PRACA DOKTORSKA MARTA GŁOGOWSKA

advertisement
UNIWERSYTET PEDAGOGICZNY
im. Komisji Edukacji Narodowej
w Krakowie
WYDZIAŁ GEOGRAFICZNO-BIOLOGICZNY
INSTYTUT BIOLOGII
Zakład Zoologii Kręgowców i Biologii Człowieka
Kierunek: Biologia
MARTA GŁOGOWSKA
Kumulacja wybranych pierwiastków, aktywność enzymów
antyoksydacyjnych i stężenie glutationu zredukowanego w tkankach
nowotworowych u człowieka
Praca doktorska napisana pod kierunkiem
dr hab. Roberta Stawarza prof. UP
Promotor pomocniczy
dr Zofia Goc
Kraków 2015
Podziękowania
Składam serdeczne podziękowania prof. dr hab. Januszowi Rysiowi (Zakład
Patomorfologii Nowotworów, Centrum Onkologii, Instytut im. Marii Skłodowskiej-Curie,
Kraków), ppłk lek. med. Dariuszowi Pabisowi (Zakład Patomorfologii, 5 Wojskowy Szpital
Kliniczny z Polikliniką im. gen. bryg. prof. dr hab. n. med. Mariana Garlickiego, Kraków)
oraz lek. med. Bogdanowi Kosowskiemu (Niepubliczny Zakład Opieki Zdrowotnej
PROSMED, Zakład Anatomopatologii, Kraków) za współpracę i udostępnienie materiału
badawczego.
Szczególne podziękowania składam mgr Marcinowi Pieniążkowi (Katedra Gleboznawstwa
Chemii Środowiska i Hydrologii, Wydziałowe Laboratorium Analiz Zdrowotności
Środowiska i Materiałów Pochodzenia Rolniczego, Uniwersytet Rzeszowski) oraz
mgr Edycie
Kapuście
(Zakład
Fizjologii
Zwierząt
i
Toksykologii,
Uniwersytet
Pedagogiczny, Kraków) za pomoc przy wykonywanych pomiarach.
Dziękuję także lek. med. Marcinowi Przewoźnikowi i lek. med. Dariuszowi Pabisowi
za wykonanie fotografii udostępnionych w niniejszej pracy.
2
Spis treści
Wstęp.................................................................................................................................................... 5
Absorpcja metali .............................................................................................................................. 5
Detoksykacja .................................................................................................................................... 8
Związki metali z procesem nowotworowym ................................................................................. 10
Komórkowe narzędzia detoksykacji .............................................................................................. 13
Cele i zakres pracy ............................................................................................................................. 16
Materiał i metodyka ........................................................................................................................... 17
Wyniki ................................................................................................................................................ 25
Zawartość pierwiastków biogennych i ksenobiotycznych w tkankach, z uwzględnieniem płci,
wieku oraz stanu zdrowia pacjentów ............................................................................................. 25
Sód ............................................................................................................................................. 25
Potas .......................................................................................................................................... 26
Wapń ......................................................................................................................................... 27
Magnez ...................................................................................................................................... 28
Cynk .......................................................................................................................................... 29
Miedź ......................................................................................................................................... 30
Żelazo ........................................................................................................................................ 31
Kadm ......................................................................................................................................... 32
Ołów .......................................................................................................................................... 33
Nikiel ......................................................................................................................................... 34
Rtęć............................................................................................................................................ 35
Zawartość pierwiastków biogennych i metali ciężkich w zdrowych narządach............................ 36
Sód ............................................................................................................................................. 36
Potas .......................................................................................................................................... 38
Wapń ......................................................................................................................................... 40
Magnez ...................................................................................................................................... 42
Cynk .......................................................................................................................................... 44
Miedź ......................................................................................................................................... 46
Żelazo ........................................................................................................................................ 48
Kadm ......................................................................................................................................... 50
Ołów .......................................................................................................................................... 52
Nikiel ......................................................................................................................................... 54
Rtęć............................................................................................................................................ 56
Zawartość pierwiastków biogennych i metali ciężkich w tkankach nowotworowych .................. 58
Sód ............................................................................................................................................. 58
Potas .......................................................................................................................................... 62
Wapń ......................................................................................................................................... 66
Magnez ...................................................................................................................................... 70
Cynk .......................................................................................................................................... 74
Miedź ......................................................................................................................................... 78
Żelazo ........................................................................................................................................ 83
Kadm ......................................................................................................................................... 87
Ołów .......................................................................................................................................... 92
Nikiel ......................................................................................................................................... 96
Rtęć.......................................................................................................................................... 100
Zawartość glutationu zredukowanego i aktywność wybranych enzymów w badanych tkankach,
z uwzględnieniem płci, wieku oraz stanu zdrowia pacjentów ..................................................... 105
Stężenie glutationu zredukowanego ........................................................................................ 105
Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej .................................................................................. 106
Aktywność peroksydazy glutationowej ................................................................................... 107
Aktywność katalazy................................................................................................................. 108
3
Stężenie glutationu zredukowanego i aktywność wybranych antyoksydantów w tkankach
zdrowych ...................................................................................................................................... 109
Stężenie zredukowanego glutationu ........................................................................................ 109
Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej .................................................................................. 111
Aktywność peroksydazy glutationowej ................................................................................... 113
Aktywność katalazy................................................................................................................. 115
Stężenie glutationu zredukowanego i aktywność antyoksydantów w tkankach nowotworowych
..................................................................................................................................................... 117
Stężenie zredukowanego glutationu ........................................................................................ 117
Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej .................................................................................. 121
Aktywność peroksydazy glutationowej ................................................................................... 125
Aktywność katalazy................................................................................................................. 129
Dyskusja ........................................................................................................................................... 134
Wnioski ............................................................................................................................................ 160
Streszczenie ...................................................................................................................................... 161
Summary ...................................................................................................................................... 162
Literatura ......................................................................................................................................... 163
Wykaz skrótów użytych w pracy ..................................................................................................... 199
Spis fotografii, wykresów i tabel ..................................................................................................... 203
Fotografie ..................................................................................................................................... 203
Wykresy ....................................................................................................................................... 203
Tabele........................................................................................................................................... 207
4
Wstęp
Wiele pierwiastków śladowych ma związek z procesem nowotworowym (Bondariew,
1989). Choroby nowotworowe stanowią jedną z poważniejszych przyczyn umieralności
ludzi tak w Polsce, jak i na świecie, a najnowsze statystyki wskazują, że bezwzględna liczba
zachorowań w Polsce stale rośnie. Wzrost zachorowalności na nowotwory, zwłaszcza
złośliwe, jest wprost proporcjonalny do procesu starzenia się organizmu. Potwierdzają to
obserwacje kliniczne stwierdzające, że ponad 80% nowotworów u ludzi pojawia się
powyżej 55 roku życia, a szczyt umieralności tych osób przypada na 6 i 7 dekadę życia.
Na przykład u bardzo starych mężczyzn prawdopodobieństwo występowania raka prostaty
jest niemal 100%, chociaż nie umierają oni z powodu tego nowotworu. W okresie starości
powstają dogodne warunki do klinicznego zamanifestowania się kancerogenezy w postaci
rozrostu guza nowotworowego. Istnieje teoria, według której nowotwór jest w pewnym
sensie lokalnym „odmłodzeniem” się części tkanki. Filogenetycznie stara tkanka, a więc
bogata w węgiel, zaczyna patologicznie „młodnieć” poprzez wzmożoną gospodarkę
krzemem (tzw. odmłodzenie biochemiczne). Dlatego też w wieku starczym nowotwory
mają zdolność większego kumulowania tego pierwiastka (a także sodu i potasu), mniejszą
natomiast możliwość gromadzenia magnezu i wapnia, w porównaniu z otaczającymi
tkankami (Klimek i in., 2006).
Wśród nowotworów złośliwych w Polsce, pierwsze miejsce zajmuje rak jelita grubego,
następnie nowotwory nerek. Rak nerki ma najwyższy współczynnik śmiertelności, umiera
bowiem około 40% chorych, podczas gdy dla raka pęcherza moczowego współczynnik ten
wynosi około 20% (Skoneczna, 2010).
Absorpcja metali
Metale mogą przenikać do ustroju różnymi drogami. Głównymi drogami wchłaniania
są: przewód pokarmowy, skóra i układ oddechowy (Sapota, 2008). Drogą pokarmową
przedostaje się najwięcej trucizn. Wchłanianie niektórych ksenobiotyków rozpoczyna się
już w jamie ustnej, gdzie absorbują się np.: nikotyna, kokaina, cyjanki i alkohole. Żołądek
jest pierwszą częścią układu pokarmowego, gdzie zachodzi znaczna absorpcja oraz
translokacja do innych części organizmu. Wchłanianie w tym narządzie uzależnione jest od
pH soku żołądkowego, obecności enzymów trawiennych i treści pokarmowej.
W jelicie cienkim odbywa się wchłanianie sodu i potasu (Konturek, 1990).
Przemieszczanie się jonów K+ w tym odcinku przewodu pokarmowego przebiega
5
na zasadzie dyfuzji (Partiseti, 1998; Lachowicz, 1994). Proces wchłaniania wapnia zachodzi
w dwunastnicy i w górnej części jelita czczego w dwóch etapach: wnikanie wapnia do
enterocytów i przechodzenie do bocznych przestrzeni zewnątrzkomórkowych (Konturek,
1990). Wskutek kompetycji z wapniem wchłaniają się także metale ksenobiotyczne: ołów,
kadm i stront (Zalewski, 2000). Magnez jest reabsorbowany wzdłuż całego przewodu
pokarmowego, ale jego największy pobór następuje w dwunastnicy i w jelicie czczym
(Pasternak i Floriańczyk, 1995).
Za wchłanianie cynku w głąb enterocytu w jelicie cienkim odpowiedzialny jest
transporter metali dwuwartościowych 1 (DMT1) oraz niskocząsteczkowe białka bogate
w reszty cysteiny - metalotioneiny (MT). Utrzymanie względnie stałego stężenia cynku,
zarówno w przestrzeniach wewnątrz- jak i zewnątrzkomórkowych, możliwe jest dzięki
obecności jego importerów i eksporterów, regulujących przepływ jonów do środka
i na zewnątrz komórki. Do najważniejszych transporterów cynku zalicza się białka
z rodziny ZnT i Zip. Ich działanie jest przeciwstawne – przenośniki ZnT powodują
obniżenie cytozolowej puli cynku, poprzez jego transport poza komórkę i do organelli
wewnątrzkomórkowych, natomiast białka Zip zwiększają zawartość cynku w cytoplazmie
komórki, powodując jego napływ z zewnątrz. DMT1 obecny w rąbku szczoteczkowym, jest
zdolny do wiązania nie tylko dwuwartościowych jonów cynku, ale także innych
pierwiastków takich jak żelazo, miedź, kadm, mangan, kobalt, nikiel czy ołów (Gaither
i Eide, 2000; Harris, 2002).
Wchłanianie jonów żelaza zachodzi głównie w dwunastnicy i w górnym odcinku jelita
czczego. W jego transporcie uczestniczą białka importujące żelazo: DMT1 (transporter
metali dwuwartościowych) oraz współdziałający z nim dwunastniczy cytochrom b (Dcytb).
Zarówno niedobór, jak i nadmiar Fe może być toksyczny dla komórki, dlatego jego
transport jest precyzyjnie kontrolowany. Podobnie jak w przypadku jonów żelaza i cynku
w transporcie jonów miedzi uczestniczą białka importujące DMT1 (transporter metali
dwuwartościowych). Przyswajalność miedzi z anionowych związków organicznych jest
lepsza niż z soli mineralnych (Spodaryk, 1998)
Największą zdolność wchłaniania ksenobiotyków jelito cienkie wykazuje na odcinku
przylegającym bezpośrednio do dwunastnicy (Starek, 2007). W siateczce śródplazmatycznej
komórek nabłonka jelita występują układy enzymatyczne monooksygenaz, zawierające
cytochrom P-450, które katalizują zarówno metabolizm substancji naturalnych, jak
i licznych ksenobiotyków. Wykazano, że aktywność enzymów w komórkach znajdujących
6
się w części szczytowej kosmków jelitowych jest 6-10-krotnie wyższa niż w komórkach
krypt jelita. Zachodzą tu ponadto reakcje: utleniania, redukcji, hydrolizy, sprzęgania oraz
tworzenia siarczków metali (Krechniak, 2005). Zanim ksenobiotyk ulegnie wchłonięciu,
musi przeniknąć kolejno: nabłonek jelitowy, błonę podstawną i śródbłonek naczyń
włosowatych. Wchłanianie ksenobiotyków w jelitach odbywa się za pomocą różnych
mechanizmów
transportujących.
Największą
rolę
we
wchłanianiu
substancji
niezjonizowanych odgrywa dyfuzja bierna - ksenobiotyki rozpuszczalne w wodzie
wchłaniają się za pomocą dyfuzji przez pory, zaś substancje wielkocząsteczkowe wchłaniają
się przez endocytozę. Przy wchłanianiu substratów naturalnych duże znaczenie ma transport
przenośnikowy. Za pomocą transportu aktywnego są absorbowane tylko nieliczne
ksenobiotyki o budowie zbliżonej do substratów naturalnych, natomiast metale ciężkie
w postaci zjonizowanej słabo wchłaniają się z przewodu pokarmowego. Wydajność
absorpcji nieorganicznych związków rtęci, ołowiu i kadmu wynosi od kilku do kilkunastu
procent i zwiększa się przy diecie bogatobiałkowej, natomiast połączenia organiczne metali,
np. metylortęć, wchłaniają się prawie całkowicie. Przepuszczalność błon komórkowych
w młodym wieku jest znacznie większa, stąd u niemowląt i małych dzieci wchłanianie
ksenobiotyków z przewodu pokarmowego jest większe niż u osób dorosłych (Zalewski,
2000).
W jelicie grubym za transepitelialną różnicę potencjału błony odpowiedzialny jest
aktywny transport sodu, który zachodzi głównie w proksymalnym odcinku okrężnicy.
Aldosteron stymuluje absorpcję sodu w dystalnej części jelita grubego (Maguire i in., 1995),
natomiast brak krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych w jelitach może być jednym
z czynników prowadzących do zmniejszenia wchłaniania sodu w okrężnicy człowieka
(Roediger i Moore, 1981). Potas w jelicie grubym jest wydzielany na zasadzie sprzężenia
z wchłanianiem sodu, a jego eksorpcja jest uważana za proces zachodzący zgodnie
z gradientem elektrochemicznym utworzonym przez aktywny transport sodu w kierunku
przeciwnym (Konturek, 1990). Krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe zwiększają także
absorpcję wapnia w okrężnicy i odbytnicy człowieka, zaś aldosteron powoduje szybki
wzrost poziomu jonów Ca2+ w dystalnej części okrężnicy (Trynidad i in., 1999; Doolan i in.,
1998). Wychwyt jonów Ca2+ przez szczyt błony śluzowej okrężnicy, polega na
przenoszeniu ich za pomocą specjalnych przenośników (Elsharydah i in., 1995). Metabolity
powstające w czasie przebiegu procesów fizjologicznych usuwane są wraz z żółcią
w postaci polarnych glukuronianów. Polarność metabolitów zasadniczo nie pozwala na ich
7
reabsorpcję w przewodzie pokarmowym, jednak w miarę przesuwania się pokarmu
w jelitach wzrasta ilość bakterii, które mogą przeprowadzić hydrolizę wspomnianych
glukuronianów (z usunięciem hydrofilowego fragmentu cukru) i przywrócić ksenobiotykom
ich lipofilność (rozpuszczalność w tłuszczach), umożliwiając tym samym ich reabsorpcję
z przewodu pokarmowego. Jest to zjawisko bardzo niekorzystne, rodzaj „błędnego koła” doprowadza bowiem do wielokrotnego krążenia trucizny z jelit do wątroby i z powrotem
(Ball, 2001).
Związki metali aplikowane zewnętrznie mogą przenikać przez warstwę rogową
naskórka i docierać do niżej położonych, żywych warstw skóry, gdzie wpływają na szereg
procesów metabolicznych. Prawidłowość procesów fizjologicznych zależy od składu,
stężenia i proporcji poszczególnych pierwiastków w ustroju (Kleszczewska i JabłońskaTrypuć, 2008). Absorpcja ksenobiotyków przez skórę ma szczególne znaczenie
w zatruciach zawodowych. Metale ciężkie i ich organiczne połączenia, wchłaniają się
za pomocą transportu transfolikularnego, który zachodzi przez przydatki skóry, głównie
gruczoły łojowe i mieszki włosów, w mniejszym stopniu przez gruczoły potowe
(Krechniak, 2005). Rozpuszczalne w lipidach substancje niepolarne, przechodzą przez skórę
znacznie łatwiej niż substancje jonowe. Dodatkowym czynnikiem, który oddziałuje na
toksyczność metali wnikających drogą przezskórną, jest przepływ krwi w miejscu
ekspozycji. Przepuszczalność skóry jest odwrotnie proporcjonalna do grubości warstwy
rogowej i wygląda następująco: podeszwy stóp i dłonie > brzuch, plecy, nogi, ramiona >
obszar
genitalny.
Ubytki
w
naskórku,
otarcia
lub
podrażnienia,
zwiększają
przepuszczalność, podobnie jak stan zapalny (Manahan, 2006).
Detoksykacja
Wątroba i nerki mają dużą tendencję do wiązania licznych związków chemicznych
i łącznie kumulują więcej ksenobiotyków niż wszystkie pozostałe narządy w organizmie.
W cytoplazmie wątroby i nerek oraz w błonie śluzowej jelit obecne są metalotioneiny.
Niektóre metale mają zdolność indukcji biosyntezy metalotioneiny. Indukcja w wątrobie
zachodzi pod wpływem kadmu, cynku i miedzi, a w nerce – wskutek działania kadmu, rtęci
i miedzi. Metale te wykazują duże powinowactwo do metalotioneiny, wskutek czego
gromadzą się w narządach miąższowych (Krechniak, 2005).
Detoksykacja metali ciężkich przez organizmy polega na „ukrywaniu” aktywnych
jonów metali w obrębie metalotionein lub na odkładaniu ich w formie nierozpuszczalnej
8
w granulach przestrzeni międzykomórkowych, w celu długotrwałego składowania lub
wydalenia wraz z odchodami (Ware, 2001; Walker i in., 2002). Postać metalu może
decydować, który organ będzie miejscem kumulacji. Na przykład rozpuszczalna
w tłuszczach rtęć pierwiastkowa albo związek rtęcioorganiczny gromadzi się w mózgu
i innych częściach układu nerwowego, a jon Hg2+ gromadzi się głównie w nerkach.
Toksyczne oddziaływanie kadmu związane jest głównie z jego występowaniem
w organizmie w postaci wolnych jonów kadmowych. Obserwuje się znaczną selektywność
w powinowactwie metali do tkanki. Ołów gromadzi się przede wszystkim w tkance kostnej,
natomiast nerki, wątroba, trzustka, jelita, gruczoły oraz płuca gromadzą głównie kadm i rtęć
(Walker i in., 2002; Kołacz i Bodak, 1997; Szymański, 2007).
Wątroba ze względu na swoje funkcje detoksykacyjne i zewnątrzwydzielnicze,
odgrywa rolę filtru chroniącego organizm przed działaniem wielu trucizn. Naczynia
włosowate wątroby typu zatokowego są łatwo przepuszczalne i umożliwiają transport
substancji obcych z krwi do hepatocytów otaczających kanaliki żółciowe (Krechniak,
2005).
Pętla
jelito-krew-wątroba-żółć
(wątrobowo-jelitowego).
Substancja
tworzy
układ
zaabsorbowana
krążenia
przez
jelita
enterohepatycznego
przechodzi
albo
bezpośrednio do układu limfatycznego, albo do układu krążenia wrotnego. Ten drugi układ
przenosi krew do żyły wrotnej, która prowadzi bezpośrednio do wątroby (Manahan, 2006).
Substancje wraz z żółcią przedostają się do jelita, skąd mogą być wydalone z kałem lub
ponownie wchłonięte do krwi. W dalszej kolejności substancja trafia ponownie do wątroby
i zostaje wydalona z żółcią do jelit. W wyniku wytworzenia się cyklu enterohepatycznego,
substancja krąży między wątrobą a jelitami tak długo, aż powstanie polarny metabolit
(Krechniak, 2005). Większość ksenobiotyków metabolizowana jest w wątrobie, w znanym
już nam dwuetapowym procesie enzymatycznej aktywacji i wiązania. Transferazy
glutationowe GST, tzn. enzymy sprzęgające ksenobiotyki z glutationem, stanowią aż 20%
białek cytoplazmatycznych w komórkach wątrobowych (Ball, 2001). W wątrobie większość
ksenobiotyków ulega przemianom do związków mniej toksycznych. Zmetabolizowane
w wątrobie ksenobiotyki, jeśli są dobrze rozpuszczalne w wodzie przedostają się do układu
krwionośnego i są rozprowadzane po całym organizmie. Natomiast część jest wydalana
(Manahan, 2006).
Droga nerkowa jest główną dla wydalania wielu metali i toksycznych metabolitów
(Nordberg, 1982; Manahan, 2006). 99% filtrowanej wody ulega reabsorpcji dlatego
toksyczne związki chemiczne mogą być wchłaniane zwrotnie, osiągając niebezpiecznie
9
wysoki poziom w nerkach. Na podstawie zastosowanych modeli matematycznych
obliczono, że spożywając 10 μg kadmu dziennie, można w ciągu 50 lat osiągnąć stężenie
krytyczne w korze nerek (Siemiński, 2008; Ware, 2001; Walker i in., 2002). Konsekwencją
zatężania ksenobiotyków może być zatrucie nerek lub tworzenie kryształów (kamieni)
nerkowych i uszkodzenie mechaniczne nerek. Kanaliki nerkowe są miejscem aktywnego
usuwania ksenobiotyków, zarówno w postaci organicznych kationów, jak i anionów. Jako
aniony usuwane są ksenobiotyki związane w postaci glukuronianów i siarczanów, z kolei
w postaci kationów usuwane są do moczu pozostałe ksenobiotyki (Ball, 2001).
Wydalanie ksenobiotyków z kałem może być wynikiem braku lub niecałkowitej ich
resorpcji przy podaniu drogą doustną, bądź spowodowane ich wydzielaniem z żółcią,
sokiem żołądkowym, jelitowym lub trzustkowym (Krechniak, 2005). Cynk (70-80%)
i miedź wydalane są głównie z kałem (Chmielnicka, 2005). Z kałem usuwane są także:
kadm - sprzężony z glutationem, cysteiną lub metalotioneiną (Zalups i Ahmad, 2003;
Manahan, 2006), ołów (Orłowski, 2008) oraz nikiel i rtęć metaliczna (Rusiecki
i Kubikowski, 1977). Także rtęć organiczna - w postaci kompleksów z glutationem
wydalana jest z kałem (90%). Do metali, które w większym stopniu wydalane są z żółcią
oraz z kałem należą połączenia organiczne cynku, miedzi i rtęci (Krechniak, 2005).
W dużych ilościach wraz z żółcią wydalany jest także ołów (Ishihara i Matsushiro, 1986).
Nadwyżka sodu i magnezu wydalana jest z organizmu wraz z moczem (He i in., 1998),
podobnie jak wolnego i związanego z metalotioneinami kadmu, którego ilość w moczu
może być wskaźnikiem stopnia skażenia organizmu tym metalem (Zalups i Ahmad, 2003).
Droga nerkowa jest także istotna dla usuwania ołowiu i rtęci (Orłowski, 2008; Lombholt,
1928), natomiast ma mniejsze znaczenie dla usuwania niklu (Rusiecki i Kubikowski, 1977).
Związki metali z procesem nowotworowym
Pierwiastkami,
których
związek
z
procesem
nowotworowym
jest
wysoce
prawdopodobny, a w niektórych przypadkach udowodniony są: arsen, beryl, kadm, chrom,
nikiel i ołów. Zwiększona koncentracja metali ciężkich w tkankach i narządach, jak
i zmiana ich stopnia utlenienia, powoduje, że mogą one wspomagać rozwój nowotworów
lub być bezpośrednią przyczyną mutacji komórek (Gruca-Królikowska i Wacławek, 2006;
Więckowski, 2008).
Wapń i magnez są niezbędnymi elementami biorącymi udział między innymi
w przewodzeniu bodźców między neuronami układu autonomicznego a włóknami mięśni
10
gładkich, czy w utrzymaniu prawidłowej perystaltyki jelit (Frenette, 2008). Skurcz mięśni
gładkich ludzkiej okrężnicy jest hamowany przez bloker kanału wapniowego (Boyer i in.,
2001), natomiast w wewnętrznej błonie mitochondrialnej komórek ludzkiego raka jelita
grubego występuje przewodnictwo Ca2+, aktywowane kanałem potasowym (KCa3.1)
(De Marchi i in., 2009). Odpowiednio duże spożycie wapnia może zapobiegać
zachorowaniu na raka jelita grubego, bo dociera on zwykle aż do okrężnicy, gdzie wiąże
substancje sprzyjające rozwojowi raka, jednak w chorobach nowotworowych, w których
stwierdza się podwyższone stężenie wapnia we krwi, trzeba na pewien czas ograniczyć
spożycie tego pierwiastka (Kretschmer i Herzog, 2010).
Miedź jest niezbędnym składnikiem mineralnym w organizmie, ale jej nadmiar jest
bardzo toksyczny (Vago, 2007). W komórkach zwierzęcych miedź koncentruje się głównie
w mitochondriach, DNA i w jądrze komórkowym, przy czym ilościowy jej udział
w poszczególnych organellach zależy od rodzaju tkanki. Odznacza się ona szczególną
zdolnością do tworzenia połączeń z kwasami nukleinowymi i może powodować trwałe
zmiany ich struktury, a w następstwie zmiany właściwości biochemicznych oraz
genetycznych (Kabata-Pendias i Pendias, 1979). Cynk odgrywa ważną rolę jako czynnik
transkrypcyjny, w procesach naprawczych DNA, oraz jako istotny element budowy
antyutleniaczy. Brak cynku w diecie może przyczynić się do rozwoju raka (Ho, 2004). Cynk
spełnia kilka podstawowych funkcji, biorąc udział w metabolizmie białek i węglowodanów,
wchodzi w skład anhydrazy węglanowej, dehydrogenaz, proteaz, fosfataz i innych
enzymów. Odgrywa też ochronną rolę w przypadkach zatruć ołowiem i kadmem (KabataPendias i Pendias, 1979; Pasternak i Floriańczyk, 1995). Niedobory cynku są zastępowane
przez kadm, co może wywołać chaos fizjologiczny i w dodatku może przyczynić się do
rozwoju raka ust (Kazi i in., 2010).
Kancerogeneza wywołana podawaniem żelaza w postaci nitrylooctanu żelazowego lub
genetyczną
hemochromatozą
jest
wynikiem
wystąpienia
metabolicznego
stresu
oksydacyjnego, spowodowanego obecnością dużych ilości jonów żelaza. Wywołane
zaburzenia równowagi redox komórek prowadzą do peroksydacji lipidów i uszkodzenia
DNA. Organizm uruchamia wówczas mechanizmy obronne, aby zapobiec wyżej opisanym
patologicznym skutkom nadmiaru żelaza. Potencjał redoksowy komórek zostaje obniżony
w celu naprawy uszkodzonych cząsteczek, co z kolei ułatwia proliferację komórek,
a tym samym przyspiesza ich stopniową transformację nowotworową (Toyokuni, 1996).
Żelazo może być istotnym czynnikiem ryzyka raka, gdyż ma właściwości genotoksyczne
11
i katalizuje tworzenie reaktywnych form tlenu (ROS), które niszczą DNA (Knöbel, 2007).
Poprzez udział w powstawaniu wolnych rodników, żelazo powoduje powstawanie przerw
w podwójnej nici DNA i aktywuje onkogeny. U podłoża szkodliwego działania jonów
żelaza na układy biologiczne leży reakcja Habera-Weissa, która jest źródłem rodników
hydroksylowych (Artykuł redakcyjny, 2004). Badania dowodzą, iż żelazo i inne
polisacharydowe kompleksy żelazowe, wywołują miejscowe mięsaki u myszy, szczurów,
królików i chomików, po podaniu podskórnym lub domięśniowym dużych dawek tego
pierwiastka (Haddow i Horning, 1960; Richmond, 1959; Roe i Carter, 1967).
Procesy nowotworowe są powiązane z zaburzeniem homeostazy pierwiastków
biogennych w płynach ustrojowych i w tkankach (Pasha i in., 2010; 2008). Metale mogą
brać udział w indukcji zniszczenia DNA, tworzeniu cross-linków DNA oraz wpływać na
aktywność enzymów naprawczych. Niektóre mogą wpływać na sygnał transdukcyjny przez
promowanie zaburzeń w ekspresji genów i komunikacji wewnątrzkomórkowej. Wpływ
metali na drogi kancerogenezy jest określony przez liczne czynniki tj.: typ metalu,
specjację, rozpuszczalność, interakcje metal-metal i inne (Hayes, 1997). Metale nie mające
bezpośredniej zdolności do kancerogenezy, mogą wchodzić w reakcje z innymi czynnikami
kancerogennymi,
np.
mogą
hamować
proces
naprawy
DNA,
zwiększając
prawdopodobieństwo mutacji (Hartwig, 1998; Hu i in., 2004a, 2004b). Kwasy nukleinowe
mają
zdolność
do
międzycząsteczkowego
oddziaływania
z
różnymi
związkami
chemicznymi i jonami metali. Na przykład srebro wiąże się z DNA bogatym w pary zasad
G-C, a rtęć z DNA bogatym w pary zasad A-T, z kolei jony cynku stabilizują strukturę
II-rzędową DNA, a jony miedzi destabilizują ją. W przypadku jonów miedzi szczególnie
aktywnymi w ich wiązaniu okazały się pary zasad G-C (Klimek i in., 2006).
Związek pomiędzy ekspozycją na kadm i ludzkimi nowotworami jest oczywisty (Wu
i in., 2008; Tchounwou i in., 2001), jednakże mechanizm działania kadmu nie jest dobrze
poznany. Jeden z nich polega na reakcjach jonów Cd (II) z receptorami na powierzchni
komórki, a więc do indukcji procesu nowotworowego nie byłoby konieczne jego wnikanie
do wnętrza komórki (Beyersmann i Hechtenberg, 1997; Beyersmann, 2002).
Działanie kancerogenne ołowiu jest wysoce prawdopodobne ale mechanizm nie jest
wyjaśniony. Wskazuje się najczęściej na zdolność ołowiu do zaburzania procesów syntezy
i naprawy jądrowego DNA (Steinmetz-Beck i in., 2005; Silbergeld i in., 2000; Steenland
i Boffetta, 2000).
12
Kancerogenem, którego działanie transformujące jest oparte na mechanizmie
epigenetycznym jest nikiel (Basketter i in., 2003), a liczne doświadczenia potwierdzają, że
nikiel może wywierać działanie rakotwórcze (Chmielnicka, 2005).
Komórkowe narzędzia detoksykacji
W procesach fizjologicznych organizmu, np. w łańcuchu oddechowym, w reakcjach
autooksydacji wielu związków chemicznych, w procesach fagocytozy, w enzymatycznych
przemianach kwasu arachidonowego, powstają wolne rodniki tlenowe (Fridovich, 1976).
Nie tylko podstawowy metabolizm komórki, ale również aktywność biologiczna wielu
egzogennych związków chemicznych (leków, ksenobiotyków) i czynników fizycznych
(promieniowanie jonizujące, UV, termiczne), jest przyczyną tworzenia się wolnych
rodników (Fridovich, 1978; Liczmański, 1988; Oberley i Buettner, 1979; Vuillaume, 1987).
Ostatecznymi skutkami nadmiernego działania wolnych rodników tlenowych w komórkach
organizmu mogą być między innymi mutacje (Kensler i Trush, 1984). Organizmy żywe
wytworzyły wiele mechanizmów obronnych umożliwiających prawidłowe funkcjonowanie
komórek w obecności reaktywnych form tlenu. Jednym z elementów tego systemu jest
odpowiednia organizacja strukturalna komórek, która zapewnia izolację miejsc, gdzie
powstają wolne rodniki. W wielu przypadkach można zapobiec kancerogenezie, zarówno
eksperymentalnie u zwierząt, jak również u ludzi, podając w sposób przewlekły małe dawki
antyoksydantów. Najsilniejszymi naturalnymi antyoksydantami są witaminy C i E.
Najnowsze
badania
donoszą,
że
silnym
antyoksydantem
o
dużym
działaniu
antykancerogennym jest kwas α- liponowy, N-acetylocysteina i katechiny (Malorni i in.,
1994; Ito i in., 1997). Hamują one rozwój raka wątroby, żołądka, jelita grubego, płuc
i skóry. Ochronną funkcję przed szkodliwym działaniem wolnych rodników tlenowych oraz
nadtlenku wodoru pełnią również enzymy antyoksydacyjne (dysmutaza ponadtlenkowa,
katalaza, peroksydaza glutationowa i reduktaza glutationowa) oraz nieenzymatyczne
przeciwutleniacze (np. kwas moczowy, tokoferol, glutation zredukowany, jony metali,
bilirubina, cysteina i inne) (Fridovich, 1978; Liczmański, 1988; Domański i in., 2006;
Bartosz, 2003; Fang, 2002). Ekspozycja na jony metali ciężkich może prowadzić do
zmniejszenia aktywności enzymów komórkowych i zmniejsza komórkową obronę przed
stresem oksydacyjnym (Tandogan i Ulusu, 2010).
Glutation
jest
drobnocząsteczkowym
związkiem
sulfhydrylowym,
wiążącym
ksenobiotyki, jak również endogennym antyoksydantem, normalnie występującym
w komórkach prawie w 100% w postaci zredukowanej. Glutation może unieszkodliwiać
13
i/lub
eliminować wiele rozpoznanych kancerogenów i
mutagenów pochodzenia
środowiskowego. W najwyższym stężeniu występuje w wątrobie. Jedną z proponowanych
metod walki z nowotworem jest działanie mające na celu podwyższanie stężenia glutationu
w organizmie i podawanie selenometioniny. Stosowanie środków wpływających na stężenie
glutationu we krwi stanowi nowatorskie podejście do leczenia i zapobiegania nowotworom
(Gutman, 2005).
Ważny element antyoksydacyjnego układu enzymatycznego stanowią peroksydazy
glutationowe (GPx), uczestniczące w pierwszej i drugiej linii obrony przed wolnymi
rodnikami. GPx odgrywa istotną rolę jako system obronny przed reaktywnymi formami
tlenu (RFT), chroni zarówno komórki, jak i obszary pozakomórkowe przed szkodliwym
działaniem nadmiaru wolnych rodników. Utrzymuje równowagę pro- i antyoksydacyjną
w przypadku chorób, w których dochodzi do zwiększonego wytwarzania wolnych rodników
(Karihtala i Soini, 2007; Pollack i Leeuwenburg, 1999; Valko i in., 2007) a także w trakcie
rozwoju choroby nowotworowej wątroby i jelita grubego (Gladyshew i in., 1998).
Dysmutaza ponadtlenkowa (SOD), w reakcji dysmutacji eliminuje ze środowiska komórki
anionorodniki ponadtlenkowe, zapobiegając powstawaniu innych reaktywnych form tlenu
i ich pochodnych (Fridovich, 1976; Yim i in., 1993; Culotta i in., 2006; Editorial, 2005),
a nieprawidłowe działanie dysmutaz w komórkach organizmu prowadzi do rozwoju wielu
patologii (Oberley i in., 2000; Visner i in., 1990; Zelko i in., 2002). Cynkowo - miedziowa
dysmutaza ponadtlenkowa (Cu-ZnSOD, SOD1) to enzym zlokalizowany głównie
w cytozolu komórek wątroby, jąder i nerek, w erytrocytach oraz w komórkach ośrodkowego
układu nerwowego (Wong i in., 2000). W macierzy mitochondrialnej zlokalizowana jest
manganowa
dysmutaza
ponadtlenkowa
(MnSOD,
SOD2),
a
dla
obszarów
pozakomórkowych, wątroby i nerek charakterystyczna jest zewnątrzkomórkowa dysmutaza
ponadtlenkowa (EC-SOD, SOD3) (Marklund, 1984a; Marklund, 1984b; Behndig i in., 1998;
Marklund, 1984c; Williams i in., 1998). Ponieważ aktywność EC-SOD jest obniżona
w wielu chorobach, wydaje się, że może być ona potencjalnym celem w terapii
antyoksydacyjnej - istnieją przekonywujące dane doświadczalne dotyczące jej zastosowania
(Hansson i in., 1994; Karlsson i in., 1994; Laukkanen i in., 2000; Stromqvist i in., 1997).
Badano także przydatność EC-SOD w terapii genowej, jako czynnika chroniącego komórki
przed uszkodzeniami oksydacyjnymi (Iyama i in., 2001). Obecność SOD3 w postaci
związanej z macierzą komórkową oraz w postaci wolnej sprzyja unieszkodliwianiu
anionorodnika ponadtlenkowego w przestrzeni pozakomórkowej i w świetle naczyń
14
krwionośnych. Ważną funkcją SOD3 jest także ochrona aktywności biologicznej tlenku
azotu, gdyż przez dysmutację anionorodnika ponadtlenkowego zapobiega powstawaniu jonu
nadtlenoazotynowego (Culotta i in., 2006; Skrzycki i Czeczot, 2004).
Katalaza umiejscowiona jest w peroksysomach (Chance i in., 1979; Halliwell
i Gutteridge, 1999; Sies, 1997; Singh, 1996) i uczestniczy w unieczynnianiu H2O2, który jest
ubocznym produktem utleniania kwasów tłuszczowych. Największą aktywność katalazy
wykazano w wątrobie, nerkach, krwi (erytrocyty), szpiku i błonach śluzowych (Agar i in.,
1986; Bartosz, 2003; Gaetani i in., 1996; Houdou i in., 1991; Mueller i in., 1997; Sies,
1997). Wraz z innymi enzymami antyoksydacyjnymi ochrania ona erytrocyty przed
skutkami stresu oksydacyjnego (Comhair i Erzurun, 2005; Gaetani i in., 1996; Guemouri
i in., 1991; Mueller i in, 1997). Przypisuje się jej szczególną rolę ochronną w stanach
zapalnych (Halliwell i Gutteridge, 1999), mutagenezie i kancerogenezie (Adachi i in.,
1993), a także w ochronie przed apoptozą (Miyamoto i in., 1996; Sasnoor i in., 2005;
Yabuki i in. 1999).
15
Cele i zakres pracy
Badania miały na celu weryfikację następujących hipotez:
Kumulacja
metali
ksenobiotycznych
w
tkankach
nowotworowych
układu
pokarmowego i moczowego jest większa w porównaniu do kumulacji tych metali
w tkankach otaczających guz, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach zdrowych.
Zawartość metali biogennych w tkankach nowotworowych układu pokarmowego
i moczowego jest mniejsza w porównaniu do zawartości tych pierwiastków w tkankach
otaczających guz, w tkankach oddalonych od guza oraz w tkankach zdrowych.
Zawartości pierwiastków biogennych i ksenobiotycznych w tkankach zmienionych
nowotworowo i w tkankach osób zdrowych są zróżnicowane w zależności od wieku i płci.
Aktywność
bariery
antyoksydacyjnej
w
tkankach
nowotworowych
układu
pokarmowego i moczowego jest podwyższona w porównaniu do aktywności tej bariery
w tkankach otaczających guz, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach zdrowych.
Weryfikacji hipotez posłużyły procedury badawcze i odpowiednio przygotowany
materiał. W celu realizacji badań pobrano próbki tkanek pochodzących z przełyku, żołądka,
jelita cienkiego, jelita grubego, wątroby, trzustki, skóry, nerek i pęcherza moczowego,
a także wykonano pomiary zawartości metali biogennych i ksenobiotycznych oraz analizę
aktywności bariery antyoksydacyjnej, mierząc zawartość glutationu zredukowanego
i aktywność wybranych enzymów antyoksydacyjnych.
Założono, że każdy z badanych metali ksenobiotycznych (Cd, Pb, Hg oraz Ni) ma
związek z inicjacją i rozwojem procesu nowotworowego oraz, że ich obecność ma
statystycznie istotny związek z zawartościami metali biogennych oraz z aktywnością bariery
antyoksydacyjnej. Przyjęto, że obrazem zaburzeń homeostazy są zmienione korelacje
pomiędzy badanymi parametrami w tkankach nowotworowych w porównaniu do
współzależności pomiędzy nimi w tkankach niezmienionych nowotworowo.
16
Materiał i metodyka
Badaniom poddano próbki ludzkich tkanek pochodzących z przełyku, żołądka, jelita
cienkiego, jelita grubego, wątroby, trzustki, nerki, pęcherza moczowego i skóry. Materiał do
badań pochodził od osób z Krakowa i okolic i był bezpośrednio odbierany z Zakładu
Patomorfologii 5 Wojskowego Szpitala Klinicznego z Polikliniką w Krakowie,
Niepublicznego Zakładu Opieki Zdrowotnej PROSMED w Krakowie oraz z Zakładu
Patologii
Nowotworów
Szpitala
Onkologicznego
im.
Marii
Skłodowskiej-Curie
w Krakowie. Na badania uzyskano zgodę Komisji Bioetycznej Collegium Medicum UJ
w Krakowie (opinia nr KBET/95/B/2009) oraz Komisji Bioetycznej przy Okręgowej Izbie
Lekarskiej w Krakowie (opinia nr 14/KBL/OIL/2011; opinia nr 46/KBL/OIL/2012).
Pomiędzy Uniwersytetem Pedagogicznym a 5 Wojskowym Szpitalem Klinicznym
(13.07.2009 r.)
oraz
Niepublicznym
Zakładem
Opieki
Zdrowotnej
PROSMED
(22.11.2011 r.) zawarto umowy o współpracy, na mocy których możliwe było pobieranie
materiału tkankowego z wyżej wymienionych placówek.
Materiał pobierano od osób zdrowych oraz od osób ze zdiagnozowanymi
nowotworami. Tkanki od osób zdrowych zostały pobrane w celu uzyskania grupy
kontrolnej z: przełyku (Fot. 1), żołądka (Fot. 2), jelita cienkiego (Fot. 3), jelita grubego
(Fot. 4), trzustki (Fot. 5), wątroby (Fot. 6), nerki (Fot. 7), pęcherza moczowego (Fot. 8) oraz
skóry (Fot. 9).
Fot. 1. Przełyk.
17
Fot. 2. Żołądek.
Fot. 3. Jelito cienkie.
Fot. 4. Jelito grube.
Fot. 5. Trzustka.
Fot. 6. Wątroba.
Fot. 7. Nerka.
Fot. 8. Pęcherz moczowy.
Fot. 9. Skóra.
Niezmienione patologicznie, zdrowe tkanki pobierano w trakcie sekcji zwłok od kobiet
i mężczyzn z przedziału wiekowego od 20 do 90 lat, a ich waga wynosiła od 0,5 do 2 g.
18
Materiał pozyskiwany był przez wyspecjalizowanego w tym zakresie patomorfologa, który
bezpośrednio po pobraniu niezmienionej morfologicznie tkanki, umieszczał ją w sterylnej,
polietylenowej probówce o pojemności 11 cm3. Próbki były następnie zamrażane
w temperaturze -80C. Tkanki pobierano od jednej osoby z 9 narządów. Próbki z przełyku,
żołądka i jelita cienkiego pobrano od 24 pacjentów, próbki z jelita grubego od
25 pacjentów, próbki z wątroby, trzustki i nerki od 22 pacjentów, próbki z pęcherza
moczowego od 21 pacjentów, a próbki ze skóry od 8 pacjentów (tab. 1).
Tabela 1. Próbki niezmienione nowotworowo, pobrane od zdrowych pacjentów.
l.p.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
narząd
Przełyk
Żołądek
Jelito cienkie
Jelito grube
Wątroba
Trzustka
Nerka
Pęcherz moczowy
Skóra
n
24
24
24
25
22
22
22
21
8
Tkanki od pacjentów ze zdiagnozowanym nowotworem złośliwym pobrano z żołądka
(Fot. 10), jelita grubego (Fot. 11), nerki (Fot. 12) i pęcherza moczowego (Fot. 13).
Fot. 10. Nowotwór żołądka.
Fot. 11. Nowotwór jelita grubego.
19
Fot. 12. Nowotwór nerki.
Fot. 13. Nowotwór pęcherza moczowego.
Zmienione patologicznie tkanki nowotworowe pobierano w trakcie zabiegów
operacyjnych (resekcja częściowa lub całkowita narządu) od kobiet i mężczyzn z przedziału
wiekowego od 20 do 90 lat. Materiał pozyskiwany był przez lekarzy chirurgów,
przechowywany w probówkach polietylenowych i zamrażany w temperaturze -80C.
Tkanki nie były utrwalane w formalinie. Waga każdego wycinka wynosiła od 0,5 do 2 g.
Tkanki od jednego pacjenta zostały pobrane z 1 narządu objętego zmianami
nowotworowymi, z 3 różnych miejsc: guza nowotworowego, tkanki otaczającej guz
i z tkanki oddalonej od guza (tab. 2).
Tabela 2. Próbki pobrane od pacjentów ze zdiagnozowaną chorobą nowotworową.
l.p.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
narząd
Żołądek
Jelito grube
Nerka
Pęcherz
moczowy
miejsce
Tkanka guza
Tkanka otaczająca guz
Tkanka oddalona od guza
Tkanka guza
Tkanka otaczająca guz
Tkanka oddalona od guza
Tkanka guza
Tkanka otaczająca guz
Tkanka oddalona od guza
Tkanka guza
Tkanka otaczająca guz
Tkanka oddalona od guza
n
18
18
18
138
138
138
98
98
98
11
11
11
Tkanki z Zakładów Patomorfologii transportowano do Instytutu Biologii Uniwersytetu
Pedagogicznego w pojemniku z ciekłym azotem. Po zebraniu odpowiedniej ilości próbek
każda tkanka poddana została procedurom umożliwiającym oznaczenie zawartości
wybranych metali, glutationu zredukowanego i aktywności enzymów antyoksydacyjnych.
Badania podzielono na 4 etapy, w ramach których wykonano określone zadania.
20
ETAP I: Określenie zawartości metali biogennych i ksenobiotycznych we wszystkich
tkankach.
W pierwszej kolejności materiał przeniesiono na wytarowane szalki Petri’ego.
W trakcie suszenia w cieplarce laboratoryjnej SUP-100W Wamed (105C), trwającego
14 dni, wykonywane były systematyczne ważenia kontrolne materiału, aż do całkowitego
ustalenia się wagi, w celu odparowania całej wody z próbki – w ten sposób uzyskano suchą
masę tkanki.
Następnie zastosowano metodę mineralizacji na mokro z użyciem stężonego kwasu
azotowego (V) 65%, który jest silnym kwasem utleniającym, umożliwiającym całkowity
rozkład
substancji
do
prostych,
stałych
związków
nieorganicznych.
Technika
przeprowadzona zastała w mineralizatorze VELP Scientifica DK20. Wysuszony materiał
był przenoszony do szklanych żaroodpornych kolb i zalewany 2 ml stężonego kwasu
azotowego (V). Mineralizacja odbywała się w temperaturze 100C i trwała ok. 6 godzin dla
1 serii (19 mineralizowanych tkanek). Czas mineralizacji w zależności od uzyskanego
roztworu (elementy tłuszczu, białek, osady) ulegał wydłużeniu nawet do kilku dni, w celu
uzyskania klarownego mineralizatu. Otrzymane mineralizaty zlewano do polietylenowych
probówek i uzupełniano wodą destylowaną do objętości 5 cm3.
Uzyskane po mineralizacji roztwory posłużyły do analizy zawartości wybranych
pierwiastków metodą płomieniowej spektrofotometrii absorpcyjnej (FAAS) przy użyciu
spektrofotometru Hitachi Z-2000; Hitachi High Technologies Company Japan oraz
spektrofotometru BUCK 200A firmy Cole-Parmer, z użyciem płomienia acetylenowopowietrznego i odpowiednich lamp z katodą wnękową (HCL). Zmierzono absorbancję dla
sodu, potasu, wapnia, magnezu, cynku, miedzi, żelaza, kadmu, ołowiu i niklu dla każdej
próbki. Wartości absorbancji przeliczono na zawartość metali w roztworach otrzymanych
po mineralizacji, na podstawie krzywej kalibracyjnej wyznaczonej dla roztworów
wzorcowych z wykorzystaniem specjalnego oprogramowania.
Otrzymane wyniki
przeliczono, podając zawartość analitów w mikrogramach danego metalu na gram suchej
masy tkanki (µg•g-1s.m.).
ETAP II: Określenie zawartości rtęci we wszystkich tkankach.
Zawartość rtęci w próbkach zmierzono metodą spektrofotometryczną zimnych par
(CVAAS). Metoda ta nie wymaga mineralizacji wstępnej i umożliwia precyzyjny pomiar
rtęci bezpośrednio w tkance. Niewielkie fragmenty tkanek, umieszczano w specjalnym
21
tyglu bezpośrednio po rozmrożeniu i uprzednim precyzyjnym zważeniu ich. Tkanka
na tyglu zasypywana była dwoma rodzajami wyprażonych wcześniej proszków:
tzw. „Dodatkiem M” i „Dodatkiem P”. Wyniki ważenia wpisywano do programu
obsługującego analizator rtęciowy MA2, dzięki czemu, po zakończeniu 15-minutowego
cyklu pomiarowego, uzyskiwano automatycznie wynik wyliczony na podstawie krzywej
kalibracyjnej. Uzyskane wyniki wyrażono w mikrogramach na gram świeżej masy tkanki
(µg•g-1ś.m.).
ETAP III: Określenie stężenia zredukowanego glutationu i zawartości białka.
Tkanki o masie 200 mg poddano homogenizacji w homogenizatorze CAT X360,
w 1 ml 0,1 M schłodzonego buforu fosforanowego o pH=7,4 zawierającym 10 mM EDTA.
Powstałe
homogenaty
wirowano
przez
15
minut
w
wirówce
MPW-65R,
przy 15000 obrotów/minutę. Uzyskane w procesie wirowania homogenatów supernatanty
(ekstrakty tkankowe) podzielono na dwie części i przeznaczono do zbadania zawartości
białka całkowitego i glutationu.
Stężenie białka całkowitego określono za pomocą metody Bradford (1976). Metoda ta
wykorzystuje zdolność wiązania barwnika błękitu brylantynowego Coomassie Brilliant
Blue G-250 z białkami. Krzywą kalibracyjną wyznaczono na podstawie pomiarów białka
wzorcowego BSA (Bovine Serum Albumin, surowicza albumina wołowa). Próbki badawcze
przygotowane zostały poprzez naniesienie na mikropłytkę 4 µl supernatantu i 200 μl
odczynnika Bradford. Całość wymieszano i pozostawiono na 10 minut. Zawartość białka
w badanej próbce wyznaczono poprzez pomiary zmian absorbancji przy długości fali
595 nm, wykorzystując czytnik mikropłytek ELISA Sunrise BASIC TECAN. Zawartość
białka całkowitego wyrażono w mg•g-1 tkanki.
Pozostałe supernatanty odbiałczono poprzez dodanie do 100 µl supernatantu
100 µl 10% TCA i 100 μl 10 mM EDTA. Próbki umieszczono w lodówce, w temperaturze
4C
na
10
minut,
a
następnie
ponownie
wirowano
przez
5
minut,
przy
6300 obrotach/minutę. W uzyskanych po odbiałczeniu i odwirowaniu supernatantach
oznaczano
stężenie
zredukowanego
glutationu
według
kolorymetrycznej
metody
Ellmana (1959), która umożliwia oznaczenie niebiałkowych grup sulfhydrylowych
w supernatantach tkanek. W celu wykonania pomiaru stężenia GSH na płytce
wielodołkowej przygotowywano mieszaninę 180 µl H2O + 15 μl 10 mM EDTA + 20 μl
3,2 M buforu TRIS z HCl o pH=8,1 + 20 μl odbiałczonego supernatantu + 10 μl DTNB,
22
a następnie przechowywaną ją w temperaturze +4C przez okres 10 min. Po tym czasie
odczytywano ekstynkcję przy długości fali =412 nm za pomocą czytnika mikropłytek
ELISA Sunrise – BASIC TECAN. Stężenie zredukowanego glutationu w badanych
tkankach obliczono na podstawie wykreślonej wcześniej krzywej kalibracyjnej i wyrażono
w µM•mg-1 białka.
ETAP IV: Określenie aktywności wybranych enzymów antyoksydacyjnych.
Tkanki o wadze 200 mg poddano homogenizacji w 2 ml 0,1 M schłodzonego buforu
fosforanowego o pH 7,0 zawierającym 10 mM EDTA. Powstałe homogenaty wirowano
przez 10 minut w wirówce MPW-65R, przy 14000 obrotów/minutę. Uzyskane supernatanty
wykorzystano do oznaczenia aktywności wybranych enzymów.
Pomiar aktywności peroksydazy glutationowej (GPx, E.C. 1.11.1.9) wykonano przy
użyciu spektrofotometru UV-VIS MARCEL s330, przy długości fali 460 nm. Oznaczenia
aktywności GPx oparto na zmodyfikowanej metodzie wg Lück (1962), mierząc aktywność
GPx, jako spadek stężenia zredukowanego NADPH. W kuwecie umieszczano 0,9 ml buforu
KP+EDTA, 20 µl supernatantu, 50 µl 1% p-fenylodiaminy oraz 50 µl H2O2 i odczytywano
wartość ekstynkcji co 20 sekund w ciągu 1 minuty. Aktywność peroksydazy glutationowej
przeliczono na ilość zawartego białka całkowitego na podstawie wykreślonej wcześniej
krzywej kalibracyjnej. Wyniki pomiarów wyrażono w jednostkach GPx na miligram białka
[U•mg-1białka].
Pomiar aktywności dysmutazy ponadtlenkowej (SOD, E.C. 1.15.1.1) wykonano przy
użyciu spektrofotometru UV-VIS MARCEL s330, przy długości fali 550 nm. Oznaczenia
aktywności SOD oparto na metodzie wg Rice-Evans i in. (1991). W pomiarach
wykorzystano cytochrom C, ksantynę i oksydazę ksantynową, które służą do uzyskania
rodników ponadtlenkowych. W kuwecie umieszczano 900 µl mieszaniny reakcyjnej (bufor
fosforanowy
pH=7,0+cytochrom C+ksantyna),
4 µl
oksydazy
ksantynowej
oraz
4 µl supernatantu i odczytywano wartość ekstynkcji co 30 sekund w ciągu 2 minut.
Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej przeliczono na ilość zawartego białka całkowitego
na podstawie wykreślonej wcześniej krzywej kalibracyjnej. Wyniki pomiarów wyrażono
w jednostkach SOD na miligram białka [U•mg-1białka].
Wyznaczenie aktywności katalazy (CAT, E.C. 1.11.1.6) opierało się na pomiarze
szybkości rozkładu cząsteczki nadtlenku wodoru do tlenu cząsteczkowego i wody (Bartosz,
2003). Rozkład nadtlenku wodoru z udziałem katalazy następuje szybko – w ciągu minuty
23
enzym ten rozkłada 6 mln cząsteczek H2O2. Podczas trwania pomiarów na łaźni wodnej
LW 102 w temperaturze 25ºC podgrzewano bufor fosforanowy. Do zlewki zawierającej
10 ml buforu fosforanowego (pH=7,0) i 200 μl nadtlenku wodoru dodawano 200 μl
supernatantu. Zlewkę z badaną próbką ustawiano na mieszadle magnetycznym MS11
HS Wigo i przy użyciu tlenomierza HI9143, odczytywano wartość tlenu (ppm)
co 10 sekund w ciągu 1 minuty. Aktywność katalazy przeliczono na ilość zawartego białka
całkowitego na podstawie wykreślonej wcześniej krzywej kalibracyjnej. Wyniki pomiarów
wyrażono w jednostkach CAT na miligram białka [U•mg-1białka].
Wyniki pomiarów opracowano statystycznie za pomocą pakietu Statistica wersja 10.
W opisie statystycznym badanych cech wykorzystano średnią arytmetyczną i odchylenie
standardowe (STD). Za pomocą testu W Shapiro-Wilka określono normalność rozkładu
w poszczególnych grupach badawczych. Stwierdzono występowanie rozkładów normalnych
i nienormalnych. W celu zbadania, które z porównywanych średnich różnią się istotnie,
a które nie, zastosowano parametryczną lub nieparametryczną analizę wariancji dla prób
niezależnych. Po odrzuceniu hipotezy zerowej zastosowano wielokrotne porównanie
średnich rang lub analizę Post-hoc. Dla sprawdzenia hipotezy o braku istotnej różnicy
między dwoma próbami (osobno dla kobiet zdrowych i chorych oraz dla mężczyzn
zdrowych i chorych w różnym wieku) zastosowano test U Manna-Whitney'a lub
test T Studenta-Goseta. Wykonano także analizę korelacji Pearsona pomiędzy średnią
zawartością oznaczonych pierwiastków, a aktywnością enzymów w badanych narządach
oraz pomiędzy badanymi narządami w zależności od oznaczonego pierwiastka lub enzymu.
Hipotezy zerowe były falsyfikowane na poziomie istotności α=0,05. Wyniki (wyrażone jako
średnia arytmetyczna±odchylenie standardowe) zilustrowano na wykresach oraz wykonano
zestawienia tabelaryczne.
24
Wyniki
Zawartość pierwiastków biogennych i ksenobiotycznych
w tkankach, z uwzględnieniem płci, wieku oraz stanu zdrowia
pacjentów
Tkanki zdrowe i nowotworowe kobiet oraz mężczyzn przyporządkowano do dwóch
grup wiekowych: 20-50 lat (pacjenci młodsi) oraz 51-90 lat (pacjenci starsi). W celu
sprawdzenia istotnych różnic pomiędzy zawartościami pierwiastków biogennych i metali
ksenobiotycznych w dwóch próbach (kobiety zdrowe i chore oraz mężczyźni zdrowi
i chorzy), zastosowano test U Manna-Whitney'a lub test T Studenta-Goseta.
Sód
Średnia zawartość sodu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła
1820,060±276,042 µg•g-1s.m. U kobiet chorych mających 20-50 lat średnia zawartość sodu
była wyższa i wyniosła 2537,275±667,896 µg•g-1s.m. Analiza statystyczna testem
U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnic istotnych statystycznie pomiędzy średnią
zawartością sodu w tkankach kobiet zdrowych, a średnią zawartością tego pierwiastka
w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p=0,006). U kobiet zdrowych mających
51-90 lat średnia zawartość sodu wyniosła 2001,238±479,382 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet
chorych w tym samym wieku była równa 2639,005±732,729 µg•g-1s.m. W tej grupie
wiekowej kobiet stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie
(p<0,001). W tkankach mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość sodu
wyniosła 1678,863±250,211 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy
wiekowej, średnia zawartość sodu była równa 2756,430±786,241 µg•g-1s.m. Test U MannaWhitney’a wykazał istnienie różnicy istotnej statystycznie pomiędzy zawartością sodu
w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością sodu w tkankach mężczyzn chorych
w wieku 20-50 lat (p=0,002). Średnia zawartość sodu u mężczyzn zdrowych mających
51-90 lat wyniosła 2426,965±782,292 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych mających 51-90 lat
średnia zawartość sodu była nieco wyższa i wyniosła 2855,929±697,139 µg•g-1s.m.
Pomiędzy zawartością tego pierwiastka u mężczyzn chorych, a jego zawartością
u mężczyzn zdrowych także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej
statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 1.
25
ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ SODU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU
ZDROWIA PACJENTÓW
4000
3500
mg•g-1s.m.
3000
2500
ZDROWI
2000
CHORZY
1500
1000
500
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 1. Średnia zawartość sodu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Potas
Średnia zawartość potasu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła
578,260±287,916 µg•g-1s.m. U kobiet chorych mających 20-50 lat średnia zawartość potasu
była znacznie wyższa i wyniosła 1400,796±397,111 µg•g-1s.m. Analiza testem U MannaWhitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością
potasu w tkankach kobiet zdrowych, a jego zawartością w tkankach kobiet chorych w tej
grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość
potasu wyniosła 1601,900±350,067 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych była ona tylko
nieznacznie wyższa i wyniosła 1674,969±384,947 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet
stwierdzono występowanie różnic małych, ale istotnych statystycznie (p=0,040).
U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość potasu wyniosła
871,958±286,482 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej,
średnia zawartość potasu była znacznie wyższa i wyniosła 2333,014±548,760 µg•g-1s.m.
Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością potasu w tkankach mężczyzn zdrowych, a jego zawartością w tkankach
mężczyzn chorych młodszej grupy wiekowej (p<0,001). Średnia zawartość potasu
u mężczyzn zdrowych z grupy wiekowej 51-90 lat wyniosła 1747,106±234,325 µg•g-1s.m.
W tkankach mężczyzn chorych tej grupy wiekowej średnia zawartość potasu była nieco
wyższa i wyniosła 1876,325±548,855 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością potasu u mężczyzn
chorych, a zawartością tego pierwiastka u mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej
26
stwierdzono występowanie różnicy istotnej statystycznie (p=0,003). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 2.
ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ POTASU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU
ZDROWIA PACJENTÓW
3500
mg•g-1s.m.
3000
2500
2000
ZDROWI
1500
CHORZY
1000
500
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 2. Średnia zawartość potasu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wapń
Średnia zawartość wapnia w tkankach kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła
533,625±106,523 µg•g-1s.m. U kobiet chorych mających 20-50 lat średnia zawartość tego
pierwiastka była zdecydowanie wyższa i wyniosła 1344,579±372,072 µg•g-1s.m. Analiza
testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie
pomiędzy średnią zawartością wapnia u kobiet zdrowych, a średnią zawartością wapnia
u kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). W tkankach kobiet zdrowych starszej
grupy wiekowej średnia zawartość wapnia była równa 590,537±145,520 µg•g-1s.m.,
natomiast w tkankach kobiet chorych była ona znacznie wyższa i wyniosła
1754,737±455,302 µg•g-1s.m.
W
tej
grupie
wiekowej
kobiet
także
stwierdzono
występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych
młodszej grupy wiekowej, średnia zawartość wapnia była najniższa i wyniosła
367,440±83,530 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej,
średnia zawartość wapnia była najwyższa i wyniosła 1882,817±116,089 µg•g-1s.m. Test
U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy
zawartością wapnia w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością tego pierwiastka
w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość wapnia u mężczyzn zdrowych
z grupy wiekowej 51-90 lat była równa 862,494±123,294 µg•g-1s.m., podczas gdy
u mężczyzn chorych była wyższa i wyniosła 1743,243±480,204 µg•g-1s.m. Pomiędzy
27
zawartością wapnia u mężczyzn chorych i zdrowych tej grupy wiekowej, także stwierdzono
występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 3.
ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ WAPNIA W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU
ZDROWIA PACJENTÓW
2500
mg•g-1s.m.
2000
1500
ZDROWI
CHORZY
1000
500
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 3. Średnia zawartość wapnia w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Magnez
Średnia zawartość magnezu w tkankach kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła
89,481±29,932 µg•g-1s.m. U kobiet chorych średnia zawartość tego pierwiastka była dużo
wyższa i wyniosła 318,180±115,362 µg•g-1s.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a
wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością magnezu
w tkankach kobiet zdrowych, a zawartością magnezu w tkankach kobiet chorych w tej
grupie wiekowej (p<0,001). W tkankach kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej średnia
zawartość magnezu wyniosła 189,424±34,124 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach kobiet
chorych 504,582±99,273 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono
występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych
młodszej grupy wiekowej średnia zawartość magnezu wyniosła 109,860±42,071 µg•g-1s.m.,
z kolei u mężczyzn chorych z tej grupy wiekowej średnia zawartość magnezu była równa
535,625±54,750 µg•g-1s.m. Analiza statystyczna testem U Manna-Whitney’a wykazała
istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach
mężczyzn zdrowych, a jego zawartością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia
zawartość
magnezu
u
mężczyzn
zdrowych
starszej
grupy
wiekowej
wyniosła
194,591±30,558 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych średnia zawartość magnezu była wyższa
i wyniosła 527,535±119,321 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością magnezu u mężczyzn
28
chorych i zdrowych mających 51-90 lat, także stwierdzono występowanie różnicy wysoce
istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 4.
ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ MAGNEZU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU
ZDROWIA PACJENTÓW
700
600
mg•g-1s.m.
500
400
ZDROWI
300
CHORZY
200
100
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 4. Średnia zawartość magnezu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet
i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Cynk
Średnia zawartość cynku u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa
i wyniosła 174,245±69,847 µg•g-1s.m. U kobiet chorych z tej grupy wiekowej średnia
zawartość cynku była równa 352,787±109,214 µg•g-1s.m. Analiza statystyczna testem
U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy
zawartością cynku w tkankach kobiet zdrowych, a jego zawartością w tkankach kobiet
chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych mających 51-90 lat średnia
zawartość cynku wyniosła 227,081±86,453 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych w tym
przedziale wiekowym była równa 502,342±152,660 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej
kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001).
U mężczyzn zdrowych młodszej grupy wiekowej, średnia zawartość cynku była równa
255,745±95,828 µg•g-1s.m., natomiast u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej,
średnia zawartość cynku była wyższa i wyniosła 384,244±131,252 µg•g-1s.m. Test
U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy istotnej statystycznie pomiędzy zawartością
cynku w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością tego pierwiastka w tkankach
mężczyzn chorych z tej grupy wiekowej (p=0,010). Średnia zawartość cynku u mężczyzn
zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 342,785±55,184 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych
zawartość cynku była najwyższa i wyniosła 575,117±73,361 µg•g-1s.m. Pomiędzy
29
zawartością cynku u mężczyzn chorych, a jego zawartością u mężczyzn zdrowych starszej
grupy wiekowej, stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie
(p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 5.
ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ CYNKU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU
ZDROWIA PACJENTÓW
700
mg•g-1s.m.
600
500
400
ZDROWI
300
CHORZY
200
100
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 5. Średnia zawartość cynku w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Miedź
Średnia zawartość miedzi u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa
i wyniosła 7,309±3,035 µg•g-1s.m. U kobiet chorych średnia zawartość miedzi była dużo
wyższa i wyniosła 41,209±16,039 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie
różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach kobiet
zdrowych, a jej zawartością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001).
U kobiet
zdrowych
mających
51-90
lat
średnia
zawartość
miedzi
wyniosła
15,017±3,420 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych średnia zawartość miedzi była
znacznie wyższa i wyniosła 78,276±17,368 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także
stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn
zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość miedzi była niska i wyniosła
9,796±4,292 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia
zawartość miedzi wyniosła 75,698±8,533 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał
istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach
mężczyzn zdrowych, a zawartością tego pierwiastka w tkankach mężczyzn chorych
(p<0,001). Średnia zawartość miedzi u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosła
13,003±6,203 µg•g-1s.m. W tkankach mężczyzn chorych tej samej grupy wiekowej średnia
zawartość miedzi była najwyższa i wyniosła 102,882±30,047 µg•g-1s.m. Pomiędzy
30
zawartością miedzi u mężczyzn zdrowych, a jej zawartością u mężczyzn chorych,
stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 6.
ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ MIEDZI W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU
ZDROWIA PACJENTÓW
140
mg•g-1s.m.
120
100
80
ZDROWI
60
CHORZY
40
20
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 6. Średnia zawartość miedzi w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Żelazo
Średnia zawartość żelaza u kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła
162,544±37,402 µg•g-1s.m. U kobiet chorych tej samej grupy wiekowej średnia zawartość
żelaza wyniosła 465,565±198,679 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie
różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością żelaza u kobiet zdrowych,
a jego zawartością u kobiet chorych (p<0,001). W tkankach kobiet zdrowych mających
51-90 lat średnia zawartość żelaza wyniosła 219,665±83,940 µg•g-1s.m., natomiast
w tkankach kobiet chorych średnia zawartość żelaza była wyższa i
wyniosła
836,680±303,791 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie
różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat,
średnia zawartość żelaza była najniższa i wyniosła 102,345±39,587 µg•g-1s.m., z kolei
u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość żelaza była najwyższa,
i wyniosła 1322,145±317,300 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie
różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach mężczyzn
zdrowych, a zawartością tego pierwiastka w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia
zawartość
żelaza
u
mężczyzn
zdrowych
starszej
grupy
wiekowej
wyniosła
284,890±70,574 µg•g-1s.m., podczas gdy u mężczyzn chorych była znacznie wyższa
i wyniosła 733,475±209,006 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością żelaza u mężczyzn chorych,
31
a jego zawartością u mężczyzn zdrowych także stwierdzono występowanie różnicy wysoce
istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 7.
ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ ŻELAZA W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU
ZDROWIA PACJENTÓW
1800
mg•g-1s.m.
1600
1400
1200
1000
ZDROWI
800
CHORZY
600
400
200
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 7. Średnia zawartość żelaza w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Kadm
Średnia zawartość kadmu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa
w stosunku do pozostałych grup badawczych i wyniosła 0,610±0,013 µg•g-1s.m. U kobiet
chorych tej grupy wiekowej średnia zawartość kadmu była znacznie wyższa i wyniosła
35,857±2,554 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce
istotnej statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach kobiet zdrowych i chorych
w tej grupie wiekowej (p<0,001). Średnia zawartość kadmu u kobiet zdrowych mających
51-90 lat wyniosła 7,340±0,436 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych była równa
40,003±5,566 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie
różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat,
średnia zawartość kadmu była stosunkowo niska i wyniosła 2,228±0,029 µg•g-1s.m., z kolei
u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, była najwyższa i osiągnęła wartość
68,703±3,058 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce
istotnej statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach mężczyzn zdrowych, a jego
zawartością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość kadmu
u mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej wyniosła 13,185±0,753 µg•g-1s.m.
U mężczyzn chorych średnia zawartość kadmu była nieco wyższa i wyniosła
20,309±1,343 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością kadmu w tkankach mężczyzn chorych
32
i zdrowych mających 51-90 lat, także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej
statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 8.
KUMULACJA KADMU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA
PACJENTÓW
80
70
mg•g-1s.m.
60
50
ZDROWI
40
CHORZY
30
20
10
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 8. Średnia zawartość kadmu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Ołów
Średnia zawartość ołowiu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa
i wyniosła 4,246±1,364 µg•g-1s.m. natomiast u kobiet chorych średnia zawartość tego
metalu była zdecydowanie wyższa i osiągnęła wartość 73,771±16,871 µg•g-1s.m. Analiza
testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie
pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach kobiet zdrowych, a jego zawartością w tkankach
kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych starszej grupy
wiekowej średnia zawartość ołowiu wyniosła 14,155±2,692 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet
chorych 77,567±11,929 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono
występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych
mających 20-50 lat, średnia zawartość ołowiu wyniosła 4,927±1,819 µg•g-1s.m., zaś
u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość ołowiu była najwyższa
i wyniosła 117,596±13,000 µg•g-1s.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała
istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu u mężczyzn
zdrowych, a zawartością tego pierwiastka u mężczyzn chorych będących w tej samej grupie
wiekowej (p<0,001). Średnia zawartość ołowiu u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat
wyniosła 13,127±3,206 µg•g-1s.m., natomiast u mężczyzn chorych mających 51-90 lat była
ona wyższa i wyniosła 91,111±18,315 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością ołowiu u mężczyzn
33
chorych i zdrowych mających 51-90 lat stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej
statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 9.
KUMULACJA OŁOWIU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA
PACJENTÓW
140
mg•g-1s.m.
120
100
80
ZDROWI
60
CHORZY
40
20
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 9. Średnia zawartość ołowiu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Nikiel
Średnia zawartość niklu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była niska i wyniosła
7,758±2,669 µg•g-1s.m. U kobiet chorych z tej samej grupy wiekowej średnia zawartość
niklu była wyższa i wyniosła 72,619±23,181 µg•g-1s.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a
wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością niklu
w tkankach kobiet zdrowych, a jego zawartością w tkankach kobiet chorych w tej grupie
wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość niklu
była
11,020±4,328 µg•g-1s.m.,
równa
natomiast
u
kobiet
chorych
wyniosła
135,380±24,213 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie
różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Najniższą średnią zawartość niklu
stwierdzono
mężczyzn
u
zdrowych
mających
20-50
lat
-
wyniosła
ona
-1
3,283±1,208 µg•g s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia
zawartość
niklu
była
najwyższa
i
wyniosła
216,515±18,848 µg•g-1s.m.
Test
U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy
zawartością niklu w tkankach mężczyzn zdrowych, a jego zawartością w tkankach
mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość niklu u mężczyzn zdrowych mających
51-90 lat wyniosła 13,445±5,518 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych tej samej grupy wiekowej
średnia zawartość niklu była wyższa i wyniosła 132,978±18,297 µg•g-1s.m. Pomiędzy
zawartością niklu u mężczyzn chorych, a jego zawartością u mężczyzn zdrowych także
34
stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 10.
KUMULACJA NIKLU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA
PACJENTÓW
250
mg•g-1s.m.
200
150
ZDROWI
CHORZY
100
50
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 10. Średnia zawartość niklu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Rtęć
Średnia zawartość rtęci u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa
i wyniosła 0,001±<0,0013 µg•g-1ś.m. U kobiet chorych w tej grupie wiekowej średnia
zawartość rtęci była równa 0,081±0,007 µg•g-1ś.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a
wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością rtęci
w tkankach kobiet zdrowych i chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych
mających 51-90 lat średnia zawartość rtęci wyniosła 0,015±0,003 µg•g-1ś.m., natomiast
u kobiet chorych była ona najwyższa i osiągnęła wartość 0,129±0,011 µg•g-1ś.m. W tej
grupie wiekowej kobiet także stwierdzono istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie
(p<0,001). W tkankach mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość rtęci
wyniosła 0,008±0,001 µg•g-1ś.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej,
średnia zawartość rtęci była równa 0,088±0,003 µg•g-1ś.m. Test U Manna-Whitney’a
wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością rtęci
w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością tego metalu w tkankach mężczyzn chorych
(p<0,001). W tkankach mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość
rtęci wyniosła 0,027±0,003 µg•g-1ś.m., podczas gdy u mężczyzn chorych była znacznie
wyższa i wyniosła 0,106±0,007 µg•g-1ś.m. Pomiędzy zawartością rtęci u mężczyzn chorych,
a zawartością tego pierwiastka u mężczyzn zdrowych stwierdzono występowanie różnicy
wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 11.
35
KUMULACJA RTĘCI W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA
PACJENTÓW
0,16
0,14
mg•g-1ś.m.
0,12
0,1
ZDROWI
0,08
CHORZY
0,06
0,04
0,02
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 11. Średnia zawartość rtęci w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1ś.m.).
Zawartość pierwiastków
w zdrowych narządach
biogennych
i
ciężkich
metali
W tkankach narządów stanowiących drogi wchłaniania metali (przełyk, żołądek, jelito
cienkie, jelito grube, skóra) oraz narządów mających tendencję do kumulacji metali
(trzustka, wątroba, nerka, pęcherz moczowy), określono średnią zawartość pierwiastków
biogennych (Na, K, Ca, Mg, Zn, Cu, Fe) i metali ciężkich (Cd, Pb, Ni, Hg). Zastosowano
parametryczną
lub
nieparametryczną
analizę
wariancji
dla
prób
niezależnych,
a po odrzuceniu hipotezy zerowej zastosowano wielokrotne porównania średnich rang lub
analizę Post-hoc.
Sód
Średnie zawartości sodu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali były
zbliżone i wyniosły odpowiednio: w tkankach przełyku 2276,806±320,618 µg•g-1s.m.,
w tkankach
żołądka
2151,730±456,498 µg•g-1s.m.,
2333,614±455,758 µg•g-1s.m.,
natomiast
w
w
tkankach
tkankach
jelita
jelita
cienkiego
grubego
-1
2160,886±489,340 µg•g s.m. W tkankach skóry średnia zawartość sodu była najniższa
i wyniosła 906,710±216,151 µg•g-1s.m. Analiza Post-hoc wykazała istnienie różnic wysoce
istotnych statystycznie pomiędzy zawartością sodu w tkankach skóry, a zawartością sodu
w tkankach przełyku, żołądka, jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 12 i przedstawiono w tabeli 3.
36
Tabela 3. Średnia zawartość sodu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy narządami stanowiącymi
drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
ŻOŁĄDEK
JELITO
CIENKIE
JELITO
GRUBE
SKÓRA
<0,001
<0,001
<0,001
<0,0010
DROGI WCHŁANIANIA
3000
mg•g-1s.m.
2500
2000
1500
1000
500
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
skóra
jelito grube
Wykres 12. Średnia zawartość sodu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnie
zawartości
-1
(1389,067±64,327 µg•g s.m.),
sodu
były
wątroby
podobne
w
tkankach
-1
(1396,686±156,201 µg•g s.m.)
i
trzustki
pęcherza
moczowego (1244,177±254,150 µg•g-1s.m.). W tkankach nerki średnia zawartość sodu była
najwyższa i osiągnęła wartość 5091,264±969,705 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania
średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością sodu w tkankach nerki, a zawartościami sodu w tkankach pozostałych
narządów (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 13 i przedstawiono
w tabeli 4.
Tabela 4. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
PĘCHERZ
MOCZOWY
NERKA
<0,001
<0,001
<0,001
37
NARZĄDY KUMULUJĄCE
7000
6000
mg
• g-1s.m.
5000
4000
3000
2000
1000
0
wątroba
trzustka
nerka
pęcherz moczowy
Wykres 13. Średnia zawartość sodu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Potas
Średnia
zawartość
potasu
w
tkankach
przełyku
osiągnęła
wartość
1143,237±39,545 µg•g-1s.m. W tkankach żołądka była nieco wyższa i wyniosła
1428,993±131,183 µg•g-1s.m. Średnia zawartość potasu w tkankach jelita cienkiego i jelita
grubego była zbliżona i wyniosła odpowiednio 1330,176±194,529 µg•g-1s.m. oraz
1389,703±265,928 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach skóry średnia zawartość potasu była
najniższa i wyniosła 229,604±76,881 µg•g-1s.m. Ponadto analiza wielokrotnych porównań
średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością potasu w tkankach skóry, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach
żołądka, jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano
na wykresie 14 i przedstawiono w tabeli 5.
Tabela 5. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
ŻOŁĄDEK
JELITO
CIENKIE
JELITO
GRUBE
PRZEŁYK
<0,001
0,002
<0,001
SKÓRA
<0,001
<0,001
<0,001
38
DROGI WCHŁANIANIA
1800
1600
mg•g-1s.m.
1400
1200
1000
800
600
400
200
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
skóra
jelito grube
Wykres 14. Średnia zawartość potasu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
W
tkankach
trzustki
1282,850±194,296 µg•g-1s.m.,
średnia
z
kolei
zawartość
w
potasu
tkankach
osiągnęła
wątroby
wartość
wyniosła
ona
1971,274±98,026 µg•g-1s.m. Analiza wyników wielokrotnych porównań średnich rang
wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu
w tkankach wątroby, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach trzustki (p=0,001)
i pęcherza moczowego (p<0,001). Zawartość potasu w tkankach nerki była najwyższa
i wyniosła 3673,312±469,444 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach pęcherza moczowego
wyniosła 1214,010±149,842 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach
nerki, a zawartościami potasu w tkankach trzustki i pęcherza moczowego (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 15 i przedstawiono w tabeli 6.
Tabela 6. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
0,001
NERKA
<0,001
WĄTROBA
PĘCHERZ
MOCZOWY
<0,001
0,049
39
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
4500
4000
mg•g-1s.m.
3500
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
wątroba
trzustka
pęcherz moczowy
nerka
Wykres 15. Średnia zawartość potasu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wapń
Średnia zawartość wapnia w tkankach przełyku (693,098±134,267 µg•g-1s.m.) była
podobna jak w tkankach żołądka (693,174±92,827 µg•g-1s.m.). W tkankach jelita cienkiego
wartość ta wyniosła 559,695±144,598 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach jelita grubego była
wyższa i wyniosła 762,172±123,921 µg•g-1s.m. Średnia zawartość wapnia w tkankach skóry
była najniższa i osiągnęła wartość 279,925±79,202 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych
porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością wapnia w tkankach skóry, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach
przełyku, żołądka i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie
16 i przedstawiono w tabeli 7.
Tabela 7. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
ŻOŁĄDEK
JELITO
GRUBE
SKÓRA
JELITO
CIENKIE
JELITO
GRUBE
<0,001
<0,001
<0,001
40
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
1000
mg•g-1s.m.
900
800
700
600
500
400
300
200
100
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
skóra
jelito grube
Wykres 16. Średnia zawartość wapnia w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnie zawartości wapnia w tkankach trzustki (1092,376±185,045 µg•g-1s.m.)
i w tkankach nerki (1437,921±142,877 µg•g-1s.m.) były najwyższe w porównaniu do
zawartości wapnia w pozostałych narządach. Analiza wielokrotnych porównań średnich
rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością wapnia
w tkankach trzustki, a zawartościami wapnia w tkankach wątroby (p<0,001) i pęcherza
moczowego
oraz
(p=0,001)
pomiędzy
zawartością
wapnia
w
tkankach
nerki,
a zawartościami wapnia w tkankach wątroby i pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach
wątroby średnia zawartość wapnia była najniższa i wyniosła 313,864±84,393 µg•g-1s.m.
W tkankach pęcherza moczowego zawartość ta była nieco wyższa i wyniosła
404,086±158,480 µg•g-1s.m.
Omówione
wyniki
zilustrowano
na
wykresie
i przedstawiono w tabeli 8.
Tabela 8. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
WĄTROBA
NERKA
PĘCHERZ
MOCZOWY
TRZUSTKA
<0,001
0,045
0,001
NERKA
<0,001
<0,001
41
17
NARZĄDY KUMULUJĄCE
1800
1600
mg•g-1s.m.
1400
1200
1000
800
600
400
200
0
wątroba
trzustka
pęcherz moczowy
nerka
Wykres 17. Średnia zawartość wapnia w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Magnez
Średnie zawartości magnezu w tkankach przełyku (136,917±39,246 µg•g-1s.m.),
żołądka (178,913±36,208 µg•g-1s.m.) i jelita cienkiego (164,322±41,343 µg•g-1s.m.) były
zbliżone. W tkankach jelita grubego średnia zawartość magnezu była najwyższa i wyniosła
308,592±63,764 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością magnezu w tkankach jelita grubego,
a zawartościami magnezu w tkankach przełyku, żołądka i jelita cienkiego stwierdzono
występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach skóry średnia
zawartość magnezu była najniższa i wyniosła 70,628±15,047 µg•g-1s.m. Analiza
wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach skóry, a zawartościami magnezu
w tkankach żołądka i jelita grubego. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 18
i przedstawiono w tabeli 9.
Tabela 9. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
ŻOŁĄDEK
JELITO
CIENKIE
JELITO
GRUBE
<0,001
<0,001
<0,001
0,001
0,006
SKÓRA
42
JELITO
GRUBE
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
400
350
mg•g-1s.m.
300
250
200
150
100
50
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 18. Średnia zawartość magnezu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość magnezu w tkankach trzustki była najniższa i wyniosła
122,795±27,814 µg•g-1s.m. W tkankach wątroby i pęcherza moczowego zawartości
magnezu były zbliżone i wyniosły odpowiednio 144,830±16,142 µg•g-1s.m. oraz
138,107±34,103 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach nerki średnia zawartość magnezu była
najwyższa i osiągnęła wartość 320,633±27,492 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością magnezu
w tkankach nerki, a zawartościami magnezu w tkankach trzustki, wątroby i pęcherza
moczowego stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 19 i przedstawiono w tabeli 10.
Tabela 10. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
PĘCHERZ
MOCZOWY
NERKA
<0,001
<0,001
<0,001
43
NARZĄDY KUMULUJĄCE
400
350
mg•g-1s.m.
300
250
200
150
100
50
0
wątroba
trzustka
pęcherz moczowy
nerka
Wykres 19. Średnia zawartość magnezu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Cynk
Średnia zawartość cynku w tkankach przełyku wyniosła 180,578±41,201 µg•g-1s.m.,
w tkankach
żołądka
205,939±42,200 µg•g-1s.m.,
a
w
tkankach
jelita
cienkiego
-1
189,185±28,628 µg•g s.m. Średnia zawartość cynku w tkankach jelita grubego była
najwyższa i osiągnęła wartość 234,483±43,455 µg•g-1s.m., zaś w tkankach skóry była
najniższa i wyniosła 48,331±12,647 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich
rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku
w tkankach skóry, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach żołądka i jelita grubego
(p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 20 i przedstawiono w tabeli 11.
Tabela 11. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
JELITO
GRUBE
0,002
SKÓRA
0,018
ŻOŁĄDEK
JELITO
CIENKIE
JELITO
GRUBE
0,012
<0,001
44
0,005
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
300
mg•g-1s.m.
250
200
150
100
50
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 20. Średnia zawartość cynku w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość cynku w tkankach trzustki była równa 199,463±70,779 µg•g-1s.m.
W tkankach wątroby była ona wyższa i wyniosła 351,347±69,493 µg•g-1s.m. Średnia
zawartość
cynku
w
tkankach
nerki
była
najwyższa
i
osiągnęła
wartość
896,796±110,493 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach pęcherza moczowego średnia zawartość
cynku była najniższa i wyniosła 150,435±28,904 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania
średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością cynku w tkankach nerki, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach trzustki
i pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 21
i przedstawiono w tabeli 12.
Tabela 12. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
0,004
NERKA
<0,001
WĄTROBA
PĘCHERZ
MOCZOWY
<0,001
0,014
45
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
1200
mg•g-1s.m.
1000
800
600
400
200
0
trzustka
wątroba
nerka
pęcherz moczowy
Wykres 21. Średnia zawartość cynku w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Miedź
Średnia zawartość miedzi w tkankach przełyku wyniosła 12,508±2,885 µg•g-1s.m.
W tkankach żołądka była równa 8,914±3,084 µg•g-1s.m., a w tkankach jelita cienkiego była
nieznacznie wyższa i wyniosła 15,124±3,483 µg•g-1s.m. W tkankach jelita grubego średnia
zawartość miedzi była najwyższa i osiągnęła wartość 19,276±4,113 µg•g-1s.m., z kolei
w tkankach skóry osiągnęła wartość najniższą, równą 3,894±1,327 µg•g-1s.m. Różnice
wysoce istotne statystycznie stwierdzono pomiędzy zawartością miedzi w tkankach skóry,
a zawartościami miedzi w tkankach jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001) oraz
pomiędzy zawartością miedzi w tkankach żołądka, a zawartościami miedzi w tkankach
jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 22
i przedstawiono w tabeli 13.
Tabela 13. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
JELITO
CIENKIE
JELITO
GRUBE
0,001
SKÓRA
0,004
ŻOŁĄDEK
SKÓRA
<0,001
<0,001
<0,001
<0,001
46
DROGI WCHŁANIANIA
25
mg•g-1s.m.
20
15
10
5
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 22. Średnia zawartość miedzi w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość miedzi w tkankach trzustki wyniosła 12,179±5,068 µg•g-1s.m.
W tkankach wątroby osiągnęła najwyższą wartość, równą 19,668±4,386 µg•g-1s.m., zaś
w tkankach nerki wartość ta była nieco niższa i wyniosła 17,069±4,362 µg•g-1s.m. Średnia
zawartość miedzi w tkankach pęcherza moczowego (5,349±1,883 µg•g-1s.m.) była najniższa
w porównaniu do średnich zawartości miedzi w pozostałych narządach. Wykazano istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach pęcherza
moczowego, a zawartościami miedzi w tkankach wątroby i nerki (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 23 i przedstawiono w tabeli 14.
Tabela 14. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
WĄTROBA
NERKA
PĘCHERZ
MOCZOWY
TRZUSTKA
0,002
0,043
0,009
PĘCHERZ
MOCZOWY
<0,001
<0,001
47
NARZĄDY KUMULUJĄCE
30
mg•g-1s.m.
25
20
15
10
5
0
trzustka
wątroba
pęcherz moczowy
nerka
Wykres 23. Średnia zawartość miedzi w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Żelazo
Średnia zawartość żelaza w tkankach przełyku była równa 205,572±42,281 µg•g-1s.m.
W tkankach żołądka wartość ta wyniosła 167,053±34,005 µg•g-1s.m., w tkankach jelita
cienkiego
178,976±42,389 µg•g-1s.m.,
z
kolei
w
tkankach
jelita
grubego
164,949±35,573 µg•g-1s.m. Średnia zawartość żelaza w tkankach skóry była najniższa
i wyniosła 84,716±7,880 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach
skóry, a zawartościami żelaza w tkankach przełyku i jelita cienkiego (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 24 i przedstawiono w tabeli 15.
Tabela 15. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
PRZEŁYK
SKÓRA
ŻOŁĄDEK
JELITO
CIENKIE
0,031
<0,001
0,005
48
JELITO
GRUBE
0,025
<0,001
0,006
DROGI WCHŁANIANIA
300
mg•g-1s.m.
250
200
150
100
50
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 24. Średnia zawartość żelaza w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość żelaza w tkankach trzustki wyniosła 147,600±53,333 µg•g-1s.m., zaś
w tkankach wątroby była wyższa i osiągnęła wartość 461,487±85,793 µg•g-1s.m.
W tkankach
nerki
średnia
zawartość
żelaza
była
najwyższa
i
wyniosła
634,257±109,027 µg•g-1s.m., a w tkankach pęcherza moczowego najniższa – jej wartość
była równa 95,352±27,981 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang
wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza
w tkankach trzustki, a zawartościami żelaza w tkankach wątroby (p=0,001) i nerki
(p<0,001), a także pomiędzy zawartością żelaza w tkankach pęcherza moczowego,
a zawartościami tego pierwiastka w tkankach wątroby i nerki (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 25 i przedstawiono w tabeli 16.
Tabela 16. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
PĘCHERZ
MOCZOWY
WĄTROBA
0,001
<0,001
NERKA
<0,001
<0,001
49
NARZĄDY KUMULUJĄCE
800
700
mg•g-1s.m.
600
500
400
300
200
100
0
trzustka
wątroba
pęcherz moczowy
nerka
Wykres 25. Średnia zawartość żelaza w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Kadm
Średnia zawartość kadmu w tkankach przełyku wyniosła 0,899±0,074 µg•g-1s.m.
Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach przełyku, a zawartościami kadmu
w tkankach jelita cienkiego, jelita grubego (p<0,001) i żołądka (p=0,001). Średnia
zawartość
kadmu
stopniowo
zwiększała
się
kolejno
w:
tkankach
żołądka
(1,167±0,124 µg•g-1s.m.), jelita cienkiego (1,280±0,129 µg•g-1s.m.) i jelita grubego
(1,357±0,122 µg•g-1s.m.), natomiast w tkankach skóry osiągnęła ona najniższą wartość,
równą 0,604±0,060 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością kadmu w tkankach skóry,
a zawartościami tego metalu w tkankach jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001) oraz
żołądka (p=0,001), stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie.
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 26 i przedstawiono w tabeli 17.
50
Tabela 17. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
ŻOŁĄDEK
0,001
0,001
JELITO
CIENKIE
<0,001
<0,001
JELITO
GRUBE
<0,001
ŻOŁĄDEK
0,027
SKÓRA
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
1,6
1,4
-1
mg•g s.m.
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 26. Średnia zawartość kadmu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość kadmu w tkankach trzustki była stosunkowo niska w porównaniu
z jego zawartością w pozostałych narządach – wyniosła ona 3,058±0,819 µg•g-1s.m.
W tkankach wątroby (44,535±2,965 µg•g-1s.m.) i nerki (31,160±2,756 µg•g-1s.m.) osiągnęła
najwyższą wartość, zaś w tkankach pęcherza moczowego wartość najniższą, równą
1,930±0,075 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach wątroby,
a zawartością kadmu w tkankach trzustki (p<0,001), oraz pomiędzy zawartością kadmu
w tkankach pęcherza moczowego, a zawartościami kadmu w tkankach wątroby i nerki
(p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 27 i przedstawiono w tabeli 18.
51
Tabela 18. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
<0,001
NERKA
0,023
0,023
PĘCHERZ
MOCZOWY
0,032
<0,001
WĄTROBA
NERKA
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
50
mg•g-1s.m.
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
trzustka
wątroba
nerka
pęcherz moczowy
Wykres 27. Średnia zawartość kadmu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Ołów
Średnia zawartość ołowiu w tkankach przełyku była najwyższa i wyniosła
16,067±4,536 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach przełyku,
a zawartościami tego pierwiastka w tkankach żołądka, jelita cienkiego i skóry (p<0,001).
Nieco
mniejszą
zawartość
ołowiu
stwierdzono
w
tkankach
jelita
grubego
-1
(15,857±2,157 µg•g s.m.). Pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach tego narządu,
a zawartościami ołowiu w tkankach żołądka, jelita cienkiego i skóry także wykazano
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach żołądka średnia
zawartość ołowiu była równa 10,557±3,275 µg•g-1s.m., w tkankach jelita cienkiego
9,126±3,219 µg•g-1s.m., a w tkankach skóry 12,902±2,863 µg•g-1s.m. Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 28 i przedstawiono w tabeli 19.
52
Tabela 19. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
ŻOŁĄDEK
JELITO
CIENKIE
SKÓRA
PRZEŁYK
<0,001
<0,001
<0,001
JELITO
GRUBE
<0,001
<0,001
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
25
mg•g-1s.m.
20
15
10
5
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 28. Średnia zawartość ołowiu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość ołowiu wyniosła w tkankach trzustki 16,541±4,133 µg•g-1s.m.
W tkankach wątroby była ona niższa i wyniosła 9,953±3,874 µg•g-1s.m., natomiast
w tkankach nerki była najwyższa – osiągnęła wartość 22,783±3,402 µg•g-1s.m. Wielokrotne
porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie
pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach nerki, a zawartościami ołowiu w tkankach
wątroby i pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach pęcherza moczowego średnia
zawartość ołowiu była najniższa i wyniosła 3,924±1,488 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością
ołowiu w tkankach pęcherza moczowego, a zawartością ołowiu w tkankach trzustki także
stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 29 i przedstawiono w tabeli 20.
53
Tabela 20. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
0,030
PĘCHERZ
MOCZOWY
<0,001
WĄTROBA
NERKA
<0,001
0,039
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
30
mg•g-1s.m.
25
20
15
10
5
0
trzustka
wątroba
nerka
pęcherz moczowy
Wykres 29. Średnia zawartość ołowiu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Nikiel
Średnie zawartości niklu były zbliżone w tkankach przełyku (11,336±2,991 µg•g-1s.m.)
i w tkankach żołądka (11,409±3,445 µg•g-1s.m.). W tkankach jelita cienkiego wartość ta
była nieco mniejsza (9,170±2,576 µg•g-1s.m.), natomiast w tkankach jelita grubego średnia
zawartość niklu była najwyższa i wyniosła 14,718±3,216 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych
porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością niklu w tkankach jelita grubego, a zawartościami niklu w tkankach jelita
cienkiego i skóry (p<0,001). W tkankach skóry średnia zawartość niklu była najniższa
i wyniosła 7,100±1,481 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 30
i przedstawiono w tabeli 21.
54
Tabela 21. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
ŻOŁĄDEK
JELITO
CIENKIE
JELITO
GRUBE
0,039
0,024
<0,001
SKÓRA
0,016
0,023
JELITO
GRUBE
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
20
mg•g-1s.m.
18
16
14
12
10
8
6
4
2
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 30. Średnia zawartość niklu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość niklu w tkankach trzustki wyniosła 10,500±3,034 µg•g-1s.m.
W tkankach wątroby osiągnęła niższą wartość (8,996±2,212 µg•g-1s.m.), podobnie jak
w tkankach pęcherza moczowego, gdzie wyniosła 7,071±2,475 µg•g-1s.m. Średnia
zawartość niklu w tkankach nerki była zdecydowanie najwyższa i osiągnęła wartość
23,219±3,786 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach nerki,
a zawartościami niklu w tkankach trzustki, wątroby i pęcherza moczowego (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 31 i przedstawiono w tabeli 22.
55
Tabela 22. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
NERKA
<0,001
<0,001
PĘCHERZ
MOCZOWY
0,021
NERKA
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
30
•g-1s.m.
m g
25
20
15
10
5
0
wątroba
trzustka
nerka
pęcherz moczowy
Wykres 31. Średnia zawartość niklu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Rtęć
Średnie zawartości rtęci w tkankach przełyku (0,016±0,002 µg•g-1ś.m.), żołądka
(0,018±0,004 µg•g-1ś.m.),
jelita
grubego
(0,020±0,004 µg•g-1ś.m.)
i
skóry
(0,015±0,002 µg•g-1ś.m.) osiągnęły zbliżone wartości. W tkankach jelita cienkiego średnia
zawartość tego metalu była zdecydowanie najwyższa i wyniosła 0,042±0,004 µg•g-1ś.m.
Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach jelita cienkiego, a zawartościami rtęci
w tkankach przełyku, żołądka, jelita grubego i skóry (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 32 i przedstawiono w tabeli 23.
56
Tabela 23. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
ŻOŁĄDEK
JELITO
GRUBE
SKÓRA
JELITO
CIENKIE
<0,001
<0,001
<0,001
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
0,05
mg•g-1ś.m.
0,045
0,04
0,035
0,03
0,025
0,02
0,015
0,01
0,005
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
skóra
jelito grube
Wykres 32. Średnia zawartość rtęci w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1ś.m.).
Średnia
zawartość
rtęci
osiągnęła
najniższą
wartość
w
tkankach
trzustki
(0,011±0,002 µg•g-1ś.m.) i w tkankach pęcherza moczowego (0,009±0,001 µg•g-1ś.m.).
W tkankach wątroby średnia zawartość tego metalu była równa 0,023±0,004 µg•g-1ś.m.,
z kolei w tkankach nerki osiągnęła wartość najwyższą, równą 0,035±0,003 µg•g-1ś.m.
Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach trzustki, a zawartością rtęci
w tkankach nerki (p<0,001), a także pomiędzy zawartością rtęci w tkankach pęcherza
moczowego, a zawartościami tego metalu w tkankach wątroby i nerki (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 33 i przedstawiono w tabeli 24.
57
Tabela 24. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
0,005
NERKA
<0,001
WĄTROBA
PĘCHERZ
MOCZOWY
<0,001
0,026
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
0,045
0,04
mg•g-1ś.m.
0,035
0,03
0,025
0,02
0,015
0,01
0,005
0
wątroba
trzustka
pęcherz moczowy
nerka
Wykres 33. Średnia zawartość rtęci w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1ś.m.).
Zawartość pierwiastków biogennych
w tkankach nowotworowych
i
metali
ciężkich
W tkankach narządów objętych procesem nowotworowym (żołądek, jelito grube,
nerka, pęcherz moczowy), pobranych z trzech różnych miejsc (tkanki guza, tkanki
otaczające guz, tkanki oddalone od guza) oraz w odpowiadających im tkankach narządów
kontrolnych, określono średnią zawartość pierwiastków biogennych (Na, K, Ca, Mg, Zn,
Cu, Fe) i metali ciężkich (Cd, Pb, Ni, Hg). Zastosowano parametryczną lub
nieparametryczną analizę wariancji dla prób niezależnych, a po odrzuceniu hipotezy
zerowej zastosowano wielokrotne porównania średnich rang lub analizę Post-hoc.
Sód
Średnia
zawartość
sodu
wyniosła
w
tkankach
kontrolnych
żołądka
2151,730±456,498 µg•g-1s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka
1754,390±125,307 µg•g-1s.m.,
w
tkankach
w
bezpośrednim
-1
sąsiedztwie
guza
nowotworowego żołądka 1813,958±392,644 µg•g s.m., natomiast w tkankach guza
58
nowotworowego żołądka 2029,442±448,159 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na
wykresie 34.
RAK ŻOŁĄDKA
3000
mg•g-1s.m.
2500
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 34. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa
i wyniosła 2160,886±489,340 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego
jelita grubego była niewiele wyższa, a jej wartość równa 2285,086±466,794 µg•g-1s.m.
Średnia zawartość sodu w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
jelita grubego była najwyższa i wyniosła 3325,963±610,136 µg•g-1s.m., zaś w tkankach
guza nowotworowego jelita grubego wartość ta była równa 3037,121±673,046 µg•g-1s.m.
Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy zawartością sodu w tkankach kontrolnych jelita grubego,
a zawartościami sodu w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego
(p<0,001), a także pomiędzy zawartością sodu w tkankach oddalonych od guza jelita
grubego, a zawartościami sodu w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita
grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 35 i przedstawiono
w tabeli 25.
59
Tabela 25. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,005
RAK JELITA GRUBEGO
4500
mg•g-1s.m.
4000
3500
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 35. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość sodu była najwyższa w tkankach kontrolnych nerki i wyniosła
5091,264±969,705 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością sodu w tkankach kontrolnych nerki,
a zawartościami sodu w tkankach oddalonych od guza, w tkankach sąsiadujących z guzem
i w tkankach guza nerki, wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie
(p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki średnia zawartość sodu
osiągnęła wartość 2560,792±734,399 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie
guza
nowotworowego
nerki
2353,316±580,040 µg•g-1s.m.,
a
w
tkankach
guza
nowotworowego nerki wyniosła ona 2976,536±484,886 µg•g-1s.m. Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 36 i przedstawiono w tabeli 26.
60
Tabela 26. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
0,002
<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
GUZA
<0,001
RAK NERKI
7000
mg•g-1s.m.
6000
5000
4000
3000
2000
1000
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 36. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa
i wyniosła 1244,177±254,150 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego
pęcherza moczowego była wyższa i osiągnęła wartość 1740,780±451,824 µg•g-1s.m.,
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego
1936,429±538,919 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego pęcherza
moczowego
średnia
zawartość
tego
pierwiastka
była
najwyższa
i
wyniosła
-1
2670,537±409,441 µg•g s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością sodu w tkankach
kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartością sodu w tkankach guza pęcherza
moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 37 i przedstawiono
w tabeli 27.
61
Tabela 27. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,007
<0,001
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
3500
mg
• g-1s.m.
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 37. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza
moczowego (µg•g-1s.m.).
Potas
Średnia zawartość potasu wyniosła 1428,993±131,183 µg•g-1s.m. w tkankach
kontrolnych żołądka. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka osiągnęła
najwyższą wartość, równą 1561,689±370,896 µg•g-1s.m., a w tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie
guza
nowotworowego
żołądka
wartość
najniższą,
równą
1091,544±244,478 µg•g-1s.m. Średnia zawartość potasu w tkankach guza nowotworowego
żołądka była równa 1220,471±153,135 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań
średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością potasu w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartością potasu w tkankach
sąsiadujących z guzem żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 38
i przedstawiono w tabeli 28.
62
Tabela 28. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,017
RAK ŻOŁĄDKA
2500
mg•g-1s.m.
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 38. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych jelita grubego wyniosła
1389,703±265,928 µg•g-1s.m., zaś w tkankach oddalonych od guza nowotworowego była
nieco niższa i wyniosła 1370,608±183,947 µg•g-1s.m. W tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego, średnia zawartość potasu była równa
1712,779±166,370 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach
sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami potasu w tkankach kontrolnych
i oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001). Średnia zawartość potasu w tkankach guza
nowotworowego jelita grubego była najwyższa i wyniosła 2307,234±355,382 µg•g-1s.m.
Pomiędzy zawartością potasu w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego
pierwiastka w tkankach kontrolnych, oddalonych od guza jelita grubego i sąsiadujących
z guzem jelita grubego, także stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych
63
statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 39 i przedstawiono
w tabeli 29.
Tabela 29. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK JELITA GRUBEGO
3000
mg•g-1s.m.
2500
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 39. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość potasu była najwyższa w tkankach kontrolnych nerki i osiągnęła
wartość 3673,312±469,444 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego
nerki średnia zawartość potasu była niższa i wyniosła 1628,513±204,828 µg•g-1s.m.,
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki osiągnęła wartość
1598,094±223,949 µg•g-1s.m.,
natomiast
w tkankach
guza nowotworowego nerki
2193,926±364,998 µg•g-1s.m. Wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie
pomiędzy zawartością potasu w tkankach kontrolnych nerki, a zawartościami potasu
w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001).
Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała ponadto istnienie różnic wysoce
64
istotnych
statystycznie
pomiędzy
zawartością
potasu
w
tkankach
guza
nerki,
a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych (p=0,001), w tkankach
oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 40 i przedstawiono w tabeli 30.
Tabela 30. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
<0,001
<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
GUZA
0,001
RAK NERKI
4500
mg•g-1s.m.
4000
3500
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 40. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość potasu wyniosła w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego
1214,010±149,842 µg•g-1s.m., a w tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza
moczowego 1825,308±93,104 µg•g-1s.m. W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza
nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość potasu była najniższa i wyniosła
1179,986±312,665 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego
najwyższa (1852,920±82,964 µg•g-1s.m.). Analiza wielokrotnych porównań średnich rang
wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu
65
w tkankach guza pęcherza moczowego, a zawartościami potasu w tkankach kontrolnych
i sąsiadujących z guzem pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano
na wykresie 41 i przedstawiono w tabeli 31.
Tabela 31. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,002
0,002
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
2500
mg•g-1s.m.
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 41. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wapń
Średnia zawartość wapnia była najniższa w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosła
693,174±92,827 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka
wartość ta była wyższa i wyniosła 989,373±51,201 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie
guza
nowotworowego
żołądka
1139,339±148,298 µg•g-1s.m.,
z
kolei
w tkankach guza nowotworowego żołądka średnia zawartość wapnia była najwyższa
i wyniosła 1223,456±150,448 µg•g-1s.m. Analiza wyników wielokrotnych porównań
66
średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością wapnia w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami wapnia w tkankach
sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 42 i przedstawiono w tabeli 32.
Tabela 32. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
<0,001
RAK ŻOŁĄDKA
1600
1400
mg•g-1s.m.
1200
1000
800
600
400
200
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 42. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
żołądka (µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa
i wyniosła 762,172±123,921 µg•g-1s.m. Analiza Post-hoc wykazała istnienie różnic wysoce
istotnych statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach kontrolnych jelita
grubego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach
guza jelita grubego (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita
grubego średnia zawartość wapnia była równa 1226,033±230,368 µg•g-1s.m., a w tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego była ona najwyższa
i wyniosła 1900,565±169,061 µg•g-1s.m. Średnia zawartość wapnia w tkankach guza
67
nowotworowego jelita grubego wyniosła 1876,969±145,209 µg•g-1s.m. Stwierdzono
występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością wapnia
w tkankach oddalonych od guza jelita grubego, a zawartościami tego pierwiastka
w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 43 i przedstawiono w tabeli 33.
Tabela 33. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
RAK JELITA GRUBEGO
2500
mg•g-1s.m.
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 43. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
W
tkankach
kontrolnych
nerki
średnia
zawartość
wapnia
wyniosła
-1
1437,921±142,877 µg•g s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki
1822,969±145,716 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza
nowotworowego nerki 1256,834±242,883 µg•g-1s.m. Średnia zawartość wapnia w tkankach
guza nerki była najwyższa i osiągnęła wartość 2156,383±283,579 µg•g-1s.m. Analiza
wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych
68
statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach guza nerki, a zawartościami tego
pierwiastka w tkankach kontrolnych, oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących
z guzem nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 44 i przedstawiono
w tabeli 34.
Tabela 34. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,010
TKANKI
GUZA
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
<0,001
RAK NERKI
3000
mg•g-1s.m.
2500
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 44. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa
i wyniosła 404,086±158,480 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością wapnia w tkankach
kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartością tego pierwiastka w tkankach oddalonych
od guza i w tkankach guza pęcherza moczowego wykazano istnienie różnic wysoce
istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego
pęcherza moczowego średnia zawartość wapnia była równa 2407,971±672,823 µg•g-1s.m.,
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego
69
1485,671±373,566 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego
była ona najwyższa i osiągnęła wartość 2932,736±314,977 µg•g-1s.m. Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 45 i przedstawiono w tabeli 35.
Tabela 35. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,013
<0,001
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
3500
mg•g-1s.m.
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 45. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Magnez
Średnia zawartość magnezu była najniższa w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosła
178,913±36,208 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka
wartość ta była wyższa i wyniosła 290,138±24,417 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 340,034±39,048 µg•g-1s.m., a w tkankach guza
nowotworowego żołądka 327,070±33,333 µg•g-1s.m. Analiza Post-hoc wykazała istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach
kontrolnych żołądka, a zawartościami magnezu w tkankach sąsiadujących z guzem
70
i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 46
i przedstawiono w tabeli 36.
Tabela 36. Średnia zawartość magnezu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy tkankami kontrolnymi
i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,002
<0,001
<0,001
RAK ŻOŁĄDKA
400
350
mg•g-1s.m.
300
250
200
150
100
50
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 46. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
żołądka (µg•g-1s.m.).
W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość magnezu była najniższa
i wyniosła 308,592±63,764 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach oddalonych od guza jelita
grubego osiągnęła najwyższą wartość, równą 527,216±98,764 µg•g-1s.m. Średnia zawartość
magnezu w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego
wyniosła 483,682±75,731 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego jelita grubego
464,245±123,149 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach
kontrolnych jelita grubego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach oddalonych od
guza, w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 47 i przedstawiono w tabeli 37.
71
Tabela 37. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
<0,001
<0,001
0,010
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
RAK JELITA GRUBEGO
700
mg•g-1s.m.
600
500
400
300
200
100
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 47. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Średnie zawartości magnezu były podobne w tkankach kontrolnych nerki
(320,633±27,492 µg•g-1s.m.), w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki
(355,125±104,260 µg•g-1s.m.) oraz w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza
nowotworowego nerki (358,696±70,055 µg•g-1s.m.). W tkankach guza nowotworowego
nerki średnia zawartość magnezu była najwyższa i wyniosła 826,945±43,750 µg•g-1s.m.
Pomiędzy zawartością magnezu w tkankach guza nerki, a zawartościami magnezu
w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki
wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 48 i przedstawiono w tabeli 38.
72
Tabela 38. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
<0,001
mg
• g-1s.m.
RAK NERKI
1000
900
800
700
600
500
400
300
200
100
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 48. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość magnezu była najniższa w tkankach kontrolnych pęcherza
moczowego i wyniosła 138,107±34,103 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach oddalonych od
guza
nowotworowego
pęcherza
moczowego
była
ona
najwyższa
i
wyniosła
1039,293±259,333 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach
kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami magnezu w tkankach oddalonych od
guza i w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość magnezu była
równa 544,970±82,523 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego pęcherza
moczowego 814,630±35,401 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 49
i przedstawiono w tabeli 39.
73
Tabela 39. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,025
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,046
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
1400
mg•g-1s.m.
1200
1000
800
600
400
200
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 49. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Cynk
Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła
205,939±42,200 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka
średnia zawartość cynku osiągnęła najwyższą wartość, równą 536,171±27,478 µg•g-1s.m.
W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka wartość ta
wyniosła 371,478±34,476 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego żołądka
409,667±52,186 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach
kontrolnych żołądka, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach oddalonych od guza,
74
w tkankach sąsiadujących z guzem oraz w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 50 i przedstawiono w tabeli 40.
Tabela 40. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
<0,001
<0,001
RAK ŻOŁĄDKA
600
mg•g-1s.m.
500
400
300
200
100
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 50. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość cynku była najniższa
i wyniosła 234,483±43,455 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza jelita grubego
średnia
zawartość
cynku
była
równa
319,415±58,360 µg•g-1s.m.,
w
tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza jelita grubego 547,968±104,223 µg•g-1s.m., natomiast
w tkankach guza nowotworowego jelita grubego była ona najwyższa i wyniosła
644,080±66,910 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach
sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami cynku tkankach kontrolnych
i w tkankach oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001), a także pomiędzy zawartością
cynku w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego mikroelementu w tkankach
75
kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita
grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 51 i przedstawiono
w tabeli 41.
Tabela 41. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK JELITA GRUBEGO
800
700
mg•g-1s.m.
600
500
400
300
200
100
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 51. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość cynku była najwyższa w tkankach kontrolnych nerki, a jej wartość
równa 896,796±110,493 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki
wartość ta wyniosła 674,825±119,030 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang
wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku
w tkankach sąsiadujących z guzem nerki, a zawartościami cynku w tkankach kontrolnych
(p<0,001) i w tkankach oddalonych od guza nerki (p=0,001). Średnia zawartość cynku
w tkankach
w
bezpośrednim
sąsiedztwie
guza
nowotworowego
nerki
wyniosła
559,654±142,324 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego nerki była ona
76
najniższa i wyniosła 279,190±43,042 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością cynku w tkankach
guza nerki, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych, w tkankach
oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki wykazano istnienie różnic
wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 52
i przedstawiono w tabeli 42.
Tabela 42. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,047
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK NERKI
1200
mg•g-1s.m.
1000
800
600
400
200
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 52. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa
i wyniosła 150,435±28,904 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością cynku w tkankach
kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami cynku w tkankach oddalonych od guza
77
i w tkankach guza pęcherza moczowego wykazano istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza
moczowego średnia zawartość cynku wyniosła 1040,506±123,611 µg•g-1s.m., w tkankach
w bezpośrednim
sąsiedztwie
guza
nowotworowego
pęcherza
moczowego
424,519±93,738 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza nowotworowego pęcherza
moczowego była ona najwyższa i wyniosła 1283,104±157,499 µg•g-1s.m. Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 53 i przedstawiono w tabeli 43.
Tabela 43. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,027
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,017
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
1600
1400
mg•g-1s.m.
1200
1000
800
600
400
200
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 53. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Miedź
Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła
8,914±3,084 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka
78
była ona najwyższa i wyniosła 142,030±17,630 µg•g-1s.m. W tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka średnia zawartość miedzi była równa
34,651±10,989 µg•g-1s.m.,
a
w
tkankach
guza
nowotworowego
żołądka
86,666±13,016 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach
kontrolnych żołądka, a zawartościami miedzi w tkankach oddalonych od guza i w tkankach
guza żołądka (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością miedzi w tkankach kontrolnych
żołądka, a zawartością miedzi w tkankach sąsiadujących z guzem żołądka (p=0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 54 i przedstawiono w tabeli 44.
Tabela 44. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,034
RAK ŻOŁĄDKA
180
mg•g-1s.m.
160
140
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 54. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
79
W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość miedzi była najniższa
i wyniosła 19,276±4,113 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita
grubego wyniosła ona 52,635±14,850 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie
guza nowotworowego jelita grubego 74,389±15,195 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza
jelita grubego osiągnęła najwyższą wartość, równą 129,605±21,281 µg•g-1s.m. Analiza
wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach sąsiadujących z guzem jelita
grubego, a zawartościami miedzi w tkankach kontrolnych i oddalonych od guza jelita
grubego (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością miedzi w tkankach guza jelita grubego,
a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza
i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 55 i przedstawiono w tabeli 45.
Tabela 45. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,031
<0,001
<0,001
<0,001
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
80
RAK JELITA GRUBEGO
160
140
mg•g-1s.m.
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 55. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość miedzi była najniższa w tkankach kontrolnych nerki i wyniosła
17,069±4,362 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego nerki osiągnęła najwyższą
wartość, równą 105,636±15,751 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością miedzi w tkankach
sąsiadujących z guzem nerki, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych
i oddalonych od guza nerki wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie
(p<0,001). Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała ponadto istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach guza nerki,
a zawartościami miedzi w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza
i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nerki
średnia
zawartość
miedzi
wyniosła
73,139±14,961 µg•g-1s.m.,
a
w
tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki 84,758±13,255 µg•g-1s.m.
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 56 i przedstawiono w tabeli 46.
81
Tabela 46. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,003
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK NERKI
140
mg•g-1s.m.
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 56. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa
i
wyniosła
5,349±1,883 µg•g-1s.m.,
z
kolei
w
tkankach
oddalonych
od
guza
nowotworowego pęcherza moczowego była ona najwyższa i osiągnęła wartość
131,120±31,122 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością miedzi w tkankach kontrolnych pęcherza
moczowego, a zawartościami miedzi w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza
pęcherza moczowego stwierdzono istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie
(p<0,001). Średnia zawartość miedzi w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza
nowotworowego pęcherza moczowego wyniosła 54,412±8,341 µg•g-1s.m., zaś w tkankach
82
guza nowotworowego pęcherza moczowego 95,741±14,962 µg•g-1s.m. Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 57 i przedstawiono w tabeli 47.
Tabela 47. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,027
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,032
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
180
mg•g-1s.m.
160
140
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 57. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Żelazo
Średnia zawartość żelaza była najniższa w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosła
166,325±34,005 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach
kontrolnych żołądka, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach sąsiadujących z guzem
i w tkankach guza żołądka (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego
żołądka średnia zawartość żelaza wyniosła 369,532±44,102 µg•g-1s.m., w tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 340,881±47,163 µg•g-1s.m.,
83
natomiast w tkankach guza nowotworowego żołądka 323,696±68,132 µg•g-1s.m. Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 58 i przedstawiono w tabeli 48.
Tabela 48. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,003
<0,001
<0,001
RAK ŻOŁĄDKA
450
mg•g-1s.m.
400
350
300
250
200
150
100
50
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 58. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość żelaza wyniosła w tkankach kontrolnych jelita grubego
164,949±35,573 µg•g-1s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego
548,007±69,432 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
jelita grubego 727,330±63,709 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego jelita
grubego 646,494±84,531 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach
sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami żelaza w tkankach kontrolnych
i w tkankach oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością
żelaza w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami żelaza w tkankach kontrolnych,
84
w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego
(p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 59 i przedstawiono w tabeli 49.
Tabela 49. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,028
<0,001
<0,001
<0,001
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK JELITA GRUBEGO
900
mg•g-1s.m.
800
700
600
500
400
300
200
100
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 59. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych nerki była najniższa i wyniosła
634,257±109,027 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki
(733,121±86,938 µg•g-1s.m.)
i
w
tkankach
w
bezpośrednim
sąsiedztwie
guza
nowotworowego nerki (650,574±141,670 µg•g-1s.m.), średnie zawartości żelaza miały
zbliżoną wartość. W tkankach guza nowotworowego nerki średnia zawartość żelaza była
zdecydowanie najwyższa i wyniosła 1600,036±193,134 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych
85
porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością żelaza w tkankach guza nerki, a zawartościami żelaza w tkankach kontrolnych,
w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 60 i przedstawiono w tabeli 50.
Tabela 50. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,012
TKANKI
GUZA
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,022
<0,001
<0,001
mg•g-1s.m.
RAK NERKI
2000
1800
1600
1400
1200
1000
800
600
400
200
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki oddalone od
guza
tkanki guza
Wykres 60. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa
i wyniosła 95,352±27,981 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach
kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami żelaza w tkankach oddalonych od guza
i w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza
nowotworowego
pęcherza
696,047±123,594 µg•g-1s.m.,
moczowego
w
średnia
tkankach
w
86
zawartość
bezpośrednim
żelaza
była
sąsiedztwie
równa
guza
nowotworowego pęcherza moczowego 442,632±209,270 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach
guza nowotworowego pęcherza moczowego wartość ta była najwyższa i wyniosła
1354,767±199,583 µg•g-1s.m.
Omówione
wyniki
zilustrowano
na
wykresie
61
i przedstawiono w tabeli 51.
Tabela 51. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,020
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,030
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
1800
mg•g-1s.m.
1600
1400
1200
1000
800
600
400
200
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 61. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Kadm
Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych żołądka była najwyższa i wyniosła
1,167±0,124 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością kadmu w tkankach kontrolnych żołądka,
a zawartościami kadmu w tkankach sąsiadujących z guzem (p=0,001) i w tkankach guza
żołądka (p<0,001) wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie. W tkankach
oddalonych od guza nowotworowego żołądka średnia zawartość kadmu była równa
87
0,509±0,017 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
żołądka 0,610±0,058 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego żołądka średnia
zawartość tego metalu była najniższa i wyniosła 0,356±0,062 µg•g-1s.m. Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 62 i przedstawiono w tabeli 52.
Tabela 52. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,029
0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,008
RAK ŻOŁĄDKA
1,4
mg•g-1s.m.
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki oddalone od
guza
tkanki guza
Wykres 62. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość kadmu była najwyższa
i wyniosła 1,357±0,122 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita
grubego średnia zawartość kadmu była równa 0,584±0,025 µg•g-1s.m., w tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego wartość ta wyniosła
0,815±0,065 µg•g-1s.m.,
a
w
tkankach
guza
-1
nowotworowego
jelita
grubego
0,541±0,030 µg•g s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie
88
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach
kontrolnych jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach oddalonych od guza
i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością kadmu w tkankach
sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami kadmu w tkankach oddalonych od
guza i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na
wykresie 63 i przedstawiono w tabeli 53.
Tabela 53. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK JELITA GRUBEGO
1,6
1,4
mg•g-1s.m.
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 63. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Średnia
zawartość
kadmu
w
tkankach
kontrolnych
nerki
była
równa
31,160±2,758 µg•g-1s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki wyniosła
89
88,218±5,293 µg•g-1s.m., a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
nerki osiągnęła najwyższą wartość, równą 112,417±9,418 µg•g-1s.m. W tkankach guza
nowotworowego
nerki
średnia
zawartość
kadmu
była
najniższa
i
wyniosła
3,055±0,690 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach
sąsiadujących z guzem nerki, a zawartościami kadmu w tkankach kontrolnych, w tkankach
oddalonych od guza i w tkankach guza nerki (p<0,001), a także pomiędzy zawartością
kadmu w tkankach guza nerki, a zawartością tego metalu w tkankach oddalonych od guza
nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 64 i przedstawiono
w tabeli 54.
Tabela 54. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK NERKI
140
mg•g-1s.m.
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 64. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
90
Średnia zawartość kadmu była najwyższa w tkankach kontrolnych pęcherza
moczowego i wyniosła 1,930±0,075 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza
nowotworowego
pęcherza
moczowego
średnia
zawartość
kadmu
była
równa
0,815±0,044 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
pęcherza moczowego 0,402±0,045 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza nowotworowego
pęcherza moczowego, wartość ta była najniższa i wyniosła 0,192±0,049 µg•g-1s.m.
Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego,
a zawartościami tego metalu w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza pęcherza
moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 65 i przedstawiono
w tabeli 55.
Tabela 55. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
<0,001
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
2,5
mg•g-1s.m.
2
1,5
1
0,5
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 65. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
91
Ołów
Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła
10,557±3,275 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka była
ona
najwyższa
–
jej
wartość
51,727±7,171 µg•g-1s.m.
wyniosła
W
tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka średnia zawartość ołowiu była
równa 35,728±7,603 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego żołądka
28,265±8,188 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach
kontrolnych żołądka, a zawartościami ołowiu w tkankach oddalonych od guza, w tkankach
sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 66 i przedstawiono w tabeli 56.
Tabela 56. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
<0,001
<0,001
RAK ŻOŁĄDKA
70
mg•g-1s.m.
60
50
40
30
20
10
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 66. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
92
Średnia zawartość ołowiu była najniższa w tkankach kontrolnych jelita grubego
i wyniosła
15,857±2,157 µg•g-1s.m.
W
tkankach
jelita
grubego
pacjentów
ze zdiagnozowanym nowotworem tego narządu, zawartość ołowiu była zdecydowanie
wyższa: w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego wyniosła
45,090±9,343 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
jelita grubego 78,572±7,811 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego jelita grubego
osiągnęła wartość 98,042±25,124 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang
wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu
w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami ołowiu w tkankach
kontrolnych i oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001), a także pomiędzy zawartością
ołowiu w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach
kontrolnych, w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach oddalonych od guza jelita
grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 67 i przedstawiono
w tabeli 57.
Tabela 57. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
93
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK JELITA GRUBEGO
140
mg•g-1s.m.
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 67. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość ołowiu osiągnęła najniższą wartość (22,783±3,402 µg•g-1s.m.)
w tkankach kontrolnych nerki, z kolei wartość najwyższą (159,154±9,656 µg•g-1s.m.)
w tkankach guza nowotworowego nerki. Pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach guza
nerki, a zawartościami ołowiu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza
i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki stwierdzono występowanie różnic wysoce
istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nerki średnia zawartość
ołowiu była równa 92,425±11,232 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie guza nowotworowego nerki wartość ta wyniosła 52,068±7,596 µg•g-1s.m.
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 68 i przedstawiono w tabeli 58.
Tabela 58. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,013
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
94
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK NERKI
180
mg•g-1s.m.
160
140
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 68. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość ołowiu była zdecydowanie najniższa w tkankach kontrolnych
pęcherza moczowego i wyniosła 3,924±1,488 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach oddalonych
od
guza
pęcherza
moczowego
osiągnęła
ona
wartość
najwyższą,
równą
152,985±15,296 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach
kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami ołowiu w tkankach oddalonych
i w tkankach sąsiadujących z guzem pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach
sąsiadujących z guzem pęcherza moczowego, średnia zawartość ołowiu była równa
109,413±16,990 µg•g-1s.m., a w tkankach guza tego narządu 50,367±9,680 µg•g-1s.m.
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 69 i przedstawiono w tabeli 59.
Tabela 59. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
<0,001
0,027
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,012
95
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
180
mg•g-1s.m.
160
140
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 69. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Nikiel
Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła
11,409±3,445 µg•g-1s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka
58,065±7,189 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
żołądka 49,050±8,024 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza nowotworowego żołądka
33,982±7,730 µg•g-1s.m. Analiza Post-hoc wykazała istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami
niklu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza żołądka (p<0,001) oraz pomiędzy
zawartością niklu w tkankach guza żołądka, a zawartościami tego metalu w tkankach
kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza żołądka (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 70 i przedstawiono w tabeli 60.
Tabela 60. Średnia zawartość niklu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy tkankami kontrolnymi
i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
<0,001
<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
GUZA
<0,001
96
RAK ŻOŁĄDKA
70
60
mg•g-1s.m.
50
40
30
20
10
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 70. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość niklu osiągnęła najniższą
wartość,
równą
14,718±3,216 µg•g-1s.m.
W
tkankach
jelita
grubego
pacjentów
ze zdiagnozowanym nowotworem tego narządu, zawartość niklu była zdecydowanie
wyższa. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego średnia zawartość
niklu wyniosła 104,538±10,042 µg•g-1s.m., zaś w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie
guza
nowotworowego
jelita
grubego
osiągnęła
wartość
najwyższą,
równą
-1
163,028±13,049 µg•g s.m. Średnia zawartość niklu w tkankach guza nowotworowego jelita
grubego była równa 120,756±21,733 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich
rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu
w tkankach sąsiadujących z guzem nowotworowym jelita grubego, a zawartościami tego
metalu w tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001).
Pomiędzy zawartością niklu w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego metalu
w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących
z guzem jelita grubego, także stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych
statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 71 i przedstawiono
w tabeli 61.
97
Tabela 61. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,023
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
mg•g-1s.m.
RAK JELITA GRUBEGO
200
180
160
140
120
100
80
60
40
20
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 71. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Najniższą średnią zawartość niklu (23,219±3,786 µg•g-1s.m.) stwierdzono w tkankach
kontrolnych nerki, z kolei najwyższą (207,747±25,714 µg•g-1s.m.) w tkankach guza
nowotworowego nerki. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie
różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach guza nerki,
a zawartościami niklu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza
i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza
nowotworowego nerki średnia zawartość niklu była równa 107,871±17,459 µg•g-1s.m.,
a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki wyniosła
98
122,665±10,992 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 72 i przedstawiono
w tabeli 62.
Tabela 62. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,007
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
0,002
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK NERKI
250
mg•g-1s.m.
200
150
100
50
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 72. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa,
a jej wartość wyniosła 7,071±2,475 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang
wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu
w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami tego pierwiastka
w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001).
W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość
99
niklu była najwyższa i wyniosła 205,953±19,899 µg•g-1s.m. Średnia zawartość niklu
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego była
niższa i wyniosła 100,899±28,228 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego
pęcherza moczowego osiągnęła wartość 127,483±21,068 µg•g-1s.m. Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 73 i przedstawiono w tabeli 63.
Tabela 63. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,010
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
0,029
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
250
mg•g-1s.m.
200
150
100
50
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 73. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza
moczowego (µg•g-1s.m.).
Rtęć
Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła
0,018±0,004 µg•g-1ś.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka
(0,037±0,003 µg•g-1ś.m.), w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
żołądka (0,039±0,004 µg•g-1ś.m.) oraz w tkankach guza nowotworowego żołądka
100
(0,040±0,004 µg•g-1ś.m.), wartości te były podobne. Analiza wielokrotnych porównań
średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością rtęci w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami tego pierwiastka
w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 74 i przedstawiono w tabeli 64.
Tabela 64. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
<0,001
mg•g-1ś.m.
RAK ŻOŁĄDKA
0,05
0,045
0,04
0,035
0,03
0,025
0,02
0,015
0,01
0,005
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 74. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1ś.m.).
Średnia zawartość rtęci była najniższa w tkankach kontrolnych jelita grubego
i wyniosła 0,020±0,004 µg•g-1ś.m. Pomiędzy zawartością rtęci w tkankach kontrolnych
jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach oddalonych od guza (p=0,001),
w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001), stwierdzono
występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie. Średnia zawartość rtęci w tkankach
oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego była równa 0,059±0,006 µg•g-1ś.m., zaś
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego wyniosła
101
0,062±0,005 µg•g-1ś.m. Najwyższą średnią zawartość rtęci stwierdzono w tkankach guza
nowotworowego jelita grubego – wyniosła ona 0,105±0,009 µg•g-1ś.m. Wielokrotne
porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie
pomiędzy zawartością rtęci w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego metalu
w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego
(p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 75 i przedstawiono w tabeli 65.
Tabela 65. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,001
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
RAK JELITA GRUBEGO
0,12
mg•g-1ś.m.
0,1
0,08
0,06
0,04
0,02
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 75. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1ś.m.).
W tkankach kontrolnych nerki średnia zawartość rtęci osiągnęła najniższą wartość,
równą 0,035±0,003 µg•g-1ś.m. Pomiędzy zawartością rtęci w tkankach kontrolnych nerki,
a zawartościami tego metalu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących
z guzem nerki, stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001).
Średnie zawartości rtęci w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki
102
(0,205±0,006 µg•g-1ś.m.) i w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
nerki (0,208±0,008 µg•g-1ś.m.) były podobne, natomiast w tkankach guza nowotworowego
nerki średnia zawartość rtęci była równa 0,092±0,006 µg•g-1ś.m. Analiza wielokrotnych
porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
zawartością rtęci w tkankach guza nerki, a zawartościami tego metalu w tkankach
oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 76 i przedstawiono w tabeli 66.
Tabela 66. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
<0,001
0,010
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
RAK NERKI
0,25
mg•g-1ś.m.
0,2
0,15
0,1
0,05
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 76. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1ś.m.).
Średnia zawartość rtęci była najniższa w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego
i wyniosła 0,009±0,001 µg•g-1ś.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang
wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością rtęci
w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami tego pierwiastka
103
w tkankach oddalonych od guza (p=0,001) i w tkankach guza pęcherza moczowego
(p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia
zawartość rtęci wyniosła 0,117±0,007 µg•g-1ś.m., natomiast w tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie guza pęcherza moczowego była ona równa 0,106±0,003 µg•g-1ś.m. Najwyższą
zawartość rtęci (0,276±0,009 µg•g-1ś.m.) stwierdzono w tkankach guza nowotworowego
pęcherza moczowego. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 77 i przedstawiono
w tabeli 67.
Tabela 67. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,024
0,040
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
0,3
mg•g-1ś.m.
0,25
0,2
0,15
0,1
0,05
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 77. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza
moczowego (µg•g-1ś.m.).
104
Zawartość glutationu zredukowanego i aktywność wybranych
enzymów w badanych tkankach, z uwzględnieniem płci, wieku
oraz stanu zdrowia pacjentów
Tkanki zdrowe i nowotworowe kobiet i mężczyzn przyporządkowano do dwóch grup
wiekowych: 20-50 lat (pacjenci młodsi) oraz 51-90 lat (pacjenci starsi). W celu sprawdzenia
istotnych różnic w stężeniu glutationu i aktywności wybranych enzymów, zastosowano
pomiędzy dwoma próbami (kobiety zdrowe i chore oraz mężczyźni zdrowi i chorzy) test
U Manna-Whitney'a lub test T Studenta-Goseta.
Stężenie glutationu zredukowanego
Stężenie GSH u kobiet zdrowych mających 20-50 lat było najniższe i wyniosło
1,177±0,679 µM•mg-1białka. U kobiet chorych mających 20-50 lat stężenie GSH było
równe 2,416±0,857 µM•mg-1białka. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie
różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach kobiet
zdrowych a jego stężeniem w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001).
U kobiet zdrowych mających 51-90 lat stężenie GSH wyniosło 3,354±1,053 µM•mg-1białka,
natomiast u kobiet chorych 6,576±0,903 µM•mg-1białka. W tej grupie wiekowej kobiet
także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001).
U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, stężenie GSH było niskie i wyniosło
2,571±0,829 µM•mg-1białka, z kolei u mężczyzn chorych, stężenie GSH było najwyższe –
jego wartość wyniosła 21,090±4,305 µM•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał
istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach
mężczyzn zdrowych, a jego stężeniem w tkankach mężczyzn chorych (p=0,001). Stężenie
GSH u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosło 3,161±1,434 µM•mg-1białka.
U mężczyzn chorych tej grupy wiekowej stężenie GSH było wyższe i wyniosło
11,263±2,998 µM•mg-1białka. Pomiędzy stężeniem GSH w tkankach mężczyzn chorych,
a jego stężeniem w tkankach mężczyzn zdrowych stwierdzono występowanie różnicy
wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 78.
105
STĘŻENIE GSH W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA
PACJENTÓW
30
mM
• mg-1białka
25
20
ZDROWI
15
CHORZY
10
5
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 78. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet
i mężczyzn w różnym wieku (µM•mg-1białka).
Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej
Aktywność SOD u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa i wyniosła
10,621±3,338 U•mg-1białka. U kobiet chorych tej grupy wiekowej aktywność SOD była
równa 16,417±1,909 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy
wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach kobiet zdrowych,
a jej aktywnością w tkankach kobiet chorych (p<0,001). W grupie kobiet zdrowych
mających 51-90 lat aktywność SOD wyniosła 15,301±2,649 U•mg-1białka, natomiast
u kobiet chorych 11,502±3,309 U•mg-1białka. W tej grupie wiekowej kobiet także
stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Aktywność
SOD u mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat była równa 14,060±2,530 U•mg-1 białka,
zaś u mężczyzn chorych z tej grupy wiekowej była niewiele niższa i wyniosła
11,855±3,485 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce
istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach mężczyzn zdrowych, a jej
aktywnością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Aktywność SOD w grupie
mężczyzn zdrowych w wieku 51-90 lat wyniosła 13,106±3,175 U•mg-1 białka, z kolei
u mężczyzn chorych osiągnęła wartość 18,670±3,312 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością
SOD u mężczyzn chorych, a jej aktywnością u mężczyzn zdrowych stwierdzono
występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 79.
106
AKTYWNOŚĆ SOD W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA
PACJENTÓW
25
U•mg-1białka
20
15
ZDROWI
CHORZY
10
5
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 79. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach zdrowych i nowotworowych
u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka).
Aktywność peroksydazy glutationowej
Aktywność peroksydazy glutationowej u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była
najniższa i wyniosła 0,010±<0,0012 U•mg-1białka, natomiast u kobiet chorych aktywność
peroksydazy glutationowej wyniosła 0,039±0,009 U•mg-1 białka. Analiza testem U MannaWhitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością
GPx w tkankach kobiet zdrowych, a jej aktywnością w tkankach kobiet chorych w tej grupie
wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych mających 51-90 lat aktywność GPx wyniosła
0,023±0,003 U•mg-1białka, natomiast u kobiet chorych 0,113±0,019 U•mg-1 białka. W tej
grupie wiekowej kobiet stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie
pomiędzy badanymi grupami (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat,
aktywność GPx była równa 0,014±0,002 U•mg-1 białka, z kolei u mężczyzn chorych
aktywność GPx była najwyższa, a jej wartość równa 0,515±0,008 U•mg-1białka. Test
U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy
aktywnością GPx w tkankach mężczyzn zdrowych, a jej aktywnością w tkankach mężczyzn
chorych (p<0,001). Aktywność peroksydazy glutationowej u mężczyzn zdrowych starszej
grupy wiekowej wyniosła 0,035±0,005 U•mg-1białka. U mężczyzn chorych w tym samym
wieku aktywność GPx była znacznie wyższa i wyniosła 0,170±0,003 U•mg-1białka.
Pomiędzy aktywnością GPx u mężczyzn chorych, a jej aktywnością u mężczyzn zdrowych
także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 80.
107
AKTYWNOŚĆ GPx W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA
PACJENTÓW
0,6
U
• mg-1białka
0,5
0,4
ZDROWI
0,3
CHORZY
0,2
0,1
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 80. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach zdrowych i nowotworowych
u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka).
Aktywność katalazy
Aktywność CAT w tkankach kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła
0,430±0,024 U•mg-1białka. U kobiet chorych aktywność tego enzymu była najniższa
i wyniosła 0,078±0,001 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy
wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach kobiet zdrowych,
a jej aktywnością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet
zdrowych starszej grupy wiekowej aktywność CAT wyniosła 1,780±0,033 U•mg-1 białka,
natomiast u kobiet chorych była ona niższa i osiągnęła wartość 1,402±0,010 U•mg-1białka.
Także w tej grupie wiekowej kobiet stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej
statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, aktywność CAT była
najwyższa w porównaniu z pozostałymi grupami i wyniosła 1,983±0,007 U•mg-1białka,
z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, aktywność CAT była dużo niższa,
a jej wartość równa 0,766±0,037 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie
różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach mężczyzn
zdrowych, a jej aktywnością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Aktywność katalazy
u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 1,358±0,025 U•mg-1białka, zaś
u mężczyzn chorych była znacznie niższa i wyniosła 0,923±0,040 U•mg-1białka. Pomiędzy
aktywnością katalazy u mężczyzn chorych, a jej aktywnością u mężczyzn zdrowych także
stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione
wyniki zilustrowano na wykresie 81.
108
AKTYWNOŚĆ CAT W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA
PACJENTÓW
2,5
U•mg-1białka
2
1,5
ZDROWI
CHORZY
1
0,5
0
K 20-50
K 51-90
M 20-50
M 51-90
Wykres 81. Aktywność katalazy w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (U•mg-1białka).
Stężenie glutationu zredukowanego i aktywność wybranych
antyoksydantów w tkankach zdrowych
W tkankach narządów stanowiących drogi wchłaniania metali (przełyk, żołądek, jelito
cienkie, jelito grube, skóra) oraz narządów mających tendencję do kumulacji metali
(trzustka, wątroba, nerka, pęcherz moczowy), określono stężenie zredukowanego glutationu
(GSH) i aktywność wybranych enzymów (SOD, CAT, GPx). Zastosowano parametryczną
lub nieparametryczną analizę wariancji dla prób niezależnych, a po odrzuceniu hipotezy
zerowej zastosowano wielokrotne porównania średnich rang lub analizę Post-hoc.
Stężenie zredukowanego glutationu
Stężenie zredukowanego glutationu było najwyższe w tkankach przełyku i wyniosło
5,535±0,969 µM•mg-1białka. W tkankach żołądka wartość ta była nieco niższa
(4,490±0,964 µM•mg-1białka), podobnie jak w tkankach skóry, gdzie wyniosła ona
(3,816±0,637 µM•mg-1białka). Stężenie GSH w tkankach jelita cienkiego było najniższe
i wyniosło 0,955±0,350 µM•mg-1białka. W tkankach jelita grubego jego wartość była równa
1,373±0,477 µM•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach jelita
cienkiego, a stężeniem GSH w tkankach przełyku i żołądka (p<0,001) oraz pomiędzy
stężeniem GSH w tkankach jelita grubego, a jego stężeniem w tkankach przełyku i żołądka
(p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 82 i przedstawiono w tabeli 68.
109
Tabela 68. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
ŻOŁĄDEK
SKÓRA
JELITO
CIENKIE
<0,001
<0,001
0,007
JELITO
GRUBE
<0,001
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
7
mM•mg-1białka
6
5
4
3
2
1
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 82. Stężenie glutationu zredukowanego w narządach stanowiących drogi wchłaniania
metali (µM•mg-1białka).
Stężenie GSH wyniosło w tkankach trzustki 2,636±0,707 µM•mg-1białka. W tkankach
wątroby jego wartość była niższa i wyniosła 1,542±0,420 µM•mg-1białka, z kolei
w tkankach nerki najniższa i równa 1,238±0,328 µM•mg-1białka. Analiza wielokrotnych
porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
stężeniem GSH w tkankach trzustki, a stężeniem GSH w tkankach nerki (p<0,001). Stężenie
glutationu zredukowanego w tkankach pęcherza moczowego było najwyższe, a jego wartość
wyniosła 6,920±0,962 µM•mg-1białka. Pomiędzy stężeniem GSH w tkankach pęcherza
moczowego, a jego stężeniem w tkankach wątroby i nerki także stwierdzono występowanie
różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano
na wykresie 83 i przedstawiono w tabeli 69.
110
Tabela 69. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
WĄTROBA
NERKA
TRZUSTKA
0,010
<0,001
PĘCHERZ
MOCZOWY
<0,001
<0,001
TRZUSTKA
0,020
NARZĄDY KUMULUJĄCE
9
8
mM•mg-1białka
7
6
5
4
3
2
1
0
trzustka
wątroba
nerka
pęcherz moczowy
Wykres 83. Stężenie glutationu zredukowanego w narządach mających tendencję do kumulacji
metali (µM•mg-1białka).
Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej
Aktywność SOD w tkankach przełyku wyniosła 11,092±1,147 U•mg-1białka.
W tkankach żołądka była dwukrotnie niższa – wyniosła 5,160±1,362 U•mg-1białka,
a w tkankach jelita cienkiego najniższa – jej wartość była równa 1,390±0,539 U•mg-1białka.
Pomiędzy aktywnością SOD w tkankach przełyku, a aktywnością tego enzymu w tkankach
jelita cienkiego wystąpiła różnica wysoce istotna statystycznie (p<0,001). W tkankach jelita
grubego aktywność SOD miała wartość 5,881±1,519 U•mg-1białka, natomiast w tkankach
skóry była ona najwyższa i wyniosła 37,174±1,966 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych
porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
aktywnością SOD w tkankach skóry, a aktywnością tego enzymu w tkankach żołądka, jelita
cienkiego (p<0,001) i jelita grubego (p=0,001). Omówione wyniki zilustrowano
na wykresie 84 i przedstawiono w tabeli 70.
111
Tabela 70. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
JELITO
CIENKIE
SKÓRA
ŻOŁĄDEK
0,005
0,007
<0,001
JELITO
CIENKIE
<0,001
JELITO
GRUBE
0,007
<0,001
0,001
0,001
DROGI WCHŁANIANIA
45
40
U•mg-1białka
35
30
25
20
15
10
5
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
skóra
jelito grube
Wykres 84. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w narządach stanowiących drogi wchłaniania
metali (U•mg-1białka).
W tkankach trzustki aktywność SOD wyniosła 13,047±2,320 U•mg-1 białka. Najniższą
aktywność
tego
enzymu
stwierdzono
w
tkankach
nerki
–
była
ona
równa
6,117±1,575 U•mg-1białka. W tkankach wątroby aktywność SOD osiągnęła wysoką
wartość, równą 28,991±3,943 U•mg-1białka. Ponadto analiza wielokrotnych porównań
średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
aktywnością SOD w tkankach wątroby, a aktywnością tego enzymu w tkankach trzustki
(p=0,001) i nerki (p<0,001). Aktywność SOD w tkankach pęcherza moczowego była
najwyższa i wyniosła 30,830±4,063 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością SOD w tkankach
pęcherza moczowego, a aktywnością SOD w tkankach trzustki i nerki także stwierdzono
występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 85 i przedstawiono w tabeli 71.
112
Tabela 71. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
WĄTROBA
NERKA
PĘCHERZ
MOCZOWY
TRZUSTKA
0,001
0,039
<0,001
NERKA
<0,001
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
40
35
U
• mg-1białka
30
25
20
15
10
5
0
wątroba
trzustka
pęcherz moczowy
nerka
Wykres 85. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w narządach mających tendencję do kumulacji
metali (U•mg-1białka).
Aktywność peroksydazy glutationowej
Aktywność GPx w tkankach przełyku była najwyższa – jej wartość wyniosła
0,036±0,004 U•mg-1białka.
Aktywności
tego
enzymu
w
tkankach
żołądka
(0,013±0,002 U•mg-1białka), jelita cienkiego (0,013±0,004 U•mg-1białka) i jelita grubego
(0,012±0,001 U•mg-1białka) miały podobną wartość. Wielokrotne porównania średnich rang
wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością GPx
w tkankach przełyku, a aktywnością tego enzymu w tkankach żołądka, jelita cienkiego
i jelita
grubego
(p<0,001).
W
tkankach
skóry
aktywność
GPx
była
równa
0,028±0,001 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 86 i przedstawiono
w tabeli 72.
113
Tabela 72. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
ŻOŁĄDEK
JELITO
CIENKIE
JELITO
GRUBE
PRZEŁYK
<0,001
<0,001
<0,001
0,010
0,003
SKÓRA
DROGI WCHŁANIANIA
0,045
0,04
U•mg-1białka
0,035
0,03
0,025
0,02
0,015
0,01
0,005
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 86. Aktywność peroksydazy glutationowej w narządach stanowiących drogi wchłaniania
metali (U•mg-1białka).
Aktywność GPx w tkankach trzustki wyniosła 0,023±0,004 U•mg-1białka, w tkankach
wątroby 0,014±0,005 U•mg-1białka, a w tkankach nerki 0,021±0,007 U•mg-1 białka.
W tkankach pęcherza moczowego aktywność GPx była zdecydowanie najwyższa i wyniosła
0,089±0,004 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach
pęcherza moczowego, a aktywnością GPx w tkankach trzustki, wątroby i nerki (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 87 i przedstawiono w tabeli 73.
114
Tabela 73. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TRZUSTKA
WĄTROBA
0,005
PĘCHERZ
MOCZOWY
<0,001
WĄTROBA
NERKA
0,044
<0,001
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
0,1
U•mg-1białka
0,09
0,08
0,07
0,06
0,05
0,04
0,03
0,02
0,01
0
wątroba
trzustka
pęcherz moczowy
nerka
Wykres 87. Aktywność peroksydazy glutationowej w narządach mających tendencję do kumulacji
metali (U•mg-1białka).
Aktywność katalazy
Aktywność
CAT
w
tkankach
przełyku
wyniosła
2,149±0,474 U•mg-1białka.
W tkankach żołądka była ona najwyższa i osiągnęła wartość 2,866±0,377 U•mg-1białka,
a w tkankach jelita cienkiego 1,208±0,066 U•mg-1białka. Aktywność CAT w tkankach jelita
grubego była najniższa i wyniosła 0,456±0,026 U•mg-1białka. Wielokrotne porównania
średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
aktywnością CAT w tkankach żołądka, a aktywnością tego enzymu w tkankach jelita
cienkiego (p<0,001) oraz pomiędzy aktywnością CAT w tkankach jelita grubego, a jej
aktywnością w tkankach przełyku, żołądka i skóry (p<0,001). W tkankach skóry aktywność
enzymatyczna
katalazy
była
podobna
jak
w
tkankach
żołądka
i
wyniosła
2,615±0,401 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 88 i przedstawiono
w tabeli 74.
115
Tabela 74. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
PRZEŁYK
ŻOŁĄDEK
SKÓRA
JELITO
CIENKIE
0,048
<0,001
0,012
JELITO
GRUBE
<0,001
<0,001
<0,001
DROGI WCHŁANIANIA
3,5
U•mg-1białka
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
przełyk
żołądek
jelito cienkie
jelito grube
skóra
Wykres 88. Aktywność katalazy w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(U•mg-1białka).
Aktywności CAT w tkankach trzustki (0,784±0,057 U•mg-1białka) i w tkankach
wątroby (0,757±0,057 U•mg-1białka) osiągnęły zbliżone wartości. Podobna sytuacja
wystąpiła w przypadku aktywności katalazy w tkankach nerki, gdzie wyniosła ona
1,780±0,034 U•mg-1białka oraz w tkankach pęcherza moczowego, w których wyniosła
1,758±0,049 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością katalazy w tkankach
trzustki, a aktywnością tego enzymu w tkankach nerki i pęcherza moczowego (p<0,001)
oraz pomiędzy aktywnością katalazy w tkankach wątroby, a aktywnością tego enzymu
w tkankach nerki i pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na
wykresie 89 i przedstawiono w tabeli 75.
116
Tabela 75. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
NERKA
PĘCHERZ
MOCZOWY
TRZUSTKA
<0,001
<0,001
WĄTROBA
<0,001
<0,001
NARZĄDY KUMULUJĄCE
2
U•mg-1białka
1,8
1,6
1,4
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
trzustka
wątroba
nerka
pęcherz moczowy
Wykres 89. Aktywność katalazy w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(U•mg-1białka).
Stężenie glutationu zredukowanego i aktywność wybranych
antyoksydantów w tkankach nowotworowych
W tkankach narządów objętych procesem nowotworowym (żołądek, jelito grube,
nerka, pęcherz moczowy), pobranych z trzech różnych miejsc (tkanki guza, tkanki
otaczające guz, tkanki oddalone od guza) oraz w odpowiadających im tkankach narządów
kontrolnych, określono stężenie zredukowanego glutationu (GSH) i aktywność wybranych
enzymów (SOD, CAT, GPx). Zastosowano parametryczną lub nieparametryczną analizę
wariancji dla prób niezależnych, a po odrzuceniu hipotezy zerowej zastosowano
wielokrotne porównania średnich rang lub analizę Post-hoc.
Stężenie zredukowanego glutationu
Stężenie GSH było najniższe w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosło
4,490±0,964 µM•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy stężeniem glutationu w tkankach
kontrolnych żołądka, a jego stężeniem w tkankach sąsiadujących z guzem (p=0,001)
117
i w tkankach guza żołądka (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego
żołądka stężenie GSH było równe 7,932±0,267 µM•mg-1białka, w tkankach w bezpośrednim
sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 23,693±5,811 µM•mg-1białka, natomiast
w tkankach guza nowotworowego żołądka stężenie GSH osiągnęło wartość najwyższą,
równą 46,746±8,173 µM•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 90
i przedstawiono w tabeli 76.
Tabela 76. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,033
RAK ŻOŁĄDKA
60
mM•mg-1białka
50
40
30
20
10
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 90. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego żołądka (µM•mg-1białka).
Wartość stężenia GSH w tkankach kontrolnych jelita grubego była równa
1,373±0,477 µM•mg-1białka, zaś w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita
grubego 1,795±0,639 µM•mg-1białka. Pomiędzy stężeniem GSH w tkankach kontrolnych
jelita grubego, a jego stężeniem w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita
grubego stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001).
118
Ponadto, wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach oddalonych od guza jelita grubego,
a stężeniem GSH w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego
(p<0,001). Stężenie GSH w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
3,462±0,886 µM•mg-1białka, z kolei w tkankach guza
jelita grubego wyniosło
nowotworowego
jelita
grubego
3,794±0,910 µM•mg-1białka.
było
Omówione
ono
najwyższe
wyniki
i
zilustrowano
osiągnęło
na
wartość
wykresie
91
i przedstawiono w tabeli 77.
Tabela 77. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
mM•mg-1białka
RAK JELITA GRUBEGO
5
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 91. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego jelita grubego (µM•mg-1białka).
Stężenie GSH w tkankach kontrolnych nerki wyniosło 1,238±0,328 µM•mg-1białka,
w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki 3,424±0,906 µM•mg-1białka,
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nerki 4,933±1,047 µM•mg-1białka, z kolei
119
w tkankach
nowotworowego
guza
nerki
było
najwyższe
i
osiągnęło
wartość
5,549±0,716 µM•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach guza
nerki, a jego stężeniem w tkankach kontrolnych i oddalonych od guza nerki (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 92 i przedstawiono w tabeli 78.
Tabela 78. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,010
<0,001
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
<0,001
RAK NERKI
7
mM•mg-1białka
6
5
4
3
2
1
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 92. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej
nerki (µM•mg-1białka).
Stężenie
GSH
w
tkankach
kontrolnych
pęcherza
moczowego
wyniosło
6,920±0,962 µM•mg-1białka, z kolei w tkankach oddalonych od guza pęcherza moczowego
było nieznacznie wyższe i osiągnęło wartość 7,137±0,817 µM•mg-1białka. W tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego stężenie GSH
120
wyniosło 5,645±0,741 µM•mg-1 białka, a w tkankach guza nowotworowego pęcherza
moczowego 6,389±0,910 µM•mg-1 białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 93.
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
9
mM•mg-1białka
8
7
6
5
4
3
2
1
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki oddalone od
guza
tkanki guza
Wykres 93. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego pęcherza moczowego (µM•mg-1białka).
Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej
Aktywności SOD w tkankach kontrolnych żołądka (5,160±1,362 U•mg-1białka),
w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka (4,375±0,760 U•mg-1białka) oraz
w
tkankach
w
bezpośrednim
sąsiedztwie
guza
nowotworowego
żołądka
(4,848±1,525 U•mg-1białka) były zbliżone. W tkankach guza żołądka aktywność SOD była
zdecydowanie najwyższa i osiągnęła wartość 42,886±4,957 U•mg-1białka. Analiza
wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach guza żołądka, a aktywnością tego
enzymu w tkankach kontrolnych i w tkankach sąsiadujących z guzem żołądka (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 94 i przedstawiono w tabeli 79.
Tabela 79. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
<0,001
0,013
<0,001
121
RAK ŻOŁĄDKA
60
U•mg-1białka
50
40
30
20
10
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 94. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego żołądka (U•mg-1białka).
Aktywność
SOD
w
tkankach
kontrolnych
jelita
grubego
była
najniższa
5,881±1,519 U•mg-1białka, w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego
wyniosła 7,417±1,958 U•mg-1białka, a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza jelita
grubego osiągnęła najwyższą wartość, równą 11,354±1,881 U•mg-1białka. Pomiędzy
aktywnością SOD w tkankach kontrolnych jelita grubego, a aktywnością tego enzymu
w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego wystąpiła różnica wysoce istotna
statystycznie (p<0,001). W tkankach guza nowotworowego jelita grubego aktywność SOD
była najniższa i wyniosła 2,223±0,671 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań
średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
aktywnością SOD w tkankach guza jelita grubego, a aktywnością tego enzymu w tkankach
oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego (p<0,001).
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 95 i przedstawiono w tabeli 80.
122
Tabela 80. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
0,014
TKANKI
GUZA
0,003
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
RAK JELITA GRUBEGO
14
U•mg-1białka
12
10
8
6
4
2
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od tkanki sąsiadujące z
guza
guzem
tkanki guza
Wykres 95. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka).
Aktywności enzymatyczne SOD były zbliżone w tkankach kontrolnych nerki
(6,117±1,575 U•mg-1 białka), w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki
(6,658±1,566 U•mg-1
białka)
oraz
w
tkankach
guza
nowotworowego
nerki
(7,412±1,815 U•mg-1białka). Najwyższą aktywność SOD stwierdzono w tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki, w których osiągnęła ona wartość
11,410±2,003 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach
sąsiadujących z guzem nerki, a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych,
w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza nerki (p<0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 96 i przedstawiono w tabeli 81.
123
Tabela 81. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
<0,001
RAK NERKI
16
U•mg-1białka
14
12
10
8
6
4
2
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 96. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiej nerki (U•mg-1białka).
Aktywność SOD była najniższa w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego
i wyniosła 30,830±4,063 U•mg-1białka. Stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych pęcherza
moczowego, a jego aktywnością w tkankach sąsiadujących z guzem (p<0,001) i w tkankach
guza pęcherza moczowego (p=0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego
pęcherza moczowego aktywność SOD osiągnęła wartość 41,166±5,970 U•mg-1białka,
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego
63,235±10,068 U•mg-1białka, natomiast w tkankach guza nowotworowego pęcherza
moczowego 52,008±5,330 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 97
i przedstawiono w tabeli 82.
124
Tabela 82. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono
tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,001
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
80
U•mg-1białka
70
60
50
40
30
20
10
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 97. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka).
Aktywność peroksydazy glutationowej
Aktywność GPx była najniższa w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosła
0,013±0,002 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach
kontrolnych żołądka, a aktywnością tego enzymu w tkankach sąsiadujących z guzem
(p=0,001) i w tkankach guza żołądka (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza
nowotworowego żołądka aktywność tego enzymu wyniosła 0,019±0,006 U•mg-1białka,
a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka była znacznie
wyższa, a jej wartość równa 0,392±0,036 U•mg-1białka. Najwyższą aktywność GPx
stwierdzono w tkankach guza nowotworowego żołądka, gdzie osiągnęła ona wartość
0,657±0,064 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 98 i przedstawiono
w tabeli 83.
125
Tabela 83. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,021
0,028
RAK ŻOŁĄDKA
0,8
U•mg-1białka
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 98. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego żołądka (U•mg-1białka).
Aktywność GPx w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa i wyniosła
0,012±0,001 U•mg-1białka. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego
jej wartość była równa 0,014±0,004 U•mg-1białka, w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie
guza nowotworowego jelita grubego 0,070±0,006 U•mg-1białka, zaś w tkankach guza
nowotworowego jelita grubego aktywność GPx była najwyższa i osiągnęła wartość
0,092±0,004 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach
guza jelita grubego, a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych i w tkankach
oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie
99 i przedstawiono w tabeli 84.
126
Tabela 84. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
0,003
TKANKI
GUZA
<0,001
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,039
RAK JELITA GRUBEGO
0,12
U•mg-1białka
0,1
0,08
0,06
0,04
0,02
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 99. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka).
Aktywność GPx w tkankach kontrolnych nerki była najniższa i wyniosła
0,021±0,007 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością GPx w tkankach kontrolnych nerki, a jej
aktywnością w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza nerki wystąpiły różnice
wysoce istotne statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego
nerki aktywność enzymu była równa 0,028±0,004 U•mg-1białka, z kolei w tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki była ona najwyższa i osiągnęła
wartość 0,206±0,014 U•mg-1białka. W tkankach guza nowotworowego nerki aktywność
GPx wyniosła 0,123±0,010 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 100
i przedstawiono w tabeli 85.
127
Tabela 85. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
0,010
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,035
RAK NERKI
0,25
U•mg-1białka
0,2
0,15
0,1
0,05
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 100. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiej nerki (U•mg-1białka).
Aktywność GPx w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa
i wyniosła 0,021±0,007 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością tego enzymu w tkankach
kontrolnych pęcherza moczowego, a jego aktywnością w tkankach sąsiadujących z guzem
i w tkankach guza pęcherza moczowego wystąpiły różnice wysoce istotne statystycznie
(p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego
aktywność enzymu była równa 0,028±0,004 U•mg-1białka, z kolei w tkankach
w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego była ona
najwyższa i osiągnęła wartość 0,206±0,014 U•mg-1białka. W tkankach guza pęcherza
moczowego aktywność GPx wyniosła 0,123±0,010 U•mg-1białka. Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 101 i przedstawiono w tabeli 86.
128
Tabela 86. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono
tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
<0,001
0,010
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,035
U•mg-1białka
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
0,1
0,09
0,08
0,07
0,06
0,05
0,04
0,03
0,02
0,01
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 101. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka).
Aktywność katalazy
Aktywność
enzymatyczna
CAT
w tkankach
kontrolnych
żołądka
wyniosła
2,866±0,377 U•mg-1 białka, natomiast w tkankach oddalonych od guza nowotworowego
żołądka osiągnęła wartość 4,577±0,049 U•mg-1białka. Najniższą wartość stwierdzono
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka – wyniosła ona
0,541±0,044 U•mg-1białka.
Różnica
pomiędzy
aktywnością
katalazy
w
tkankach
sąsiadujących z guzem, a jej aktywnością w tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych
od guza żołądka była wysoce istotna statystycznie (p<0,001). W tkankach guza
nowotworowego żołądka, stwierdzono równie niewielką aktywność CAT, wynoszącą
0,883±0,036 U•mg-1białka.
Omówione
wyniki
i przedstawiono w tabeli 87.
129
zilustrowano
na
wykresie
102
Tabela 87. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami
kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
<0,001
TKANKI
GUZA
0,005
0,021
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
0,028
U•mg-1białka
RAK ŻOŁĄDKA
5
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 102. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(U•mg-1białka).
Aktywność CAT w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa i wyniosła
0,456±0,026 U•mg-1białka, z kolei w tkankach oddalonych od guza jelita grubego
aktywność tego enzymu była najwyższa i osiągnęła wartość 0,811±0,055 U•mg-1białka.
Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych
statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach oddalonych od guza jelita grubego,
a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych i w tkankach sąsiadujących z guzem
jelita grubego (p<0,001). W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
jelita grubego aktywność CAT była niższa i wyniosła 0,674±0,034 U•mg-1białka, natomiast
w tkankach guza nowotworowego jelita grubego była równa 0,746±0,051 U•mg-1białka.
Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 103 i przedstawiono w tabeli 88.
130
Tabela 88. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami
kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,020
<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
<0,001
0,041
U•mg-1białka
RAK JELITA GRUBEGO
1
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 103. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (U•mg-1białka).
W
tkankach
kontrolnych
nerki
aktywność
katalazy
osiągnęła
wartość
-1
1,780±0,034 U•mg białka, w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki
1,645±0,045 U•mg-1białka, w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego
nerki 1,306±0,083 U•mg-1białka, natomiast w tkankach guza nowotworowego nerki
wyniosła ona 1,454±0,099 U•mg-1białka. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały
istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach
sąsiadujących z guzem nerki, a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych
i w tkankach oddalonych od guza nerki (p<0,001). Różnice wysoce istotne statystycznie
stwierdzono także pomiędzy aktywnością CAT w tkankach kontrolnych nerki, a jej
aktywnością w tkankach guza nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie
104 i przedstawiono w tabeli 89.
131
Tabela 89. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami
kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
0,039
<0,001
<0,001
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
<0,001
U•mg-1białka
RAK NERKI
2
1,8
1,6
1,4
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 104. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(U•mg-1białka).
W
tkankach
kontrolnych
pęcherza
moczowego
aktywność
CAT
wyniosła
1,758±0,049 U•mg-1białka. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza
moczowego aktywność CAT była najwyższa i wyniosła 2,289±0,215 U•mg-1białka, z kolei
w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego była
ona najniższa i osiągnęła wartość 0,413±0,056 U•mg-1białka. Różnica pomiędzy
aktywnością CAT w tkankach sąsiadujących z guzem, a jej aktywnością w tkankach
kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza pęcherza moczowego była wysoce istotna
statystycznie (p<0,001). W tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego
aktywność katalazy wyniosła 0,564±0,036 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań
średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy
aktywnością CAT w tkankach guza pęcherza moczowego, a aktywnością tego enzymu
132
w tkankach oddalonych od guza pęcherza moczowego (p=0,001). Omówione wyniki
zilustrowano na wykresie 105 i przedstawiono w tabeli 90.
Tabela 90. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami
kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Test KW
p<0,001
TKANKI
SĄSIADUJĄCE
Z GUZEM
TKANKI
GUZA
TKANKI
ZDROWE
(KONTROLA)
<0,001
0,042
TKANKI
ODDALONE
OD GUZA
<0,001
0,001
RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO
3
U•mg-1białka
2,5
2
1,5
1
0,5
0
tkanki zdrowe
(kontrola)
tkanki oddalone od
guza
tkanki sąsiadujące z
guzem
tkanki guza
Wykres 105. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza
moczowego (U•mg-1białka).
133
Dyskusja
Badania z 2010 roku wykazały, że tkanki zdrowe mają wyższą zawartość sodu, niż
tkanki nowotworowe. Z przeprowadzonych w niniejszej pracy badań wynika, że tkanki
nowotworowe mają znacznie wyższy poziom sodu, w porównaniu do zawartości tego
pierwiastka w tkankach osób zdrowych.
Przełyk jest narządem nie zaangażowanym w czynną absorpcję elektrolitów
(Lachowicz, 1994), dlatego otrzymane wyniki wskazują na niską zawartość sodu w jego
śluzówce. W tkankach żołądka występuje Na-K-ATPaza (Kobayashi i in., 2003)
odpowiedzialna za transport sodu i potasu. Zawartość sodu w tkankach żołądka jest zbliżona
do jego zawartości w przełyku. Jony Na+ dyfundują do wnętrza lub na zewnątrz jelita
cienkiego, zależnie od gradientu stężenia. Są one aktywnie absorbowane przez jelito
cienkie, ponieważ błona komórkowa od strony boczno-podstawnej zawiera pompę sodowopotasową (Na-K-ATPazę), dzięki czemu jony Na+ uczestniczą w absorpcji glukozy,
niektórych aminokwasów i innych substancji (Lachowicz, 1994). Wchłanianie sodu
w dwunastnicy i w jelicie czczym następuje głównie przez pory wraz z prądem wody
podążającej za substancjami aktywnie wchłanianymi przez enterocyty, w celu wyrównania
gradientu osmotycznego. W jelicie krętym, gdzie średnica porów jest mniejsza, sód
przenika przez komórki nabłonka dzięki czynnemu transportowi. Wchłanianie substancji
organicznych wzmaga insorpcję sodu, co można tłumaczyć nie tylko wspólnym dla nich
układem przenośników, ale także tym, że aktywny transport tych substancji wytwarza
odpowiedni gradient osmotyczny, dla którego wyrównania woda wnika wskutek osmozy do
enterocytu, porywając swoim strumieniem jony sodowe (Konturek, 1990). W nabłonku
okrężnicy kanały sodowe są z reguły czynnikiem ograniczającym szybkość wchłaniania
sodu (Bergann i in., 2009). Błona komórkowa od strony światła jelita grubego, jest
przepuszczalna dla jonów sodowych (Lachowicz, 1994). W ludzkiej skórze także występują
pompy sodowe (Yamazaki, 1975), jednak zawartość sodu w tkankach skóry jest stosunkowo
niska.
W mitochondriach wątroby szczura istnieje antyport Na+/H+ (Rosen i Futai, 1980).
Stwierdzono, że zawartości sodu w ludzkiej trzustce i wątrobie są zbliżone. Wiele
związków wzbogaconych sodem, ma korzystny wpływ na stan i funkcjonowanie wątroby.
Sibogluconat sodu hamuje replikację wirusa typu C wątroby, z kolei prawastatyna sodu
indukuje syntezę kwasów tłuszczowych w hepatocytach wątroby szczura (Yeh i in., 2003;
134
Fujioka i in., 1997). Wykazano także, że maślan sodu zmniejsza prawdopodobieństwo
inwazji i tworzenia przerzutów w ludzkich komórkach raka wątroby (Kaneko i in., 2004),
a w wątrobie szczura i w ludzkich komórkach wątroby HuH-7, stwierdzono ekspresję
i właściwości regulacyjne chlorku sodowo-potasowego (Schliess i in., 2002). Jodek sodu
ujawnia się z kolei w przednowotworowych etapach raka wątroby i ludzkich drogach
żółciowych (Liu i in., 2007), a pirosiarczyn sodu (Na2S2O5) jest używany jako
przeciwutleniacz i środek przeciwbakteryjny. W wątrobie i nerkach szczurów wykazuje
prooksydacyjne działanie (Elmasi i in., 2005). W tkankach pęcherza moczowego występują
kanały sodowe (Araki i in., 2004) dla jonów Na+. Wysoką zawartość sodu stwierdzono
w zdrowych tkankach nerek, gdyż to właśnie one odpowiadają za usuwanie nadmiaru tego
pierwiastka z organizmu.
Badania Stawarza i in. (2011) wykazały, że w tkankach kontrolnych żołądka jest
znacznie mniej sodu niż w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza.
W przypadku jelita grubego tkanki kontrolne mają niższą średnią zawartość sodu, niż tkanki
otaczające guz i tkanki guza jelita grubego, jednak badania Stawarza i in. (2011)
sygnalizują, że to właśnie tkanki kontrolne mają najwyższą zawartość sodu, zaś tkanki
sąsiadujące z guzem jelita grubego i tkanki guza mają o wiele niższą zawartość tego
pierwiastka (Stawarz i in., 2011). Fakt ten może świadczyć o ochronnym działaniu sodu
w procesie nowotworzenia, a naukowcy wiążą te nadzieje głównie z selenitem i butyratem
sodu. Selenit sodu (Se) hamuje wzrost i rozmnażanie komórek raka okrężnicy. Nieobecność
białka p53 w złośliwym raku okrężnicy, zmniejsza jego wrażliwość na stres oksydacyjny
i uszkodzenia DNA, które przypuszczalnie pochodzą od Se, ale nie dostarczają kompletnej
odporności na indukowane selenitem sodu zahamowanie cyklu komórkowego (Králová
i in., 2009). Wykazano także hamujący efekt butyratu sodu, co daje szanse na rozwój
nowych terapii zmierzających do zapobiegania metastazie gruczolakoraków okrężnicy
(Dang i in., 1995). Maślan sodu (NaBT) obecny w jelitach wraz z niezwiązanymi kwasami
żółciowymi, które są promotorami guzów okrężnicy, korzystnie wpływa na równowagę
prooksydacyjno-antyoksydacyjną w zdrowej okrężnicy, silnie hamując ekspresję cytokin
(McMillan i in., 2000; Hamer i in., 2009; Andoh i in., 2000), a także indukując
różnicowanie i apoptozę w niektórych komórkach jelita grubego. Apoptoza komórek raka
jelita grubego zostaje zwiększona, poprzez aktywację kaspazy-9 i kaspazy-3 (Hernandez
i in., 2001; Wang i in., 2002) i jest w stanie powstrzymać wzrost komórek rakowych
(Iacomino i in., 2001). Inny związek, nitroprusydek sodu, hamuje proliferację i syntezę
135
putrescyny w ludzkich komórkach raka okrężnicy (Blachier i in., 1996), podobnie jak
suramin sodu (Reynolds i in., 1998). Na bazie sodu został także opracowany lek
przeciwnowotworowy na raka okrężnicy o nazwie Brequinar sodu (Shen i in., 1988).
W nerkach, podobnie jak w żołądku, tkanki kontrolne mają wyższy poziom sodu, niż
tkanki otaczające guz i tkanki guza nerki. W pęcherzu moczowym występuje podobna
sytuacja, jak w jelicie grubym: poziom sodu w tkankach kontrolnych jest niższy, niż
w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza pęcherza moczowego. Beraprost sodu
poprawia zaburzenia czynności nerek i jest prawdopodobnie skutecznym środkiem
w leczeniu kłębuszkowego zapalenia nerek u ludzi (Yamada i in., 2002), natomiast strategią
w leczeniu chorych na raka pęcherza moczowego może być maślan sodu (Miyake i in.,
2001).
Stwierdzono, że zawartość potasu jest dużo wyższa w tkankach nowotworowych niż
w tkankach zdrowych. Przełyk charakteryzuje się niską średnią zawartością potasu.
Najwyższe zawartości potasu stwierdzono w tkankach żołądka. W górnej części jelita
cienkiego zawartość potasu, pochodzenia głównie pokarmowego, jest wyższa niż
w surowicy krwi, co sprzyja jego wchłanianiu. Ludzkie jelito grube ma zdolność do
uwalniania jonów potasu, a zwiększone ich uwalnianie jest cechą wielu chorób
biegunkowych (Sandle i Hunter, 2010). W górnej warstwie naskórka poziom potasu jest
najniższy (Denda i in., 2000), a jego zawartość w skórze z reguły jest bardzo niska.
W porównaniu do zawartości potasu w tkankach trzustki i wątroby średnia zawartość tego
pierwiastka w tkankach nerki osiągnęła bardzo wysoki poziom. W nerkach szczurów
gastryna przy współudziale z CCKB receptorami zwiększa reabsorpcję potasu i zmniejsza
wchłanianie sodu (zahamowanie działalności Na-K-ATPazy) (Von Schrenck i in., 2000).
W ludzkich komórkach mięśni gładkich pęcherza moczowego także istnieją kanały K+
zależne od wapnia, które prawdopodobnie odgrywają rolę przy niedokrwieniu
i w fizjologicznym ruchu mięśni (Kajioka i in., 2011; Kajioka i in., 2009; Trivedi i in.,
1995). Dzięki obecności tych kanałów, możliwy jest napływ jonów potasowych do komórek
pęcherza moczowego.
Stwierdzono, że poziom potasu jest wyższy w tkankach kontrolnych żołądka, niż
w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka. Podobne wyniki uzyskali
Bhuloka i in. (2003) oraz Stawarz i in. (2011). Otrzymane wyniki mogą mieć związek
z obecnością kanałów potasowych w komórkach żołądka. Kanały potasowe (KCh) są
najbardziej wszechobecną klasą kanałów jonowych. Dużo danych sugeruje, że KCh mają
136
znaczenie w rozwoju cyklu komórkowego, a komórki wymagają KCh aby się dzielić. W ten
sposób kanały zostały wykryte w kilku guzach i komórkach rakowych. Funkcja kanałów
potasowych nie jest bezpośrednią przyczyną raka, jednak są one zaangażowane w jego
postęp i patologię (Felipe i in., 2006). Szczególnie kanał potasowy o nazwie VGKCs
wykazuje nadmierną ekspresję w komórkach guzów nowotworowych (Pardo i in., 2005).
Istnieją także dowody na istnienie związku pomiędzy kanałami potasowymi i rozwijającym
się rakiem żołądka, ponieważ w raku tym często występuje i ujawnia się aktywność kanału
potasowego EAG1, który odgrywa ważną rolę w rozmnażaniu żołądkowych komórek raka
(Ding i in., 2007). W jelicie grubym większą średnią zawartością potasu charakteryzują się
tkanki guza i tkanki przylegające do guza niż tkanki kontrolne. Można przypuszczać, że
w przypadku transformacji nowotworowej w jelicie grubym, kanały potasowe także
odgrywają dużą rolę. W przypadku nerek poziom potasu jest niższy w tkankach guza
nowotworowego niż w tkankach kontrolnych. Ostatnie doniesienia sugerują, że cytrynian
potasu zmniejsza ryzyko powstawania kamieni nerkowych w trakcie i po podróżach
kosmicznych (Whitson i in., 2009), a w raku jasnokomórkowym nerki kanały potasowe
EAG1, EAG2 i HERG wykazują zróżnicowaną ekspresję (EAG1 i EAG2 wykazują
nadekspresję) (Wadhwa i in., 2007; Wadhwa i in., 2009).
Absorpcja wapnia zależy w dużym stopniu od zapotrzebowania ustroju, w związku
z czym jest ona wzmożona w młodym wieku oraz w ciąży. Czynnikiem bezpośrednio
regulującym zdolność resorpcyjną enterocytów jest stężenie wapnia w osoczu krwi
(Konturek, 1990; Ghishan i in., 1989), a aktywny transport jonów Ca2+ występuje w górnym
odcinku światła jelita cienkiego i tam też występuje niewielka absorpcja wapnia zachodząca
drogą dyfuzji biernej. Wchłanianie tego pierwiastka zwiększa się w przypadku niedoboru
jonów Ca2+, a zmniejsza się, gdy występuje ich nadmiar. Jest ono również ułatwione dzięki
obecności białka, natomiast hamowane w obecności fosforanów i szczawianów, ponieważ
te aniony tworzą w jelicie cienkim z jonem Ca2+ nierozpuszczalne sole (Lachowicz, 1994).
W śluzówce zdrowego jelita grubego stwierdzono najwyższą średnią zawartość wapnia
w porównaniu do pozostałych narządów stanowiących drogi wchłaniania metali, co może
mieć związek z zapobieganiem powstawaniu zmian nowotworowych. Niedobór wapnia
przyczynia się na przykład do procesu nowotworzenia w żołądku i jelicie grubym (Severson
i in., 1992). Metale ksenobiotyczne, np. ołów, mogą zastępować wapń w pompie Ca-Na,
współzawodnicząc z wapniem o miejsca wiązania w białkach wiążących ten pierwiastek.
Współzawodnicząc w wychwycie w mitochondriach mogą zaburzać funkcje wtórnego
137
przekaźnika receptorów wapnia - kalmoduliny lub kinazy proteinowej C (Fullmer, 1992;
Goldstein, 1977, 1990; Habermann i in., 1983; Simons, 1986). W skórze wapń
zlokalizowany jest w dużym stopniu w górnej warstwie naskórka. Zaburzenia w zawartości
jonów wapnia mogą odgrywać ważną rolę w patologii skóry (Denda i in., 2000).
Nieprawidłowy rozkład wapnia można zaobserwować na przykład w łuszczycy naskórka
i atopowym zapaleniu skóry. Wapń jest niezbędny dla działania transglutaminaz. Enzymy te
wpływają na potranslacyjną modyfikację białek, poprzez włączanie grup aminowych lub
stabilizację białek, poprzez tworzenie wiązań poprzecznych. Takie działanie istotnie
wpływa na krytyczne procesy biologiczne, takie jak: krzepnięcie krwi, infekcje
i odwodnienie, poprzez ustabilizowanie i wzmocnienie ochronnej funkcji skóry (Iismaa
i in., 2006). Wapń wpływa również na degradację proteolityczną białek skóry zależnych od
kalmoduliny.
Białko
skóry
zależne
od
kalmoduliny
(CLSP),
zwane
też
kalmodulinozależnym białkiem 5, jest specyficznym białkiem wiążącym wapń. Jest ono
ściśle związane z różnicowaniem keratynocytów. Białka należące go grupy CLSP ulegają
proteolitycznej degradacji w wyższych warstwach (stratum corneum) zdrowej skóry.
Podniesiony poziom CLSP (charakterystyczny dla chorób skórnych), nie wynika
z nadekspresji białek, ale jest rezultatem braku ich degradacji. Degradacja CLSP w stratum
corneum chorobowo zmienionej skóry może być powstrzymywana przez podwyższony
poziom wapnia. Brak degradacji CLSP w epidermie i jego zdolność do wiązania protein,
takich jak transglutaminaza 3, może mieć fizjologiczną rolę w chorobach skóry (Mehul i in.,
2006). Wapń pełni też kluczową rolę w zamykanych napięciem kanałach wapniowych
(VGCC). W skórze blokery kanałów wapniowych stymulują syntezę receptorów LDL
w ludzkich fibroblastach (Filipovic i Buddecke, 1986). Ostatnie badania wskazują, że
warunki elektryczne powierzchni skóry wpływają na przewodzenie epidermalne
i utrzymanie homeostazy. Wiele rezultatów wskazuje na istnienie sensorów napięciowych
w keratynocytach epidermy. Specyficzne blokery VGCC także wpływają na utrzymanie
homeostazy i bariery naskórkowej, ale istnienie i funkcjonowanie tych kanałów nie zostało
dotąd wykazane. Wpływ jonów wapnia na naskórkowe keratynocyty polega na likwidacji
możliwości odnowienia bariery po jej przerwaniu, a bezpośrednia aplikacja blokerów
kanałów wapniowych przyspiesza odnowienie tej bariery. Wiele badań wskazuje, że VGCC
istnieją na epidermalnych keratynocytach i odgrywają istotną rolę w utrzymaniu
homeostazy bariery skórnej (Denda i in., 2006).
138
Wysoką zawartość wapnia stwierdzono w tkankach nerki. Zewnątrzkomórkowy wapń
wpływa na działanie PTH na metabolizm witaminy D w nerkach (Maiti i Beckman, 2007),
a wewnątrzkomórkowy odgrywa ważną funkcję w rozwoju nerek (Somlo i Ehrlich, 2001).
W tkankach wątroby stwierdzono niską zawartość wapnia. W ludzkim nabłonku wątroby
aktywacja wrażliwych kanałów Ca2+ i małe przewodnictwo kanałów K+ stanowią istotny
element adaptacyjny komórki w odpowiedzi na wzrost stresu metabolicznego (Troetsch
i in., 2000). Udowodniono, że glinokrzemian sodowo-wapniowy ma ochronne działanie
w przemianach hematologicznych i biochemicznych wywołanych przez zearalenon
(mikotoksynę wytwarzaną przez grzyby z rodzaju Fusarium), który uszkadza wątrobę
i wywołuje efekty nefrotoksyczne u ludzi i zwierząt (Abbés i in., 2006). Akumulacja wapnia
wewnątrzkomórkowego spowodowana przez niedokrwienie podczas transplantacji wątroby,
odgrywa rolę jako czynnik prowadzący w przeszczepie (Janicki i in., 2001). Także blokery
kanałów wapniowych są dobrze tolerowane i wywołują niewiele skutków ubocznych
w zaawansowanej chorobie alkoholowej wątroby (Bird i in., 1998). Aktywność receptorów
Ca jest znacznie zmniejszona w raku trzustki (Racz i in., 2000).
Istnieją doniesienia, że w tkankach nowotworowych żołądka zawartość wapnia jest
niższa, niż w zdrowych tkankach tego narządu (Bhuloka i in., 2003; Tazawa, 1992; Yaman
i in., 2007). Otrzymane wyniki wykazały jednak inną zależność: w tkankach guza żołądka
średnia zawartość wapnia okazała się najwyższa, w tkankach sąsiadujących z guzem nieco
niższa, a w tkankach oddalonych od guza najniższa. Zbyt małe zawartości tego pierwiastka
w zdrowych tkankach pacjentów nowotworowych, mogą mieć związek z kancerogenezą
w żołądku, tym bardziej, że badania sugerują, iż wapń ma wyraźnie ochronny wpływ
i zmniejsza ryzyko rozwoju raka żołądka (Yang i in., 1998). Rola wapnia i witaminy D
w profilaktyce raka jelita grubego jest znana (Wargovich i Lointier, 1987). Jedno
z najwcześniejszych badań na temat hamującego wpływu wapnia na wzrost komórek raka
jelita grubego przeprowadzono w Memorial Sloan Kettering Center w roku 1985, gdzie
obserwowano wpływ podawania wapnia na błonę śluzową jelita grubego u grupy pacjentów
obciążonych rodzinnie rakiem jelita grubego. Przed rozpoczęciem badania stwierdzono
u tych osób zwiększoną częstotliwość podziałów komórek. W czasie eksperymentu
podawano tym osobom 1,25 grama wapnia dziennie. Po 2, 3 miesiącach podawania wapnia,
komórki jelita grubego zmniejszyły częstość podziałów i zaczęły zachowywać się jak
komórki osób o niskim stopniu zagrożenia rakiem jelita grubego. Drugie z bardziej
interesujących serii badań wykonano w St. Luke’s - Roosevelt Hospital Center
139
i w Uniwersytecie Columbia w Nowym Jorku. Badacze wykazali, że u osób, u których
stwierdzono polipy, zwiększenie dziennej dawki wapnia do 1,2 grama dziennie zmniejszyło
liczbę komórek przedrakowych. Badając związek między przyjmowaniem wapnia, a rakiem
jelita grubego, stwierdzono, że zagrożenie rakiem lewej części okrężnicy było mniejsze
u osób, które spożywały około 700 lub więcej miligramów wapnia dziennie, niż u osób,
które spożywały 500 miligramów wapnia lub mniej. Wyniki te wskazują, że nawet
niewielka różnica w spożyciu wapnia ma duże znaczenie w profilaktyce raka. Przypuszcza
się, że sole wapnia łączą się z kwasami żółciowymi i kwasami tłuszczowymi,
przekształcając je w związki nierozpuszczalne i w tej postaci organizm może je bezpiecznie
wydalić. Kwasy żółciowe mogą podrażniać komórki jelita grubego, stymulując ich
niekontrolowane podziały (Bennett i Pochapin, 2004). W jednym z badań dowiedziono, że
czerwony wyciąg z alg morskich zawierający wapń, hamuje powstawanie polipów jelita
grubego (Dame i in., 2011), a kalcypotriol i lentinan (receptory wykrywające wapń), są
stosowane w uzupełnieniu leczenia raka jelita grubego (Wang i in., 2010). Wyższy poziom
wapnia w tkankach jest związany z obniżonym ryzykiem raka okrężnicy (Kampman i in.,
2000). Z badań wynika, że im więcej wapnia spożywamy, tym mniejsze jest
prawdopodobieństwo zachorowania na raka jelita grubego. Również osoby, u których
stwierdzono polipy jelita grubego, i które spożywają suplementy wapnia, obciążone są
mniejszym ryzykiem nawrotu polipów, co w efekcie daje mniejsze ryzyko rozwoju raka
jelita grubego (Pressmann i Buff, 2006; Yang i in., 1997).
Niektóre badania dowodzą, że poziom wapnia jest niższy w tkankach guza nerki, niż
w tkankach niezmienionych patologicznie (Bhuloka i in., 2003). Z drugiej strony, tkanki
nowotworowe nerki mają wyższą zawartość wapnia (Dobrowolski i in., 2002), co
potwierdzają przeprowadzone badania. Pięciokrotnie wyższą zawartość wapnia stwierdzono
także w tkankach pacjentów z niewydolnością nerek, w porównaniu do zawartości tego
pierwiastka w niezmienionych histopatologicznie tkankach (Gimnez i in., 1987). Wyniki te
sugerują, że zaburzenie czynności osadzania wapnia zaczyna się wcześnie w przebiegu
różnych chorób nerek, a co za tym idzie, może przyspieszyć progresję przewlekłej
niewydolności nerek (Zhang i in., 1993). Jony wapnia niewątpliwie hamują wzrost komórek
raka pęcherza moczowego (Miyake i in., 1999), ale przeprowadzone badania wykazały, że
w tkankach guza pęcherza moczowego poziom tego pierwiastka jest zdecydowanie
najwyższy.
140
Wyniki otrzymane w niniejszej pracy pozwalają na stwierdzenie, że to tkanki
nowotworowe mają znacznie większą zawartość magnezu w porównaniu do zawartości tego
pierwiastka w tkankach zdrowych. Z przeglądu literatury wynika, że zawartość magnezu
w tkankach nowotworowych przełyku jest znacząco niższa, niż w normalnych tkankach
tego narządu (Sun i in., 2011). Niską zawartością magnezu charakteryzują się tkanki jelita
cienkiego, gdyż szybkość usuwania jonu magnezowego jest większa, niż szybkość jego
wchłaniania z przewodu pokarmowego (Kłopotowski, 1988). Sole magnezu wiążą wodę,
wpływają na proliferację i różnicowanie komórek w naskórku oraz poprawiają
przepuszczalność bariery naskórkowej (Proksch i in., 2005). Podstawowym organem
zaangażowanym w regulację homeostazy magnezu są nerki. W warunkach, w których
dochodzi do dużych strat magnezu, nerki intensywnie zatrzymują jon Mg2+, a kanaliki
proksymalne i pętla Henlego są głównymi miejscami jego reabsorpcji (Pasternak
i Floriańczyk, 1995).
Niedobór magnezu sprzyja rozpadowi kwasów nukleinowych. Obniżenie stężenia
magnezu w hodowli komórkowej powoduje dysocjację rybosomu na dwie mniejsze
podjednostki, które po uzupełnieniu niedoboru łączą się ponownie. W przypadku
nowotworów metabolizm magnezu jest zmieniony i w konsekwencji występuje nadmiar
tego pierwiastka w tkance nowotworowej, a zwiększenie jego stężenia u chorych na raka
świadczy o nasileniu się choroby. Magnez przenoszony jest do erytrocytów i do tkanki
nowotworowej, umożliwiając jej wzrost. Równocześnie z przenoszeniem magnezu do
erytrocytów i tkanki nowotworowej następuje zmniejszenie stężenia magnezu w osoczu,
moczu i tkankach nienowotworowych. Występują więc objawy obwodowego niedoboru
magnezu.
Niedobór
magnezu
i
przeciwutleniaczy
jest
poważnym
ryzykiem
predysponującym do białaczki. Inne badania wykazały, że aż 46% badanych pacjentów
chorujących na raka cierpiało na niedobór magnezu (Napiórkowska, 2000). W badaniach na
zwierzętach wykryto, że brak magnezu jest przyczyną nowotworów gruczołów chłonnych.
Ponadto magnez chroni komórki przed szkodliwym działaniem metali ciężkich, jest
niezbędny do syntezy glutationu, a jego niski poziom jest powiązany ze znacznym
wzrostem wytwarzania wolnych rodników, jak również z obniżeniem poziomu glutationu.
Dr Anglieri wysunął teorię, że modyfikacja błon komórkowych powoduje zmiany
prowadzące do powstawania nowotworów. Badając komórki rakowe odkrył, że zawierają
one znacznie mniej magnezu niż komórki zdrowe. Sugeruje się, że niedobór magnezu może
przyczyniać się do powstawania raka poprzez zwiększanie przepuszczalności błon
141
komórkowych. Ponadto doświadczenia wykazują, że po podaniu soli ołowiu szczury
z niedoborem magnezu częściej zapadały na białaczkę niż te, które miały jego właściwy
poziom, co sugeruje, że magnez ma właściwości ochronne. Już dawno temu odkryto, że
uzupełnianie magnezu u tych, którzy cierpią na jego deficyt (na przykład alkoholicy),
powoduje spadek zachorowania na nowotwory złośliwe (Artykuł redakcyjny, 2009).
W tkankach nowotworowych stwierdzono wyższą zawartość magnezu w porównaniu
do jego zawartości w tkankach zdrowych, co potwierdzają wcześniejsze doniesienia
(Tazawa, 1992). Otrzymane wyniki wskazują także na istnienie zaburzeń homeostazy
magnezu u chorych, co może mieć znaczenie w patogenezie nowotworów przewodu
pokarmowego. Podobne wyniki otrzymali Niedzielska i in. (2000) oraz Borawska i in.
(2005). Wzrost zawartości magnezu w tkankach nowotworowych może wskazywać na
intensywne procesy metaboliczne w komórkach tych tkanek. Tego samego zdania jest
Pasternak i Przyszlak (1999), którzy twierdzą, że istnieje zależność pomiędzy stężeniem Mg
i rozwojem raka żołądka. Yaman i in. (2006, 2007) wskazali na brak znaczących różnic
pomiędzy zawartością magnezu w zdrowych i nowotworowych tkankach żołądka,
a Olszewski i in. (2003) uzyskali podobne wyniki. Odmienne wyniki prezentuje Stawarz
i in. (2011), w którego badaniach to tkanki kontrolne żołądka mają najwyższą średnią
zawartość magnezu, zaś tkanki guza nowotworowego mają znacznie niższy poziom tego
pierwiastka. Pomimo, że magnez odgrywa rolę w procesie powstawania przeciwciał oraz
wpływa na aktywność leukocytów, lekarze nie używają go przy leczeniu chorób
nowotworowych, natomiast korzystają z chemioterapii, która znacznie obniża jego poziom
w organizmie. Relacja pomiędzy magnezem i rakiem jest złożona. Stwierdzono znaczne
zwolnienie wzrostu guza u myszy przyjmujących suplementy Mg w diecie, jednakże
nadmiar magnezu spowodował u tych myszy znaczny wzrost początkowego ciężaru guza,
z kolei niski poziom magnezu jest czynnikiem ograniczającym dla metastazy (Nasulewicz
i in., 2004).
Z przeprowadzonych badań wynika, że tkanki nowotworowe kobiet i mężczyzn
zawierają więcej cynku w porównaniu do tkanek niezmienionych nowotworowo. Cynk
działa na kanały potasowe, hamując transport jonów chlorkowych w ludzkich jelitach
(Medani i in., 2011). Jak wynika z wielu badań, największe ilości cynku zgromadzone są
w powierzchniowej warstwie skóry (Pressman i Buff, 2006; Love i in., 1995), a jego
wchłanianie i koncentracja spadają gwałtownie w głębszych warstwach skóry (Sun i in.,
2000). Na skutek działania promieniowania UV, następuje wewnątrzkomórkowe uwalnianie
142
Zn ze skóry, co jest wynikiem utleniania białek, np. cysteiny (Lutter i in., 2010). Wśród
wielu funkcji, jakie spełnia cynk w skórze można wymienić m.in.: ochronę
przeciwrodnikową, regulację metabolizmu kwasów tłuszczowych i witaminy A, regulację
melanogenezy,
regulację
podziałów
komórkowych
i
regulację
procesów
immunologicznych. Cynk uczestniczy także w wytwarzaniu prostaglandyn regulujących
m.in. funkcje wydzielnicze skóry, przyspiesza gojenie się ran i utrzymuje odporność skóry
na infekcje. Ważną funkcją cynku w skórze jest hamowanie aktywności 5-α-reduktazy,
biorącej udział w przekształcaniu testosteronu do dihydrotestosteronu (DHT), który jest
najsilniejszym stymulatorem produkcji sebum w skórze (Essah i in., 2006). Cynk łatwo
tworzy połączenia z kwasami nukleinowymi wywierając korzystny wpływ na aktywny
transport, biosyntezę białek, proces transkrypcji i syntezę mRNA. Jest pierwiastkiem
niezbędnym w regulacji cyklu komórkowego i różnicowaniu komórek, ponieważ wchodzi
w skład białek zaliczanych do czynników transkrypcyjnych (Narlikar i Hartemink, 2006).
W organizmie cynk gromadzi się przede wszystkim w trzustce i wątrobie (Rusiecki
i Kubikowski, 1977), co potwierdzają liczne publikacje: Treble i in. (1998), Kollmeier i in.
(1992), Iritas i in. (2007). W niniejszych badaniach wykazano wysoki poziom cynku
w wątrobie, natomiast jeszcze wyższą wartość otrzymał w swoich badaniach Alexiou i in.
(1977). Ostre i przewlekłe wirusowe zapalenie wątroby wiąże się ze zmniejszeniem stężenia
cynku. Rola cynku w rozwoju przewlekłej choroby wątroby o różnej etiologii jest głównie
związana z jego wpływem na przebudowę zwłóknienia wątroby i marskość wątroby. Cynk
sprzyja aktywacji kolagenazy i bezpośredniej aktywacji komórek tucznych, które mogą
indukować apoptozę komórek gwiaździstych wątroby (Faa i in., 2008). Niedobór cynku
powoduje choroby nerek, poprzez uszkodzenia, stres oksydacyjny, apoptozę i stan zapalny
(Tomat i in., 2011), jednakże cynk powoduje też zwiększenie aktywności telomerazy
w ludzkich komórkach raka nerki (Nemoto i in., 2000).
Podawanie cynku szczurom laboratoryjnym wywołuje apoptozę komórek w nabłonku
przełyku i znacznie zmniejsza rozwój guza nowotworowego (Franklin i Costello, 2007).
Deficyt cynku może być związany ze zwiększonym ryzykiem rozwoju raka. Suplementacja
cynkiem wywołuje szybką apoptozę w komórkach nabłonkowych przełyku, a tym samym
znacznie zmniejsza rozwój raka tego narządu (Prasad i Kucuk, 2002). Odkrycie regulacji
przez cynk szlaków zapalnych i kancerogenezy w przełyku może prowadzić do
zapobiegania temu procesowi i wpłynąć na procedury leczenia raka (Taccioli, 2009).
W przypadku żołądka wykazano, iż jony cynku mają działanie przeciwwrzodowe i hamują
143
rozwój Helicobacter pylori. Cynk jest ponadto uważany za kluczowy czynnik dla
zachowania strukturalnej integralności bariery jelitowej. Kilka enzymów w komórkach
nabłonkowych błony śluzowej jelita (np. anhydraza węglanowa), wymaga cynku do swego
działania (Aleksandrowicz, 1973).
Rola cynku w chorobach nowotworowych człowieka nie została jeszcze dokładnie
określona. Badania dowodzą, że w komórkach nowotworowych poziom Zn znacznie się
obniża (Aleksandrowicz, 1973; Stawarz i in., 2011; Głogowska i Pabis, 2012). Ostatnie
doniesienia wskazują, że jony cynku mogą hamować wzrost i rozmnażanie komórek raka
okrężnicy, prowadząc do ich zniszczenia (Rudolf i in., 2010). Potwierdzają to wyniki badań
Stawarza i in. (2011) oraz Głogowskiej i Pabisa (2012), którzy stwierdzili, że tkanki
kontrolne jelita grubego zawierają najwięcej cynku, z kolei tkanki guza mają najniższą
średnią zawartość tego pierwiastka. Eksperymenty wykazały, że zwierzęta z wszczepionym
nowotworem, na bezcynkowej diecie żyją przeważnie 1,5 razy dłużej, niż zwierzęta
karmione normalnie lub z dodatkiem kilku miligramów cynku w ciągu doby (Bondariew,
1989). Za jedną z przyczyn zmian nowotworowych uznaje się zaburzenie proporcji
zawartości cynku w stosunku do zawartości miedzi. Analiza wyników przedstawionych
w niniejszej pracy potwierdza tę hipotezę, gdyż średnia zawartość cynku w tkankach
zdrowych jest dużo wyższa, niż średnia zawartość miedzi w tych samych tkankach.
W badaniach stwierdzono, że w zdrowej nerce poziom cynku jest dużo wyższy
w porównaniu do jego zawartości w tkankach guza nerki. Podobne wyniki uzyskał
w swoich badaniach Hardell i in. (1994). Istnieją też prace, których autorzy uważają, że
tkanki nowotworowe nerki mają wyższą zawartość Zn, niż tkanki zdrowe (Dobrowolski
i in., 2002), co wskazywałoby na fakt, że pierwiastek ten bierze udział w rozwoju
nowotworów i w transformacji nowotworowej w nerkach (Bhuloka i in., 2003). Brak
danych na temat zawartości cynku w tkankach pęcherza moczowego, uniemożliwia podjęcie
szerszej dyskusji, jednak na podstawie otrzymanych wyników można stwierdzić, że
pierwiastek ten może przyczyniać się do transformacji nowotworowej w pęcherzu
moczowym, w wyniku nadmiernej kumulacji w tym narządzie.
Wszystkie zwierzęta wyższe gromadzą miedź przede wszystkim w wątrobie, przy czym
zawartość jej ulega znacznym wahaniom w zależności od wieku i ilości dostarczanej wraz
z pożywieniem (Kabata-Pendias i Pendias, 1979). Obecność miedzi została wykazana
histochemicznie w hepatocytach, w których odbywała się apoptoza (Haywood i in., 2004),
gdzie pośredniczy ona głównie w transporcie ATP-azy (Dijkstra i in., 1996).
144
Zaabsorbowana miedź jest szybko usuwana z krwioobiegu przez wątrobę i w zależności od
okoliczności może być magazynowana, przenoszona do osocza lub wydalana z żółcią
(Chmielnicka, 2005).
Dane co do roli miedzi, jako inhibitora procesu nowotworowego są dość rozbieżne.
Z jednej strony sądzi się, że w grupie wysokiego ryzyka umieralności z powodu raka są
ludzie z najwyższym poziomem Cu i Fe, które mogą odgrywać ważną rolę w etiologii raka
(Wu i in., 2004). Jak wynika z licznych doniesień, w tkankach nowotworowych średnia
zawartość miedzi jest o około 46% wyższa, niż w zdrowych tkankach. Opierając się na tych
badaniach, a także danych własnych, można wysunąć hipotezę o istnieniu biologicznego
mechanizmu uszkodzenia tkanek przy udziale miedzi, która może być odpowiedzialna za
proces nowotworzenia (Margalioth i in., 1983; Sun i in., 2011). Z drugiej strony już
medycyna ludowa wiązała nadzieje z miedzią, jako z czynnikiem chroniącym przed
nowotworami. Miedź należy do silnych inhibitorów procesów rozrostowych u zwierząt
doświadczalnych (sole miedzi należą do inhibitorów procesu nowotworowego u myszy
i szczurów) (Aleksandrowicz, 1973). W jakim zakresie Cu jest inhibitorem procesu
nowotworowego u człowieka, nie zostało jeszcze jednoznacznie stwierdzone.
Zawartość miedzi w tkankach nowotworowych żołądka różni się istotnie od jej
zawartości w tkankach zdrowych, jednak są prace, których autorzy nie otrzymali różnic
istotnych statystycznie (Kobayashi, 1990). U pracowników wydobywających w kopalniach
miedź, nie stwierdza się zwiększonej częstości występowania raka żołądka (Anttila i in.,
1988). Bhuloka i in. (2003) uważa nawet, że zawartość Cu w tkankach nowotworowych
żołądka jest niższa, niż w normalnych tkankach tego narządu (Bhuloka i in., 2003).
Znacznie wyższą zawartość miedzi w tkankach nowotworowych jelita grubego, niż
w tkankach zdrowych tego narządu wykazali także Hornik i in. (2006). Istnieją też prace,
w których stwierdzono, że u pacjentów z rakiem jelita grubego średnia zawartość miedzi
w tkankach nowotworowych była niższa, niż w niezmienionych histopatologicznie tkankach
otaczających guz i w tkankach oddalonych od guza (Stawarz i in., 2011; Witkowski i in.,
1993). Podobnie jak w przypadku żołądka, jelita grubego i nerki, także w tkankach pęcherza
moczowego poziom miedzi jest znacznie wyższy w tkankach nowotworowych niż
w tkankach kontrolnych osób zdrowych. Przedstawione analizy upoważniają do
stwierdzenia, że miedź prawdopodobnie bierze udział w kancerogenezie, przyczyniając się
do powstawania guzów nowotworowych.
145
Całkowite zapasy żelaza w ustroju są regulowane zmianami w szybkości jego
wchłaniania z jelita (Lachowicz, 1994). Wątroba pobiera żelazo z transferyny (Trinder
i Morgan, 1997) i jest głównym miejscem magazynowania Fe w organizmie.
Ceruloplazmina, transferyna i apotransferyna ułatwiają uwalnianie żelaza z ludzkich
komórek wątroby (Young i in., 1997). Nadmierne nagromadzenie żelaza w wątrobie może
przyczyniać się do powstawania zwłóknień a nawet do marskości wątroby. Transformacja
nowotworowa występuje często w obecności marskości wątroby, co sugeruje, że wolne
żelazo odgrywa rolę w kancerogenezie wątroby (Kew, 2009). Niekiedy Fe działa jako
promotor już zainicjowanych hepatocytów w rozwoju raka wątroby (Carthew i in., 1997).
W
niniejszych
badaniach
stwierdzono,
że
zawartość
żelaza
w
tkankach
nowotworowych żołądka jest znacznie wyższa, niż w tkankach niezmienionych
patologicznie, otaczających guz oraz w tkankach kontrolnych żołądka. Podobne wyniki
otrzymali Yaman i in. (2007). Rakotwórcze działanie żelaza w żołądku jest prawdopodobne,
ponieważ zostało udowodnione, że podwyższone ryzyko raka żołądka jest związane
z niskim poziomem ferrytyn w surowicy (Huang, 2003). Są też doniesienia, że zawartość Fe
jest niższa w tkankach nowotworowych żołądka, niż w zdrowych tkankach tego narządu
(Bhuloka i in., 2003). Stawarz i in. (2011) stwierdzili, że w przypadku tkanek żołądka,
średnia zawartość żelaza jest niższa w tkankach guza żołądka w porównaniu do jej
zawartości w tkankach kontrolnych, natomiast wyższa, niż w tkankach otaczających guz
żołądka co wskazywałoby, że wyższa koncentracja Fe w guzie jest skutkiem, a nie
przyczyną kancerogenezy w żołądku. Żelazo może zwiększać ryzyko rozwoju raka jelita
grubego, szczególnie u kobiet (Wurzelmann, 1996). Warto zwrócić uwagę, że zwiększone
ryzyko rozwoju raka jelita grubego jest związane ze spożyciem czerwonego mięsa, dlatego
organiczne żelazo może mieć związek z rozwojem raka tego narządu (Klenow i in., 2009).
W raku odbytnicy również występuje znaczna koncentracja żelaza w tkankach guza,
w porównaniu do zawartości żelaza w polipach, nie ma jednak znaczącej różnicy między
koncentracją Fe w tkankach guzów złośliwych i łagodnych, uwzględniając płeć i wiek
pacjentów (Kucharzewski i in., 2003).
Wiadomo, że tkanki nowotworowe nerki są bogate w żelazo (Dobrowolski i in., 2002),
a w guzach nerki stwierdzono niezwykle wysokie stężenie ferroprotein i żelaza Fe3+
w cytoplazmie (Prokopenko i in., 1987). Potwierdzają to także otrzymane w niniejszej pracy
wyniki. W przypadku pęcherza moczowego najwyższa zawartość żelaza w tkankach guza
146
może świadczyć o udziale tego pierwiastka w uszkodzeniu komórek pęcherza moczowego
i przyczynianiu się do procesu nowotworzenia w tym narządzie.
Z otrzymanych w niniejszej pracy wyników jednoznacznie wynika, że tkanki
nowotworowe kobiet i mężczyzn zawierają znacznie więcej kadmu, niż tkanki zdrowe, co
sugeruje, że kadm bierze udział w procesie kancerogenezy. Kadm w żołądku wchodzi
w reakcję z kwasem solnym i powstaje CdCl2, który może indukować ostre stany zapalne
przewodu pokarmowego (Waisberg i in., 2005). W badaniach na zwierzętach i ludziach
wykazano, że wchłanianie i akumulacja kadmu zależy od wieku i płci. Młode osobniki
wykazują większą zdolność do wchłaniania Cd niż osoby dorosłe (Blazka i Shaikh, 1992;
Kołacz i in., 1996; Satarug i in., 2001), a największe ilości Cd są wchłaniane
w dwunastnicy. Kadm nie ma swoistych dla siebie przenośników ułatwiających jego
wchłanianie czy dystrybucję w organizmie. Dość dużo wiadomo na temat udziału
przenośników
dla
niezbędnych
fizjologicznie
jonów
Fe(II),
Zn(II)
czy
Ca(II)
we wchłanianiu i transporcie kadmu (Bridges i Zalups, 2005). W enterocytach występują
dwa białkowe przenośniki: nieswoisty przenośnik dwuwartościowych jonów metali DMT1
(divalent metal transporter) oraz przenośnik jonów metali MTP1 (metal transporter
protein 1) (Leazer i in., 2002; Ryu i in., 2004). Wchłanianie kadmu może się odbywać
również poprzez system przenośników (hZTL1 i ZNT1) odpowiedzialnych za transport
cynku i kanały wapniowe (Brzóska i Moniuszko-Jakoniuk, 1998; Souza i in., 1997). Kadm
może być również wchłaniany z przewodu pokarmowego w połączeniu z grupami
tiolowymi –SH z cysteiny lub glutationu (GSH), jako Cd-cysteina lub Cd-GSH (Zalups
i Ahmad, 2003). Spośród badanych odcinków przewodu pokarmowego, jelito grube ma
najwyższą zawartość kadmu a najniższą zawartość tego pierwiastka wykazano w tkankach
skóry.
Kadm tworzy wiązania kowalencyjne i jonowe z atomami siarki, tlenu i wodoru
występującymi
w
grupach
sulfhydrylowych,
disiarczkowych,
karboksylowych,
imidiazolowych, czy aminowych wielu związków występujących w komórkach, powodując
znaczne zakłócenia ich homeostazy (Bertin i Averbeck, 2006). Pierwiastek ten ma również
zdolność do oddziaływania z obecnymi w komórkach jonami cynku, miedzi, żelaza,
magnezu, wapnia czy selenu, mającymi istotne znaczenie biologiczne, co może zaburzać
metabolizm. Ostatecznym skutkiem są zmiany morfologiczne i funkcjonalne wielu
narządów (Bonda i in., 2007; Pourahmad i O'Brien, 2000; Pourahmad i in., 2003).
Wiadomo, że udział metali i metaloidów w procesie kancerogenezy polega przede
147
wszystkim na ich bezpośredniej interakcji z DNA. Uszkodzenia DNA (fragmentacja nici,
mutacje, aberracje chromosomowe) indukowane przez kadm są wynikiem pośredniego
działania tego metalu (Filipic i in., 2006). Wiele badań wskazuje, że kancerogenne działanie
kadmu wiąże się ze stresem oksydacyjnym, jaki powstaje w komórkach narażonych na
działanie tego metalu i osłabieniem w nich obronnych mechanizmów antyoksydacyjnych
(Pourahmad i in., 2003). Nadmiar RFT przy obniżonym potencjale antyoksydacyjnym
w komórkach sprzyja aktywacji protoonkogenów, co prowadzi do nadmiernego
wytwarzania produktów białkowych stymulujących proliferację (Joseph i in., 2001;
Beyersmann, 2002). Mała wydolność mechanizmów antyoksydacyjnych w komórkach
narażonych na działanie kadmu może wynikać z interakcji kadmu z cynkiem, miedzią,
żelazem czy selenem, co skutkuje obniżeniem aktywności enzymów antyoksydacyjnych:
dysmutazy ponadtlenkowej, katalazy i peroksydazy glutationowej (Jurczuk i in., 2004).
Istnieją również dane wskazujące, że kadm może hamować naprawę DNA, co wiąże się
z jego zdolnością do hamowania aktywności enzymów biorących udział w usuwaniu
uszkodzeń, bądź modyfikacji tego procesu (Potts i in., 2001; Hartwig i Schwerdtle, 2002;
Jin i in., 2003). Według Waisberga i wsp. mechanizm kancerogennego działania kadmu
może również polegać na zakłóceniu sygnalizacji międzykomórkowej i uszkodzeniach
cytoszkieletu, co prowadzi do zmian w adhezji komórek, która odgrywa główną rolę
w regulacji takich procesów jak wzrost, różnicowanie i migracja komórki. Wiąże się to
ze zdolnością kadmu do modyfikacji E-kadheryn i b-katenin odpowiedzialnych za
integralność tkanek (Joseph i in., 2001; Waalkes i in., 2000; Waisberg i in., 2003), co
wynika z zastępowania przez kadm jonów wapnia w kadherynie E. Wymiana wapnia na
kadm w kadherynach E prowadzi do zmian w konformacji tych białek, co niszczy
połączenia międzykomórkowe oraz powoduje aktywację β-katenin, niekontrolowaną
proliferację, zaburza apoptozę i sprzyja rozwojowi nowotworów (Pearson i Prozialeck,
2001; Prozialeck, 2000; Prozialeck i in., 2003). Wzrost RFT w komórce pod wpływem
działania kadmu zmienia ekspresję wielu genów np. czynnika transkrypcyjnego AP-1
(Joseph i in., 2001). Badania z ostatnich lat wskazują, że kadm może zaburzać proces
translacji, co może odbywać się poprzez zwiększenie aktywności w komórkach czynników
odpowiedzialnych za przebieg translacji: czynników inicjacji (TIF3) lub elongacji (TEF-1).
W badaniach Takiguchi i wsp. wykazano możliwość oddziaływania kadmu na aktywację
i ekspresję genów, która odbywa się przez hamowanie metylacji DNA (Takiguchi i in.,
2003). Wiadomo, że metylacja DNA reguluje ekspresję wielu genów, w tym genów
związanych ze wzrostem, podziałem i różnicowaniem. W przypadku ich hipometylacji
148
dochodzi do nadekspresji i nadmiernej syntezy produktów białkowych odpowiedzialnych za
nasilenie proliferacji komórek, co może skutkować rozwojem zmian nowotworowych
(Poirier i Vlasova, 2002).
Kumulacja jonów wapnia i sodu wewnątrz komórek zakłóca ich homeostazę
(Pourahmad i O'Brien, 2000; Pourahmad i in., 2003), z kolei zahamowanie przez kadm
przepływu
elektronów
w
łańcuchu
oddechowym
w
wyniku
otwarcia
porów
mitochondrialnych, prowadzi do uwalniania do cytozolu cytochromu c i jonów żelaza
Fe(II), pochodzących z centr aktywnych enzymów (Gennari i in., 2003; Hamada i in., 1997;
Pulido i Parrish, 2003; Sokolova i in., 2004). Zmiany potencjału w błonie mitochondrialnej,
zahamowanie przepływu elektronów ze zredukowanego ubichinonu na cytochrom c oraz
wzrost liczby wolnych jonów Fe(II) w komórkach, powodują powstawanie wolnych
rodników tlenowych (reakcje Fentona i Habera-Weissa). Ich nadmiar indukuje peroksydację
lipidów błon mitochondrialnych, co może powodować uszkodzenia tych organelli (Casalino
i in., 1997; Koizumi i in., 1996; Raha i Robinson, 2000; Waalkes, 2003). Krótkotrwałe
narażenie na kadm zwiększa aktywność dysmutazy ponadtlenkowej (SOD), katalazy (CAT),
peroksydazy i reduktazy glutationowej (GSHPx i GSHR), co wskazuje na aktywację
mechanizmów obronnych i odpowiedź adaptacyjną komórek. Przy dłużej trwającym
narażeniu na kadm dochodzi w komórkach do wyraźnego obniżenia ich aktywności, co jest
spowodowane wyparciem z centrum aktywnego MnSOD jonów Mn, Cu i/lub Zn
w przypadku Cu/ZnSOD oraz Fe z układu hemowego katalazy, czy jonów Se z peroksydazy
glutationowej (Jurczuk i in., 2004). Ponieważ GSH bierze udział w bezpośrednim wiązaniu
jonów kadmu, powoduje on obniżenie całkowitej zawartości Cd w komórkach i przyczynia
się do łagodzenia w nich stresu oksydacyjnego. Niezależnie od mechanizmu indukcji stresu
oksydacyjnego przez kadm, w komórkach dochodzi do wzrostu ilości RFT, co prowadzi do
powstawania uszkodzeń i zmian w ich strukturze i metabolizmie. W świetle aktualnego
stanu wiedzy, mechanizm toksycznego działania kadmu polega na indukcji stresu
oksydacyjnego w komórkach, następstwem czego jest przede wszystkim peroksydacyjne
uszkodzenie błon komórkowych (Jurczuk i in., 2004; Lopez i in., 2006; Rydzewski i in.,
1999; Sarkar i in., 1995).
Stres oksydacyjny odgrywa ważną rolę we wzroście i rozwoju raka nerki - znacznie
wyższą
peroksydację
lipidów
wykazano
w
przypadku
tkanek
nowotworowych,
w porównaniu do tkanek zdrowych, tylko u pacjentów płci męskiej (Šverko i in., 2011;
Çoban i in., 1996). W tkankach sąsiadujących z guzem nerki oraz w tkankach kontrolnych,
149
poziom kadmu także jest wyższy, niż w tkankach guza. Podobne wyniki uzyskali
Dobrowolski i in. (2002), Müller i in. (1994) oraz Lidgren i in. (2006). Istnieją dwie prace,
w których stwierdzono, że w tkankach kontrolnych nerki zawartość kadmu jest niższa, niż
w tkankach nowotworowych (Bhuloka i in., 2003; Hardell i in., 1994). Kadm uszkadza
nerki (Renugadevi i Prabu, 2009) oraz indukuje apoptozę w ludzkich zarodkowych
komórkach nerek (Wei-Ping i in., 2007). Stwierdzono także, że kadm może wywoływać
zmiany w materiale genetycznym, szczególnie w chromosomach komórek ssaków, łącznie
z komórkami ludzkimi (Chmielnicka, 2005). Ponadto narażenie na jony Cd2+ może
spowodować wieloetapowy proces nowotworzenia w pęcherzu moczowym (Larson i in.,
2010; Sens i in., 2004). W moczu 60% pacjentów z rakiem pęcherza moczowego
stwierdzono zwiększone stężenie kadmu, co może wskazywać na udział kadmu
w kancerogenezie tego narządu (Darewicz i in., 1998). Reasumując, w tkankach
kontrolnych żołądka, jelita grubego, nerki i pęcherza moczowego, średnia zawartość kadmu
jest dużo wyższa, niż w tkankach nowotworowych tych narządów.
Kumulacja ołowiu w tkankach nowotworowych kobiet i mężczyzn jest znacznie
wyższa niż w tkankach osób zdrowych. Istnieje kilka doniesień na temat zwiększonej
umieralności z powodu chorób nerek u pracowników mających do czynienia z ołowiem.
W wyniku przewlekłego narażenia na stosunkowo wysokie stężenia ołowiu dochodzi do
rozwoju nefropatii ołowiczej (Steenland i in., 1992; Cocco i in., 1997). W chorobie tej mogą
występować trzy okresy: ostra odwracalna nefropatia, przewlekła nefropatia o charakterze
nieodwracalnym oraz powstawanie nowotworów wywodzących się z nabłonka kanalika
nerkowego - ten ostatni efekt nie został dostatecznie udowodniony u ludzi. Ołów jest także
inhibitorem Na+, K+-ATPazy i Ca2+-ATPazy, co w nerkach prowadzi do odwracalnego
nasilenia transportu jonów i wody do komórek tego narządu i powoduje zwiększenie ilości
wapnia, obrzmienie mitochondriów i zwiększenie masy nerek (Starek, 2007).
Wyższa zawartość ołowiu w tkankach żołądka i jelita grubego u pacjentów cierpiących
na chorobę nowotworową tych narządów, może świadczyć o udziale tego pierwiastka
w procesie kancerogenezy. Nieorganiczne związki ołowiu są rakotwórcze u zwierząt
(u myszy ołów powoduje raka nerki) i mają potencjalnie rakotwórcze działanie u ludzi
(Tokar i in., 2010). Istnieją wyniki sugerujące, że związek między narażeniem na ołów,
a inicjowaniem rozwoju raka pęcherza moczowego jest wysoce prawdopodobny (Gołąbek
i in., 2009).
150
Średnia zawartość niklu jest wyższa w tkankach pacjentów nowotworowych, niż
w tkankach kontrolnych osób zdrowych. U osób narażonych zawodowo na nikiel
występujący w postaci pyłu niklowego, siarczku niklowego lub karbonylku niklu,
stwierdzane były przypadki raka przewodu pokarmowego, zwłaszcza żołądka (Chmielnicka,
2005). W niniejszych badaniach wykazano, że w tkankach guza żołądka poziom niklu jest
wyższy, niż w tkankach kontrolnych. Zbliżone wyniki uzyskali Bhuloka i in. (2003) oraz
Yaman i in. (2007). Podobna sytuacja występuje w jelicie grubym - tkanki kontrolne mają
niższą zawartość niklu niż tkanki oddalone od guza, tkanki sąsiadujące z guzem i tkanki
guza.
W
przypadku
nowotworów
urologicznych
istnieje
identyczna
zależność
w koncentracji niklu, jak w przypadku nowotworów gastrologicznych - poziom Ni jest
wyższy w tkankach guza nerki, niż w tkankach kontrolnych. Istnieją doniesienia (Bhuloka
i in., 2003), że zawartość niklu jest niższa w tkankach nowotworowych nerki, niż
w normalnych, zdrowych tkankach. Wstrzyknięcie zwierzętom doświadczalnym związków
niklu powoduje nowotwory złośliwe nerek z przerzutami odległymi (Salnikow i Denkhaus,
2002). Analogicznie u pracowników narażonych na nikiel stwierdza się zwiększone ryzyko
zachorowania na raka nerki (Tveito i in., 1989).
Z badań własnych wynika, że tkanki nowotworowe kobiet i mężczyzn zawierają więcej
rtęci, niż tkanki kontrolne. Analizując uzyskane wyniki można stwierdzić, że zawartość Hg
w wątrobie jest zbliżona do tej, jaką otrzymał Hać i in. (2000). Według danych
literaturowych ekspozycja człowieka na rtęć nieorganiczną nie jest związana z ryzykiem
wystąpienia raka, z jednym wyjątkiem, dotyczącym raka wątroby (Boffetta i in., 1998).
W przypadku żołądka stwierdzono możliwy wpływ metylortęci na podwyższenie ryzyka
rozwoju raka żołądka (Yorifuji i in., 2007). Kumulacja rtęci jest wyższa w tkankach guza
żołądka, w porównaniu do zawartości rtęci w tkankach kontrolnych tego narządu.
W przypadku jelita grubego sytuacja jest podobna - wyższa zawartość rtęci występuje
w tkankach guza w porównaniu do jej zawartości w tkankach sąsiadujących z guzem,
w tkankach oddalonych od guza i w tkankach kontrolnych. Chrobaczyńska i in. (2011)
uważają, że średnia zawartość rtęci w zdrowych tkankach jelit jest podobna u mężczyzn
i u kobiet. W niniejszych badaniach wykazano że poziom rtęci w tkankach nowotworowych
u mężczyzn był niższy niż poziom tego pierwiastka w tkankach nowotworowych kobiet.
W tkankach kontrolnych nerki średnia zawartość rtęci jest dużo niższa, niż w tkankach
guza. Jeśli chodzi o pęcherz moczowy, to prawidłowość w kumulacji rtęci jest podobna, jak
w żołądku i w jelicie.
151
Poziom glutationu jest znacznie wyższy w tkankach nowotworowych, niż w tkankach
osób zdrowych. Rolę glutationu w ochronie komórek wątrobowych przed ksenobiotykami
wykazano w praktyce klinicznej. Czynniki kancerogenne w pierwszym okresie swojego
wpływu na komórkę znacznie obniżają w niej zawartość zredukowanego glutationu. Oprócz
spadku potencjału błonowego mitochondriów i obniżenia się zawartości zredukowanego
glutationu w komórce, występuje wzrost wewnątrzkomórkowej zawartości jonów wapnia,
co samo w sobie jest dla komórki wysoce szkodliwe (Backway i in., 1997). Stres
metaboliczny może rozwinąć się w komórkach przede wszystkim jako rezultat zaburzeń
przemiany energetycznej, mogącej mieć bardzo różne przyczyny i mechanizmy. W efekcie
komórka staje się życiowo znacznie mniej wydolna, co naraża ją na dodatkowe i zazwyczaj
poważne patologiczne konsekwencje. W wyniku np. obniżonej dostawy ATP, na skutek
uszkodzenia mitochondriów, komórka nie może przeprowadzać energozależnych procesów
usuwania toksyn. Sytuacja taka może być jednak korzystna w terapii nowotworów, gdy
zahamowanie metabolizmu energetycznego komórki rakowej ułatwia jej zabicie przez
kumulujące się w niej chemioterapeutyki (Pedersen, 1995). W wielu rodzajach nowotworów
występuje wysokie stężenie glutationu, który decyduje o ich oporności na chemioterapię
i radioterapię, jednakże komórki nowotworowe utraciły zdolność regulacji namnażania się
i kontroli innych mechanizmów fizjologicznych, w tym metabolizmu glutationu. Pod
wpływem
obecności
dużej
ilości
prekursorów
glutationu
(substratów),
komórki
nowotworowe przestają go wytwarzać - jest to zjawisko, które określa się jako hamowanie
zwrotne i jest ono typowe tylko dla nowotworowo zmienionych komórek. Stosując
odpowiednie prekursory glutationu, można w kontrolowany sposób podwyższyć stężenie
glutationu w zdrowych tkankach i obniżyć w komórkach nowotworowych, jednocześnie
zwiększając wrażliwość zmienionej tkanki na działanie układu odpornościowego, którego
zadanie polega na niszczeniu i usuwaniu chorych komórek. Wysokie stężenie glutationu
chroni komórki przed szkodliwym wpływem chemioterapii, idealnie więc byłoby, gdyby
w niezmienionej nowotworowo tkance stężenie glutationu było wysokie, a w tkance
nowotworowej niskie. Niestety u wielu pacjentów stężenie glutationu w komórkach
nowotworowych przekracza normę. Jest to jedyny przypadek, w którym stężenie glutationu
jest zbyt wysokie, gdyż w zdrowych tkankach podlega ono ścisłej regulacji. Przyczyną jest
brak mechanizmów kontrolujących poziom glutationu w komórkach nowotworowych.
Guzy, w komórkach których stężenie glutationu jest wysokie, są często oporne na
chemioterapię (Gutman, 2005).
152
Stężenie glutationu jest wyższe w tkankach guzów nowotworowych (Nawarro i in.,
1999), co potwierdzają otrzymane w tej pracy wyniki. W badaniach Czeczot i in. (2005)
stwierdzono niższy poziom zredukowanego glutationu w tkankach nowotworowych
żołądka, w porównaniu jego poziomem w tkankach otaczających guz żołądka. Uzyskane
wyniki badań wskazują na zaburzenia w funkcjonowaniu systemu antyoksydacyjnego
u chorych na raka żołądka, o czym świadczą zmiany w poziomie zredukowanego glutationu
(Czeczot i in., 2005). W ludzkim raku okrężnicy następuje utrata komórkowego glutationu
(Rhoads
i
Aw,
2003),
co
może
poprawić
działanie
cytotoksyczne
leków
przeciwnowotworowych (Saito i in., 1997). Umiarkowane zmniejszenie lub zwiększenie
stężenia glutationu na poziomie komórkowym nie ma wpływu na wzrost ludzkich komórek
gruczolakoraka okrężnicy, ale spadek na poziomie komórkowym wykazuje nieznacznie
zwiększoną aktywność cytotoksyczną w tych komórkach (Chen i in., 1995). Sprzężony
kwas etakrynowy glutationu jest skutecznym inhibitorem konkurencyjnym do wiązania
białka, w przypadku ludzkiego raka okrężnicy (Ciaccio i in., 1996).
Wartość stężenia zredukowanego GSH była wyższa w tkankach guza nerki niż
w tkankach otaczających guz i w tkankach kontrolnych nerki. W przypadku raka nerki
wysoki poziom glutationu może ograniczać szkody spowodowane przez stres oksydacyjny
(Pljesa-Ercegovac i in., 2007). Na podstawie dostępnych prac badawczych można
wyciągnąć wniosek, że w komórkach guza pęcherza moczowego występuje zwiększona
zawartość glutationu (Byun i in., 2005), która jest istotnie wyższa, niż w tkankach
otaczających guz oraz w tkankach kontrolnych (Giralt i in., 1993). Z przeprowadzonych
w niniejszej pracy badań wynika jednak, że tkanki kontrolne pęcherza moczowego mają
nieco wyższy poziom glutationu, niż tkanki sąsiadujące z guzem i tkanki guza. Dodatkowo,
średnia
zawartość
GSH
nie
różni
się
istotnie
pomiędzy tkankami
zdrowymi
i nowotworowymi pęcherza moczowego (Singh i in., 1994). Podobnie uważa Sönmez i in.
(2003). Hassan i in. (1997) stwierdzili natomiast, że poziom glutationu jest wyższy
w tkankach otaczających guz, niż w tkankach guza pęcherza moczowego (Hassan i in.,
1997).
W tkankach nowotworowych aktywność peroksydazy glutationowej jest niższa, niż
w tkankach zdrowych. W tkankach skóry aktywność peroksydazy glutationowej jest równie
wysoka, jak w tkankach przełyku, jednak doświadczenia wskazują, że w skórze, w wyniku
napromieniowania następuje spadek aktywności tego enzymu (Chandra i in., 2003). Wzrost
aktywności komórkowej peroksydazy glutationowej sprawia, że stare komórki skóry są
153
bardziej odporne na stres oksydacyjny niż młode (Matsuo i in., 2004). Stres oksydacyjny
objawiający się zaburzeniami antyoksydacyjnych mechanizmów obronnych, m.in.
zmniejszeniem aktywności peroksydazy glutationowej, powoduje znaczne uszkodzenia
wątroby (Wang i in., 2009). Aktywność peroksydazy glutationowej w wątrobie jest
stosunkowo stała w czasie rozwoju człowieka (McElroy i in., 1992) i spada w okresie
starzenia się (Muradian i in., 2002). W przewlekłej niewydolności nerek, która związana
jest ze stresem oksydacyjnym, aktywność tego enzymu może być znacznie obniżona
(Sindhu i in., 2005).
Komórki nowotworowe wytwarzają duże ilości reaktywnych form tlenu (ROS)
i unikają apoptozy, jednakże peroksydazy glutationowe GPX1/GPX2 hamują rozwój
zapalenia i raka jelita grubego, z kolei nadekspresja GPX3 hamuje wzrost raka i tworzenie
przerzutów (Brigelius-Flohé i Kipp, 2009). Udowodniono, że pod wpływem środka
zapachowego „curry leaf” (liście curry), następuje znaczny wzrost aktywności peroksydazy
glutationowej, a liście curry mają wyraźne działanie przeciwnowotworowe (Dasgupta i in.,
2003). Badania wykazały, że w tkankach guza jelita grubego aktywność preoksydazy
glutationowej jest znacznie wyższa, niż w tkankach otaczających guz i w tkankach
kontrolnych. Podobne wyniki uzyskała Diakowska i in. (2013), natomiast Siegers i in.
(1984) twierdzą, że nie istnieją różnice istotne statystycznie pomiędzy aktywnością GPx
w tkankach kontrolnych i nowotworowych. Istnieją prace, z których wynika, że aktywność
peroksydazy glutationowej w jelicie grubym jest zmniejszona w tkankach nowotworowych
w porównaniu z aktywnością GPx w tkankach sąsiadujących z guzem (Oztürk i in., 1998).
Aktywność GPx w tkankach nowotworowych nerki jest na niższym poziomie, niż
aktywność tego enzymu w przyległych tkankach zdrowych, natomiast w tkankach
kontrolnych nerki aktywność GPx jest najniższa, co zgadza się z wynikami badań z 1997
roku (Durak i in., 1997). W innych badaniach stwierdzono z kolei znaczny spadek
aktywności peroksydazy glutationowej w tkankach nowotworowych nerki (Di Ilio i in.,
1995). W przypadku pęcherza moczowego otrzymano odwrotną prawidłowość, niż
w żołądku, jelicie grubym i nerkach, ponieważ to tkanki kontrolne i tkanki sąsiadujące
z guzem pęcherza moczowego wykazują wyższą aktywność peroksydazy glutationowej, niż
tkanki guza. Otrzymane wyniki są sprzeczne z badaniami Singha i in. (1994), według
których aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach guzów nowotworowych
pęcherza moczowego jest wyższa, niż w zdrowych tkankach tego narządu (Singh i in.,
1994).
154
Aktywność SOD jest wyższa w tkankach zdrowych, niż w tkankach nowotworowych.
Sok trzustkowy pacjentów z przewlekłym zapaleniem trzustki lub nowotworem trzustki
zawiera wyższe poziomy Cu/ZnSOD, niż sok trzustkowy osób zdrowych (Hausmann i in.,
1997). Wiele ludzkich nowotworów kojarzonych jest ze znaczącymi zmianami
w aktywności i ekspresji dysmutazy ponadtlenkowej. W chorobie nowotworowej istnieją
wyraźne różnice między aktywnością SOD w zdrowych i zmienionych nowotworowo
komórkach organizmu. Niska aktywność SOD jest charakterystyczna dla komórek
niezróżnicowanych i nowotworowych. W przypadku komórek nowotworowych, które
ulegają różnicowaniu, aktywność tego enzymu wzrasta. Bardzo często obserwuje się
zmiany aktywności SOD w tkankach odległych od miejsca wystąpienia nowotworu (Malafa
i in., 2000). W przypadkach zdiagnozowanego raka żołądka, całkowita aktywność SOD
w komórkach
nabłonkowych
żołądka,
zarówno
zmienionych
nowotworowo,
jak
i prawidłowych była obniżona. Również we krwi pacjentów z wczesnymi stadiami raka
żołądka obserwowano zmniejszoną aktywność SOD (Wei, 1991). Niniejsze badania
wskazują, że aktywność dysmutazy ponadtlenkowej jest zwiększona w tkankach guza
żołądka w porównaniu do aktywności SOD w tkankach przyległych, niezmienionych
histopatologicznie i w tkankach kontrolnych – podobne wyniki prezentują Hwang i in.
(2007). Nie stwierdzono natomiast związku między poziomem SOD w surowicy,
a ryzykiem wystąpienia raka żołądka, dlatego rola dysmutazy ponadtlenkowej w rozwoju
raka żołądka wymaga dalszych badań (Pham i in., 2007). Istnieją prace, których autorzy
twierdzą, że całkowita aktywność SOD jest znacznie wyższa w tkankach zdrowych, niż
w tkankach nowotworowych żołądka (Monari i in., 2006; Batcioglu i in., 2006).
Nadekspresję MnSOD obserwowano częściej w zdrowych tkankach żołądka, niż
w tkankach nowotworowych (Korenaga i in., 2003), zaś aktywność Cu/ZnSOD była
znacznie podwyższona u chorych na raka żołądka, w porównaniu z grupą kontrolną osób
zdrowych. Wyższe stężenie Cu/ZnSOD może być związane ze zwiększonym ryzykiem
wystąpienia raka żołądka (Lin i in., 2002), natomiast MnSOD jest niezależnym parametrem
prognostycznym chorych na raka żołądka (Janssen i in., 2000). Ponadto aktywność MnSOD
nasila się w pierwotnych guzach osób chorych na raka żołądka z przerzutami do węzłów
chłonnych (Malafa i in., 2000).
W nowotworach jelita grubego stwierdzono zarówno zwiększoną, jak i zmniejszoną
aktywność enzymów Cu/ZnSOD i MnSOD w porównaniu z ich aktywnością w normalnym
nabłonku (Beno i in., 1993; Nelson, 1988), co może wynikać z zastosowania różnych metod
155
oznaczania aktywności SOD (Beyer i Fridovich, 1987). Aktywność SOD w jelicie grubym
jest zmniejszona w tkankach nowotworowych, w porównaniu z aktywnością w tkankach
sąsiednich i w tkankach kontrolnych. Do podobnych wniosków doszedł w swoich badaniach
Oztürk i in. (1998). Wydaje się, że w nowotworach jelita grubego wzrost aktywności
MnSOD następuje już w początkowej fazie rozwoju raka (Janssen i in., 1999), a dalszy
wzrost aktywności tego enzymu w polipach wskazuje na proces złośliwienia (Konishi
i Morson, 1982). Zaobserwowano także pozytywną korelację pomiędzy poziomem mRNA
MnSOD, a inwazją naczyniową w guzach jelita grubego. Wyniki te sugerują, że
nadekspresja mRNA MnSOD w guzach jelita grubego może być związana ze zwiększoną
agresywnością guzów (Janssen i in., 1999; Toh i in., 2000). Potwierdzają to również
badania Satomi i wsp., które wykazały, że aktywność SOD w tkance rakowej jelita grubego
wzrastała wraz z rozwojem poszczególnych stadiów i zmieniała się w zależności od stopnia
zaawansowania rozwoju choroby (inwazja naczyniowa) (Satomi i in., 1995). W licznych
badaniach zaobserwowano, że istnieje rozbieżność pomiędzy aktywnością, a ilością białka
SOD w komórkach nowotworowych jelita grubego (Janssen i in., 1999; Mulder i in., 1990).
Wskazuje to, że aktywność enzymatyczna i ekspresja białka SOD w jelicie nie są ze sobą
skorelowane, zatem oznaczanie wyłącznie aktywności SOD nie obrazuje prawdziwego
poziomu ekspresji tego enzymu w komórce. Wydaje się, że synteza MnSOD podlega
indukcji w stresie oksydacyjnym, natomiast ekspresja Cu/ZnSOD jest regulowana przez
inne czynniki (Frank i in., 2000; Hassan, 1988). Kolejnym stadiom w rozwoju raka jelita
grubego towarzyszy dalszy wzrost aktywności MnSOD. Można zatem uważać MnSOD za
wskaźnik stopniowego złośliwienia komórek rakowych jelita grubego, a jej aktywność
może być markerem prognostycznym przeżywalności pacjentów (Janssen i in., 1999).
U pacjentów z rakiem jelita grubego charakterystyczna jest zmniejszona aktywność
dysmutazy ponadtlenkowej, co sugeruje zaburzenia bariery antyoksydacyjnej, dlatego
związki koordynacyjne Cu (II), które wzmacniają aktywność SOD, mogą okazać się
przydatne do zapobiegania i leczenia raka okrężnicy i odbytnicy (Kubiak i in., 2011).
W tkankach nowotworowych jelita grubego występują duże zmiany w poziomie
i aktywności MnSOD, która może mieć funkcjonalną rolę w kancerogenezie jelita grubego
(Janssen i in., 1999). W badaniach Skrzydlewskiej i in. (2005) zaobserwowano wzrost
aktywności Cu/ZnSOD w śluzówce zdrowego jelita grubego, w porównaniu z tkankami
nowotworowymi okrężnicy (Skrzydlewska i in., 2005; Van Driel i in., 1997). W innych
badaniach dowiedziono, że stężenie MnSOD w tkankach nowotworowych było znacznie
wyższe, niż w zdrowych tkankach jelita grubego, nie było natomiast różnicy w stężeniu
156
Cu/ZnSOD w tkankach kontrolnych i nowotworowych, a zawartość Mn i Cu/ZnSOD nie
była związana z ogólnym przeżyciem pacjentów. Badania te wykazały, że u pacjentów
z rakiem jelita grubego aktywność MnSOD ma znaczną wartość prognostyczną (Janssen
i in., 1998).
Homma-Takeda i in. (2000) podają, że aktywność Cu/ZnSOD w tkankach
nowotworowych nerki była niższa, niż w zdrowych tkankach. Selektywne zmniejszanie
aktywności cynkowo-miedziowej dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach rakowych,
wskazuje na cytoplazmatyczną obronę przed wolnymi rodnikami. Wyniki sugerują, że
enzymatyczny mechanizm obronny jest znacznie zmniejszony w tkankach nowotworowych
nerek ze względu na zaniżone wartości Cu/ZnSOD (Durak i in., 1997). Inni autorzy
uważają, że aktywność enzymatyczna dysmutazy ponadtlenkowej jest podobna zarówno
w tkankach nowotworowych, jak i w tkankach zdrowych nerek, a wiek pacjentów lub typ
guzów nie ma wyraźnego wpływu na działalność SOD (Nakada i in., 1988). W niniejszych
badaniach wykazano, że aktywność dysmutazy ponadtlenkowej jest podobna w tkankach
kontrolnych nerki, w tkankach oddalonych od guza nerki oraz w tkankach guza nerki.
Niewiele wyższa aktywność SOD występuje w tkankach sąsiadujących z guzem nerki.
W pęcherzu moczowym aktywność SOD jest najniższa w tkankach kontrolnych natomiast
w tkankach sąsiadujących z guzem aktywność SOD jest wyższa, niż w tkankach guza
pęcherza moczowego. Obniżenie aktywności całkowitej SOD oraz obniżenie aktywności
MnSOD lub jej brak, połączone z podwyższeniem ilości rodników ponadtlenkowych
wydaje się być charakterystyczne dla większości komórek nowotworowych we wczesnym
stadium rozwoju procesu nowotworowego (Sun, 1990). Jeśli chodzi o aktywność dysmutazy
cytozolowej, to wyniki licznych badań wskazują, że obniżenie aktywności Cu/ZnSOD jest
dość powszechne dla wielu typów nowotworów. Nie wydaje się to jednak być uniwersalną
cechą charakterystyczną dla każdej komórki nowotworowej. Wielu autorów uważa, że brak
aktywności formy MnSOD jest charakterystyczny dla komórek stransformowanych
i komórek nowotworowych in vitro i in vivo, co prowadzi do gromadzenia się dużych ilości
rodnika ponadtlenkowego, powstawania uszkodzeń komórek i rozregulowania kontroli
proliferacji komórek (Dionisi i in., 1975; Oberley i in., 1978; Yamanaka i in., 1978).
Na podkreślenie zasługuje fakt, że aktywność SOD w ludzkich komórkach zarówno
normalnych, jak i nowotworowych wykazuje znaczne różnice osobnicze. Zmiany
aktywności tego enzymu zależą nie tylko od typu nowotworu, ale nawet od stadium jego
rozwoju. Przypuszcza się, że obniżenie aktywności MnSOD może być związane
157
z uszkodzeniami prowadzącymi do delecji w długim ramieniu chromosomu 6, gdzie
znajduje się gen kodujący ten enzym. Mutacja tego typu jest bardzo często obserwowana
w wielu typach nowotworów (np. rak piersi, czerniak) (Dutrillaux i in., 1990). Niesprawny
i osłabiony system antyoksydacyjny w chorobie nowotworowej powoduje kumulację
wolnych rodników, które mogą powodować i nasilać proces powstawania przerzutów.
Większość
nowotworów
przechodzi
poprzez
kolejne
stadia
rozwoju,
związane
ze stopniowym złośliwieniem. Nowsze prace wykazały wzrost aktywności i ekspresji SOD
(szczególnie MnSOD) zależny od stadium nowotworu (Janssen i in., 1999; Satomi i in.,
1995), a szczególnie gdy nowotwór staje się złośliwy i powstają przerzuty (Oberley i in.,
2000). Ponieważ aktywność MnSOD w wielu typach nowotworów jest często niższa, niż
w normalnych tkankach (StClair i Holland, 1991), podjęto badania w celu wyjaśnienia tego
zjawiska. Zastosowane techniki biologii molekularnej pozwoliły określić strukturę
ludzkiego MnSOD na podstawie komplementarnego cDNA, wyizolowanego z guza raka
jelita grubego (HT-29). Dojrzałe białko składa się ze 198 aminokwasów poprzedzonych
24-aminokwasową sekwencją liderową. Na podstawie analizy sekwencji DNA stwierdzono,
że region MnSOD, który ulega translacji jest taki sam w nowotworach, jak i w zdrowych
tkankach, ale wykazuje różnice w regionach 5´ i 3´ nie ulegających translacji. Czas
półtrwania mRNA MnSOD (ok.10 h) jest taki sam w tkankach zdrowych i nowotworowych,
natomiast ilość białka MnSOD jest niższa w tkankach nowotworowych. Obniżony poziom
MnSOD w komórkach rakowych jest związany bardzo często z defektami w ekspresji genu,
zaś obniżenie aktywności SOD w komórkach nowotworowych może wynikać
ze zmniejszonych ilości mRNA SOD i dlatego przy zachowanej całkowitej aktywności
SOD, w komórkach nowotworowych stwierdza się jednak obniżenie aktywności MnSOD.
Obserwowany wzrost, bądź spadek ekspresji genów SOD, w zależności od stadium i typu
nowotworu, świadczy o różnorodnych czynnikach wpływających na regulację ekspresji
genów SOD w rozwoju procesu nowotworowego (Dutrillaux i in., 1990; StClair i Holland,
1991).
Obniżenie aktywności katalazy towarzyszy wielu chorobom, m.in. zapaleniu płuc,
gruźlicy, miażdżycy, cukrzycy, żółtaczce, nowotworom, chorobom neurodegeneracyjnym
(chorobie Parkinsona i Alzheimera), zapaleniu nerek i innym (Casado i in., 1995; Houdou
i in., 1991; Markesbery, 1997; Omar i in., 1999; Pastor i in., 1998). Wszystkim tym
chorobom towarzyszą stany zapalne. Zaobserwowano, że w przypadku chorób
poprzedzonych stanami zapalnymi wzrasta aktywność katalazy w osoczu krwi, co jest
158
spowodowane najprawdopodobniej jej wyciekiem z uszkodzonych komórek, zwłaszcza
z erytrocytów (Goth i in., 2001; Niikawa i in., 1982; Omar i in., 1999). Małą aktywność
katalazy we krwi zaobserwowano z kolei u chorych z miażdżycą i cukrzycą, co wskazuje na
długo trwający stres oksydacyjny w komórkach organizmu tych osób. Wykazano, że H2O2
uszkadza komórki β trzustki, co przy niedoborze katalazy prowadzi do rozwoju cukrzycy
(Goth i Eaton, 2000; Goth i in., 2004; Goth i in., 2005; Heales, 2001).
Wyraźne obniżenie aktywności katalazy zaobserwowano w wielu typach nowotworów
(głowy i szyi, płuc, przewodu pokarmowego, piersi, nerek czy w białaczkach) (Casado i in.,
1995; Czeczot i in., 2003; Czeczot i in., 2005; Speranza i in. 1993; Sun, 1990). W tkankach
nowotworowych żołądka także stwierdzono zmniejszenie aktywności katalazy (Tandon
i in., 2004), przy czym aktywność tego enzymu jest większa w tkankach guza,
w porównaniu
do
aktywności
CAT
w
tkankach
przyległych,
niezmienionych
histopatologicznie (Hwang i in., 2007). Podobne wyniki aktywności katalazy otrzymano
w niniejszych badaniach. Według Diakowskiej i in. (2013), aktywność CAT jest istotnie
wyższa w tkankach nowotworowych, w porównaniu do aktywności tego enzymu
w tkankach zdrowych. W innych pracach autorzy wykazali, że aktywność CAT w jelicie
grubym była niższa w tkankach nowotworowych, w porównaniu z aktywnością CAT
w tkankach sąsiadujących z guzem (Oztürk i in., 1998; Beno i in., 1995). Spadek
aktywności CAT stwierdzono z kolei w tkankach nowotworowych pęcherza moczowego
w porównaniu do aktywności katalazy w tkankach przyległych do guza i w tkankach
kontrolnych pęcherza moczowego (Durak i in., 1994). Uzyskane w niniejszych badaniach
wyniki są zbliżone, ponieważ aktywność katalazy w tkankach guza pęcherza moczowego
i w tkankach otaczających guz jest niższa, niż w tkankach kontrolnych.
159
Wnioski
Wykazane różnice pomiędzy zawartościami poszczególnych pierwiastków w badanych
tkankach są związane ze stanem zdrowia (w kontekście choroby nowotworowej) i mogą
mieć istotny związek z inicjacją i rozwojem nowotworu. Płeć i wiek, będące czynnikami
istotnie związanymi z zawartościami oznaczanych metali, mają znaczenie dla przebiegu
procesu nowotworowego.
Zwiększone zawartości pierwiastków ksenobiotycznych w tkankach nowotworowych mogą
być konsekwencją rozwoju choroby nowotworowej, jednak szczegółowa analiza wyników,
a zwłaszcza tych dotyczących tkanek oddalonych od guza i tkanek zdrowych upoważnia do
stwierdzenia, że metale ciężkie w istotny sposób mogą przyczyniać się do indukcji procesu
kancerogenezy.
Zwiększone stężenie glutationu i podwyższona aktywność dyzmutazy ponadtlenkowej oraz
peroksydazy glutationowej w tkankach pacjentów cierpiących na choroby nowotworowe
wydaje się mieć związek z aktywnością metaboliczną, której celem jest przywrócenie
homeostazy. Zmniejszona aktywność katalazy w tkankach nowotworowych może być
konsekwencją specyfiki metabolicznej tkanek nowotworowych, w których produkcja
nadtlenku wodoru może być mniejsza. Uzyskane wyniki dowodzą, że tkanka nowotworowa
jest miejscem wysokiego poziomu stresu oksydacyjnego. Lepsze zrozumienie procesów
zachodzących w komórkach nowotworowych z punktu widzenia równowagi oksydacyjnoredukcyjnej może być pomocne w opracowywaniu nowych terapii przeciwnowotworowych.
Suplementacja pierwiastków biogennych może mieć wpływ na kumulację pierwiastków
ksenobiotycznych w tkankach nowotworowych, jednak uzyskane wyniki nie stanowią
wystarczających danych, które upoważniałyby do sformułowania jednoznacznych
wniosków, dlatego też każdy przypadek powinien być rozpatrywany indywidualnie.
160
Streszczenie
W pracy badano zawartość metali biogennych (Na, K, Ca, Mg, Zn, Cu, Fe),
ksenobiotycznych (Cd, Pb, Ni, Hg), stężenie glutationu zredukowanego oraz aktywność
wybranych
enzymów
antyoksydacyjnych
(peroksydaza
glutationowa,
dysmutaza
ponadtlenkowa, katalaza) w tkankach zdrowych, tkankach nowotworowych i tkankach
otaczających guz, które pochodziły z układu pokarmowego, moczowego oraz skóry
człowieka. Od pacjentów ze zdiagnozowanym nowotworem pobierano wycinki z 3 miejsc:
z guza nowotworowego, z obszaru bezpośrednio przylegającego do guza oraz z obszaru
oddalonego od guza nowotworowego.
Zawartość sodu, potasu, wapnia, magnezu, cynku, miedzi, żelaza, kadmu, ołowiu
i niklu oznaczono metodą spektrofotometryczną płomieniową FAAS, natomiast poziom
rtęci oznaczono metodą spektrofotometryczną zimnych par CVAAS. Otrzymane wyniki
wyrażono w mikrogramach na gram suchej masy tkanki [µg•g-1s.m.], a w przypadku rtęci
w mikrogramach na gram świeżej masy tkanki [µg•g-1ś.m.]. Stężenie zredukowanego
glutationu oznaczono według kolorymetrycznej metody Ellmana (1959) za pomocą czytnika
mikropłytek ELISA i wyrażono w µM•mg-1białka. Oznaczenia aktywności GPx oparto na
zmodyfikowanej metodzie wg Lück (1962), zaś dysmutazy ponadtlenkowej na metodzie
wg Rice-Evans i in. (1991), wykorzystując spektrofotometr UV-VIS MARCEL.
Pomiar aktywności
katalazy wykonano
przy użyciu
elektrody tlenowej.
Wyniki
pomiarów wszystkich enzymów wyrażono w jednostkach enzymatycznych na miligram
białka [U•mg-1białka].
W tkankach pacjentów, u których zdiagnozowano chorobę nowotworową stwierdzono
wyższą kumulację metali (zarówno ksenobiotycznych, jak i biogennych), w porównaniu do
tkanek pacjentów zdrowych. Najwyższe zawartości oznaczanych pierwiastków stwierdzono
w tkankach nowotworowych jelita grubego i nerek, zaś najniższe w tkankach skóry
i pęcherza moczowego. Stężenie GSH i aktywność SOD GPx oraz CAT były najwyższe
w tkankach przełyku, skóry i pęcherza moczowego, a najniższe w tkankach jelita grubego,
nerki i wątroby.
161
Summary
In this study researched biogenic metals (Na, K, Ca, Mg, Zn, Cu, Fe), xenobiotic metals
(Cd, Pb, Ni, Hg), content of glutathione, and antioxidant activity of selected enzymes
(glutathione peroxidase, superoxide dismutase, catalase). Samples came from the human
digestive, urinary systems and from the skin. Cancerous samples were collected from three
places: the tumor, the area immediately adjacent to the tumor and the area distant from the
tumor.
The contents of sodium, potassium, calcium, magnesium, zinc, copper, iron, cadmium,
lead and nickel were determined by flame atomic absorption spectrophotometry method
(FAAS), while the content of mercury was determined by cold vapor atomic absorption
spectrophotometry (CVAAS). The obtained results were expressed in micrograms per gram
of dry mass, and for mercury in micrograms per gram of fresh mass of tissue.
The concentration of reduced glutathione was determined by the colorimetric method
of Ellman
(1959)
by means
of
an
ELISA
reader
microplate
and
expressed
-1
as µM•mg protein. GPx activity assay was based on a modified method according
of Lück (1962),
and
superoxide
dismutase
to
the
method
according
of Rice-Evans et al. (1991), using UV-VIS spectrophotometer MARCEL. Measurement
of catalase activity was performed using oxygen electrode. The measurement results of all
the enzymes were expressed in units of enzyme per milligram of protein [U•mg-1protein].
Patients with diagnosed cancer of the stomach, large intestine, kidney or bladder,
accumulate metals in their tissues to a greater extent than healthy patients. The highest
levels of elements are indicated in the tissues of the large intestine and kidney, and the
lowest level in the tissues of the skin and bladder. The level of GSH and activities of GPx,
SOD and CAT are the highest in the tissues of the esophagus, skin and bladder, and the
lowest in the tissues of the large intestine, kidney, and liver. In the tumor tissues the content
of the measured elements and antioxidants is higher, than in the control tissues.
162
Literatura
1.
ABBÉS, S., QUANES, Z., SALAH-ABBÉS, J., HOUAS, Z., OUESLATI, R.,
BACHA, H., OTHMAN, O.: The protective effect of hydrated sodium calcium
aluminosilicate against haematological, biochemical and pathological changes induced by
Zearalenone in mice. W: Toxicon, 2006, 47, 5, 567-574.
2.
ADACHI, S., NAGANO, S., ISHIMORI, K., WATANABE, Y., MORISHIMA, I.,
EGAWA, T., KITAGAWA, T., MAKINO, R.: Roles of proximal ligand in heme proteins:
replacement of proximal histidine of human myoglobin with cysteine and tyrosine by sitedirected
mutagenesis
as
models
for
P-450,
chloroperoxidase,
and
catalase.
W: Biochemistry, 1993, 32, 241–252.
3.
AGAR, N.S., SARZADEH, S.M.H., HALLAWAY, P.E., EATON, J.W.: Erythrocyte
catalase: a somatic oxidant defense? W: The Journal of Clinical Investigation, 1986, 77,
319–321.
4.
ALEKSANDROWICZ, J.: Metale życia a ochrona środowiska człowieka. Warszawa-
Kraków. Państwowe Wydawnictwo Naukowe, 1973, 9-35.
5.
ALEXIOU, D., GRIMANIS, A.P., GRIMANI, M., PAPAEVANGELOU, G.,
KOUMANTAKIS, E., PAPADATOS, C.: Trace elements (zinc, cobalt, selenium, rubidium,
bromine, gold) in human placenta and newborn liver at birth. W: Pediatric Research, 1977,
11, 5, 646-648.
6.
ANDOH, A., SHIMADA, M., FUJIYAMA, Y., BAMBA, T.: Sodium butyrate blocks
cytokine-induced decay-accelerating factor (DAF;CD55) expression in human colon cancer
cells. W: Gastroenterology, 2000, 118, 4, 1, 271.
7.
ANTILLA, A., PUKKALA, E., AITIO, A., RANTANEN, T., KARJALOVINEN, S.:
Update of cancer incidence among workers at a copper/nickel Smelter and nickel refinery.
W: International Archives Occupational Environmental Health, 1988, 71, 245-250.
8.
ARAKI, I., DU, S., KAMIYAMA, M., MIKAMI, Y., MATSUSHITA, K., KOMURO,
M., FURUYA, Y., TAKEDA, M.: Overexpression of epithelial sodium channels in
epithelium of human urinary bladder with outlet obstruction. W: Urology, 2004, 64, 6,
1255-1260.
9.
ARTYKUŁ REDAKCYJNY: Is it just the liver? W: The Journal of Laboratory and
Clinical Medicine, 2004, 144, 169-172.
163
10. ARTYKUŁ REDAKCYJNY: Magnez a rak, 2009.
11. BACKWAY, K.L., McCULLOCH, E.A., CHOW, S., HEDLEY, D.W.: Relationships
between the mitochondrial permeability transition and oxidative stress during ara-C
toxicity. W: Cancer Research, 1997, 57, 12, 2446-2451.
12. BALL, S.: Odtruwanie człowieka, sposoby samoodtruwania organizmu. Warszawa.
Oficyna Wydawnicza Medyk, 2001, 15-67, 113-125.
13. BARTOSZ, G.: Druga twarz tlenu. Wydawnictwo PWN, Warszawa 2003.
14. BASKETTER, D.A., ANGELINI, G., INGBER, A., KERN, P.S., MENNÉ, T.: Nickel,
chromium and cobalt in consumer products: revisiting safe levels in the new millennium.
W: Contact Dermatitis, 2003, 49, 1, 1-7.
15. BATCIOGLU, K., MEHMET, N., OZTURK, I.C., YILMAZ, M., AYDOGDU, N.,
ERGUVAN, R., UYUMLU, B., GENC, M., KARAGOZLER, A.A.: Lipid peroxidation and
antioxidant status in stomach cancer. W: Cancer Investigation, 2006, 24, 1, 18-21.
16. BEHNDIG, A., SVENSSON, B., MARKLUND, S.L., KARLSSON, K.: Superoxide
dismutase isoenzymes in the human eye. W: Investigative Ophthalmology and Visual
Science, 1998, 39, 471–475.
17. BENNETT, M., POCHAPIN M. D.: Rak jelita grubego. Poznań. Dom Wydawniczy
REBIS, 2004, 65-170.
18. BENO, I., STARUCHOVÁ, M., VOLKOVOVÁ, K., BÁTOVSKÝ, M.: Increased
antioxidant enzyme activities in the colorectal adenoma and carcinoma. W: Neoplasma,
1995, 42, 5, 265-269.
19. BENO, I., VOLKOVOVÁ, K., BÁTOVSKY, M., STARUCHOVÁ, M.: Increased
mucosal antioxidant enzyme activities in chronic gastritis and benign gastric polyps.
W: European Journal of Cancer Prevention, 1993, 2, 6, 461-465.
20. BERGANN, T., PLÖGER, S., FROMM, A., ZEISSIG, S., BORDEN, S.A., FROMM,
M., SCHULZKE, J.D.: A colonic mineralocorticoid receptor cell model expressing
epithelial Na+ channels. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 2009,
382, 2, 280-285.
164
21. BERTIN, G., AVERBECK, D.: Cadmium: cellular effects, modifications of
biomolecules, modulation of DNA repair and genotoxic consequences. W: Biochimie, 2006,
88, 1549-1559.
22. BEYER, J.F., FRIDOVICH, I.: Assaying for superoxide dismutase activity: some large
consequences of minor changes in condition. W: Analytical Biochemistry, 1987, 161,
559-566.
23. BEYERSMANN, D., HECHTENBERG, S.: Cadmium, gene regulation, and cellular
signaling in mammalian cells. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 1997, 144,
247-261.
24. BEYERSMANN, D.: Effects of carcinogenic metals on gene expression.
W: Toxicology Letters, 2002, 127, 63- 68.
25. BHULOKA, R.S., JOHN, CH.M., NAGA, R.G.J., VIJAYAN, V., SEETHARAMI,
R.B., RAVI, K.M., SUNDARESWAR, B.: Trace elemental analysis of carcinoma kidney
and stomach by PIXE method. W: Nuclear Instruments and Methods in Physics Research B,
2003, 207, 345-355.
26. BIRD, G.L.A., PRACH, A.T., MC MAHON, A.D., FORREST, J.A.H., MILLS, P.R.,
DANESH, B.J.: Randomised controlled double-blind trial of the calcium channel antagonist
amlodipine in the treatment of acute alcoholic hepatitis. W: Journal of Hepatology, 1998,
28, 2, 194-198.
27. BLACHIER, F., ROBERT, V., SELAMNIA, M., MAYEUR, C., DUEE, P.H.: Sodium
nitroprusside inhibits proliferation and putrescine synthesis in human colon carcinoma
cells. W: FEBS Letters, 1996, 396, 2-3, 315-318.
28. BLAZKA, M.E., SHAIKH, Z.A.: Cadmium and mercury accumulation in rat
hepatocytes: interactions with other metal ions. W: Toxicology and Applied Pharmacology,
1992, 113, 118-125.
29. BOFFETTA, P., GARCIA-GÓMEZ, M., POMPE-KIRN, V., ZARIDZE, D.,
BELLANDER, T., BULBULYAN, M., CABALLERO, J.D., CECCARELLI, F., COLIN,
D., DIZDAREVIC, T., ESPANOL, S., KOBAL, A., PETROVA, N., SÄLLSTEN, G.,
MERLER, E.: Cancer occurence among European Merkury miners. W: Cancer Causes and
Control, 1998, 9, 591-599.
165
30. BONDA, E., WŁOSTKOWSKI, T., KRASOWSKA, A.: Metabolizm i toksyczność
kadmu u człowieka i zwierząt. W: Kosmos. Problemy Nauk Biologicznych, 2007, 1-2, 87-97.
31. BONDARIEW, L.G.: Pierwiastki śladowe-dobre i złe zarazem. Warszawa.
Wydawnictwo Czasopism i Książek Technicznych Not - Sigma, 1989, 13-26.
32. BORAWSKA, M., CZYŻEWSKA, E., ŁAZARCZYK, B., SOCHA, K.: Wpływ
nawyków żywieniowych na zawartość magnezu u ludzi z nowotworami krtani.
W: Bromatologia i Chemia Toksykologiczna, 2005, 639-642.
33. BOYER, J.C., MAGOUS, R., CHRISTEN, M.O., BALMES, J.L., BALI, J.P.:
Contraction of human colonic circular smooth muscle cells is inhibited by the calcium
channel blocker pinaverium bromide. W: Cell Calcium, 2001, 29, 6, 429-438.
34. BRADFORD, M.M.: A rapid and sensitive method for quantitation of microgram
quantities of protein utilizing the principle of protein-dye-binding. W: Analytical
Biochemistry, 1976, 72, 248-254.
35. BRIDGES, C.C., ZALUPS, R.K.: Molecular and ionic mimicry and the transport of
toxic metals. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 2005, 204, 274-308.
36. BRIGELIUS-FLOHÉ, R., KIPP, A.: Glutathione peroxidases in different stages of
carcinogenesis. W: BBA-General Subjects, 2009, 1790, 11, 1555-1568.
37. BRZÓSKA, M.M., MONIUSZKO-JAKONIUK, J.: The influence of calcium content
in diet on cumulation and toxicity of cadmium in the organism. W: Archives of Toxicology,
1998, 72, 63-73.
38. BYUN, S.S., KIM, S.W., CHOI, H., LEE, C., LEE, E.: Augmentation of cisplatin
sensitivity in cisplatin-resistant human bladder cancer cells by modulating glutathione
concentrations and glutathione-related enzyme activities. W: BJU International, 2005, 95,
7, 1086-1090.
39. CARTHEW, P., NOLAN, B.M., SMITH, A.G., EDWARDS, R.E.: Iron promotes
DEN initiated GST-P foci in rat liver. W: Carcinogenesis, 1997, 18, 599-603.
40. CASADO, A., DE LA TORRE, R., LOPEZ-FERNANDEZ, M.E., CARRRASCOSA,
D., CASADO, M.C., RAMIREZ, M.V.: Superoxide dismutase and catalase blood levels in
patients with malignant diseases. W: Cancer Letters, 1995, 93, 187–192.
166
41. CASALINO, E., OBLANO, C., LANDRISCINA, C.: Enzymes activity alteration by
cadmium administration to rats: the possibility of iron involvement in lipid peroxidation.
W: Archives of Biochemistry and Biophysics, 1997, 346, 171-179.
42.
CHANCE, B., SIES, H., BOVERIS, A.: Hydroperoxide metabolism in mammalian
organs. W: Physiological Reviews, 1979, 59, 527–605.
43. CHANDRA, J.G., RAJANIKANT, G.K., RAO, S.K., SHRINATH, B.M.: Alteration in
the glutathione, glutathione peroxidase, superoxide dismutase and lipid peroxidation by
absorbic acid in the skin of mice exposed to fractionated  radiation. W: Clinica Chimica
Acta, 2003, 332, 1-2, 111-121.
44. CHEN, M.F., CHEN, L.T., BOYCE, H.W.JR.: 5-Fluorouracil cytotoxicity in human
colon HT-29 cells with moderately increased or decreased cellular glutathione level.
W: Anticancer Research, 1995, 15, 1, 163-167.
45. CHMIELNICKA, J.: Toksyczność metali i półmetali (metaloidów); 360-446.
W: SEŃCZUK, W.: Toksykologia współczesna. Warszawa. PZWL, 2005.
46. CHROBACZYŃSKA, M., CZAJKOWSKA, M., FORMICKI, G., GUZIK, M.,
CIĄGŁO, A., KILIAN, K., GOSPODARCZYK, K., KUŹNIAR, T., WANDZEL, P.:
Accumulation of mercury in healthy and neoplasm parts of human intestines. W: Animal
Physiology 2011 Proceedings of Scientific Publications, 2011, 107-110.
47. CIACCIO, P.J., SHEN, H., KRUH, G.D., TEW, K.D.: Effects of Chronic Ethacrynic
Acid Exposure on glutathione conjugation and MRP Expression in Human Colon Tumor
Cells. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 1996, 222, 1, 111-115.
48. ÇOBAN, T., ISCAN, M., BEDÜK, Y.: In Vitro Effects of Cadmium and Nickel on
Glutathione, Lipid Peroxidation and Glutathione S-Transferase in Human Kidney.
W: Toxicology in Vitro, 1996, 10, 2, 241-245.
49. COCCO, P., HUA, F., BOFETTA, P., CARTA, P., FLORE, C., FLORE, V., ONNIS,
A., PICCHIRI, G.F., COLIN, D.: Mortality of Italian lead smelter workers.
W: Scandinavian Journal of Work, Environment & Health, 1997, 23, 15-23.
50. COMHAIR, S.A., ERZURUN, S.C.: The regulation and role of extracellular
glutathione peroxidase. W: Antioxidants and Redox Signaling, 2005, 7, 72–79.
167
51.
CULOTTA, V., YANG, M., O’HALLORAN, T.V.: Activation of superoxide
dismutases: Putting the metal to the pedal. W: Biochimica et Biophysica Acta, 2006, 1763,
747-758.
52. CZECZOT, H., SKRZYCKI, M., GAWRYSZEWSKA, E., PODSIAD, M.,
POREMBSKA, Z.: Evaluation of antioxidant status in patients with primary hepatocellular
carcinoma. W: Polski Merkuriusz Lekarski, 2003, 15, 118–122.
53. CZECZOT, H., SKRZYCKI, M., PODSIAD, M., GAWRYSZEWSKA, E.,
NYCKOWSKI, P., POREMBSKA, Z.: Antioxidant status of patients with primary
colorectal cancer and liver metastases of colorectal cancer. W: Polski Merkuriusz Lekarski,
2005, 18, 58–61.
54. CZECZOT, H., ŚCIBIOR, D., SKRZYCKI, M., PODSIAD, M., POREMBSKA, Z.:
Poziom
glutationu
i
aktywność
GSH-zależnych
enzymów
u
chorych
na
raka
żołądka-badania wstępne. W: Gastroenterologia Polska, 2005, 12, 2, 107-111.
55.
DAME, M.K., VEERAPANENI, I., BHAGAVATHULA, N., NAIK, M., VARANI,
J.: Human colon tissue in organ culture: calcium and multi-mineral-induced mucosal
differentiation. W: In Vitro Cellular & Developmental Biology. Animal, 2011, 47, 1, 32-38.
56. DANG, J., WANG, Y., DOE, W.F.: Sodium butyrate inhibits expression of urokinase
and its receptor mRNAs at both transcription and post-transcription levels in colon cancer
cells, 1995, 359, 147-150.
57. DAREWICZ, G., MALCZYK, E., DAREWICZ, J.: Investigations of urinary cadmium
content in patients with urinary bladder carcinoma. W: International Urology and
Nephrology, 1998, 30, 2, 137-139.
58. DASGUPTA, T., RAO, A.R., YADAVA, P.K.: Chemomodulatory action of curry leaf
(Murraya koenigii) extract on hepatic and extrahepatic xenobiotic metabolizing enzymes,
antioxidant levels, lipid peroxidation, skin and forestomach papillomagenesis. W: Nutrition
Research, 2003, 23, 10, 1427-1446.
59. DE MARCHI, U, SASSI, N., FIORETTI, B., MATACUZZENO, L., ILDIKÓ, SZ.,
ZORATTI, M.: Intermediate conductance Ca2+-activated potassium channel (KCa3.1) in the
inner mitochondrial membrane of human colon cancer cells. W: Cell Calcium, 2009, 45, 5,
509-516.
168
60. DENDA, M., FUJIWARA, S., HIBINO, T.: Expression of voltage-gated calcium
channel subunit alpha1C in epidermal keratinocytes and effects of agonist and antagonists
of the channel on skin barrier homeostasis. W: Experimental Dermatology, 2006, 15, 6,
455-460.
61. DENDA, M., HOSCI, J., ASIDA, Y.: Visual Imaging of Ion Distribution in Human
Epiderms. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 2000, 272,
134-137.
62. DI ILIO, C., SACCHETTA, P., ANGELUCCI, S., ZEZZA, A., TENAGLIA, R.,
ACETO, A.: Glutathione peroxidase and glutathione reductase activities in cancerous and
non-cancerous human kidney tissues. W: Cancer Letters, 1995, 91, 1, 19-23.
63. DIAKOWSKA,
D.,
NIENARTOWICZ,
M.,
GRABOWSKI,
K.:
Activities
of antioxidant enzymes in erythrocytes and tumor tissue in colorectal cancer patients.
W: Polish Gastroenterology, 2013, 20, 1, 10-14.
64. DIJKSTRA, M., VAN DEN BERG, G.J., WOLTERS, H., VELD, G.I., SLOOFF,
M.J., HEYMANS, H.S., KUIPERS, F., VONK, R.J.: Adenosine triphosphate-dependent
copper transport in human liver. W: Journal of Hepatology, 1996, 25, 1, 37-42.
65. DING, X., LUO, H., JIN, X., YAN, J., AI, Y.: Aberrant expression of Eag 1 potassium
channels in gastric cancer patients and cell lines. W: Medicine Oncology, 2007, 24,
345-350.
66. DIONISI, O., GALEOTTI, T., TERRANOVA, T., AZZI, A.: Superoxide radicals and
hydrogen peroxide formation in mitochondria from normal and neoplastic tissues.
W: Biochimica et Biophysica Acta, 1975, 403, 292-300.
67. DOBROWOLSKI, Z., DREWNIAK, T., KWIATEK, W., JAKUBIK, P.: Trace
elements distribution in renal cell carcinoma depending on stage of disease. W: European
Urology, 2002, 42, 5, 475-480.
68. DOMAŃSKI, L., SAFRANOW, K., DOŁĘGOWSKA, B., RÓŻAŃSKI, J., MYŚLAK,
M., CIECHANOWSKI, K., JAKUBOWSKA, K., DZIEDZIEJKO, V., ROMANOWSKI,
M.,SULIKOWSKI, T., SIEŃKO, J., KAMIŃSKI, M., OSTROWSKI, M., DOMAŃSKI,
M., PAWLIK, A., RAĆ, M.E., CHLUBEK, D.: Hypoxanthine as a Graft Ischemia Marker
Stimulates Catalase Activity in the Renal Vein During Reperfusion in Humans.
W: Transplantation Proceedings, 2006, 38, 1, 35-38.
169
69. DOOLAN, CH.M., O’SULLIVAN, G.C., HARVEY, B.J.: Rapid effects of
corticosteroids on cytosolic protein kinase C and intracellular calcium concentration in
human distal colon. W: Molecular and Cellular Endocrinology, 1998, 138, 1-2, 71–79.
70.
DURAK, I., BEDÜK, Y., KAVUTCU, M., OZTÜRK, S., CANBOLAT, O.,
ULUTEPE, S.: Activities of superoxide dismutase and glutathione peroxidase enzymes in
cancerous and non-cancerous human kidney tissues. W: International Urology and
Nephrology, 1997, 29, 1, 5-11.
71.
DURAK, I., PERK, H., KAVUTÇU, M., CANBOLAT, O., AKYOL, O., BEDÜK,
Y.: Adenosine deaminase, 5'nucleotidase, xanthine oxidase, superoxide dismutase, and
catalase activities in cancerous and noncancerous human bladder tissues. W: Free Radical
Biology and Medicine, 1994, 16, 6, 825-831.
72. DUTRILLAUX, B., GERBAULT-SEUREAU, M., ZAFRANI, B.: Characterization of
chromosomal anomalies in human breast cancer. A comparison of 30 paradiploid cases
with few chromosome changes. W: Cancer Genetics and Cytogenetics, 1990, 49, 2,
203-217.
73. EDITORIAL: SOD, oxidative stress and human pathologies: a brief history and
a future vision. W: Biomedicine and Pharmacotherapy, 2005, 59, 139-142.
74. ELLMAN, G.L.: Tissue sulfhydryl groups. W: Archives of Biochemistry and
Biophysics, 1959, 82, 1, 70-77.
75. ELMASI, O., ASLAN, M., ÇAGLAR, S., DERIN, N., AGAR, A., ALICIGÜZEL, Y.,
YARGIÇOGLU, P.: The prooxidant effect of sodium metabisulfite in rat liver and kidney.
W: Regulatory Toxicology and Pharmacology, 2005, 42, 1, 77-82.
76. ELSHARYDAH, A., SYED, R., TYAGI, S., KHUDEIRA, A.K., HARIG, J.M.,
DUDEJA, P.K.: Calcium transport mechanism in human colonic apical membrane vesicles.
W: Gastroenterology, 1995, 109, 3, 876-884.
77.
ESSAH, P.A., WICKHAM, E.P., NUNLEY, J.R., NESTLER, J.E.: Dermatology of
androgen-related disorders. W: Clinical Dermatology, 2006, 24, 4, 289–298.
78. FAA, G., NURCHI, V.M., RAVARINO, A., FANNI, D., NEMOLATO, S., GEROSA,
C., VAN EYKEN, P., GEBOES, K.: Zinc in gastrointestinal and liver disease.
W: Coordination Chemistry Reviews, 2008, 252, 10-11, 1257-1269.
170
79. FANG, Y., YANG, S., WU, G.: Free radicals, antioxidants, and nutrition.
W: Nutrition, 2002, 18, 872-879.
80. FELIPE,
A.,
VICENTE,
R.,
VILLALONGA,
N.,
ROURA-FERRER,
M.,
MARTINEZ-MÁRMOL, R., SOLÉ, L., FERRERES, J.C., CONDOM, E.: Potassium
channels: New targets in cancer therapy. W: Cancer Detection and Prevention, 2006, 30,
375-385.
81. FILIPIC, M., FATUR, T., VUDRAG, M.: Molecular mechanisms of cadmium induced
mutagenicity. W: Human and Experimental Toxicology, 2006, 25, 67-77.
82. FILIPOVIC, I., BUDDECKE, E.: Calcium channel blockers stimulate LDL receptor
synthesis in human skin fibroblasts. W: Biochemical and Biophysical Research
Communications, 1986, 14, 136, 3, 845-850.
83. FRANK, S., KÄMPFER, H., PODDA, M., KAUFMANN, R., PFEILSCHIFTER, J.:
Identification of copper/zinc superoxide dismutase as a nitric oxide-regulated gene in
human (HaCaT) keratinocytes: implications for keratinocyte proliferation. W: Biochemical
Journal, 2000, 346, 719-728.
84. FRANKLIN, R.B., COSTELLO, L.C.: Zinc as an anti-tumor agent in prostate cancer
an in other cancers. W: Archives of Biochemistry and Biophysics, 2007, 463, 211-217.
85. FRENETTE, G.: Zdrowe jelita. Warszawa. KDC, 2008, 13-37.
86. FRIDOVICH, I.: Superoxide dismutases: studies of structure and mechanism.
W: Advences in Experimental Medicine and Biology, 1976, 74, 530-539.
87. FRIDOVICH, I.: The biology of oxygen radicals. W: Science, 1978, 201, 8, 875-880.
88. FUJIOKA, T., TSUJITA, Y., SHIMOTSU, H.: Induction of fatty acid synthesis by
pravastatin sodium in rat liver and primary hepatocytes. W: European Journal of
Pharmacology, 1997, 328, 2-3, 235-239.
89. FULLMER, C.S.: Intestinal interactions of lead and calcium. W: Neurotoxicology,
1992, 13, 799-807.
90. GAETANI, G.F., FERRARIS, A.M., ROLFO, M., MANGERINI, R., ARENA, S.,
KIRKMAN, H.N.: Predominant role of catalase in the disposal of hydrogen peroxide within
human erythrocytes. W: Blood, 1996, 87, 1595–1599.
171
91. GAITHER, L.A., EIDE, D.J.: Functional expression of the human hZIP2 zinc
transporter. W: Journal of Biological Chemistry, 2000, 275, 5560-5564.
92. GENNARI, A., CORTESE, E., BOVERI, M., CASADO, J., PRIETO, P.: Sensitive
endpoints for evaluating cadmium-induced acute toxicity in LLC-PK1 cells. W: Toxicology,
2003, 183, 211-220.
93. GHISHAN, F.K., ARAB, N., NYLANDER, W.: Characterization of calcium uptake
by brush border membrane vesicles of human small intestine. W: Gastroenterology, 1989,
96, 1, 122-129.
94. GIMNEZ, L.F., SOLEZ, K., WALKER, W.G.: Relation between renal calcium content
and renal impairment in 246 human renal biopsies. W: Kidney International, 1987, 31, 1,
93-99.
95.
GIRALT, M., LAFUENTE, A., PUJOL, F., MALLOL, J.: Enhanced glutathione
S-transferase activity and glutathione content in human bladder cancer. Follow up study:
influence of smoking. W: Journal of Urology, 1993, 149, 6, 1452-1454.
96. GLADYSHEW, V.N., FACTOR, V.M., HOUSSEAU, F., HATFIELD, D.L.:
Contrasting Patterns of Regulation of the Antioxidant Selenoproteins, Thioredoxin
Reductase, and Glutathione Peroxidase, in Cancer Cells. W: Biochemical and Biophysical
Research Communications, 1998, 251, 2, 488-493.
97.
GŁOGOWSKA, M., PABIS, D.: The content of biogenic metals in healthy tissues of
esophagus, stomach, small intestine and large intestine of human. W: Xenobiotics. Soil,
Food and Human Health Interactions, 2012, 333-340.
98. GOLDSTEIN, G.W.: Lead encephalopathy - The significance of lead inhibition of
calcium uptake by brain mitochondria. W: Brain Research, 1977, 136, 185-188.
99. GOLDSTEIN, G.W.: Lead poisoning and brain cell function. W: Environmental
Health Perspectives, 1990, 89, 91-94.
100. GOŁĄBEK, T., DAREWICZ, B., BORAWSKA, M., MARKIEWICZ, R., SOCHA,
K., KUDELSKI, J.: Lead concentration in the bladder tissue and blood of patients with
bladder cancer. W: Scandinavian Journal of Urology and Nephrology, 2009, 43, 6,
467-470.
101. GOTH, L., EATON, J.W.: Hereditary catalase deficiencies and increased risk of
diabetes. W: Lancet, 2000, 356, 1820–1821.
172
102. GOTH, L., LENKEY, A., BIGLER, W.N.: Blood catalase deficiency and diabetes in
Hungary. W: Diabetes Care, 2001, 24, 1839–1840.
103. GOTH, L., RASS, P., PAY, A.: Catalase enzyme mutations and their association with
diseases. W: Molecular Diagnostics, 2004, 8, 141–149.
104. GOTH, L., VITAI, M., RASS, P., SUKEI, E., PAY, A.: Detection of a novel familial
catalase mutation (Hungarian type D) and the possible risk of inherited catalase deficiency
for diabetes mellitus. W: Electrophoresis, 2005, 26, 1646–1649.
105. GRUCA-KRÓLIKOWSKA, S., WACŁAWEK, W.: Metale w środowisku cz. II,
Wpływ metali ciężkich na rośliny. W: Chemia Dydaktyka Ekologia Metrologia, 2006,
1-2, 41-55.
106. GUEMOURI, L., ARTUR, Y., HERBETH, B., JEANDEL, C., CUNY, G., SIEST, G.:
Biological variability of superoxide dismutase, glutathione peroxidase, and catalase in
blood. W: Clinical Chemistry, 1991, 37, 1932–1937.
107. GUTMAN, J.: Glutathione. Its Role in Cancer & Anticancer Therapy, 2005, 1-31.
108. HABERMANN, E., CROWELL, K., JANICKI, P.: Lead and other metals can
substitute for Ca2+ in calmodulin. W: Archives of Toxicology, 1983, 54, 61-70.
109. HAĆ, E., KRZYŻANOWSKI, M., KRECHNIAK, J.: Total mercury in human renal
cortex, liver, cerebellum and hair. W: The Science of the Total Environment, 2000, 248, 1,
37-43.
110. HADDOW, A., HORNING, E.S.: On the carcinogenicity of an iron dextran complex.
W: Journal of the National Cancer Institute, 1960, 24, 109-147.
111. HALLIWELL, B., GUTTERIDGE, J.M.C.: Free radicals in biology and medicine.
3rd ed. New York, Oxford University Press, 1999.
112. HAMADA, T., TANIMOTO, A., SASAGURI, Y.: Apoptosis induced by cadmium.
W: Apoptosis, 1997, 2, 359-367.
113. HAMER, H.M., JONKERS, D.M.A.E., BAST, A., VANHOUTVIN, S.A.L.W.,
FISCHER, M.A., KODDE, A., TROOST, F.J., VENEMA, K., BRUMMER, R.J.: Butyrate
modulates oxidative stress in the colonic mucosa of healthy humans. W: Clinical Nutrition,
2009, 28, 1, 88-93.
173
114. HANSSON, L., EDLUND, M., EDLUND, A., JOHANSSON, T., MARKLUND, S.L.,
FROMM, S., STROMQVIST, M., TORNELL, J.: Expression and characterization of
biologically active human extracellular superoxide dismutase in milk of transgenic mice.
W: Journal Biological Chemistry, 1994, 269, 5358–5363.
115. HARDELL, L., WING, A.M., LJUNGBERG, B., DREIFALDT, A.C., DEGERMAN,
A., HALMANS, G.: Levels of cadmium, zinc and copper in renal cell carcinoma and
normal kidney. W: European Journal of Cancer Prevention, 1994, 3, 1, 45-48.
116. HARRIS, E.D.: Cellular transporters for zinc. W: Nutrition Reviews, 2002, 60,
121-124.
117. HARTWIG, A., SCHWERDTLE, T.: Interactions by carcinogenic metal compounds
with DNA repair processes: toxicological implications. W: Toxicology Letters, 2002, 127,
47-54.
118. HARTWIG, A.: Carcinogenicity of metal compounds: possible role of DNA repair
inhibition. W: Toxicology Letters, 1998, 102-103, 235-239.
119. HASSAN, A.A., TAGLIABUE, G., CODEGONI, A.M., D'INCALCI, M.,
EL-SEWEDY, S.M., AIROLDI, L.: Glutathione S-transferase activity and glutathione
content in human bladder carcinoma associated with schistosomiasis: comparison with
uninvolved surrounding tissues. W: Cancer Letters, 1997, 121, 1, 19-23.
120. HASSAN, H.M.: Biosynthesis and regulation of superoxide dismutases. W: Free
Radical Biology and Medicine, 1988, 5, 377-385.
121. HAUSMANN, D.H., PORSTMANN, T., WEBER, I., HAUSMANN, S., DUMMLER,
W., LIEBE, S., EMMRICH, J.: Cu/Zn-SOD in human pancreatic tissue and pancreatic
juice. W: International Journal of Pancreatology, 1997, 22, 3, 207-213.
122. HAYES, R.B.: The carcinogenicity of metals in humans. W: Cancer Causes and
Control, 1997, 8, 371-385.
123. HAYWOOD, S., MÜLLER, T., MACKENZIE, A.M., MÜLLER, W., TANNER,
M.S., HEINZ-ERIAN, P., WILLIAMS, C.L., LOUGHRAN, M.J.: Copper–induced
Hepatotoxicosis with Hepatic Stellate Cell Activation and Severe Fibrosis in North
Ronaldsay Lambs: a Model for Non-Wilsonian Hepatic Copper Toxicosis of Infants.
W: Journal of Comparative Pathology, 2004, 130, 4, 266-277.
174
124. HE, F.J., MARKANDU, N.D., SAGNELLA, G.A., MAC GREGOR, G.A.: Effect of
sodium intake on renal excretion of fluid. W: American Journal of Hypertension, 11, 4, 1,
1998, 81.
125. HEALES, S.J.R.: Catalase deficiency, diabetes and mitochondrial function.
W: Lancet, 2001, 357, 314.
126. HERNANDEZ, A., THOMAS, R., SMITH, F., SANDBERG, J., KIM, S., CHUNG,
D.H., EVERS, B.M.: Butyrate sensitizes human colon cancer cells to TRAIL-mediated
apoptosis. W: Surgery, 2001, 130, 2, 265-272.
127. HO, E.: Zinc deficiency, DNA damage and cancer risk. W: Journal of Nutritional
Biochemistry, 2004, 15, 572-578.
128. HOMMA-TAKEDA, S., SASAKI, A., KIKUSHIMA, M., KUMAGAI, Y., UCHIDA,
K., KAWAI, K., AKAZA, H., SHIMOJO, N.: Enzyme activity and protein content of
superoxide dismutase isozymes in human renal cell carcinoma. W: Research
Communications in Molecular Pathology and Pharmacology, 2000, 108, 1-2, 49-55.
129. HORNIK, P., MILDE, D., TRENZ, Z., VYSLOUZIL, K., STUZKA, V.: Colon tissue
concentrations of copper, iron, selenium, and zinc in colorectal carcinoma patients.
W: Chemical Papers Chemicke Zvesti, 2006, 60, 4, 297-301.
130. HOUDOU,
S.,
KURUTA,
A.,
HASEGAWA,
M.:
Developmental
immunohistochemistry of catalase in the human brain. W: Brain Research, 1991, 556,
267–270.
131. HU, W., FENG, Z., TANG, M.S.: Chromium(VI) enhances (+/-)-anti-7beta,8alphadihydroxy-9alpha,10alpha-epoxy-7,8,9,10 tetrahydrobenzo[a]pyrene-induced cytotoxicity
and mutagenicity in mammalian cells through its inhibitory effect on nucleotide excision
repair. W: Biochemistry, 2004a, 43, 14282-14289.
132. HU, W., FENG, Z., TANG, M.S.: Nickel (II) enhances benzo[a]pyrene diol epoxideinduced mutagenesis through inhibition of nucleotide excision repair in human cells:
a possible mechanism for nickel (II)-induced carcinogenesis. W: Carcinogenesis, 2004b,
25, 455-462.
133. HUANG, X.: Iron overload and its association with cancer risk in humans: evidence
for iron as a carcinogenic metal. W: Mutation research, 2003, 533, 153-171.
175
134. HWANG, T.S., CHOI, H.K., HAN, H.S.: Differential expression of manganese
superoxide dismutase, copper/zinc superoxide dismutase, and catalase in gastric
adenocarcinoma and normal gastric mucosa. W: European Journal of Surgical Oncology
The Journal of The European Society of Surgical Oncology and The British Association of
Surgical Oncology, 2007, 33, 4, 474-479.
135. IACOMINO, G., TECCE, M.F., GRIMALDI, C., TOSTO, M., RUSSO, G.L.:
Transcriptional Response of a Human Colon Adenocarcinoma Cell Line to Sodium
Butyrate. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 2001, 285, 5,
1280-1289.
136. IISMAA, S.E., BEGG, G.E., GRAHAM, R.M.: Cross-linking transglutaminases with
G protein-coupled receptor signaling. W: Science Signal Transduction Knowledge
Environment, 2006, 19, 353, 34.
137. IRITAS,
S.B.,
MERGEN,
G.,
DIP,
A.,
MELIH,
U.B.,
ERTAN,
M.,
SOYLEMEZOGLU, T.: Survey of copper, lead and zinc levels in human liver material in
Ankara district: An autopsy study. W: Toxicology Letters, 2007, 172, 116-117.
138. ISHIHARA, N., MATSUSHIRO, T.: Biliary and urinary excretion of metals in
humans. W: Archives of Environmental Health, 1986, 41, 324-330.
139. ITO, N.: Encyclopedia of Cancer, Academic Press, Inc., 1997, 1, 51-63.
140. IYAMA, S., OKAMOTO, T., SATO, T., YAMAUCHI, N., SATO, Y., SASAKI, K.,
TAKAHASHI, M., TANAKA, M., ADACHI, T., KOGAWA, K., KATO, J., SAKAMAKI,
S., NIITSU, Y.: Treatment of murine collagen-induced arthritis by ex vivo extracellular
superoxide dismutase gene transfer. W: Arthritis Rheumatoid, 2001, 44, 2160–2167.
141. JANICKI, P.K., WISE, P.E., BELOUS, A.E., PINSON, C.W.: Interspecies differences
in hepatic Ca2+-ATPase activity and the effect of cold preservation on porcine liver
Ca2+-ATPase function. W: Liver Transplantation, 2001, 7, 2, 132-139.
142. JANSSEN, A.M., BOSMAN, C.B., KRUIDENIER, L., GRIFFIOEN, G., LAMERS,
C.B., VAN KRIEKEN, J.H., VAN DE VELDE, C.J., VERSPAGET, H.W.: Superoxide
dismutases in the human colorectal cancer sequence. W: Journal of Cancer Research and
Clinical Oncology, 1999, 125, 6, 327-335.
176
143. JANSSEN, A.M., BOSMAN, C.B., SIER, C.F., GRIFFIOEN, G., KUBBEN, F.J.,
LAMERS, C.B., VAN KRIEKEN, J.H., VAN DE VELDE, C.J., VERSPAGET, H.W.:
Superoxide dismutases in relation to the overall survival of colorectal cancer patients.
W: British Journal of Cancer, 1998, 78, 8, 1051-1057.
144. JANSSEN, A.M., BOSMAN, C.B., VAN DUIJN, W., OOSTENDORP-VAN DE
RUIT, M.M., KUBBEN, F.J., GRIFFIOEN, G., LAMERS, C.B., VAN KRIEKEN, J.H.,
VAN DE VELDE, C.J., VERSPAGET, H.W.: Superoxide dismutases in gastric and
esophageal cancer and the prognostic impact in gastric cancer. W: Clinical Cancer
Research, 2000, 6, 8, 3183-3192.
145. JIN, Y.H., CLARK, A.B., SLEBOS, R.J., AL-REFAI, H., TAYLOR, J.A., KUNKEL,
T.A., RESNICK, M.A., GORDENIN, D.A.: Cadmium as a mutagen that acts by inhibiting
mismatch repair. W: Nature Genetics, 2003, 34, 326-329.
146. JOSEPH, P., MUCHNOK, T.K., KLISHIS, M.I., ROBERTS, J.R., ANTONINI, J.M.,
WONG, W.Z., ONG, T.: Cadmium - induced cell transformation and tumorigenesis are
associated with transcriptional activation of c-fos, c-jun, and c-myc protooncogens: role of
cellular cadmium and reactive oxygen species. W: Toxicological Sciences, 2001, 61,
295-303.
147. JURCZUK,
M.,
BRZÓSKA,
M.M.,
MONIUSZKO-JAKONIUK,
J.,
GAŁAŻYN-SIDORCZUK, M., KULIKOWSKA-KARPIŃSKA, E.: Antioxidant enzymes
activity and lipid peroxidation in liver and kidney of rats exposed to cadmium and ethanol.
W: Food and Chemical Toxicology, 2004, 42, 429-438.
148. KABATA-PENDIAS, A., PENDIAS, H.: Pierwiastki śladowe w środowisku
biologicznym. Warszawa. Wydawnictwo Geologiczne, 1979, 78-259.
149. KAJIOKA, S., SHAHAB, N., ASANO, H., MORITA, H., SUGIHARA, M.,
TAKAHASHI-YANAGA, F., YOSHIHARA, T., NAKAYAMA, S., SEKI, N., NAITO, S.:
Diphosphate Regulation of Adenosine Triphosphate Sensitive Potassium Channel in Human
Bladder Smooth Muscle Cells. W: The Journal of Urology, 2011, 186, 2, 736-744.
150. KAJIOKA, S., SHAHAB, N., TAKAHASHI, R., BRADING, A.F., SEKI, N., NAITO,
S.: -Nicotine amide adenine diphosphate activates an ATP-sensitive potassium channel in
the single channel study of human urinary bladder smooth muscle cells. W: The Journal of
Urology, 2009, 181, 4, 148.
177
151. KAMPMAN, E., SLATTERY, M.L., CAAN, B., POTTER, J.D.: Calcium, vitamin D,
sunshine exposure, dairy product and colon cancer risk (United States). W: Cancer Causes
and Control, 2000, 11, 459-466.
152. KANEKO, F., SAITO, H., SAITO, Y., WAKABAYASHI, K., NAKAMOTO, N.,
TADA, S., SUZUKI, H., TSUNEMATSU, S., KUMAGAI, N., ISHII, H.: Down-regulation
of matrix-invasive potential of human liver cancer cells by type I interferon and a histone
deacetylase inhibitor sodium butyrate. W: International Journal of Oncology, 2004, 24, 4,
837-845.
153. KARIHTALA, P., SOINI, Y.: Reactive oxygen species and antioxidant mechanisms in
human tissues and their relation to malignancies. W: Acta Pathologica, Microbiologica et
Immunologica Scandinavica, 2007, 115, 81-103.
154. KARLSSON, K., SANDSTROM, J., EDLUND, A., MARKLUND, S. L.: Turn-over
of extracellular superoxide dismutase in tissues. W: Laboratory Investigation, 1994, 70,
705–710.
155. KAZI, T.G., WADHURA, S.K., AFRIDI, H.I., KAZI, N., KANDHRO, G.A., BAIG,
J.A., SHAK, A.Q., KOLACHI, N.F., ARAIN, M.B.: Interaction of cadmium and zinc In
biological samples of smokers and chewing tobacco female mouth cancer patients.
W: Journal of Hazardous Materials, 2010, 176, 985-991.
156. KENSLER, T.W., TRUSH, M.A.: Role of oxygen radicals in tumor promotion.
W: Environmental Mutagenesis, 1984, 6, 4, 593-616.
157. KEW, M.C.: Hepatic iron overload and hepatocellular carcinoma. W: Cancer Letters,
2009, 286, 38-43.
158. KLENOW, S., POOL-ZOBEL, B.L., GLEI, M.: Influence of inorganic and organic
iron compounds on parameters of cell growth and survival in human colon cells.
W: Toxicology in Vitro, 2009, 23, 400-407.
159. KLESZCZEWSKA, E., JABŁOŃSKA-TRYPUĆ, A.: Wpływ suplementacji i aplikacji
metali na skórę. W: Farmaceutyczny Przegląd Naukowy, 2008, 6, 40, 24-26.
160. KLIMEK, R., MADEJ, J.M., SIEROŃ, A.: Rak – nowotwory a choroby nowotworowe.
Kraków. Wydawca: Rudolf Klimek, 2006, 1-232.
161. KŁOPOTOWSKI, J.: Ostre zatrucia innymi związkami chemicznymi; 263-380.
W: BOGDANIK, T.: Toksykologia kliniczna. Warszawa. PZWL, 1988.
178
162. KNÖBEL,
Y.,
WEISE,
A.,
GLEI,
M.,
SENDT,
W.,
CLAUSSEN,
U.,
POOL-ZOBEL, B.L.: Ferric iron is genotoxic in non-transformed and preneoplastic human
colon cells. W: Food and Chemical Toxicology, 2007, 45, 804-811.
163. KOBAYASHI, C., HAYAMA, M., HARADA, O., TERASAWA, F., OKUMURA,
N., SUGIYAMA, A., OTA, H.: Immunohistochemical localization of sodium-potassium
ATPase in human normal stomach and gastric adenocarcinomas. W: Histochemistry and
Cell Biology, 2003, 119, 4, 317-322.
164. KOBAYASHI, M.: Studies on trace elements in cancerous stomach tissue of the
patients with stomach cancer. W: Hokkaido Igaku Zasshi The Hokkaido Journal Of Medical
Science, 1990, 65, 3, 320-335.
165. KOIZUMI, T., SHIRAKURA, H., KUMAGAI, H., TATSUMOTO, H., SUZUKI,
K.T.: Mechanism of cadmium-induced cytotoxicity in rat hepatocytes: cadmium-induced
active oxygen-related permeability changes of the plasma membrane. W: Toxicology, 1996,
114, 125-134.
166. KOŁACZ, R., BODAK, E.: Toksyczność metali ciężkich. W: BODAK, B.,
DOBRZYŃSKI, Z.: Ekotoksykologiczne problemy chowu zwierząt w rejonach skażeń
metalami ciężkimi. ELMA, Wrocław-Rudna, 1997, 43-54.
167. KOŁACZ, R., DOBRZAŃSKI, Z., BODAK, E.: Bioakumulacja Cd, Pb i Hg
w tkankach zwierząt. W: Medycyna Weterynaryjna, 1996, 52, 686-691.
168. KOLLMEIER, H., SEEMANN, J., WITTIG, P., ROTHE, G., WITTING, C.: Zinc
concentrations in human tissues. Liver zinc in carcinoma and severe liver disease.
W: Pathology, Research and Practice, 1992, 188, 7, 942-945.
169. KONISHI, F., MORSON, B.G.: Pathology of colorectal adenomas: a colonoscopic
survey. W: Journal of Clinical Pathology, 1982, 35, 830-841.
170. KONTUREK, S.: Układ trawienny; 271-342. W: TRACZYK, W.Z., TRZEBSKI, A.:
Fizjologia człowieka z elementami fizjologii stosowanej i klinicznej. Warszawa. Państwowy
Zakład Wydawnictw Lekarskich, 1990.
171. KORENAGA, D., YASUDA, M., HONDA, M., NOZOE, T., INUTSUKA, S.:
MnSOD expression within tumor cells is closely related to mode of invasion in human
gastric cancer. W: Oncology Reports, 2003, 10, 1, 27-30.
179
172. KRALOVA, V., BRIGULOVA, K., CERVINKA, M., RUDOLF, E.: Antiproliferative
and cytotoxic effects of sodium selenite in human colon cancer cells. W: Toxicology in
Vitro, 2009, 23, 1497-1503.
173. KRECHNIAK, J.: Absorpcja, dystrybucja, biotransformacja i wydalanie trucizn;
55-153. W: SEŃCZUK, W.: Toksykologia współczesna. Warszawa. PZWL, 2005.
174. KRETSCHMER, CH., HERZOG, A.: Dieta antyrakowa. Warszawa. Wydawnictwo
KDC, 2010, 1-55.
175. KUBIAK, K., MALINOWSKA, K., LANGER, E., DZIKI, Ł., DZIKI, A.,
MAJSTEREK, I.: Effect of Cu(II) coordination compounds on the activity of antioxidant
enzymes catalase and superoxide dismutase in patients with colorectal cancer. W: Polski
Przegląd Chirurgiczny, 2011, 83, 3, 155-160.
176. KUCHARZEWSKI, M., BRAZIEWICZ, J., MAJEWSKA, U., GÓŹDŹ, S.: Iron
Concentrations In Intestinal Cancer Tissue and In Colon and Rectum Polyps. W: Biological
Trace Element Research, 2003, 19-28.
177. LACHOWICZ, L.: Czynność układu trawiennego; 565-578. W: GANONG, W.F.:
Fizjologia-podstawy fizjologii lekarskiej. Warszawa. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, 1994.
178. LARSON,
J.,
YOSMIN,
T.,
SENS,
D.A.,
ZHON,
X.D.,
SENS,
M.A.,
GARRETT, S.H., DUNLEVY, J.R., CAO, L., SOMJI, S.: SPARC gene expression is
repressed in human urothelial cells (UROtsa) exposed to or malignantly transformed by
cadmium or arsenite. W: Toxicology Letters, 2010, 199, 166-172.
179. LAUKKANEN, M.O., LEHTOLAINEN, P., TURUNEN, P., AITTOMAKI, S.,
OIKARI, P., MARKLUND, S.L., YLA-HERTTUALA, S.: Rabbit extracellular superoxide
dismutase: expression and effect on LDL oxidation. W: Gene, 2000, 254, 173–179.
180. LEAZER, T.M., LIU, Y., KLASSEN, C.D.: Cadmium absorption and its relationship
to divalent metal transporter-1 in the pregnant rat. W: Toxicology and Applied
Pharmacology, 2002, 183, 18-24.
181. LICZMAŃSKI, A.E.: Toksyczność tlenu I. Uszkodzenia żywych komórek. W: Postępy
Biochemii, 1988, 34, 273-291.
182. LIDGREN, A., HEDBERG, Y., GRANKVIST, K., RASMUSON, T., BERGH, A.,
LJUNGBERG, B.: Hypoxia-inducible factor 1alpha expression in renal cell carcinoma
analyzed by tissue microarray. W: European Urology, 2006, 50, 1, 475-480.
180
183. LIN, Y., KIKUCHI, S., OBATA, Y., YAGYU, K.: Serum copper/zinc superoxide
dismutase (Cu/Zn SOD) and gastric cancer risk: a case-control study. W: Japanese Journal
of Cancer Research, 2002, 93, 10, 1071-1075.
184. LIU, B., HERVÉ, J., BIOULAC-SAGE, P., VALOGNE, Y., ROUX, J., YILMAZ, F.,
BOISGARD, R., GUETTIER, C., CALÉS, P., TAVITIAN, B., SAMUEL, D., CLERC, J.,
BRÉCHOT, C., FAIVRE, J.: Sodium Iodide Symporter Is Expressed at the Preneoplastic
Stages of Liver Carcinogenesis and in Human Cholangiocarcinoma. W: Gastroenterology,
2007, 132, 4, 1495-1503.
185. LOMBHOLT, S. 1928, 18, 1.
186. LOPEZ, E., ARCE, C., OSET-GASQUE, M.J., CANADAS, S., GONZALEZ, M.P.:
Cadmium induces reactive oxygen species generation and lipid peroxidation in cortical
neurons in culture. W: Free Radical Biology and Medicine, 2006, 4, 940-951.
187. LOVE, W.G., VAN DER ZANDEN, B.CH., POLO, L., CHANDLER, T.A.,
TAYLOR, P.W.: Distribution of the photosensitiser zinc(II) phothalocyanine within ex vivo
human skin. W: Journal of Investigative Dermatology, 1995, 105, 3, 475.
188. LÜCK, H.: Peroxidase, Methoden der Enzymatischen Analyse. W: Verlag Chemie,
GMBH Weinheim, 1962, 895-897.
189. LUTTER, K., DE SPIRT, S., KOCK, S., KRÖNCKE, K.D., MARTIN, H.D.,
WAGENER, T., STAHL, W.: 3,3'-Dihydroxyisorenieratene prevents UV-induced formation
of reactive oxygen species and the release of protein-bound zinc ions in human skin
fibroblasts. W: Molecular Nutrition and Food Research, 2010, 54, 2, 285-291.
190. MAGUIRE, D., O’SULLIVAN, G., HARVEY, B.: Aldosterone stimulates potassium
recycling
in
human
colon
by
both
non-genomic
and
genomic
mechanisms.
W: Gastroenterology, 1995, 108, 4, 1, 304.
191. MAITI, A., BECKMAN, M.J.: Extracellular calcium is a direct effecter of VDR levels
in proximal tubule epithelial cells that counter-balances effects of PTH on renal Vitamin D
metabolism. W: Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology, 2007, 103, 3-5,
504-508.
192. MALAFA,
M.,
MARGENTHALER,
J.,
WEBB,
B.,
NEITZEL,
L.,
CHRISTOPHERSEN, M.: MnSOD expression is increased in metastatic gastric cancer.
W: Journal of Surgical Research, 2000, 88, 2, 130-134.
181
193. MALORNI, W., RIVABENE, R., SANTINI, M.T., RAINALDI, G., DONELLI, G.:
Redox Report, 1994, 1, 57-64.
194. MANAHAN, S.E.: Toksykologia środowiska, aspekty chemiczne i biochemiczne.
Warszawa. Wydawnictwo Naukowe PWN, 2006, 102-122, 146-176, 230-296.
195. MARGALIOTH, E.J., SCHENKER, J.G., CHEVION, M.: Copper and zinc levels in
normal and malignant tissues. W: Cancer, 1983, 52, 5, 868-872.
196. MARKESBERY, W.R.: Oxidative stress hypothesis in Alzheimer’s disease. W: Free
Radical Biology and Medicine, 1997, 23, 134–147.
197. MARKLUND, S.L.: Extracellular superoxide dismutase and other superoxide
dismutase isoenzymes in tissues from nine mammalian species. W: Biochemical Journal,
1984a, 222, 649–655.
198. MARKLUND, S.L.: Extracellular superoxide dismutase human tissues and human
cell lines. W: Journal Clinical Investigation, 1984b, 74, 1398-1403.
199. MARKLUND, S.L.: Properties of extracellular superoxide dismutase from human
lung. W: Biochemical Journal, 1984c, 220, 269-272.
200. MATSUO, M., IKEDA, H., SUGIHARA, T., HORIIKE, S., OKANO, Y., MASAKI,
H.: Resistance of cultured human skin fibroblasts from old and young donors to oxidative
stress and their glutathione peroxidase activity. W: Gerontology, 2004, 50, 4, 193-199.
201. MC ELROY, M.C., POSTLE, A.D., KELLY, F.J.: Catalase, superoxide dismutase
and glutathione peroxidase activities of lung and liver during human development.
W: Biochimica et Biophysica Acta, 1992, 1117, 2, 153-158.
202. MC MILLAN, L., BUTCHER, S., WALLIS, Y., NEOPTOLEMOS, J.P., LORD, J.M.:
Bile Acids Reduce the Apoptosis-Inducing Effects of Sodium Butyrate on Human Colon
Adenoma (AA/C1) Cells: Implications for Colon Carcinogenesis. W: Biochemical and
Biophysical Research Communications, 2000, 273, 1, 45-49.
203. MEDANI, M., KENNELLY, R., COLLINS, D., BRAYDEN, D., BAIRD, A.W.,
WINTER, D.C.: Inhibition Of Electrogenic Chloride Transport By Basolateral Zinc In
Perfused Human Colon. W: Journal of Surgical Research, 2011, 165, 2, 287.
182
204. MEHUL, B., BERNARD, D., BROUARD, M., DELATTRE, C., SCHMIDT, R.:
Influence of calcium on the proteolytic degradation of the calmodulin-like skin protein
(calmodulin-like protein 5) in psoriatic epidermis. W: Experimental Dermatology, 2006, 15,
6, 469-477.
205. MIYAKE, H., HARA, S., ARAKAWA, S., KAMIDONO, S., HARA, I.:
Overexpression of Bcl-2 regulates sodium butyrate- and/or docetaxel-induced apoptosis in
human bladder cancer cells both in vitro and in vivo. W: International Journal of Cancer,
2001, 93, 1, 26-32.
206. MIYAKE, H.M., HARA, I., YAMANAKA, K., ARAKAWA, S., KAMIOLONO, S.:
Calcium ionophore, ionomycin inhibits growth of human bladder cancer cells both in vitro
and in vivo with alteration of BCL-2 and BAX expression levels. W: The Journal of
Urology, 1999, 162, 916-921.
207. MIYAMOTO, T., HAYASHI, M., TAKEUCHI, A., OKAMOTO, T., KAWASHIMA,
S., TAKII, T., HAYASHI, H., ONOZAKI, K.: Identification of a novel growth promoting
factor with a wide target cell spectrum from various tumor cells as catalase. W: Journal of
Biochemistry, 1996, 120, 725–730.
208. MONARI,
M.,
TRINCHERO,
A.,
CALABRESE,
C.,
CATTANI,
O.,
SERRAZANETTI, G.P., FOSCHI, J., FABBRI, A., ZAHLANE, D., DI FEBO, G.,
TONINI, V., CERVELLERA, M., TOSI, M.R., TUGNOLI, V.: Superoxide dismutase in
gastric adenocarcinoma: is it a clinical biomarker in the development of cancer?
W: Biomarkers, 2006, 11, 6, 574-584.
209. MÜLLER, I., HELMERS, E., BARCHET, R., SCHWEINSBERG, F.: Cadmium
concentration in the renal cortex of kidney tumor patients and controls. W: Journal of Trace
Elements and Electrolytes in Health and Disease, 1994, 8, 3-4, 173-176.
210. MUELLER, S., RIEDEL, H.D., STREMMEL, W.: Direct evidence for catalase as the
predominant H2O2-removing enzyme in human erythrocytes. W: Blood, 1997, 90,
4973–4978.
211. MULDER, T.P., VERSPAGET, H.W., JANSSENS, A.R., DE BRUIN, P.A.,
GRIFFIOEN, G., LAMERS, C.B.: Neoplasia-related changes of two copper (Cu)/zinc (Zn)
proteins in the human colon. W: Free Radical Biology and Medicine, 1990, 9, 6, 501-506.
183
212. MURADIAN, K., UTKO, N.A., FRAIFELD, V., MOZZHUKHINA, T.G., PISHEL,
I.N., LITOSHENKO, A.Y.: Superoxide dismutase, catalase and glutathione peroxidase
activities in the liver of young and old mice: linear regression and correlation. W: Archives
of Gerontology and Geriatrics, 2002, 35, 3, 205–214.
213. NAKADA, T., AKIYA, T., KOIKE, H., KATAYAMA, T.: Superoxide dismutase
activity in renal cell carcinoma. W: European Urology, 1988, 14, 1, 50-55.
214. NAPIÓRKOWSKA, B.: Magnez. Właściwości, działanie, zastosowanie w lecznictwie,
2000, 1-46.
215. NARLIKAR, L., HARTEMINK, A.J.: Sequence features of DNA binding sites reveal
structural class of associated transcription factor. W: Bioinformatics, 2006, 22, 2, 157–163.
216. NASULEWICZ, A., WIETRZYK, J., WOLF, F.I., DZIMIRA, S., MADEJ, J.,
MAIER, J.A.M., RAYSSIGUIER, Y., MAZUR, A., OPOLSKI, A.: Magnesium deficiency
inhibits primary tumor growth but favors metastasis in mice. W: Biochimica et Biophysica
Acta, 2004, 1739, 26-32.
217. NAWARRO, J., OBRADOR, E., CARRETERO, J., PETSCHEN, I., AVIÑO, J.,
PEREZ, P., ESTRELA, J.M.: Changes in glutathione status and the antioxidant system in
blood and in cancer cells associate with tumor growth in vivo. W: Free Radical Biology and
Medicine, 1999, 26, 3-4, 410-418.
218. NELSON, R.L.: Superoxide dismutase in cultured benign and malignant tumors of the
colon. W: Basic Life Sciences, 1988, 49, 699-702.
219. NEMOTO, K., KONDO, Y., HIMENO, S., SUZUKI, Y., HARA, S., AKIMOTO, M.,
IMURA, N.: Modulation of telomerase activity by zinc in human prostatic and renal cancer
cells. W: Biochemical Pharmacology, 2000, 59, 4, 401-405.
220. NIEDZIELSKA, G., CARUK, K., PASTERNAK, K.: Pierwiastki śladowe w tkankach
krtani objętych chorobą nowotworową. W: Otolaryngologia Polska, 2000, 4, 31,
2000-2002.
221. NIIKAWA, N., FUKUSHIMA, Y., TANIGUCHI, N., IIZUKA, S., KAJII, T.:
Chromosome abnormalities involving 11p13 and low erythrocyte catalase activity.
W: Human Genetics, 1982, 60, 373–375.
222. NORDBERG, G.F. 1982, 250-252.
184
223. OBERLEY, L.W., BIZE, I.B., SAHU, S.K., LEUTHAUSER, S.W., GRUBER, H.E.:
Superoxide dismutase activity of normal murine liver, regenerating liver, and H6 hepatoma.
W: Journal of the National Cancer Institute, 1978, 61, 375-379.
224. OBERLEY, L.W., BUETTNER, G.R.: Role of superoxide dismutase in cancer:
a review. W: Cancer Research, 1979, 39, 1141-1149.
225. OBERLEY, T.D., ZHONG, W., SZWEDA, L.J., OBERLRY, L.W.: Localization of
antioxidant enzymes and oxidative damage products in normal and malignant prostate
epithelium. W: Prostate, 2000, 44, 2, 144–155.
226. OLSZEWSKI, J., LATUSIŃSKI, J., KITA, A.: Porównawcza ocena stężenia
pierwiastków antyoksydacyjnych w surowicy krwi i bioptatach tkankowych u chorych
z brodawczakiem lub rakiem krtani. W: Otolaryngologia, 2003, 2, 2, 90-93.
227. OMAR, R.A., CHYAN, Y.J., ANDORN, A.C., POEGGELER, B., ROBAKIS, N.K.,
PAPPOLLA, M.A.: Increased expression but reduced activity of antioxidant enzymes in
Alzheimer’s disease. W: Journal of Alzheimer’s Disease, 1999, 1, 139–145.
228. ORŁOWSKI, CZ.: Metale; 148-194. W: PIOTROWSKI, J.K.: Podstawy toksykologii.
Warszawa. Wydawnictwa Naukowo-Techniczne, 2008.
229. OZTÜRK, H.S., KARAAYVAZ, M., KAÇMAZ, M., KAVUTCU, M., AKGÜL, H.,
DURAK,
I.:
Activities
of
the
enzymes
participating
in
purine
and
free-radical metabolism in cancerous human colorectal tissues. W: Cancer Biochemistry
Biophysics, 1998, 16, 1-2, 157-168.
230. PARDO, L.A., CONTRERAS-JURADO, C., ZIENTKOWSKA, M., ALVES, F.,
STÜHMER, W.: Role of Voltage-gated Potassium Channels in Cancer. W: The Journal of
Membrane Biology, 2005, 205, 115-124.
231. PARTISETI, M., COLLURA, V., AGNEL, M., CULOUSCOU, J-M., GRAHAM, D.:
Cloning and characterization of a novel human inwardly rectifying potassium channel
predominantly expressed in small intestine. W: FEBS Letters, 1998, 434, 1-2, 171-176.
232. PASHA, Q., MALIK, S.A., SHAH, M.H.: Statistical analysis of trace metals in the
plasma of cancer patients versus controls. W: Journal of Hazardous Materials, 2008, 153,
1215-1221.
185
233. PASHA, Q., MALIK, S.A., SHAHEEN, N., SHAH, M.H.: Investigation of trace
metals in the blood plasma and scalp hair of gastrointestinal cancer patients in comparison
with controls. W: Clinica Chimica Acta, 2010, 411, 531-539.
234. PASTERNAK, K., FLORIAŃCZYK, B.: Metale życia. Lublin, Wydawnictwo Folium,
1995, 9-32.
235. PASTERNAK, K., PRZYSZLAK, W.: Magnesium in stomach cancer. W: Magnesium
research: official organ of the International Society for the Development of Research on
Magnesium, 1999, 12, 2, 139-143.
236. PASTOR, M.C., SIERRA, C., DOLADE, M., NAVARRO, E., BRANDI, N., CABRE,
E., MIRA, A., SERES, A.: Antioxidant enzymes and fatty acid status in erythrocytes of
Down’s syndrome patients. W: Clinical Chemistry, 1998, 44, 924–929.
237. PEARSON, C.A., PROZIALECK, W.C.: E-Cadherin, β-catenin and cadmium
carcinogenesis. W: Medical Hypotheses, 2001, 56, 573-581.
238. PEDERSEN, P.L.: Multidrug resistance - a fascinating, clinically relevant problem in
bioenergetics. W: Journal of Bioenergetics and Biomembranes, 1995, 27, 1, 3-5.
239. PHAM, T.M., FUJINO, Y., KIKUCHI, S., TAMAKOSHI, A., YATSUYA, H.,
KUBO, T., MATSUDA, S., YOSHIMURA, T.: A nested case-control study of stomach
cancer incidence and serum superoxide dismutase activity in the Japan Collaborative
Cohort study in Japan. W: Cancer Detection and Prevention, 2007, 31, 6, 431-435.
240. PLJESA-ERCEGOVAC,
M.,
MIMIC-OKA,
J.,
DRAGICEVIC,
D.,
SAVIC-RADOJEVIC, A., OPACIC, M., PLJESA, S., RADOSAVLJEVIC, R., SIMIC, T.:
Altered antioxidant capacity in human renal cell carcinoma: Role of glutathione associated
enzymes. W: Urologic Oncology: Seminars and Original Investigations, 2007, 26, 2,
175-181.
241. POIRIER, L.A., VLASOVA, T.I.: The perspective role of abnormal methyl
metabolism in cadmium toxicity. W: Environmental Health Perspectives, 2002, 110, 5,
793-795.
242. POLLACK, M., LEEUWENBURG, CH.: Molecular mechanism of oxidative stress in
aging: free radicals, aging, antioxidants and disease. W: Handbook of oxidants and
antioxidants in Exercise. Elsevier Science B.V., 1999, 30, 881-915.
186
243. POTTS, R.J., BESPALOV, I.A., WALLACE, S.S., MELAMEDE, R.J., HART, B.A.:
Inhibition of oxidative DNA repair in cadmium-adapted alveolar epithelial cells and the
potential involvement of metallothionein. W: Toxicology, 2001, 161, 25-38.
244. POURAHMAD, J., O'BRIEN, P.J.: A comparison of hepatocyte cytotoxic mechanisms
for Cu+2 and Cd+2. W: Toxicology, 2000, 143, 263-273.
245. POURAHMAD, J., O'BRIEN, P.J., JOKAR, F., DARAEI, B.: Carcinogenic metal
induces reactive oxygen species formation in hepatocytes. W: Toxicology in Vitro, 2003, 17,
803-810.
246. PRASAD, A.S., KUCUK, O.: Zinc in cancer prevention. W: Cancer and Metastasis
Reviews, 2002, 21, 291-295.
247. PRESSMAN, A.H., BUFF, S.: Witaminy i minerały. Przewodnik dla każdego.
Warszawa. KDC, 2006, 219-294.
248. PROKOPENKO, P.G., BORISENKO, S.A., SAPELKINA, I.M.: Distribution of
cytoplasmic ferroproteins and iron in human kidney tumors. W: Biuleten Eksperimenal Noí
Biologii i Medistiny, 1987, 104, 8, 221-224.
249. PROKSCH, E., NISSEN, H.P., BREMGARTNER, M., URQUHART, C.: Bathing in
a magnesium-rich Dead Sea salt solution improves skin barrier function, enhances skin
hydration, and reduces inflammation in atopic dry skin. W: International Journal of
Dermatology, 2005, 44, 2, 151-157.
250. PROZIALECK, W.C., LAMAR, P.C., LYNCH, S.M.: Cadmium alters the localization
of N-cadherin, E-cadherin, and β-catenin in the proximal tubule epithelium. W: Toxicology
and Applied Pharmacology, 2003, 189, 180-195.
251. PROZIALECK, W.C.: Evidence that E-cadherin may be a target for cadmium toxicity
in epithelial cell. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 2000, 164, 231-249.
252. PULIDO, M.D., PARRISH, A.R.: Metal-induced apoptosis: mechanisms. W: Mutation
Research, 2003, 533, 227-241.
253. RACZ, G., KITTEL, A., RICCARDI, D., ELLIOTT, A.C., CASE, M.R., REAL, F.X.,
VARGA, G.: Calcium sensing receptors in human pancreas. W: Gastroenterology, 2000,
118, 4, 2, 1152.
187
254. RAHA, S., ROBINSON, B.H.: Mitochondria, oxygen free radicals, disease and
ageing. W: Trends in Biochemical Sciences, 2000, 25, 502-508.
255. RENUGADEVI, J., PRABU, S.M.: Naringenin protects against cadmium-induced
oxidative renal dysfunction in rats. W: Toxicology, 2009, 256, 1-2, 128-134.
256. REYNOLDS, S., RAJAGOPAL, S., CHAKRABARTY, S.: Differentiation-inducing
effect of retinoic acid, difluoromethylornithine, sodium butyrate and sodium suramin in
human colon cancer cells. W: Cancer Letters, 1998, 11, 134, 1, 53-60.
257. RHOADS, C.A., AW, T.Y.: Loss of cellular glutathione through efflux mediates
staurosporine-induced
apoptosis
of
human
colon
carcinoma
HT-29
cells.
W: Gastroenterology, 2003, 124, 4, 1, 597-598.
258. RICE-EVANS, C.A., DIPLOCK, A.T., SYMONS, M.C.R.: Techniques in Free
Radical Research. Ed. BURDON, R.H., KNIPPANBERG, P.H., Elsevier, Amsterdam,
London, New York, Tokyo, 1991.
259. RICHMOND, H. G.: Induction of sarcoma in the rat by iron-dextran complex.
W: British Medical Journal, 1959, 46, 5127, 947-949.
260. ROE, F.J., CARTER, R.L.: Iron-dextran carcinogenesis in rats: influence of dose on
the number and types of neoplasm induced. W: International Journal of Cancer, 1967, 2, 4,
370-380.
261. ROEDIGER, W.E., MOORE, A.: Effect of short-chaim fatty acid on sodium
absorption in isolated human colon perfused through the vascular bed. W: Digestive
Diseases and Sciences, 1981, 26, 2, 100-106.
262. ROSEN, B.P., FUTAI, M.: Sodium/Proton antiporter of rat liver mitochondria.
W: FEBS Letters, 1980, 117, 1, 39-43.
263. RUDOLF, E., JOHN, S., BRIATKA, T., ČERVINKA, M.: Toxicity of increased
intracellular zinc in colon cancer cells. W: Abstracts/Toxicology Letters, 2010, 37-351.
264. RUSIECKI, W., KUBIKOWSKI, P.:
Toksykologia współczesna. Warszawa.
Wydawnictwo Lekarskie PZWL, 1977, 88-185.
265. RYDZEWSKI,
B.,
MIARZYŃSKA,
M.,
SULKOWSKI,
W.,
MICHALSKA-PIECHOWIAK, T.: Chronic changes of the nasal mucous membrane
induced by cadmium exposure. W: Acta Poloniae Toxicologica, 1999, 7, 19-26.
188
266. RYU, D.Y., LEE, S.J., PARK, D.W., CHOI, B.S., KLAASSEN, C.D., PARK, J.D.:
Dietary iron regulates intestinal cadmium absorption through iron transporters in rats.
W: Toxicology Letters, 2004, 152, 19-25.
267. SAITO, T., IKEDA, S., HISAI, H., KATAHIRA, T., KONDO, H., TAKAHASHI, Y.,
TAKAYAMA, T.: Glutathione levels in human colon cancer cell line M7609 following
culture in a low sulfur amino acid medium and its sensitivity to various anticancer drug.
W: Cancer and Chemotherapy, 1997, 24, 7, 823-827.
268. SALNIKOW, K., DENKHAUS, E.: Nickel essentiality, toxicity and carcinogenicity.
W: Critical Reviews in Oncology/Hematology, 2002, 42, 35-56.
269. SANDLE, G.I., HUNTER, M.: Apical potassium (BK) channels and enhanced
potassium secretion in human colon. W: Monthly Journal of the Association of Physicians,
2010, 103, 2, 85-89.
270. SAPOTA, A.: Drogi wchłaniania, metabolizm i wydalanie ksenobiotyków; 63-86.
W: PIOTROWSKI,
J.K.:
Podstawy
toksykologii.
Warszawa.
Wydawnictwa
Naukowo-Techniczne, 2008.
271. SARKAR, S., YADAV, P., TRIVEDI, R., BANSAL, A.K., BHATNAGAR, D.:
Cadmium-induced lipid peroxidation and the status of the antioxidant system in rat tissues.
W: Journal of Trace Elements in Medicine and Biology, 1995, 9, 144-149.
272. SASNOOR, L.M., KALE, V.P., LIMAYE, L.S.: Prevention of apoptosis as a possible
mechanism behind improved cryoprotection of hematopoietic cells by catalase and
trehalose. W: Transplantation, 2005, 80, 1251–1260.
273. SATARUG, S., BAKER, J.R., REILLY, P.E., MOORE, M.R., WILLIAMS, D.J.:
Changes in zinc and copper homeostasis in human livers and kidneys associated with
exposure to environmental cadmium. W: Human and Experimental Toxicology, 2001, 20,
205-213.
274. SATOMI, A., MURAKAMI, S., HASHIMOTO, T., ISHIDA, K., MATSUKI, M.,
SONODA, M.: Significance of superoxide dismutase) in human colorectal cancer tissue:
correlation with malignant intensity. W: Journal of Gastroenterology, 1995, 30, 2, 177-182.
189
275. SCHLIESS, F., SCHÄFER, CH., VAN DAHL, S., FISCHER, R., LORDNEJAD,
M.R., HÄUSSINGER, D.: Expression and regulation of the Na+/K+/2Cl- cotransporter
NKCC1 in rat liver and human Hu H-7 hepatoma cells. W: Archives of Biochemistry and
Biophysics, 2002, 401, 2, 187-197.
276. SENS, D.A., PARK, S., GUREL, V., SENS, M.A., GARRETT, S.H., SOMJI, S.:
Inorganic cadmium - and arsenite-induced malignant transformation of human bladder
urothelial cells. W: Toxicological Sciences, 2004, 79, 1, 56-63.
277. SEVERSON, A.R., HAUT, C.F., FIRLING, C.E., HUNTLEY, T.E.: Influence of
short-term aluminum exposure on demineralized bone matrix induced bone formation.
W: Archives of Toxicology, 1992, 66, 706-712.
278. SHEN, H.S., CHEN, S.F., BEHRENS, D.L., WHITNEY, C.C., DEXTER, D.L.,
FORBES, M.: Distribution of the novel anticancer drug candidate Brequinar sodium (DuP
785, NSC 368390) into normal and tumor tissues of nude mice bearing human colon
carcinoma xenografts. W: Cancer Chemotherapy and Pharmacology, 1988, 22, 3, 183-186.
279. SIEGERS, C.P., BÖSE-YOUNES, H., THIES, E., HOPPENKAMPS, R., YOUNES,
M.: Glutathione and GSH-dependent enzymes in the tumours and nontumours mucosa of the
human colon and rectum. W: Journal of Cancer Research and Clinical Oncology, 1984,
107, 3, 238-41.
280. SIEMIŃSKI, M.: Środowiskowe zagrożenia zdrowia. Wydawnictwo Naukowe PWN,
Warszawa, 2008.
281. SIES, H.: Oxidative stress: oxidants and antioxidants. W: Experimental Physiology,
1997, 82, 291–295.
282. SILBERGELD, E.K., WAALKES, M., RICE, J.M.: Lead as a carcinogen:
experimental evidence and mechanisms of action. W: American Journal of Industrial
Medicine, 2000, 38, 3, 316–323.
283. SIMONS, T.J.: Cellular interactions between lead and calcium. W: British Medical
Bulletin, 1986, 42, 431-434.
284. SINDHU, R.K., EHDAIE, A., FARMAND, F., DHALIWAL, K.K., NGUYEN, T.,
ZHAN, CH.D., ROBERTS, CH.K., VAZIRIA, N.D.: Expression of catalase and
glutathione peroxidase in renal insufficiency. W: BBA - Molecular Cell Research, 2005,
1743, 1-2, 86-92.
190
285. SINGH, I.: Mammalian peroxisomes: metabolism of oxygen and reactive oxygen
species. W: Annals of the New York Academy of Sciences, 1996, 804, 612–627.
286. SINGH, S.V., XU, B.H., TKALCEVIC, G.T., GUPTA, V., ROBERTS, B., RUIZ, P.:
Glutathione-linked detoxification pathway in normal and malignant human bladder tissue.
W: Cancer Letters, 1994, 77, 1, 15-24.
287. SKONECZNA, I.: Epidemiologia raka nerki; 17. W: SZCZYLIK, C., WCISŁO, G.:
Rak nerki. Współczesna diagnostyka i terapia. Poznań. Wydawnictwa Medyczne
TERMEDIA, 2010.
288. SKRZYCKI, M., CZECZOT, H.: Zewnątrzkomórkowa dysmutaza ponadtlenkowa
(EC-SOD) – budowa, właściwości i funkcje. W: Postępy Higieny i Medycyny
Doświadczalnej, 2004, 58, 301-311.
289. SKRZYDLEWSKA,
E.,
SULKOWSKI,
S.,
KODA,
M.,
ZALEWSKI,
B.,
KANCZUGA-KODA, L., SULKOWSKA, M.: Lipid peroxidation and antioxidant status in
colorectal cancer. W: World Journal of Gastroenterology, 2005, 11, 3, 403-406.
290. SOKOLOVA, I.M., EVANS, S., HUGHES, F.M.: Cadmium-induced apoptosis in
oyster hemocytes involves disturbance of cellular energy balance but no mitochondrial
permeability transition. W: Journal of Experimental Biology, 2004, 207, 3369-3380.
291. SOMLO, S., EHRLICH, B.: Human disease: Calcium signaling in polycystic kidney
disease. W: Current Biology, 2001, 11, 9, 356-360.
292. SÖNMEZ, H., OZTURK, Z., EKMEKCI, H., BALOGLU, H., KÖKOGLU, E.:
TBARS, carnitine, and reduced glutathione levels in human bladder carcinoma.
W: Biochemistry. Biokhimiia, 2003, 68, 3, 346-348.
293. SOUZA, V., BUCIO, L., GUTIÉRREZ-RUIZ, M.C.: Cadmium uptake by a human
hepatic cell line (WRL-68 cells). W: Toxicology, 1997, 120, 215-220.
294. SPERANZA, M., BAGLEY, A.C., LYNCH, R.E.: Cells enriched for catalase are
sensitized to the toxicities of bleomycin, adriamycin, and paraquat. W: The Journal of
Biological Chemistry, 1993, 268, 19039–19043.
295. SPODARYK, K.: Metabolizm żelaza i jego udział w hemopoezie. W:Fizjologia krwi,
red.: Z. DĄBROWSKI. Warszawa. Wydawnictwo Naukowe PWN, 1998, 158–172.
191
296. ST CLAIR, D.K., HOLLAND, J.C.: Complementary DNA encoding human colon
cancer manganese superoxide dismutase and the expression of its gene in human cells.
W: Cancer Research, 1991, 51, 3, 939-943.
297. STAREK, A.: Toksykologia narządowa. Warszawa. Wydawnictwo Lekarskie PZWL,
2007, 11-27, 78-91, 167-189.
298. STAWARZ, R., GŁOGOWSKA, M., KILIAN, K., GOC, Z., MASSANYI, P.:
Biogenic and Toxic Metals Content in Cancerous Tissues and Adjacent Normal Tissues of
Digestive System of Human. W: International Conference on Environmental Science and
Technology, 2011, 6, 9-12.
299. STEENLAND, K., BOFFETTA, P.: Lead and cancer in humans: where are we now?
W: American Journal of Industrial Medicine, 2000, 38, 295–299.
300. STEENLAND, K., SELEVAN, S., LANDRIGAN, P.: The mortality of lead smelter
workers: an update. W: American Journal of Public Health, 1992, 82, 1641-1644.
301. STEINMETZ-BECK, A., SZAHIDEWICZ-KRUPSKA, E., BECK, B., PORĘBA, R.,
ANDRZEJAK, R.: Genotoksyczny efekt przewlekłej ekspozycji na ołów w teście
kometkowym. W: Medycyna Pracy, 2005, 56, 295–302.
302. STROMQVIST, M., HOUDEBINE, M., ANDERSSON, J.O., EDLUND, A.,
JOHANSSON, T., VIGLIETTA, C., PUISSANT, C., HANSSON, L.: Recombinant human
extracellular superoxide dismutase produced in milk of transgenic rabbits. W: Transgenic
Research, 1997, 6, 271–278.
303. SUN, Q., TRAN, M., SMITH, B., WINEFORDNER, J.D.: Zinc analysis in human skin
by laser induced-breakdown spectroscopy. W: Talanta, 2000, 52, 293-300.
304. SUN, Y.: Free radicals, antioxidant enzymes, and carcinogenesis. W: Free Radical
Biology and Medicine, 1990, 8, 6, 583–599.
305. SUN, Z.G., SONG, G.M., ZHANG, M., WANG, Z., NI, Z.H.: Clinical study on
magnesium, copper and chrome levels in patients with oesophageal squamous cell
carcinoma. W: Współczesna Onkologia, 2011, 15, 5, 257-260.
192
306. ŠVERKO, A., SOBOCANEC, S., KUŠIĆ, B., ŠARIĆ, A., LENICEK, T., KRAUS, O.,
ANDRIŠIĆ, L., KOROLIJA, M., BALOG, T., BOROVIĆ-ŠUNJIŚ, S., MAROTTI, M.:
Superoxide dismutase and cytochrome P450 isoenzymes might be associated with higher
risk of renal cell carcinoma in male patients. W: International Immunopharmacology, 2011,
11, 6, 639-645.
307. SZYMAŃSKI, K.: Związki ołowiu i chromu w środowisku naturalnym i odpadach.
W: Rocznik Ochrona Środowiska, 2007, 11, 173-181.
308. TACCIOLI, C., WAN, S-G., LIU, CH-G., ALDER, H., VOLINIA, S., FARBER, J.R.,
CROCE, C.M., FONG, L.Y.Y.: Zinc Replenishment Reverses Overexpression of the
Proinflammatory
Mediator
S100A
and
Esophageal
Preneoplasia
in
the
Rat.
W: Gastroenterology, 2009, 136, 953-966.
309. TAKIGUCHI, M., ACHANZAR, W.E., QU, W., LI, G., WAALKES, M.P.: Effects of
cadmium on DNA-(cytosine-5) metylotransferase activity and DNA methylation status
during cadmium-induced cellular transformation. W: Experimental Cell Research, 2003,
286, 355-365.
310. TANDOGAN, B., ULUSU, N.N.: Comparative in vitro effects of some metal ions on
bovine kidney cortex glutathione reductase. W: Preparative Biochemistry and
Biotechnology, 2010, 40, 4, 405-411.
311. TANDON, R., KHANNA, H.D., DORABABU, M., GOEL, R.K.: Oxidative stress and
antioxidants status in peptic ulcer and gastric carcinoma. W: Indian Journal of Physiology
and Pharmacology, 2004, 48, 1, 115-118.
312. TAZAWA, T.: Changes in magnesium and calcium levels in blood and stomach tissue
of patients with stomach cancer. W: The Hokkaido Journal Of Medical Science, 1992, 67, 5,
694-702.
313. TCHOUNWOU, P.B., ISHAQUE, A.B., SCHNEIDER, J.: Cytotoxicity and
transcriptional activation of stress genes in human liver carcinoma cells (HepG2) exposed
to cadmium chloride. W: Molecular and Cellular Biochemistry, 2001, 222, 1-2, 21-28.
314. TOH, Y., KUNINAKA, S., OSHIRO, T., IKEDA, Y., NAKASHIMA, H., BABA, H.,
KOHNOE, S., OKAMURA, T., MORI, M., SUGIMACHI, K.: Overexpression of
manganese superoxide dismutase mRNA may correlate with aggressiveness in gastric and
colorectal adenocarcinomas. W: International Journal of Oncology, 2000, 17, 1, 107-112.
193
315. TOKAR, E.J., DIWAN, B.A., WAALKES, M.P.: Early life inorganic lead exposure
induces testicular teratoma and renal and urinary bladder preneoplasia in adult
metallothionein-knockout mice but not in wild type mice. W: Toxicology, 2010, 276, 5-10.
316. TOMAT, A.L., COSTA, M. DE LOS ÁNGELES, ARRANZ, C.T.: Zinc restriction
during different periods of life: Influence in renal and cardiovascular diseases.
W: Nutrition, 2011, 27, 4, 392-398.
317. TOYOKUNI, S.: Iron-induced carcinogenesis: the role of redox regulation. W: Free
Radical Biology and Medicine, 1996, 20, 4, 553-566.
318. TREBLE, R.G., THOMPSON, T.S., LYNCH, H.R.: Determination of copper,
manganese and zinc in human liver. W: Biometals, 1998, 11, 1, 49-53.
319. TRINDER, D., MORGAN, E.: Inhibition of Uptake of Transferrin-Bound Iron by
Human Hepatoma Cells by Nontransferin-Bound Iron, 1997, 26, 3, 691-698.
320. TRYNIDAD, T.P., WOLEVER, T.M.S., THOMPSON, L.U.: Effects of calcium
concentration acetate, and propionate on calcium absorption in the human distal colon.
W: Nutrition, 1999, 15, 7-8, 529-533.
321. TRIVEDI, S., POTTER-LEE, L., LI, J.H., YASAY, G.D., RUSSELL, K.,
OHNMACHT, C.J., EMPFIELD, J.R., TRAINOR, D.A., KAU, S.T.: Calcium dependent
K-channels in guinea pig and human urinary bladder. W: Biochemical and Biophysical
Research Communications, 1995, 15, 213, 2, 404-409.
322. TROETSCH, M., SCHAACK, J., FITZ, J.G., ROMAN, R.: Cloning and functional
expression of a human liver CA2+- sensitive, small-conductance potassium channel.
W: Gastroenterology, 2000, 118, 4, 1, 1018.
323. TVEITO, G., HANSTEEN, I.L., DALEN, H., HAUGEN, A.: Immortalization of
normal human kidney epithelial cells by nickel(II). W: Cancer Research, 1989, 49, 7,
1829-1835.
324. VAGO, K.: Odtruwanie organizmu, jak zapobiegać zatruciu toksynami? Wrocław.
Wydawnictwo ASTRUM, 2007, 16-22, 26-36, 38-41, 57-58.
325. VALKO, M., LEIBFRITZ, D., MONCOL, J., CRONIN, M.T., MAZUR, M.,
TELSER, J.: Free radicals and antioxidants in normal physiological functions and human
disease. W: International Journal of Biochemistry & Cell Biology, 2007, 39, 44-84.
194
326. VAN DRIEL, B.E., LYON, H., HOOGENRAAD, D.C., ANTEN, S., HANSEN, U.,
VAN NOORDEN, C.J.: Expression of CuZn- and Mn-superoxide dismutase in human
colorectal neoplasms. W: Free Radical Biology and Medicine, 1997, 23, 3, 435-444.
327. VISNER, G.A., DOUGALL, W.C., WILSON, J.M., BURR, I.A., NICK, H.H.:
Regulation of manganese superoxide dismutase by lipopolysaccharide, interleukin-1, and
tumor necrosis factor. Role in the acute inflammatory response. W: The Journal of
Biological Chemistry, 1990, 265, 2856–2864.
328. VON SCHRENCK, T., DE WEERTH, A., AHRENS, M., JOCKS, T., WOLF, G.,
BOBROWSKI, CH., NEUMAIER, CH., SCHULZ, M., GRETEN, H., STAHL, R.: CCKBreceptors in the kidney: Identification, localization, and CCKBR-mediated changes in renal
sodium and potassium absorption. W: Gastroenterology, 2000, 118, 4, 1, 303.
329. VUILLAUME, M.: Reduced oxygen species, mutation, induction and cancer initiation.
W: Mutation Research, 1987, 186, 43-72.
330. WAALKES, M.P., FOX, D.A., STATES, J.C., PATIERINO, S.R., MC CABE,
M.J.JR.: Metals and disorders of cell accumulation: modulation of apoptosis and cell
proliferation. W: Toxicological Sciences, 2000, 56, 255-261.
331. WAALKES, M.P.: Cadmium carcinogenesis. Inorganic Carcinogenesis Section,
Laboratory of Comparative Carcinogenesis, National Cancer Institute of Environmental
Health Sciences. W: Mutation Research, 2003, 533, 107-120.
332. WADHWA, P., WADHWA, S., CHAUDHURY, S., DINDA, A.K., NAG, T.C.,
GUPTA, N.P.: Expression of voltage-gated potassium ion channels in human renal cell
cancer. W: Urology, 2007, 70, 3, 257.
333. WADHWA, S., WADHWA, P., DINDA, A.K., GUPTA, N.P.: Differential expression
of potassium ion channels in human renal cell carcinoma. W: International Urology and
Nephrology, 2009, 41, 2, 251-257.
334. WAISBERG, M., BLACK, W.D., CHAN, D.Y., HALE, B.A.: The effect of
pharmacologically altered gastric pH on cadmium absorption from the diet and its
accumulation in murine tissues. W: Food and Chemical Toxicology, 2005, 43, 775-782.
335. WAISBERG, M., JOSEPH, P., HALE, B., BEYERSMANN, D.: Molecular and
cellular mechanisms of cadmium carcinogenesis. W: Toxicology, 2003, 192, 95-117.
195
336. WALKER, C.H., HOPKIN, S.P., SIBLY, R.M., PEAKALL, D.B.: Podstawy
ekotoksykologii. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, 2002.
337. WANG, H.J., WANG, Y.M., PENG, S.Q.: Repeated administration of a Fusarium
mycotoxin butenolide to rats induces hepatic lipid peroxidation and antioxidant defense
impairment. W: Food and Chemical Toxicology, 2009, 47, 3, 633-637.
338. WANG, Q., LI, N., WANG, X., KIM, M.M., EVERS, B.M.: Augmentation of sodium
butyrate-induced apoptosis by phosphatidylinositol 3'-kinase inhibition in the KM20 human
colon cancer cell line. W: Clinical Cancer Research, 2002, 8, 1940-1947.
339. WANG, X., CHEN, W., SINGH, N., PROMKAN, M., LIU, G.: Effects of potential
calcium sensing receptor inducers on promoting chemosensitivity of human colon
carcinoma cells. W: International Journal of Oncology, 2010, 36, 6, 1573-1580.
340. WARE, G.W.: Reviews of Environmental Contaminationand Toxicology. Springer
Verlag, Heidelberg, 2001.
341. WARGOVICH, M.J., LOINTIER, P.H.: Calcium and vitamin D modulate mouse
colon epithelial proliferation and growth characteristics of a human colon tumor cell line.
W: Canadian Journal of Physiology and Pharmacology, 1987, 65, 3, 472-477.
342. WEI, L.K.: The clinical and laboratory studies of superoxide dismutase activity in the
human whole blood with early gastric cancer. W: Free Radical Research Communications,
1991, 12-13, 759-760.
343. WEI-PING, M., JI-LIN, Y., ZHENG-BING, G., JIE-MING, Z., CHAO, Z.,
NA-NA, Z., PING, J., TING, T.: Cadmium induces apoptosis in human embryonic kidney
(HEK) 293 cells by caspase-dependent and - independent pathways acting on mitochondria.
W: Toxicology in Vitro, 2007, 21, 3, 343-354.
344. WHITSON, P.A., PIETRZYK, R.A., JONES, J.A., NELMAN-GONZALEZ, M.,
HUDSON, E.K., SAMS, C.F.: Effect of Potassium Citrate Therapy on the Risk of Renal
Stone Formation During Spaceflight. W: The Journal of Urology, 2009, 182, 5, 2490-2496.
345. WIĘCKOWSKI, S.: Ekologia ogolna. Oficyna Wydawnicza Branta, 2008.
346. WILLIAMS, K., FRAYNE, J., MC LAUGHLIN, E.A., HALL, L.: Expression of
extracellular superoxide dismutase in the human male reproductive tract, detected using
antisera raised against a recombinant protein. W: Molecular Human Reproduction, 1998,
4, 235–242.
196
347. WITKOWSKI,
K.,
KOZŁOWSKI,
A.,
PARDELA,
M.,
PIECUCH,
J.,
WALICHIEWICZ, P.: Level of copper in plasma and tissue of patients with esophageal and
large bowel cancer. W: Wiadomosci Lekarskie, 1993, 46, 15-16, 586-588.
348. WONG, P., WAGGONER, D., SUBRAMANIAM, J.R., TESSAROLLO, L.,
BARTNIKAS, T.B., CULOTTA, V.C., PRICE, D.L., ROTHSTEIN, J., GITLIN, J.D.:
Copper chaperone for superoxide dismutase is essential to activate mammalian Cu/Zn
superoxide dismutase. W: Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America, 2000, 97, 28-86.
349. WU, T., SEMPOS, C.T., FREUDENHEIM, J.L., MUTI, P., SMIT, E.: Serum Iron
Copper and Zinc Concentrations and Risk of Cancer Mortality in US Adults. W: Annals of
Epidemiology, 2004, 14, 195-201.
350. WU, X., LIANG, Y., JIN, T., YE, T., KONG, Q., WANG, Z., LEI, L.,
BERQDAHL, I.A., NORDBERG, G.F.: Renal effects evolution in a Chinese population
after reduction of cadmium exposure in rice. W: Environmental Research, 2008, 108, 2,
233-238.
351. WURZELMANN, J.I.: Cancer Epidemiology. W: Biomarkers Prevention, 1996, 5,
503.
352. YABUKI, M., KARIYA, S., ISHISAKA, R., YASUDA, T., YOSHIOKA, T.,
HORTON, A.A., UTSUMI, K.: Resistance to nitric oxide-mediated apoptosis in HL-60
variant cells is associated with increased activities of Cu, Zn superoxide dismutase and
catalase. W: Free Radical Biology and Medicine, 1999, 26, 325–332.
353. YAMADA, M., SASAKI, R., SATO, N., SUZUKI, M., TAMURA, M.,
MATSUSHITA, T., KURUMATANI, H.: Amelioration by beraprost sodium, a prostacyclin
analogue, of established renal dysfunction in rat glomerulonephritis model. W: European
Journal of Pharmacology, 2002, 449, 1-2, 167-176.
354. YAMAN, M., KAYA, G., YEKELER, H.: Distribution of trace metal concentrations
in paired cancerous and non-cancerous human stomach tissues. W: World Journal of
Gastroenterology, 2007, 13, 4, 612-618.
355. YAMAN, M.: Comprehensive compassion of trace metal concentrations in cancerous
and non-cancerous human tissues. W: Current Medicinal Chemistry, 2006, 13, 2513-2525.
197
356. YAMANAKA, N., OTA, K., UTSUMI, J.: Changes in superoxide dismutase activities
during development, aging and transformation. W: HAYASHI, O., ASADA, K.:
Biochemical and Medical Aspects of Active Oxygen, University Park Press, 1978, 183-190.
357. YAMAZAKI, K.: Effects of a sodium pump inhibitor on skin potential activity in
human sweat glands. W: The Japanese Journal of Physiology, 1975, 46, 4, 222-227.
358. YANG, CH.Y., CHENG, M.F., TSAI, S.S., HSIEH, Y.L.: Calcium, Magnesium, and
Nitrate in Drinking Water and Gastric Cancer Mortality, 1998, 89, 124-130.
359. YANG, CH.Y., CHIU, H.F., CHIU, J.F., TSAI, S.S., CHENG, M.F.: Calcium and
Magnesium in Drinking Water and Risk of Death from Colon Cancer, 1997, 88, 928-933.
360. YEH, CH-T., HWANG, D-R., LAI, H-Y., HSU, J.I.A.: Inhibition of authentic
hepatitis C virus replication by sodium stibogluconate. W: Biochemical and Biophysical
Research Communications, 2003, 310, 2, 537-541.
361. YIM, M.B., CHOCK, P.B., STADTMAN, E.R.: Enzyme function of copper, zinc
superoxide dismutase as a free radical generator. W: Journal Biological Chemistry, 1993,
268, 4099–4105.
362. YORIFUJI, T., TSUDA, T., KAWAKAMI, N.: Age standardized cancer mortality
ratios in areas heavily exposed to methyl mercury. W: International Archives Occupational
Environmental Health, 2007, 80, 679-688.
363. YOUNG, S.P., FAHMY, M., GOLDING, S.: Ceruloplasmin, transferrin and
apotransferrin facilitate iron release from human liver cells. W: FEBS Letters, 1997, 411, 1,
93-96.
364. ZALEWSKI,
T.:
Fizjologia
rozwojowa
przewodu
pokarmowego;
14-29.
W: ZALEWSKI, T.: Choroby przewodu pokarmowego. Warszawa, 2000.
365. ZALUPS, R.K., AHMAD, S.: Molecular handling of cadmium in transporting
epithelia. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 2003, 186, 163-188.
366. ZELKO, I.N., MARIANI, T.J., FOLZ, R.J.: Superoxide dismutase multigene family:
A comparison of the Cu,ZnSOD, Mn-SOD, and EC-SOD) gene structures, evolution, and
expression. W: Free Radical Biology and Medicine, 2002, 33, 337–349.
367. ZHANG, D.Y., YE, R.G., LI, Y.J.: Nephrocalcinosis and clinical significance in early
chronic renal disease. W: Zhonghua Yi Xue Za Zhi, 1993, 73, 11, 652-654, 700.
198
Wykaz skrótów użytych w pracy
% - procent
C – stopień Celsjusza
A-T – para zasad adenina - tymina
AP-1 - czynnik transkrypcyjny 1 (activator protein 1)
ASA – absorpcyjna spektrometria atomowa
ATP - adenozyno-5'-trifosforan
BKCa – kanały potasowe aktywowane jonami wapnia o dużym przewodnictwie
BSA – surowicza albumina wołowa (Bovine Serum Albumin)
BSO – butionina sulfoksymina (buthionine sulfoximine)
Ca – wapń
Ca2+ - kation wapnia
Ca2+-ATPaza – pompa wapniowa
Caco2 – linia komórek enterocytopodobnych
CAT - katalaza
CCKB – receptor cholecystokininy B (cholecystokinin B receptor)
Cd – kadm
Cd-GSH – połączenie kadmu z glutationem
Cd2+ - kation kadmu
CdCl2 – chlorek kadmu
CdMT – połączenie kadmu z metalotioneiną
cDNA - komplementarny DNA (complementary DNA)
CLSP – białko skóry zależne od kalmoduliny
cm – centymetr
cm/h – centymetr na godzinę
cm3 – centymetr sześcienny
Cu - miedź
Cu/ZnSOD – cynkowo - miedziowa dysmutaza ponadtlenkowa
CVAAS - spektrofotometria absorpcji atomowej zimnych par (Cold Vapor Atomic
Absorption Spectrophotometry)
CYP 2C9 – białko enzymatyczne rozkładające warfarynę
DHT - 5-alfa-dihydrotestosteron
DK – mineralizator Kjeldahla (Kjeldahl Digestion)
DMT1 – przenośnik metali dwuwartościowych (Divalent Metal Transporter)
DNA – kwas deoksyrybonukleinowy (deoxyribonucleic acid)
DTNB – odczynnik Ellmanna (5,5'-dithiobis-2-nitrobenzoic acid)
E.C. 1.11 - oksydoreduktazy działające na nadtlenki będące akceptorami (peroksydazy)
E.C. 1.15 - oksydoreduktazy działające na rodniki ponadtlenkowe O2- jako akceptory
wodoru
EAG1 – kanał potasowy (Human ether à-go-go 1)
EAG2 – kanał potasowy (Human ether à-go-go 2)
EC-SOD - zewnątrzkomórkowa dysmutaza ponadtlenkowa
EDTA - kwas edetynowy
eGPx – zewnątrzkomórkowa peroksydaza glutationowa
ELISA - test immunoenzymatyczny, immunoenzymosorbcyjny (enzyme-linked
immunosorbent assay)
FAAS – absorpcyjna płomieniowa spektrofotometria atomowa (Flame Atomic Absorption
Spectrophotometry)
199
FAO/WHO - Organizacja Narodów Zjednoczonych do spraw Wyżywienia i Rolnictwa,
Światowa Organizacja Zdrowia
Fe – żelazo
Fe2+ - kation żelaza (II)
Fe3+ - kation żelaza (III)
Fot. - fotografia
g – gram
G-C – para zasad guanina - cytozyna
GH – hormon wzrostu (Growth Hormone)
GPx – peroksydaza glutationowa
GPx1 – cytozolowa peroksydaza glutationowa
GPx2 – żołądkowo – jelitowa peroksydaza glutationowa
GPx3 – plazmatyczna/osoczowa peroksydaza glutationowa
GSH – glutation zredukowany
GSHPx – peroksydaza glutationowa
GSHR – reduktaza glutationowa
GSSG – glutation utleniony
GST – transferaza S-glutationowa
h - godzina
H-K-ATPaza – pompa wodorowo - potasowa
H2O - woda
H2O2 – nadlenek wodoru (woda utleniona)
HCL - Holow Cathode Lamp
HCl – kwas chlorowodorowy (kwas solny)
HERG – kanał potasowy (Human Ether-à-go-go Related Gene)
Hg – rtęć
Hg2+ - kation rtęci
hGPX1 – gen kodujący sekwencję białek peroksydazy 1 glutationowej
HSP – białka szoku cieplnego (Heat shock proteins)
HT-29 – linia ludzkich komórek gruczolakoraka okrężnicy (Human colon adenocarcinoma
cell line)
HuH-7 – ludzka linia komórkowa raka wątroby (human hepatoma cell line 7)
hZTL1 – przenośnik cynku (human Zn transporters - like transporter 1)
IARC – Międzynarodowa Agencja Badań nad Rakiem (International Agency for Research
on Cancer)
JC – jelito cienkie
JGG – jelito grube, tkanki guza
JGK – jelito grube, tkanki kontrolne
JGO – jelito grube, tkanki oddalone od guza nowotworowego
JGS – jelito grube, tkanki sąsiadujące z guzem nowotworowym
K – potas
K+ - kation potasu
KATP – kanał potasowy
KCa3.1 – kanał potasowy zależny od wapnia
KCh – kanały potasowe
KP – bufor potasowo – fosforanowy
KW – test Kruskala - Wallisa
LDL – lipoproteiny o niskiej gęstości (low density lipoproteins)
M - mol
MA 2 - Merkury Analyzer 2
200
Mg – magnez
mg – miligram
mg/g – miligram na gram
Mg2+ - kation magnezu
ml – mililitr
mln - milion
mM - milimol
MnSOD - manganowa dysmutaza ponadtlenkowa
mRNA – matrycowy, informacyjny RNA (messenger RNA)
MT – metalotioneina
MTP1 - przenośnik jonów metali (metal transporter protein 1)
Na – sód
Na-K-ATPaza – pompa sodowo - potasowa
Na+ - kation sodu
Na+/H+ - pompa sodowo - wodorowa
Na2S2O5 – pirosiarczyn sodu
NaBT – maślan sodu
NAC – N-Acetyl Cyteina
NADPH - dinukleotyd nikotynoamidoadeninowy
NG – nerka, tkanki guza
Ni - nikiel
NK – nerka, tkanki kontrolne
NLPZ – niesteroidowe leki przeciwzapalne
nm - nanometr
NO – nerka, tkanki oddalone od guza nowotworowego
nr – numer
NS – nerka, tkanki sąsiadujące z guzem nowotworowym
p - poziom istotności α
P – przełyk
p53 – białko, czynnik transkrypcyjny o własnościach supresora nowotworowego
Pb - ołów
pH - ujemny logarytm dziesiętny aktywności jonów hydroniowych wyrażonych w molach
na decymetr sześcienny
PMG – pęcherz moczowy, tkanki guza
PMK – pęcherz moczowy, tkanki kontrolne
PMO – pęcherz moczowy, tkanki oddalone od guza nowotworowego
PMS – pęcherz moczowy, tkanki sąsiadujące z guzem nowotworowym
ppm - parts per million
PTH – parathormon
r – współczynnik korelacji
r2 - współczynnik determinacji
RFT – reaktywne formy tlenu
ROS – reaktywne formy tlenu (reactive oxygen species)
S – skóra
Se – selen
SH - grupa tiolowa
SKCa – małe śródbłonkowe kanały potasowe aktywowane wapniem
SOD – dysmutaza ponadtlenkowa
SOD1 – cynkowo - miedziowa dysmutaza ponadtlenkowa
SOD2 - manganowa dysmutaza ponadtlenkowa
201
SOD3 - zewnątrzkomórkowa dysmutaza ponadtlenkowa
STD - odchylenie standardowe (Standard Deviation)
t - tona
T – trzustka
t ½ - czas połowicznego rozpadu
t/ha/rok – tona na hektar na rok
TCA – kwas trójchlorooctowy
TEF-1 – translacyjny czynnik elongacji
TIF3 – translacyjny czynnik inicjacji
TRIS – bufor (trihydroksyaminometan)
U – Unit (jednostka enzymatyczna)
U•mg-1białka – Unit na miligram białka
UV – promieniowanie ultrafioletowe
UV-VIS - rodzaj spektroskopii świetlnej, w którym wykorzystuje się promieniowanie
elektromagnetyczne leżące w zakresie światła widzialnego ("VIS") oraz bliskiego
ultrafioletu ("UV") i bliskiej podczerwieni (długość fali od 200 nm do 1100 nm)
VGCC – napięciowo – zależne kanały wapniowe
VGKCs – kanały potasowe bramkowane napięciem (Voltage-gated potassium channel)
W – wątroba
WHO – Światowa Organizacja Zdrowia (World Health Organization)
Zip – białko transportujące cynk
ZIP – superrodzina transporterów cynku
Zn – cynk
ZnO – tlenek cynku
ZnT – białko transportujące cynk
ZNT1 – przenośnik cynku (zinc transporter 1)
ŻG – żołądek, tkanki guza
ŻK – żołądek, tkanki kontrolne
ŻO – żołądek, tkanki oddalone od guza nowotworowego
ŻS – żołądek, tkanki sąsiadujące z guzem nowotworowym
α - alfa
β - beta
 - długość fali (lambda)
µg – mikrogram
µg/kg m.c. – mikrogram na kilogram masy ciała
µg•g-1s.m. – mikrogram na gram suchej masy
µg•g-1ś.m. – mikrogram na gram świeżej masy
µl – mikrolitr
µM•mg-1białka – mikromol na miligram białka
202
Spis fotografii, wykresów i tabel
Fotografie
Fot. 1. Przełyk.
Fot. 2. Żołądek.
Fot. 3. Jelito cienkie.
Fot. 4. Jelito grube.
Fot. 5. Trzustka.
Fot. 6. Wątroba.
Fot. 7. Nerka.
Fot. 8. Pęcherz moczowy.
Fot. 9. Skóra.
Fot. 10. Nowotwór żołądka.
Fot. 11. Nowotwór jelita grubego.
Fot. 12. Nowotwór nerki.
Fot. 13. Nowotwór pęcherza moczowego.
Wykresy
Wykres 1. Średnia zawartość sodu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 2. Średnia zawartość potasu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 3. Średnia zawartość wapnia w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 4. Średnia zawartość magnezu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet
i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 5. Średnia zawartość cynku w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 6. Średnia zawartość miedzi w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 7. Średnia zawartość żelaza w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 8. Średnia zawartość kadmu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 9. Średnia zawartość ołowiu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 10. Średnia zawartość niklu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1s.m.).
Wykres 11. Średnia zawartość rtęci w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (µg•g-1ś.m.).
Wykres 12. Średnia zawartość sodu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 13. Średnia zawartość sodu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 14. Średnia zawartość potasu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 15. Średnia zawartość potasu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 16. Średnia zawartość wapnia w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 17. Średnia zawartość wapnia w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
203
Wykres 18. Średnia zawartość magnezu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 19. Średnia zawartość magnezu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 20. Średnia zawartość cynku w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 21. Średnia zawartość cynku w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 22. Średnia zawartość miedzi w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 23. Średnia zawartość miedzi w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 24. Średnia zawartość żelaza w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 25. Średnia zawartość żelaza w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 26. Średnia zawartość kadmu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 27. Średnia zawartość kadmu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 28. Średnia zawartość ołowiu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 29. Średnia zawartość ołowiu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 30. Średnia zawartość niklu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 31. Średnia zawartość niklu w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1s.m.).
Wykres 32. Średnia zawartość rtęci w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(µg•g-1ś.m.).
Wykres 33. Średnia zawartość rtęci w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(µg•g-1ś.m.).
Wykres 34. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Wykres 35. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 36. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 37. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza
moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 38. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Wykres 39. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 40. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 41. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 42. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
żołądka (µg•g-1s.m.).
Wykres 43. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 44. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
204
Wykres 45. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 46. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
żołądka (µg•g-1s.m.).
Wykres 47. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 48. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 49. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 50. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Wykres 51. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 52. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 53. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 54. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Wykres 55. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 56. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 57. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 58. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Wykres 59. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 60. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 61. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 62. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Wykres 63. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 64. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 65. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 66. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Wykres 67. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
Wykres 68. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 69. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego
pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 70. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1s.m.).
Wykres 71. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1s.m.).
205
Wykres 72. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1s.m.).
Wykres 73. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza
moczowego (µg•g-1s.m.).
Wykres 74. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(µg•g-1ś.m.).
Wykres 75. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (µg•g-1ś.m.).
Wykres 76. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(µg•g-1ś.m.).
Wykres 77. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza
moczowego (µg•g-1ś.m.).
Wykres 78. Stężenie zredukowanego glutationu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet
-1
i mężczyzn w różnym wieku (µM•mg białka).
Wykres 79. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach zdrowych i nowotworowych
u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka).
Wykres 80. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach zdrowych i nowotworowych
u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka).
Wykres 81. Aktywność katalazy w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn
w różnym wieku (U•mg-1białka).
Wykres 82. Stężenie glutationu zredukowanego w narządach stanowiących drogi wchłaniania
metali (µM•mg-1białka).
Wykres 83. Stężenie glutationu zredukowanego w narządach mających tendencję do kumulacji
metali (µM•mg-1białka).
Wykres 84. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w narządach stanowiących drogi wchłaniania
metali (U•mg-1białka).
Wykres 85. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w narządach mających tendencję do kumulacji
metali (U•mg-1białka).
Wykres 86. Aktywność peroksydazy glutationowej w narządach stanowiących drogi wchłaniania
metali (U•mg-1białka).
Wykres 87. Aktywność peroksydazy glutationowej w narządach mających tendencję do kumulacji
metali (U•mg-1białka).
Wykres 88. Aktywność katalazy w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali
(U•mg-1białka).
Wykres 89. Aktywność katalazy w narządach mających tendencję do kumulacji metali
(U•mg-1białka).
Wykres 90. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego żołądka (µM•mg-1białka).
Wykres 91. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego jelita grubego (µM•mg-1białka).
Wykres 92. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej
nerki (µM•mg-1białka).
Wykres 93. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego pęcherza moczowego (µM•mg-1białka).
Wykres 94. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego żołądka (U•mg-1białka).
Wykres 95. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka).
Wykres 96. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiej nerki (U•mg-1białka).
Wykres 97. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka).
Wykres 98. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego żołądka (U•mg-1białka).
206
Wykres 99. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka).
Wykres 100. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiej nerki (U•mg-1białka).
Wykres 101. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych
ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka).
Wykres 102. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka
(U•mg-1białka).
Wykres 103. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita
grubego (U•mg-1białka).
Wykres 104. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki
(U•mg-1białka).
Wykres 105. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza
moczowego (U•mg-1białka).
Tabele
Tabela 1. Próbki niezmienione nowotworowo, pobrane od zdrowych pacjentów.
Tabela 2. Próbki pobrane od pacjentów ze zdiagnozowaną chorobą nowotworową.
Tabela 3. Średnia zawartość sodu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy narządami stanowiącymi
drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 4. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 5. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 6. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 7. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 8. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 9. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 10. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 11. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 12. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 13. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 14. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 15. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 16. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
207
Tabela 17. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 18. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 19. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 20. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 21. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 22. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 23. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 24. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 25. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 26. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 27. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 28. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 29. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 30. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 31. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 32. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 33. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 34. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 35. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 36. Średnia zawartość magnezu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy tkankami kontrolnymi
i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
208
Tabela 37. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 38. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 39. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 40. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 41. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 42. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 43. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 44. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 45. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 46. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 47. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 48. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 49. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 50. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 51. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 52. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 53. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 54. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
209
Tabela 55. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 56. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 57. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 58. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 59. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 60. Średnia zawartość niklu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy tkankami kontrolnymi
i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 61. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 62. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 63. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 64. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 65. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 66. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 67. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 68. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 69. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 70. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 71. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 72. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
210
Tabela 73. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 74. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 75. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy
narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 76. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 77. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 78. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 79. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 80. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 81. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 82. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono
tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 83. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 84. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko
różnice statystycznie istotne).
Tabela 85. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
Tabela 86. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang
pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono
tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 87. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami
kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 88. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami
kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie
istotne).
Tabela 89. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami
kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne).
Tabela 90. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami
kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice
statystycznie istotne).
211
Download
Random flashcards
123

2 Cards oauth2_google_0a87d737-559d-4799-9194-d76e8d2e5390

ALICJA

4 Cards oauth2_google_3d22cb2e-d639-45de-a1f9-1584cfd7eea2

Motywacja w zzl

3 Cards ypy

Create flashcards