowadzać obce geny do wirusa (mieści wstawki do 8 kb) usunąwszy
pewne geny wczesnych białek. Wstawienie genu do genomu adenowirusa wymaga zajścia rekombinacji
homologicznej między przeciętym, liniowym DNA adenowirusa a plazmidem dostarczającym wstawkę.
Proces ten zachodzi z pewną częstością w komórkach E. coli recA+. Powstały w ten sposób konstrukt
jest izolowany, przecinany i transfekowany do komórek, dostarczających defektywnemu adenowirusowi
niezbędnych białek, co pozwala utworzyć się infekcyjnym adenowirusom. Uzyskane cząstki
adenowirusa są używane do zakażenia komórek docelowych. Niestety z powodu dużego
skomplikowania regulacji ekspresji białek wirusowych nie wszystkie białka wirusa są dostarczane przez
komórki pakujące. Geny pozostające w wektorze adenowirusowum są wyrażane w komórkach
docelowych obok wprowadzonego białka i mogą powodować odpowiedź immunologiczną
transgenicznego organizmu.
Wektory oparte o wirus towarzyszący adenowirusom (AAV-Adeno-Associated
Virus)
Jest to mały wirus o genomie składającym się z pojedynczego DNA, niezdolny do samodzielnego
tworzenia cząstek infekcyjnych. Wiriony są tworzone dopiero przy kotransfekcji z wirusem pomocniczym
(adenowirusem). AAV może infekować komórki w fazie stacjonarnej i integrować się do ich genomu. W
intensywnie dzielących się komórkach jest gubiony chyba, że ulegnie wstawieniu do genomu
gospodarza, co zdarza się z niewielką częstością. Wektory ekspresyjne oparte o ten wirus są w stanie
nieść wstawkę do 4,5 kb. Zaletą tego wirusa jest niezdolność do własnej wirulencji, przez co praca z
nim jest stosunkowo bezpieczna. Ponadto nie posiadając większości białek adenowirusowych nie
wywołuje on znaczącej odpowiedzi immunologicznej. Tak jak w przypadku innych wektorów opartych na
wirusach, wstawkę niosącą cDNA heterologicznego genu klonuje się do plazmidu bakteryjnego, skąd
przenosi się ją jako kasetę ekspresyjną do DNA wirusa i transfekuje komórki pakujące . W przypadku
AAV potrzebna jest dodatkowa kotransfekcja albo wirusem pomocniczym albo plazmidami niosącymi
geny białek potrzebnych do namnożenia wirusa. Komórki pakujące dostarczają białek płaszcza
wirusowego. Utworzone w komórkach pakujących wirulentne cząstki są następnie użyte do transfekcji
komórek docelowych.
Ekspresja w komórkach alg
Kolejną możliwością jest ekspresja białka w hodowlach komórek algi Chlamydomonas reinhardtii.
Podstawy metody są podobne jak w przypadku wprowadzania wektorów plazmidowych do komórek
ssaczych- wektory bifukcyjne umożliwiają klonowanie wstawki, a następnie są wprowadzane do
komórek roślinnych. Można projektować wektory skierowane wbudowania wstawki do genomu
jądrowego, chloroplastowego lub mitochondrialnego. Zaletą tego systemu jest zdolność zarówno do
prototroficznego jak i heterotroficznego wzrostu i czas podziału około 8 godzin. W komórkach roślinnych
można z sukcesem produkować białka zwierzęce - np. przeciwciała.
Pozakomórkowe systemy ekspresji
Tego typu systemy ekspresyjne są przydatne dla uzyskiwania białek toksycznych dla komórek lub też
słabo rozpuszczalnych i tworzących ciała inkluzyjne, a także ulegających szybkiej degradacji w
komórkach. Systemy ekspresji pozakomórkowej dostarczają wszelkich niezbędnych składników do
zajścia transkrypcji i translacji in vitro. Bazują one na lizatach z komórek przystosowanych do
wysokiego poziomu syntezy białek. Z reguły są to lizaty trzech typów komórek- E.coli, króliczych
retikulocytów i pszenicy. Zawierają one rybosomy, tRNA, syntetazy aminoacylo-tRNA, czynniki inicjacji,
elongacji i terminacji translacji. Dodatkowo są uzupełniane aminokwasami, ATP lub GTP, źródłem do
regeneracji energii (fosforanem kreatyny wraz z fosfokinazą kreatyny dla komórek eukariotycznych i
fosfoenolopirogronianem wraz z kinazą pirogronianową dla E.coli) oraz odpowiednimi jonami. Możliwe
są dwa rodzaje systemów w zależności od zastosowanej matrycy. Gdy dostarczamy mRNA ulega ono
translacji, z reguły z zastosowaniem lizatów retikulocytów lub pszenicy. Można też posłużyć się DNA
jako matrycą, która zostanie przepisana na mRNA z zastosowaniem fagowej polimerazy dostarczonej
do lizatu (warunkiem jest tu podłączenie genu pod promotor fagowy - T7, T3, SP6). Takie mRNA ulega
następnie translacji w lizatach bazujących na komórkach eukariotycznych lub też połączonej
transkrypcji/translacji w lizatach E. coli.
Sekwencje wchodzące w skład wektorów ekspresyjnych
Sekwencje wykorzystywane do kontroli transkrypcji genu
Bakterie (Escherichia coli)
!
!
!
!
!
!
!
!
!
!
!
!
Promotor operonu lac współpracujący z represorem laktozowym (białko lacI kodowane przez gen
lacI, wiążące się do operatora lacO1), indukowany laktozą (dokładniej jej izomerem – allolaktozą,
powstałym z przekształcenia laktozy) lub jej syntetycznym analogiem - IPTG, współpracuje z
polimerazą RNA z E. coli. Na ogół w komórce gospodarza znajdują się dodatkowe kopie genu lacI
w celu zwiększenia "podaży" represora, często z mutacją lacIq, zwiększającą jego powinowactwo
do operatora. Zwiększona "podaż" wynika ze zwiększonego "popytu" - większej liczby operatorów
lacO1 w komórce (ma go każda kopia wprowadzonego wektora ekspresyjnego i dlatego też wektor
taki może dodatkowo zawierać gen lacI). Promotor lac jest także reprymowany przez glukozę
(represja kataboliczna) na drodze obniżenia wewnątrzkomórkowego stężenia cAMP, a w
konsekwencji braku aktywnego kompleksu aktywatora CAP z cAMP. Po wyczerpaniu się glukozy,
wzrasta poziom cAMP i następuje derepresja promotora.
Zmodyfikowany (trzy punktowe mutacje) promotor lac – lacUV5, różniący się od dzikiego promotora
znacznie zmniejszoną czułością na cAMP, którego poziom rośnie przy braku glukozy lub przy
wzroście gęstości hodowli bakteryjnej (promotor trudniej ulega derepresji przy gęstych hodowlach –
jest mniej "przeciekający", co jest istotne przy produkcji toksycznych dla bakterii białek).
Promotor operonu trp reprymowany przez represor tryptofanowy w kompleksie z korepresorem –
tryptofanem, współpracuje z polimerazą RNA z E. coli.
Promotor PL z bakteriofaga λ współpracujący z represorem λ (produktem genu cI faga) wiążącym
się do operatora OL1/OL2, silny promotor z bardzo ścisłą kontrolą ekspresji, współpracuje z
polimerazą RNA z E. coli. Gen dla represora λ może być wstawiony w chromosom bakteryjny
stosownego gospodarza pod kontrolą np. promotora trp.
Promotor genu 10 (białka kapsydu) bakteriofaga T7 współpracujący z polimerazą RNA z faga T7
(produkt genu 1 faga T7), której aktywność może być regulowana lizozymem z faga T7 (produkt
genu 3.5 faga T7). Promotor nie jest rozpoznawany przez polimerazę RNA z E. coli i jest ciągłą
sekwencją o długości 23 bp. Gen kodujący polimerazę RNA z faga T7 może być wstawiony w
chromosom bakteryjny, np. jako część profaga lambda lub znajdować się na plazmidzie.
Promotor bakteriofaga T3 (fag podobny do T7) współpracujący z polimerazą RNA z faga T3 oraz
promotor bakteriofaga SP6 (fag podobny do T7, infekujący Salmonella typhimurium)
współpracujący z polimerazą RNA z faga SP6. Obydwa promotory nie są rozpoznawane przez
polimerazę RNA z E. coli ani też z faga T7 i mają głównie zastosowanie w systemach do
transkrypcji/translacji in vitro wykorzystujących polimerazy RNA z faga SP6 lub T3 (ze swoim
promotorem do tych celów jest także wykorzystywana polimeraza RNA z faga T7).
Hybrydowe promotory T7lac (promotor genu 10 z T7 (17 bp) z operatorem lacO1 (25 bp)) i trc
(promotor trp z operatorem lacO1) współpracujące odpowiednio z polimerazą RNA z faga T7 i
polimerazą RNA z E. coli, oba indukowane przez IPTG i regulowane przez represor lacI
produkowany z genu lacIq.
Syntetyczny promotor EM-7, o długości 67 bp, konstytutywny, współpracuje z polimerazą RNA z
E. coli.
Terminator t0 z bakteriophaga λ, współpracuje z polimerazą RNA z E. coli.
Terminator z bakteriofaga fd, współpracuje z polimerazą RNA z E. coli.
Terminator z genu 10 faga T7, współpracuje z polimerazą RNA z faga T7.
Terminator T1 operonu rrnB (geny kodujące rRNA), współpracuje z polimerazą RNA z E. coli i z
faga T7
Drożdże (Saccharomyces cerevisiae)
!
!
!
!
!
!
!
!
!
!
!
UAS (upstream activating sequence- odpowiednik enhancera u wyższych eucariota) z genu 1
metabolizmu galaktozy drożdży (UASGAL1), współpracuje z aktywatorem GAL4 (lub domeną
wiążącą DNA białka GAL4), poziom ekspresji zależy od liczby zastosowanych elementów i może
być wysoki dla pełnego promotora genu GAL1 (PGAL1), zawierającego cztery sekwencje UAS. Do
indukcji przez galaktozę i represji przez glukozę wymaga obecności w komórce czynników GAL80 i
GAL3.
Syntetyczny UAS współpracujący z aktywatorem GAL4 (UASG), poziom ekspresji zależy od liczby
zastosowanych elementów - w powiązaniu z minimalnym promotorem (tylko TATA box, bardzo
słabym) genu CYC1 dla pewnych celów ten poziom może być z założenia niski; podobnie
UAS z genu dehydratazy imidazologlicerolofosforanu drożdży (UASHIS3), współpracuje z
aktywatorem GCN4
Minimalny promotor z genu dehydratazy imidazologlicerolofosforanu drożdży (oba TATA boxy HIS3,
w tym jeden konstytutywny), w powiązaniu np. z kilkoma UASGAL1 możliwy pewien poziom
konstytutywnej ekspresji, która może być podniesiona do wysokiej przez aktywator GAL4
Promotor z genu izoformy 1 dehydrogenazy alkoholowej drożdży (PADH1), reprymowany w późnej
fazie logarytmicznej przez powstający etanol, wysoka ekspresja
Skrócony promotor z genu izoformy 1 dehydrogenazy alkoholowej drożdży, konstytutywny (nie
hamowany etanolem), wysoki ekspresja
Promotor genu sulfhydrylazy O-acetylohomoseryny drożdży (PMET25), reprymowany metioniną
Promotor z genu czynnika elongacyjnego transkrypcji 1 drożdży (PTEF1), konstytutywny, wysoka
ekspresja
Operator z genu lexA E.coli (lexAop), współpracuje z domeną wiążącą DNA białka lexA, poziom
ekspresji zależy od liczby zastosowanych elementów i może być wysoki
Terminator z genu izoformy 1 cytochromu c drożdży (CYC1 TT)
Terminator z genu izoformy 1 dehydrogenazy alkoholowej drożdży (ADH1 TT)
Owady
!
!
Promotor z genu polihedryny z bakulowirusa (PPH), konstytutywny
Promotor z genu metalotioneiny muszki owocowej (PMT), indukowany jonami Cu2+, wysoka
ekspresja
Promotor z genu aktyny 5C muszki owocowej (PAc5), konstytutywny, wysoka ekspresja
Pomotor z transpozonu copia muszki owocowej (Pcopia), konstytutywny
!
!
Sygnał poliadenylacji z wirusa małpiego 40 (SV40 pA)
Sygnał poliadenylacji z genu kinazy tymidynowej z wirusa opryszczki pospolitej (HSV pA)
!
!
Ssaki
!
!
!
!
!
Promotor z wirusa cytomegalii (PCMV), konstytutywny, wysoka ekspresja
Promotor z SV40 (PSV40), konstytutywny, wysoka ekspresja
Promotor z retrowirusów: wirusa leukemii mysiej Moloney'a (MoMuLV, P5'LTR), konstytutywny lub z
wirusa mięsaka Rous'a (PRSV), konstytutywny, wysoka ekspresja
Promotor z genu czynnika elongacyjnego 1α człowieka (PEF-1α), konstytutywny, wysoka ekspresja,
nie wirusowy
Promotor z genu ubikwityny C (PUbC), konstytutywny, wyrównana ekspresja w rozmaitych tkankach
!
Promotor z genu β-kazeiny kozy (PBC), wysoka i tkankowo specyficzna ekspresja (prawie wyłącznie
gruczoł mleczny, białko w mleku samicy transgenicznego zwierzęcia)
Hybrydowy promotor zawierający skrócony promotor z CMV i operator(y) z bakteryjnego operonu
oporności na tetracyklinę (np. CMV/tetO2), współpracujący z represorem tetracyklinowym (białko
TR), represja usuwana tetracykliną lub jej pochodnymi, ekspresja wyższa niż z samego PCMV.
!
!
!
!
Sygnał poliadenylacji z wirusa małpiego 40 (SV40 pA)
Sygnał poliadenylacji z genu kinazy tymidynowej z wirusa opryszczki pospolitej (HSV pA)
Sygnał poliadenylacji z genu hormonu wzrostu wołu (BGH pA)
Sygnał poliadenylacji z genu β-globiny królika (β-globin pA)
!
Sekwencje wspomagające rozpoznawanie pierwszego kodonu ATG przez rybosom
Plazmid ekspresyjny powinien zawierać sekwencje umożliwiające prawidłową translację mRNA, czyli
przede wszystkim kodon inicjujący translację w otoczeniu pozwalającym na efektywne wiązanie się
rybosomu do mRNA oraz kodon stop kończący syntezę białka.
W zależności od typu wektora ekspresyjnego, pierwszy kodon ATG może być umieszczony w sekwencji
wektora lub trzeba go dostawić razem z całą sekwencją kodującą rekombinowane białko. Jeśli kodon
start znajduje się w wektorze, wstawiając sekwencję białka, należy pamiętać o zachowaniu
odpowiedniej ramki odczytu.
Bakterie (Escherichia coli)
!
sekwencja Shine-Dalgarno (w obrębie RBS, z ang.: ribosome-binding site). Konsensus E.coli:
GGAGG, sekwencja zlokalizowana 5 do 13 nukleotydów przed pierwszym kodonem ATG.
Sekwencja Shine-Dalgarno jest komplementarna do 3' końca 16S rRNA wchodzącego w skład
małej podjednostki 30S rybosomu.
Drożdże (Saccharomyces cerevisiae)
!
sekwencja bogata w A. Konsensus: (A/Y)A(A/T)AATGTCT, obejmuje pierwszy kodon ATG.
Ssaki
!
!
Sekwencja Kozak. Konsensus: GCC(A/G)CCATGG, obejmuje pierwszy kodon ATG. Sekwencja
działa spowalniająco na rybosom przesuwający się wzdłuż mRNA przez co zwiększa
prawdopodobieństwo rozpoznania kodonu start.
IRES (z ang.: internal ribosome entry site). Sekwencja umożliwiająca translację dwóch otwartych
ramek odczytu z pojedynczego mRNA. IRES umieszczony jest między dwiema sekwencjami
kodującymi białka i ma długość kilkuset nukleotydów. Ewolucyjnie konserwowana jest struktura
drugorzędowa, jaką przyjmuje mRNA w miejscu IRES, a nie jego sekwencja nukleotydowa.
Klasyczna inicjacja translacji wymaga obecności na końcu 5’ mRNA tzw. czapeczki, czyli
zmodyfikowanego nukleotydu guaninowego, który jest dołączany ko-transkrypcyjnie. IRES
umożliwia przyłączenie się rybosomu i rozpoczęcie translacji bez udziału czapeczki. Mechanizm
inicjacji translacji wykorzystujący IRES jest charakterystyczny przede wszystkim dla wirusów,
chociaż występuje także przy translacji nielicznych mRNA Eukaryota. W komercyjnych ssaczych
plazmidach ekspresyjnych wykorzystuje się wirusowe sekwencje IRES. Sekwencje IRES można
wykorzystywać w sytuacji, gdy chcemy uzyskać ekspresję dwóch rekombinowanych białek w jednej
komórce, np. dwóch podjednostek białka oligomerycznego. Drugie zastosowanie wiąże się z
selekcją komórek, które przyjęły plazmid ekspresyjny. Do selekcji stosuje się zwykle antybiotyk, na
który oporność niesie używany wektor ekspresyjny. W praktyce nie wszystkie komórki
wyselekcjonowane jako oporne na antybiotyk, wykazują ekspresję rekombinowanego białka.
Wykorzystanie wektora pozwalającego na syntezę białka oporności na antybiotyk i białka
rekombinowanego w oparciu o wspólny mRNA zwiększa prawdopodobieństwo, że w
wyselekcjonowanych komórkach zachodzi ekspresja białka rekombinowanego.
Owady
!
sekwencja analogiczna do sekwencji Kozak. Konsensus: CAAAACATG
Podobnie, jak w przypadku kodonu start, kodon stop może być albo umieszczony w wektorze albo
trzeba go dostawić razem z sekwencją kodującą rekombinowane białko. Zalecane jest dostawienie
więcej niż jednego kodonu stop, co ma wykluczyć sytuację, gdy jeden z kodonów stop zostanie
omyłkowo odczytany jako kodujący aminokwas i synteza białka nie zostanie zahamowana. W
komercyjnych wektorach ekspresyjnych często umieszczone są trzy kodony stop, każdy w innej ramce
odczytu, co umożliwia wstawienie sekwencji kodującej białko rekombinowane w dowolnej ramce
odczytu.
Sekwencje niezbędne do propagacji wektora retrowirusowego
Wektor retrowirusowy powinien zawierać: pochodzący z wirusa promotor oraz sygnał poliadenylacji;
wirusowy sygnał pakowania wirusowego RNA do wirionów; sygnały wymagane do odwrotnej
transkrypcji- PBS (transfer RNA binding site), trakt polipurynowy PPT niezbędny do inicjacji syntezy
pierwszej i drugiej nici DNA, a także rejon R wymagany do przejścia syntezy między dwoma nićmi DNA;
oraz umiejscowioną w obrębie wirusowych LTR (long terminal repeat) krótką sekwencję będącą
częściowo odwróconym powtórzeniem istotną dla integracji wirusa do genomu gospodarza.
Download
Random flashcards
123

2 Cards oauth2_google_0a87d737-559d-4799-9194-d76e8d2e5390

Motywacja w zzl

3 Cards ypy

Create flashcards