Bioindykacja wód wykorzystuje doświadczenia wielu kierunków

BIONDYKACJA
Wzrastający poziom oraz nowa jakość antropogenicznych zanieczyszczeń wpływają na fizjologię i
morfologię organizmów, a w skrajnych przypadkach prowadzą do ich obumierania. Zanieczyszczenia
wpływają także na wzajemne abiotyczne i biotyczne czynniki ekosystemu: biocenozy i jej biotopu. Wśród
złożonego ekosystemu wyróżniają się organizmy czułe na zmiany składu chemicznego otoczenia, one
pierwsze wykazują zewnętrzne oznaki tych oddziaływań: karłowacenie, zmiany barwy, zanikanie gatunków.
Związki przyczynowo-skutkowe tych procesów od dawna były obiektem badań. Wyselekcjonowano wiele
gatunków roślin i zwierząt, które w swoich organizmach kumulują zanieczyszczenia, wykazują zmiany
fizjologiczne, anatomiczne lub morfologiczne, zachodzące pod ich wpływem. Organizmy te zaczęto
wykorzystywać jako biologiczne wskaźniki (biowskaźniki, bioindykatory) zanieczyszczenia środowiska.
Obecnie metody bioindykacyjne zaczynają skutecznie konkurować z tradycyjnymi metodami badania
zanieczyszczenia środowiska.
Bioindykacją nazywamy ogół metod oceny stanu środowiska, głównie poziomu zanieczyszczeń,
polegających na badaniach reakcji organizmów żywych (stenobiontów, organizmów wskaźnikowych) na
zmiany. Biowskaźniki są wykorzystywane do oceny zanieczyszczenia:
- wód, np.: fito- i zooplankton, małe ryby;
- gleby: różne gatunki i części roślin: np. korzenie i liście;
- atmosfery, np.: kora, igły i liście drzew, grzyby, mchy i porosty.
Do
określania
trofii
zbiorników
wodnych
wykorzystywane
mogą
być
również
współczynniki
fitoplanktonowe.
Metody bioindykacji używa się także przy ocenie stanu lasów. Polegają one na określeniu stopnia
defoliacji (ubytku liści koron drzew), zabarwienia liści, obecności pasożytów itp.
Bioindykacja wód wykorzystuje doświadczenia m.in. ekologii, toksykologii środowiskowej i
fizjologii organizmów wodnych. Bioindykacja i analizy fizykochemiczne wód mogą wspólnie tworzyć system
oceny środowiska. Analizy fizykochemiczne dostarczają informacji np. o koncentracjach wybranych
pierwiastków lub związków chemicznych o udokumentowanych progach toksyczności (głównie dla
człowieka), a bioindykacja pozwala na określenie efektów oddziaływania wszystkich czynników
środowiskowych na organizmy.
W badaniach jakości środowiska poszukuje się idealnego organizmu wskaźnikowego. Powinien on
spełniać szereg warunków:
 mieć wąski i specyficzny (i oczywiście znany) zakres wymagań,
 być szeroko rozprzestrzeniony,
 występować licznie,
 mieć długi cykl życiowy (min. 1 rok), lub kilka nakładających się pokoleń w ciągu roku,
 być łatwy do oznaczenia,
 mieć znaną biologię i fizjologię.
Znalezienie organizmu (organizmów), który spełniał by wszystkie te wymogi jest bardzo trudne.
Dodatkowym problemem jest adaptacja wielu organizmów do zanieczyszczeń, a także różna odporność
organizmów występujących w środku i na skraju zasięgu występowania.
W bioindykacji wód rozwijają się dwa zasadnicze kierunki: bioindykacja terenowa i bioindykacja
laboratoryjna. W bioindykacji terenowej oceny jakości wody dokonuje się na podstawie analizy składu
gatunkowego, liczebności i struktury zespołów organizmów występujących w badanym środowisku, bądź też
reakcji organizmów umieszczanych w nim eksperymentalnie (np. testy pstrągowe). Dotyczy to zwłaszcza
wód silnie zanieczyszczonych, gdzie miarą stopnia skażenia jest reakcja zwierząt wprowadzonych do
badanego środowiska. Bioindykacja laboratoryjna umożliwia precyzyjną ocenę sumarycznego oddziaływania
większości czynników środowiskowych na organizmy żywe. Badaniu podlegają próbki pobrane w terenie, a
miarą jakości wody (w szczególności jej sumarycznej toksyczności) jest rodzaj i czas reakcji organizmów
wodnych wprowadzanych do tych próbek. Ten rodzaj bioindykacji jest możliwy do zastosowania także w
przypadku badań wód silnie skażonych, nawet takich, w których żadne żywe organizmy już nie występują.
Uzyskane dane doświadczalne informują jednakże o stopniu skażenia środowiska i dynamice jego
oddziaływania na organizmy, a także o trwałości skażenia środowiska - jeśli badania są powtarzane.
Rozwój zastosowań bioindykacji uzależniony jest od:

postępów w poznawaniu zakresów tolerancji poszczególnych gatunków i ich zespołów na różnorodne
czynniki środowiskowe,

przygotowania służb odpowiedzialnych za monitoring stanu środowiska do właściwego analizowania
i interpretowania danych przyrodniczych,

powszechnego wprowadzenia bioindykacji poprzez popularyzację wiedzy na temat różnorodności
organizmów występujących w wodach oraz ich podstawowych wymagań siedliskowych.
Metody wykorzystywane do oceny jakości wód powierzchniowych powinny być proste, łatwe i
szybkie w wykonaniu, obiektywne, porównywalne, czułe i tanie. Wszystkie te wymogi są ważne na każdym z
etapów analizy. W Polsce stosuje się jak dotychczas głównie metody fizyczno-chemiczne, w mniejszym
zakresie mikrobiologiczne, parazytologiczne i biologiczne (hydrobiologiczne).
Metody biologiczne (hydrobiologiczne) w porównaniu z metodami fizykochemicznymi mają szereg
zalet:

obrazują zmiany jakości wody w dłuższych odcinkach czasowych, informują one w jaki sposób
zanieczyszczenia wpływają na organizmy,

dają bezpośredni obraz wpływu zanieczyszczeń na organizmy, są z jednej strony "odporne" na
chwilowe przerwy w dopływie ścieków (w wypadku badań fizyczno-chemicznych uzyskujemy
wtedy informację o dobrej jakości wody), ale równocześnie uwzględniają wpływ krótkoterminowych
"katastrof ekologicznych, wreszcie wykrywają same zmiany, a nie ich przyczyny,

pozwalają na ocenę jakości nie samej tylko wody, ale całego środowiska.
W odniesieniu do makrofauny bezkręgowej metody te są opracowane w dostatecznym stopniu jedynie
dla cieków. Dla oceny wód stojących stosowane są niekiedy wskaźniki biologiczne, bazujące na strukturze
zespołów planktonowych.
Istnieje szereg metod oceny jakości wód wykorzystujących organizmy żywe. Dotychczas w Polsce
stosowany jest znana od blisko 100 lat system saprobowej klasyfikacji wód. W metodzie tej wykorzystywane
są liczne organizmy należące do różnych grup systematycznych i ekologicznych, jednak w Polsce badania te
prowadzi się wyłącznie w oparciu o bioseston (drobne organizmy zasiedlające toń wodną) W krajach Europy
Zachodniej i w Ameryce dominują metody wykorzystujące makrofaunę bezkręgową, (tzw. indeksy
biotyczne).
System saprobów jest to metoda, w której przyjęto, że organizmy wodne różnią się tolerancją na
zanieczyszczenia i w związku z tym każdy gatunek ma jakąś wartość wskaźnikową (jest wskaźnikiem stanu
zanieczyszczeń). W systemach saprobów wykorzystywane są jako gatunki wskaźnikowe organizmy z bardzo
różnych grup taksonomicznych (Rys.1).
Rys. 1. Liczba gatunków wskaźnikowych w systemach saprobowych, dla różnych klas jakości wód (I-IV) (za Lampert
W., Sommer U.,1996)
System saprobów ma wiele wad. W momencie powstawania był opracowany tylko dla wód
zanieczyszczonych związkami organicznymi (łatwo rozkładalnymi), podczas gdy obecnie mamy najczęściej
do czynienia z całymi kompleksami zanieczyszczeń. System uwzględnia nie tylko organizmy heterotroficzne,
ale także pewne gatunki roślin, glonów i sinic, co jest błędne, gdyż organizmy autotroficzne reagują raczej na
trofię, a nie na saprobowość. Poza tym listy gatunków wskaźnikowych zostały opracowane bez znajomości
fizjologicznych granic tolerancji poszczególnych gatunków, ich wymagań ekologicznych i granic adaptacji.
Warunki środowiskowe dobrze charakteryzują przy tym jedynie gatunki o skrajnych wymaganiach
(saprobionty i saprokseny). Również dominacja gatunków o dużej tolerancji ekologicznej powoduje, że
nawet w wypadku wód niezanieczyszczonych, wskaźniki saprobowości często skupiają się wokół klasy
jakości wód II-III. Znacznym utrudnieniem jest również konieczność oznaczenia każdego znajdowanego w
próbie zwierzęcia i rośliny, co wobec dużej liczby branych pod uwagę grup systematycznych jest niezwykle
trudne, pracochłonne i w praktyce wymaga zaangażowania dużej grupy specjalistów. Poza tym nie istnieją
kompletne opracowania (klucze) dla wszystkich grup systematycznych danego obszaru.
Metoda wskaźników zróżnicowania gatunkowego (różnorodności gatunkowej) ma u podstaw
założenie, że środowiska naturalne, nie narażone na antropopresję, charakteryzują się dużym ogólnym
zróżnicowaniem - dużą liczbą gatunków, stosunkowo niewielkimi różnicami udziału różnych gatunków występowaniem wielu współdominantów w poszczególnych grupach organizmów itd. Środowiska poddane
działaniu jakiegoś jednego, z dużą siłą działającego czynnika, charakteryzują się małym ogólnym
zróżnicowaniem - małą liczbą gatunków, a nawet występowaniem tylko jednego gatunku, który jest w stanie
tolerować skrajne warunki środowiskowe i może w pełni zdominować środowisko. Jednak nie zawsze musi to
mieć związek z antropopresją; np. w wysokogórskich strumieniach siła płynącej wody lub/i niska temperatura
mogą ograniczać występowanie organizmów mimo braku oddziaływania człowieka i mimo dużej czystości
wody. W wypadku mięczaków w ciekach górskich liczba gatunków rośnie z biegiem cieku, natomiast w
ciekach nizinnych - maleje, co jest związane z odmiennym charakterem zmian zróżnicowania środowiska.
Tak więc nie zawsze sprawdza się podstawowe założenie tych metod i możliwość bezpośredniego
interpretowania jakości wód na podstawie wskaźników różnorodności.
Makrofauna bezkręgowa jest w wielu krajach podstawą do określania jakości wody, także i wtedy,
gdy nadal korzysta się z systemu saprobów. Właśnie grupa organizmów jest wykorzystywana gdyż:

denne bezkręgowce są w ciekach, zwłaszcza małych, grupą dominującą,

organizmy te są stosunkowo duże, a więc dosyć łatwe do znalezienia,

praktycznie stale zasiedlają dany odcinek cieku (są mało ruchliwe),

charakteryzują się stosunkowo długimi cyklami życiowymi (niekiedy mierzonych w latach),
a więc zmiany w ich składzie gatunkowym czy liczebności będą odzwierciedlać
długookresowe zmiany środowiska,

różnorodność makrofauny bezkręgowej dobrze odzwierciedla stopień degradacji cieków,
ponieważ w obrębie tej grupy występują liczne grupy systematyczne i funkcjonalne, które w
różny sposób reagują na zmiany środowiskowe,

jest też stosunkowo łatwa do analizy systematycznej można często korzystać z ponad
gatunkowych jednostek taksonomicznych).
Makrofauna bezkręgowa w wodach czystych charakteryzuje się zazwyczaj dużą różnorodnością
gatunkową, zróżnicowaną liczebnością i przeważnie niską biomasą. Wraz ze wzrostem zanieczyszczenia
następuje wzrost liczebności, a następnie zmiana struktury dominacji a potem składu gatunkowego. Rośnie
liczebność i udział procentowy skąposzczetów (Oligochaeta) i, początkowo, larw ochotkowatych
(Chironomidae), a następnie ograniczeniu ulega występowanie larw ochotkowatych, pijawek i mięczaków. W
wodach silnie zanieczyszczonych substancjami organicznymi masowo występują skąposzczety, a w wodach
zatrutych makrofauna może w ogóle nie występować. Szczególnie wrażliwe na zanieczyszczenia są larwy
widelnic (Plecoptera), niektórych jętek (Ephemeroptera) i niektórych chruścików (Trichoptera).
Metoda indeksów biotycznych łączy zalety związane z wykorzystaniem makrofauny bezkręgowej z
uproszczonym sposobem jej oznaczania. Podstawowym założeniem tej metody jest przyjęcie, że pewne
taksony lepiej niż inne charakteryzują biocenozę. opiera się na następujących założeniach:

zanieczyszczenia organiczne powodują redukcję liczby różnych grup makrofauny bezkręgowej, czyli
zmniejszają różnorodność,

ze wzrostem zanieczyszczeń znikają kolejno: larwy widelnic (Plecoptera), larwy jętek
(Ephemeroptera), larwy chruścików (Trichoptera), kiełże (Gammarus sp.), czerwone larwy
ochotkowatych z rodzaju Chironomus, i dopiero na końcu skąposzczety z rodziny Tubificidae.
Polski indeks biotyczny (BMWP-PL) – metoda monitoringu rzek w Polsce, zaadaptowana z
brytyjskiego indeksu BMWP ((ang.) Biological Monitoring Working Party score). Indeks biotyczny
opracowano w celu dostosowania polskich metod biomonitoringu do ujednoliconego systemu stosowanego w
UE. Ramowa Dyrektywa Wodna Unii Europejskiej wprowadziła nowe podejście do oceny czystości i
klasyfikacji wód, kładąc nacisk na ocenę stanu ekologicznego. W polskim indeksie biotycznym uwzględnione
są następujące grupy bezkręgowców wodnych (Tab. 1.)
Tabela 1. Punktacja przypisana poszczególnym rodzinom organizmów makrobezkręgowców bentosowych wg
propozycji polskiej modyfikacji angielskiego indeksu BMWP [Soszka i wsp., 2001]
Grupa
Takson
jętki; chruściki; muchówki
Ameletidae;
Glossosomatidae,
Molannidae,
Beraeidae,
10
Odontoceridae, Leptoceridae; Blephariceridae, Thaumaleidae
jętki,
widelnice;
chruściki
Punktacja
ważki; Behningiidae; Taeniopterygidae; Cordulegastridae; Goeridae,
9
Lepidostomatidae.
skorupiaki; jętki; widelnice; Astacidae, Oligoneuriidae, Heptageniidae; Capniidae, Perlidae,
8
chruściki; muchówki
Chloroperlidae; Philopotamidae; Athericidae
Siphlonuridae,
Leptophlebiidae,
Potamanthidae,
jętki;
widelnice;
ważki; Ephemerellidae,
Ephemeridae,
Caenidae;
Perlodidae,
chruściki,
chrząszcze, Leucridae; Calopterygidae, Gomphidae; Rhyacophilidae, 7
pluskwiaki; ślimaki; małże
Brachycentridae, Sericostomatidae, Limnephilidae; Elmidae;
Aphelocheiridae; Viviparidae; Unionidae; Dreissenidae
Piscicolidae;
Gammaridae,
Corophiidae;
Baetidae,
pijawki;
skorupiaki;
jętki; Heptageniidae (z wyjątkiem rodzajów Epeorus i Rhitrogena);
widelnice; ważki; chruściki; Nemouridae; Platycnemididae, Coenagrionidae; Hydroptilidae, 6
muchówki; ślimaki
Polycentropodidae; Limoniidae, Simuliidae, Empididae,
Neritidae, Bithyniidae
Cambaridae; Hydropsychidae, Psychomyidae; Dytiscidae,
skorupiaki;
chruściki;
Gyrinidae, Haliplidae, Hydrophilidae; Mesoveliidae, Nepidae,
chrząszcze;
pluskwiaki;
5
Naucoridae, Notonectidae, Pleidae, Corixidae, Veliidae;
chruściki; muchówki; ślimaki
Tipulidae; Hydrobiidae
muchówki; ślimaki; małże
pijawki;
wielkoskrzydłe;
ślimaki
Ceratopogonidae; Valvatidae, Planorbidae; Sphaeriidae
4
skorupiaki,
Glossiphoniidae, Hirudinidae, Erpobdellidae; Asellidae;
muchówki;
3
Sialidae; Chironomidae; Ancyllidae, Lymnaeidae, Physidae
skąposzczety; muchówki
Oligochaeta; Culicidae
2
muchówki
Syrphidae, Psychodidae
1
Ocena jakości wód przeprowadzana jest w oparciu o 2 kryteria: wartość indeksu BMWP-PL, oraz
wartość indeksu bioróżnorodności. Wartość indeksu BMWP-PL uzyskujemy, sumując punkty przypisane
poszczególnym taksonom znalezionym zarówno w próbie jakościowej jak i w próbach ilościowych (Tabela
1). Tak uzyskaną wartość należy odnieść do zakresów BMWP-PL dla pięciu klas jakości (Tabela 2).
Tabela 2. Zakresy punktacji klas BMWP-PL (Kownacki, Soszka 2004).
Klasa czystości
Wartość indeksu BMWP
I
powyżej 100
II
70 - 99
III
40 - 69
IV
1.10.1939
V
poniżej 10
Kolejnym etapem jest obliczenie wskaźnika bioróżnorodności (d) według zmodyfikowanego wzoru
Margalefa:
d = s / log N
gdzie: d – wskaźnik bioróżnorodności, s – liczba rodzin występujących na stanowisku, N – całkowita liczebność
fauny (w przeliczeniu na m2) na badanym stanowisku
Uzyskaną wartość indeksu bioróżnorodności należy odnieść do pięciostopniowej skali wartości
(Tabela 3).
Tabela 3. Zakresy wartości klas indeksu bioróżnorodności (Kownacki, Soszka 2004).
Zakres indeksu
Wartość indeksu d
I
> 5,50
II
4,00 – 5,49
III
2,50 – 3,99
IV
1,00 – 2,49
V
<1
Jeżeli klasa wskazana przez indeks BMWP-PL i klasa wskazana przez indeks bioróżnorodności są
takie same to ostateczna klasyfikacja wód na danym stanowisku jest taka, na jaką wskazują indeksy. Jeżeli
klasy wskazane przez indeksy różnią się, to jako ostateczną przyjmuje się klasę niższą. Jeżeli jakość wody
wskazana na podstawie BMWP-PL i wartość d różnią się o dwie klasy to za końcową klasę przyjmujemy
wartość średnią. Według Rozporządzenia Ministra Środowiska z dnia 20 sierpnia 2008 r. w sprawie sposobu
klasyfikacji stanu jednolitych części wód powierzchniowych przewiduje się uwzględnianie stanu
makrobezkręgowców bentosowych w ocenie klas jakości wód, jednak w momencie jego uchwalania warunki
referencyjne (tj. niezakłócone), a przez to wartości liczbowe ewentualnych wskaźników, były jeszcze
nieustalone. Wśród proponowanych przez polskich bentologów systemów oceny są: polski indeks biotyczny i
zmodyfikowany wskaźnik różnorodności biologicznej Margaleffa.
Klasa
Wartości BMWP-PL
I
>100
II
70–99
III
40–69
IV
10–39
V
<10
Metodyka pobierania próbek makrofauny bezkręgowej
Szczegółowa metodyka pobierania i opracowywania próbek makrofauny bezkręgowej opisana jest w
różnych podręcznikach, a w odniesieniu do oceny jakości wód, w odpowiednich normach Polskiego Komitetu
Normalizacji, Miar i Jakości (PN 86 C-05550/06) i w normach międzynarodowych (ISO 7828 i ISO 9391,
oraz w normach CEN).
Próbka to pojedyncza porcja materiału (osadów dennych, roślin, kamieni, wody, lub też zasiedlających
je organizmów) pobranego w środowisku.
Próba jest to seria próbek pobranych w określonym środowisku, na określonym stanowisku i w jednym
czasie; w skrajnym przypadku próbę może stanowić nawet jedna próbka.
Próba powinna być reprezentatywna, a więc odzwierciedlać charakter występowania organizmów w
środowisku. Tak więc wielkość pojedynczej próbki uzależniona musi być od wielkości występujących w
środowisku organizmów, od ich liczebności lub wielkości ich areałów, a liczba próbek od typu przestrzennego
rozmieszczenia organizmów. W praktyce oznacza to, że nie można pobierać próbek w celu zbadania
występowania np. dużych małży z rodziny skójkowatych (Unionidae), których rozmiary często przekraczają
10 cm, przy użyciu chwytacza dna o średnicy otworu rury poniżej 10 cm. W rzeczywistości tzw. powierzchnia
chwytna używanego aparatu musi być dużo większa od powierzchni potencjalnej "zdobyczy". Natomiast
pobranie zbyt dużej ilości materiału w praktyce uniemożliwia jego opracowanie. Korzystne jest, aby liczba
próbek pobranych jednorazowo na stanowisku była możliwie duża (10-20 to liczba optymalna; przy użyciu
aparatów o dużej powierzchni chwytnej może jednak wystarczyć 3 do 5 próbek), gdyż większość organizmów
rozmieszczonych jest w środowisku skupiskowo (dwa inne typy rozmieszczenia to rozmieszczenie losowe,
bardzo rzadko spotykane, i rozmieszczenie równomierne, w warunkach naturalnych spotykane u organizmów
o wyraźnie zaznaczonym terytorializmie). Duża liczba próbek pozwala uniknąć błędów spowodowanych
przypadkowym "trafieniem" w skupienie lub w miejsce pomiędzy skupieniami organizmów.
Istotne jest również miejsce wyboru stanowiska pobierania próbek, gdyż pewne organizmy są związane
z określonymi siedliskami lub mikrosiedliskami, np. na próżno byśmy szukali dużych małży z rodziny
skójkowatych na dnie kamienistym, a z drugiej strony małża racicznicy zmiennej (Dreissena polymorpha) na
dnie piaszczystym lub mulistym. Jest to o tyle istotne, że czas pobierania materiału jest często ograniczony, a
z drugiej strony różny stopień dostępności środowiska może prowadzić do pobierania próbek w miejscu
najłatwiej dostępnym, ale niekoniecznie reprezentatywnym dla całości badanego ekosystemu. Duże znaczenie
ma też czas pobierania próbek - środek lata jest okresem najbardziej niekorzystnym ze względu na wyloty
owadów, a za najbardziej reprezentatywny okres można uważać późną wiosnę.
Metoda pobierania próbek uzależniona jest od celu badań. Podstawowym celem jest uzyskanie
informacji o składzie taksonomicznym (gatunkowym) organizmów zasiedlających określone środowisko. W
tym celu wykorzystujemy najprostsze metody badań, zwane jakościowymi. Duże organizmy w płytkiej
wodzie można zbierać pojedynczo, raczej przy pomocy małej siateczki lub pęsety (gdyż niektóre, jak np. duże
chrząszcze lub pluskwiaki, mogą boleśnie ukąsić). Do wykorzystywanych urządzeń zaliczamy tu kasarek
(Rys.2a) lub jego modyfikację, zapatrzoną w nóż na dolnej, prostej krawędzi - skrobak dna (Rys. 2b).
Wielkość otworów siatki kasarka powinna wynosić ok. 0,4-0,5 mm. Kasarkiem pobieramy próbki wśród
roślin, energicznie przeciągając nim wielokrotnie w toni wodnej, strącając i zagarniając organizmy, lub
zagarniając porcję roślin zanurzonych. Skrobak dna umożliwia, dodatkowo, pobranie porcji osadów dennych.
W głębszej wodzie wykorzystujemy ciągnioną po dnie, za łódką lub z brzegu, sieć, tzw. dragę denną (Rys.
2c), obszytą wokół ciężkiej, metalowej, zwykle trójkątnej ramy. Zebrane w ten sposób materiały pozwalają na
określenie składu gatunkowego, a jeśli wyizolowane są wszystkie organizmy z pobranej próbki także na
określenie zróżnicowania gatunkowego lub struktury dominacji (procentowego udziału poszczególnych
gatunków, lub taksonów wyższej rangi w łącznej liczbie zebranych organizmów).
Rys. 2. Przyrządy po pobierania jakościowych próbek makrofauny bezkręgowej: a. kasarek; b. skrobak dna; c. draga
denna trójkątna
Wykorzystując wymienione wyżej urządzenia można również pobierać tzw. próbki półilościowe,
pozwalające uzyskać (niezbyt precyzyjne) dane o ilościowym występowaniu danych organizmów.
Zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Środowiska z dnia 20 sierpnia 2008 roku do oceny jakości wód
płynących wykorzystywane są również takie wskaźniki biologiczne jak: fitoplankton, fitobentos, makrofity.
Fitoplankton tworzą mikroskopijne organizmy roślinne, głównie glony niższe (organizmy eukariotyczne)
oraz sinice (organizmy prokariotyczne), które biernie unoszą się w wodzie – przy powierzchni tafli cieków,
zbiorników, bądź wód morskich i oceanicznych, nie posiadające zdolności ruchu lub tylko w znacznie
ograniczonym zakresie. Są to organizmy samożywne, zdolne do przeprowadzania procesu fotosyntezy w
dobrze oświetlonej, górnej warstwie wód (strefa eufotyczna). W skład fitoplanktonu wchodzą różne grupy
taksonomiczne:
sinice
Cyanophyta,
a
z
glonów,
głównie
gromady:
zielenice
Chlorophyta,
okrzemkiBacillariophyceae, bruzdnice Dinoflagellata, eugleniny Euglenophyta, chryzofity Chrysophyta,
kryptofity Cryptophyta, chloromonady Chloromonadophyta, tobołki Pyrrophyta oraz glukofity Glaucophyta, i
in.
Fitoplankton jest podstawą większości produkcji biomasy (produkcja pierwotna) w wodach
powierzchniowych, który jest podstawowym ogniwem łańcuchów troficznych. W wyniku nadmiernego
wzrostu trofii (eutrofizacji) następuje zazwyczaj wzrost biomasy fitoplanktonu, który przy dużym nasilaniu
prowadzi do powstawania zakwitów wody. Organizmy te mogą przeprowadzać proces fotosyntezy, m. in.
dzięki obecności w ich komórkach specyficznego barwnika chlorofilu „a”, którego zawartość w wodach
powierzchniowych, zgodnie z w/w RMŚ, służy do indykacji stanu (potencjału) ekologicznego wód.
Głównymi zaletami pomiarów i badań fitoplanktonu w wodach rzek jest łatwość pobierania próbek.
Element ten może być istotny dla rzek, w których czas retencji jest wystarczająco długi do podtrzymania
rozwoju (np. rzeki nizinne, powyżej zbiorników retencyjnych). Dodatkowo jest to indykator bardzo podatny
na zwiększającą się eutrofizację otoczenia, reakcją na którą jest zwiększenie produktywności i tym samym
swojej biomasy tworzących go organizmów. Dlatego fitoplankton może być użyteczny jako wskaźnik
poziomu produktywności/eutrofizacji, będącej w przeważającej mierze negatywnym skutkiem intensyfikacji
antropopresji.
Wadą metodyki wykorzystującej plankton roślinny do określenia jakości środowiska wodnego jest z kolei
to, że nie jest to element biologiczny stosowany rutynowo w ocenie jakości rzek w UE, a przyjęta metodyka
nie jest spójna dla wszystkich Państw Członkowskich. Fitoplankton nie jest zawsze obecny w rzekach
płynących (przeważnie jest nieliczny, jedynie w bardzo sprzyjających warunkach rozwoju występuje obficie),
ewentualne pomiary i badania utrudniać może jego wysoka mobilność (unoszony jest wraz prądem cieku).
Kłopotliwa jest także wysoka zmienność sezonowa (jak i w trakcie trwania danego sezonu) struktury i
biomasy biowskaźnika, która zależna jest od szeregu czynników biotycznych i abiotycznych, tj.: klimatu,
dostępności substancji biogennych i światła, stabilności i czasu retencji. Powoduje to konieczność częstego
pobierania próbek do badań. Ocena większości gatunków nie jest łatwa i wymaga specjalistycznej wiedzy o
tej grupie glonów, nie ma również dostępnych referencji do porównania jakości, próbek, bądź stanowisk.
Dlatego przydatność tego elementu do klasyfikacji stanu rzek jest niska i zalecana jest raczej dla dużych i
wolno płynących cieków.
W trakcie badań fitoplanktonu należy zwracać uwagę na następujące parametry wskaźnikowe: skład,
liczebność, zakwity, biomasa, obecność wrażliwych taksonów. Parametry wspierające to chlorofil „a”,
przepływ, parametry fizykochemiczne (np. temperatura, tlen rozpuszczony, N, P, Si). Przeważnie pobierana
jest próbka zintegrowana danego elementu biologicznego ze słupa wody w czasie całego roku. Dalsza
identyfikacja następuje podczas analizy laboratoryjnej, gdzie stężenie chlorofilu „a” oznaczana jest przy
pomocy metod spektrofotometrii absorpcyjnej cząsteczkowej (przeważnie metoda Utermöhla).
Fitoplankton można wykorzystać do oceny stanu wód rzecznych jedynie w niektórych rzekach
„fitoplanktonowych” (czyli takich ciekach, gdzie zbiorowiska takie się rozwijają). Są to rzeki z następujących
typów abiotycznych: 21 (wielkie rzeki nizinne) oraz do części typu 19 (rzeki nizinne piaszczysto-gliniaste),
20 (rzeki nizinne żwirowe), 24 (rzeki w dolinie zatorfionej) i 25 (rzeki łączące jeziora).
Fitobentos – termin ten określa zbiorowiska fotoautotroficznych mikroorganizmów, występujących na
dnie i w strefie przydennej wód płynących i stojących, zarówno śródlądowych, jak i morskich (oceanicznych).
W przypadku wód słodkich do fitobentosu zaliczyć można sinice Cyanobacteria, rośliny kwiatowe
zakorzeniające się w miękkim dnie (ryzobentos) oraz rośliny niższe, głównie glony, wśród których wyróżnić
można zielenice Chlorphyta, krasnorosty Rhodophyta, a także okrzemki Bacillariophyceae. Jest to flora
denna, która może się rozwijać w płytkich, prześwietlonych miejscach wód (strefa eufotyczna), przez co ich
występowanie ograniczone jest praktycznie wyłącznie do strefy brzegowej (litralu, epipelagialu i
pseudolitoralu).
W Polsce na potrzeby oznaczania stanu ekologicznego cieków w oparciu o fitobentos wykorzystuje się
okrzemki. Jest to stosunkowo duża grupa organizmów, licząca około 10000 gatunków. Są to wyłącznie
jednokomórkowe formy, przeważnie żyjące pojedynczo, rzadziej w koloniach. Żyją w wodach słodkich i
słonych, mogą być też składnikiem planktonu, jednak głównie są składnikiem zbiorowisk dennych i
epifitycznych. Poza wodą okrzemki można spotkać w wilgotnych środowiskach, np. między mchami, w
glebie i na skałach. Poza niewątpliwą pozytywną rolą dla ekosystemów (np. podstawowe ogniwo łańcucha
troficznego, składnik pożywienia drobnych zwierząt wodnych), mogą też powodować zjawiska wysoce
negatywne, np. zakwity wody, bądź – w przypadku masowych pojawów – zużywają wielkie ilości związków
krzemu (na budowę swych „skorupek” – charakterystycznych ścian komórkowych, zbudowanych z pektyn,
silnie wysyconych krzemionką), co powoduje zachwianie proporcji substancji rozpuszczonych w wodzie.
Większość ma ściśle określone wymagania siedliskowe, zwłaszcza trofii, zanieczyszczeń organicznych,
odczynu i zasolenia, co sprawia, że są dobrymi bioindykatorami stanu środowiska, w tym wód, co sprawiło,
że zostały one uwzględnione jako wskaźnik jakości wód powierzchniowych, pomocnego do klasyfikacji
stanu/potencjału ekologicznego części wód w Polsce, z grupy fitobentosu.
Zaletą badań jakości wód z wykorzystaniem fitobentosu jest stosunkowo niewielki ich koszt, a dodatkowo
możliwość wnioskowania na ich podstawie o presji zanieczyszczeń organicznych – substancji biogennych, na
dany ekosystem wodny. Problemem jest natomiast identyfikacja gatunkowa tych glonów, gdyż wymaga to
specjalistycznej wiedzy i doświadczenia w przeprowadzaniu tego typu badań. Nie ma dostępnych danych
referencyjnych do porównania jakości stosowanej metodyki, precyzji wykonanych pomiarów i badań oraz
cech stanowisk pomiarowo - obserwacyjnych.
Według RMŚ do klasyfikacji stanu/potencjału ekologicznego jednolitych części wód powierzchniowych,
w oparciu o fitobentos w tych wodach, służą wyniki tzw. wskaźnika okrzemkowego IO (indeks okrzemkowy).
IO przyjmuje wartości od 0 do 1 (wraz ze wzrostem wartości z zera do jedności, jakość środowiska ulega
poprawie, tak, że 0 – oznacza zły stan ekologiczny, a 1 – bardzo dobry stan ekologiczny). Podstawą dla IO są
wartości wskaźników TI (wskaźnik trofii), SI (wskaźnik saprobii) i GR (wskaźnik obfitości gatunków
referencyjnych).
Makrofity to stosunkowo wąska grupa wodnych roślin, o rozmiarach co najmniej kilku mm,
zakorzenionych w podłożu, związanych z wodami powierzchniowymi śródlądowymi. Jest to umowny
podział, a grupę tę można dodatkowo podzielić na klasy i mniejsze jednostki fitosocjologiczne, podstawowe
znaczenie mają tu jednak rośliny wodno – błotne, podwodne zakorzenione, podwodne zarodnikowe i
plustonowe. Do makrofitów zaliczane są rośliny kwiatowe, paprotniki, mszaki oraz ramienice Charophyceae
– specyficzna klasa glonów wyższych z gromady zielenic Chlorophyta.
Stan ekologiczny rzek, strug, strumieni i potoków w Polsce oceniany jest na podstawie Makrofitowej
Metody Oceny Rzek (MMOR), opartej przede wszystkim na identyfikacji składu gatunkowego (jakościowego
i ilościowego) makrofitów, które występują w środowisku wodnym badanego odcinka cieku. Metoda oparta o
makrofity pozwala także na przybliżone określenie stopnia degradacji rzek, przede wszystkim poziomu trofii
(zanieczyszczeń troficznych), jedno z najistotniejszych obecnie zagrożeń dla wód oraz stan zakwaszania,
obecność metali ciężkich lub zmian parametrów hydromorfologicznych cieków.
Metoda Oceny Rzek (MMOR) oparta jest o opracowane i stosowane od wielu lat w innych krajach
metody: angielską Mean Trophy Rank (MTR) oraz francuską – Indice Biologique Macrophytique en Riviere
(IBMR), zmodyfikowane tak, aby dostosować je do potrzeb polskiego monitoringu. MMOR bazuje na
obliczeniu wartości wskaźnika biologicznego Makrofitowego Indeksu Rzecznego (MIR). Bazuje on na
właściwościach indykacyjnych 149 gatunków/taksonów makrofitów, głownie zakresowi tolerancji
ekologicznej, która powoduje, że występują one w ściśle określonym środowisku, spełniającym określone
wymogi preferencji życiowych tych roślin.
Do podstawowych zalet porostów jako biowskaźników i biomonitorów zanieczyszczenia środowiska
należny zaliczyć:
- powszechność występowania; szacuje się, że obecnie ok. 8% powierzchni Ziemi pokryte jest porostami,
- sposób odżywiania; porosty substancje odżywcze pobierają bezpośrednio z otoczenia: atmosfery i częściowo
podłoża (kora, skała), dzięki czemu ograniczona jest wielowymiarowość oddziaływań, np. w porównaniu do
roślin korzeniowych,
- odporność na wiele rodzajów zanieczyszczeń kumulowanych w ich strukturze biologicznej, przy czym
wyraźny próg tolerancji porostów na zanieczyszczenia, co zostało wykorzystane do opracowania popularnych
„skal porostowych”, wiążących występowanie danych gatunków porostów z jakością powietrza na badanym
obszarze,
- zaburzenia homeostazy, wywołane zanieczyszczeniem atmosfery, powodują w porostach wiele mierzalnych
zmian: fizjologicznych, anatomicznych oraz morfologicznych,
- właściwości sorpcyjne -
kumulują w swojej strukturze śladowe ilości pierwiastków, niejednokrotnie
świadczące o ich pochodzeniu, np. radionuklidy,
- łatwość pozyskiwania próbek porostów - łatwe do transportu i przechowywania.
Spośród metod wykorzystujących porosty do oceny zanieczyszczenia środowiska (metod
lichenoindykacyjnych) można wyróżnić 4 podstawowe grupy:
metody polegające na badaniu różnorodności i liczebności porostów,
metody anatomiczno-morfologiczne,
metody fizjologiczne
metody analityczno-chemiczne.
Metody polegające na badaniach różnorodności i liczebno ści porostów najczęściej stosowane są
metody korzystające z równych skal porostowych, modyfikowanych dla obszarów geograficznych w
zależności od występujących tam gatunków porostów oraz metody polegające na wyznaczaniu tzw. indeksu
czystości atmosfery IAP (Index of Atmospheric Purity)
Metody anatomiczno-morfologiczne polegają głównie na badaniu zmian w budowie anatomicznej
plechy porostów
spowodowanych czynnikami antropogenicznymi. Porównywany jest na przykład udział żywych i martwych
komórek glonów oraz szybkość ich obumierania. W metodach tych najczęściej wykorzystywana jest technika
transplantacji porostów, która polega na przeniesieniu porostów z obszarów mało zanieczyszczonych i
ekspozycji na badanych obszarach, głównie miejskich i przemysłowych.
Metody fizjologiczne polegają na ocenie zmian aktywności procesów życiowych zachodzących w
porostach pod wpływem toksyn zawartych w powietrzu. Przykładem jest pomiar zmian konduktywności
wody po zanurzeniu w niej porostów, wywołany wyciekaniem jonów z wnętrza komórek wskutek
uszkodzenia błon komórkowych. Bada się takŜe intensywność wydzielania etylenu, nadmiernie
wytwarzanego przez porosty pod wpływem toksyn. Często
badanym wskaźnikiem są zmiany aktywności fotosyntetycznej glonów (wraz z grzybami tworzącymi
porosty). Do tego celu stosowane są metody fluorescencyjne, które można wykorzystywać w terenie (in situ),
unikając w ten sposób możliwych zmian fizjologicznych, wywołanych transportem oraz przechowywaniem
porostów.
Metody analityczno-chemiczne polegają na analizie składu chemicznego porostów: mikro- i
makropierwiastków kumulowanych w ich strukturze biologicznej. Na tej podstawie wyznacza si ę strefy
zanieczyszczenia środowiska oraz bada źródła i kierunki rozprzestrzeniania się tych polutantów. Celem
prezentowanego artykułu było zebranie i usystematyzowanie informacji na temat budowy porostów,
kierunków badań i stosowanych metod badawczych, wykorzystywanych do oceny stanu zanieczyszczenia
środowiska na podstawie analizy składu chemicznego porostów.
Porosty występują na wszystkich kontynentach. Zasiedlają niedostępne dla innych roślin obszary
Arktyki i Antarktydy, nawet skały wznoszące się nad lądolodem. Licznie reprezentują florę tundry i tajgi,
zasiedlają obszary wysokogórskie oraz lasy tropikalne. Ze względu na rodzaj podłoża, na którym rosną, dzieli
się je na :
- porosty ubikwistyczne, rosnące na różnym podłożu, do których zaliczana jest m.in.: pustułka
pęcherzykowata (Hypogymnia physodes) i chrobotek kieliszkowaty (Cladonia chlorophaea),
- porosty epigeiczne (naziemne), np.: płucnica islandzka (Cetraria islandica) i chrobotek leśny (Cladonia
sylvatica),
- porosty epilityczne (naskalne), np.: misecznica murowa (Lecanora muralis) i wzorzec geograficzny
(Rhizocarpon geographicum),
- porosty epifityczne (nadrzewne), np.: włostka kędzierzawa (Bryoria crispa) i Mąklik otrębiasty
(Pseudevernia furfuracea),
- porosty epifiliczne, rosnące na liściach roślin naczyniowych, w Polsce tylko Catillaria boutellei,
- porosty epibryofityczne, rosnące na martwych łodyżkach i listkach mchów, często także na innym podłożu
organicznym (szczątki roślin naczyniowych), np.: Absconditella annexa i Caloplaca aurea,
- porosty epilichenofityczne, porosty Ŝyjące na plechach innych porostów, np.: Buellia bada i Protothelenella
leucothelia,
- porosty epiksyliczne, porosty murszejącego drewna, np.: Biatorella flavella i Buellia erubescens.
Na podstawie zewnętrznych cech morfologicznych porostów wyróżnia się kilka form plechy:
proszkowatą, skorupkowatą, plakodiową, łuskowatą, listkowatą, wełniastą, krzaczkowatą. W badaniach
lichenoindykacyjnych plechy porostów zazwyczaj dzieli się na trzy podstawowe formy: skorupiaste, do
których należą m.in.: Brunatka kropkowata (Buellia punctata) i Liszajec zwyczajny (Lepraria incana),
listkowate, np.: Pustułka pęcherzykowata (Hypogymnia physodes) i Tarczownica bruzdkowana (Parmelia
sulcata) i krzaczkowate, np.: Mąkla tarniowa (Evernia prunastri) lub Brodaczka zwyczajna (Usnea
filipendula). Do badań lichenoindykacyjnych najczęściej wykorzystywane są porosty epifityczne
(nadrzewne), a w badaniach laboratoryjnych, w których np. oznacza się skład chemiczny porostów,
wykorzystuje się dające się łatwo oddzielić od podłoża, dobrze wykształcone formy nadrzewnych porostów
listkowatych i krzaczkowatych.
W badaniach lichenoindykacyjnych wykorzystuje się znajomość gatunków porostów do oceny stanu
sanitarnego powietrza, czyli określania stopnia zanieczyszczenia powietrza dwutlenkiem siarki, tlenkami
azotu i fluorowodorem. Porosty są organizmami kumulującymi metale ciężkie i pierwiastki radioaktywne
(radionuklidy). Używa się ich jako biotestów w rejonach przemysłowych i wielkich aglomeracjach miejskich.
Substancje toksyczne wpływają na porosty bezpośrednio lub pośrednio. Przy oddziaływaniu bezpośrednim
najsłabszym punktem jest aparat fotosyntetyczny glonów porostowych, w którym chlorofil ulega degradacji
i zostaje unieczynniony (zamienia się w nieaktywny fotosyntetycznie związek zwany feofityną). Dzieje się
to w silnie zakwaszonym środowisku wewnątrz komórkowym. Duże stężenie SO 2 sprzyja temu, co w krótkim
czasie powoduje obumarcie wszystkich glonów w plesze i śmierć porostu. Przy mniejszych stężeniach
następują zmiany w budowie wewnętrznej komórek i w przepuszczalności błon plazmatycznych, co ułatwia
wnikanie toksyn do wnętrza. Pyły, jeżeli są emitowane w dużych ilościach, niszczą plechy w sposób
mechaniczny, okrywając je grubą warstwą uniemożliwiają wymianę gazową i ograniczają dostęp światła
do komórek glonów. Ponadto toksyny zawarte w pyłach rozpuszczają się w wodzie i w roztworach przenikają
do wnętrza plech porostów. Pośrednie działanie szkodliwych związków to zmiana warunków siedliskowych,
np. zakwaszenie podłoża, na którym rosną porosty. Istnieje wyraźna korelacja między stężeniem SO 2
w powietrzu a odczynem kory drzew. W warunkach miejskich odczyn kory często obniża się o 2-3 jednostki,
co eliminuje wszystkie lub większość porostów. Zakwaszenie kory powoduje, że na pniach drzew o korze
z natury obojętnej lub słabo zasadowej, takich jak topole i wierzby, pojawiają się porosty kwasolubne
(acidofilne), które w naturalnych warunkach nigdy na tych drzewach nie występują. Stwierdzenie takiego
faktu podczas monitoringu jest dowodem nie najlepszej sytuacji aerosanitarnej.
Największy walor bioindykacyjny mają porosty nadrzewne, natomiast gatunki rosnące na pozostałych
podłożach są do badań bioindykacyjnych wykorzystywane zwykle jako materiał pomocniczy, a czasem
w ogóle pomijane. Wynika to z faktu, że - poza epifitami - porosty z innych podłoży, a zwłaszcza naziemne
i naskalne, są w dużej mierze uzależnione od składu chemicznego minerałów, na których rosną i które mogą
w znacznym stopniu niwelować wpływ zanieczyszczeń. Przykładowo, liczne gatunki naskalne, które
pospolicie rosną na betonie, tynkach i dachówkach, występują nawet w obrębie stref o bardzo wysokim
stężeniu toksykantów, ponieważ zawierające węglan wapnia podłoże ma dużą zdolność buforowania
kwaśnych zanieczyszczeń.
Stosowanie porostów jako bioindykatorów emisji ma w porównaniu z roślinami wiele zalet: porosty
nie posiadają szparek ani kutikuli, tym samym nie mogą regulować wymiany gazowej; ponieważ nie
posiadają one systemu wydalania, nie mogą usuwać pobranych, głównie w postaci roztworów, substancji
szkodliwych, co powoduje kumulację i wzrost stężeń substancji szkodliwych w ich plechach; porosty
umożliwiają ocenę wpływu emisji przemysłowych również w okresie zimowym, czego nie zabezpieczają inne
rośliny poza drzewami iglastymi (wyj. modrzew), w związku z czym nadają się one szczególnie do oceny
długookresowego oddziaływania zanieczyszczeń.
Opracowana w Anglii skala porostowa jest stosowana również w Polsce, w wersji dopasowanej do
środkowoeuropejskich warunków klimatycznych. Skala ta precyzyjnie odpowiada średnim stężeniom SO 2
w powietrzu (średnim rocznym lub średnim w okresie zimy). Opiera się na porostach epifitycznych, które
rosną na pniach drzew liściastych i iglastych, oraz różnej wrażliwości tych gatunków na stężenia SO2
w powietrzu.
Powszechne ubożenie lichenoflory w miastach i ośrodkach przemysłowych traktuje się jako stałą
cechę tych środowisk. Najpoważniejszą przyczyną wymierania porostów są zanieczyszczenia powietrza.
Dwutlenek siarki, tlenki azotu i inne związki są emitowane do atmosfery z lokalnych źródeł lub nanoszone
niejednokrotnie z dużych odległości. Wiele porostów usuwanych jest podczas poszerzania dróg wraz
ze starymi drzewami, przy których rosną. Całe populacje roślinności zielnej oraz porostów naziemnych są
niszczone w czasie wycinania lasów tzw. zrębami zupełnymi. Działanie człowieka w bezpośredni sposób
niszczące stanowiska porostów to obok gospodarowania lasami: eksploatacja wapieni, bazaltów i głazów
narzutowych, kopalnictwo odkrywkowe, wydeptywanie muraw wysokogórskich, zbieractwo do celów
ozdobnych itd. Niebezpieczne są również środki chemiczne stosowane w rolnictwie.
Literatura:
W: Barbara Kawecka, Pertti Vesa Eloranta: Zarys ekologii glonów wód słodkich i środowisk lądowych. Warszawa:
Wydawnictwo Naukowe PWN, 1994,
January Weiner: Życie i ewolucja biosfery. Podręcznik ekologii ogólnej. Warszawa: PWN, 1999, s. 104
W: Winfried Lampert, Ulrich Sommer: Ekologia wód śródlądowych. tłum. Joanna Pijanowska. Warszawa: Wydawnictwo
Naukowe PWN, 2001,
Alicja Szweykowska: Fizjologia roślin. Poznań: Wydawnictwo Naukowe Uniwersytetu im. Adama Mickiewicza, 2002,
Stanisław Więckowski: Fotosynteza. Warszawa: W: Encyklopedia Biologiczna. Agencja Publicystyczno-Wydawnicza
Opres, 1998.
Hanna Wójciak: Porosty, mszaki, paprotniki. Warszawa, PWN 2011
Fałtynowicz, W., 2003, The Lichens, lichenicolous and allied fungi of Poland - an annotated checklist. Krytyczna lista
porostów i grzybów naporostowych Polski. IB PAN. Kraków.
Krzysztof Szoszkiewicz, Szymon Jusik, Tomasz Zgoła: Klucz do oznaczania makrofitów dla potrzeb oceny stanu
ekologicznego wód powierzchniowych. Warszawa: Inspekcja Ochrony Środowiska, 2010, seria: Biblioteka Monitoringu
Środowiska.
Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 20 sierpnia 2008 r. w sprawie sposobu klasyfikacji stanu jednolitych części
wód powierzchniowych