PRACA DOKTORSKA MARTA GŁOGOWSKA
advertisement
UNIWERSYTET PEDAGOGICZNY im. Komisji Edukacji Narodowej w Krakowie WYDZIAŁ GEOGRAFICZNO-BIOLOGICZNY INSTYTUT BIOLOGII Zakład Zoologii Kręgowców i Biologii Człowieka Kierunek: Biologia MARTA GŁOGOWSKA Kumulacja wybranych pierwiastków, aktywność enzymów antyoksydacyjnych i stężenie glutationu zredukowanego w tkankach nowotworowych u człowieka Praca doktorska napisana pod kierunkiem dr hab. Roberta Stawarza prof. UP Promotor pomocniczy dr Zofia Goc Kraków 2015 Podziękowania Składam serdeczne podziękowania prof. dr hab. Januszowi Rysiowi (Zakład Patomorfologii Nowotworów, Centrum Onkologii, Instytut im. Marii Skłodowskiej-Curie, Kraków), ppłk lek. med. Dariuszowi Pabisowi (Zakład Patomorfologii, 5 Wojskowy Szpital Kliniczny z Polikliniką im. gen. bryg. prof. dr hab. n. med. Mariana Garlickiego, Kraków) oraz lek. med. Bogdanowi Kosowskiemu (Niepubliczny Zakład Opieki Zdrowotnej PROSMED, Zakład Anatomopatologii, Kraków) za współpracę i udostępnienie materiału badawczego. Szczególne podziękowania składam mgr Marcinowi Pieniążkowi (Katedra Gleboznawstwa Chemii Środowiska i Hydrologii, Wydziałowe Laboratorium Analiz Zdrowotności Środowiska i Materiałów Pochodzenia Rolniczego, Uniwersytet Rzeszowski) oraz mgr Edycie Kapuście (Zakład Fizjologii Zwierząt i Toksykologii, Uniwersytet Pedagogiczny, Kraków) za pomoc przy wykonywanych pomiarach. Dziękuję także lek. med. Marcinowi Przewoźnikowi i lek. med. Dariuszowi Pabisowi za wykonanie fotografii udostępnionych w niniejszej pracy. 2 Spis treści Wstęp.................................................................................................................................................... 5 Absorpcja metali .............................................................................................................................. 5 Detoksykacja .................................................................................................................................... 8 Związki metali z procesem nowotworowym ................................................................................. 10 Komórkowe narzędzia detoksykacji .............................................................................................. 13 Cele i zakres pracy ............................................................................................................................. 16 Materiał i metodyka ........................................................................................................................... 17 Wyniki ................................................................................................................................................ 25 Zawartość pierwiastków biogennych i ksenobiotycznych w tkankach, z uwzględnieniem płci, wieku oraz stanu zdrowia pacjentów ............................................................................................. 25 Sód ............................................................................................................................................. 25 Potas .......................................................................................................................................... 26 Wapń ......................................................................................................................................... 27 Magnez ...................................................................................................................................... 28 Cynk .......................................................................................................................................... 29 Miedź ......................................................................................................................................... 30 Żelazo ........................................................................................................................................ 31 Kadm ......................................................................................................................................... 32 Ołów .......................................................................................................................................... 33 Nikiel ......................................................................................................................................... 34 Rtęć............................................................................................................................................ 35 Zawartość pierwiastków biogennych i metali ciężkich w zdrowych narządach............................ 36 Sód ............................................................................................................................................. 36 Potas .......................................................................................................................................... 38 Wapń ......................................................................................................................................... 40 Magnez ...................................................................................................................................... 42 Cynk .......................................................................................................................................... 44 Miedź ......................................................................................................................................... 46 Żelazo ........................................................................................................................................ 48 Kadm ......................................................................................................................................... 50 Ołów .......................................................................................................................................... 52 Nikiel ......................................................................................................................................... 54 Rtęć............................................................................................................................................ 56 Zawartość pierwiastków biogennych i metali ciężkich w tkankach nowotworowych .................. 58 Sód ............................................................................................................................................. 58 Potas .......................................................................................................................................... 62 Wapń ......................................................................................................................................... 66 Magnez ...................................................................................................................................... 70 Cynk .......................................................................................................................................... 74 Miedź ......................................................................................................................................... 78 Żelazo ........................................................................................................................................ 83 Kadm ......................................................................................................................................... 87 Ołów .......................................................................................................................................... 92 Nikiel ......................................................................................................................................... 96 Rtęć.......................................................................................................................................... 100 Zawartość glutationu zredukowanego i aktywność wybranych enzymów w badanych tkankach, z uwzględnieniem płci, wieku oraz stanu zdrowia pacjentów ..................................................... 105 Stężenie glutationu zredukowanego ........................................................................................ 105 Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej .................................................................................. 106 Aktywność peroksydazy glutationowej ................................................................................... 107 Aktywność katalazy................................................................................................................. 108 3 Stężenie glutationu zredukowanego i aktywność wybranych antyoksydantów w tkankach zdrowych ...................................................................................................................................... 109 Stężenie zredukowanego glutationu ........................................................................................ 109 Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej .................................................................................. 111 Aktywność peroksydazy glutationowej ................................................................................... 113 Aktywność katalazy................................................................................................................. 115 Stężenie glutationu zredukowanego i aktywność antyoksydantów w tkankach nowotworowych ..................................................................................................................................................... 117 Stężenie zredukowanego glutationu ........................................................................................ 117 Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej .................................................................................. 121 Aktywność peroksydazy glutationowej ................................................................................... 125 Aktywność katalazy................................................................................................................. 129 Dyskusja ........................................................................................................................................... 134 Wnioski ............................................................................................................................................ 160 Streszczenie ...................................................................................................................................... 161 Summary ...................................................................................................................................... 162 Literatura ......................................................................................................................................... 163 Wykaz skrótów użytych w pracy ..................................................................................................... 199 Spis fotografii, wykresów i tabel ..................................................................................................... 203 Fotografie ..................................................................................................................................... 203 Wykresy ....................................................................................................................................... 203 Tabele........................................................................................................................................... 207 4 Wstęp Wiele pierwiastków śladowych ma związek z procesem nowotworowym (Bondariew, 1989). Choroby nowotworowe stanowią jedną z poważniejszych przyczyn umieralności ludzi tak w Polsce, jak i na świecie, a najnowsze statystyki wskazują, że bezwzględna liczba zachorowań w Polsce stale rośnie. Wzrost zachorowalności na nowotwory, zwłaszcza złośliwe, jest wprost proporcjonalny do procesu starzenia się organizmu. Potwierdzają to obserwacje kliniczne stwierdzające, że ponad 80% nowotworów u ludzi pojawia się powyżej 55 roku życia, a szczyt umieralności tych osób przypada na 6 i 7 dekadę życia. Na przykład u bardzo starych mężczyzn prawdopodobieństwo występowania raka prostaty jest niemal 100%, chociaż nie umierają oni z powodu tego nowotworu. W okresie starości powstają dogodne warunki do klinicznego zamanifestowania się kancerogenezy w postaci rozrostu guza nowotworowego. Istnieje teoria, według której nowotwór jest w pewnym sensie lokalnym „odmłodzeniem” się części tkanki. Filogenetycznie stara tkanka, a więc bogata w węgiel, zaczyna patologicznie „młodnieć” poprzez wzmożoną gospodarkę krzemem (tzw. odmłodzenie biochemiczne). Dlatego też w wieku starczym nowotwory mają zdolność większego kumulowania tego pierwiastka (a także sodu i potasu), mniejszą natomiast możliwość gromadzenia magnezu i wapnia, w porównaniu z otaczającymi tkankami (Klimek i in., 2006). Wśród nowotworów złośliwych w Polsce, pierwsze miejsce zajmuje rak jelita grubego, następnie nowotwory nerek. Rak nerki ma najwyższy współczynnik śmiertelności, umiera bowiem około 40% chorych, podczas gdy dla raka pęcherza moczowego współczynnik ten wynosi około 20% (Skoneczna, 2010). Absorpcja metali Metale mogą przenikać do ustroju różnymi drogami. Głównymi drogami wchłaniania są: przewód pokarmowy, skóra i układ oddechowy (Sapota, 2008). Drogą pokarmową przedostaje się najwięcej trucizn. Wchłanianie niektórych ksenobiotyków rozpoczyna się już w jamie ustnej, gdzie absorbują się np.: nikotyna, kokaina, cyjanki i alkohole. Żołądek jest pierwszą częścią układu pokarmowego, gdzie zachodzi znaczna absorpcja oraz translokacja do innych części organizmu. Wchłanianie w tym narządzie uzależnione jest od pH soku żołądkowego, obecności enzymów trawiennych i treści pokarmowej. W jelicie cienkim odbywa się wchłanianie sodu i potasu (Konturek, 1990). Przemieszczanie się jonów K+ w tym odcinku przewodu pokarmowego przebiega 5 na zasadzie dyfuzji (Partiseti, 1998; Lachowicz, 1994). Proces wchłaniania wapnia zachodzi w dwunastnicy i w górnej części jelita czczego w dwóch etapach: wnikanie wapnia do enterocytów i przechodzenie do bocznych przestrzeni zewnątrzkomórkowych (Konturek, 1990). Wskutek kompetycji z wapniem wchłaniają się także metale ksenobiotyczne: ołów, kadm i stront (Zalewski, 2000). Magnez jest reabsorbowany wzdłuż całego przewodu pokarmowego, ale jego największy pobór następuje w dwunastnicy i w jelicie czczym (Pasternak i Floriańczyk, 1995). Za wchłanianie cynku w głąb enterocytu w jelicie cienkim odpowiedzialny jest transporter metali dwuwartościowych 1 (DMT1) oraz niskocząsteczkowe białka bogate w reszty cysteiny - metalotioneiny (MT). Utrzymanie względnie stałego stężenia cynku, zarówno w przestrzeniach wewnątrz- jak i zewnątrzkomórkowych, możliwe jest dzięki obecności jego importerów i eksporterów, regulujących przepływ jonów do środka i na zewnątrz komórki. Do najważniejszych transporterów cynku zalicza się białka z rodziny ZnT i Zip. Ich działanie jest przeciwstawne – przenośniki ZnT powodują obniżenie cytozolowej puli cynku, poprzez jego transport poza komórkę i do organelli wewnątrzkomórkowych, natomiast białka Zip zwiększają zawartość cynku w cytoplazmie komórki, powodując jego napływ z zewnątrz. DMT1 obecny w rąbku szczoteczkowym, jest zdolny do wiązania nie tylko dwuwartościowych jonów cynku, ale także innych pierwiastków takich jak żelazo, miedź, kadm, mangan, kobalt, nikiel czy ołów (Gaither i Eide, 2000; Harris, 2002). Wchłanianie jonów żelaza zachodzi głównie w dwunastnicy i w górnym odcinku jelita czczego. W jego transporcie uczestniczą białka importujące żelazo: DMT1 (transporter metali dwuwartościowych) oraz współdziałający z nim dwunastniczy cytochrom b (Dcytb). Zarówno niedobór, jak i nadmiar Fe może być toksyczny dla komórki, dlatego jego transport jest precyzyjnie kontrolowany. Podobnie jak w przypadku jonów żelaza i cynku w transporcie jonów miedzi uczestniczą białka importujące DMT1 (transporter metali dwuwartościowych). Przyswajalność miedzi z anionowych związków organicznych jest lepsza niż z soli mineralnych (Spodaryk, 1998) Największą zdolność wchłaniania ksenobiotyków jelito cienkie wykazuje na odcinku przylegającym bezpośrednio do dwunastnicy (Starek, 2007). W siateczce śródplazmatycznej komórek nabłonka jelita występują układy enzymatyczne monooksygenaz, zawierające cytochrom P-450, które katalizują zarówno metabolizm substancji naturalnych, jak i licznych ksenobiotyków. Wykazano, że aktywność enzymów w komórkach znajdujących 6 się w części szczytowej kosmków jelitowych jest 6-10-krotnie wyższa niż w komórkach krypt jelita. Zachodzą tu ponadto reakcje: utleniania, redukcji, hydrolizy, sprzęgania oraz tworzenia siarczków metali (Krechniak, 2005). Zanim ksenobiotyk ulegnie wchłonięciu, musi przeniknąć kolejno: nabłonek jelitowy, błonę podstawną i śródbłonek naczyń włosowatych. Wchłanianie ksenobiotyków w jelitach odbywa się za pomocą różnych mechanizmów transportujących. Największą rolę we wchłanianiu substancji niezjonizowanych odgrywa dyfuzja bierna - ksenobiotyki rozpuszczalne w wodzie wchłaniają się za pomocą dyfuzji przez pory, zaś substancje wielkocząsteczkowe wchłaniają się przez endocytozę. Przy wchłanianiu substratów naturalnych duże znaczenie ma transport przenośnikowy. Za pomocą transportu aktywnego są absorbowane tylko nieliczne ksenobiotyki o budowie zbliżonej do substratów naturalnych, natomiast metale ciężkie w postaci zjonizowanej słabo wchłaniają się z przewodu pokarmowego. Wydajność absorpcji nieorganicznych związków rtęci, ołowiu i kadmu wynosi od kilku do kilkunastu procent i zwiększa się przy diecie bogatobiałkowej, natomiast połączenia organiczne metali, np. metylortęć, wchłaniają się prawie całkowicie. Przepuszczalność błon komórkowych w młodym wieku jest znacznie większa, stąd u niemowląt i małych dzieci wchłanianie ksenobiotyków z przewodu pokarmowego jest większe niż u osób dorosłych (Zalewski, 2000). W jelicie grubym za transepitelialną różnicę potencjału błony odpowiedzialny jest aktywny transport sodu, który zachodzi głównie w proksymalnym odcinku okrężnicy. Aldosteron stymuluje absorpcję sodu w dystalnej części jelita grubego (Maguire i in., 1995), natomiast brak krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych w jelitach może być jednym z czynników prowadzących do zmniejszenia wchłaniania sodu w okrężnicy człowieka (Roediger i Moore, 1981). Potas w jelicie grubym jest wydzielany na zasadzie sprzężenia z wchłanianiem sodu, a jego eksorpcja jest uważana za proces zachodzący zgodnie z gradientem elektrochemicznym utworzonym przez aktywny transport sodu w kierunku przeciwnym (Konturek, 1990). Krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe zwiększają także absorpcję wapnia w okrężnicy i odbytnicy człowieka, zaś aldosteron powoduje szybki wzrost poziomu jonów Ca2+ w dystalnej części okrężnicy (Trynidad i in., 1999; Doolan i in., 1998). Wychwyt jonów Ca2+ przez szczyt błony śluzowej okrężnicy, polega na przenoszeniu ich za pomocą specjalnych przenośników (Elsharydah i in., 1995). Metabolity powstające w czasie przebiegu procesów fizjologicznych usuwane są wraz z żółcią w postaci polarnych glukuronianów. Polarność metabolitów zasadniczo nie pozwala na ich 7 reabsorpcję w przewodzie pokarmowym, jednak w miarę przesuwania się pokarmu w jelitach wzrasta ilość bakterii, które mogą przeprowadzić hydrolizę wspomnianych glukuronianów (z usunięciem hydrofilowego fragmentu cukru) i przywrócić ksenobiotykom ich lipofilność (rozpuszczalność w tłuszczach), umożliwiając tym samym ich reabsorpcję z przewodu pokarmowego. Jest to zjawisko bardzo niekorzystne, rodzaj „błędnego koła” doprowadza bowiem do wielokrotnego krążenia trucizny z jelit do wątroby i z powrotem (Ball, 2001). Związki metali aplikowane zewnętrznie mogą przenikać przez warstwę rogową naskórka i docierać do niżej położonych, żywych warstw skóry, gdzie wpływają na szereg procesów metabolicznych. Prawidłowość procesów fizjologicznych zależy od składu, stężenia i proporcji poszczególnych pierwiastków w ustroju (Kleszczewska i JabłońskaTrypuć, 2008). Absorpcja ksenobiotyków przez skórę ma szczególne znaczenie w zatruciach zawodowych. Metale ciężkie i ich organiczne połączenia, wchłaniają się za pomocą transportu transfolikularnego, który zachodzi przez przydatki skóry, głównie gruczoły łojowe i mieszki włosów, w mniejszym stopniu przez gruczoły potowe (Krechniak, 2005). Rozpuszczalne w lipidach substancje niepolarne, przechodzą przez skórę znacznie łatwiej niż substancje jonowe. Dodatkowym czynnikiem, który oddziałuje na toksyczność metali wnikających drogą przezskórną, jest przepływ krwi w miejscu ekspozycji. Przepuszczalność skóry jest odwrotnie proporcjonalna do grubości warstwy rogowej i wygląda następująco: podeszwy stóp i dłonie > brzuch, plecy, nogi, ramiona > obszar genitalny. Ubytki w naskórku, otarcia lub podrażnienia, zwiększają przepuszczalność, podobnie jak stan zapalny (Manahan, 2006). Detoksykacja Wątroba i nerki mają dużą tendencję do wiązania licznych związków chemicznych i łącznie kumulują więcej ksenobiotyków niż wszystkie pozostałe narządy w organizmie. W cytoplazmie wątroby i nerek oraz w błonie śluzowej jelit obecne są metalotioneiny. Niektóre metale mają zdolność indukcji biosyntezy metalotioneiny. Indukcja w wątrobie zachodzi pod wpływem kadmu, cynku i miedzi, a w nerce – wskutek działania kadmu, rtęci i miedzi. Metale te wykazują duże powinowactwo do metalotioneiny, wskutek czego gromadzą się w narządach miąższowych (Krechniak, 2005). Detoksykacja metali ciężkich przez organizmy polega na „ukrywaniu” aktywnych jonów metali w obrębie metalotionein lub na odkładaniu ich w formie nierozpuszczalnej 8 w granulach przestrzeni międzykomórkowych, w celu długotrwałego składowania lub wydalenia wraz z odchodami (Ware, 2001; Walker i in., 2002). Postać metalu może decydować, który organ będzie miejscem kumulacji. Na przykład rozpuszczalna w tłuszczach rtęć pierwiastkowa albo związek rtęcioorganiczny gromadzi się w mózgu i innych częściach układu nerwowego, a jon Hg2+ gromadzi się głównie w nerkach. Toksyczne oddziaływanie kadmu związane jest głównie z jego występowaniem w organizmie w postaci wolnych jonów kadmowych. Obserwuje się znaczną selektywność w powinowactwie metali do tkanki. Ołów gromadzi się przede wszystkim w tkance kostnej, natomiast nerki, wątroba, trzustka, jelita, gruczoły oraz płuca gromadzą głównie kadm i rtęć (Walker i in., 2002; Kołacz i Bodak, 1997; Szymański, 2007). Wątroba ze względu na swoje funkcje detoksykacyjne i zewnątrzwydzielnicze, odgrywa rolę filtru chroniącego organizm przed działaniem wielu trucizn. Naczynia włosowate wątroby typu zatokowego są łatwo przepuszczalne i umożliwiają transport substancji obcych z krwi do hepatocytów otaczających kanaliki żółciowe (Krechniak, 2005). Pętla jelito-krew-wątroba-żółć (wątrobowo-jelitowego). Substancja tworzy układ zaabsorbowana krążenia przez jelita enterohepatycznego przechodzi albo bezpośrednio do układu limfatycznego, albo do układu krążenia wrotnego. Ten drugi układ przenosi krew do żyły wrotnej, która prowadzi bezpośrednio do wątroby (Manahan, 2006). Substancje wraz z żółcią przedostają się do jelita, skąd mogą być wydalone z kałem lub ponownie wchłonięte do krwi. W dalszej kolejności substancja trafia ponownie do wątroby i zostaje wydalona z żółcią do jelit. W wyniku wytworzenia się cyklu enterohepatycznego, substancja krąży między wątrobą a jelitami tak długo, aż powstanie polarny metabolit (Krechniak, 2005). Większość ksenobiotyków metabolizowana jest w wątrobie, w znanym już nam dwuetapowym procesie enzymatycznej aktywacji i wiązania. Transferazy glutationowe GST, tzn. enzymy sprzęgające ksenobiotyki z glutationem, stanowią aż 20% białek cytoplazmatycznych w komórkach wątrobowych (Ball, 2001). W wątrobie większość ksenobiotyków ulega przemianom do związków mniej toksycznych. Zmetabolizowane w wątrobie ksenobiotyki, jeśli są dobrze rozpuszczalne w wodzie przedostają się do układu krwionośnego i są rozprowadzane po całym organizmie. Natomiast część jest wydalana (Manahan, 2006). Droga nerkowa jest główną dla wydalania wielu metali i toksycznych metabolitów (Nordberg, 1982; Manahan, 2006). 99% filtrowanej wody ulega reabsorpcji dlatego toksyczne związki chemiczne mogą być wchłaniane zwrotnie, osiągając niebezpiecznie 9 wysoki poziom w nerkach. Na podstawie zastosowanych modeli matematycznych obliczono, że spożywając 10 μg kadmu dziennie, można w ciągu 50 lat osiągnąć stężenie krytyczne w korze nerek (Siemiński, 2008; Ware, 2001; Walker i in., 2002). Konsekwencją zatężania ksenobiotyków może być zatrucie nerek lub tworzenie kryształów (kamieni) nerkowych i uszkodzenie mechaniczne nerek. Kanaliki nerkowe są miejscem aktywnego usuwania ksenobiotyków, zarówno w postaci organicznych kationów, jak i anionów. Jako aniony usuwane są ksenobiotyki związane w postaci glukuronianów i siarczanów, z kolei w postaci kationów usuwane są do moczu pozostałe ksenobiotyki (Ball, 2001). Wydalanie ksenobiotyków z kałem może być wynikiem braku lub niecałkowitej ich resorpcji przy podaniu drogą doustną, bądź spowodowane ich wydzielaniem z żółcią, sokiem żołądkowym, jelitowym lub trzustkowym (Krechniak, 2005). Cynk (70-80%) i miedź wydalane są głównie z kałem (Chmielnicka, 2005). Z kałem usuwane są także: kadm - sprzężony z glutationem, cysteiną lub metalotioneiną (Zalups i Ahmad, 2003; Manahan, 2006), ołów (Orłowski, 2008) oraz nikiel i rtęć metaliczna (Rusiecki i Kubikowski, 1977). Także rtęć organiczna - w postaci kompleksów z glutationem wydalana jest z kałem (90%). Do metali, które w większym stopniu wydalane są z żółcią oraz z kałem należą połączenia organiczne cynku, miedzi i rtęci (Krechniak, 2005). W dużych ilościach wraz z żółcią wydalany jest także ołów (Ishihara i Matsushiro, 1986). Nadwyżka sodu i magnezu wydalana jest z organizmu wraz z moczem (He i in., 1998), podobnie jak wolnego i związanego z metalotioneinami kadmu, którego ilość w moczu może być wskaźnikiem stopnia skażenia organizmu tym metalem (Zalups i Ahmad, 2003). Droga nerkowa jest także istotna dla usuwania ołowiu i rtęci (Orłowski, 2008; Lombholt, 1928), natomiast ma mniejsze znaczenie dla usuwania niklu (Rusiecki i Kubikowski, 1977). Związki metali z procesem nowotworowym Pierwiastkami, których związek z procesem nowotworowym jest wysoce prawdopodobny, a w niektórych przypadkach udowodniony są: arsen, beryl, kadm, chrom, nikiel i ołów. Zwiększona koncentracja metali ciężkich w tkankach i narządach, jak i zmiana ich stopnia utlenienia, powoduje, że mogą one wspomagać rozwój nowotworów lub być bezpośrednią przyczyną mutacji komórek (Gruca-Królikowska i Wacławek, 2006; Więckowski, 2008). Wapń i magnez są niezbędnymi elementami biorącymi udział między innymi w przewodzeniu bodźców między neuronami układu autonomicznego a włóknami mięśni 10 gładkich, czy w utrzymaniu prawidłowej perystaltyki jelit (Frenette, 2008). Skurcz mięśni gładkich ludzkiej okrężnicy jest hamowany przez bloker kanału wapniowego (Boyer i in., 2001), natomiast w wewnętrznej błonie mitochondrialnej komórek ludzkiego raka jelita grubego występuje przewodnictwo Ca2+, aktywowane kanałem potasowym (KCa3.1) (De Marchi i in., 2009). Odpowiednio duże spożycie wapnia może zapobiegać zachorowaniu na raka jelita grubego, bo dociera on zwykle aż do okrężnicy, gdzie wiąże substancje sprzyjające rozwojowi raka, jednak w chorobach nowotworowych, w których stwierdza się podwyższone stężenie wapnia we krwi, trzeba na pewien czas ograniczyć spożycie tego pierwiastka (Kretschmer i Herzog, 2010). Miedź jest niezbędnym składnikiem mineralnym w organizmie, ale jej nadmiar jest bardzo toksyczny (Vago, 2007). W komórkach zwierzęcych miedź koncentruje się głównie w mitochondriach, DNA i w jądrze komórkowym, przy czym ilościowy jej udział w poszczególnych organellach zależy od rodzaju tkanki. Odznacza się ona szczególną zdolnością do tworzenia połączeń z kwasami nukleinowymi i może powodować trwałe zmiany ich struktury, a w następstwie zmiany właściwości biochemicznych oraz genetycznych (Kabata-Pendias i Pendias, 1979). Cynk odgrywa ważną rolę jako czynnik transkrypcyjny, w procesach naprawczych DNA, oraz jako istotny element budowy antyutleniaczy. Brak cynku w diecie może przyczynić się do rozwoju raka (Ho, 2004). Cynk spełnia kilka podstawowych funkcji, biorąc udział w metabolizmie białek i węglowodanów, wchodzi w skład anhydrazy węglanowej, dehydrogenaz, proteaz, fosfataz i innych enzymów. Odgrywa też ochronną rolę w przypadkach zatruć ołowiem i kadmem (KabataPendias i Pendias, 1979; Pasternak i Floriańczyk, 1995). Niedobory cynku są zastępowane przez kadm, co może wywołać chaos fizjologiczny i w dodatku może przyczynić się do rozwoju raka ust (Kazi i in., 2010). Kancerogeneza wywołana podawaniem żelaza w postaci nitrylooctanu żelazowego lub genetyczną hemochromatozą jest wynikiem wystąpienia metabolicznego stresu oksydacyjnego, spowodowanego obecnością dużych ilości jonów żelaza. Wywołane zaburzenia równowagi redox komórek prowadzą do peroksydacji lipidów i uszkodzenia DNA. Organizm uruchamia wówczas mechanizmy obronne, aby zapobiec wyżej opisanym patologicznym skutkom nadmiaru żelaza. Potencjał redoksowy komórek zostaje obniżony w celu naprawy uszkodzonych cząsteczek, co z kolei ułatwia proliferację komórek, a tym samym przyspiesza ich stopniową transformację nowotworową (Toyokuni, 1996). Żelazo może być istotnym czynnikiem ryzyka raka, gdyż ma właściwości genotoksyczne 11 i katalizuje tworzenie reaktywnych form tlenu (ROS), które niszczą DNA (Knöbel, 2007). Poprzez udział w powstawaniu wolnych rodników, żelazo powoduje powstawanie przerw w podwójnej nici DNA i aktywuje onkogeny. U podłoża szkodliwego działania jonów żelaza na układy biologiczne leży reakcja Habera-Weissa, która jest źródłem rodników hydroksylowych (Artykuł redakcyjny, 2004). Badania dowodzą, iż żelazo i inne polisacharydowe kompleksy żelazowe, wywołują miejscowe mięsaki u myszy, szczurów, królików i chomików, po podaniu podskórnym lub domięśniowym dużych dawek tego pierwiastka (Haddow i Horning, 1960; Richmond, 1959; Roe i Carter, 1967). Procesy nowotworowe są powiązane z zaburzeniem homeostazy pierwiastków biogennych w płynach ustrojowych i w tkankach (Pasha i in., 2010; 2008). Metale mogą brać udział w indukcji zniszczenia DNA, tworzeniu cross-linków DNA oraz wpływać na aktywność enzymów naprawczych. Niektóre mogą wpływać na sygnał transdukcyjny przez promowanie zaburzeń w ekspresji genów i komunikacji wewnątrzkomórkowej. Wpływ metali na drogi kancerogenezy jest określony przez liczne czynniki tj.: typ metalu, specjację, rozpuszczalność, interakcje metal-metal i inne (Hayes, 1997). Metale nie mające bezpośredniej zdolności do kancerogenezy, mogą wchodzić w reakcje z innymi czynnikami kancerogennymi, np. mogą hamować proces naprawy DNA, zwiększając prawdopodobieństwo mutacji (Hartwig, 1998; Hu i in., 2004a, 2004b). Kwasy nukleinowe mają zdolność do międzycząsteczkowego oddziaływania z różnymi związkami chemicznymi i jonami metali. Na przykład srebro wiąże się z DNA bogatym w pary zasad G-C, a rtęć z DNA bogatym w pary zasad A-T, z kolei jony cynku stabilizują strukturę II-rzędową DNA, a jony miedzi destabilizują ją. W przypadku jonów miedzi szczególnie aktywnymi w ich wiązaniu okazały się pary zasad G-C (Klimek i in., 2006). Związek pomiędzy ekspozycją na kadm i ludzkimi nowotworami jest oczywisty (Wu i in., 2008; Tchounwou i in., 2001), jednakże mechanizm działania kadmu nie jest dobrze poznany. Jeden z nich polega na reakcjach jonów Cd (II) z receptorami na powierzchni komórki, a więc do indukcji procesu nowotworowego nie byłoby konieczne jego wnikanie do wnętrza komórki (Beyersmann i Hechtenberg, 1997; Beyersmann, 2002). Działanie kancerogenne ołowiu jest wysoce prawdopodobne ale mechanizm nie jest wyjaśniony. Wskazuje się najczęściej na zdolność ołowiu do zaburzania procesów syntezy i naprawy jądrowego DNA (Steinmetz-Beck i in., 2005; Silbergeld i in., 2000; Steenland i Boffetta, 2000). 12 Kancerogenem, którego działanie transformujące jest oparte na mechanizmie epigenetycznym jest nikiel (Basketter i in., 2003), a liczne doświadczenia potwierdzają, że nikiel może wywierać działanie rakotwórcze (Chmielnicka, 2005). Komórkowe narzędzia detoksykacji W procesach fizjologicznych organizmu, np. w łańcuchu oddechowym, w reakcjach autooksydacji wielu związków chemicznych, w procesach fagocytozy, w enzymatycznych przemianach kwasu arachidonowego, powstają wolne rodniki tlenowe (Fridovich, 1976). Nie tylko podstawowy metabolizm komórki, ale również aktywność biologiczna wielu egzogennych związków chemicznych (leków, ksenobiotyków) i czynników fizycznych (promieniowanie jonizujące, UV, termiczne), jest przyczyną tworzenia się wolnych rodników (Fridovich, 1978; Liczmański, 1988; Oberley i Buettner, 1979; Vuillaume, 1987). Ostatecznymi skutkami nadmiernego działania wolnych rodników tlenowych w komórkach organizmu mogą być między innymi mutacje (Kensler i Trush, 1984). Organizmy żywe wytworzyły wiele mechanizmów obronnych umożliwiających prawidłowe funkcjonowanie komórek w obecności reaktywnych form tlenu. Jednym z elementów tego systemu jest odpowiednia organizacja strukturalna komórek, która zapewnia izolację miejsc, gdzie powstają wolne rodniki. W wielu przypadkach można zapobiec kancerogenezie, zarówno eksperymentalnie u zwierząt, jak również u ludzi, podając w sposób przewlekły małe dawki antyoksydantów. Najsilniejszymi naturalnymi antyoksydantami są witaminy C i E. Najnowsze badania donoszą, że silnym antyoksydantem o dużym działaniu antykancerogennym jest kwas α- liponowy, N-acetylocysteina i katechiny (Malorni i in., 1994; Ito i in., 1997). Hamują one rozwój raka wątroby, żołądka, jelita grubego, płuc i skóry. Ochronną funkcję przed szkodliwym działaniem wolnych rodników tlenowych oraz nadtlenku wodoru pełnią również enzymy antyoksydacyjne (dysmutaza ponadtlenkowa, katalaza, peroksydaza glutationowa i reduktaza glutationowa) oraz nieenzymatyczne przeciwutleniacze (np. kwas moczowy, tokoferol, glutation zredukowany, jony metali, bilirubina, cysteina i inne) (Fridovich, 1978; Liczmański, 1988; Domański i in., 2006; Bartosz, 2003; Fang, 2002). Ekspozycja na jony metali ciężkich może prowadzić do zmniejszenia aktywności enzymów komórkowych i zmniejsza komórkową obronę przed stresem oksydacyjnym (Tandogan i Ulusu, 2010). Glutation jest drobnocząsteczkowym związkiem sulfhydrylowym, wiążącym ksenobiotyki, jak również endogennym antyoksydantem, normalnie występującym w komórkach prawie w 100% w postaci zredukowanej. Glutation może unieszkodliwiać 13 i/lub eliminować wiele rozpoznanych kancerogenów i mutagenów pochodzenia środowiskowego. W najwyższym stężeniu występuje w wątrobie. Jedną z proponowanych metod walki z nowotworem jest działanie mające na celu podwyższanie stężenia glutationu w organizmie i podawanie selenometioniny. Stosowanie środków wpływających na stężenie glutationu we krwi stanowi nowatorskie podejście do leczenia i zapobiegania nowotworom (Gutman, 2005). Ważny element antyoksydacyjnego układu enzymatycznego stanowią peroksydazy glutationowe (GPx), uczestniczące w pierwszej i drugiej linii obrony przed wolnymi rodnikami. GPx odgrywa istotną rolę jako system obronny przed reaktywnymi formami tlenu (RFT), chroni zarówno komórki, jak i obszary pozakomórkowe przed szkodliwym działaniem nadmiaru wolnych rodników. Utrzymuje równowagę pro- i antyoksydacyjną w przypadku chorób, w których dochodzi do zwiększonego wytwarzania wolnych rodników (Karihtala i Soini, 2007; Pollack i Leeuwenburg, 1999; Valko i in., 2007) a także w trakcie rozwoju choroby nowotworowej wątroby i jelita grubego (Gladyshew i in., 1998). Dysmutaza ponadtlenkowa (SOD), w reakcji dysmutacji eliminuje ze środowiska komórki anionorodniki ponadtlenkowe, zapobiegając powstawaniu innych reaktywnych form tlenu i ich pochodnych (Fridovich, 1976; Yim i in., 1993; Culotta i in., 2006; Editorial, 2005), a nieprawidłowe działanie dysmutaz w komórkach organizmu prowadzi do rozwoju wielu patologii (Oberley i in., 2000; Visner i in., 1990; Zelko i in., 2002). Cynkowo - miedziowa dysmutaza ponadtlenkowa (Cu-ZnSOD, SOD1) to enzym zlokalizowany głównie w cytozolu komórek wątroby, jąder i nerek, w erytrocytach oraz w komórkach ośrodkowego układu nerwowego (Wong i in., 2000). W macierzy mitochondrialnej zlokalizowana jest manganowa dysmutaza ponadtlenkowa (MnSOD, SOD2), a dla obszarów pozakomórkowych, wątroby i nerek charakterystyczna jest zewnątrzkomórkowa dysmutaza ponadtlenkowa (EC-SOD, SOD3) (Marklund, 1984a; Marklund, 1984b; Behndig i in., 1998; Marklund, 1984c; Williams i in., 1998). Ponieważ aktywność EC-SOD jest obniżona w wielu chorobach, wydaje się, że może być ona potencjalnym celem w terapii antyoksydacyjnej - istnieją przekonywujące dane doświadczalne dotyczące jej zastosowania (Hansson i in., 1994; Karlsson i in., 1994; Laukkanen i in., 2000; Stromqvist i in., 1997). Badano także przydatność EC-SOD w terapii genowej, jako czynnika chroniącego komórki przed uszkodzeniami oksydacyjnymi (Iyama i in., 2001). Obecność SOD3 w postaci związanej z macierzą komórkową oraz w postaci wolnej sprzyja unieszkodliwianiu anionorodnika ponadtlenkowego w przestrzeni pozakomórkowej i w świetle naczyń 14 krwionośnych. Ważną funkcją SOD3 jest także ochrona aktywności biologicznej tlenku azotu, gdyż przez dysmutację anionorodnika ponadtlenkowego zapobiega powstawaniu jonu nadtlenoazotynowego (Culotta i in., 2006; Skrzycki i Czeczot, 2004). Katalaza umiejscowiona jest w peroksysomach (Chance i in., 1979; Halliwell i Gutteridge, 1999; Sies, 1997; Singh, 1996) i uczestniczy w unieczynnianiu H2O2, który jest ubocznym produktem utleniania kwasów tłuszczowych. Największą aktywność katalazy wykazano w wątrobie, nerkach, krwi (erytrocyty), szpiku i błonach śluzowych (Agar i in., 1986; Bartosz, 2003; Gaetani i in., 1996; Houdou i in., 1991; Mueller i in., 1997; Sies, 1997). Wraz z innymi enzymami antyoksydacyjnymi ochrania ona erytrocyty przed skutkami stresu oksydacyjnego (Comhair i Erzurun, 2005; Gaetani i in., 1996; Guemouri i in., 1991; Mueller i in, 1997). Przypisuje się jej szczególną rolę ochronną w stanach zapalnych (Halliwell i Gutteridge, 1999), mutagenezie i kancerogenezie (Adachi i in., 1993), a także w ochronie przed apoptozą (Miyamoto i in., 1996; Sasnoor i in., 2005; Yabuki i in. 1999). 15 Cele i zakres pracy Badania miały na celu weryfikację następujących hipotez: Kumulacja metali ksenobiotycznych w tkankach nowotworowych układu pokarmowego i moczowego jest większa w porównaniu do kumulacji tych metali w tkankach otaczających guz, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach zdrowych. Zawartość metali biogennych w tkankach nowotworowych układu pokarmowego i moczowego jest mniejsza w porównaniu do zawartości tych pierwiastków w tkankach otaczających guz, w tkankach oddalonych od guza oraz w tkankach zdrowych. Zawartości pierwiastków biogennych i ksenobiotycznych w tkankach zmienionych nowotworowo i w tkankach osób zdrowych są zróżnicowane w zależności od wieku i płci. Aktywność bariery antyoksydacyjnej w tkankach nowotworowych układu pokarmowego i moczowego jest podwyższona w porównaniu do aktywności tej bariery w tkankach otaczających guz, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach zdrowych. Weryfikacji hipotez posłużyły procedury badawcze i odpowiednio przygotowany materiał. W celu realizacji badań pobrano próbki tkanek pochodzących z przełyku, żołądka, jelita cienkiego, jelita grubego, wątroby, trzustki, skóry, nerek i pęcherza moczowego, a także wykonano pomiary zawartości metali biogennych i ksenobiotycznych oraz analizę aktywności bariery antyoksydacyjnej, mierząc zawartość glutationu zredukowanego i aktywność wybranych enzymów antyoksydacyjnych. Założono, że każdy z badanych metali ksenobiotycznych (Cd, Pb, Hg oraz Ni) ma związek z inicjacją i rozwojem procesu nowotworowego oraz, że ich obecność ma statystycznie istotny związek z zawartościami metali biogennych oraz z aktywnością bariery antyoksydacyjnej. Przyjęto, że obrazem zaburzeń homeostazy są zmienione korelacje pomiędzy badanymi parametrami w tkankach nowotworowych w porównaniu do współzależności pomiędzy nimi w tkankach niezmienionych nowotworowo. 16 Materiał i metodyka Badaniom poddano próbki ludzkich tkanek pochodzących z przełyku, żołądka, jelita cienkiego, jelita grubego, wątroby, trzustki, nerki, pęcherza moczowego i skóry. Materiał do badań pochodził od osób z Krakowa i okolic i był bezpośrednio odbierany z Zakładu Patomorfologii 5 Wojskowego Szpitala Klinicznego z Polikliniką w Krakowie, Niepublicznego Zakładu Opieki Zdrowotnej PROSMED w Krakowie oraz z Zakładu Patologii Nowotworów Szpitala Onkologicznego im. Marii Skłodowskiej-Curie w Krakowie. Na badania uzyskano zgodę Komisji Bioetycznej Collegium Medicum UJ w Krakowie (opinia nr KBET/95/B/2009) oraz Komisji Bioetycznej przy Okręgowej Izbie Lekarskiej w Krakowie (opinia nr 14/KBL/OIL/2011; opinia nr 46/KBL/OIL/2012). Pomiędzy Uniwersytetem Pedagogicznym a 5 Wojskowym Szpitalem Klinicznym (13.07.2009 r.) oraz Niepublicznym Zakładem Opieki Zdrowotnej PROSMED (22.11.2011 r.) zawarto umowy o współpracy, na mocy których możliwe było pobieranie materiału tkankowego z wyżej wymienionych placówek. Materiał pobierano od osób zdrowych oraz od osób ze zdiagnozowanymi nowotworami. Tkanki od osób zdrowych zostały pobrane w celu uzyskania grupy kontrolnej z: przełyku (Fot. 1), żołądka (Fot. 2), jelita cienkiego (Fot. 3), jelita grubego (Fot. 4), trzustki (Fot. 5), wątroby (Fot. 6), nerki (Fot. 7), pęcherza moczowego (Fot. 8) oraz skóry (Fot. 9). Fot. 1. Przełyk. 17 Fot. 2. Żołądek. Fot. 3. Jelito cienkie. Fot. 4. Jelito grube. Fot. 5. Trzustka. Fot. 6. Wątroba. Fot. 7. Nerka. Fot. 8. Pęcherz moczowy. Fot. 9. Skóra. Niezmienione patologicznie, zdrowe tkanki pobierano w trakcie sekcji zwłok od kobiet i mężczyzn z przedziału wiekowego od 20 do 90 lat, a ich waga wynosiła od 0,5 do 2 g. 18 Materiał pozyskiwany był przez wyspecjalizowanego w tym zakresie patomorfologa, który bezpośrednio po pobraniu niezmienionej morfologicznie tkanki, umieszczał ją w sterylnej, polietylenowej probówce o pojemności 11 cm3. Próbki były następnie zamrażane w temperaturze -80C. Tkanki pobierano od jednej osoby z 9 narządów. Próbki z przełyku, żołądka i jelita cienkiego pobrano od 24 pacjentów, próbki z jelita grubego od 25 pacjentów, próbki z wątroby, trzustki i nerki od 22 pacjentów, próbki z pęcherza moczowego od 21 pacjentów, a próbki ze skóry od 8 pacjentów (tab. 1). Tabela 1. Próbki niezmienione nowotworowo, pobrane od zdrowych pacjentów. l.p. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 narząd Przełyk Żołądek Jelito cienkie Jelito grube Wątroba Trzustka Nerka Pęcherz moczowy Skóra n 24 24 24 25 22 22 22 21 8 Tkanki od pacjentów ze zdiagnozowanym nowotworem złośliwym pobrano z żołądka (Fot. 10), jelita grubego (Fot. 11), nerki (Fot. 12) i pęcherza moczowego (Fot. 13). Fot. 10. Nowotwór żołądka. Fot. 11. Nowotwór jelita grubego. 19 Fot. 12. Nowotwór nerki. Fot. 13. Nowotwór pęcherza moczowego. Zmienione patologicznie tkanki nowotworowe pobierano w trakcie zabiegów operacyjnych (resekcja częściowa lub całkowita narządu) od kobiet i mężczyzn z przedziału wiekowego od 20 do 90 lat. Materiał pozyskiwany był przez lekarzy chirurgów, przechowywany w probówkach polietylenowych i zamrażany w temperaturze -80C. Tkanki nie były utrwalane w formalinie. Waga każdego wycinka wynosiła od 0,5 do 2 g. Tkanki od jednego pacjenta zostały pobrane z 1 narządu objętego zmianami nowotworowymi, z 3 różnych miejsc: guza nowotworowego, tkanki otaczającej guz i z tkanki oddalonej od guza (tab. 2). Tabela 2. Próbki pobrane od pacjentów ze zdiagnozowaną chorobą nowotworową. l.p. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 narząd Żołądek Jelito grube Nerka Pęcherz moczowy miejsce Tkanka guza Tkanka otaczająca guz Tkanka oddalona od guza Tkanka guza Tkanka otaczająca guz Tkanka oddalona od guza Tkanka guza Tkanka otaczająca guz Tkanka oddalona od guza Tkanka guza Tkanka otaczająca guz Tkanka oddalona od guza n 18 18 18 138 138 138 98 98 98 11 11 11 Tkanki z Zakładów Patomorfologii transportowano do Instytutu Biologii Uniwersytetu Pedagogicznego w pojemniku z ciekłym azotem. Po zebraniu odpowiedniej ilości próbek każda tkanka poddana została procedurom umożliwiającym oznaczenie zawartości wybranych metali, glutationu zredukowanego i aktywności enzymów antyoksydacyjnych. Badania podzielono na 4 etapy, w ramach których wykonano określone zadania. 20 ETAP I: Określenie zawartości metali biogennych i ksenobiotycznych we wszystkich tkankach. W pierwszej kolejności materiał przeniesiono na wytarowane szalki Petri’ego. W trakcie suszenia w cieplarce laboratoryjnej SUP-100W Wamed (105C), trwającego 14 dni, wykonywane były systematyczne ważenia kontrolne materiału, aż do całkowitego ustalenia się wagi, w celu odparowania całej wody z próbki – w ten sposób uzyskano suchą masę tkanki. Następnie zastosowano metodę mineralizacji na mokro z użyciem stężonego kwasu azotowego (V) 65%, który jest silnym kwasem utleniającym, umożliwiającym całkowity rozkład substancji do prostych, stałych związków nieorganicznych. Technika przeprowadzona zastała w mineralizatorze VELP Scientifica DK20. Wysuszony materiał był przenoszony do szklanych żaroodpornych kolb i zalewany 2 ml stężonego kwasu azotowego (V). Mineralizacja odbywała się w temperaturze 100C i trwała ok. 6 godzin dla 1 serii (19 mineralizowanych tkanek). Czas mineralizacji w zależności od uzyskanego roztworu (elementy tłuszczu, białek, osady) ulegał wydłużeniu nawet do kilku dni, w celu uzyskania klarownego mineralizatu. Otrzymane mineralizaty zlewano do polietylenowych probówek i uzupełniano wodą destylowaną do objętości 5 cm3. Uzyskane po mineralizacji roztwory posłużyły do analizy zawartości wybranych pierwiastków metodą płomieniowej spektrofotometrii absorpcyjnej (FAAS) przy użyciu spektrofotometru Hitachi Z-2000; Hitachi High Technologies Company Japan oraz spektrofotometru BUCK 200A firmy Cole-Parmer, z użyciem płomienia acetylenowopowietrznego i odpowiednich lamp z katodą wnękową (HCL). Zmierzono absorbancję dla sodu, potasu, wapnia, magnezu, cynku, miedzi, żelaza, kadmu, ołowiu i niklu dla każdej próbki. Wartości absorbancji przeliczono na zawartość metali w roztworach otrzymanych po mineralizacji, na podstawie krzywej kalibracyjnej wyznaczonej dla roztworów wzorcowych z wykorzystaniem specjalnego oprogramowania. Otrzymane wyniki przeliczono, podając zawartość analitów w mikrogramach danego metalu na gram suchej masy tkanki (µg•g-1s.m.). ETAP II: Określenie zawartości rtęci we wszystkich tkankach. Zawartość rtęci w próbkach zmierzono metodą spektrofotometryczną zimnych par (CVAAS). Metoda ta nie wymaga mineralizacji wstępnej i umożliwia precyzyjny pomiar rtęci bezpośrednio w tkance. Niewielkie fragmenty tkanek, umieszczano w specjalnym 21 tyglu bezpośrednio po rozmrożeniu i uprzednim precyzyjnym zważeniu ich. Tkanka na tyglu zasypywana była dwoma rodzajami wyprażonych wcześniej proszków: tzw. „Dodatkiem M” i „Dodatkiem P”. Wyniki ważenia wpisywano do programu obsługującego analizator rtęciowy MA2, dzięki czemu, po zakończeniu 15-minutowego cyklu pomiarowego, uzyskiwano automatycznie wynik wyliczony na podstawie krzywej kalibracyjnej. Uzyskane wyniki wyrażono w mikrogramach na gram świeżej masy tkanki (µg•g-1ś.m.). ETAP III: Określenie stężenia zredukowanego glutationu i zawartości białka. Tkanki o masie 200 mg poddano homogenizacji w homogenizatorze CAT X360, w 1 ml 0,1 M schłodzonego buforu fosforanowego o pH=7,4 zawierającym 10 mM EDTA. Powstałe homogenaty wirowano przez 15 minut w wirówce MPW-65R, przy 15000 obrotów/minutę. Uzyskane w procesie wirowania homogenatów supernatanty (ekstrakty tkankowe) podzielono na dwie części i przeznaczono do zbadania zawartości białka całkowitego i glutationu. Stężenie białka całkowitego określono za pomocą metody Bradford (1976). Metoda ta wykorzystuje zdolność wiązania barwnika błękitu brylantynowego Coomassie Brilliant Blue G-250 z białkami. Krzywą kalibracyjną wyznaczono na podstawie pomiarów białka wzorcowego BSA (Bovine Serum Albumin, surowicza albumina wołowa). Próbki badawcze przygotowane zostały poprzez naniesienie na mikropłytkę 4 µl supernatantu i 200 μl odczynnika Bradford. Całość wymieszano i pozostawiono na 10 minut. Zawartość białka w badanej próbce wyznaczono poprzez pomiary zmian absorbancji przy długości fali 595 nm, wykorzystując czytnik mikropłytek ELISA Sunrise BASIC TECAN. Zawartość białka całkowitego wyrażono w mg•g-1 tkanki. Pozostałe supernatanty odbiałczono poprzez dodanie do 100 µl supernatantu 100 µl 10% TCA i 100 μl 10 mM EDTA. Próbki umieszczono w lodówce, w temperaturze 4C na 10 minut, a następnie ponownie wirowano przez 5 minut, przy 6300 obrotach/minutę. W uzyskanych po odbiałczeniu i odwirowaniu supernatantach oznaczano stężenie zredukowanego glutationu według kolorymetrycznej metody Ellmana (1959), która umożliwia oznaczenie niebiałkowych grup sulfhydrylowych w supernatantach tkanek. W celu wykonania pomiaru stężenia GSH na płytce wielodołkowej przygotowywano mieszaninę 180 µl H2O + 15 μl 10 mM EDTA + 20 μl 3,2 M buforu TRIS z HCl o pH=8,1 + 20 μl odbiałczonego supernatantu + 10 μl DTNB, 22 a następnie przechowywaną ją w temperaturze +4C przez okres 10 min. Po tym czasie odczytywano ekstynkcję przy długości fali =412 nm za pomocą czytnika mikropłytek ELISA Sunrise – BASIC TECAN. Stężenie zredukowanego glutationu w badanych tkankach obliczono na podstawie wykreślonej wcześniej krzywej kalibracyjnej i wyrażono w µM•mg-1 białka. ETAP IV: Określenie aktywności wybranych enzymów antyoksydacyjnych. Tkanki o wadze 200 mg poddano homogenizacji w 2 ml 0,1 M schłodzonego buforu fosforanowego o pH 7,0 zawierającym 10 mM EDTA. Powstałe homogenaty wirowano przez 10 minut w wirówce MPW-65R, przy 14000 obrotów/minutę. Uzyskane supernatanty wykorzystano do oznaczenia aktywności wybranych enzymów. Pomiar aktywności peroksydazy glutationowej (GPx, E.C. 1.11.1.9) wykonano przy użyciu spektrofotometru UV-VIS MARCEL s330, przy długości fali 460 nm. Oznaczenia aktywności GPx oparto na zmodyfikowanej metodzie wg Lück (1962), mierząc aktywność GPx, jako spadek stężenia zredukowanego NADPH. W kuwecie umieszczano 0,9 ml buforu KP+EDTA, 20 µl supernatantu, 50 µl 1% p-fenylodiaminy oraz 50 µl H2O2 i odczytywano wartość ekstynkcji co 20 sekund w ciągu 1 minuty. Aktywność peroksydazy glutationowej przeliczono na ilość zawartego białka całkowitego na podstawie wykreślonej wcześniej krzywej kalibracyjnej. Wyniki pomiarów wyrażono w jednostkach GPx na miligram białka [U•mg-1białka]. Pomiar aktywności dysmutazy ponadtlenkowej (SOD, E.C. 1.15.1.1) wykonano przy użyciu spektrofotometru UV-VIS MARCEL s330, przy długości fali 550 nm. Oznaczenia aktywności SOD oparto na metodzie wg Rice-Evans i in. (1991). W pomiarach wykorzystano cytochrom C, ksantynę i oksydazę ksantynową, które służą do uzyskania rodników ponadtlenkowych. W kuwecie umieszczano 900 µl mieszaniny reakcyjnej (bufor fosforanowy pH=7,0+cytochrom C+ksantyna), 4 µl oksydazy ksantynowej oraz 4 µl supernatantu i odczytywano wartość ekstynkcji co 30 sekund w ciągu 2 minut. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej przeliczono na ilość zawartego białka całkowitego na podstawie wykreślonej wcześniej krzywej kalibracyjnej. Wyniki pomiarów wyrażono w jednostkach SOD na miligram białka [U•mg-1białka]. Wyznaczenie aktywności katalazy (CAT, E.C. 1.11.1.6) opierało się na pomiarze szybkości rozkładu cząsteczki nadtlenku wodoru do tlenu cząsteczkowego i wody (Bartosz, 2003). Rozkład nadtlenku wodoru z udziałem katalazy następuje szybko – w ciągu minuty 23 enzym ten rozkłada 6 mln cząsteczek H2O2. Podczas trwania pomiarów na łaźni wodnej LW 102 w temperaturze 25ºC podgrzewano bufor fosforanowy. Do zlewki zawierającej 10 ml buforu fosforanowego (pH=7,0) i 200 μl nadtlenku wodoru dodawano 200 μl supernatantu. Zlewkę z badaną próbką ustawiano na mieszadle magnetycznym MS11 HS Wigo i przy użyciu tlenomierza HI9143, odczytywano wartość tlenu (ppm) co 10 sekund w ciągu 1 minuty. Aktywność katalazy przeliczono na ilość zawartego białka całkowitego na podstawie wykreślonej wcześniej krzywej kalibracyjnej. Wyniki pomiarów wyrażono w jednostkach CAT na miligram białka [U•mg-1białka]. Wyniki pomiarów opracowano statystycznie za pomocą pakietu Statistica wersja 10. W opisie statystycznym badanych cech wykorzystano średnią arytmetyczną i odchylenie standardowe (STD). Za pomocą testu W Shapiro-Wilka określono normalność rozkładu w poszczególnych grupach badawczych. Stwierdzono występowanie rozkładów normalnych i nienormalnych. W celu zbadania, które z porównywanych średnich różnią się istotnie, a które nie, zastosowano parametryczną lub nieparametryczną analizę wariancji dla prób niezależnych. Po odrzuceniu hipotezy zerowej zastosowano wielokrotne porównanie średnich rang lub analizę Post-hoc. Dla sprawdzenia hipotezy o braku istotnej różnicy między dwoma próbami (osobno dla kobiet zdrowych i chorych oraz dla mężczyzn zdrowych i chorych w różnym wieku) zastosowano test U Manna-Whitney'a lub test T Studenta-Goseta. Wykonano także analizę korelacji Pearsona pomiędzy średnią zawartością oznaczonych pierwiastków, a aktywnością enzymów w badanych narządach oraz pomiędzy badanymi narządami w zależności od oznaczonego pierwiastka lub enzymu. Hipotezy zerowe były falsyfikowane na poziomie istotności α=0,05. Wyniki (wyrażone jako średnia arytmetyczna±odchylenie standardowe) zilustrowano na wykresach oraz wykonano zestawienia tabelaryczne. 24 Wyniki Zawartość pierwiastków biogennych i ksenobiotycznych w tkankach, z uwzględnieniem płci, wieku oraz stanu zdrowia pacjentów Tkanki zdrowe i nowotworowe kobiet oraz mężczyzn przyporządkowano do dwóch grup wiekowych: 20-50 lat (pacjenci młodsi) oraz 51-90 lat (pacjenci starsi). W celu sprawdzenia istotnych różnic pomiędzy zawartościami pierwiastków biogennych i metali ksenobiotycznych w dwóch próbach (kobiety zdrowe i chore oraz mężczyźni zdrowi i chorzy), zastosowano test U Manna-Whitney'a lub test T Studenta-Goseta. Sód Średnia zawartość sodu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła 1820,060±276,042 µg•g-1s.m. U kobiet chorych mających 20-50 lat średnia zawartość sodu była wyższa i wyniosła 2537,275±667,896 µg•g-1s.m. Analiza statystyczna testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnic istotnych statystycznie pomiędzy średnią zawartością sodu w tkankach kobiet zdrowych, a średnią zawartością tego pierwiastka w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p=0,006). U kobiet zdrowych mających 51-90 lat średnia zawartość sodu wyniosła 2001,238±479,382 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych w tym samym wieku była równa 2639,005±732,729 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). W tkankach mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość sodu wyniosła 1678,863±250,211 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość sodu była równa 2756,430±786,241 µg•g-1s.m. Test U MannaWhitney’a wykazał istnienie różnicy istotnej statystycznie pomiędzy zawartością sodu w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością sodu w tkankach mężczyzn chorych w wieku 20-50 lat (p=0,002). Średnia zawartość sodu u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 2426,965±782,292 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych mających 51-90 lat średnia zawartość sodu była nieco wyższa i wyniosła 2855,929±697,139 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością tego pierwiastka u mężczyzn chorych, a jego zawartością u mężczyzn zdrowych także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 1. 25 ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ SODU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 4000 3500 mg•g-1s.m. 3000 2500 ZDROWI 2000 CHORZY 1500 1000 500 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 1. Średnia zawartość sodu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Potas Średnia zawartość potasu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła 578,260±287,916 µg•g-1s.m. U kobiet chorych mających 20-50 lat średnia zawartość potasu była znacznie wyższa i wyniosła 1400,796±397,111 µg•g-1s.m. Analiza testem U MannaWhitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach kobiet zdrowych, a jego zawartością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość potasu wyniosła 1601,900±350,067 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych była ona tylko nieznacznie wyższa i wyniosła 1674,969±384,947 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet stwierdzono występowanie różnic małych, ale istotnych statystycznie (p=0,040). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość potasu wyniosła 871,958±286,482 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość potasu była znacznie wyższa i wyniosła 2333,014±548,760 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach mężczyzn zdrowych, a jego zawartością w tkankach mężczyzn chorych młodszej grupy wiekowej (p<0,001). Średnia zawartość potasu u mężczyzn zdrowych z grupy wiekowej 51-90 lat wyniosła 1747,106±234,325 µg•g-1s.m. W tkankach mężczyzn chorych tej grupy wiekowej średnia zawartość potasu była nieco wyższa i wyniosła 1876,325±548,855 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością potasu u mężczyzn chorych, a zawartością tego pierwiastka u mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej 26 stwierdzono występowanie różnicy istotnej statystycznie (p=0,003). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 2. ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ POTASU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 3500 mg•g-1s.m. 3000 2500 2000 ZDROWI 1500 CHORZY 1000 500 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 2. Średnia zawartość potasu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wapń Średnia zawartość wapnia w tkankach kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła 533,625±106,523 µg•g-1s.m. U kobiet chorych mających 20-50 lat średnia zawartość tego pierwiastka była zdecydowanie wyższa i wyniosła 1344,579±372,072 µg•g-1s.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy średnią zawartością wapnia u kobiet zdrowych, a średnią zawartością wapnia u kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). W tkankach kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość wapnia była równa 590,537±145,520 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach kobiet chorych była ona znacznie wyższa i wyniosła 1754,737±455,302 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych młodszej grupy wiekowej, średnia zawartość wapnia była najniższa i wyniosła 367,440±83,530 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość wapnia była najwyższa i wyniosła 1882,817±116,089 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością tego pierwiastka w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość wapnia u mężczyzn zdrowych z grupy wiekowej 51-90 lat była równa 862,494±123,294 µg•g-1s.m., podczas gdy u mężczyzn chorych była wyższa i wyniosła 1743,243±480,204 µg•g-1s.m. Pomiędzy 27 zawartością wapnia u mężczyzn chorych i zdrowych tej grupy wiekowej, także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 3. ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ WAPNIA W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 2500 mg•g-1s.m. 2000 1500 ZDROWI CHORZY 1000 500 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 3. Średnia zawartość wapnia w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Magnez Średnia zawartość magnezu w tkankach kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła 89,481±29,932 µg•g-1s.m. U kobiet chorych średnia zawartość tego pierwiastka była dużo wyższa i wyniosła 318,180±115,362 µg•g-1s.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach kobiet zdrowych, a zawartością magnezu w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). W tkankach kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość magnezu wyniosła 189,424±34,124 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach kobiet chorych 504,582±99,273 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych młodszej grupy wiekowej średnia zawartość magnezu wyniosła 109,860±42,071 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej grupy wiekowej średnia zawartość magnezu była równa 535,625±54,750 µg•g-1s.m. Analiza statystyczna testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach mężczyzn zdrowych, a jego zawartością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość magnezu u mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej wyniosła 194,591±30,558 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych średnia zawartość magnezu była wyższa i wyniosła 527,535±119,321 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością magnezu u mężczyzn 28 chorych i zdrowych mających 51-90 lat, także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 4. ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ MAGNEZU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 700 600 mg•g-1s.m. 500 400 ZDROWI 300 CHORZY 200 100 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 4. Średnia zawartość magnezu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Cynk Średnia zawartość cynku u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa i wyniosła 174,245±69,847 µg•g-1s.m. U kobiet chorych z tej grupy wiekowej średnia zawartość cynku była równa 352,787±109,214 µg•g-1s.m. Analiza statystyczna testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach kobiet zdrowych, a jego zawartością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych mających 51-90 lat średnia zawartość cynku wyniosła 227,081±86,453 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych w tym przedziale wiekowym była równa 502,342±152,660 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych młodszej grupy wiekowej, średnia zawartość cynku była równa 255,745±95,828 µg•g-1s.m., natomiast u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość cynku była wyższa i wyniosła 384,244±131,252 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy istotnej statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością tego pierwiastka w tkankach mężczyzn chorych z tej grupy wiekowej (p=0,010). Średnia zawartość cynku u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 342,785±55,184 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych zawartość cynku była najwyższa i wyniosła 575,117±73,361 µg•g-1s.m. Pomiędzy 29 zawartością cynku u mężczyzn chorych, a jego zawartością u mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej, stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 5. ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ CYNKU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 700 mg•g-1s.m. 600 500 400 ZDROWI 300 CHORZY 200 100 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 5. Średnia zawartość cynku w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Miedź Średnia zawartość miedzi u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa i wyniosła 7,309±3,035 µg•g-1s.m. U kobiet chorych średnia zawartość miedzi była dużo wyższa i wyniosła 41,209±16,039 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach kobiet zdrowych, a jej zawartością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych mających 51-90 lat średnia zawartość miedzi wyniosła 15,017±3,420 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych średnia zawartość miedzi była znacznie wyższa i wyniosła 78,276±17,368 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość miedzi była niska i wyniosła 9,796±4,292 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość miedzi wyniosła 75,698±8,533 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością tego pierwiastka w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość miedzi u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 13,003±6,203 µg•g-1s.m. W tkankach mężczyzn chorych tej samej grupy wiekowej średnia zawartość miedzi była najwyższa i wyniosła 102,882±30,047 µg•g-1s.m. Pomiędzy 30 zawartością miedzi u mężczyzn zdrowych, a jej zawartością u mężczyzn chorych, stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 6. ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ MIEDZI W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 140 mg•g-1s.m. 120 100 80 ZDROWI 60 CHORZY 40 20 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 6. Średnia zawartość miedzi w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Żelazo Średnia zawartość żelaza u kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła 162,544±37,402 µg•g-1s.m. U kobiet chorych tej samej grupy wiekowej średnia zawartość żelaza wyniosła 465,565±198,679 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością żelaza u kobiet zdrowych, a jego zawartością u kobiet chorych (p<0,001). W tkankach kobiet zdrowych mających 51-90 lat średnia zawartość żelaza wyniosła 219,665±83,940 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach kobiet chorych średnia zawartość żelaza była wyższa i wyniosła 836,680±303,791 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość żelaza była najniższa i wyniosła 102,345±39,587 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość żelaza była najwyższa, i wyniosła 1322,145±317,300 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością tego pierwiastka w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość żelaza u mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej wyniosła 284,890±70,574 µg•g-1s.m., podczas gdy u mężczyzn chorych była znacznie wyższa i wyniosła 733,475±209,006 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością żelaza u mężczyzn chorych, 31 a jego zawartością u mężczyzn zdrowych także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 7. ŚREDNIA ZAWARTOŚĆ ŻELAZA W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 1800 mg•g-1s.m. 1600 1400 1200 1000 ZDROWI 800 CHORZY 600 400 200 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 7. Średnia zawartość żelaza w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Kadm Średnia zawartość kadmu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa w stosunku do pozostałych grup badawczych i wyniosła 0,610±0,013 µg•g-1s.m. U kobiet chorych tej grupy wiekowej średnia zawartość kadmu była znacznie wyższa i wyniosła 35,857±2,554 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach kobiet zdrowych i chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). Średnia zawartość kadmu u kobiet zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 7,340±0,436 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych była równa 40,003±5,566 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość kadmu była stosunkowo niska i wyniosła 2,228±0,029 µg•g-1s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, była najwyższa i osiągnęła wartość 68,703±3,058 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach mężczyzn zdrowych, a jego zawartością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość kadmu u mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej wyniosła 13,185±0,753 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych średnia zawartość kadmu była nieco wyższa i wyniosła 20,309±1,343 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością kadmu w tkankach mężczyzn chorych 32 i zdrowych mających 51-90 lat, także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 8. KUMULACJA KADMU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 80 70 mg•g-1s.m. 60 50 ZDROWI 40 CHORZY 30 20 10 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 8. Średnia zawartość kadmu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Ołów Średnia zawartość ołowiu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa i wyniosła 4,246±1,364 µg•g-1s.m. natomiast u kobiet chorych średnia zawartość tego metalu była zdecydowanie wyższa i osiągnęła wartość 73,771±16,871 µg•g-1s.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach kobiet zdrowych, a jego zawartością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość ołowiu wyniosła 14,155±2,692 µg•g-1s.m., natomiast u kobiet chorych 77,567±11,929 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość ołowiu wyniosła 4,927±1,819 µg•g-1s.m., zaś u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość ołowiu była najwyższa i wyniosła 117,596±13,000 µg•g-1s.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu u mężczyzn zdrowych, a zawartością tego pierwiastka u mężczyzn chorych będących w tej samej grupie wiekowej (p<0,001). Średnia zawartość ołowiu u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 13,127±3,206 µg•g-1s.m., natomiast u mężczyzn chorych mających 51-90 lat była ona wyższa i wyniosła 91,111±18,315 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością ołowiu u mężczyzn 33 chorych i zdrowych mających 51-90 lat stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 9. KUMULACJA OŁOWIU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 140 mg•g-1s.m. 120 100 80 ZDROWI 60 CHORZY 40 20 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 9. Średnia zawartość ołowiu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Nikiel Średnia zawartość niklu u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była niska i wyniosła 7,758±2,669 µg•g-1s.m. U kobiet chorych z tej samej grupy wiekowej średnia zawartość niklu była wyższa i wyniosła 72,619±23,181 µg•g-1s.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach kobiet zdrowych, a jego zawartością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość niklu była 11,020±4,328 µg•g-1s.m., równa natomiast u kobiet chorych wyniosła 135,380±24,213 µg•g-1s.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Najniższą średnią zawartość niklu stwierdzono mężczyzn u zdrowych mających 20-50 lat - wyniosła ona -1 3,283±1,208 µg•g s.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość niklu była najwyższa i wyniosła 216,515±18,848 µg•g-1s.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach mężczyzn zdrowych, a jego zawartością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Średnia zawartość niklu u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 13,445±5,518 µg•g-1s.m. U mężczyzn chorych tej samej grupy wiekowej średnia zawartość niklu była wyższa i wyniosła 132,978±18,297 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością niklu u mężczyzn chorych, a jego zawartością u mężczyzn zdrowych także 34 stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 10. KUMULACJA NIKLU W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 250 mg•g-1s.m. 200 150 ZDROWI CHORZY 100 50 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 10. Średnia zawartość niklu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Rtęć Średnia zawartość rtęci u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa i wyniosła 0,001±<0,0013 µg•g-1ś.m. U kobiet chorych w tej grupie wiekowej średnia zawartość rtęci była równa 0,081±0,007 µg•g-1ś.m. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach kobiet zdrowych i chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych mających 51-90 lat średnia zawartość rtęci wyniosła 0,015±0,003 µg•g-1ś.m., natomiast u kobiet chorych była ona najwyższa i osiągnęła wartość 0,129±0,011 µg•g-1ś.m. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). W tkankach mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, średnia zawartość rtęci wyniosła 0,008±0,001 µg•g-1ś.m., z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, średnia zawartość rtęci była równa 0,088±0,003 µg•g-1ś.m. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach mężczyzn zdrowych, a zawartością tego metalu w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). W tkankach mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej średnia zawartość rtęci wyniosła 0,027±0,003 µg•g-1ś.m., podczas gdy u mężczyzn chorych była znacznie wyższa i wyniosła 0,106±0,007 µg•g-1ś.m. Pomiędzy zawartością rtęci u mężczyzn chorych, a zawartością tego pierwiastka u mężczyzn zdrowych stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 11. 35 KUMULACJA RTĘCI W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 0,16 0,14 mg•g-1ś.m. 0,12 0,1 ZDROWI 0,08 CHORZY 0,06 0,04 0,02 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 11. Średnia zawartość rtęci w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1ś.m.). Zawartość pierwiastków w zdrowych narządach biogennych i ciężkich metali W tkankach narządów stanowiących drogi wchłaniania metali (przełyk, żołądek, jelito cienkie, jelito grube, skóra) oraz narządów mających tendencję do kumulacji metali (trzustka, wątroba, nerka, pęcherz moczowy), określono średnią zawartość pierwiastków biogennych (Na, K, Ca, Mg, Zn, Cu, Fe) i metali ciężkich (Cd, Pb, Ni, Hg). Zastosowano parametryczną lub nieparametryczną analizę wariancji dla prób niezależnych, a po odrzuceniu hipotezy zerowej zastosowano wielokrotne porównania średnich rang lub analizę Post-hoc. Sód Średnie zawartości sodu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali były zbliżone i wyniosły odpowiednio: w tkankach przełyku 2276,806±320,618 µg•g-1s.m., w tkankach żołądka 2151,730±456,498 µg•g-1s.m., 2333,614±455,758 µg•g-1s.m., natomiast w w tkankach tkankach jelita jelita cienkiego grubego -1 2160,886±489,340 µg•g s.m. W tkankach skóry średnia zawartość sodu była najniższa i wyniosła 906,710±216,151 µg•g-1s.m. Analiza Post-hoc wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością sodu w tkankach skóry, a zawartością sodu w tkankach przełyku, żołądka, jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 12 i przedstawiono w tabeli 3. 36 Tabela 3. Średnia zawartość sodu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK ŻOŁĄDEK JELITO CIENKIE JELITO GRUBE SKÓRA <0,001 <0,001 <0,001 <0,0010 DROGI WCHŁANIANIA 3000 mg•g-1s.m. 2500 2000 1500 1000 500 0 przełyk żołądek jelito cienkie skóra jelito grube Wykres 12. Średnia zawartość sodu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnie zawartości -1 (1389,067±64,327 µg•g s.m.), sodu były wątroby podobne w tkankach -1 (1396,686±156,201 µg•g s.m.) i trzustki pęcherza moczowego (1244,177±254,150 µg•g-1s.m.). W tkankach nerki średnia zawartość sodu była najwyższa i osiągnęła wartość 5091,264±969,705 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością sodu w tkankach nerki, a zawartościami sodu w tkankach pozostałych narządów (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 13 i przedstawiono w tabeli 4. Tabela 4. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA PĘCHERZ MOCZOWY NERKA <0,001 <0,001 <0,001 37 NARZĄDY KUMULUJĄCE 7000 6000 mg • g-1s.m. 5000 4000 3000 2000 1000 0 wątroba trzustka nerka pęcherz moczowy Wykres 13. Średnia zawartość sodu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Potas Średnia zawartość potasu w tkankach przełyku osiągnęła wartość 1143,237±39,545 µg•g-1s.m. W tkankach żołądka była nieco wyższa i wyniosła 1428,993±131,183 µg•g-1s.m. Średnia zawartość potasu w tkankach jelita cienkiego i jelita grubego była zbliżona i wyniosła odpowiednio 1330,176±194,529 µg•g-1s.m. oraz 1389,703±265,928 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach skóry średnia zawartość potasu była najniższa i wyniosła 229,604±76,881 µg•g-1s.m. Ponadto analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach skóry, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach żołądka, jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 14 i przedstawiono w tabeli 5. Tabela 5. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 ŻOŁĄDEK JELITO CIENKIE JELITO GRUBE PRZEŁYK <0,001 0,002 <0,001 SKÓRA <0,001 <0,001 <0,001 38 DROGI WCHŁANIANIA 1800 1600 mg•g-1s.m. 1400 1200 1000 800 600 400 200 0 przełyk żołądek jelito cienkie skóra jelito grube Wykres 14. Średnia zawartość potasu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). W tkankach trzustki 1282,850±194,296 µg•g-1s.m., średnia z kolei zawartość w potasu tkankach osiągnęła wątroby wartość wyniosła ona 1971,274±98,026 µg•g-1s.m. Analiza wyników wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach wątroby, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach trzustki (p=0,001) i pęcherza moczowego (p<0,001). Zawartość potasu w tkankach nerki była najwyższa i wyniosła 3673,312±469,444 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach pęcherza moczowego wyniosła 1214,010±149,842 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach nerki, a zawartościami potasu w tkankach trzustki i pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 15 i przedstawiono w tabeli 6. Tabela 6. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA 0,001 NERKA <0,001 WĄTROBA PĘCHERZ MOCZOWY <0,001 0,049 39 <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 4500 4000 mg•g-1s.m. 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500 0 wątroba trzustka pęcherz moczowy nerka Wykres 15. Średnia zawartość potasu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wapń Średnia zawartość wapnia w tkankach przełyku (693,098±134,267 µg•g-1s.m.) była podobna jak w tkankach żołądka (693,174±92,827 µg•g-1s.m.). W tkankach jelita cienkiego wartość ta wyniosła 559,695±144,598 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach jelita grubego była wyższa i wyniosła 762,172±123,921 µg•g-1s.m. Średnia zawartość wapnia w tkankach skóry była najniższa i osiągnęła wartość 279,925±79,202 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach skóry, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach przełyku, żołądka i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 16 i przedstawiono w tabeli 7. Tabela 7. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK ŻOŁĄDEK JELITO GRUBE SKÓRA JELITO CIENKIE JELITO GRUBE <0,001 <0,001 <0,001 40 <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 1000 mg•g-1s.m. 900 800 700 600 500 400 300 200 100 0 przełyk żołądek jelito cienkie skóra jelito grube Wykres 16. Średnia zawartość wapnia w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnie zawartości wapnia w tkankach trzustki (1092,376±185,045 µg•g-1s.m.) i w tkankach nerki (1437,921±142,877 µg•g-1s.m.) były najwyższe w porównaniu do zawartości wapnia w pozostałych narządach. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach trzustki, a zawartościami wapnia w tkankach wątroby (p<0,001) i pęcherza moczowego oraz (p=0,001) pomiędzy zawartością wapnia w tkankach nerki, a zawartościami wapnia w tkankach wątroby i pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach wątroby średnia zawartość wapnia była najniższa i wyniosła 313,864±84,393 µg•g-1s.m. W tkankach pęcherza moczowego zawartość ta była nieco wyższa i wyniosła 404,086±158,480 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie i przedstawiono w tabeli 8. Tabela 8. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 WĄTROBA NERKA PĘCHERZ MOCZOWY TRZUSTKA <0,001 0,045 0,001 NERKA <0,001 <0,001 41 17 NARZĄDY KUMULUJĄCE 1800 1600 mg•g-1s.m. 1400 1200 1000 800 600 400 200 0 wątroba trzustka pęcherz moczowy nerka Wykres 17. Średnia zawartość wapnia w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Magnez Średnie zawartości magnezu w tkankach przełyku (136,917±39,246 µg•g-1s.m.), żołądka (178,913±36,208 µg•g-1s.m.) i jelita cienkiego (164,322±41,343 µg•g-1s.m.) były zbliżone. W tkankach jelita grubego średnia zawartość magnezu była najwyższa i wyniosła 308,592±63,764 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością magnezu w tkankach jelita grubego, a zawartościami magnezu w tkankach przełyku, żołądka i jelita cienkiego stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach skóry średnia zawartość magnezu była najniższa i wyniosła 70,628±15,047 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach skóry, a zawartościami magnezu w tkankach żołądka i jelita grubego. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 18 i przedstawiono w tabeli 9. Tabela 9. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK ŻOŁĄDEK JELITO CIENKIE JELITO GRUBE <0,001 <0,001 <0,001 0,001 0,006 SKÓRA 42 JELITO GRUBE <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 400 350 mg•g-1s.m. 300 250 200 150 100 50 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 18. Średnia zawartość magnezu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość magnezu w tkankach trzustki była najniższa i wyniosła 122,795±27,814 µg•g-1s.m. W tkankach wątroby i pęcherza moczowego zawartości magnezu były zbliżone i wyniosły odpowiednio 144,830±16,142 µg•g-1s.m. oraz 138,107±34,103 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach nerki średnia zawartość magnezu była najwyższa i osiągnęła wartość 320,633±27,492 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością magnezu w tkankach nerki, a zawartościami magnezu w tkankach trzustki, wątroby i pęcherza moczowego stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 19 i przedstawiono w tabeli 10. Tabela 10. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA PĘCHERZ MOCZOWY NERKA <0,001 <0,001 <0,001 43 NARZĄDY KUMULUJĄCE 400 350 mg•g-1s.m. 300 250 200 150 100 50 0 wątroba trzustka pęcherz moczowy nerka Wykres 19. Średnia zawartość magnezu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Cynk Średnia zawartość cynku w tkankach przełyku wyniosła 180,578±41,201 µg•g-1s.m., w tkankach żołądka 205,939±42,200 µg•g-1s.m., a w tkankach jelita cienkiego -1 189,185±28,628 µg•g s.m. Średnia zawartość cynku w tkankach jelita grubego była najwyższa i osiągnęła wartość 234,483±43,455 µg•g-1s.m., zaś w tkankach skóry była najniższa i wyniosła 48,331±12,647 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach skóry, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach żołądka i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 20 i przedstawiono w tabeli 11. Tabela 11. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK JELITO GRUBE 0,002 SKÓRA 0,018 ŻOŁĄDEK JELITO CIENKIE JELITO GRUBE 0,012 <0,001 44 0,005 <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 300 mg•g-1s.m. 250 200 150 100 50 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 20. Średnia zawartość cynku w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość cynku w tkankach trzustki była równa 199,463±70,779 µg•g-1s.m. W tkankach wątroby była ona wyższa i wyniosła 351,347±69,493 µg•g-1s.m. Średnia zawartość cynku w tkankach nerki była najwyższa i osiągnęła wartość 896,796±110,493 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach pęcherza moczowego średnia zawartość cynku była najniższa i wyniosła 150,435±28,904 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach nerki, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach trzustki i pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 21 i przedstawiono w tabeli 12. Tabela 12. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA 0,004 NERKA <0,001 WĄTROBA PĘCHERZ MOCZOWY <0,001 0,014 45 <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 1200 mg•g-1s.m. 1000 800 600 400 200 0 trzustka wątroba nerka pęcherz moczowy Wykres 21. Średnia zawartość cynku w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Miedź Średnia zawartość miedzi w tkankach przełyku wyniosła 12,508±2,885 µg•g-1s.m. W tkankach żołądka była równa 8,914±3,084 µg•g-1s.m., a w tkankach jelita cienkiego była nieznacznie wyższa i wyniosła 15,124±3,483 µg•g-1s.m. W tkankach jelita grubego średnia zawartość miedzi była najwyższa i osiągnęła wartość 19,276±4,113 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach skóry osiągnęła wartość najniższą, równą 3,894±1,327 µg•g-1s.m. Różnice wysoce istotne statystycznie stwierdzono pomiędzy zawartością miedzi w tkankach skóry, a zawartościami miedzi w tkankach jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością miedzi w tkankach żołądka, a zawartościami miedzi w tkankach jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 22 i przedstawiono w tabeli 13. Tabela 13. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK JELITO CIENKIE JELITO GRUBE 0,001 SKÓRA 0,004 ŻOŁĄDEK SKÓRA <0,001 <0,001 <0,001 <0,001 46 DROGI WCHŁANIANIA 25 mg•g-1s.m. 20 15 10 5 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 22. Średnia zawartość miedzi w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość miedzi w tkankach trzustki wyniosła 12,179±5,068 µg•g-1s.m. W tkankach wątroby osiągnęła najwyższą wartość, równą 19,668±4,386 µg•g-1s.m., zaś w tkankach nerki wartość ta była nieco niższa i wyniosła 17,069±4,362 µg•g-1s.m. Średnia zawartość miedzi w tkankach pęcherza moczowego (5,349±1,883 µg•g-1s.m.) była najniższa w porównaniu do średnich zawartości miedzi w pozostałych narządach. Wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach pęcherza moczowego, a zawartościami miedzi w tkankach wątroby i nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 23 i przedstawiono w tabeli 14. Tabela 14. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 WĄTROBA NERKA PĘCHERZ MOCZOWY TRZUSTKA 0,002 0,043 0,009 PĘCHERZ MOCZOWY <0,001 <0,001 47 NARZĄDY KUMULUJĄCE 30 mg•g-1s.m. 25 20 15 10 5 0 trzustka wątroba pęcherz moczowy nerka Wykres 23. Średnia zawartość miedzi w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Żelazo Średnia zawartość żelaza w tkankach przełyku była równa 205,572±42,281 µg•g-1s.m. W tkankach żołądka wartość ta wyniosła 167,053±34,005 µg•g-1s.m., w tkankach jelita cienkiego 178,976±42,389 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach jelita grubego 164,949±35,573 µg•g-1s.m. Średnia zawartość żelaza w tkankach skóry była najniższa i wyniosła 84,716±7,880 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach skóry, a zawartościami żelaza w tkankach przełyku i jelita cienkiego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 24 i przedstawiono w tabeli 15. Tabela 15. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK PRZEŁYK SKÓRA ŻOŁĄDEK JELITO CIENKIE 0,031 <0,001 0,005 48 JELITO GRUBE 0,025 <0,001 0,006 DROGI WCHŁANIANIA 300 mg•g-1s.m. 250 200 150 100 50 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 24. Średnia zawartość żelaza w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość żelaza w tkankach trzustki wyniosła 147,600±53,333 µg•g-1s.m., zaś w tkankach wątroby była wyższa i osiągnęła wartość 461,487±85,793 µg•g-1s.m. W tkankach nerki średnia zawartość żelaza była najwyższa i wyniosła 634,257±109,027 µg•g-1s.m., a w tkankach pęcherza moczowego najniższa – jej wartość była równa 95,352±27,981 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach trzustki, a zawartościami żelaza w tkankach wątroby (p=0,001) i nerki (p<0,001), a także pomiędzy zawartością żelaza w tkankach pęcherza moczowego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach wątroby i nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 25 i przedstawiono w tabeli 16. Tabela 16. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA PĘCHERZ MOCZOWY WĄTROBA 0,001 <0,001 NERKA <0,001 <0,001 49 NARZĄDY KUMULUJĄCE 800 700 mg•g-1s.m. 600 500 400 300 200 100 0 trzustka wątroba pęcherz moczowy nerka Wykres 25. Średnia zawartość żelaza w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Kadm Średnia zawartość kadmu w tkankach przełyku wyniosła 0,899±0,074 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach przełyku, a zawartościami kadmu w tkankach jelita cienkiego, jelita grubego (p<0,001) i żołądka (p=0,001). Średnia zawartość kadmu stopniowo zwiększała się kolejno w: tkankach żołądka (1,167±0,124 µg•g-1s.m.), jelita cienkiego (1,280±0,129 µg•g-1s.m.) i jelita grubego (1,357±0,122 µg•g-1s.m.), natomiast w tkankach skóry osiągnęła ona najniższą wartość, równą 0,604±0,060 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością kadmu w tkankach skóry, a zawartościami tego metalu w tkankach jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001) oraz żołądka (p=0,001), stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 26 i przedstawiono w tabeli 17. 50 Tabela 17. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK ŻOŁĄDEK 0,001 0,001 JELITO CIENKIE <0,001 <0,001 JELITO GRUBE <0,001 ŻOŁĄDEK 0,027 SKÓRA <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 1,6 1,4 -1 mg•g s.m. 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 26. Średnia zawartość kadmu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość kadmu w tkankach trzustki była stosunkowo niska w porównaniu z jego zawartością w pozostałych narządach – wyniosła ona 3,058±0,819 µg•g-1s.m. W tkankach wątroby (44,535±2,965 µg•g-1s.m.) i nerki (31,160±2,756 µg•g-1s.m.) osiągnęła najwyższą wartość, zaś w tkankach pęcherza moczowego wartość najniższą, równą 1,930±0,075 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach wątroby, a zawartością kadmu w tkankach trzustki (p<0,001), oraz pomiędzy zawartością kadmu w tkankach pęcherza moczowego, a zawartościami kadmu w tkankach wątroby i nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 27 i przedstawiono w tabeli 18. 51 Tabela 18. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA <0,001 NERKA 0,023 0,023 PĘCHERZ MOCZOWY 0,032 <0,001 WĄTROBA NERKA <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 50 mg•g-1s.m. 45 40 35 30 25 20 15 10 5 0 trzustka wątroba nerka pęcherz moczowy Wykres 27. Średnia zawartość kadmu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Ołów Średnia zawartość ołowiu w tkankach przełyku była najwyższa i wyniosła 16,067±4,536 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach przełyku, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach żołądka, jelita cienkiego i skóry (p<0,001). Nieco mniejszą zawartość ołowiu stwierdzono w tkankach jelita grubego -1 (15,857±2,157 µg•g s.m.). Pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach tego narządu, a zawartościami ołowiu w tkankach żołądka, jelita cienkiego i skóry także wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach żołądka średnia zawartość ołowiu była równa 10,557±3,275 µg•g-1s.m., w tkankach jelita cienkiego 9,126±3,219 µg•g-1s.m., a w tkankach skóry 12,902±2,863 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 28 i przedstawiono w tabeli 19. 52 Tabela 19. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 ŻOŁĄDEK JELITO CIENKIE SKÓRA PRZEŁYK <0,001 <0,001 <0,001 JELITO GRUBE <0,001 <0,001 <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 25 mg•g-1s.m. 20 15 10 5 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 28. Średnia zawartość ołowiu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość ołowiu wyniosła w tkankach trzustki 16,541±4,133 µg•g-1s.m. W tkankach wątroby była ona niższa i wyniosła 9,953±3,874 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach nerki była najwyższa – osiągnęła wartość 22,783±3,402 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach nerki, a zawartościami ołowiu w tkankach wątroby i pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach pęcherza moczowego średnia zawartość ołowiu była najniższa i wyniosła 3,924±1,488 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach pęcherza moczowego, a zawartością ołowiu w tkankach trzustki także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 29 i przedstawiono w tabeli 20. 53 Tabela 20. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA 0,030 PĘCHERZ MOCZOWY <0,001 WĄTROBA NERKA <0,001 0,039 <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 30 mg•g-1s.m. 25 20 15 10 5 0 trzustka wątroba nerka pęcherz moczowy Wykres 29. Średnia zawartość ołowiu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Nikiel Średnie zawartości niklu były zbliżone w tkankach przełyku (11,336±2,991 µg•g-1s.m.) i w tkankach żołądka (11,409±3,445 µg•g-1s.m.). W tkankach jelita cienkiego wartość ta była nieco mniejsza (9,170±2,576 µg•g-1s.m.), natomiast w tkankach jelita grubego średnia zawartość niklu była najwyższa i wyniosła 14,718±3,216 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach jelita grubego, a zawartościami niklu w tkankach jelita cienkiego i skóry (p<0,001). W tkankach skóry średnia zawartość niklu była najniższa i wyniosła 7,100±1,481 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 30 i przedstawiono w tabeli 21. 54 Tabela 21. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK ŻOŁĄDEK JELITO CIENKIE JELITO GRUBE 0,039 0,024 <0,001 SKÓRA 0,016 0,023 JELITO GRUBE <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 20 mg•g-1s.m. 18 16 14 12 10 8 6 4 2 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 30. Średnia zawartość niklu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość niklu w tkankach trzustki wyniosła 10,500±3,034 µg•g-1s.m. W tkankach wątroby osiągnęła niższą wartość (8,996±2,212 µg•g-1s.m.), podobnie jak w tkankach pęcherza moczowego, gdzie wyniosła 7,071±2,475 µg•g-1s.m. Średnia zawartość niklu w tkankach nerki była zdecydowanie najwyższa i osiągnęła wartość 23,219±3,786 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach nerki, a zawartościami niklu w tkankach trzustki, wątroby i pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 31 i przedstawiono w tabeli 22. 55 Tabela 22. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA NERKA <0,001 <0,001 PĘCHERZ MOCZOWY 0,021 NERKA <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 30 •g-1s.m. m g 25 20 15 10 5 0 wątroba trzustka nerka pęcherz moczowy Wykres 31. Średnia zawartość niklu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Rtęć Średnie zawartości rtęci w tkankach przełyku (0,016±0,002 µg•g-1ś.m.), żołądka (0,018±0,004 µg•g-1ś.m.), jelita grubego (0,020±0,004 µg•g-1ś.m.) i skóry (0,015±0,002 µg•g-1ś.m.) osiągnęły zbliżone wartości. W tkankach jelita cienkiego średnia zawartość tego metalu była zdecydowanie najwyższa i wyniosła 0,042±0,004 µg•g-1ś.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach jelita cienkiego, a zawartościami rtęci w tkankach przełyku, żołądka, jelita grubego i skóry (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 32 i przedstawiono w tabeli 23. 56 Tabela 23. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK ŻOŁĄDEK JELITO GRUBE SKÓRA JELITO CIENKIE <0,001 <0,001 <0,001 <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 0,05 mg•g-1ś.m. 0,045 0,04 0,035 0,03 0,025 0,02 0,015 0,01 0,005 0 przełyk żołądek jelito cienkie skóra jelito grube Wykres 32. Średnia zawartość rtęci w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1ś.m.). Średnia zawartość rtęci osiągnęła najniższą wartość w tkankach trzustki (0,011±0,002 µg•g-1ś.m.) i w tkankach pęcherza moczowego (0,009±0,001 µg•g-1ś.m.). W tkankach wątroby średnia zawartość tego metalu była równa 0,023±0,004 µg•g-1ś.m., z kolei w tkankach nerki osiągnęła wartość najwyższą, równą 0,035±0,003 µg•g-1ś.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach trzustki, a zawartością rtęci w tkankach nerki (p<0,001), a także pomiędzy zawartością rtęci w tkankach pęcherza moczowego, a zawartościami tego metalu w tkankach wątroby i nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 33 i przedstawiono w tabeli 24. 57 Tabela 24. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA 0,005 NERKA <0,001 WĄTROBA PĘCHERZ MOCZOWY <0,001 0,026 <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 0,045 0,04 mg•g-1ś.m. 0,035 0,03 0,025 0,02 0,015 0,01 0,005 0 wątroba trzustka pęcherz moczowy nerka Wykres 33. Średnia zawartość rtęci w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1ś.m.). Zawartość pierwiastków biogennych w tkankach nowotworowych i metali ciężkich W tkankach narządów objętych procesem nowotworowym (żołądek, jelito grube, nerka, pęcherz moczowy), pobranych z trzech różnych miejsc (tkanki guza, tkanki otaczające guz, tkanki oddalone od guza) oraz w odpowiadających im tkankach narządów kontrolnych, określono średnią zawartość pierwiastków biogennych (Na, K, Ca, Mg, Zn, Cu, Fe) i metali ciężkich (Cd, Pb, Ni, Hg). Zastosowano parametryczną lub nieparametryczną analizę wariancji dla prób niezależnych, a po odrzuceniu hipotezy zerowej zastosowano wielokrotne porównania średnich rang lub analizę Post-hoc. Sód Średnia zawartość sodu wyniosła w tkankach kontrolnych żołądka 2151,730±456,498 µg•g-1s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka 1754,390±125,307 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim -1 sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 1813,958±392,644 µg•g s.m., natomiast w tkankach guza 58 nowotworowego żołądka 2029,442±448,159 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 34. RAK ŻOŁĄDKA 3000 mg•g-1s.m. 2500 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 34. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa i wyniosła 2160,886±489,340 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego była niewiele wyższa, a jej wartość równa 2285,086±466,794 µg•g-1s.m. Średnia zawartość sodu w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego była najwyższa i wyniosła 3325,963±610,136 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego jelita grubego wartość ta była równa 3037,121±673,046 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością sodu w tkankach kontrolnych jelita grubego, a zawartościami sodu w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001), a także pomiędzy zawartością sodu w tkankach oddalonych od guza jelita grubego, a zawartościami sodu w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 35 i przedstawiono w tabeli 25. 59 Tabela 25. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,005 RAK JELITA GRUBEGO 4500 mg•g-1s.m. 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 35. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość sodu była najwyższa w tkankach kontrolnych nerki i wyniosła 5091,264±969,705 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością sodu w tkankach kontrolnych nerki, a zawartościami sodu w tkankach oddalonych od guza, w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza nerki, wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki średnia zawartość sodu osiągnęła wartość 2560,792±734,399 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki 2353,316±580,040 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego nerki wyniosła ona 2976,536±484,886 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 36 i przedstawiono w tabeli 26. 60 Tabela 26. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 0,002 <0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI GUZA <0,001 RAK NERKI 7000 mg•g-1s.m. 6000 5000 4000 3000 2000 1000 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 36. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa i wyniosła 1244,177±254,150 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego była wyższa i osiągnęła wartość 1740,780±451,824 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego 1936,429±538,919 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość tego pierwiastka była najwyższa i wyniosła -1 2670,537±409,441 µg•g s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością sodu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartością sodu w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 37 i przedstawiono w tabeli 27. 61 Tabela 27. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,007 <0,001 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 3500 mg • g-1s.m. 3000 2500 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 37. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Potas Średnia zawartość potasu wyniosła 1428,993±131,183 µg•g-1s.m. w tkankach kontrolnych żołądka. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka osiągnęła najwyższą wartość, równą 1561,689±370,896 µg•g-1s.m., a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka wartość najniższą, równą 1091,544±244,478 µg•g-1s.m. Średnia zawartość potasu w tkankach guza nowotworowego żołądka była równa 1220,471±153,135 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartością potasu w tkankach sąsiadujących z guzem żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 38 i przedstawiono w tabeli 28. 62 Tabela 28. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,017 RAK ŻOŁĄDKA 2500 mg•g-1s.m. 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 38. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych jelita grubego wyniosła 1389,703±265,928 µg•g-1s.m., zaś w tkankach oddalonych od guza nowotworowego była nieco niższa i wyniosła 1370,608±183,947 µg•g-1s.m. W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego, średnia zawartość potasu była równa 1712,779±166,370 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami potasu w tkankach kontrolnych i oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001). Średnia zawartość potasu w tkankach guza nowotworowego jelita grubego była najwyższa i wyniosła 2307,234±355,382 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością potasu w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych, oddalonych od guza jelita grubego i sąsiadujących z guzem jelita grubego, także stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych 63 statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 39 i przedstawiono w tabeli 29. Tabela 29. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK JELITA GRUBEGO 3000 mg•g-1s.m. 2500 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 39. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość potasu była najwyższa w tkankach kontrolnych nerki i osiągnęła wartość 3673,312±469,444 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki średnia zawartość potasu była niższa i wyniosła 1628,513±204,828 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki osiągnęła wartość 1598,094±223,949 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza nowotworowego nerki 2193,926±364,998 µg•g-1s.m. Wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach kontrolnych nerki, a zawartościami potasu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała ponadto istnienie różnic wysoce 64 istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu w tkankach guza nerki, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych (p=0,001), w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 40 i przedstawiono w tabeli 30. Tabela 30. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 <0,001 <0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI GUZA 0,001 RAK NERKI 4500 mg•g-1s.m. 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 40. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość potasu wyniosła w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego 1214,010±149,842 µg•g-1s.m., a w tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego 1825,308±93,104 µg•g-1s.m. W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość potasu była najniższa i wyniosła 1179,986±312,665 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego najwyższa (1852,920±82,964 µg•g-1s.m.). Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością potasu 65 w tkankach guza pęcherza moczowego, a zawartościami potasu w tkankach kontrolnych i sąsiadujących z guzem pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 41 i przedstawiono w tabeli 31. Tabela 31. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,002 0,002 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 2500 mg•g-1s.m. 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 41. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wapń Średnia zawartość wapnia była najniższa w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosła 693,174±92,827 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka wartość ta była wyższa i wyniosła 989,373±51,201 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 1139,339±148,298 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego żołądka średnia zawartość wapnia była najwyższa i wyniosła 1223,456±150,448 µg•g-1s.m. Analiza wyników wielokrotnych porównań 66 średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami wapnia w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 42 i przedstawiono w tabeli 32. Tabela 32. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 <0,001 RAK ŻOŁĄDKA 1600 1400 mg•g-1s.m. 1200 1000 800 600 400 200 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 42. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa i wyniosła 762,172±123,921 µg•g-1s.m. Analiza Post-hoc wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach kontrolnych jelita grubego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego średnia zawartość wapnia była równa 1226,033±230,368 µg•g-1s.m., a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego była ona najwyższa i wyniosła 1900,565±169,061 µg•g-1s.m. Średnia zawartość wapnia w tkankach guza 67 nowotworowego jelita grubego wyniosła 1876,969±145,209 µg•g-1s.m. Stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach oddalonych od guza jelita grubego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 43 i przedstawiono w tabeli 33. Tabela 33. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 RAK JELITA GRUBEGO 2500 mg•g-1s.m. 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 43. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). W tkankach kontrolnych nerki średnia zawartość wapnia wyniosła -1 1437,921±142,877 µg•g s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki 1822,969±145,716 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki 1256,834±242,883 µg•g-1s.m. Średnia zawartość wapnia w tkankach guza nerki była najwyższa i osiągnęła wartość 2156,383±283,579 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych 68 statystycznie pomiędzy zawartością wapnia w tkankach guza nerki, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych, oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 44 i przedstawiono w tabeli 34. Tabela 34. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,010 TKANKI GUZA <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 <0,001 RAK NERKI 3000 mg•g-1s.m. 2500 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 44. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa i wyniosła 404,086±158,480 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością wapnia w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartością tego pierwiastka w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza pęcherza moczowego wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość wapnia była równa 2407,971±672,823 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego 69 1485,671±373,566 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego była ona najwyższa i osiągnęła wartość 2932,736±314,977 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 45 i przedstawiono w tabeli 35. Tabela 35. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,013 <0,001 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 3500 mg•g-1s.m. 3000 2500 2000 1500 1000 500 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 45. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Magnez Średnia zawartość magnezu była najniższa w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosła 178,913±36,208 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka wartość ta była wyższa i wyniosła 290,138±24,417 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 340,034±39,048 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego żołądka 327,070±33,333 µg•g-1s.m. Analiza Post-hoc wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami magnezu w tkankach sąsiadujących z guzem 70 i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 46 i przedstawiono w tabeli 36. Tabela 36. Średnia zawartość magnezu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,002 <0,001 <0,001 RAK ŻOŁĄDKA 400 350 mg•g-1s.m. 300 250 200 150 100 50 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 46. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość magnezu była najniższa i wyniosła 308,592±63,764 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach oddalonych od guza jelita grubego osiągnęła najwyższą wartość, równą 527,216±98,764 µg•g-1s.m. Średnia zawartość magnezu w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego wyniosła 483,682±75,731 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego jelita grubego 464,245±123,149 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach kontrolnych jelita grubego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach oddalonych od guza, w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 47 i przedstawiono w tabeli 37. 71 Tabela 37. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 <0,001 <0,001 0,010 <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA RAK JELITA GRUBEGO 700 mg•g-1s.m. 600 500 400 300 200 100 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 47. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Średnie zawartości magnezu były podobne w tkankach kontrolnych nerki (320,633±27,492 µg•g-1s.m.), w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki (355,125±104,260 µg•g-1s.m.) oraz w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki (358,696±70,055 µg•g-1s.m.). W tkankach guza nowotworowego nerki średnia zawartość magnezu była najwyższa i wyniosła 826,945±43,750 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością magnezu w tkankach guza nerki, a zawartościami magnezu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 48 i przedstawiono w tabeli 38. 72 Tabela 38. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA <0,001 <0,001 <0,001 mg • g-1s.m. RAK NERKI 1000 900 800 700 600 500 400 300 200 100 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 48. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość magnezu była najniższa w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego i wyniosła 138,107±34,103 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego była ona najwyższa i wyniosła 1039,293±259,333 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością magnezu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami magnezu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość magnezu była równa 544,970±82,523 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego 814,630±35,401 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 49 i przedstawiono w tabeli 39. 73 Tabela 39. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,025 <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,046 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 1400 mg•g-1s.m. 1200 1000 800 600 400 200 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 49. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Cynk Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła 205,939±42,200 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka średnia zawartość cynku osiągnęła najwyższą wartość, równą 536,171±27,478 µg•g-1s.m. W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka wartość ta wyniosła 371,478±34,476 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego żołądka 409,667±52,186 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach oddalonych od guza, 74 w tkankach sąsiadujących z guzem oraz w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 50 i przedstawiono w tabeli 40. Tabela 40. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 <0,001 <0,001 RAK ŻOŁĄDKA 600 mg•g-1s.m. 500 400 300 200 100 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 50. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość cynku była najniższa i wyniosła 234,483±43,455 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza jelita grubego średnia zawartość cynku była równa 319,415±58,360 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza jelita grubego 547,968±104,223 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza nowotworowego jelita grubego była ona najwyższa i wyniosła 644,080±66,910 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami cynku tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001), a także pomiędzy zawartością cynku w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego mikroelementu w tkankach 75 kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 51 i przedstawiono w tabeli 41. Tabela 41. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK JELITA GRUBEGO 800 700 mg•g-1s.m. 600 500 400 300 200 100 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 51. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość cynku była najwyższa w tkankach kontrolnych nerki, a jej wartość równa 896,796±110,493 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki wartość ta wyniosła 674,825±119,030 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością cynku w tkankach sąsiadujących z guzem nerki, a zawartościami cynku w tkankach kontrolnych (p<0,001) i w tkankach oddalonych od guza nerki (p=0,001). Średnia zawartość cynku w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki wyniosła 559,654±142,324 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego nerki była ona 76 najniższa i wyniosła 279,190±43,042 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością cynku w tkankach guza nerki, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 52 i przedstawiono w tabeli 42. Tabela 42. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,047 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK NERKI 1200 mg•g-1s.m. 1000 800 600 400 200 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 52. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa i wyniosła 150,435±28,904 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością cynku w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami cynku w tkankach oddalonych od guza 77 i w tkankach guza pęcherza moczowego wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość cynku wyniosła 1040,506±123,611 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego 424,519±93,738 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego była ona najwyższa i wyniosła 1283,104±157,499 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 53 i przedstawiono w tabeli 43. Tabela 43. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,027 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,017 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 1600 1400 mg•g-1s.m. 1200 1000 800 600 400 200 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 53. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Miedź Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła 8,914±3,084 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka 78 była ona najwyższa i wyniosła 142,030±17,630 µg•g-1s.m. W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka średnia zawartość miedzi była równa 34,651±10,989 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego żołądka 86,666±13,016 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami miedzi w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza żołądka (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością miedzi w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartością miedzi w tkankach sąsiadujących z guzem żołądka (p=0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 54 i przedstawiono w tabeli 44. Tabela 44. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,034 RAK ŻOŁĄDKA 180 mg•g-1s.m. 160 140 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 54. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). 79 W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość miedzi była najniższa i wyniosła 19,276±4,113 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego wyniosła ona 52,635±14,850 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego 74,389±15,195 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza jelita grubego osiągnęła najwyższą wartość, równą 129,605±21,281 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami miedzi w tkankach kontrolnych i oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością miedzi w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 55 i przedstawiono w tabeli 45. Tabela 45. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,031 <0,001 <0,001 <0,001 <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 80 RAK JELITA GRUBEGO 160 140 mg•g-1s.m. 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 55. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość miedzi była najniższa w tkankach kontrolnych nerki i wyniosła 17,069±4,362 µg•g-1s.m., zaś w tkankach guza nowotworowego nerki osiągnęła najwyższą wartość, równą 105,636±15,751 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością miedzi w tkankach sąsiadujących z guzem nerki, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach kontrolnych i oddalonych od guza nerki wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała ponadto istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością miedzi w tkankach guza nerki, a zawartościami miedzi w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nerki średnia zawartość miedzi wyniosła 73,139±14,961 µg•g-1s.m., a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki 84,758±13,255 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 56 i przedstawiono w tabeli 46. 81 Tabela 46. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,003 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK NERKI 140 mg•g-1s.m. 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 56. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa i wyniosła 5,349±1,883 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego była ona najwyższa i osiągnęła wartość 131,120±31,122 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością miedzi w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami miedzi w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza pęcherza moczowego stwierdzono istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Średnia zawartość miedzi w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego wyniosła 54,412±8,341 µg•g-1s.m., zaś w tkankach 82 guza nowotworowego pęcherza moczowego 95,741±14,962 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 57 i przedstawiono w tabeli 47. Tabela 47. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,027 <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,032 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 180 mg•g-1s.m. 160 140 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 57. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Żelazo Średnia zawartość żelaza była najniższa w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosła 166,325±34,005 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka średnia zawartość żelaza wyniosła 369,532±44,102 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 340,881±47,163 µg•g-1s.m., 83 natomiast w tkankach guza nowotworowego żołądka 323,696±68,132 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 58 i przedstawiono w tabeli 48. Tabela 48. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,003 <0,001 <0,001 RAK ŻOŁĄDKA 450 mg•g-1s.m. 400 350 300 250 200 150 100 50 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 58. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość żelaza wyniosła w tkankach kontrolnych jelita grubego 164,949±35,573 µg•g-1s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego 548,007±69,432 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego 727,330±63,709 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego jelita grubego 646,494±84,531 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami żelaza w tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością żelaza w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami żelaza w tkankach kontrolnych, 84 w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 59 i przedstawiono w tabeli 49. Tabela 49. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,028 <0,001 <0,001 <0,001 <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK JELITA GRUBEGO 900 mg•g-1s.m. 800 700 600 500 400 300 200 100 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 59. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych nerki była najniższa i wyniosła 634,257±109,027 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki (733,121±86,938 µg•g-1s.m.) i w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki (650,574±141,670 µg•g-1s.m.), średnie zawartości żelaza miały zbliżoną wartość. W tkankach guza nowotworowego nerki średnia zawartość żelaza była zdecydowanie najwyższa i wyniosła 1600,036±193,134 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych 85 porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach guza nerki, a zawartościami żelaza w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 60 i przedstawiono w tabeli 50. Tabela 50. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,012 TKANKI GUZA <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,022 <0,001 <0,001 mg•g-1s.m. RAK NERKI 2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400 200 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki sąsiadujące z guzem tkanki oddalone od guza tkanki guza Wykres 60. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa i wyniosła 95,352±27,981 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością żelaza w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami żelaza w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza 696,047±123,594 µg•g-1s.m., moczowego w średnia tkankach w 86 zawartość bezpośrednim żelaza była sąsiedztwie równa guza nowotworowego pęcherza moczowego 442,632±209,270 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego wartość ta była najwyższa i wyniosła 1354,767±199,583 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 61 i przedstawiono w tabeli 51. Tabela 51. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,020 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,030 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 1800 mg•g-1s.m. 1600 1400 1200 1000 800 600 400 200 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 61. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Kadm Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych żołądka była najwyższa i wyniosła 1,167±0,124 µg•g-1s.m. Pomiędzy zawartością kadmu w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami kadmu w tkankach sąsiadujących z guzem (p=0,001) i w tkankach guza żołądka (p<0,001) wykazano istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka średnia zawartość kadmu była równa 87 0,509±0,017 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 0,610±0,058 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego żołądka średnia zawartość tego metalu była najniższa i wyniosła 0,356±0,062 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 62 i przedstawiono w tabeli 52. Tabela 52. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,029 0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,008 RAK ŻOŁĄDKA 1,4 mg•g-1s.m. 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki sąsiadujące z guzem tkanki oddalone od guza tkanki guza Wykres 62. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość kadmu była najwyższa i wyniosła 1,357±0,122 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego średnia zawartość kadmu była równa 0,584±0,025 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego wartość ta wyniosła 0,815±0,065 µg•g-1s.m., a w tkankach guza -1 nowotworowego jelita grubego 0,541±0,030 µg•g s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie 88 różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach kontrolnych jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością kadmu w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami kadmu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 63 i przedstawiono w tabeli 53. Tabela 53. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI ODDALONE OD GUZA <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK JELITA GRUBEGO 1,6 1,4 mg•g-1s.m. 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 63. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych nerki była równa 31,160±2,758 µg•g-1s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki wyniosła 89 88,218±5,293 µg•g-1s.m., a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki osiągnęła najwyższą wartość, równą 112,417±9,418 µg•g-1s.m. W tkankach guza nowotworowego nerki średnia zawartość kadmu była najniższa i wyniosła 3,055±0,690 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach sąsiadujących z guzem nerki, a zawartościami kadmu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza nerki (p<0,001), a także pomiędzy zawartością kadmu w tkankach guza nerki, a zawartością tego metalu w tkankach oddalonych od guza nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 64 i przedstawiono w tabeli 54. Tabela 54. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK NERKI 140 mg•g-1s.m. 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 64. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). 90 Średnia zawartość kadmu była najwyższa w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego i wyniosła 1,930±0,075 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość kadmu była równa 0,815±0,044 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego 0,402±0,045 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego, wartość ta była najniższa i wyniosła 0,192±0,049 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością kadmu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami tego metalu w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 65 i przedstawiono w tabeli 55. Tabela 55. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 <0,001 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 2,5 mg•g-1s.m. 2 1,5 1 0,5 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 65. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). 91 Ołów Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła 10,557±3,275 µg•g-1s.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka była ona najwyższa – jej wartość 51,727±7,171 µg•g-1s.m. wyniosła W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka średnia zawartość ołowiu była równa 35,728±7,603 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego żołądka 28,265±8,188 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami ołowiu w tkankach oddalonych od guza, w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 66 i przedstawiono w tabeli 56. Tabela 56. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 <0,001 <0,001 RAK ŻOŁĄDKA 70 mg•g-1s.m. 60 50 40 30 20 10 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 66. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). 92 Średnia zawartość ołowiu była najniższa w tkankach kontrolnych jelita grubego i wyniosła 15,857±2,157 µg•g-1s.m. W tkankach jelita grubego pacjentów ze zdiagnozowanym nowotworem tego narządu, zawartość ołowiu była zdecydowanie wyższa: w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego wyniosła 45,090±9,343 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego 78,572±7,811 µg•g-1s.m., a w tkankach guza nowotworowego jelita grubego osiągnęła wartość 98,042±25,124 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego, a zawartościami ołowiu w tkankach kontrolnych i oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001), a także pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach kontrolnych, w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 67 i przedstawiono w tabeli 57. Tabela 57. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 93 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK JELITA GRUBEGO 140 mg•g-1s.m. 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 67. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość ołowiu osiągnęła najniższą wartość (22,783±3,402 µg•g-1s.m.) w tkankach kontrolnych nerki, z kolei wartość najwyższą (159,154±9,656 µg•g-1s.m.) w tkankach guza nowotworowego nerki. Pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach guza nerki, a zawartościami ołowiu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nerki średnia zawartość ołowiu była równa 92,425±11,232 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki wartość ta wyniosła 52,068±7,596 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 68 i przedstawiono w tabeli 58. Tabela 58. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI ODDALONE OD GUZA <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,013 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 94 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK NERKI 180 mg•g-1s.m. 160 140 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 68. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość ołowiu była zdecydowanie najniższa w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego i wyniosła 3,924±1,488 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach oddalonych od guza pęcherza moczowego osiągnęła ona wartość najwyższą, równą 152,985±15,296 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością ołowiu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami ołowiu w tkankach oddalonych i w tkankach sąsiadujących z guzem pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach sąsiadujących z guzem pęcherza moczowego, średnia zawartość ołowiu była równa 109,413±16,990 µg•g-1s.m., a w tkankach guza tego narządu 50,367±9,680 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 69 i przedstawiono w tabeli 59. Tabela 59. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 <0,001 0,027 TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,012 95 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 180 mg•g-1s.m. 160 140 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 69. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Nikiel Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła 11,409±3,445 µg•g-1s.m., w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka 58,065±7,189 µg•g-1s.m., w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 49,050±8,024 µg•g-1s.m., natomiast w tkankach guza nowotworowego żołądka 33,982±7,730 µg•g-1s.m. Analiza Post-hoc wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami niklu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza żołądka (p<0,001) oraz pomiędzy zawartością niklu w tkankach guza żołądka, a zawartościami tego metalu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 70 i przedstawiono w tabeli 60. Tabela 60. Średnia zawartość niklu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 <0,001 <0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI GUZA <0,001 96 RAK ŻOŁĄDKA 70 60 mg•g-1s.m. 50 40 30 20 10 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 70. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). W tkankach kontrolnych jelita grubego średnia zawartość niklu osiągnęła najniższą wartość, równą 14,718±3,216 µg•g-1s.m. W tkankach jelita grubego pacjentów ze zdiagnozowanym nowotworem tego narządu, zawartość niklu była zdecydowanie wyższa. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego średnia zawartość niklu wyniosła 104,538±10,042 µg•g-1s.m., zaś w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego osiągnęła wartość najwyższą, równą -1 163,028±13,049 µg•g s.m. Średnia zawartość niklu w tkankach guza nowotworowego jelita grubego była równa 120,756±21,733 µg•g-1s.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach sąsiadujących z guzem nowotworowym jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001). Pomiędzy zawartością niklu w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego, także stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 71 i przedstawiono w tabeli 61. 97 Tabela 61. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,023 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 mg•g-1s.m. RAK JELITA GRUBEGO 200 180 160 140 120 100 80 60 40 20 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 71. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Najniższą średnią zawartość niklu (23,219±3,786 µg•g-1s.m.) stwierdzono w tkankach kontrolnych nerki, z kolei najwyższą (207,747±25,714 µg•g-1s.m.) w tkankach guza nowotworowego nerki. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach guza nerki, a zawartościami niklu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki średnia zawartość niklu była równa 107,871±17,459 µg•g-1s.m., a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki wyniosła 98 122,665±10,992 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 72 i przedstawiono w tabeli 62. Tabela 62. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,007 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 0,002 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK NERKI 250 mg•g-1s.m. 200 150 100 50 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 72. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa, a jej wartość wyniosła 7,071±2,475 µg•g-1s.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością niklu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość 99 niklu była najwyższa i wyniosła 205,953±19,899 µg•g-1s.m. Średnia zawartość niklu w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego była niższa i wyniosła 100,899±28,228 µg•g-1s.m., z kolei w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego osiągnęła wartość 127,483±21,068 µg•g-1s.m. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 73 i przedstawiono w tabeli 63. Tabela 63. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,010 <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA 0,029 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 250 mg•g-1s.m. 200 150 100 50 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 73. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Rtęć Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych żołądka była najniższa i wyniosła 0,018±0,004 µg•g-1ś.m. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka (0,037±0,003 µg•g-1ś.m.), w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka (0,039±0,004 µg•g-1ś.m.) oraz w tkankach guza nowotworowego żołądka 100 (0,040±0,004 µg•g-1ś.m.), wartości te były podobne. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach kontrolnych żołądka, a zawartościami tego pierwiastka w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 74 i przedstawiono w tabeli 64. Tabela 64. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 <0,001 mg•g-1ś.m. RAK ŻOŁĄDKA 0,05 0,045 0,04 0,035 0,03 0,025 0,02 0,015 0,01 0,005 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 74. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1ś.m.). Średnia zawartość rtęci była najniższa w tkankach kontrolnych jelita grubego i wyniosła 0,020±0,004 µg•g-1ś.m. Pomiędzy zawartością rtęci w tkankach kontrolnych jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach oddalonych od guza (p=0,001), w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001), stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie. Średnia zawartość rtęci w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego była równa 0,059±0,006 µg•g-1ś.m., zaś w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego wyniosła 101 0,062±0,005 µg•g-1ś.m. Najwyższą średnią zawartość rtęci stwierdzono w tkankach guza nowotworowego jelita grubego – wyniosła ona 0,105±0,009 µg•g-1ś.m. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach guza jelita grubego, a zawartościami tego metalu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 75 i przedstawiono w tabeli 65. Tabela 65. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,001 <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 RAK JELITA GRUBEGO 0,12 mg•g-1ś.m. 0,1 0,08 0,06 0,04 0,02 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 75. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1ś.m.). W tkankach kontrolnych nerki średnia zawartość rtęci osiągnęła najniższą wartość, równą 0,035±0,003 µg•g-1ś.m. Pomiędzy zawartością rtęci w tkankach kontrolnych nerki, a zawartościami tego metalu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki, stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Średnie zawartości rtęci w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki 102 (0,205±0,006 µg•g-1ś.m.) i w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki (0,208±0,008 µg•g-1ś.m.) były podobne, natomiast w tkankach guza nowotworowego nerki średnia zawartość rtęci była równa 0,092±0,006 µg•g-1ś.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach guza nerki, a zawartościami tego metalu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 76 i przedstawiono w tabeli 66. Tabela 66. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 <0,001 0,010 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 RAK NERKI 0,25 mg•g-1ś.m. 0,2 0,15 0,1 0,05 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 76. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1ś.m.). Średnia zawartość rtęci była najniższa w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego i wyniosła 0,009±0,001 µg•g-1ś.m. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy zawartością rtęci w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a zawartościami tego pierwiastka 103 w tkankach oddalonych od guza (p=0,001) i w tkankach guza pęcherza moczowego (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego średnia zawartość rtęci wyniosła 0,117±0,007 µg•g-1ś.m., natomiast w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza pęcherza moczowego była ona równa 0,106±0,003 µg•g-1ś.m. Najwyższą zawartość rtęci (0,276±0,009 µg•g-1ś.m.) stwierdzono w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 77 i przedstawiono w tabeli 67. Tabela 67. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,024 0,040 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 0,3 mg•g-1ś.m. 0,25 0,2 0,15 0,1 0,05 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 77. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1ś.m.). 104 Zawartość glutationu zredukowanego i aktywność wybranych enzymów w badanych tkankach, z uwzględnieniem płci, wieku oraz stanu zdrowia pacjentów Tkanki zdrowe i nowotworowe kobiet i mężczyzn przyporządkowano do dwóch grup wiekowych: 20-50 lat (pacjenci młodsi) oraz 51-90 lat (pacjenci starsi). W celu sprawdzenia istotnych różnic w stężeniu glutationu i aktywności wybranych enzymów, zastosowano pomiędzy dwoma próbami (kobiety zdrowe i chore oraz mężczyźni zdrowi i chorzy) test U Manna-Whitney'a lub test T Studenta-Goseta. Stężenie glutationu zredukowanego Stężenie GSH u kobiet zdrowych mających 20-50 lat było najniższe i wyniosło 1,177±0,679 µM•mg-1białka. U kobiet chorych mających 20-50 lat stężenie GSH było równe 2,416±0,857 µM•mg-1białka. Analiza testem U Manna-Whitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach kobiet zdrowych a jego stężeniem w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych mających 51-90 lat stężenie GSH wyniosło 3,354±1,053 µM•mg-1białka, natomiast u kobiet chorych 6,576±0,903 µM•mg-1białka. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, stężenie GSH było niskie i wyniosło 2,571±0,829 µM•mg-1białka, z kolei u mężczyzn chorych, stężenie GSH było najwyższe – jego wartość wyniosła 21,090±4,305 µM•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach mężczyzn zdrowych, a jego stężeniem w tkankach mężczyzn chorych (p=0,001). Stężenie GSH u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosło 3,161±1,434 µM•mg-1białka. U mężczyzn chorych tej grupy wiekowej stężenie GSH było wyższe i wyniosło 11,263±2,998 µM•mg-1białka. Pomiędzy stężeniem GSH w tkankach mężczyzn chorych, a jego stężeniem w tkankach mężczyzn zdrowych stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 78. 105 STĘŻENIE GSH W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 30 mM • mg-1białka 25 20 ZDROWI 15 CHORZY 10 5 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 78. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µM•mg-1białka). Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej Aktywność SOD u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa i wyniosła 10,621±3,338 U•mg-1białka. U kobiet chorych tej grupy wiekowej aktywność SOD była równa 16,417±1,909 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach kobiet zdrowych, a jej aktywnością w tkankach kobiet chorych (p<0,001). W grupie kobiet zdrowych mających 51-90 lat aktywność SOD wyniosła 15,301±2,649 U•mg-1białka, natomiast u kobiet chorych 11,502±3,309 U•mg-1białka. W tej grupie wiekowej kobiet także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Aktywność SOD u mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat była równa 14,060±2,530 U•mg-1 białka, zaś u mężczyzn chorych z tej grupy wiekowej była niewiele niższa i wyniosła 11,855±3,485 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach mężczyzn zdrowych, a jej aktywnością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Aktywność SOD w grupie mężczyzn zdrowych w wieku 51-90 lat wyniosła 13,106±3,175 U•mg-1 białka, z kolei u mężczyzn chorych osiągnęła wartość 18,670±3,312 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością SOD u mężczyzn chorych, a jej aktywnością u mężczyzn zdrowych stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 79. 106 AKTYWNOŚĆ SOD W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 25 U•mg-1białka 20 15 ZDROWI CHORZY 10 5 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 79. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka). Aktywność peroksydazy glutationowej Aktywność peroksydazy glutationowej u kobiet zdrowych mających 20-50 lat była najniższa i wyniosła 0,010±<0,0012 U•mg-1białka, natomiast u kobiet chorych aktywność peroksydazy glutationowej wyniosła 0,039±0,009 U•mg-1 białka. Analiza testem U MannaWhitney’a wykazała istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach kobiet zdrowych, a jej aktywnością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych mających 51-90 lat aktywność GPx wyniosła 0,023±0,003 U•mg-1białka, natomiast u kobiet chorych 0,113±0,019 U•mg-1 białka. W tej grupie wiekowej kobiet stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy badanymi grupami (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, aktywność GPx była równa 0,014±0,002 U•mg-1 białka, z kolei u mężczyzn chorych aktywność GPx była najwyższa, a jej wartość równa 0,515±0,008 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach mężczyzn zdrowych, a jej aktywnością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Aktywność peroksydazy glutationowej u mężczyzn zdrowych starszej grupy wiekowej wyniosła 0,035±0,005 U•mg-1białka. U mężczyzn chorych w tym samym wieku aktywność GPx była znacznie wyższa i wyniosła 0,170±0,003 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością GPx u mężczyzn chorych, a jej aktywnością u mężczyzn zdrowych także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 80. 107 AKTYWNOŚĆ GPx W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 0,6 U • mg-1białka 0,5 0,4 ZDROWI 0,3 CHORZY 0,2 0,1 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 80. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka). Aktywność katalazy Aktywność CAT w tkankach kobiet zdrowych mających 20-50 lat wyniosła 0,430±0,024 U•mg-1białka. U kobiet chorych aktywność tego enzymu była najniższa i wyniosła 0,078±0,001 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach kobiet zdrowych, a jej aktywnością w tkankach kobiet chorych w tej grupie wiekowej (p<0,001). U kobiet zdrowych starszej grupy wiekowej aktywność CAT wyniosła 1,780±0,033 U•mg-1 białka, natomiast u kobiet chorych była ona niższa i osiągnęła wartość 1,402±0,010 U•mg-1białka. Także w tej grupie wiekowej kobiet stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). U mężczyzn zdrowych mających 20-50 lat, aktywność CAT była najwyższa w porównaniu z pozostałymi grupami i wyniosła 1,983±0,007 U•mg-1białka, z kolei u mężczyzn chorych z tej samej grupy wiekowej, aktywność CAT była dużo niższa, a jej wartość równa 0,766±0,037 U•mg-1białka. Test U Manna-Whitney’a wykazał istnienie różnicy wysoce istotnej statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach mężczyzn zdrowych, a jej aktywnością w tkankach mężczyzn chorych (p<0,001). Aktywność katalazy u mężczyzn zdrowych mających 51-90 lat wyniosła 1,358±0,025 U•mg-1białka, zaś u mężczyzn chorych była znacznie niższa i wyniosła 0,923±0,040 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością katalazy u mężczyzn chorych, a jej aktywnością u mężczyzn zdrowych także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 81. 108 AKTYWNOŚĆ CAT W ZALEŻNOŚCI OD PŁCI, WIEKU I STANU ZDROWIA PACJENTÓW 2,5 U•mg-1białka 2 1,5 ZDROWI CHORZY 1 0,5 0 K 20-50 K 51-90 M 20-50 M 51-90 Wykres 81. Aktywność katalazy w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka). Stężenie glutationu zredukowanego i aktywność wybranych antyoksydantów w tkankach zdrowych W tkankach narządów stanowiących drogi wchłaniania metali (przełyk, żołądek, jelito cienkie, jelito grube, skóra) oraz narządów mających tendencję do kumulacji metali (trzustka, wątroba, nerka, pęcherz moczowy), określono stężenie zredukowanego glutationu (GSH) i aktywność wybranych enzymów (SOD, CAT, GPx). Zastosowano parametryczną lub nieparametryczną analizę wariancji dla prób niezależnych, a po odrzuceniu hipotezy zerowej zastosowano wielokrotne porównania średnich rang lub analizę Post-hoc. Stężenie zredukowanego glutationu Stężenie zredukowanego glutationu było najwyższe w tkankach przełyku i wyniosło 5,535±0,969 µM•mg-1białka. W tkankach żołądka wartość ta była nieco niższa (4,490±0,964 µM•mg-1białka), podobnie jak w tkankach skóry, gdzie wyniosła ona (3,816±0,637 µM•mg-1białka). Stężenie GSH w tkankach jelita cienkiego było najniższe i wyniosło 0,955±0,350 µM•mg-1białka. W tkankach jelita grubego jego wartość była równa 1,373±0,477 µM•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach jelita cienkiego, a stężeniem GSH w tkankach przełyku i żołądka (p<0,001) oraz pomiędzy stężeniem GSH w tkankach jelita grubego, a jego stężeniem w tkankach przełyku i żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 82 i przedstawiono w tabeli 68. 109 Tabela 68. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK ŻOŁĄDEK SKÓRA JELITO CIENKIE <0,001 <0,001 0,007 JELITO GRUBE <0,001 <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 7 mM•mg-1białka 6 5 4 3 2 1 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 82. Stężenie glutationu zredukowanego w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µM•mg-1białka). Stężenie GSH wyniosło w tkankach trzustki 2,636±0,707 µM•mg-1białka. W tkankach wątroby jego wartość była niższa i wyniosła 1,542±0,420 µM•mg-1białka, z kolei w tkankach nerki najniższa i równa 1,238±0,328 µM•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach trzustki, a stężeniem GSH w tkankach nerki (p<0,001). Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach pęcherza moczowego było najwyższe, a jego wartość wyniosła 6,920±0,962 µM•mg-1białka. Pomiędzy stężeniem GSH w tkankach pęcherza moczowego, a jego stężeniem w tkankach wątroby i nerki także stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 83 i przedstawiono w tabeli 69. 110 Tabela 69. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 WĄTROBA NERKA TRZUSTKA 0,010 <0,001 PĘCHERZ MOCZOWY <0,001 <0,001 TRZUSTKA 0,020 NARZĄDY KUMULUJĄCE 9 8 mM•mg-1białka 7 6 5 4 3 2 1 0 trzustka wątroba nerka pęcherz moczowy Wykres 83. Stężenie glutationu zredukowanego w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µM•mg-1białka). Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej Aktywność SOD w tkankach przełyku wyniosła 11,092±1,147 U•mg-1białka. W tkankach żołądka była dwukrotnie niższa – wyniosła 5,160±1,362 U•mg-1białka, a w tkankach jelita cienkiego najniższa – jej wartość była równa 1,390±0,539 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością SOD w tkankach przełyku, a aktywnością tego enzymu w tkankach jelita cienkiego wystąpiła różnica wysoce istotna statystycznie (p<0,001). W tkankach jelita grubego aktywność SOD miała wartość 5,881±1,519 U•mg-1białka, natomiast w tkankach skóry była ona najwyższa i wyniosła 37,174±1,966 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach skóry, a aktywnością tego enzymu w tkankach żołądka, jelita cienkiego (p<0,001) i jelita grubego (p=0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 84 i przedstawiono w tabeli 70. 111 Tabela 70. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK JELITO CIENKIE SKÓRA ŻOŁĄDEK 0,005 0,007 <0,001 JELITO CIENKIE <0,001 JELITO GRUBE 0,007 <0,001 0,001 0,001 DROGI WCHŁANIANIA 45 40 U•mg-1białka 35 30 25 20 15 10 5 0 przełyk żołądek jelito cienkie skóra jelito grube Wykres 84. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (U•mg-1białka). W tkankach trzustki aktywność SOD wyniosła 13,047±2,320 U•mg-1 białka. Najniższą aktywność tego enzymu stwierdzono w tkankach nerki – była ona równa 6,117±1,575 U•mg-1białka. W tkankach wątroby aktywność SOD osiągnęła wysoką wartość, równą 28,991±3,943 U•mg-1białka. Ponadto analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach wątroby, a aktywnością tego enzymu w tkankach trzustki (p=0,001) i nerki (p<0,001). Aktywność SOD w tkankach pęcherza moczowego była najwyższa i wyniosła 30,830±4,063 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością SOD w tkankach pęcherza moczowego, a aktywnością SOD w tkankach trzustki i nerki także stwierdzono występowanie różnicy wysoce istotnej statystycznie (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 85 i przedstawiono w tabeli 71. 112 Tabela 71. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 WĄTROBA NERKA PĘCHERZ MOCZOWY TRZUSTKA 0,001 0,039 <0,001 NERKA <0,001 <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 40 35 U • mg-1białka 30 25 20 15 10 5 0 wątroba trzustka pęcherz moczowy nerka Wykres 85. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w narządach mających tendencję do kumulacji metali (U•mg-1białka). Aktywność peroksydazy glutationowej Aktywność GPx w tkankach przełyku była najwyższa – jej wartość wyniosła 0,036±0,004 U•mg-1białka. Aktywności tego enzymu w tkankach żołądka (0,013±0,002 U•mg-1białka), jelita cienkiego (0,013±0,004 U•mg-1białka) i jelita grubego (0,012±0,001 U•mg-1białka) miały podobną wartość. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach przełyku, a aktywnością tego enzymu w tkankach żołądka, jelita cienkiego i jelita grubego (p<0,001). W tkankach skóry aktywność GPx była równa 0,028±0,001 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 86 i przedstawiono w tabeli 72. 113 Tabela 72. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 ŻOŁĄDEK JELITO CIENKIE JELITO GRUBE PRZEŁYK <0,001 <0,001 <0,001 0,010 0,003 SKÓRA DROGI WCHŁANIANIA 0,045 0,04 U•mg-1białka 0,035 0,03 0,025 0,02 0,015 0,01 0,005 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 86. Aktywność peroksydazy glutationowej w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (U•mg-1białka). Aktywność GPx w tkankach trzustki wyniosła 0,023±0,004 U•mg-1białka, w tkankach wątroby 0,014±0,005 U•mg-1białka, a w tkankach nerki 0,021±0,007 U•mg-1 białka. W tkankach pęcherza moczowego aktywność GPx była zdecydowanie najwyższa i wyniosła 0,089±0,004 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach pęcherza moczowego, a aktywnością GPx w tkankach trzustki, wątroby i nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 87 i przedstawiono w tabeli 73. 114 Tabela 73. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TRZUSTKA WĄTROBA 0,005 PĘCHERZ MOCZOWY <0,001 WĄTROBA NERKA 0,044 <0,001 <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 0,1 U•mg-1białka 0,09 0,08 0,07 0,06 0,05 0,04 0,03 0,02 0,01 0 wątroba trzustka pęcherz moczowy nerka Wykres 87. Aktywność peroksydazy glutationowej w narządach mających tendencję do kumulacji metali (U•mg-1białka). Aktywność katalazy Aktywność CAT w tkankach przełyku wyniosła 2,149±0,474 U•mg-1białka. W tkankach żołądka była ona najwyższa i osiągnęła wartość 2,866±0,377 U•mg-1białka, a w tkankach jelita cienkiego 1,208±0,066 U•mg-1białka. Aktywność CAT w tkankach jelita grubego była najniższa i wyniosła 0,456±0,026 U•mg-1białka. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach żołądka, a aktywnością tego enzymu w tkankach jelita cienkiego (p<0,001) oraz pomiędzy aktywnością CAT w tkankach jelita grubego, a jej aktywnością w tkankach przełyku, żołądka i skóry (p<0,001). W tkankach skóry aktywność enzymatyczna katalazy była podobna jak w tkankach żołądka i wyniosła 2,615±0,401 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 88 i przedstawiono w tabeli 74. 115 Tabela 74. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 PRZEŁYK ŻOŁĄDEK SKÓRA JELITO CIENKIE 0,048 <0,001 0,012 JELITO GRUBE <0,001 <0,001 <0,001 DROGI WCHŁANIANIA 3,5 U•mg-1białka 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 przełyk żołądek jelito cienkie jelito grube skóra Wykres 88. Aktywność katalazy w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (U•mg-1białka). Aktywności CAT w tkankach trzustki (0,784±0,057 U•mg-1białka) i w tkankach wątroby (0,757±0,057 U•mg-1białka) osiągnęły zbliżone wartości. Podobna sytuacja wystąpiła w przypadku aktywności katalazy w tkankach nerki, gdzie wyniosła ona 1,780±0,034 U•mg-1białka oraz w tkankach pęcherza moczowego, w których wyniosła 1,758±0,049 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością katalazy w tkankach trzustki, a aktywnością tego enzymu w tkankach nerki i pęcherza moczowego (p<0,001) oraz pomiędzy aktywnością katalazy w tkankach wątroby, a aktywnością tego enzymu w tkankach nerki i pęcherza moczowego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 89 i przedstawiono w tabeli 75. 116 Tabela 75. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 NERKA PĘCHERZ MOCZOWY TRZUSTKA <0,001 <0,001 WĄTROBA <0,001 <0,001 NARZĄDY KUMULUJĄCE 2 U•mg-1białka 1,8 1,6 1,4 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 trzustka wątroba nerka pęcherz moczowy Wykres 89. Aktywność katalazy w narządach mających tendencję do kumulacji metali (U•mg-1białka). Stężenie glutationu zredukowanego i aktywność wybranych antyoksydantów w tkankach nowotworowych W tkankach narządów objętych procesem nowotworowym (żołądek, jelito grube, nerka, pęcherz moczowy), pobranych z trzech różnych miejsc (tkanki guza, tkanki otaczające guz, tkanki oddalone od guza) oraz w odpowiadających im tkankach narządów kontrolnych, określono stężenie zredukowanego glutationu (GSH) i aktywność wybranych enzymów (SOD, CAT, GPx). Zastosowano parametryczną lub nieparametryczną analizę wariancji dla prób niezależnych, a po odrzuceniu hipotezy zerowej zastosowano wielokrotne porównania średnich rang lub analizę Post-hoc. Stężenie zredukowanego glutationu Stężenie GSH było najniższe w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosło 4,490±0,964 µM•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy stężeniem glutationu w tkankach kontrolnych żołądka, a jego stężeniem w tkankach sąsiadujących z guzem (p=0,001) 117 i w tkankach guza żołądka (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka stężenie GSH było równe 7,932±0,267 µM•mg-1białka, w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka 23,693±5,811 µM•mg-1białka, natomiast w tkankach guza nowotworowego żołądka stężenie GSH osiągnęło wartość najwyższą, równą 46,746±8,173 µM•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 90 i przedstawiono w tabeli 76. Tabela 76. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,001 TKANKI GUZA <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,033 RAK ŻOŁĄDKA 60 mM•mg-1białka 50 40 30 20 10 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 90. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µM•mg-1białka). Wartość stężenia GSH w tkankach kontrolnych jelita grubego była równa 1,373±0,477 µM•mg-1białka, zaś w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego 1,795±0,639 µM•mg-1białka. Pomiędzy stężeniem GSH w tkankach kontrolnych jelita grubego, a jego stężeniem w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie (p<0,001). 118 Ponadto, wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach oddalonych od guza jelita grubego, a stężeniem GSH w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza jelita grubego (p<0,001). Stężenie GSH w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego 3,462±0,886 µM•mg-1białka, z kolei w tkankach guza jelita grubego wyniosło nowotworowego jelita grubego 3,794±0,910 µM•mg-1białka. było Omówione ono najwyższe wyniki i zilustrowano osiągnęło na wartość wykresie 91 i przedstawiono w tabeli 77. Tabela 77. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 mM•mg-1białka RAK JELITA GRUBEGO 5 4,5 4 3,5 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 91. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µM•mg-1białka). Stężenie GSH w tkankach kontrolnych nerki wyniosło 1,238±0,328 µM•mg-1białka, w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki 3,424±0,906 µM•mg-1białka, w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nerki 4,933±1,047 µM•mg-1białka, z kolei 119 w tkankach nowotworowego guza nerki było najwyższe i osiągnęło wartość 5,549±0,716 µM•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy stężeniem GSH w tkankach guza nerki, a jego stężeniem w tkankach kontrolnych i oddalonych od guza nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 92 i przedstawiono w tabeli 78. Tabela 78. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,010 <0,001 <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA <0,001 RAK NERKI 7 mM•mg-1białka 6 5 4 3 2 1 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 92. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µM•mg-1białka). Stężenie GSH w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego wyniosło 6,920±0,962 µM•mg-1białka, z kolei w tkankach oddalonych od guza pęcherza moczowego było nieznacznie wyższe i osiągnęło wartość 7,137±0,817 µM•mg-1białka. W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego stężenie GSH 120 wyniosło 5,645±0,741 µM•mg-1 białka, a w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego 6,389±0,910 µM•mg-1 białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 93. RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 9 mM•mg-1białka 8 7 6 5 4 3 2 1 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki sąsiadujące z guzem tkanki oddalone od guza tkanki guza Wykres 93. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µM•mg-1białka). Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej Aktywności SOD w tkankach kontrolnych żołądka (5,160±1,362 U•mg-1białka), w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka (4,375±0,760 U•mg-1białka) oraz w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka (4,848±1,525 U•mg-1białka) były zbliżone. W tkankach guza żołądka aktywność SOD była zdecydowanie najwyższa i osiągnęła wartość 42,886±4,957 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach guza żołądka, a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych i w tkankach sąsiadujących z guzem żołądka (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 94 i przedstawiono w tabeli 79. Tabela 79. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA <0,001 0,013 <0,001 121 RAK ŻOŁĄDKA 60 U•mg-1białka 50 40 30 20 10 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 94. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (U•mg-1białka). Aktywność SOD w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa 5,881±1,519 U•mg-1białka, w tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego wyniosła 7,417±1,958 U•mg-1białka, a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza jelita grubego osiągnęła najwyższą wartość, równą 11,354±1,881 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością SOD w tkankach kontrolnych jelita grubego, a aktywnością tego enzymu w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego wystąpiła różnica wysoce istotna statystycznie (p<0,001). W tkankach guza nowotworowego jelita grubego aktywność SOD była najniższa i wyniosła 2,223±0,671 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach guza jelita grubego, a aktywnością tego enzymu w tkankach oddalonych od guza i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 95 i przedstawiono w tabeli 80. 122 Tabela 80. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 0,014 TKANKI GUZA 0,003 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 RAK JELITA GRUBEGO 14 U•mg-1białka 12 10 8 6 4 2 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od tkanki sąsiadujące z guza guzem tkanki guza Wykres 95. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka). Aktywności enzymatyczne SOD były zbliżone w tkankach kontrolnych nerki (6,117±1,575 U•mg-1 białka), w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki (6,658±1,566 U•mg-1 białka) oraz w tkankach guza nowotworowego nerki (7,412±1,815 U•mg-1białka). Najwyższą aktywność SOD stwierdzono w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki, w których osiągnęła ona wartość 11,410±2,003 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością SOD w tkankach sąsiadujących z guzem nerki, a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach guza nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 96 i przedstawiono w tabeli 81. 123 Tabela 81. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 <0,001 RAK NERKI 16 U•mg-1białka 14 12 10 8 6 4 2 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 96. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (U•mg-1białka). Aktywność SOD była najniższa w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego i wyniosła 30,830±4,063 U•mg-1białka. Stwierdzono występowanie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a jego aktywnością w tkankach sąsiadujących z guzem (p<0,001) i w tkankach guza pęcherza moczowego (p=0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego aktywność SOD osiągnęła wartość 41,166±5,970 U•mg-1białka, w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego 63,235±10,068 U•mg-1białka, natomiast w tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego 52,008±5,330 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 97 i przedstawiono w tabeli 82. 124 Tabela 82. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,001 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 80 U•mg-1białka 70 60 50 40 30 20 10 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 97. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka). Aktywność peroksydazy glutationowej Aktywność GPx była najniższa w tkankach kontrolnych żołądka i wyniosła 0,013±0,002 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach kontrolnych żołądka, a aktywnością tego enzymu w tkankach sąsiadujących z guzem (p=0,001) i w tkankach guza żołądka (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka aktywność tego enzymu wyniosła 0,019±0,006 U•mg-1białka, a w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka była znacznie wyższa, a jej wartość równa 0,392±0,036 U•mg-1białka. Najwyższą aktywność GPx stwierdzono w tkankach guza nowotworowego żołądka, gdzie osiągnęła ona wartość 0,657±0,064 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 98 i przedstawiono w tabeli 83. 125 Tabela 83. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,001 TKANKI GUZA <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,021 0,028 RAK ŻOŁĄDKA 0,8 U•mg-1białka 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 98. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (U•mg-1białka). Aktywność GPx w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa i wyniosła 0,012±0,001 U•mg-1białka. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego jelita grubego jej wartość była równa 0,014±0,004 U•mg-1białka, w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego 0,070±0,006 U•mg-1białka, zaś w tkankach guza nowotworowego jelita grubego aktywność GPx była najwyższa i osiągnęła wartość 0,092±0,004 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach guza jelita grubego, a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza jelita grubego (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 99 i przedstawiono w tabeli 84. 126 Tabela 84. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 0,003 TKANKI GUZA <0,001 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,039 RAK JELITA GRUBEGO 0,12 U•mg-1białka 0,1 0,08 0,06 0,04 0,02 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 99. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka). Aktywność GPx w tkankach kontrolnych nerki była najniższa i wyniosła 0,021±0,007 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością GPx w tkankach kontrolnych nerki, a jej aktywnością w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza nerki wystąpiły różnice wysoce istotne statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki aktywność enzymu była równa 0,028±0,004 U•mg-1białka, z kolei w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki była ona najwyższa i osiągnęła wartość 0,206±0,014 U•mg-1białka. W tkankach guza nowotworowego nerki aktywność GPx wyniosła 0,123±0,010 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 100 i przedstawiono w tabeli 85. 127 Tabela 85. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 0,010 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,035 RAK NERKI 0,25 U•mg-1białka 0,2 0,15 0,1 0,05 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 100. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (U•mg-1białka). Aktywność GPx w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego była najniższa i wyniosła 0,021±0,007 U•mg-1białka. Pomiędzy aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego, a jego aktywnością w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza pęcherza moczowego wystąpiły różnice wysoce istotne statystycznie (p<0,001). W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego aktywność enzymu była równa 0,028±0,004 U•mg-1białka, z kolei w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego była ona najwyższa i osiągnęła wartość 0,206±0,014 U•mg-1białka. W tkankach guza pęcherza moczowego aktywność GPx wyniosła 0,123±0,010 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 101 i przedstawiono w tabeli 86. 128 Tabela 86. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA <0,001 0,010 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,035 U•mg-1białka RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 0,1 0,09 0,08 0,07 0,06 0,05 0,04 0,03 0,02 0,01 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 101. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka). Aktywność katalazy Aktywność enzymatyczna CAT w tkankach kontrolnych żołądka wyniosła 2,866±0,377 U•mg-1 białka, natomiast w tkankach oddalonych od guza nowotworowego żołądka osiągnęła wartość 4,577±0,049 U•mg-1białka. Najniższą wartość stwierdzono w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego żołądka – wyniosła ona 0,541±0,044 U•mg-1białka. Różnica pomiędzy aktywnością katalazy w tkankach sąsiadujących z guzem, a jej aktywnością w tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza żołądka była wysoce istotna statystycznie (p<0,001). W tkankach guza nowotworowego żołądka, stwierdzono równie niewielką aktywność CAT, wynoszącą 0,883±0,036 U•mg-1białka. Omówione wyniki i przedstawiono w tabeli 87. 129 zilustrowano na wykresie 102 Tabela 87. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ZDROWE (KONTROLA) TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 <0,001 TKANKI GUZA 0,005 0,021 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM 0,028 U•mg-1białka RAK ŻOŁĄDKA 5 4,5 4 3,5 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 102. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (U•mg-1białka). Aktywność CAT w tkankach kontrolnych jelita grubego była najniższa i wyniosła 0,456±0,026 U•mg-1białka, z kolei w tkankach oddalonych od guza jelita grubego aktywność tego enzymu była najwyższa i osiągnęła wartość 0,811±0,055 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach oddalonych od guza jelita grubego, a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych i w tkankach sąsiadujących z guzem jelita grubego (p<0,001). W tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego jelita grubego aktywność CAT była niższa i wyniosła 0,674±0,034 U•mg-1białka, natomiast w tkankach guza nowotworowego jelita grubego była równa 0,746±0,051 U•mg-1białka. Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 103 i przedstawiono w tabeli 88. 130 Tabela 88. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,020 <0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM <0,001 0,041 U•mg-1białka RAK JELITA GRUBEGO 1 0,9 0,8 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 103. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka). W tkankach kontrolnych nerki aktywność katalazy osiągnęła wartość -1 1,780±0,034 U•mg białka, w tkankach oddalonych od guza nowotworowego nerki 1,645±0,045 U•mg-1białka, w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego nerki 1,306±0,083 U•mg-1białka, natomiast w tkankach guza nowotworowego nerki wyniosła ona 1,454±0,099 U•mg-1białka. Wielokrotne porównania średnich rang wykazały istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach sąsiadujących z guzem nerki, a aktywnością tego enzymu w tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza nerki (p<0,001). Różnice wysoce istotne statystycznie stwierdzono także pomiędzy aktywnością CAT w tkankach kontrolnych nerki, a jej aktywnością w tkankach guza nerki (p<0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 104 i przedstawiono w tabeli 89. 131 Tabela 89. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) 0,039 <0,001 <0,001 TKANKI ODDALONE OD GUZA <0,001 U•mg-1białka RAK NERKI 2 1,8 1,6 1,4 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 104. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (U•mg-1białka). W tkankach kontrolnych pęcherza moczowego aktywność CAT wyniosła 1,758±0,049 U•mg-1białka. W tkankach oddalonych od guza nowotworowego pęcherza moczowego aktywność CAT była najwyższa i wyniosła 2,289±0,215 U•mg-1białka, z kolei w tkankach w bezpośrednim sąsiedztwie guza nowotworowego pęcherza moczowego była ona najniższa i osiągnęła wartość 0,413±0,056 U•mg-1białka. Różnica pomiędzy aktywnością CAT w tkankach sąsiadujących z guzem, a jej aktywnością w tkankach kontrolnych i w tkankach oddalonych od guza pęcherza moczowego była wysoce istotna statystycznie (p<0,001). W tkankach guza nowotworowego pęcherza moczowego aktywność katalazy wyniosła 0,564±0,036 U•mg-1białka. Analiza wielokrotnych porównań średnich rang wykazała istnienie różnic wysoce istotnych statystycznie pomiędzy aktywnością CAT w tkankach guza pęcherza moczowego, a aktywnością tego enzymu 132 w tkankach oddalonych od guza pęcherza moczowego (p=0,001). Omówione wyniki zilustrowano na wykresie 105 i przedstawiono w tabeli 90. Tabela 90. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Test KW p<0,001 TKANKI SĄSIADUJĄCE Z GUZEM TKANKI GUZA TKANKI ZDROWE (KONTROLA) <0,001 0,042 TKANKI ODDALONE OD GUZA <0,001 0,001 RAK PĘCHERZA MOCZOWEGO 3 U•mg-1białka 2,5 2 1,5 1 0,5 0 tkanki zdrowe (kontrola) tkanki oddalone od guza tkanki sąsiadujące z guzem tkanki guza Wykres 105. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka). 133 Dyskusja Badania z 2010 roku wykazały, że tkanki zdrowe mają wyższą zawartość sodu, niż tkanki nowotworowe. Z przeprowadzonych w niniejszej pracy badań wynika, że tkanki nowotworowe mają znacznie wyższy poziom sodu, w porównaniu do zawartości tego pierwiastka w tkankach osób zdrowych. Przełyk jest narządem nie zaangażowanym w czynną absorpcję elektrolitów (Lachowicz, 1994), dlatego otrzymane wyniki wskazują na niską zawartość sodu w jego śluzówce. W tkankach żołądka występuje Na-K-ATPaza (Kobayashi i in., 2003) odpowiedzialna za transport sodu i potasu. Zawartość sodu w tkankach żołądka jest zbliżona do jego zawartości w przełyku. Jony Na+ dyfundują do wnętrza lub na zewnątrz jelita cienkiego, zależnie od gradientu stężenia. Są one aktywnie absorbowane przez jelito cienkie, ponieważ błona komórkowa od strony boczno-podstawnej zawiera pompę sodowopotasową (Na-K-ATPazę), dzięki czemu jony Na+ uczestniczą w absorpcji glukozy, niektórych aminokwasów i innych substancji (Lachowicz, 1994). Wchłanianie sodu w dwunastnicy i w jelicie czczym następuje głównie przez pory wraz z prądem wody podążającej za substancjami aktywnie wchłanianymi przez enterocyty, w celu wyrównania gradientu osmotycznego. W jelicie krętym, gdzie średnica porów jest mniejsza, sód przenika przez komórki nabłonka dzięki czynnemu transportowi. Wchłanianie substancji organicznych wzmaga insorpcję sodu, co można tłumaczyć nie tylko wspólnym dla nich układem przenośników, ale także tym, że aktywny transport tych substancji wytwarza odpowiedni gradient osmotyczny, dla którego wyrównania woda wnika wskutek osmozy do enterocytu, porywając swoim strumieniem jony sodowe (Konturek, 1990). W nabłonku okrężnicy kanały sodowe są z reguły czynnikiem ograniczającym szybkość wchłaniania sodu (Bergann i in., 2009). Błona komórkowa od strony światła jelita grubego, jest przepuszczalna dla jonów sodowych (Lachowicz, 1994). W ludzkiej skórze także występują pompy sodowe (Yamazaki, 1975), jednak zawartość sodu w tkankach skóry jest stosunkowo niska. W mitochondriach wątroby szczura istnieje antyport Na+/H+ (Rosen i Futai, 1980). Stwierdzono, że zawartości sodu w ludzkiej trzustce i wątrobie są zbliżone. Wiele związków wzbogaconych sodem, ma korzystny wpływ na stan i funkcjonowanie wątroby. Sibogluconat sodu hamuje replikację wirusa typu C wątroby, z kolei prawastatyna sodu indukuje syntezę kwasów tłuszczowych w hepatocytach wątroby szczura (Yeh i in., 2003; 134 Fujioka i in., 1997). Wykazano także, że maślan sodu zmniejsza prawdopodobieństwo inwazji i tworzenia przerzutów w ludzkich komórkach raka wątroby (Kaneko i in., 2004), a w wątrobie szczura i w ludzkich komórkach wątroby HuH-7, stwierdzono ekspresję i właściwości regulacyjne chlorku sodowo-potasowego (Schliess i in., 2002). Jodek sodu ujawnia się z kolei w przednowotworowych etapach raka wątroby i ludzkich drogach żółciowych (Liu i in., 2007), a pirosiarczyn sodu (Na2S2O5) jest używany jako przeciwutleniacz i środek przeciwbakteryjny. W wątrobie i nerkach szczurów wykazuje prooksydacyjne działanie (Elmasi i in., 2005). W tkankach pęcherza moczowego występują kanały sodowe (Araki i in., 2004) dla jonów Na+. Wysoką zawartość sodu stwierdzono w zdrowych tkankach nerek, gdyż to właśnie one odpowiadają za usuwanie nadmiaru tego pierwiastka z organizmu. Badania Stawarza i in. (2011) wykazały, że w tkankach kontrolnych żołądka jest znacznie mniej sodu niż w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza. W przypadku jelita grubego tkanki kontrolne mają niższą średnią zawartość sodu, niż tkanki otaczające guz i tkanki guza jelita grubego, jednak badania Stawarza i in. (2011) sygnalizują, że to właśnie tkanki kontrolne mają najwyższą zawartość sodu, zaś tkanki sąsiadujące z guzem jelita grubego i tkanki guza mają o wiele niższą zawartość tego pierwiastka (Stawarz i in., 2011). Fakt ten może świadczyć o ochronnym działaniu sodu w procesie nowotworzenia, a naukowcy wiążą te nadzieje głównie z selenitem i butyratem sodu. Selenit sodu (Se) hamuje wzrost i rozmnażanie komórek raka okrężnicy. Nieobecność białka p53 w złośliwym raku okrężnicy, zmniejsza jego wrażliwość na stres oksydacyjny i uszkodzenia DNA, które przypuszczalnie pochodzą od Se, ale nie dostarczają kompletnej odporności na indukowane selenitem sodu zahamowanie cyklu komórkowego (Králová i in., 2009). Wykazano także hamujący efekt butyratu sodu, co daje szanse na rozwój nowych terapii zmierzających do zapobiegania metastazie gruczolakoraków okrężnicy (Dang i in., 1995). Maślan sodu (NaBT) obecny w jelitach wraz z niezwiązanymi kwasami żółciowymi, które są promotorami guzów okrężnicy, korzystnie wpływa na równowagę prooksydacyjno-antyoksydacyjną w zdrowej okrężnicy, silnie hamując ekspresję cytokin (McMillan i in., 2000; Hamer i in., 2009; Andoh i in., 2000), a także indukując różnicowanie i apoptozę w niektórych komórkach jelita grubego. Apoptoza komórek raka jelita grubego zostaje zwiększona, poprzez aktywację kaspazy-9 i kaspazy-3 (Hernandez i in., 2001; Wang i in., 2002) i jest w stanie powstrzymać wzrost komórek rakowych (Iacomino i in., 2001). Inny związek, nitroprusydek sodu, hamuje proliferację i syntezę 135 putrescyny w ludzkich komórkach raka okrężnicy (Blachier i in., 1996), podobnie jak suramin sodu (Reynolds i in., 1998). Na bazie sodu został także opracowany lek przeciwnowotworowy na raka okrężnicy o nazwie Brequinar sodu (Shen i in., 1988). W nerkach, podobnie jak w żołądku, tkanki kontrolne mają wyższy poziom sodu, niż tkanki otaczające guz i tkanki guza nerki. W pęcherzu moczowym występuje podobna sytuacja, jak w jelicie grubym: poziom sodu w tkankach kontrolnych jest niższy, niż w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza pęcherza moczowego. Beraprost sodu poprawia zaburzenia czynności nerek i jest prawdopodobnie skutecznym środkiem w leczeniu kłębuszkowego zapalenia nerek u ludzi (Yamada i in., 2002), natomiast strategią w leczeniu chorych na raka pęcherza moczowego może być maślan sodu (Miyake i in., 2001). Stwierdzono, że zawartość potasu jest dużo wyższa w tkankach nowotworowych niż w tkankach zdrowych. Przełyk charakteryzuje się niską średnią zawartością potasu. Najwyższe zawartości potasu stwierdzono w tkankach żołądka. W górnej części jelita cienkiego zawartość potasu, pochodzenia głównie pokarmowego, jest wyższa niż w surowicy krwi, co sprzyja jego wchłanianiu. Ludzkie jelito grube ma zdolność do uwalniania jonów potasu, a zwiększone ich uwalnianie jest cechą wielu chorób biegunkowych (Sandle i Hunter, 2010). W górnej warstwie naskórka poziom potasu jest najniższy (Denda i in., 2000), a jego zawartość w skórze z reguły jest bardzo niska. W porównaniu do zawartości potasu w tkankach trzustki i wątroby średnia zawartość tego pierwiastka w tkankach nerki osiągnęła bardzo wysoki poziom. W nerkach szczurów gastryna przy współudziale z CCKB receptorami zwiększa reabsorpcję potasu i zmniejsza wchłanianie sodu (zahamowanie działalności Na-K-ATPazy) (Von Schrenck i in., 2000). W ludzkich komórkach mięśni gładkich pęcherza moczowego także istnieją kanały K+ zależne od wapnia, które prawdopodobnie odgrywają rolę przy niedokrwieniu i w fizjologicznym ruchu mięśni (Kajioka i in., 2011; Kajioka i in., 2009; Trivedi i in., 1995). Dzięki obecności tych kanałów, możliwy jest napływ jonów potasowych do komórek pęcherza moczowego. Stwierdzono, że poziom potasu jest wyższy w tkankach kontrolnych żołądka, niż w tkankach sąsiadujących z guzem i w tkankach guza żołądka. Podobne wyniki uzyskali Bhuloka i in. (2003) oraz Stawarz i in. (2011). Otrzymane wyniki mogą mieć związek z obecnością kanałów potasowych w komórkach żołądka. Kanały potasowe (KCh) są najbardziej wszechobecną klasą kanałów jonowych. Dużo danych sugeruje, że KCh mają 136 znaczenie w rozwoju cyklu komórkowego, a komórki wymagają KCh aby się dzielić. W ten sposób kanały zostały wykryte w kilku guzach i komórkach rakowych. Funkcja kanałów potasowych nie jest bezpośrednią przyczyną raka, jednak są one zaangażowane w jego postęp i patologię (Felipe i in., 2006). Szczególnie kanał potasowy o nazwie VGKCs wykazuje nadmierną ekspresję w komórkach guzów nowotworowych (Pardo i in., 2005). Istnieją także dowody na istnienie związku pomiędzy kanałami potasowymi i rozwijającym się rakiem żołądka, ponieważ w raku tym często występuje i ujawnia się aktywność kanału potasowego EAG1, który odgrywa ważną rolę w rozmnażaniu żołądkowych komórek raka (Ding i in., 2007). W jelicie grubym większą średnią zawartością potasu charakteryzują się tkanki guza i tkanki przylegające do guza niż tkanki kontrolne. Można przypuszczać, że w przypadku transformacji nowotworowej w jelicie grubym, kanały potasowe także odgrywają dużą rolę. W przypadku nerek poziom potasu jest niższy w tkankach guza nowotworowego niż w tkankach kontrolnych. Ostatnie doniesienia sugerują, że cytrynian potasu zmniejsza ryzyko powstawania kamieni nerkowych w trakcie i po podróżach kosmicznych (Whitson i in., 2009), a w raku jasnokomórkowym nerki kanały potasowe EAG1, EAG2 i HERG wykazują zróżnicowaną ekspresję (EAG1 i EAG2 wykazują nadekspresję) (Wadhwa i in., 2007; Wadhwa i in., 2009). Absorpcja wapnia zależy w dużym stopniu od zapotrzebowania ustroju, w związku z czym jest ona wzmożona w młodym wieku oraz w ciąży. Czynnikiem bezpośrednio regulującym zdolność resorpcyjną enterocytów jest stężenie wapnia w osoczu krwi (Konturek, 1990; Ghishan i in., 1989), a aktywny transport jonów Ca2+ występuje w górnym odcinku światła jelita cienkiego i tam też występuje niewielka absorpcja wapnia zachodząca drogą dyfuzji biernej. Wchłanianie tego pierwiastka zwiększa się w przypadku niedoboru jonów Ca2+, a zmniejsza się, gdy występuje ich nadmiar. Jest ono również ułatwione dzięki obecności białka, natomiast hamowane w obecności fosforanów i szczawianów, ponieważ te aniony tworzą w jelicie cienkim z jonem Ca2+ nierozpuszczalne sole (Lachowicz, 1994). W śluzówce zdrowego jelita grubego stwierdzono najwyższą średnią zawartość wapnia w porównaniu do pozostałych narządów stanowiących drogi wchłaniania metali, co może mieć związek z zapobieganiem powstawaniu zmian nowotworowych. Niedobór wapnia przyczynia się na przykład do procesu nowotworzenia w żołądku i jelicie grubym (Severson i in., 1992). Metale ksenobiotyczne, np. ołów, mogą zastępować wapń w pompie Ca-Na, współzawodnicząc z wapniem o miejsca wiązania w białkach wiążących ten pierwiastek. Współzawodnicząc w wychwycie w mitochondriach mogą zaburzać funkcje wtórnego 137 przekaźnika receptorów wapnia - kalmoduliny lub kinazy proteinowej C (Fullmer, 1992; Goldstein, 1977, 1990; Habermann i in., 1983; Simons, 1986). W skórze wapń zlokalizowany jest w dużym stopniu w górnej warstwie naskórka. Zaburzenia w zawartości jonów wapnia mogą odgrywać ważną rolę w patologii skóry (Denda i in., 2000). Nieprawidłowy rozkład wapnia można zaobserwować na przykład w łuszczycy naskórka i atopowym zapaleniu skóry. Wapń jest niezbędny dla działania transglutaminaz. Enzymy te wpływają na potranslacyjną modyfikację białek, poprzez włączanie grup aminowych lub stabilizację białek, poprzez tworzenie wiązań poprzecznych. Takie działanie istotnie wpływa na krytyczne procesy biologiczne, takie jak: krzepnięcie krwi, infekcje i odwodnienie, poprzez ustabilizowanie i wzmocnienie ochronnej funkcji skóry (Iismaa i in., 2006). Wapń wpływa również na degradację proteolityczną białek skóry zależnych od kalmoduliny. Białko skóry zależne od kalmoduliny (CLSP), zwane też kalmodulinozależnym białkiem 5, jest specyficznym białkiem wiążącym wapń. Jest ono ściśle związane z różnicowaniem keratynocytów. Białka należące go grupy CLSP ulegają proteolitycznej degradacji w wyższych warstwach (stratum corneum) zdrowej skóry. Podniesiony poziom CLSP (charakterystyczny dla chorób skórnych), nie wynika z nadekspresji białek, ale jest rezultatem braku ich degradacji. Degradacja CLSP w stratum corneum chorobowo zmienionej skóry może być powstrzymywana przez podwyższony poziom wapnia. Brak degradacji CLSP w epidermie i jego zdolność do wiązania protein, takich jak transglutaminaza 3, może mieć fizjologiczną rolę w chorobach skóry (Mehul i in., 2006). Wapń pełni też kluczową rolę w zamykanych napięciem kanałach wapniowych (VGCC). W skórze blokery kanałów wapniowych stymulują syntezę receptorów LDL w ludzkich fibroblastach (Filipovic i Buddecke, 1986). Ostatnie badania wskazują, że warunki elektryczne powierzchni skóry wpływają na przewodzenie epidermalne i utrzymanie homeostazy. Wiele rezultatów wskazuje na istnienie sensorów napięciowych w keratynocytach epidermy. Specyficzne blokery VGCC także wpływają na utrzymanie homeostazy i bariery naskórkowej, ale istnienie i funkcjonowanie tych kanałów nie zostało dotąd wykazane. Wpływ jonów wapnia na naskórkowe keratynocyty polega na likwidacji możliwości odnowienia bariery po jej przerwaniu, a bezpośrednia aplikacja blokerów kanałów wapniowych przyspiesza odnowienie tej bariery. Wiele badań wskazuje, że VGCC istnieją na epidermalnych keratynocytach i odgrywają istotną rolę w utrzymaniu homeostazy bariery skórnej (Denda i in., 2006). 138 Wysoką zawartość wapnia stwierdzono w tkankach nerki. Zewnątrzkomórkowy wapń wpływa na działanie PTH na metabolizm witaminy D w nerkach (Maiti i Beckman, 2007), a wewnątrzkomórkowy odgrywa ważną funkcję w rozwoju nerek (Somlo i Ehrlich, 2001). W tkankach wątroby stwierdzono niską zawartość wapnia. W ludzkim nabłonku wątroby aktywacja wrażliwych kanałów Ca2+ i małe przewodnictwo kanałów K+ stanowią istotny element adaptacyjny komórki w odpowiedzi na wzrost stresu metabolicznego (Troetsch i in., 2000). Udowodniono, że glinokrzemian sodowo-wapniowy ma ochronne działanie w przemianach hematologicznych i biochemicznych wywołanych przez zearalenon (mikotoksynę wytwarzaną przez grzyby z rodzaju Fusarium), który uszkadza wątrobę i wywołuje efekty nefrotoksyczne u ludzi i zwierząt (Abbés i in., 2006). Akumulacja wapnia wewnątrzkomórkowego spowodowana przez niedokrwienie podczas transplantacji wątroby, odgrywa rolę jako czynnik prowadzący w przeszczepie (Janicki i in., 2001). Także blokery kanałów wapniowych są dobrze tolerowane i wywołują niewiele skutków ubocznych w zaawansowanej chorobie alkoholowej wątroby (Bird i in., 1998). Aktywność receptorów Ca jest znacznie zmniejszona w raku trzustki (Racz i in., 2000). Istnieją doniesienia, że w tkankach nowotworowych żołądka zawartość wapnia jest niższa, niż w zdrowych tkankach tego narządu (Bhuloka i in., 2003; Tazawa, 1992; Yaman i in., 2007). Otrzymane wyniki wykazały jednak inną zależność: w tkankach guza żołądka średnia zawartość wapnia okazała się najwyższa, w tkankach sąsiadujących z guzem nieco niższa, a w tkankach oddalonych od guza najniższa. Zbyt małe zawartości tego pierwiastka w zdrowych tkankach pacjentów nowotworowych, mogą mieć związek z kancerogenezą w żołądku, tym bardziej, że badania sugerują, iż wapń ma wyraźnie ochronny wpływ i zmniejsza ryzyko rozwoju raka żołądka (Yang i in., 1998). Rola wapnia i witaminy D w profilaktyce raka jelita grubego jest znana (Wargovich i Lointier, 1987). Jedno z najwcześniejszych badań na temat hamującego wpływu wapnia na wzrost komórek raka jelita grubego przeprowadzono w Memorial Sloan Kettering Center w roku 1985, gdzie obserwowano wpływ podawania wapnia na błonę śluzową jelita grubego u grupy pacjentów obciążonych rodzinnie rakiem jelita grubego. Przed rozpoczęciem badania stwierdzono u tych osób zwiększoną częstotliwość podziałów komórek. W czasie eksperymentu podawano tym osobom 1,25 grama wapnia dziennie. Po 2, 3 miesiącach podawania wapnia, komórki jelita grubego zmniejszyły częstość podziałów i zaczęły zachowywać się jak komórki osób o niskim stopniu zagrożenia rakiem jelita grubego. Drugie z bardziej interesujących serii badań wykonano w St. Luke’s - Roosevelt Hospital Center 139 i w Uniwersytecie Columbia w Nowym Jorku. Badacze wykazali, że u osób, u których stwierdzono polipy, zwiększenie dziennej dawki wapnia do 1,2 grama dziennie zmniejszyło liczbę komórek przedrakowych. Badając związek między przyjmowaniem wapnia, a rakiem jelita grubego, stwierdzono, że zagrożenie rakiem lewej części okrężnicy było mniejsze u osób, które spożywały około 700 lub więcej miligramów wapnia dziennie, niż u osób, które spożywały 500 miligramów wapnia lub mniej. Wyniki te wskazują, że nawet niewielka różnica w spożyciu wapnia ma duże znaczenie w profilaktyce raka. Przypuszcza się, że sole wapnia łączą się z kwasami żółciowymi i kwasami tłuszczowymi, przekształcając je w związki nierozpuszczalne i w tej postaci organizm może je bezpiecznie wydalić. Kwasy żółciowe mogą podrażniać komórki jelita grubego, stymulując ich niekontrolowane podziały (Bennett i Pochapin, 2004). W jednym z badań dowiedziono, że czerwony wyciąg z alg morskich zawierający wapń, hamuje powstawanie polipów jelita grubego (Dame i in., 2011), a kalcypotriol i lentinan (receptory wykrywające wapń), są stosowane w uzupełnieniu leczenia raka jelita grubego (Wang i in., 2010). Wyższy poziom wapnia w tkankach jest związany z obniżonym ryzykiem raka okrężnicy (Kampman i in., 2000). Z badań wynika, że im więcej wapnia spożywamy, tym mniejsze jest prawdopodobieństwo zachorowania na raka jelita grubego. Również osoby, u których stwierdzono polipy jelita grubego, i które spożywają suplementy wapnia, obciążone są mniejszym ryzykiem nawrotu polipów, co w efekcie daje mniejsze ryzyko rozwoju raka jelita grubego (Pressmann i Buff, 2006; Yang i in., 1997). Niektóre badania dowodzą, że poziom wapnia jest niższy w tkankach guza nerki, niż w tkankach niezmienionych patologicznie (Bhuloka i in., 2003). Z drugiej strony, tkanki nowotworowe nerki mają wyższą zawartość wapnia (Dobrowolski i in., 2002), co potwierdzają przeprowadzone badania. Pięciokrotnie wyższą zawartość wapnia stwierdzono także w tkankach pacjentów z niewydolnością nerek, w porównaniu do zawartości tego pierwiastka w niezmienionych histopatologicznie tkankach (Gimnez i in., 1987). Wyniki te sugerują, że zaburzenie czynności osadzania wapnia zaczyna się wcześnie w przebiegu różnych chorób nerek, a co za tym idzie, może przyspieszyć progresję przewlekłej niewydolności nerek (Zhang i in., 1993). Jony wapnia niewątpliwie hamują wzrost komórek raka pęcherza moczowego (Miyake i in., 1999), ale przeprowadzone badania wykazały, że w tkankach guza pęcherza moczowego poziom tego pierwiastka jest zdecydowanie najwyższy. 140 Wyniki otrzymane w niniejszej pracy pozwalają na stwierdzenie, że to tkanki nowotworowe mają znacznie większą zawartość magnezu w porównaniu do zawartości tego pierwiastka w tkankach zdrowych. Z przeglądu literatury wynika, że zawartość magnezu w tkankach nowotworowych przełyku jest znacząco niższa, niż w normalnych tkankach tego narządu (Sun i in., 2011). Niską zawartością magnezu charakteryzują się tkanki jelita cienkiego, gdyż szybkość usuwania jonu magnezowego jest większa, niż szybkość jego wchłaniania z przewodu pokarmowego (Kłopotowski, 1988). Sole magnezu wiążą wodę, wpływają na proliferację i różnicowanie komórek w naskórku oraz poprawiają przepuszczalność bariery naskórkowej (Proksch i in., 2005). Podstawowym organem zaangażowanym w regulację homeostazy magnezu są nerki. W warunkach, w których dochodzi do dużych strat magnezu, nerki intensywnie zatrzymują jon Mg2+, a kanaliki proksymalne i pętla Henlego są głównymi miejscami jego reabsorpcji (Pasternak i Floriańczyk, 1995). Niedobór magnezu sprzyja rozpadowi kwasów nukleinowych. Obniżenie stężenia magnezu w hodowli komórkowej powoduje dysocjację rybosomu na dwie mniejsze podjednostki, które po uzupełnieniu niedoboru łączą się ponownie. W przypadku nowotworów metabolizm magnezu jest zmieniony i w konsekwencji występuje nadmiar tego pierwiastka w tkance nowotworowej, a zwiększenie jego stężenia u chorych na raka świadczy o nasileniu się choroby. Magnez przenoszony jest do erytrocytów i do tkanki nowotworowej, umożliwiając jej wzrost. Równocześnie z przenoszeniem magnezu do erytrocytów i tkanki nowotworowej następuje zmniejszenie stężenia magnezu w osoczu, moczu i tkankach nienowotworowych. Występują więc objawy obwodowego niedoboru magnezu. Niedobór magnezu i przeciwutleniaczy jest poważnym ryzykiem predysponującym do białaczki. Inne badania wykazały, że aż 46% badanych pacjentów chorujących na raka cierpiało na niedobór magnezu (Napiórkowska, 2000). W badaniach na zwierzętach wykryto, że brak magnezu jest przyczyną nowotworów gruczołów chłonnych. Ponadto magnez chroni komórki przed szkodliwym działaniem metali ciężkich, jest niezbędny do syntezy glutationu, a jego niski poziom jest powiązany ze znacznym wzrostem wytwarzania wolnych rodników, jak również z obniżeniem poziomu glutationu. Dr Anglieri wysunął teorię, że modyfikacja błon komórkowych powoduje zmiany prowadzące do powstawania nowotworów. Badając komórki rakowe odkrył, że zawierają one znacznie mniej magnezu niż komórki zdrowe. Sugeruje się, że niedobór magnezu może przyczyniać się do powstawania raka poprzez zwiększanie przepuszczalności błon 141 komórkowych. Ponadto doświadczenia wykazują, że po podaniu soli ołowiu szczury z niedoborem magnezu częściej zapadały na białaczkę niż te, które miały jego właściwy poziom, co sugeruje, że magnez ma właściwości ochronne. Już dawno temu odkryto, że uzupełnianie magnezu u tych, którzy cierpią na jego deficyt (na przykład alkoholicy), powoduje spadek zachorowania na nowotwory złośliwe (Artykuł redakcyjny, 2009). W tkankach nowotworowych stwierdzono wyższą zawartość magnezu w porównaniu do jego zawartości w tkankach zdrowych, co potwierdzają wcześniejsze doniesienia (Tazawa, 1992). Otrzymane wyniki wskazują także na istnienie zaburzeń homeostazy magnezu u chorych, co może mieć znaczenie w patogenezie nowotworów przewodu pokarmowego. Podobne wyniki otrzymali Niedzielska i in. (2000) oraz Borawska i in. (2005). Wzrost zawartości magnezu w tkankach nowotworowych może wskazywać na intensywne procesy metaboliczne w komórkach tych tkanek. Tego samego zdania jest Pasternak i Przyszlak (1999), którzy twierdzą, że istnieje zależność pomiędzy stężeniem Mg i rozwojem raka żołądka. Yaman i in. (2006, 2007) wskazali na brak znaczących różnic pomiędzy zawartością magnezu w zdrowych i nowotworowych tkankach żołądka, a Olszewski i in. (2003) uzyskali podobne wyniki. Odmienne wyniki prezentuje Stawarz i in. (2011), w którego badaniach to tkanki kontrolne żołądka mają najwyższą średnią zawartość magnezu, zaś tkanki guza nowotworowego mają znacznie niższy poziom tego pierwiastka. Pomimo, że magnez odgrywa rolę w procesie powstawania przeciwciał oraz wpływa na aktywność leukocytów, lekarze nie używają go przy leczeniu chorób nowotworowych, natomiast korzystają z chemioterapii, która znacznie obniża jego poziom w organizmie. Relacja pomiędzy magnezem i rakiem jest złożona. Stwierdzono znaczne zwolnienie wzrostu guza u myszy przyjmujących suplementy Mg w diecie, jednakże nadmiar magnezu spowodował u tych myszy znaczny wzrost początkowego ciężaru guza, z kolei niski poziom magnezu jest czynnikiem ograniczającym dla metastazy (Nasulewicz i in., 2004). Z przeprowadzonych badań wynika, że tkanki nowotworowe kobiet i mężczyzn zawierają więcej cynku w porównaniu do tkanek niezmienionych nowotworowo. Cynk działa na kanały potasowe, hamując transport jonów chlorkowych w ludzkich jelitach (Medani i in., 2011). Jak wynika z wielu badań, największe ilości cynku zgromadzone są w powierzchniowej warstwie skóry (Pressman i Buff, 2006; Love i in., 1995), a jego wchłanianie i koncentracja spadają gwałtownie w głębszych warstwach skóry (Sun i in., 2000). Na skutek działania promieniowania UV, następuje wewnątrzkomórkowe uwalnianie 142 Zn ze skóry, co jest wynikiem utleniania białek, np. cysteiny (Lutter i in., 2010). Wśród wielu funkcji, jakie spełnia cynk w skórze można wymienić m.in.: ochronę przeciwrodnikową, regulację metabolizmu kwasów tłuszczowych i witaminy A, regulację melanogenezy, regulację podziałów komórkowych i regulację procesów immunologicznych. Cynk uczestniczy także w wytwarzaniu prostaglandyn regulujących m.in. funkcje wydzielnicze skóry, przyspiesza gojenie się ran i utrzymuje odporność skóry na infekcje. Ważną funkcją cynku w skórze jest hamowanie aktywności 5-α-reduktazy, biorącej udział w przekształcaniu testosteronu do dihydrotestosteronu (DHT), który jest najsilniejszym stymulatorem produkcji sebum w skórze (Essah i in., 2006). Cynk łatwo tworzy połączenia z kwasami nukleinowymi wywierając korzystny wpływ na aktywny transport, biosyntezę białek, proces transkrypcji i syntezę mRNA. Jest pierwiastkiem niezbędnym w regulacji cyklu komórkowego i różnicowaniu komórek, ponieważ wchodzi w skład białek zaliczanych do czynników transkrypcyjnych (Narlikar i Hartemink, 2006). W organizmie cynk gromadzi się przede wszystkim w trzustce i wątrobie (Rusiecki i Kubikowski, 1977), co potwierdzają liczne publikacje: Treble i in. (1998), Kollmeier i in. (1992), Iritas i in. (2007). W niniejszych badaniach wykazano wysoki poziom cynku w wątrobie, natomiast jeszcze wyższą wartość otrzymał w swoich badaniach Alexiou i in. (1977). Ostre i przewlekłe wirusowe zapalenie wątroby wiąże się ze zmniejszeniem stężenia cynku. Rola cynku w rozwoju przewlekłej choroby wątroby o różnej etiologii jest głównie związana z jego wpływem na przebudowę zwłóknienia wątroby i marskość wątroby. Cynk sprzyja aktywacji kolagenazy i bezpośredniej aktywacji komórek tucznych, które mogą indukować apoptozę komórek gwiaździstych wątroby (Faa i in., 2008). Niedobór cynku powoduje choroby nerek, poprzez uszkodzenia, stres oksydacyjny, apoptozę i stan zapalny (Tomat i in., 2011), jednakże cynk powoduje też zwiększenie aktywności telomerazy w ludzkich komórkach raka nerki (Nemoto i in., 2000). Podawanie cynku szczurom laboratoryjnym wywołuje apoptozę komórek w nabłonku przełyku i znacznie zmniejsza rozwój guza nowotworowego (Franklin i Costello, 2007). Deficyt cynku może być związany ze zwiększonym ryzykiem rozwoju raka. Suplementacja cynkiem wywołuje szybką apoptozę w komórkach nabłonkowych przełyku, a tym samym znacznie zmniejsza rozwój raka tego narządu (Prasad i Kucuk, 2002). Odkrycie regulacji przez cynk szlaków zapalnych i kancerogenezy w przełyku może prowadzić do zapobiegania temu procesowi i wpłynąć na procedury leczenia raka (Taccioli, 2009). W przypadku żołądka wykazano, iż jony cynku mają działanie przeciwwrzodowe i hamują 143 rozwój Helicobacter pylori. Cynk jest ponadto uważany za kluczowy czynnik dla zachowania strukturalnej integralności bariery jelitowej. Kilka enzymów w komórkach nabłonkowych błony śluzowej jelita (np. anhydraza węglanowa), wymaga cynku do swego działania (Aleksandrowicz, 1973). Rola cynku w chorobach nowotworowych człowieka nie została jeszcze dokładnie określona. Badania dowodzą, że w komórkach nowotworowych poziom Zn znacznie się obniża (Aleksandrowicz, 1973; Stawarz i in., 2011; Głogowska i Pabis, 2012). Ostatnie doniesienia wskazują, że jony cynku mogą hamować wzrost i rozmnażanie komórek raka okrężnicy, prowadząc do ich zniszczenia (Rudolf i in., 2010). Potwierdzają to wyniki badań Stawarza i in. (2011) oraz Głogowskiej i Pabisa (2012), którzy stwierdzili, że tkanki kontrolne jelita grubego zawierają najwięcej cynku, z kolei tkanki guza mają najniższą średnią zawartość tego pierwiastka. Eksperymenty wykazały, że zwierzęta z wszczepionym nowotworem, na bezcynkowej diecie żyją przeważnie 1,5 razy dłużej, niż zwierzęta karmione normalnie lub z dodatkiem kilku miligramów cynku w ciągu doby (Bondariew, 1989). Za jedną z przyczyn zmian nowotworowych uznaje się zaburzenie proporcji zawartości cynku w stosunku do zawartości miedzi. Analiza wyników przedstawionych w niniejszej pracy potwierdza tę hipotezę, gdyż średnia zawartość cynku w tkankach zdrowych jest dużo wyższa, niż średnia zawartość miedzi w tych samych tkankach. W badaniach stwierdzono, że w zdrowej nerce poziom cynku jest dużo wyższy w porównaniu do jego zawartości w tkankach guza nerki. Podobne wyniki uzyskał w swoich badaniach Hardell i in. (1994). Istnieją też prace, których autorzy uważają, że tkanki nowotworowe nerki mają wyższą zawartość Zn, niż tkanki zdrowe (Dobrowolski i in., 2002), co wskazywałoby na fakt, że pierwiastek ten bierze udział w rozwoju nowotworów i w transformacji nowotworowej w nerkach (Bhuloka i in., 2003). Brak danych na temat zawartości cynku w tkankach pęcherza moczowego, uniemożliwia podjęcie szerszej dyskusji, jednak na podstawie otrzymanych wyników można stwierdzić, że pierwiastek ten może przyczyniać się do transformacji nowotworowej w pęcherzu moczowym, w wyniku nadmiernej kumulacji w tym narządzie. Wszystkie zwierzęta wyższe gromadzą miedź przede wszystkim w wątrobie, przy czym zawartość jej ulega znacznym wahaniom w zależności od wieku i ilości dostarczanej wraz z pożywieniem (Kabata-Pendias i Pendias, 1979). Obecność miedzi została wykazana histochemicznie w hepatocytach, w których odbywała się apoptoza (Haywood i in., 2004), gdzie pośredniczy ona głównie w transporcie ATP-azy (Dijkstra i in., 1996). 144 Zaabsorbowana miedź jest szybko usuwana z krwioobiegu przez wątrobę i w zależności od okoliczności może być magazynowana, przenoszona do osocza lub wydalana z żółcią (Chmielnicka, 2005). Dane co do roli miedzi, jako inhibitora procesu nowotworowego są dość rozbieżne. Z jednej strony sądzi się, że w grupie wysokiego ryzyka umieralności z powodu raka są ludzie z najwyższym poziomem Cu i Fe, które mogą odgrywać ważną rolę w etiologii raka (Wu i in., 2004). Jak wynika z licznych doniesień, w tkankach nowotworowych średnia zawartość miedzi jest o około 46% wyższa, niż w zdrowych tkankach. Opierając się na tych badaniach, a także danych własnych, można wysunąć hipotezę o istnieniu biologicznego mechanizmu uszkodzenia tkanek przy udziale miedzi, która może być odpowiedzialna za proces nowotworzenia (Margalioth i in., 1983; Sun i in., 2011). Z drugiej strony już medycyna ludowa wiązała nadzieje z miedzią, jako z czynnikiem chroniącym przed nowotworami. Miedź należy do silnych inhibitorów procesów rozrostowych u zwierząt doświadczalnych (sole miedzi należą do inhibitorów procesu nowotworowego u myszy i szczurów) (Aleksandrowicz, 1973). W jakim zakresie Cu jest inhibitorem procesu nowotworowego u człowieka, nie zostało jeszcze jednoznacznie stwierdzone. Zawartość miedzi w tkankach nowotworowych żołądka różni się istotnie od jej zawartości w tkankach zdrowych, jednak są prace, których autorzy nie otrzymali różnic istotnych statystycznie (Kobayashi, 1990). U pracowników wydobywających w kopalniach miedź, nie stwierdza się zwiększonej częstości występowania raka żołądka (Anttila i in., 1988). Bhuloka i in. (2003) uważa nawet, że zawartość Cu w tkankach nowotworowych żołądka jest niższa, niż w normalnych tkankach tego narządu (Bhuloka i in., 2003). Znacznie wyższą zawartość miedzi w tkankach nowotworowych jelita grubego, niż w tkankach zdrowych tego narządu wykazali także Hornik i in. (2006). Istnieją też prace, w których stwierdzono, że u pacjentów z rakiem jelita grubego średnia zawartość miedzi w tkankach nowotworowych była niższa, niż w niezmienionych histopatologicznie tkankach otaczających guz i w tkankach oddalonych od guza (Stawarz i in., 2011; Witkowski i in., 1993). Podobnie jak w przypadku żołądka, jelita grubego i nerki, także w tkankach pęcherza moczowego poziom miedzi jest znacznie wyższy w tkankach nowotworowych niż w tkankach kontrolnych osób zdrowych. Przedstawione analizy upoważniają do stwierdzenia, że miedź prawdopodobnie bierze udział w kancerogenezie, przyczyniając się do powstawania guzów nowotworowych. 145 Całkowite zapasy żelaza w ustroju są regulowane zmianami w szybkości jego wchłaniania z jelita (Lachowicz, 1994). Wątroba pobiera żelazo z transferyny (Trinder i Morgan, 1997) i jest głównym miejscem magazynowania Fe w organizmie. Ceruloplazmina, transferyna i apotransferyna ułatwiają uwalnianie żelaza z ludzkich komórek wątroby (Young i in., 1997). Nadmierne nagromadzenie żelaza w wątrobie może przyczyniać się do powstawania zwłóknień a nawet do marskości wątroby. Transformacja nowotworowa występuje często w obecności marskości wątroby, co sugeruje, że wolne żelazo odgrywa rolę w kancerogenezie wątroby (Kew, 2009). Niekiedy Fe działa jako promotor już zainicjowanych hepatocytów w rozwoju raka wątroby (Carthew i in., 1997). W niniejszych badaniach stwierdzono, że zawartość żelaza w tkankach nowotworowych żołądka jest znacznie wyższa, niż w tkankach niezmienionych patologicznie, otaczających guz oraz w tkankach kontrolnych żołądka. Podobne wyniki otrzymali Yaman i in. (2007). Rakotwórcze działanie żelaza w żołądku jest prawdopodobne, ponieważ zostało udowodnione, że podwyższone ryzyko raka żołądka jest związane z niskim poziomem ferrytyn w surowicy (Huang, 2003). Są też doniesienia, że zawartość Fe jest niższa w tkankach nowotworowych żołądka, niż w zdrowych tkankach tego narządu (Bhuloka i in., 2003). Stawarz i in. (2011) stwierdzili, że w przypadku tkanek żołądka, średnia zawartość żelaza jest niższa w tkankach guza żołądka w porównaniu do jej zawartości w tkankach kontrolnych, natomiast wyższa, niż w tkankach otaczających guz żołądka co wskazywałoby, że wyższa koncentracja Fe w guzie jest skutkiem, a nie przyczyną kancerogenezy w żołądku. Żelazo może zwiększać ryzyko rozwoju raka jelita grubego, szczególnie u kobiet (Wurzelmann, 1996). Warto zwrócić uwagę, że zwiększone ryzyko rozwoju raka jelita grubego jest związane ze spożyciem czerwonego mięsa, dlatego organiczne żelazo może mieć związek z rozwojem raka tego narządu (Klenow i in., 2009). W raku odbytnicy również występuje znaczna koncentracja żelaza w tkankach guza, w porównaniu do zawartości żelaza w polipach, nie ma jednak znaczącej różnicy między koncentracją Fe w tkankach guzów złośliwych i łagodnych, uwzględniając płeć i wiek pacjentów (Kucharzewski i in., 2003). Wiadomo, że tkanki nowotworowe nerki są bogate w żelazo (Dobrowolski i in., 2002), a w guzach nerki stwierdzono niezwykle wysokie stężenie ferroprotein i żelaza Fe3+ w cytoplazmie (Prokopenko i in., 1987). Potwierdzają to także otrzymane w niniejszej pracy wyniki. W przypadku pęcherza moczowego najwyższa zawartość żelaza w tkankach guza 146 może świadczyć o udziale tego pierwiastka w uszkodzeniu komórek pęcherza moczowego i przyczynianiu się do procesu nowotworzenia w tym narządzie. Z otrzymanych w niniejszej pracy wyników jednoznacznie wynika, że tkanki nowotworowe kobiet i mężczyzn zawierają znacznie więcej kadmu, niż tkanki zdrowe, co sugeruje, że kadm bierze udział w procesie kancerogenezy. Kadm w żołądku wchodzi w reakcję z kwasem solnym i powstaje CdCl2, który może indukować ostre stany zapalne przewodu pokarmowego (Waisberg i in., 2005). W badaniach na zwierzętach i ludziach wykazano, że wchłanianie i akumulacja kadmu zależy od wieku i płci. Młode osobniki wykazują większą zdolność do wchłaniania Cd niż osoby dorosłe (Blazka i Shaikh, 1992; Kołacz i in., 1996; Satarug i in., 2001), a największe ilości Cd są wchłaniane w dwunastnicy. Kadm nie ma swoistych dla siebie przenośników ułatwiających jego wchłanianie czy dystrybucję w organizmie. Dość dużo wiadomo na temat udziału przenośników dla niezbędnych fizjologicznie jonów Fe(II), Zn(II) czy Ca(II) we wchłanianiu i transporcie kadmu (Bridges i Zalups, 2005). W enterocytach występują dwa białkowe przenośniki: nieswoisty przenośnik dwuwartościowych jonów metali DMT1 (divalent metal transporter) oraz przenośnik jonów metali MTP1 (metal transporter protein 1) (Leazer i in., 2002; Ryu i in., 2004). Wchłanianie kadmu może się odbywać również poprzez system przenośników (hZTL1 i ZNT1) odpowiedzialnych za transport cynku i kanały wapniowe (Brzóska i Moniuszko-Jakoniuk, 1998; Souza i in., 1997). Kadm może być również wchłaniany z przewodu pokarmowego w połączeniu z grupami tiolowymi –SH z cysteiny lub glutationu (GSH), jako Cd-cysteina lub Cd-GSH (Zalups i Ahmad, 2003). Spośród badanych odcinków przewodu pokarmowego, jelito grube ma najwyższą zawartość kadmu a najniższą zawartość tego pierwiastka wykazano w tkankach skóry. Kadm tworzy wiązania kowalencyjne i jonowe z atomami siarki, tlenu i wodoru występującymi w grupach sulfhydrylowych, disiarczkowych, karboksylowych, imidiazolowych, czy aminowych wielu związków występujących w komórkach, powodując znaczne zakłócenia ich homeostazy (Bertin i Averbeck, 2006). Pierwiastek ten ma również zdolność do oddziaływania z obecnymi w komórkach jonami cynku, miedzi, żelaza, magnezu, wapnia czy selenu, mającymi istotne znaczenie biologiczne, co może zaburzać metabolizm. Ostatecznym skutkiem są zmiany morfologiczne i funkcjonalne wielu narządów (Bonda i in., 2007; Pourahmad i O'Brien, 2000; Pourahmad i in., 2003). Wiadomo, że udział metali i metaloidów w procesie kancerogenezy polega przede 147 wszystkim na ich bezpośredniej interakcji z DNA. Uszkodzenia DNA (fragmentacja nici, mutacje, aberracje chromosomowe) indukowane przez kadm są wynikiem pośredniego działania tego metalu (Filipic i in., 2006). Wiele badań wskazuje, że kancerogenne działanie kadmu wiąże się ze stresem oksydacyjnym, jaki powstaje w komórkach narażonych na działanie tego metalu i osłabieniem w nich obronnych mechanizmów antyoksydacyjnych (Pourahmad i in., 2003). Nadmiar RFT przy obniżonym potencjale antyoksydacyjnym w komórkach sprzyja aktywacji protoonkogenów, co prowadzi do nadmiernego wytwarzania produktów białkowych stymulujących proliferację (Joseph i in., 2001; Beyersmann, 2002). Mała wydolność mechanizmów antyoksydacyjnych w komórkach narażonych na działanie kadmu może wynikać z interakcji kadmu z cynkiem, miedzią, żelazem czy selenem, co skutkuje obniżeniem aktywności enzymów antyoksydacyjnych: dysmutazy ponadtlenkowej, katalazy i peroksydazy glutationowej (Jurczuk i in., 2004). Istnieją również dane wskazujące, że kadm może hamować naprawę DNA, co wiąże się z jego zdolnością do hamowania aktywności enzymów biorących udział w usuwaniu uszkodzeń, bądź modyfikacji tego procesu (Potts i in., 2001; Hartwig i Schwerdtle, 2002; Jin i in., 2003). Według Waisberga i wsp. mechanizm kancerogennego działania kadmu może również polegać na zakłóceniu sygnalizacji międzykomórkowej i uszkodzeniach cytoszkieletu, co prowadzi do zmian w adhezji komórek, która odgrywa główną rolę w regulacji takich procesów jak wzrost, różnicowanie i migracja komórki. Wiąże się to ze zdolnością kadmu do modyfikacji E-kadheryn i b-katenin odpowiedzialnych za integralność tkanek (Joseph i in., 2001; Waalkes i in., 2000; Waisberg i in., 2003), co wynika z zastępowania przez kadm jonów wapnia w kadherynie E. Wymiana wapnia na kadm w kadherynach E prowadzi do zmian w konformacji tych białek, co niszczy połączenia międzykomórkowe oraz powoduje aktywację β-katenin, niekontrolowaną proliferację, zaburza apoptozę i sprzyja rozwojowi nowotworów (Pearson i Prozialeck, 2001; Prozialeck, 2000; Prozialeck i in., 2003). Wzrost RFT w komórce pod wpływem działania kadmu zmienia ekspresję wielu genów np. czynnika transkrypcyjnego AP-1 (Joseph i in., 2001). Badania z ostatnich lat wskazują, że kadm może zaburzać proces translacji, co może odbywać się poprzez zwiększenie aktywności w komórkach czynników odpowiedzialnych za przebieg translacji: czynników inicjacji (TIF3) lub elongacji (TEF-1). W badaniach Takiguchi i wsp. wykazano możliwość oddziaływania kadmu na aktywację i ekspresję genów, która odbywa się przez hamowanie metylacji DNA (Takiguchi i in., 2003). Wiadomo, że metylacja DNA reguluje ekspresję wielu genów, w tym genów związanych ze wzrostem, podziałem i różnicowaniem. W przypadku ich hipometylacji 148 dochodzi do nadekspresji i nadmiernej syntezy produktów białkowych odpowiedzialnych za nasilenie proliferacji komórek, co może skutkować rozwojem zmian nowotworowych (Poirier i Vlasova, 2002). Kumulacja jonów wapnia i sodu wewnątrz komórek zakłóca ich homeostazę (Pourahmad i O'Brien, 2000; Pourahmad i in., 2003), z kolei zahamowanie przez kadm przepływu elektronów w łańcuchu oddechowym w wyniku otwarcia porów mitochondrialnych, prowadzi do uwalniania do cytozolu cytochromu c i jonów żelaza Fe(II), pochodzących z centr aktywnych enzymów (Gennari i in., 2003; Hamada i in., 1997; Pulido i Parrish, 2003; Sokolova i in., 2004). Zmiany potencjału w błonie mitochondrialnej, zahamowanie przepływu elektronów ze zredukowanego ubichinonu na cytochrom c oraz wzrost liczby wolnych jonów Fe(II) w komórkach, powodują powstawanie wolnych rodników tlenowych (reakcje Fentona i Habera-Weissa). Ich nadmiar indukuje peroksydację lipidów błon mitochondrialnych, co może powodować uszkodzenia tych organelli (Casalino i in., 1997; Koizumi i in., 1996; Raha i Robinson, 2000; Waalkes, 2003). Krótkotrwałe narażenie na kadm zwiększa aktywność dysmutazy ponadtlenkowej (SOD), katalazy (CAT), peroksydazy i reduktazy glutationowej (GSHPx i GSHR), co wskazuje na aktywację mechanizmów obronnych i odpowiedź adaptacyjną komórek. Przy dłużej trwającym narażeniu na kadm dochodzi w komórkach do wyraźnego obniżenia ich aktywności, co jest spowodowane wyparciem z centrum aktywnego MnSOD jonów Mn, Cu i/lub Zn w przypadku Cu/ZnSOD oraz Fe z układu hemowego katalazy, czy jonów Se z peroksydazy glutationowej (Jurczuk i in., 2004). Ponieważ GSH bierze udział w bezpośrednim wiązaniu jonów kadmu, powoduje on obniżenie całkowitej zawartości Cd w komórkach i przyczynia się do łagodzenia w nich stresu oksydacyjnego. Niezależnie od mechanizmu indukcji stresu oksydacyjnego przez kadm, w komórkach dochodzi do wzrostu ilości RFT, co prowadzi do powstawania uszkodzeń i zmian w ich strukturze i metabolizmie. W świetle aktualnego stanu wiedzy, mechanizm toksycznego działania kadmu polega na indukcji stresu oksydacyjnego w komórkach, następstwem czego jest przede wszystkim peroksydacyjne uszkodzenie błon komórkowych (Jurczuk i in., 2004; Lopez i in., 2006; Rydzewski i in., 1999; Sarkar i in., 1995). Stres oksydacyjny odgrywa ważną rolę we wzroście i rozwoju raka nerki - znacznie wyższą peroksydację lipidów wykazano w przypadku tkanek nowotworowych, w porównaniu do tkanek zdrowych, tylko u pacjentów płci męskiej (Šverko i in., 2011; Çoban i in., 1996). W tkankach sąsiadujących z guzem nerki oraz w tkankach kontrolnych, 149 poziom kadmu także jest wyższy, niż w tkankach guza. Podobne wyniki uzyskali Dobrowolski i in. (2002), Müller i in. (1994) oraz Lidgren i in. (2006). Istnieją dwie prace, w których stwierdzono, że w tkankach kontrolnych nerki zawartość kadmu jest niższa, niż w tkankach nowotworowych (Bhuloka i in., 2003; Hardell i in., 1994). Kadm uszkadza nerki (Renugadevi i Prabu, 2009) oraz indukuje apoptozę w ludzkich zarodkowych komórkach nerek (Wei-Ping i in., 2007). Stwierdzono także, że kadm może wywoływać zmiany w materiale genetycznym, szczególnie w chromosomach komórek ssaków, łącznie z komórkami ludzkimi (Chmielnicka, 2005). Ponadto narażenie na jony Cd2+ może spowodować wieloetapowy proces nowotworzenia w pęcherzu moczowym (Larson i in., 2010; Sens i in., 2004). W moczu 60% pacjentów z rakiem pęcherza moczowego stwierdzono zwiększone stężenie kadmu, co może wskazywać na udział kadmu w kancerogenezie tego narządu (Darewicz i in., 1998). Reasumując, w tkankach kontrolnych żołądka, jelita grubego, nerki i pęcherza moczowego, średnia zawartość kadmu jest dużo wyższa, niż w tkankach nowotworowych tych narządów. Kumulacja ołowiu w tkankach nowotworowych kobiet i mężczyzn jest znacznie wyższa niż w tkankach osób zdrowych. Istnieje kilka doniesień na temat zwiększonej umieralności z powodu chorób nerek u pracowników mających do czynienia z ołowiem. W wyniku przewlekłego narażenia na stosunkowo wysokie stężenia ołowiu dochodzi do rozwoju nefropatii ołowiczej (Steenland i in., 1992; Cocco i in., 1997). W chorobie tej mogą występować trzy okresy: ostra odwracalna nefropatia, przewlekła nefropatia o charakterze nieodwracalnym oraz powstawanie nowotworów wywodzących się z nabłonka kanalika nerkowego - ten ostatni efekt nie został dostatecznie udowodniony u ludzi. Ołów jest także inhibitorem Na+, K+-ATPazy i Ca2+-ATPazy, co w nerkach prowadzi do odwracalnego nasilenia transportu jonów i wody do komórek tego narządu i powoduje zwiększenie ilości wapnia, obrzmienie mitochondriów i zwiększenie masy nerek (Starek, 2007). Wyższa zawartość ołowiu w tkankach żołądka i jelita grubego u pacjentów cierpiących na chorobę nowotworową tych narządów, może świadczyć o udziale tego pierwiastka w procesie kancerogenezy. Nieorganiczne związki ołowiu są rakotwórcze u zwierząt (u myszy ołów powoduje raka nerki) i mają potencjalnie rakotwórcze działanie u ludzi (Tokar i in., 2010). Istnieją wyniki sugerujące, że związek między narażeniem na ołów, a inicjowaniem rozwoju raka pęcherza moczowego jest wysoce prawdopodobny (Gołąbek i in., 2009). 150 Średnia zawartość niklu jest wyższa w tkankach pacjentów nowotworowych, niż w tkankach kontrolnych osób zdrowych. U osób narażonych zawodowo na nikiel występujący w postaci pyłu niklowego, siarczku niklowego lub karbonylku niklu, stwierdzane były przypadki raka przewodu pokarmowego, zwłaszcza żołądka (Chmielnicka, 2005). W niniejszych badaniach wykazano, że w tkankach guza żołądka poziom niklu jest wyższy, niż w tkankach kontrolnych. Zbliżone wyniki uzyskali Bhuloka i in. (2003) oraz Yaman i in. (2007). Podobna sytuacja występuje w jelicie grubym - tkanki kontrolne mają niższą zawartość niklu niż tkanki oddalone od guza, tkanki sąsiadujące z guzem i tkanki guza. W przypadku nowotworów urologicznych istnieje identyczna zależność w koncentracji niklu, jak w przypadku nowotworów gastrologicznych - poziom Ni jest wyższy w tkankach guza nerki, niż w tkankach kontrolnych. Istnieją doniesienia (Bhuloka i in., 2003), że zawartość niklu jest niższa w tkankach nowotworowych nerki, niż w normalnych, zdrowych tkankach. Wstrzyknięcie zwierzętom doświadczalnym związków niklu powoduje nowotwory złośliwe nerek z przerzutami odległymi (Salnikow i Denkhaus, 2002). Analogicznie u pracowników narażonych na nikiel stwierdza się zwiększone ryzyko zachorowania na raka nerki (Tveito i in., 1989). Z badań własnych wynika, że tkanki nowotworowe kobiet i mężczyzn zawierają więcej rtęci, niż tkanki kontrolne. Analizując uzyskane wyniki można stwierdzić, że zawartość Hg w wątrobie jest zbliżona do tej, jaką otrzymał Hać i in. (2000). Według danych literaturowych ekspozycja człowieka na rtęć nieorganiczną nie jest związana z ryzykiem wystąpienia raka, z jednym wyjątkiem, dotyczącym raka wątroby (Boffetta i in., 1998). W przypadku żołądka stwierdzono możliwy wpływ metylortęci na podwyższenie ryzyka rozwoju raka żołądka (Yorifuji i in., 2007). Kumulacja rtęci jest wyższa w tkankach guza żołądka, w porównaniu do zawartości rtęci w tkankach kontrolnych tego narządu. W przypadku jelita grubego sytuacja jest podobna - wyższa zawartość rtęci występuje w tkankach guza w porównaniu do jej zawartości w tkankach sąsiadujących z guzem, w tkankach oddalonych od guza i w tkankach kontrolnych. Chrobaczyńska i in. (2011) uważają, że średnia zawartość rtęci w zdrowych tkankach jelit jest podobna u mężczyzn i u kobiet. W niniejszych badaniach wykazano że poziom rtęci w tkankach nowotworowych u mężczyzn był niższy niż poziom tego pierwiastka w tkankach nowotworowych kobiet. W tkankach kontrolnych nerki średnia zawartość rtęci jest dużo niższa, niż w tkankach guza. Jeśli chodzi o pęcherz moczowy, to prawidłowość w kumulacji rtęci jest podobna, jak w żołądku i w jelicie. 151 Poziom glutationu jest znacznie wyższy w tkankach nowotworowych, niż w tkankach osób zdrowych. Rolę glutationu w ochronie komórek wątrobowych przed ksenobiotykami wykazano w praktyce klinicznej. Czynniki kancerogenne w pierwszym okresie swojego wpływu na komórkę znacznie obniżają w niej zawartość zredukowanego glutationu. Oprócz spadku potencjału błonowego mitochondriów i obniżenia się zawartości zredukowanego glutationu w komórce, występuje wzrost wewnątrzkomórkowej zawartości jonów wapnia, co samo w sobie jest dla komórki wysoce szkodliwe (Backway i in., 1997). Stres metaboliczny może rozwinąć się w komórkach przede wszystkim jako rezultat zaburzeń przemiany energetycznej, mogącej mieć bardzo różne przyczyny i mechanizmy. W efekcie komórka staje się życiowo znacznie mniej wydolna, co naraża ją na dodatkowe i zazwyczaj poważne patologiczne konsekwencje. W wyniku np. obniżonej dostawy ATP, na skutek uszkodzenia mitochondriów, komórka nie może przeprowadzać energozależnych procesów usuwania toksyn. Sytuacja taka może być jednak korzystna w terapii nowotworów, gdy zahamowanie metabolizmu energetycznego komórki rakowej ułatwia jej zabicie przez kumulujące się w niej chemioterapeutyki (Pedersen, 1995). W wielu rodzajach nowotworów występuje wysokie stężenie glutationu, który decyduje o ich oporności na chemioterapię i radioterapię, jednakże komórki nowotworowe utraciły zdolność regulacji namnażania się i kontroli innych mechanizmów fizjologicznych, w tym metabolizmu glutationu. Pod wpływem obecności dużej ilości prekursorów glutationu (substratów), komórki nowotworowe przestają go wytwarzać - jest to zjawisko, które określa się jako hamowanie zwrotne i jest ono typowe tylko dla nowotworowo zmienionych komórek. Stosując odpowiednie prekursory glutationu, można w kontrolowany sposób podwyższyć stężenie glutationu w zdrowych tkankach i obniżyć w komórkach nowotworowych, jednocześnie zwiększając wrażliwość zmienionej tkanki na działanie układu odpornościowego, którego zadanie polega na niszczeniu i usuwaniu chorych komórek. Wysokie stężenie glutationu chroni komórki przed szkodliwym wpływem chemioterapii, idealnie więc byłoby, gdyby w niezmienionej nowotworowo tkance stężenie glutationu było wysokie, a w tkance nowotworowej niskie. Niestety u wielu pacjentów stężenie glutationu w komórkach nowotworowych przekracza normę. Jest to jedyny przypadek, w którym stężenie glutationu jest zbyt wysokie, gdyż w zdrowych tkankach podlega ono ścisłej regulacji. Przyczyną jest brak mechanizmów kontrolujących poziom glutationu w komórkach nowotworowych. Guzy, w komórkach których stężenie glutationu jest wysokie, są często oporne na chemioterapię (Gutman, 2005). 152 Stężenie glutationu jest wyższe w tkankach guzów nowotworowych (Nawarro i in., 1999), co potwierdzają otrzymane w tej pracy wyniki. W badaniach Czeczot i in. (2005) stwierdzono niższy poziom zredukowanego glutationu w tkankach nowotworowych żołądka, w porównaniu jego poziomem w tkankach otaczających guz żołądka. Uzyskane wyniki badań wskazują na zaburzenia w funkcjonowaniu systemu antyoksydacyjnego u chorych na raka żołądka, o czym świadczą zmiany w poziomie zredukowanego glutationu (Czeczot i in., 2005). W ludzkim raku okrężnicy następuje utrata komórkowego glutationu (Rhoads i Aw, 2003), co może poprawić działanie cytotoksyczne leków przeciwnowotworowych (Saito i in., 1997). Umiarkowane zmniejszenie lub zwiększenie stężenia glutationu na poziomie komórkowym nie ma wpływu na wzrost ludzkich komórek gruczolakoraka okrężnicy, ale spadek na poziomie komórkowym wykazuje nieznacznie zwiększoną aktywność cytotoksyczną w tych komórkach (Chen i in., 1995). Sprzężony kwas etakrynowy glutationu jest skutecznym inhibitorem konkurencyjnym do wiązania białka, w przypadku ludzkiego raka okrężnicy (Ciaccio i in., 1996). Wartość stężenia zredukowanego GSH była wyższa w tkankach guza nerki niż w tkankach otaczających guz i w tkankach kontrolnych nerki. W przypadku raka nerki wysoki poziom glutationu może ograniczać szkody spowodowane przez stres oksydacyjny (Pljesa-Ercegovac i in., 2007). Na podstawie dostępnych prac badawczych można wyciągnąć wniosek, że w komórkach guza pęcherza moczowego występuje zwiększona zawartość glutationu (Byun i in., 2005), która jest istotnie wyższa, niż w tkankach otaczających guz oraz w tkankach kontrolnych (Giralt i in., 1993). Z przeprowadzonych w niniejszej pracy badań wynika jednak, że tkanki kontrolne pęcherza moczowego mają nieco wyższy poziom glutationu, niż tkanki sąsiadujące z guzem i tkanki guza. Dodatkowo, średnia zawartość GSH nie różni się istotnie pomiędzy tkankami zdrowymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (Singh i in., 1994). Podobnie uważa Sönmez i in. (2003). Hassan i in. (1997) stwierdzili natomiast, że poziom glutationu jest wyższy w tkankach otaczających guz, niż w tkankach guza pęcherza moczowego (Hassan i in., 1997). W tkankach nowotworowych aktywność peroksydazy glutationowej jest niższa, niż w tkankach zdrowych. W tkankach skóry aktywność peroksydazy glutationowej jest równie wysoka, jak w tkankach przełyku, jednak doświadczenia wskazują, że w skórze, w wyniku napromieniowania następuje spadek aktywności tego enzymu (Chandra i in., 2003). Wzrost aktywności komórkowej peroksydazy glutationowej sprawia, że stare komórki skóry są 153 bardziej odporne na stres oksydacyjny niż młode (Matsuo i in., 2004). Stres oksydacyjny objawiający się zaburzeniami antyoksydacyjnych mechanizmów obronnych, m.in. zmniejszeniem aktywności peroksydazy glutationowej, powoduje znaczne uszkodzenia wątroby (Wang i in., 2009). Aktywność peroksydazy glutationowej w wątrobie jest stosunkowo stała w czasie rozwoju człowieka (McElroy i in., 1992) i spada w okresie starzenia się (Muradian i in., 2002). W przewlekłej niewydolności nerek, która związana jest ze stresem oksydacyjnym, aktywność tego enzymu może być znacznie obniżona (Sindhu i in., 2005). Komórki nowotworowe wytwarzają duże ilości reaktywnych form tlenu (ROS) i unikają apoptozy, jednakże peroksydazy glutationowe GPX1/GPX2 hamują rozwój zapalenia i raka jelita grubego, z kolei nadekspresja GPX3 hamuje wzrost raka i tworzenie przerzutów (Brigelius-Flohé i Kipp, 2009). Udowodniono, że pod wpływem środka zapachowego „curry leaf” (liście curry), następuje znaczny wzrost aktywności peroksydazy glutationowej, a liście curry mają wyraźne działanie przeciwnowotworowe (Dasgupta i in., 2003). Badania wykazały, że w tkankach guza jelita grubego aktywność preoksydazy glutationowej jest znacznie wyższa, niż w tkankach otaczających guz i w tkankach kontrolnych. Podobne wyniki uzyskała Diakowska i in. (2013), natomiast Siegers i in. (1984) twierdzą, że nie istnieją różnice istotne statystycznie pomiędzy aktywnością GPx w tkankach kontrolnych i nowotworowych. Istnieją prace, z których wynika, że aktywność peroksydazy glutationowej w jelicie grubym jest zmniejszona w tkankach nowotworowych w porównaniu z aktywnością GPx w tkankach sąsiadujących z guzem (Oztürk i in., 1998). Aktywność GPx w tkankach nowotworowych nerki jest na niższym poziomie, niż aktywność tego enzymu w przyległych tkankach zdrowych, natomiast w tkankach kontrolnych nerki aktywność GPx jest najniższa, co zgadza się z wynikami badań z 1997 roku (Durak i in., 1997). W innych badaniach stwierdzono z kolei znaczny spadek aktywności peroksydazy glutationowej w tkankach nowotworowych nerki (Di Ilio i in., 1995). W przypadku pęcherza moczowego otrzymano odwrotną prawidłowość, niż w żołądku, jelicie grubym i nerkach, ponieważ to tkanki kontrolne i tkanki sąsiadujące z guzem pęcherza moczowego wykazują wyższą aktywność peroksydazy glutationowej, niż tkanki guza. Otrzymane wyniki są sprzeczne z badaniami Singha i in. (1994), według których aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach guzów nowotworowych pęcherza moczowego jest wyższa, niż w zdrowych tkankach tego narządu (Singh i in., 1994). 154 Aktywność SOD jest wyższa w tkankach zdrowych, niż w tkankach nowotworowych. Sok trzustkowy pacjentów z przewlekłym zapaleniem trzustki lub nowotworem trzustki zawiera wyższe poziomy Cu/ZnSOD, niż sok trzustkowy osób zdrowych (Hausmann i in., 1997). Wiele ludzkich nowotworów kojarzonych jest ze znaczącymi zmianami w aktywności i ekspresji dysmutazy ponadtlenkowej. W chorobie nowotworowej istnieją wyraźne różnice między aktywnością SOD w zdrowych i zmienionych nowotworowo komórkach organizmu. Niska aktywność SOD jest charakterystyczna dla komórek niezróżnicowanych i nowotworowych. W przypadku komórek nowotworowych, które ulegają różnicowaniu, aktywność tego enzymu wzrasta. Bardzo często obserwuje się zmiany aktywności SOD w tkankach odległych od miejsca wystąpienia nowotworu (Malafa i in., 2000). W przypadkach zdiagnozowanego raka żołądka, całkowita aktywność SOD w komórkach nabłonkowych żołądka, zarówno zmienionych nowotworowo, jak i prawidłowych była obniżona. Również we krwi pacjentów z wczesnymi stadiami raka żołądka obserwowano zmniejszoną aktywność SOD (Wei, 1991). Niniejsze badania wskazują, że aktywność dysmutazy ponadtlenkowej jest zwiększona w tkankach guza żołądka w porównaniu do aktywności SOD w tkankach przyległych, niezmienionych histopatologicznie i w tkankach kontrolnych – podobne wyniki prezentują Hwang i in. (2007). Nie stwierdzono natomiast związku między poziomem SOD w surowicy, a ryzykiem wystąpienia raka żołądka, dlatego rola dysmutazy ponadtlenkowej w rozwoju raka żołądka wymaga dalszych badań (Pham i in., 2007). Istnieją prace, których autorzy twierdzą, że całkowita aktywność SOD jest znacznie wyższa w tkankach zdrowych, niż w tkankach nowotworowych żołądka (Monari i in., 2006; Batcioglu i in., 2006). Nadekspresję MnSOD obserwowano częściej w zdrowych tkankach żołądka, niż w tkankach nowotworowych (Korenaga i in., 2003), zaś aktywność Cu/ZnSOD była znacznie podwyższona u chorych na raka żołądka, w porównaniu z grupą kontrolną osób zdrowych. Wyższe stężenie Cu/ZnSOD może być związane ze zwiększonym ryzykiem wystąpienia raka żołądka (Lin i in., 2002), natomiast MnSOD jest niezależnym parametrem prognostycznym chorych na raka żołądka (Janssen i in., 2000). Ponadto aktywność MnSOD nasila się w pierwotnych guzach osób chorych na raka żołądka z przerzutami do węzłów chłonnych (Malafa i in., 2000). W nowotworach jelita grubego stwierdzono zarówno zwiększoną, jak i zmniejszoną aktywność enzymów Cu/ZnSOD i MnSOD w porównaniu z ich aktywnością w normalnym nabłonku (Beno i in., 1993; Nelson, 1988), co może wynikać z zastosowania różnych metod 155 oznaczania aktywności SOD (Beyer i Fridovich, 1987). Aktywność SOD w jelicie grubym jest zmniejszona w tkankach nowotworowych, w porównaniu z aktywnością w tkankach sąsiednich i w tkankach kontrolnych. Do podobnych wniosków doszedł w swoich badaniach Oztürk i in. (1998). Wydaje się, że w nowotworach jelita grubego wzrost aktywności MnSOD następuje już w początkowej fazie rozwoju raka (Janssen i in., 1999), a dalszy wzrost aktywności tego enzymu w polipach wskazuje na proces złośliwienia (Konishi i Morson, 1982). Zaobserwowano także pozytywną korelację pomiędzy poziomem mRNA MnSOD, a inwazją naczyniową w guzach jelita grubego. Wyniki te sugerują, że nadekspresja mRNA MnSOD w guzach jelita grubego może być związana ze zwiększoną agresywnością guzów (Janssen i in., 1999; Toh i in., 2000). Potwierdzają to również badania Satomi i wsp., które wykazały, że aktywność SOD w tkance rakowej jelita grubego wzrastała wraz z rozwojem poszczególnych stadiów i zmieniała się w zależności od stopnia zaawansowania rozwoju choroby (inwazja naczyniowa) (Satomi i in., 1995). W licznych badaniach zaobserwowano, że istnieje rozbieżność pomiędzy aktywnością, a ilością białka SOD w komórkach nowotworowych jelita grubego (Janssen i in., 1999; Mulder i in., 1990). Wskazuje to, że aktywność enzymatyczna i ekspresja białka SOD w jelicie nie są ze sobą skorelowane, zatem oznaczanie wyłącznie aktywności SOD nie obrazuje prawdziwego poziomu ekspresji tego enzymu w komórce. Wydaje się, że synteza MnSOD podlega indukcji w stresie oksydacyjnym, natomiast ekspresja Cu/ZnSOD jest regulowana przez inne czynniki (Frank i in., 2000; Hassan, 1988). Kolejnym stadiom w rozwoju raka jelita grubego towarzyszy dalszy wzrost aktywności MnSOD. Można zatem uważać MnSOD za wskaźnik stopniowego złośliwienia komórek rakowych jelita grubego, a jej aktywność może być markerem prognostycznym przeżywalności pacjentów (Janssen i in., 1999). U pacjentów z rakiem jelita grubego charakterystyczna jest zmniejszona aktywność dysmutazy ponadtlenkowej, co sugeruje zaburzenia bariery antyoksydacyjnej, dlatego związki koordynacyjne Cu (II), które wzmacniają aktywność SOD, mogą okazać się przydatne do zapobiegania i leczenia raka okrężnicy i odbytnicy (Kubiak i in., 2011). W tkankach nowotworowych jelita grubego występują duże zmiany w poziomie i aktywności MnSOD, która może mieć funkcjonalną rolę w kancerogenezie jelita grubego (Janssen i in., 1999). W badaniach Skrzydlewskiej i in. (2005) zaobserwowano wzrost aktywności Cu/ZnSOD w śluzówce zdrowego jelita grubego, w porównaniu z tkankami nowotworowymi okrężnicy (Skrzydlewska i in., 2005; Van Driel i in., 1997). W innych badaniach dowiedziono, że stężenie MnSOD w tkankach nowotworowych było znacznie wyższe, niż w zdrowych tkankach jelita grubego, nie było natomiast różnicy w stężeniu 156 Cu/ZnSOD w tkankach kontrolnych i nowotworowych, a zawartość Mn i Cu/ZnSOD nie była związana z ogólnym przeżyciem pacjentów. Badania te wykazały, że u pacjentów z rakiem jelita grubego aktywność MnSOD ma znaczną wartość prognostyczną (Janssen i in., 1998). Homma-Takeda i in. (2000) podają, że aktywność Cu/ZnSOD w tkankach nowotworowych nerki była niższa, niż w zdrowych tkankach. Selektywne zmniejszanie aktywności cynkowo-miedziowej dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach rakowych, wskazuje na cytoplazmatyczną obronę przed wolnymi rodnikami. Wyniki sugerują, że enzymatyczny mechanizm obronny jest znacznie zmniejszony w tkankach nowotworowych nerek ze względu na zaniżone wartości Cu/ZnSOD (Durak i in., 1997). Inni autorzy uważają, że aktywność enzymatyczna dysmutazy ponadtlenkowej jest podobna zarówno w tkankach nowotworowych, jak i w tkankach zdrowych nerek, a wiek pacjentów lub typ guzów nie ma wyraźnego wpływu na działalność SOD (Nakada i in., 1988). W niniejszych badaniach wykazano, że aktywność dysmutazy ponadtlenkowej jest podobna w tkankach kontrolnych nerki, w tkankach oddalonych od guza nerki oraz w tkankach guza nerki. Niewiele wyższa aktywność SOD występuje w tkankach sąsiadujących z guzem nerki. W pęcherzu moczowym aktywność SOD jest najniższa w tkankach kontrolnych natomiast w tkankach sąsiadujących z guzem aktywność SOD jest wyższa, niż w tkankach guza pęcherza moczowego. Obniżenie aktywności całkowitej SOD oraz obniżenie aktywności MnSOD lub jej brak, połączone z podwyższeniem ilości rodników ponadtlenkowych wydaje się być charakterystyczne dla większości komórek nowotworowych we wczesnym stadium rozwoju procesu nowotworowego (Sun, 1990). Jeśli chodzi o aktywność dysmutazy cytozolowej, to wyniki licznych badań wskazują, że obniżenie aktywności Cu/ZnSOD jest dość powszechne dla wielu typów nowotworów. Nie wydaje się to jednak być uniwersalną cechą charakterystyczną dla każdej komórki nowotworowej. Wielu autorów uważa, że brak aktywności formy MnSOD jest charakterystyczny dla komórek stransformowanych i komórek nowotworowych in vitro i in vivo, co prowadzi do gromadzenia się dużych ilości rodnika ponadtlenkowego, powstawania uszkodzeń komórek i rozregulowania kontroli proliferacji komórek (Dionisi i in., 1975; Oberley i in., 1978; Yamanaka i in., 1978). Na podkreślenie zasługuje fakt, że aktywność SOD w ludzkich komórkach zarówno normalnych, jak i nowotworowych wykazuje znaczne różnice osobnicze. Zmiany aktywności tego enzymu zależą nie tylko od typu nowotworu, ale nawet od stadium jego rozwoju. Przypuszcza się, że obniżenie aktywności MnSOD może być związane 157 z uszkodzeniami prowadzącymi do delecji w długim ramieniu chromosomu 6, gdzie znajduje się gen kodujący ten enzym. Mutacja tego typu jest bardzo często obserwowana w wielu typach nowotworów (np. rak piersi, czerniak) (Dutrillaux i in., 1990). Niesprawny i osłabiony system antyoksydacyjny w chorobie nowotworowej powoduje kumulację wolnych rodników, które mogą powodować i nasilać proces powstawania przerzutów. Większość nowotworów przechodzi poprzez kolejne stadia rozwoju, związane ze stopniowym złośliwieniem. Nowsze prace wykazały wzrost aktywności i ekspresji SOD (szczególnie MnSOD) zależny od stadium nowotworu (Janssen i in., 1999; Satomi i in., 1995), a szczególnie gdy nowotwór staje się złośliwy i powstają przerzuty (Oberley i in., 2000). Ponieważ aktywność MnSOD w wielu typach nowotworów jest często niższa, niż w normalnych tkankach (StClair i Holland, 1991), podjęto badania w celu wyjaśnienia tego zjawiska. Zastosowane techniki biologii molekularnej pozwoliły określić strukturę ludzkiego MnSOD na podstawie komplementarnego cDNA, wyizolowanego z guza raka jelita grubego (HT-29). Dojrzałe białko składa się ze 198 aminokwasów poprzedzonych 24-aminokwasową sekwencją liderową. Na podstawie analizy sekwencji DNA stwierdzono, że region MnSOD, który ulega translacji jest taki sam w nowotworach, jak i w zdrowych tkankach, ale wykazuje różnice w regionach 5´ i 3´ nie ulegających translacji. Czas półtrwania mRNA MnSOD (ok.10 h) jest taki sam w tkankach zdrowych i nowotworowych, natomiast ilość białka MnSOD jest niższa w tkankach nowotworowych. Obniżony poziom MnSOD w komórkach rakowych jest związany bardzo często z defektami w ekspresji genu, zaś obniżenie aktywności SOD w komórkach nowotworowych może wynikać ze zmniejszonych ilości mRNA SOD i dlatego przy zachowanej całkowitej aktywności SOD, w komórkach nowotworowych stwierdza się jednak obniżenie aktywności MnSOD. Obserwowany wzrost, bądź spadek ekspresji genów SOD, w zależności od stadium i typu nowotworu, świadczy o różnorodnych czynnikach wpływających na regulację ekspresji genów SOD w rozwoju procesu nowotworowego (Dutrillaux i in., 1990; StClair i Holland, 1991). Obniżenie aktywności katalazy towarzyszy wielu chorobom, m.in. zapaleniu płuc, gruźlicy, miażdżycy, cukrzycy, żółtaczce, nowotworom, chorobom neurodegeneracyjnym (chorobie Parkinsona i Alzheimera), zapaleniu nerek i innym (Casado i in., 1995; Houdou i in., 1991; Markesbery, 1997; Omar i in., 1999; Pastor i in., 1998). Wszystkim tym chorobom towarzyszą stany zapalne. Zaobserwowano, że w przypadku chorób poprzedzonych stanami zapalnymi wzrasta aktywność katalazy w osoczu krwi, co jest 158 spowodowane najprawdopodobniej jej wyciekiem z uszkodzonych komórek, zwłaszcza z erytrocytów (Goth i in., 2001; Niikawa i in., 1982; Omar i in., 1999). Małą aktywność katalazy we krwi zaobserwowano z kolei u chorych z miażdżycą i cukrzycą, co wskazuje na długo trwający stres oksydacyjny w komórkach organizmu tych osób. Wykazano, że H2O2 uszkadza komórki β trzustki, co przy niedoborze katalazy prowadzi do rozwoju cukrzycy (Goth i Eaton, 2000; Goth i in., 2004; Goth i in., 2005; Heales, 2001). Wyraźne obniżenie aktywności katalazy zaobserwowano w wielu typach nowotworów (głowy i szyi, płuc, przewodu pokarmowego, piersi, nerek czy w białaczkach) (Casado i in., 1995; Czeczot i in., 2003; Czeczot i in., 2005; Speranza i in. 1993; Sun, 1990). W tkankach nowotworowych żołądka także stwierdzono zmniejszenie aktywności katalazy (Tandon i in., 2004), przy czym aktywność tego enzymu jest większa w tkankach guza, w porównaniu do aktywności CAT w tkankach przyległych, niezmienionych histopatologicznie (Hwang i in., 2007). Podobne wyniki aktywności katalazy otrzymano w niniejszych badaniach. Według Diakowskiej i in. (2013), aktywność CAT jest istotnie wyższa w tkankach nowotworowych, w porównaniu do aktywności tego enzymu w tkankach zdrowych. W innych pracach autorzy wykazali, że aktywność CAT w jelicie grubym była niższa w tkankach nowotworowych, w porównaniu z aktywnością CAT w tkankach sąsiadujących z guzem (Oztürk i in., 1998; Beno i in., 1995). Spadek aktywności CAT stwierdzono z kolei w tkankach nowotworowych pęcherza moczowego w porównaniu do aktywności katalazy w tkankach przyległych do guza i w tkankach kontrolnych pęcherza moczowego (Durak i in., 1994). Uzyskane w niniejszych badaniach wyniki są zbliżone, ponieważ aktywność katalazy w tkankach guza pęcherza moczowego i w tkankach otaczających guz jest niższa, niż w tkankach kontrolnych. 159 Wnioski Wykazane różnice pomiędzy zawartościami poszczególnych pierwiastków w badanych tkankach są związane ze stanem zdrowia (w kontekście choroby nowotworowej) i mogą mieć istotny związek z inicjacją i rozwojem nowotworu. Płeć i wiek, będące czynnikami istotnie związanymi z zawartościami oznaczanych metali, mają znaczenie dla przebiegu procesu nowotworowego. Zwiększone zawartości pierwiastków ksenobiotycznych w tkankach nowotworowych mogą być konsekwencją rozwoju choroby nowotworowej, jednak szczegółowa analiza wyników, a zwłaszcza tych dotyczących tkanek oddalonych od guza i tkanek zdrowych upoważnia do stwierdzenia, że metale ciężkie w istotny sposób mogą przyczyniać się do indukcji procesu kancerogenezy. Zwiększone stężenie glutationu i podwyższona aktywność dyzmutazy ponadtlenkowej oraz peroksydazy glutationowej w tkankach pacjentów cierpiących na choroby nowotworowe wydaje się mieć związek z aktywnością metaboliczną, której celem jest przywrócenie homeostazy. Zmniejszona aktywność katalazy w tkankach nowotworowych może być konsekwencją specyfiki metabolicznej tkanek nowotworowych, w których produkcja nadtlenku wodoru może być mniejsza. Uzyskane wyniki dowodzą, że tkanka nowotworowa jest miejscem wysokiego poziomu stresu oksydacyjnego. Lepsze zrozumienie procesów zachodzących w komórkach nowotworowych z punktu widzenia równowagi oksydacyjnoredukcyjnej może być pomocne w opracowywaniu nowych terapii przeciwnowotworowych. Suplementacja pierwiastków biogennych może mieć wpływ na kumulację pierwiastków ksenobiotycznych w tkankach nowotworowych, jednak uzyskane wyniki nie stanowią wystarczających danych, które upoważniałyby do sformułowania jednoznacznych wniosków, dlatego też każdy przypadek powinien być rozpatrywany indywidualnie. 160 Streszczenie W pracy badano zawartość metali biogennych (Na, K, Ca, Mg, Zn, Cu, Fe), ksenobiotycznych (Cd, Pb, Ni, Hg), stężenie glutationu zredukowanego oraz aktywność wybranych enzymów antyoksydacyjnych (peroksydaza glutationowa, dysmutaza ponadtlenkowa, katalaza) w tkankach zdrowych, tkankach nowotworowych i tkankach otaczających guz, które pochodziły z układu pokarmowego, moczowego oraz skóry człowieka. Od pacjentów ze zdiagnozowanym nowotworem pobierano wycinki z 3 miejsc: z guza nowotworowego, z obszaru bezpośrednio przylegającego do guza oraz z obszaru oddalonego od guza nowotworowego. Zawartość sodu, potasu, wapnia, magnezu, cynku, miedzi, żelaza, kadmu, ołowiu i niklu oznaczono metodą spektrofotometryczną płomieniową FAAS, natomiast poziom rtęci oznaczono metodą spektrofotometryczną zimnych par CVAAS. Otrzymane wyniki wyrażono w mikrogramach na gram suchej masy tkanki [µg•g-1s.m.], a w przypadku rtęci w mikrogramach na gram świeżej masy tkanki [µg•g-1ś.m.]. Stężenie zredukowanego glutationu oznaczono według kolorymetrycznej metody Ellmana (1959) za pomocą czytnika mikropłytek ELISA i wyrażono w µM•mg-1białka. Oznaczenia aktywności GPx oparto na zmodyfikowanej metodzie wg Lück (1962), zaś dysmutazy ponadtlenkowej na metodzie wg Rice-Evans i in. (1991), wykorzystując spektrofotometr UV-VIS MARCEL. Pomiar aktywności katalazy wykonano przy użyciu elektrody tlenowej. Wyniki pomiarów wszystkich enzymów wyrażono w jednostkach enzymatycznych na miligram białka [U•mg-1białka]. W tkankach pacjentów, u których zdiagnozowano chorobę nowotworową stwierdzono wyższą kumulację metali (zarówno ksenobiotycznych, jak i biogennych), w porównaniu do tkanek pacjentów zdrowych. Najwyższe zawartości oznaczanych pierwiastków stwierdzono w tkankach nowotworowych jelita grubego i nerek, zaś najniższe w tkankach skóry i pęcherza moczowego. Stężenie GSH i aktywność SOD GPx oraz CAT były najwyższe w tkankach przełyku, skóry i pęcherza moczowego, a najniższe w tkankach jelita grubego, nerki i wątroby. 161 Summary In this study researched biogenic metals (Na, K, Ca, Mg, Zn, Cu, Fe), xenobiotic metals (Cd, Pb, Ni, Hg), content of glutathione, and antioxidant activity of selected enzymes (glutathione peroxidase, superoxide dismutase, catalase). Samples came from the human digestive, urinary systems and from the skin. Cancerous samples were collected from three places: the tumor, the area immediately adjacent to the tumor and the area distant from the tumor. The contents of sodium, potassium, calcium, magnesium, zinc, copper, iron, cadmium, lead and nickel were determined by flame atomic absorption spectrophotometry method (FAAS), while the content of mercury was determined by cold vapor atomic absorption spectrophotometry (CVAAS). The obtained results were expressed in micrograms per gram of dry mass, and for mercury in micrograms per gram of fresh mass of tissue. The concentration of reduced glutathione was determined by the colorimetric method of Ellman (1959) by means of an ELISA reader microplate and expressed -1 as µM•mg protein. GPx activity assay was based on a modified method according of Lück (1962), and superoxide dismutase to the method according of Rice-Evans et al. (1991), using UV-VIS spectrophotometer MARCEL. Measurement of catalase activity was performed using oxygen electrode. The measurement results of all the enzymes were expressed in units of enzyme per milligram of protein [U•mg-1protein]. Patients with diagnosed cancer of the stomach, large intestine, kidney or bladder, accumulate metals in their tissues to a greater extent than healthy patients. The highest levels of elements are indicated in the tissues of the large intestine and kidney, and the lowest level in the tissues of the skin and bladder. The level of GSH and activities of GPx, SOD and CAT are the highest in the tissues of the esophagus, skin and bladder, and the lowest in the tissues of the large intestine, kidney, and liver. In the tumor tissues the content of the measured elements and antioxidants is higher, than in the control tissues. 162 Literatura 1. ABBÉS, S., QUANES, Z., SALAH-ABBÉS, J., HOUAS, Z., OUESLATI, R., BACHA, H., OTHMAN, O.: The protective effect of hydrated sodium calcium aluminosilicate against haematological, biochemical and pathological changes induced by Zearalenone in mice. W: Toxicon, 2006, 47, 5, 567-574. 2. ADACHI, S., NAGANO, S., ISHIMORI, K., WATANABE, Y., MORISHIMA, I., EGAWA, T., KITAGAWA, T., MAKINO, R.: Roles of proximal ligand in heme proteins: replacement of proximal histidine of human myoglobin with cysteine and tyrosine by sitedirected mutagenesis as models for P-450, chloroperoxidase, and catalase. W: Biochemistry, 1993, 32, 241–252. 3. AGAR, N.S., SARZADEH, S.M.H., HALLAWAY, P.E., EATON, J.W.: Erythrocyte catalase: a somatic oxidant defense? W: The Journal of Clinical Investigation, 1986, 77, 319–321. 4. ALEKSANDROWICZ, J.: Metale życia a ochrona środowiska człowieka. Warszawa- Kraków. Państwowe Wydawnictwo Naukowe, 1973, 9-35. 5. ALEXIOU, D., GRIMANIS, A.P., GRIMANI, M., PAPAEVANGELOU, G., KOUMANTAKIS, E., PAPADATOS, C.: Trace elements (zinc, cobalt, selenium, rubidium, bromine, gold) in human placenta and newborn liver at birth. W: Pediatric Research, 1977, 11, 5, 646-648. 6. ANDOH, A., SHIMADA, M., FUJIYAMA, Y., BAMBA, T.: Sodium butyrate blocks cytokine-induced decay-accelerating factor (DAF;CD55) expression in human colon cancer cells. W: Gastroenterology, 2000, 118, 4, 1, 271. 7. ANTILLA, A., PUKKALA, E., AITIO, A., RANTANEN, T., KARJALOVINEN, S.: Update of cancer incidence among workers at a copper/nickel Smelter and nickel refinery. W: International Archives Occupational Environmental Health, 1988, 71, 245-250. 8. ARAKI, I., DU, S., KAMIYAMA, M., MIKAMI, Y., MATSUSHITA, K., KOMURO, M., FURUYA, Y., TAKEDA, M.: Overexpression of epithelial sodium channels in epithelium of human urinary bladder with outlet obstruction. W: Urology, 2004, 64, 6, 1255-1260. 9. ARTYKUŁ REDAKCYJNY: Is it just the liver? W: The Journal of Laboratory and Clinical Medicine, 2004, 144, 169-172. 163 10. ARTYKUŁ REDAKCYJNY: Magnez a rak, 2009. 11. BACKWAY, K.L., McCULLOCH, E.A., CHOW, S., HEDLEY, D.W.: Relationships between the mitochondrial permeability transition and oxidative stress during ara-C toxicity. W: Cancer Research, 1997, 57, 12, 2446-2451. 12. BALL, S.: Odtruwanie człowieka, sposoby samoodtruwania organizmu. Warszawa. Oficyna Wydawnicza Medyk, 2001, 15-67, 113-125. 13. BARTOSZ, G.: Druga twarz tlenu. Wydawnictwo PWN, Warszawa 2003. 14. BASKETTER, D.A., ANGELINI, G., INGBER, A., KERN, P.S., MENNÉ, T.: Nickel, chromium and cobalt in consumer products: revisiting safe levels in the new millennium. W: Contact Dermatitis, 2003, 49, 1, 1-7. 15. BATCIOGLU, K., MEHMET, N., OZTURK, I.C., YILMAZ, M., AYDOGDU, N., ERGUVAN, R., UYUMLU, B., GENC, M., KARAGOZLER, A.A.: Lipid peroxidation and antioxidant status in stomach cancer. W: Cancer Investigation, 2006, 24, 1, 18-21. 16. BEHNDIG, A., SVENSSON, B., MARKLUND, S.L., KARLSSON, K.: Superoxide dismutase isoenzymes in the human eye. W: Investigative Ophthalmology and Visual Science, 1998, 39, 471–475. 17. BENNETT, M., POCHAPIN M. D.: Rak jelita grubego. Poznań. Dom Wydawniczy REBIS, 2004, 65-170. 18. BENO, I., STARUCHOVÁ, M., VOLKOVOVÁ, K., BÁTOVSKÝ, M.: Increased antioxidant enzyme activities in the colorectal adenoma and carcinoma. W: Neoplasma, 1995, 42, 5, 265-269. 19. BENO, I., VOLKOVOVÁ, K., BÁTOVSKY, M., STARUCHOVÁ, M.: Increased mucosal antioxidant enzyme activities in chronic gastritis and benign gastric polyps. W: European Journal of Cancer Prevention, 1993, 2, 6, 461-465. 20. BERGANN, T., PLÖGER, S., FROMM, A., ZEISSIG, S., BORDEN, S.A., FROMM, M., SCHULZKE, J.D.: A colonic mineralocorticoid receptor cell model expressing epithelial Na+ channels. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 2009, 382, 2, 280-285. 164 21. BERTIN, G., AVERBECK, D.: Cadmium: cellular effects, modifications of biomolecules, modulation of DNA repair and genotoxic consequences. W: Biochimie, 2006, 88, 1549-1559. 22. BEYER, J.F., FRIDOVICH, I.: Assaying for superoxide dismutase activity: some large consequences of minor changes in condition. W: Analytical Biochemistry, 1987, 161, 559-566. 23. BEYERSMANN, D., HECHTENBERG, S.: Cadmium, gene regulation, and cellular signaling in mammalian cells. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 1997, 144, 247-261. 24. BEYERSMANN, D.: Effects of carcinogenic metals on gene expression. W: Toxicology Letters, 2002, 127, 63- 68. 25. BHULOKA, R.S., JOHN, CH.M., NAGA, R.G.J., VIJAYAN, V., SEETHARAMI, R.B., RAVI, K.M., SUNDARESWAR, B.: Trace elemental analysis of carcinoma kidney and stomach by PIXE method. W: Nuclear Instruments and Methods in Physics Research B, 2003, 207, 345-355. 26. BIRD, G.L.A., PRACH, A.T., MC MAHON, A.D., FORREST, J.A.H., MILLS, P.R., DANESH, B.J.: Randomised controlled double-blind trial of the calcium channel antagonist amlodipine in the treatment of acute alcoholic hepatitis. W: Journal of Hepatology, 1998, 28, 2, 194-198. 27. BLACHIER, F., ROBERT, V., SELAMNIA, M., MAYEUR, C., DUEE, P.H.: Sodium nitroprusside inhibits proliferation and putrescine synthesis in human colon carcinoma cells. W: FEBS Letters, 1996, 396, 2-3, 315-318. 28. BLAZKA, M.E., SHAIKH, Z.A.: Cadmium and mercury accumulation in rat hepatocytes: interactions with other metal ions. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 1992, 113, 118-125. 29. BOFFETTA, P., GARCIA-GÓMEZ, M., POMPE-KIRN, V., ZARIDZE, D., BELLANDER, T., BULBULYAN, M., CABALLERO, J.D., CECCARELLI, F., COLIN, D., DIZDAREVIC, T., ESPANOL, S., KOBAL, A., PETROVA, N., SÄLLSTEN, G., MERLER, E.: Cancer occurence among European Merkury miners. W: Cancer Causes and Control, 1998, 9, 591-599. 165 30. BONDA, E., WŁOSTKOWSKI, T., KRASOWSKA, A.: Metabolizm i toksyczność kadmu u człowieka i zwierząt. W: Kosmos. Problemy Nauk Biologicznych, 2007, 1-2, 87-97. 31. BONDARIEW, L.G.: Pierwiastki śladowe-dobre i złe zarazem. Warszawa. Wydawnictwo Czasopism i Książek Technicznych Not - Sigma, 1989, 13-26. 32. BORAWSKA, M., CZYŻEWSKA, E., ŁAZARCZYK, B., SOCHA, K.: Wpływ nawyków żywieniowych na zawartość magnezu u ludzi z nowotworami krtani. W: Bromatologia i Chemia Toksykologiczna, 2005, 639-642. 33. BOYER, J.C., MAGOUS, R., CHRISTEN, M.O., BALMES, J.L., BALI, J.P.: Contraction of human colonic circular smooth muscle cells is inhibited by the calcium channel blocker pinaverium bromide. W: Cell Calcium, 2001, 29, 6, 429-438. 34. BRADFORD, M.M.: A rapid and sensitive method for quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye-binding. W: Analytical Biochemistry, 1976, 72, 248-254. 35. BRIDGES, C.C., ZALUPS, R.K.: Molecular and ionic mimicry and the transport of toxic metals. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 2005, 204, 274-308. 36. BRIGELIUS-FLOHÉ, R., KIPP, A.: Glutathione peroxidases in different stages of carcinogenesis. W: BBA-General Subjects, 2009, 1790, 11, 1555-1568. 37. BRZÓSKA, M.M., MONIUSZKO-JAKONIUK, J.: The influence of calcium content in diet on cumulation and toxicity of cadmium in the organism. W: Archives of Toxicology, 1998, 72, 63-73. 38. BYUN, S.S., KIM, S.W., CHOI, H., LEE, C., LEE, E.: Augmentation of cisplatin sensitivity in cisplatin-resistant human bladder cancer cells by modulating glutathione concentrations and glutathione-related enzyme activities. W: BJU International, 2005, 95, 7, 1086-1090. 39. CARTHEW, P., NOLAN, B.M., SMITH, A.G., EDWARDS, R.E.: Iron promotes DEN initiated GST-P foci in rat liver. W: Carcinogenesis, 1997, 18, 599-603. 40. CASADO, A., DE LA TORRE, R., LOPEZ-FERNANDEZ, M.E., CARRRASCOSA, D., CASADO, M.C., RAMIREZ, M.V.: Superoxide dismutase and catalase blood levels in patients with malignant diseases. W: Cancer Letters, 1995, 93, 187–192. 166 41. CASALINO, E., OBLANO, C., LANDRISCINA, C.: Enzymes activity alteration by cadmium administration to rats: the possibility of iron involvement in lipid peroxidation. W: Archives of Biochemistry and Biophysics, 1997, 346, 171-179. 42. CHANCE, B., SIES, H., BOVERIS, A.: Hydroperoxide metabolism in mammalian organs. W: Physiological Reviews, 1979, 59, 527–605. 43. CHANDRA, J.G., RAJANIKANT, G.K., RAO, S.K., SHRINATH, B.M.: Alteration in the glutathione, glutathione peroxidase, superoxide dismutase and lipid peroxidation by absorbic acid in the skin of mice exposed to fractionated radiation. W: Clinica Chimica Acta, 2003, 332, 1-2, 111-121. 44. CHEN, M.F., CHEN, L.T., BOYCE, H.W.JR.: 5-Fluorouracil cytotoxicity in human colon HT-29 cells with moderately increased or decreased cellular glutathione level. W: Anticancer Research, 1995, 15, 1, 163-167. 45. CHMIELNICKA, J.: Toksyczność metali i półmetali (metaloidów); 360-446. W: SEŃCZUK, W.: Toksykologia współczesna. Warszawa. PZWL, 2005. 46. CHROBACZYŃSKA, M., CZAJKOWSKA, M., FORMICKI, G., GUZIK, M., CIĄGŁO, A., KILIAN, K., GOSPODARCZYK, K., KUŹNIAR, T., WANDZEL, P.: Accumulation of mercury in healthy and neoplasm parts of human intestines. W: Animal Physiology 2011 Proceedings of Scientific Publications, 2011, 107-110. 47. CIACCIO, P.J., SHEN, H., KRUH, G.D., TEW, K.D.: Effects of Chronic Ethacrynic Acid Exposure on glutathione conjugation and MRP Expression in Human Colon Tumor Cells. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 1996, 222, 1, 111-115. 48. ÇOBAN, T., ISCAN, M., BEDÜK, Y.: In Vitro Effects of Cadmium and Nickel on Glutathione, Lipid Peroxidation and Glutathione S-Transferase in Human Kidney. W: Toxicology in Vitro, 1996, 10, 2, 241-245. 49. COCCO, P., HUA, F., BOFETTA, P., CARTA, P., FLORE, C., FLORE, V., ONNIS, A., PICCHIRI, G.F., COLIN, D.: Mortality of Italian lead smelter workers. W: Scandinavian Journal of Work, Environment & Health, 1997, 23, 15-23. 50. COMHAIR, S.A., ERZURUN, S.C.: The regulation and role of extracellular glutathione peroxidase. W: Antioxidants and Redox Signaling, 2005, 7, 72–79. 167 51. CULOTTA, V., YANG, M., O’HALLORAN, T.V.: Activation of superoxide dismutases: Putting the metal to the pedal. W: Biochimica et Biophysica Acta, 2006, 1763, 747-758. 52. CZECZOT, H., SKRZYCKI, M., GAWRYSZEWSKA, E., PODSIAD, M., POREMBSKA, Z.: Evaluation of antioxidant status in patients with primary hepatocellular carcinoma. W: Polski Merkuriusz Lekarski, 2003, 15, 118–122. 53. CZECZOT, H., SKRZYCKI, M., PODSIAD, M., GAWRYSZEWSKA, E., NYCKOWSKI, P., POREMBSKA, Z.: Antioxidant status of patients with primary colorectal cancer and liver metastases of colorectal cancer. W: Polski Merkuriusz Lekarski, 2005, 18, 58–61. 54. CZECZOT, H., ŚCIBIOR, D., SKRZYCKI, M., PODSIAD, M., POREMBSKA, Z.: Poziom glutationu i aktywność GSH-zależnych enzymów u chorych na raka żołądka-badania wstępne. W: Gastroenterologia Polska, 2005, 12, 2, 107-111. 55. DAME, M.K., VEERAPANENI, I., BHAGAVATHULA, N., NAIK, M., VARANI, J.: Human colon tissue in organ culture: calcium and multi-mineral-induced mucosal differentiation. W: In Vitro Cellular & Developmental Biology. Animal, 2011, 47, 1, 32-38. 56. DANG, J., WANG, Y., DOE, W.F.: Sodium butyrate inhibits expression of urokinase and its receptor mRNAs at both transcription and post-transcription levels in colon cancer cells, 1995, 359, 147-150. 57. DAREWICZ, G., MALCZYK, E., DAREWICZ, J.: Investigations of urinary cadmium content in patients with urinary bladder carcinoma. W: International Urology and Nephrology, 1998, 30, 2, 137-139. 58. DASGUPTA, T., RAO, A.R., YADAVA, P.K.: Chemomodulatory action of curry leaf (Murraya koenigii) extract on hepatic and extrahepatic xenobiotic metabolizing enzymes, antioxidant levels, lipid peroxidation, skin and forestomach papillomagenesis. W: Nutrition Research, 2003, 23, 10, 1427-1446. 59. DE MARCHI, U, SASSI, N., FIORETTI, B., MATACUZZENO, L., ILDIKÓ, SZ., ZORATTI, M.: Intermediate conductance Ca2+-activated potassium channel (KCa3.1) in the inner mitochondrial membrane of human colon cancer cells. W: Cell Calcium, 2009, 45, 5, 509-516. 168 60. DENDA, M., FUJIWARA, S., HIBINO, T.: Expression of voltage-gated calcium channel subunit alpha1C in epidermal keratinocytes and effects of agonist and antagonists of the channel on skin barrier homeostasis. W: Experimental Dermatology, 2006, 15, 6, 455-460. 61. DENDA, M., HOSCI, J., ASIDA, Y.: Visual Imaging of Ion Distribution in Human Epiderms. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 2000, 272, 134-137. 62. DI ILIO, C., SACCHETTA, P., ANGELUCCI, S., ZEZZA, A., TENAGLIA, R., ACETO, A.: Glutathione peroxidase and glutathione reductase activities in cancerous and non-cancerous human kidney tissues. W: Cancer Letters, 1995, 91, 1, 19-23. 63. DIAKOWSKA, D., NIENARTOWICZ, M., GRABOWSKI, K.: Activities of antioxidant enzymes in erythrocytes and tumor tissue in colorectal cancer patients. W: Polish Gastroenterology, 2013, 20, 1, 10-14. 64. DIJKSTRA, M., VAN DEN BERG, G.J., WOLTERS, H., VELD, G.I., SLOOFF, M.J., HEYMANS, H.S., KUIPERS, F., VONK, R.J.: Adenosine triphosphate-dependent copper transport in human liver. W: Journal of Hepatology, 1996, 25, 1, 37-42. 65. DING, X., LUO, H., JIN, X., YAN, J., AI, Y.: Aberrant expression of Eag 1 potassium channels in gastric cancer patients and cell lines. W: Medicine Oncology, 2007, 24, 345-350. 66. DIONISI, O., GALEOTTI, T., TERRANOVA, T., AZZI, A.: Superoxide radicals and hydrogen peroxide formation in mitochondria from normal and neoplastic tissues. W: Biochimica et Biophysica Acta, 1975, 403, 292-300. 67. DOBROWOLSKI, Z., DREWNIAK, T., KWIATEK, W., JAKUBIK, P.: Trace elements distribution in renal cell carcinoma depending on stage of disease. W: European Urology, 2002, 42, 5, 475-480. 68. DOMAŃSKI, L., SAFRANOW, K., DOŁĘGOWSKA, B., RÓŻAŃSKI, J., MYŚLAK, M., CIECHANOWSKI, K., JAKUBOWSKA, K., DZIEDZIEJKO, V., ROMANOWSKI, M.,SULIKOWSKI, T., SIEŃKO, J., KAMIŃSKI, M., OSTROWSKI, M., DOMAŃSKI, M., PAWLIK, A., RAĆ, M.E., CHLUBEK, D.: Hypoxanthine as a Graft Ischemia Marker Stimulates Catalase Activity in the Renal Vein During Reperfusion in Humans. W: Transplantation Proceedings, 2006, 38, 1, 35-38. 169 69. DOOLAN, CH.M., O’SULLIVAN, G.C., HARVEY, B.J.: Rapid effects of corticosteroids on cytosolic protein kinase C and intracellular calcium concentration in human distal colon. W: Molecular and Cellular Endocrinology, 1998, 138, 1-2, 71–79. 70. DURAK, I., BEDÜK, Y., KAVUTCU, M., OZTÜRK, S., CANBOLAT, O., ULUTEPE, S.: Activities of superoxide dismutase and glutathione peroxidase enzymes in cancerous and non-cancerous human kidney tissues. W: International Urology and Nephrology, 1997, 29, 1, 5-11. 71. DURAK, I., PERK, H., KAVUTÇU, M., CANBOLAT, O., AKYOL, O., BEDÜK, Y.: Adenosine deaminase, 5'nucleotidase, xanthine oxidase, superoxide dismutase, and catalase activities in cancerous and noncancerous human bladder tissues. W: Free Radical Biology and Medicine, 1994, 16, 6, 825-831. 72. DUTRILLAUX, B., GERBAULT-SEUREAU, M., ZAFRANI, B.: Characterization of chromosomal anomalies in human breast cancer. A comparison of 30 paradiploid cases with few chromosome changes. W: Cancer Genetics and Cytogenetics, 1990, 49, 2, 203-217. 73. EDITORIAL: SOD, oxidative stress and human pathologies: a brief history and a future vision. W: Biomedicine and Pharmacotherapy, 2005, 59, 139-142. 74. ELLMAN, G.L.: Tissue sulfhydryl groups. W: Archives of Biochemistry and Biophysics, 1959, 82, 1, 70-77. 75. ELMASI, O., ASLAN, M., ÇAGLAR, S., DERIN, N., AGAR, A., ALICIGÜZEL, Y., YARGIÇOGLU, P.: The prooxidant effect of sodium metabisulfite in rat liver and kidney. W: Regulatory Toxicology and Pharmacology, 2005, 42, 1, 77-82. 76. ELSHARYDAH, A., SYED, R., TYAGI, S., KHUDEIRA, A.K., HARIG, J.M., DUDEJA, P.K.: Calcium transport mechanism in human colonic apical membrane vesicles. W: Gastroenterology, 1995, 109, 3, 876-884. 77. ESSAH, P.A., WICKHAM, E.P., NUNLEY, J.R., NESTLER, J.E.: Dermatology of androgen-related disorders. W: Clinical Dermatology, 2006, 24, 4, 289–298. 78. FAA, G., NURCHI, V.M., RAVARINO, A., FANNI, D., NEMOLATO, S., GEROSA, C., VAN EYKEN, P., GEBOES, K.: Zinc in gastrointestinal and liver disease. W: Coordination Chemistry Reviews, 2008, 252, 10-11, 1257-1269. 170 79. FANG, Y., YANG, S., WU, G.: Free radicals, antioxidants, and nutrition. W: Nutrition, 2002, 18, 872-879. 80. FELIPE, A., VICENTE, R., VILLALONGA, N., ROURA-FERRER, M., MARTINEZ-MÁRMOL, R., SOLÉ, L., FERRERES, J.C., CONDOM, E.: Potassium channels: New targets in cancer therapy. W: Cancer Detection and Prevention, 2006, 30, 375-385. 81. FILIPIC, M., FATUR, T., VUDRAG, M.: Molecular mechanisms of cadmium induced mutagenicity. W: Human and Experimental Toxicology, 2006, 25, 67-77. 82. FILIPOVIC, I., BUDDECKE, E.: Calcium channel blockers stimulate LDL receptor synthesis in human skin fibroblasts. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 1986, 14, 136, 3, 845-850. 83. FRANK, S., KÄMPFER, H., PODDA, M., KAUFMANN, R., PFEILSCHIFTER, J.: Identification of copper/zinc superoxide dismutase as a nitric oxide-regulated gene in human (HaCaT) keratinocytes: implications for keratinocyte proliferation. W: Biochemical Journal, 2000, 346, 719-728. 84. FRANKLIN, R.B., COSTELLO, L.C.: Zinc as an anti-tumor agent in prostate cancer an in other cancers. W: Archives of Biochemistry and Biophysics, 2007, 463, 211-217. 85. FRENETTE, G.: Zdrowe jelita. Warszawa. KDC, 2008, 13-37. 86. FRIDOVICH, I.: Superoxide dismutases: studies of structure and mechanism. W: Advences in Experimental Medicine and Biology, 1976, 74, 530-539. 87. FRIDOVICH, I.: The biology of oxygen radicals. W: Science, 1978, 201, 8, 875-880. 88. FUJIOKA, T., TSUJITA, Y., SHIMOTSU, H.: Induction of fatty acid synthesis by pravastatin sodium in rat liver and primary hepatocytes. W: European Journal of Pharmacology, 1997, 328, 2-3, 235-239. 89. FULLMER, C.S.: Intestinal interactions of lead and calcium. W: Neurotoxicology, 1992, 13, 799-807. 90. GAETANI, G.F., FERRARIS, A.M., ROLFO, M., MANGERINI, R., ARENA, S., KIRKMAN, H.N.: Predominant role of catalase in the disposal of hydrogen peroxide within human erythrocytes. W: Blood, 1996, 87, 1595–1599. 171 91. GAITHER, L.A., EIDE, D.J.: Functional expression of the human hZIP2 zinc transporter. W: Journal of Biological Chemistry, 2000, 275, 5560-5564. 92. GENNARI, A., CORTESE, E., BOVERI, M., CASADO, J., PRIETO, P.: Sensitive endpoints for evaluating cadmium-induced acute toxicity in LLC-PK1 cells. W: Toxicology, 2003, 183, 211-220. 93. GHISHAN, F.K., ARAB, N., NYLANDER, W.: Characterization of calcium uptake by brush border membrane vesicles of human small intestine. W: Gastroenterology, 1989, 96, 1, 122-129. 94. GIMNEZ, L.F., SOLEZ, K., WALKER, W.G.: Relation between renal calcium content and renal impairment in 246 human renal biopsies. W: Kidney International, 1987, 31, 1, 93-99. 95. GIRALT, M., LAFUENTE, A., PUJOL, F., MALLOL, J.: Enhanced glutathione S-transferase activity and glutathione content in human bladder cancer. Follow up study: influence of smoking. W: Journal of Urology, 1993, 149, 6, 1452-1454. 96. GLADYSHEW, V.N., FACTOR, V.M., HOUSSEAU, F., HATFIELD, D.L.: Contrasting Patterns of Regulation of the Antioxidant Selenoproteins, Thioredoxin Reductase, and Glutathione Peroxidase, in Cancer Cells. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 1998, 251, 2, 488-493. 97. GŁOGOWSKA, M., PABIS, D.: The content of biogenic metals in healthy tissues of esophagus, stomach, small intestine and large intestine of human. W: Xenobiotics. Soil, Food and Human Health Interactions, 2012, 333-340. 98. GOLDSTEIN, G.W.: Lead encephalopathy - The significance of lead inhibition of calcium uptake by brain mitochondria. W: Brain Research, 1977, 136, 185-188. 99. GOLDSTEIN, G.W.: Lead poisoning and brain cell function. W: Environmental Health Perspectives, 1990, 89, 91-94. 100. GOŁĄBEK, T., DAREWICZ, B., BORAWSKA, M., MARKIEWICZ, R., SOCHA, K., KUDELSKI, J.: Lead concentration in the bladder tissue and blood of patients with bladder cancer. W: Scandinavian Journal of Urology and Nephrology, 2009, 43, 6, 467-470. 101. GOTH, L., EATON, J.W.: Hereditary catalase deficiencies and increased risk of diabetes. W: Lancet, 2000, 356, 1820–1821. 172 102. GOTH, L., LENKEY, A., BIGLER, W.N.: Blood catalase deficiency and diabetes in Hungary. W: Diabetes Care, 2001, 24, 1839–1840. 103. GOTH, L., RASS, P., PAY, A.: Catalase enzyme mutations and their association with diseases. W: Molecular Diagnostics, 2004, 8, 141–149. 104. GOTH, L., VITAI, M., RASS, P., SUKEI, E., PAY, A.: Detection of a novel familial catalase mutation (Hungarian type D) and the possible risk of inherited catalase deficiency for diabetes mellitus. W: Electrophoresis, 2005, 26, 1646–1649. 105. GRUCA-KRÓLIKOWSKA, S., WACŁAWEK, W.: Metale w środowisku cz. II, Wpływ metali ciężkich na rośliny. W: Chemia Dydaktyka Ekologia Metrologia, 2006, 1-2, 41-55. 106. GUEMOURI, L., ARTUR, Y., HERBETH, B., JEANDEL, C., CUNY, G., SIEST, G.: Biological variability of superoxide dismutase, glutathione peroxidase, and catalase in blood. W: Clinical Chemistry, 1991, 37, 1932–1937. 107. GUTMAN, J.: Glutathione. Its Role in Cancer & Anticancer Therapy, 2005, 1-31. 108. HABERMANN, E., CROWELL, K., JANICKI, P.: Lead and other metals can substitute for Ca2+ in calmodulin. W: Archives of Toxicology, 1983, 54, 61-70. 109. HAĆ, E., KRZYŻANOWSKI, M., KRECHNIAK, J.: Total mercury in human renal cortex, liver, cerebellum and hair. W: The Science of the Total Environment, 2000, 248, 1, 37-43. 110. HADDOW, A., HORNING, E.S.: On the carcinogenicity of an iron dextran complex. W: Journal of the National Cancer Institute, 1960, 24, 109-147. 111. HALLIWELL, B., GUTTERIDGE, J.M.C.: Free radicals in biology and medicine. 3rd ed. New York, Oxford University Press, 1999. 112. HAMADA, T., TANIMOTO, A., SASAGURI, Y.: Apoptosis induced by cadmium. W: Apoptosis, 1997, 2, 359-367. 113. HAMER, H.M., JONKERS, D.M.A.E., BAST, A., VANHOUTVIN, S.A.L.W., FISCHER, M.A., KODDE, A., TROOST, F.J., VENEMA, K., BRUMMER, R.J.: Butyrate modulates oxidative stress in the colonic mucosa of healthy humans. W: Clinical Nutrition, 2009, 28, 1, 88-93. 173 114. HANSSON, L., EDLUND, M., EDLUND, A., JOHANSSON, T., MARKLUND, S.L., FROMM, S., STROMQVIST, M., TORNELL, J.: Expression and characterization of biologically active human extracellular superoxide dismutase in milk of transgenic mice. W: Journal Biological Chemistry, 1994, 269, 5358–5363. 115. HARDELL, L., WING, A.M., LJUNGBERG, B., DREIFALDT, A.C., DEGERMAN, A., HALMANS, G.: Levels of cadmium, zinc and copper in renal cell carcinoma and normal kidney. W: European Journal of Cancer Prevention, 1994, 3, 1, 45-48. 116. HARRIS, E.D.: Cellular transporters for zinc. W: Nutrition Reviews, 2002, 60, 121-124. 117. HARTWIG, A., SCHWERDTLE, T.: Interactions by carcinogenic metal compounds with DNA repair processes: toxicological implications. W: Toxicology Letters, 2002, 127, 47-54. 118. HARTWIG, A.: Carcinogenicity of metal compounds: possible role of DNA repair inhibition. W: Toxicology Letters, 1998, 102-103, 235-239. 119. HASSAN, A.A., TAGLIABUE, G., CODEGONI, A.M., D'INCALCI, M., EL-SEWEDY, S.M., AIROLDI, L.: Glutathione S-transferase activity and glutathione content in human bladder carcinoma associated with schistosomiasis: comparison with uninvolved surrounding tissues. W: Cancer Letters, 1997, 121, 1, 19-23. 120. HASSAN, H.M.: Biosynthesis and regulation of superoxide dismutases. W: Free Radical Biology and Medicine, 1988, 5, 377-385. 121. HAUSMANN, D.H., PORSTMANN, T., WEBER, I., HAUSMANN, S., DUMMLER, W., LIEBE, S., EMMRICH, J.: Cu/Zn-SOD in human pancreatic tissue and pancreatic juice. W: International Journal of Pancreatology, 1997, 22, 3, 207-213. 122. HAYES, R.B.: The carcinogenicity of metals in humans. W: Cancer Causes and Control, 1997, 8, 371-385. 123. HAYWOOD, S., MÜLLER, T., MACKENZIE, A.M., MÜLLER, W., TANNER, M.S., HEINZ-ERIAN, P., WILLIAMS, C.L., LOUGHRAN, M.J.: Copper–induced Hepatotoxicosis with Hepatic Stellate Cell Activation and Severe Fibrosis in North Ronaldsay Lambs: a Model for Non-Wilsonian Hepatic Copper Toxicosis of Infants. W: Journal of Comparative Pathology, 2004, 130, 4, 266-277. 174 124. HE, F.J., MARKANDU, N.D., SAGNELLA, G.A., MAC GREGOR, G.A.: Effect of sodium intake on renal excretion of fluid. W: American Journal of Hypertension, 11, 4, 1, 1998, 81. 125. HEALES, S.J.R.: Catalase deficiency, diabetes and mitochondrial function. W: Lancet, 2001, 357, 314. 126. HERNANDEZ, A., THOMAS, R., SMITH, F., SANDBERG, J., KIM, S., CHUNG, D.H., EVERS, B.M.: Butyrate sensitizes human colon cancer cells to TRAIL-mediated apoptosis. W: Surgery, 2001, 130, 2, 265-272. 127. HO, E.: Zinc deficiency, DNA damage and cancer risk. W: Journal of Nutritional Biochemistry, 2004, 15, 572-578. 128. HOMMA-TAKEDA, S., SASAKI, A., KIKUSHIMA, M., KUMAGAI, Y., UCHIDA, K., KAWAI, K., AKAZA, H., SHIMOJO, N.: Enzyme activity and protein content of superoxide dismutase isozymes in human renal cell carcinoma. W: Research Communications in Molecular Pathology and Pharmacology, 2000, 108, 1-2, 49-55. 129. HORNIK, P., MILDE, D., TRENZ, Z., VYSLOUZIL, K., STUZKA, V.: Colon tissue concentrations of copper, iron, selenium, and zinc in colorectal carcinoma patients. W: Chemical Papers Chemicke Zvesti, 2006, 60, 4, 297-301. 130. HOUDOU, S., KURUTA, A., HASEGAWA, M.: Developmental immunohistochemistry of catalase in the human brain. W: Brain Research, 1991, 556, 267–270. 131. HU, W., FENG, Z., TANG, M.S.: Chromium(VI) enhances (+/-)-anti-7beta,8alphadihydroxy-9alpha,10alpha-epoxy-7,8,9,10 tetrahydrobenzo[a]pyrene-induced cytotoxicity and mutagenicity in mammalian cells through its inhibitory effect on nucleotide excision repair. W: Biochemistry, 2004a, 43, 14282-14289. 132. HU, W., FENG, Z., TANG, M.S.: Nickel (II) enhances benzo[a]pyrene diol epoxideinduced mutagenesis through inhibition of nucleotide excision repair in human cells: a possible mechanism for nickel (II)-induced carcinogenesis. W: Carcinogenesis, 2004b, 25, 455-462. 133. HUANG, X.: Iron overload and its association with cancer risk in humans: evidence for iron as a carcinogenic metal. W: Mutation research, 2003, 533, 153-171. 175 134. HWANG, T.S., CHOI, H.K., HAN, H.S.: Differential expression of manganese superoxide dismutase, copper/zinc superoxide dismutase, and catalase in gastric adenocarcinoma and normal gastric mucosa. W: European Journal of Surgical Oncology The Journal of The European Society of Surgical Oncology and The British Association of Surgical Oncology, 2007, 33, 4, 474-479. 135. IACOMINO, G., TECCE, M.F., GRIMALDI, C., TOSTO, M., RUSSO, G.L.: Transcriptional Response of a Human Colon Adenocarcinoma Cell Line to Sodium Butyrate. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 2001, 285, 5, 1280-1289. 136. IISMAA, S.E., BEGG, G.E., GRAHAM, R.M.: Cross-linking transglutaminases with G protein-coupled receptor signaling. W: Science Signal Transduction Knowledge Environment, 2006, 19, 353, 34. 137. IRITAS, S.B., MERGEN, G., DIP, A., MELIH, U.B., ERTAN, M., SOYLEMEZOGLU, T.: Survey of copper, lead and zinc levels in human liver material in Ankara district: An autopsy study. W: Toxicology Letters, 2007, 172, 116-117. 138. ISHIHARA, N., MATSUSHIRO, T.: Biliary and urinary excretion of metals in humans. W: Archives of Environmental Health, 1986, 41, 324-330. 139. ITO, N.: Encyclopedia of Cancer, Academic Press, Inc., 1997, 1, 51-63. 140. IYAMA, S., OKAMOTO, T., SATO, T., YAMAUCHI, N., SATO, Y., SASAKI, K., TAKAHASHI, M., TANAKA, M., ADACHI, T., KOGAWA, K., KATO, J., SAKAMAKI, S., NIITSU, Y.: Treatment of murine collagen-induced arthritis by ex vivo extracellular superoxide dismutase gene transfer. W: Arthritis Rheumatoid, 2001, 44, 2160–2167. 141. JANICKI, P.K., WISE, P.E., BELOUS, A.E., PINSON, C.W.: Interspecies differences in hepatic Ca2+-ATPase activity and the effect of cold preservation on porcine liver Ca2+-ATPase function. W: Liver Transplantation, 2001, 7, 2, 132-139. 142. JANSSEN, A.M., BOSMAN, C.B., KRUIDENIER, L., GRIFFIOEN, G., LAMERS, C.B., VAN KRIEKEN, J.H., VAN DE VELDE, C.J., VERSPAGET, H.W.: Superoxide dismutases in the human colorectal cancer sequence. W: Journal of Cancer Research and Clinical Oncology, 1999, 125, 6, 327-335. 176 143. JANSSEN, A.M., BOSMAN, C.B., SIER, C.F., GRIFFIOEN, G., KUBBEN, F.J., LAMERS, C.B., VAN KRIEKEN, J.H., VAN DE VELDE, C.J., VERSPAGET, H.W.: Superoxide dismutases in relation to the overall survival of colorectal cancer patients. W: British Journal of Cancer, 1998, 78, 8, 1051-1057. 144. JANSSEN, A.M., BOSMAN, C.B., VAN DUIJN, W., OOSTENDORP-VAN DE RUIT, M.M., KUBBEN, F.J., GRIFFIOEN, G., LAMERS, C.B., VAN KRIEKEN, J.H., VAN DE VELDE, C.J., VERSPAGET, H.W.: Superoxide dismutases in gastric and esophageal cancer and the prognostic impact in gastric cancer. W: Clinical Cancer Research, 2000, 6, 8, 3183-3192. 145. JIN, Y.H., CLARK, A.B., SLEBOS, R.J., AL-REFAI, H., TAYLOR, J.A., KUNKEL, T.A., RESNICK, M.A., GORDENIN, D.A.: Cadmium as a mutagen that acts by inhibiting mismatch repair. W: Nature Genetics, 2003, 34, 326-329. 146. JOSEPH, P., MUCHNOK, T.K., KLISHIS, M.I., ROBERTS, J.R., ANTONINI, J.M., WONG, W.Z., ONG, T.: Cadmium - induced cell transformation and tumorigenesis are associated with transcriptional activation of c-fos, c-jun, and c-myc protooncogens: role of cellular cadmium and reactive oxygen species. W: Toxicological Sciences, 2001, 61, 295-303. 147. JURCZUK, M., BRZÓSKA, M.M., MONIUSZKO-JAKONIUK, J., GAŁAŻYN-SIDORCZUK, M., KULIKOWSKA-KARPIŃSKA, E.: Antioxidant enzymes activity and lipid peroxidation in liver and kidney of rats exposed to cadmium and ethanol. W: Food and Chemical Toxicology, 2004, 42, 429-438. 148. KABATA-PENDIAS, A., PENDIAS, H.: Pierwiastki śladowe w środowisku biologicznym. Warszawa. Wydawnictwo Geologiczne, 1979, 78-259. 149. KAJIOKA, S., SHAHAB, N., ASANO, H., MORITA, H., SUGIHARA, M., TAKAHASHI-YANAGA, F., YOSHIHARA, T., NAKAYAMA, S., SEKI, N., NAITO, S.: Diphosphate Regulation of Adenosine Triphosphate Sensitive Potassium Channel in Human Bladder Smooth Muscle Cells. W: The Journal of Urology, 2011, 186, 2, 736-744. 150. KAJIOKA, S., SHAHAB, N., TAKAHASHI, R., BRADING, A.F., SEKI, N., NAITO, S.: -Nicotine amide adenine diphosphate activates an ATP-sensitive potassium channel in the single channel study of human urinary bladder smooth muscle cells. W: The Journal of Urology, 2009, 181, 4, 148. 177 151. KAMPMAN, E., SLATTERY, M.L., CAAN, B., POTTER, J.D.: Calcium, vitamin D, sunshine exposure, dairy product and colon cancer risk (United States). W: Cancer Causes and Control, 2000, 11, 459-466. 152. KANEKO, F., SAITO, H., SAITO, Y., WAKABAYASHI, K., NAKAMOTO, N., TADA, S., SUZUKI, H., TSUNEMATSU, S., KUMAGAI, N., ISHII, H.: Down-regulation of matrix-invasive potential of human liver cancer cells by type I interferon and a histone deacetylase inhibitor sodium butyrate. W: International Journal of Oncology, 2004, 24, 4, 837-845. 153. KARIHTALA, P., SOINI, Y.: Reactive oxygen species and antioxidant mechanisms in human tissues and their relation to malignancies. W: Acta Pathologica, Microbiologica et Immunologica Scandinavica, 2007, 115, 81-103. 154. KARLSSON, K., SANDSTROM, J., EDLUND, A., MARKLUND, S. L.: Turn-over of extracellular superoxide dismutase in tissues. W: Laboratory Investigation, 1994, 70, 705–710. 155. KAZI, T.G., WADHURA, S.K., AFRIDI, H.I., KAZI, N., KANDHRO, G.A., BAIG, J.A., SHAK, A.Q., KOLACHI, N.F., ARAIN, M.B.: Interaction of cadmium and zinc In biological samples of smokers and chewing tobacco female mouth cancer patients. W: Journal of Hazardous Materials, 2010, 176, 985-991. 156. KENSLER, T.W., TRUSH, M.A.: Role of oxygen radicals in tumor promotion. W: Environmental Mutagenesis, 1984, 6, 4, 593-616. 157. KEW, M.C.: Hepatic iron overload and hepatocellular carcinoma. W: Cancer Letters, 2009, 286, 38-43. 158. KLENOW, S., POOL-ZOBEL, B.L., GLEI, M.: Influence of inorganic and organic iron compounds on parameters of cell growth and survival in human colon cells. W: Toxicology in Vitro, 2009, 23, 400-407. 159. KLESZCZEWSKA, E., JABŁOŃSKA-TRYPUĆ, A.: Wpływ suplementacji i aplikacji metali na skórę. W: Farmaceutyczny Przegląd Naukowy, 2008, 6, 40, 24-26. 160. KLIMEK, R., MADEJ, J.M., SIEROŃ, A.: Rak – nowotwory a choroby nowotworowe. Kraków. Wydawca: Rudolf Klimek, 2006, 1-232. 161. KŁOPOTOWSKI, J.: Ostre zatrucia innymi związkami chemicznymi; 263-380. W: BOGDANIK, T.: Toksykologia kliniczna. Warszawa. PZWL, 1988. 178 162. KNÖBEL, Y., WEISE, A., GLEI, M., SENDT, W., CLAUSSEN, U., POOL-ZOBEL, B.L.: Ferric iron is genotoxic in non-transformed and preneoplastic human colon cells. W: Food and Chemical Toxicology, 2007, 45, 804-811. 163. KOBAYASHI, C., HAYAMA, M., HARADA, O., TERASAWA, F., OKUMURA, N., SUGIYAMA, A., OTA, H.: Immunohistochemical localization of sodium-potassium ATPase in human normal stomach and gastric adenocarcinomas. W: Histochemistry and Cell Biology, 2003, 119, 4, 317-322. 164. KOBAYASHI, M.: Studies on trace elements in cancerous stomach tissue of the patients with stomach cancer. W: Hokkaido Igaku Zasshi The Hokkaido Journal Of Medical Science, 1990, 65, 3, 320-335. 165. KOIZUMI, T., SHIRAKURA, H., KUMAGAI, H., TATSUMOTO, H., SUZUKI, K.T.: Mechanism of cadmium-induced cytotoxicity in rat hepatocytes: cadmium-induced active oxygen-related permeability changes of the plasma membrane. W: Toxicology, 1996, 114, 125-134. 166. KOŁACZ, R., BODAK, E.: Toksyczność metali ciężkich. W: BODAK, B., DOBRZYŃSKI, Z.: Ekotoksykologiczne problemy chowu zwierząt w rejonach skażeń metalami ciężkimi. ELMA, Wrocław-Rudna, 1997, 43-54. 167. KOŁACZ, R., DOBRZAŃSKI, Z., BODAK, E.: Bioakumulacja Cd, Pb i Hg w tkankach zwierząt. W: Medycyna Weterynaryjna, 1996, 52, 686-691. 168. KOLLMEIER, H., SEEMANN, J., WITTIG, P., ROTHE, G., WITTING, C.: Zinc concentrations in human tissues. Liver zinc in carcinoma and severe liver disease. W: Pathology, Research and Practice, 1992, 188, 7, 942-945. 169. KONISHI, F., MORSON, B.G.: Pathology of colorectal adenomas: a colonoscopic survey. W: Journal of Clinical Pathology, 1982, 35, 830-841. 170. KONTUREK, S.: Układ trawienny; 271-342. W: TRACZYK, W.Z., TRZEBSKI, A.: Fizjologia człowieka z elementami fizjologii stosowanej i klinicznej. Warszawa. Państwowy Zakład Wydawnictw Lekarskich, 1990. 171. KORENAGA, D., YASUDA, M., HONDA, M., NOZOE, T., INUTSUKA, S.: MnSOD expression within tumor cells is closely related to mode of invasion in human gastric cancer. W: Oncology Reports, 2003, 10, 1, 27-30. 179 172. KRALOVA, V., BRIGULOVA, K., CERVINKA, M., RUDOLF, E.: Antiproliferative and cytotoxic effects of sodium selenite in human colon cancer cells. W: Toxicology in Vitro, 2009, 23, 1497-1503. 173. KRECHNIAK, J.: Absorpcja, dystrybucja, biotransformacja i wydalanie trucizn; 55-153. W: SEŃCZUK, W.: Toksykologia współczesna. Warszawa. PZWL, 2005. 174. KRETSCHMER, CH., HERZOG, A.: Dieta antyrakowa. Warszawa. Wydawnictwo KDC, 2010, 1-55. 175. KUBIAK, K., MALINOWSKA, K., LANGER, E., DZIKI, Ł., DZIKI, A., MAJSTEREK, I.: Effect of Cu(II) coordination compounds on the activity of antioxidant enzymes catalase and superoxide dismutase in patients with colorectal cancer. W: Polski Przegląd Chirurgiczny, 2011, 83, 3, 155-160. 176. KUCHARZEWSKI, M., BRAZIEWICZ, J., MAJEWSKA, U., GÓŹDŹ, S.: Iron Concentrations In Intestinal Cancer Tissue and In Colon and Rectum Polyps. W: Biological Trace Element Research, 2003, 19-28. 177. LACHOWICZ, L.: Czynność układu trawiennego; 565-578. W: GANONG, W.F.: Fizjologia-podstawy fizjologii lekarskiej. Warszawa. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, 1994. 178. LARSON, J., YOSMIN, T., SENS, D.A., ZHON, X.D., SENS, M.A., GARRETT, S.H., DUNLEVY, J.R., CAO, L., SOMJI, S.: SPARC gene expression is repressed in human urothelial cells (UROtsa) exposed to or malignantly transformed by cadmium or arsenite. W: Toxicology Letters, 2010, 199, 166-172. 179. LAUKKANEN, M.O., LEHTOLAINEN, P., TURUNEN, P., AITTOMAKI, S., OIKARI, P., MARKLUND, S.L., YLA-HERTTUALA, S.: Rabbit extracellular superoxide dismutase: expression and effect on LDL oxidation. W: Gene, 2000, 254, 173–179. 180. LEAZER, T.M., LIU, Y., KLASSEN, C.D.: Cadmium absorption and its relationship to divalent metal transporter-1 in the pregnant rat. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 2002, 183, 18-24. 181. LICZMAŃSKI, A.E.: Toksyczność tlenu I. Uszkodzenia żywych komórek. W: Postępy Biochemii, 1988, 34, 273-291. 182. LIDGREN, A., HEDBERG, Y., GRANKVIST, K., RASMUSON, T., BERGH, A., LJUNGBERG, B.: Hypoxia-inducible factor 1alpha expression in renal cell carcinoma analyzed by tissue microarray. W: European Urology, 2006, 50, 1, 475-480. 180 183. LIN, Y., KIKUCHI, S., OBATA, Y., YAGYU, K.: Serum copper/zinc superoxide dismutase (Cu/Zn SOD) and gastric cancer risk: a case-control study. W: Japanese Journal of Cancer Research, 2002, 93, 10, 1071-1075. 184. LIU, B., HERVÉ, J., BIOULAC-SAGE, P., VALOGNE, Y., ROUX, J., YILMAZ, F., BOISGARD, R., GUETTIER, C., CALÉS, P., TAVITIAN, B., SAMUEL, D., CLERC, J., BRÉCHOT, C., FAIVRE, J.: Sodium Iodide Symporter Is Expressed at the Preneoplastic Stages of Liver Carcinogenesis and in Human Cholangiocarcinoma. W: Gastroenterology, 2007, 132, 4, 1495-1503. 185. LOMBHOLT, S. 1928, 18, 1. 186. LOPEZ, E., ARCE, C., OSET-GASQUE, M.J., CANADAS, S., GONZALEZ, M.P.: Cadmium induces reactive oxygen species generation and lipid peroxidation in cortical neurons in culture. W: Free Radical Biology and Medicine, 2006, 4, 940-951. 187. LOVE, W.G., VAN DER ZANDEN, B.CH., POLO, L., CHANDLER, T.A., TAYLOR, P.W.: Distribution of the photosensitiser zinc(II) phothalocyanine within ex vivo human skin. W: Journal of Investigative Dermatology, 1995, 105, 3, 475. 188. LÜCK, H.: Peroxidase, Methoden der Enzymatischen Analyse. W: Verlag Chemie, GMBH Weinheim, 1962, 895-897. 189. LUTTER, K., DE SPIRT, S., KOCK, S., KRÖNCKE, K.D., MARTIN, H.D., WAGENER, T., STAHL, W.: 3,3'-Dihydroxyisorenieratene prevents UV-induced formation of reactive oxygen species and the release of protein-bound zinc ions in human skin fibroblasts. W: Molecular Nutrition and Food Research, 2010, 54, 2, 285-291. 190. MAGUIRE, D., O’SULLIVAN, G., HARVEY, B.: Aldosterone stimulates potassium recycling in human colon by both non-genomic and genomic mechanisms. W: Gastroenterology, 1995, 108, 4, 1, 304. 191. MAITI, A., BECKMAN, M.J.: Extracellular calcium is a direct effecter of VDR levels in proximal tubule epithelial cells that counter-balances effects of PTH on renal Vitamin D metabolism. W: Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology, 2007, 103, 3-5, 504-508. 192. MALAFA, M., MARGENTHALER, J., WEBB, B., NEITZEL, L., CHRISTOPHERSEN, M.: MnSOD expression is increased in metastatic gastric cancer. W: Journal of Surgical Research, 2000, 88, 2, 130-134. 181 193. MALORNI, W., RIVABENE, R., SANTINI, M.T., RAINALDI, G., DONELLI, G.: Redox Report, 1994, 1, 57-64. 194. MANAHAN, S.E.: Toksykologia środowiska, aspekty chemiczne i biochemiczne. Warszawa. Wydawnictwo Naukowe PWN, 2006, 102-122, 146-176, 230-296. 195. MARGALIOTH, E.J., SCHENKER, J.G., CHEVION, M.: Copper and zinc levels in normal and malignant tissues. W: Cancer, 1983, 52, 5, 868-872. 196. MARKESBERY, W.R.: Oxidative stress hypothesis in Alzheimer’s disease. W: Free Radical Biology and Medicine, 1997, 23, 134–147. 197. MARKLUND, S.L.: Extracellular superoxide dismutase and other superoxide dismutase isoenzymes in tissues from nine mammalian species. W: Biochemical Journal, 1984a, 222, 649–655. 198. MARKLUND, S.L.: Extracellular superoxide dismutase human tissues and human cell lines. W: Journal Clinical Investigation, 1984b, 74, 1398-1403. 199. MARKLUND, S.L.: Properties of extracellular superoxide dismutase from human lung. W: Biochemical Journal, 1984c, 220, 269-272. 200. MATSUO, M., IKEDA, H., SUGIHARA, T., HORIIKE, S., OKANO, Y., MASAKI, H.: Resistance of cultured human skin fibroblasts from old and young donors to oxidative stress and their glutathione peroxidase activity. W: Gerontology, 2004, 50, 4, 193-199. 201. MC ELROY, M.C., POSTLE, A.D., KELLY, F.J.: Catalase, superoxide dismutase and glutathione peroxidase activities of lung and liver during human development. W: Biochimica et Biophysica Acta, 1992, 1117, 2, 153-158. 202. MC MILLAN, L., BUTCHER, S., WALLIS, Y., NEOPTOLEMOS, J.P., LORD, J.M.: Bile Acids Reduce the Apoptosis-Inducing Effects of Sodium Butyrate on Human Colon Adenoma (AA/C1) Cells: Implications for Colon Carcinogenesis. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 2000, 273, 1, 45-49. 203. MEDANI, M., KENNELLY, R., COLLINS, D., BRAYDEN, D., BAIRD, A.W., WINTER, D.C.: Inhibition Of Electrogenic Chloride Transport By Basolateral Zinc In Perfused Human Colon. W: Journal of Surgical Research, 2011, 165, 2, 287. 182 204. MEHUL, B., BERNARD, D., BROUARD, M., DELATTRE, C., SCHMIDT, R.: Influence of calcium on the proteolytic degradation of the calmodulin-like skin protein (calmodulin-like protein 5) in psoriatic epidermis. W: Experimental Dermatology, 2006, 15, 6, 469-477. 205. MIYAKE, H., HARA, S., ARAKAWA, S., KAMIDONO, S., HARA, I.: Overexpression of Bcl-2 regulates sodium butyrate- and/or docetaxel-induced apoptosis in human bladder cancer cells both in vitro and in vivo. W: International Journal of Cancer, 2001, 93, 1, 26-32. 206. MIYAKE, H.M., HARA, I., YAMANAKA, K., ARAKAWA, S., KAMIOLONO, S.: Calcium ionophore, ionomycin inhibits growth of human bladder cancer cells both in vitro and in vivo with alteration of BCL-2 and BAX expression levels. W: The Journal of Urology, 1999, 162, 916-921. 207. MIYAMOTO, T., HAYASHI, M., TAKEUCHI, A., OKAMOTO, T., KAWASHIMA, S., TAKII, T., HAYASHI, H., ONOZAKI, K.: Identification of a novel growth promoting factor with a wide target cell spectrum from various tumor cells as catalase. W: Journal of Biochemistry, 1996, 120, 725–730. 208. MONARI, M., TRINCHERO, A., CALABRESE, C., CATTANI, O., SERRAZANETTI, G.P., FOSCHI, J., FABBRI, A., ZAHLANE, D., DI FEBO, G., TONINI, V., CERVELLERA, M., TOSI, M.R., TUGNOLI, V.: Superoxide dismutase in gastric adenocarcinoma: is it a clinical biomarker in the development of cancer? W: Biomarkers, 2006, 11, 6, 574-584. 209. MÜLLER, I., HELMERS, E., BARCHET, R., SCHWEINSBERG, F.: Cadmium concentration in the renal cortex of kidney tumor patients and controls. W: Journal of Trace Elements and Electrolytes in Health and Disease, 1994, 8, 3-4, 173-176. 210. MUELLER, S., RIEDEL, H.D., STREMMEL, W.: Direct evidence for catalase as the predominant H2O2-removing enzyme in human erythrocytes. W: Blood, 1997, 90, 4973–4978. 211. MULDER, T.P., VERSPAGET, H.W., JANSSENS, A.R., DE BRUIN, P.A., GRIFFIOEN, G., LAMERS, C.B.: Neoplasia-related changes of two copper (Cu)/zinc (Zn) proteins in the human colon. W: Free Radical Biology and Medicine, 1990, 9, 6, 501-506. 183 212. MURADIAN, K., UTKO, N.A., FRAIFELD, V., MOZZHUKHINA, T.G., PISHEL, I.N., LITOSHENKO, A.Y.: Superoxide dismutase, catalase and glutathione peroxidase activities in the liver of young and old mice: linear regression and correlation. W: Archives of Gerontology and Geriatrics, 2002, 35, 3, 205–214. 213. NAKADA, T., AKIYA, T., KOIKE, H., KATAYAMA, T.: Superoxide dismutase activity in renal cell carcinoma. W: European Urology, 1988, 14, 1, 50-55. 214. NAPIÓRKOWSKA, B.: Magnez. Właściwości, działanie, zastosowanie w lecznictwie, 2000, 1-46. 215. NARLIKAR, L., HARTEMINK, A.J.: Sequence features of DNA binding sites reveal structural class of associated transcription factor. W: Bioinformatics, 2006, 22, 2, 157–163. 216. NASULEWICZ, A., WIETRZYK, J., WOLF, F.I., DZIMIRA, S., MADEJ, J., MAIER, J.A.M., RAYSSIGUIER, Y., MAZUR, A., OPOLSKI, A.: Magnesium deficiency inhibits primary tumor growth but favors metastasis in mice. W: Biochimica et Biophysica Acta, 2004, 1739, 26-32. 217. NAWARRO, J., OBRADOR, E., CARRETERO, J., PETSCHEN, I., AVIÑO, J., PEREZ, P., ESTRELA, J.M.: Changes in glutathione status and the antioxidant system in blood and in cancer cells associate with tumor growth in vivo. W: Free Radical Biology and Medicine, 1999, 26, 3-4, 410-418. 218. NELSON, R.L.: Superoxide dismutase in cultured benign and malignant tumors of the colon. W: Basic Life Sciences, 1988, 49, 699-702. 219. NEMOTO, K., KONDO, Y., HIMENO, S., SUZUKI, Y., HARA, S., AKIMOTO, M., IMURA, N.: Modulation of telomerase activity by zinc in human prostatic and renal cancer cells. W: Biochemical Pharmacology, 2000, 59, 4, 401-405. 220. NIEDZIELSKA, G., CARUK, K., PASTERNAK, K.: Pierwiastki śladowe w tkankach krtani objętych chorobą nowotworową. W: Otolaryngologia Polska, 2000, 4, 31, 2000-2002. 221. NIIKAWA, N., FUKUSHIMA, Y., TANIGUCHI, N., IIZUKA, S., KAJII, T.: Chromosome abnormalities involving 11p13 and low erythrocyte catalase activity. W: Human Genetics, 1982, 60, 373–375. 222. NORDBERG, G.F. 1982, 250-252. 184 223. OBERLEY, L.W., BIZE, I.B., SAHU, S.K., LEUTHAUSER, S.W., GRUBER, H.E.: Superoxide dismutase activity of normal murine liver, regenerating liver, and H6 hepatoma. W: Journal of the National Cancer Institute, 1978, 61, 375-379. 224. OBERLEY, L.W., BUETTNER, G.R.: Role of superoxide dismutase in cancer: a review. W: Cancer Research, 1979, 39, 1141-1149. 225. OBERLEY, T.D., ZHONG, W., SZWEDA, L.J., OBERLRY, L.W.: Localization of antioxidant enzymes and oxidative damage products in normal and malignant prostate epithelium. W: Prostate, 2000, 44, 2, 144–155. 226. OLSZEWSKI, J., LATUSIŃSKI, J., KITA, A.: Porównawcza ocena stężenia pierwiastków antyoksydacyjnych w surowicy krwi i bioptatach tkankowych u chorych z brodawczakiem lub rakiem krtani. W: Otolaryngologia, 2003, 2, 2, 90-93. 227. OMAR, R.A., CHYAN, Y.J., ANDORN, A.C., POEGGELER, B., ROBAKIS, N.K., PAPPOLLA, M.A.: Increased expression but reduced activity of antioxidant enzymes in Alzheimer’s disease. W: Journal of Alzheimer’s Disease, 1999, 1, 139–145. 228. ORŁOWSKI, CZ.: Metale; 148-194. W: PIOTROWSKI, J.K.: Podstawy toksykologii. Warszawa. Wydawnictwa Naukowo-Techniczne, 2008. 229. OZTÜRK, H.S., KARAAYVAZ, M., KAÇMAZ, M., KAVUTCU, M., AKGÜL, H., DURAK, I.: Activities of the enzymes participating in purine and free-radical metabolism in cancerous human colorectal tissues. W: Cancer Biochemistry Biophysics, 1998, 16, 1-2, 157-168. 230. PARDO, L.A., CONTRERAS-JURADO, C., ZIENTKOWSKA, M., ALVES, F., STÜHMER, W.: Role of Voltage-gated Potassium Channels in Cancer. W: The Journal of Membrane Biology, 2005, 205, 115-124. 231. PARTISETI, M., COLLURA, V., AGNEL, M., CULOUSCOU, J-M., GRAHAM, D.: Cloning and characterization of a novel human inwardly rectifying potassium channel predominantly expressed in small intestine. W: FEBS Letters, 1998, 434, 1-2, 171-176. 232. PASHA, Q., MALIK, S.A., SHAH, M.H.: Statistical analysis of trace metals in the plasma of cancer patients versus controls. W: Journal of Hazardous Materials, 2008, 153, 1215-1221. 185 233. PASHA, Q., MALIK, S.A., SHAHEEN, N., SHAH, M.H.: Investigation of trace metals in the blood plasma and scalp hair of gastrointestinal cancer patients in comparison with controls. W: Clinica Chimica Acta, 2010, 411, 531-539. 234. PASTERNAK, K., FLORIAŃCZYK, B.: Metale życia. Lublin, Wydawnictwo Folium, 1995, 9-32. 235. PASTERNAK, K., PRZYSZLAK, W.: Magnesium in stomach cancer. W: Magnesium research: official organ of the International Society for the Development of Research on Magnesium, 1999, 12, 2, 139-143. 236. PASTOR, M.C., SIERRA, C., DOLADE, M., NAVARRO, E., BRANDI, N., CABRE, E., MIRA, A., SERES, A.: Antioxidant enzymes and fatty acid status in erythrocytes of Down’s syndrome patients. W: Clinical Chemistry, 1998, 44, 924–929. 237. PEARSON, C.A., PROZIALECK, W.C.: E-Cadherin, β-catenin and cadmium carcinogenesis. W: Medical Hypotheses, 2001, 56, 573-581. 238. PEDERSEN, P.L.: Multidrug resistance - a fascinating, clinically relevant problem in bioenergetics. W: Journal of Bioenergetics and Biomembranes, 1995, 27, 1, 3-5. 239. PHAM, T.M., FUJINO, Y., KIKUCHI, S., TAMAKOSHI, A., YATSUYA, H., KUBO, T., MATSUDA, S., YOSHIMURA, T.: A nested case-control study of stomach cancer incidence and serum superoxide dismutase activity in the Japan Collaborative Cohort study in Japan. W: Cancer Detection and Prevention, 2007, 31, 6, 431-435. 240. PLJESA-ERCEGOVAC, M., MIMIC-OKA, J., DRAGICEVIC, D., SAVIC-RADOJEVIC, A., OPACIC, M., PLJESA, S., RADOSAVLJEVIC, R., SIMIC, T.: Altered antioxidant capacity in human renal cell carcinoma: Role of glutathione associated enzymes. W: Urologic Oncology: Seminars and Original Investigations, 2007, 26, 2, 175-181. 241. POIRIER, L.A., VLASOVA, T.I.: The perspective role of abnormal methyl metabolism in cadmium toxicity. W: Environmental Health Perspectives, 2002, 110, 5, 793-795. 242. POLLACK, M., LEEUWENBURG, CH.: Molecular mechanism of oxidative stress in aging: free radicals, aging, antioxidants and disease. W: Handbook of oxidants and antioxidants in Exercise. Elsevier Science B.V., 1999, 30, 881-915. 186 243. POTTS, R.J., BESPALOV, I.A., WALLACE, S.S., MELAMEDE, R.J., HART, B.A.: Inhibition of oxidative DNA repair in cadmium-adapted alveolar epithelial cells and the potential involvement of metallothionein. W: Toxicology, 2001, 161, 25-38. 244. POURAHMAD, J., O'BRIEN, P.J.: A comparison of hepatocyte cytotoxic mechanisms for Cu+2 and Cd+2. W: Toxicology, 2000, 143, 263-273. 245. POURAHMAD, J., O'BRIEN, P.J., JOKAR, F., DARAEI, B.: Carcinogenic metal induces reactive oxygen species formation in hepatocytes. W: Toxicology in Vitro, 2003, 17, 803-810. 246. PRASAD, A.S., KUCUK, O.: Zinc in cancer prevention. W: Cancer and Metastasis Reviews, 2002, 21, 291-295. 247. PRESSMAN, A.H., BUFF, S.: Witaminy i minerały. Przewodnik dla każdego. Warszawa. KDC, 2006, 219-294. 248. PROKOPENKO, P.G., BORISENKO, S.A., SAPELKINA, I.M.: Distribution of cytoplasmic ferroproteins and iron in human kidney tumors. W: Biuleten Eksperimenal Noí Biologii i Medistiny, 1987, 104, 8, 221-224. 249. PROKSCH, E., NISSEN, H.P., BREMGARTNER, M., URQUHART, C.: Bathing in a magnesium-rich Dead Sea salt solution improves skin barrier function, enhances skin hydration, and reduces inflammation in atopic dry skin. W: International Journal of Dermatology, 2005, 44, 2, 151-157. 250. PROZIALECK, W.C., LAMAR, P.C., LYNCH, S.M.: Cadmium alters the localization of N-cadherin, E-cadherin, and β-catenin in the proximal tubule epithelium. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 2003, 189, 180-195. 251. PROZIALECK, W.C.: Evidence that E-cadherin may be a target for cadmium toxicity in epithelial cell. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 2000, 164, 231-249. 252. PULIDO, M.D., PARRISH, A.R.: Metal-induced apoptosis: mechanisms. W: Mutation Research, 2003, 533, 227-241. 253. RACZ, G., KITTEL, A., RICCARDI, D., ELLIOTT, A.C., CASE, M.R., REAL, F.X., VARGA, G.: Calcium sensing receptors in human pancreas. W: Gastroenterology, 2000, 118, 4, 2, 1152. 187 254. RAHA, S., ROBINSON, B.H.: Mitochondria, oxygen free radicals, disease and ageing. W: Trends in Biochemical Sciences, 2000, 25, 502-508. 255. RENUGADEVI, J., PRABU, S.M.: Naringenin protects against cadmium-induced oxidative renal dysfunction in rats. W: Toxicology, 2009, 256, 1-2, 128-134. 256. REYNOLDS, S., RAJAGOPAL, S., CHAKRABARTY, S.: Differentiation-inducing effect of retinoic acid, difluoromethylornithine, sodium butyrate and sodium suramin in human colon cancer cells. W: Cancer Letters, 1998, 11, 134, 1, 53-60. 257. RHOADS, C.A., AW, T.Y.: Loss of cellular glutathione through efflux mediates staurosporine-induced apoptosis of human colon carcinoma HT-29 cells. W: Gastroenterology, 2003, 124, 4, 1, 597-598. 258. RICE-EVANS, C.A., DIPLOCK, A.T., SYMONS, M.C.R.: Techniques in Free Radical Research. Ed. BURDON, R.H., KNIPPANBERG, P.H., Elsevier, Amsterdam, London, New York, Tokyo, 1991. 259. RICHMOND, H. G.: Induction of sarcoma in the rat by iron-dextran complex. W: British Medical Journal, 1959, 46, 5127, 947-949. 260. ROE, F.J., CARTER, R.L.: Iron-dextran carcinogenesis in rats: influence of dose on the number and types of neoplasm induced. W: International Journal of Cancer, 1967, 2, 4, 370-380. 261. ROEDIGER, W.E., MOORE, A.: Effect of short-chaim fatty acid on sodium absorption in isolated human colon perfused through the vascular bed. W: Digestive Diseases and Sciences, 1981, 26, 2, 100-106. 262. ROSEN, B.P., FUTAI, M.: Sodium/Proton antiporter of rat liver mitochondria. W: FEBS Letters, 1980, 117, 1, 39-43. 263. RUDOLF, E., JOHN, S., BRIATKA, T., ČERVINKA, M.: Toxicity of increased intracellular zinc in colon cancer cells. W: Abstracts/Toxicology Letters, 2010, 37-351. 264. RUSIECKI, W., KUBIKOWSKI, P.: Toksykologia współczesna. Warszawa. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, 1977, 88-185. 265. RYDZEWSKI, B., MIARZYŃSKA, M., SULKOWSKI, W., MICHALSKA-PIECHOWIAK, T.: Chronic changes of the nasal mucous membrane induced by cadmium exposure. W: Acta Poloniae Toxicologica, 1999, 7, 19-26. 188 266. RYU, D.Y., LEE, S.J., PARK, D.W., CHOI, B.S., KLAASSEN, C.D., PARK, J.D.: Dietary iron regulates intestinal cadmium absorption through iron transporters in rats. W: Toxicology Letters, 2004, 152, 19-25. 267. SAITO, T., IKEDA, S., HISAI, H., KATAHIRA, T., KONDO, H., TAKAHASHI, Y., TAKAYAMA, T.: Glutathione levels in human colon cancer cell line M7609 following culture in a low sulfur amino acid medium and its sensitivity to various anticancer drug. W: Cancer and Chemotherapy, 1997, 24, 7, 823-827. 268. SALNIKOW, K., DENKHAUS, E.: Nickel essentiality, toxicity and carcinogenicity. W: Critical Reviews in Oncology/Hematology, 2002, 42, 35-56. 269. SANDLE, G.I., HUNTER, M.: Apical potassium (BK) channels and enhanced potassium secretion in human colon. W: Monthly Journal of the Association of Physicians, 2010, 103, 2, 85-89. 270. SAPOTA, A.: Drogi wchłaniania, metabolizm i wydalanie ksenobiotyków; 63-86. W: PIOTROWSKI, J.K.: Podstawy toksykologii. Warszawa. Wydawnictwa Naukowo-Techniczne, 2008. 271. SARKAR, S., YADAV, P., TRIVEDI, R., BANSAL, A.K., BHATNAGAR, D.: Cadmium-induced lipid peroxidation and the status of the antioxidant system in rat tissues. W: Journal of Trace Elements in Medicine and Biology, 1995, 9, 144-149. 272. SASNOOR, L.M., KALE, V.P., LIMAYE, L.S.: Prevention of apoptosis as a possible mechanism behind improved cryoprotection of hematopoietic cells by catalase and trehalose. W: Transplantation, 2005, 80, 1251–1260. 273. SATARUG, S., BAKER, J.R., REILLY, P.E., MOORE, M.R., WILLIAMS, D.J.: Changes in zinc and copper homeostasis in human livers and kidneys associated with exposure to environmental cadmium. W: Human and Experimental Toxicology, 2001, 20, 205-213. 274. SATOMI, A., MURAKAMI, S., HASHIMOTO, T., ISHIDA, K., MATSUKI, M., SONODA, M.: Significance of superoxide dismutase) in human colorectal cancer tissue: correlation with malignant intensity. W: Journal of Gastroenterology, 1995, 30, 2, 177-182. 189 275. SCHLIESS, F., SCHÄFER, CH., VAN DAHL, S., FISCHER, R., LORDNEJAD, M.R., HÄUSSINGER, D.: Expression and regulation of the Na+/K+/2Cl- cotransporter NKCC1 in rat liver and human Hu H-7 hepatoma cells. W: Archives of Biochemistry and Biophysics, 2002, 401, 2, 187-197. 276. SENS, D.A., PARK, S., GUREL, V., SENS, M.A., GARRETT, S.H., SOMJI, S.: Inorganic cadmium - and arsenite-induced malignant transformation of human bladder urothelial cells. W: Toxicological Sciences, 2004, 79, 1, 56-63. 277. SEVERSON, A.R., HAUT, C.F., FIRLING, C.E., HUNTLEY, T.E.: Influence of short-term aluminum exposure on demineralized bone matrix induced bone formation. W: Archives of Toxicology, 1992, 66, 706-712. 278. SHEN, H.S., CHEN, S.F., BEHRENS, D.L., WHITNEY, C.C., DEXTER, D.L., FORBES, M.: Distribution of the novel anticancer drug candidate Brequinar sodium (DuP 785, NSC 368390) into normal and tumor tissues of nude mice bearing human colon carcinoma xenografts. W: Cancer Chemotherapy and Pharmacology, 1988, 22, 3, 183-186. 279. SIEGERS, C.P., BÖSE-YOUNES, H., THIES, E., HOPPENKAMPS, R., YOUNES, M.: Glutathione and GSH-dependent enzymes in the tumours and nontumours mucosa of the human colon and rectum. W: Journal of Cancer Research and Clinical Oncology, 1984, 107, 3, 238-41. 280. SIEMIŃSKI, M.: Środowiskowe zagrożenia zdrowia. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, 2008. 281. SIES, H.: Oxidative stress: oxidants and antioxidants. W: Experimental Physiology, 1997, 82, 291–295. 282. SILBERGELD, E.K., WAALKES, M., RICE, J.M.: Lead as a carcinogen: experimental evidence and mechanisms of action. W: American Journal of Industrial Medicine, 2000, 38, 3, 316–323. 283. SIMONS, T.J.: Cellular interactions between lead and calcium. W: British Medical Bulletin, 1986, 42, 431-434. 284. SINDHU, R.K., EHDAIE, A., FARMAND, F., DHALIWAL, K.K., NGUYEN, T., ZHAN, CH.D., ROBERTS, CH.K., VAZIRIA, N.D.: Expression of catalase and glutathione peroxidase in renal insufficiency. W: BBA - Molecular Cell Research, 2005, 1743, 1-2, 86-92. 190 285. SINGH, I.: Mammalian peroxisomes: metabolism of oxygen and reactive oxygen species. W: Annals of the New York Academy of Sciences, 1996, 804, 612–627. 286. SINGH, S.V., XU, B.H., TKALCEVIC, G.T., GUPTA, V., ROBERTS, B., RUIZ, P.: Glutathione-linked detoxification pathway in normal and malignant human bladder tissue. W: Cancer Letters, 1994, 77, 1, 15-24. 287. SKONECZNA, I.: Epidemiologia raka nerki; 17. W: SZCZYLIK, C., WCISŁO, G.: Rak nerki. Współczesna diagnostyka i terapia. Poznań. Wydawnictwa Medyczne TERMEDIA, 2010. 288. SKRZYCKI, M., CZECZOT, H.: Zewnątrzkomórkowa dysmutaza ponadtlenkowa (EC-SOD) – budowa, właściwości i funkcje. W: Postępy Higieny i Medycyny Doświadczalnej, 2004, 58, 301-311. 289. SKRZYDLEWSKA, E., SULKOWSKI, S., KODA, M., ZALEWSKI, B., KANCZUGA-KODA, L., SULKOWSKA, M.: Lipid peroxidation and antioxidant status in colorectal cancer. W: World Journal of Gastroenterology, 2005, 11, 3, 403-406. 290. SOKOLOVA, I.M., EVANS, S., HUGHES, F.M.: Cadmium-induced apoptosis in oyster hemocytes involves disturbance of cellular energy balance but no mitochondrial permeability transition. W: Journal of Experimental Biology, 2004, 207, 3369-3380. 291. SOMLO, S., EHRLICH, B.: Human disease: Calcium signaling in polycystic kidney disease. W: Current Biology, 2001, 11, 9, 356-360. 292. SÖNMEZ, H., OZTURK, Z., EKMEKCI, H., BALOGLU, H., KÖKOGLU, E.: TBARS, carnitine, and reduced glutathione levels in human bladder carcinoma. W: Biochemistry. Biokhimiia, 2003, 68, 3, 346-348. 293. SOUZA, V., BUCIO, L., GUTIÉRREZ-RUIZ, M.C.: Cadmium uptake by a human hepatic cell line (WRL-68 cells). W: Toxicology, 1997, 120, 215-220. 294. SPERANZA, M., BAGLEY, A.C., LYNCH, R.E.: Cells enriched for catalase are sensitized to the toxicities of bleomycin, adriamycin, and paraquat. W: The Journal of Biological Chemistry, 1993, 268, 19039–19043. 295. SPODARYK, K.: Metabolizm żelaza i jego udział w hemopoezie. W:Fizjologia krwi, red.: Z. DĄBROWSKI. Warszawa. Wydawnictwo Naukowe PWN, 1998, 158–172. 191 296. ST CLAIR, D.K., HOLLAND, J.C.: Complementary DNA encoding human colon cancer manganese superoxide dismutase and the expression of its gene in human cells. W: Cancer Research, 1991, 51, 3, 939-943. 297. STAREK, A.: Toksykologia narządowa. Warszawa. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, 2007, 11-27, 78-91, 167-189. 298. STAWARZ, R., GŁOGOWSKA, M., KILIAN, K., GOC, Z., MASSANYI, P.: Biogenic and Toxic Metals Content in Cancerous Tissues and Adjacent Normal Tissues of Digestive System of Human. W: International Conference on Environmental Science and Technology, 2011, 6, 9-12. 299. STEENLAND, K., BOFFETTA, P.: Lead and cancer in humans: where are we now? W: American Journal of Industrial Medicine, 2000, 38, 295–299. 300. STEENLAND, K., SELEVAN, S., LANDRIGAN, P.: The mortality of lead smelter workers: an update. W: American Journal of Public Health, 1992, 82, 1641-1644. 301. STEINMETZ-BECK, A., SZAHIDEWICZ-KRUPSKA, E., BECK, B., PORĘBA, R., ANDRZEJAK, R.: Genotoksyczny efekt przewlekłej ekspozycji na ołów w teście kometkowym. W: Medycyna Pracy, 2005, 56, 295–302. 302. STROMQVIST, M., HOUDEBINE, M., ANDERSSON, J.O., EDLUND, A., JOHANSSON, T., VIGLIETTA, C., PUISSANT, C., HANSSON, L.: Recombinant human extracellular superoxide dismutase produced in milk of transgenic rabbits. W: Transgenic Research, 1997, 6, 271–278. 303. SUN, Q., TRAN, M., SMITH, B., WINEFORDNER, J.D.: Zinc analysis in human skin by laser induced-breakdown spectroscopy. W: Talanta, 2000, 52, 293-300. 304. SUN, Y.: Free radicals, antioxidant enzymes, and carcinogenesis. W: Free Radical Biology and Medicine, 1990, 8, 6, 583–599. 305. SUN, Z.G., SONG, G.M., ZHANG, M., WANG, Z., NI, Z.H.: Clinical study on magnesium, copper and chrome levels in patients with oesophageal squamous cell carcinoma. W: Współczesna Onkologia, 2011, 15, 5, 257-260. 192 306. ŠVERKO, A., SOBOCANEC, S., KUŠIĆ, B., ŠARIĆ, A., LENICEK, T., KRAUS, O., ANDRIŠIĆ, L., KOROLIJA, M., BALOG, T., BOROVIĆ-ŠUNJIŚ, S., MAROTTI, M.: Superoxide dismutase and cytochrome P450 isoenzymes might be associated with higher risk of renal cell carcinoma in male patients. W: International Immunopharmacology, 2011, 11, 6, 639-645. 307. SZYMAŃSKI, K.: Związki ołowiu i chromu w środowisku naturalnym i odpadach. W: Rocznik Ochrona Środowiska, 2007, 11, 173-181. 308. TACCIOLI, C., WAN, S-G., LIU, CH-G., ALDER, H., VOLINIA, S., FARBER, J.R., CROCE, C.M., FONG, L.Y.Y.: Zinc Replenishment Reverses Overexpression of the Proinflammatory Mediator S100A and Esophageal Preneoplasia in the Rat. W: Gastroenterology, 2009, 136, 953-966. 309. TAKIGUCHI, M., ACHANZAR, W.E., QU, W., LI, G., WAALKES, M.P.: Effects of cadmium on DNA-(cytosine-5) metylotransferase activity and DNA methylation status during cadmium-induced cellular transformation. W: Experimental Cell Research, 2003, 286, 355-365. 310. TANDOGAN, B., ULUSU, N.N.: Comparative in vitro effects of some metal ions on bovine kidney cortex glutathione reductase. W: Preparative Biochemistry and Biotechnology, 2010, 40, 4, 405-411. 311. TANDON, R., KHANNA, H.D., DORABABU, M., GOEL, R.K.: Oxidative stress and antioxidants status in peptic ulcer and gastric carcinoma. W: Indian Journal of Physiology and Pharmacology, 2004, 48, 1, 115-118. 312. TAZAWA, T.: Changes in magnesium and calcium levels in blood and stomach tissue of patients with stomach cancer. W: The Hokkaido Journal Of Medical Science, 1992, 67, 5, 694-702. 313. TCHOUNWOU, P.B., ISHAQUE, A.B., SCHNEIDER, J.: Cytotoxicity and transcriptional activation of stress genes in human liver carcinoma cells (HepG2) exposed to cadmium chloride. W: Molecular and Cellular Biochemistry, 2001, 222, 1-2, 21-28. 314. TOH, Y., KUNINAKA, S., OSHIRO, T., IKEDA, Y., NAKASHIMA, H., BABA, H., KOHNOE, S., OKAMURA, T., MORI, M., SUGIMACHI, K.: Overexpression of manganese superoxide dismutase mRNA may correlate with aggressiveness in gastric and colorectal adenocarcinomas. W: International Journal of Oncology, 2000, 17, 1, 107-112. 193 315. TOKAR, E.J., DIWAN, B.A., WAALKES, M.P.: Early life inorganic lead exposure induces testicular teratoma and renal and urinary bladder preneoplasia in adult metallothionein-knockout mice but not in wild type mice. W: Toxicology, 2010, 276, 5-10. 316. TOMAT, A.L., COSTA, M. DE LOS ÁNGELES, ARRANZ, C.T.: Zinc restriction during different periods of life: Influence in renal and cardiovascular diseases. W: Nutrition, 2011, 27, 4, 392-398. 317. TOYOKUNI, S.: Iron-induced carcinogenesis: the role of redox regulation. W: Free Radical Biology and Medicine, 1996, 20, 4, 553-566. 318. TREBLE, R.G., THOMPSON, T.S., LYNCH, H.R.: Determination of copper, manganese and zinc in human liver. W: Biometals, 1998, 11, 1, 49-53. 319. TRINDER, D., MORGAN, E.: Inhibition of Uptake of Transferrin-Bound Iron by Human Hepatoma Cells by Nontransferin-Bound Iron, 1997, 26, 3, 691-698. 320. TRYNIDAD, T.P., WOLEVER, T.M.S., THOMPSON, L.U.: Effects of calcium concentration acetate, and propionate on calcium absorption in the human distal colon. W: Nutrition, 1999, 15, 7-8, 529-533. 321. TRIVEDI, S., POTTER-LEE, L., LI, J.H., YASAY, G.D., RUSSELL, K., OHNMACHT, C.J., EMPFIELD, J.R., TRAINOR, D.A., KAU, S.T.: Calcium dependent K-channels in guinea pig and human urinary bladder. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 1995, 15, 213, 2, 404-409. 322. TROETSCH, M., SCHAACK, J., FITZ, J.G., ROMAN, R.: Cloning and functional expression of a human liver CA2+- sensitive, small-conductance potassium channel. W: Gastroenterology, 2000, 118, 4, 1, 1018. 323. TVEITO, G., HANSTEEN, I.L., DALEN, H., HAUGEN, A.: Immortalization of normal human kidney epithelial cells by nickel(II). W: Cancer Research, 1989, 49, 7, 1829-1835. 324. VAGO, K.: Odtruwanie organizmu, jak zapobiegać zatruciu toksynami? Wrocław. Wydawnictwo ASTRUM, 2007, 16-22, 26-36, 38-41, 57-58. 325. VALKO, M., LEIBFRITZ, D., MONCOL, J., CRONIN, M.T., MAZUR, M., TELSER, J.: Free radicals and antioxidants in normal physiological functions and human disease. W: International Journal of Biochemistry & Cell Biology, 2007, 39, 44-84. 194 326. VAN DRIEL, B.E., LYON, H., HOOGENRAAD, D.C., ANTEN, S., HANSEN, U., VAN NOORDEN, C.J.: Expression of CuZn- and Mn-superoxide dismutase in human colorectal neoplasms. W: Free Radical Biology and Medicine, 1997, 23, 3, 435-444. 327. VISNER, G.A., DOUGALL, W.C., WILSON, J.M., BURR, I.A., NICK, H.H.: Regulation of manganese superoxide dismutase by lipopolysaccharide, interleukin-1, and tumor necrosis factor. Role in the acute inflammatory response. W: The Journal of Biological Chemistry, 1990, 265, 2856–2864. 328. VON SCHRENCK, T., DE WEERTH, A., AHRENS, M., JOCKS, T., WOLF, G., BOBROWSKI, CH., NEUMAIER, CH., SCHULZ, M., GRETEN, H., STAHL, R.: CCKBreceptors in the kidney: Identification, localization, and CCKBR-mediated changes in renal sodium and potassium absorption. W: Gastroenterology, 2000, 118, 4, 1, 303. 329. VUILLAUME, M.: Reduced oxygen species, mutation, induction and cancer initiation. W: Mutation Research, 1987, 186, 43-72. 330. WAALKES, M.P., FOX, D.A., STATES, J.C., PATIERINO, S.R., MC CABE, M.J.JR.: Metals and disorders of cell accumulation: modulation of apoptosis and cell proliferation. W: Toxicological Sciences, 2000, 56, 255-261. 331. WAALKES, M.P.: Cadmium carcinogenesis. Inorganic Carcinogenesis Section, Laboratory of Comparative Carcinogenesis, National Cancer Institute of Environmental Health Sciences. W: Mutation Research, 2003, 533, 107-120. 332. WADHWA, P., WADHWA, S., CHAUDHURY, S., DINDA, A.K., NAG, T.C., GUPTA, N.P.: Expression of voltage-gated potassium ion channels in human renal cell cancer. W: Urology, 2007, 70, 3, 257. 333. WADHWA, S., WADHWA, P., DINDA, A.K., GUPTA, N.P.: Differential expression of potassium ion channels in human renal cell carcinoma. W: International Urology and Nephrology, 2009, 41, 2, 251-257. 334. WAISBERG, M., BLACK, W.D., CHAN, D.Y., HALE, B.A.: The effect of pharmacologically altered gastric pH on cadmium absorption from the diet and its accumulation in murine tissues. W: Food and Chemical Toxicology, 2005, 43, 775-782. 335. WAISBERG, M., JOSEPH, P., HALE, B., BEYERSMANN, D.: Molecular and cellular mechanisms of cadmium carcinogenesis. W: Toxicology, 2003, 192, 95-117. 195 336. WALKER, C.H., HOPKIN, S.P., SIBLY, R.M., PEAKALL, D.B.: Podstawy ekotoksykologii. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, 2002. 337. WANG, H.J., WANG, Y.M., PENG, S.Q.: Repeated administration of a Fusarium mycotoxin butenolide to rats induces hepatic lipid peroxidation and antioxidant defense impairment. W: Food and Chemical Toxicology, 2009, 47, 3, 633-637. 338. WANG, Q., LI, N., WANG, X., KIM, M.M., EVERS, B.M.: Augmentation of sodium butyrate-induced apoptosis by phosphatidylinositol 3'-kinase inhibition in the KM20 human colon cancer cell line. W: Clinical Cancer Research, 2002, 8, 1940-1947. 339. WANG, X., CHEN, W., SINGH, N., PROMKAN, M., LIU, G.: Effects of potential calcium sensing receptor inducers on promoting chemosensitivity of human colon carcinoma cells. W: International Journal of Oncology, 2010, 36, 6, 1573-1580. 340. WARE, G.W.: Reviews of Environmental Contaminationand Toxicology. Springer Verlag, Heidelberg, 2001. 341. WARGOVICH, M.J., LOINTIER, P.H.: Calcium and vitamin D modulate mouse colon epithelial proliferation and growth characteristics of a human colon tumor cell line. W: Canadian Journal of Physiology and Pharmacology, 1987, 65, 3, 472-477. 342. WEI, L.K.: The clinical and laboratory studies of superoxide dismutase activity in the human whole blood with early gastric cancer. W: Free Radical Research Communications, 1991, 12-13, 759-760. 343. WEI-PING, M., JI-LIN, Y., ZHENG-BING, G., JIE-MING, Z., CHAO, Z., NA-NA, Z., PING, J., TING, T.: Cadmium induces apoptosis in human embryonic kidney (HEK) 293 cells by caspase-dependent and - independent pathways acting on mitochondria. W: Toxicology in Vitro, 2007, 21, 3, 343-354. 344. WHITSON, P.A., PIETRZYK, R.A., JONES, J.A., NELMAN-GONZALEZ, M., HUDSON, E.K., SAMS, C.F.: Effect of Potassium Citrate Therapy on the Risk of Renal Stone Formation During Spaceflight. W: The Journal of Urology, 2009, 182, 5, 2490-2496. 345. WIĘCKOWSKI, S.: Ekologia ogolna. Oficyna Wydawnicza Branta, 2008. 346. WILLIAMS, K., FRAYNE, J., MC LAUGHLIN, E.A., HALL, L.: Expression of extracellular superoxide dismutase in the human male reproductive tract, detected using antisera raised against a recombinant protein. W: Molecular Human Reproduction, 1998, 4, 235–242. 196 347. WITKOWSKI, K., KOZŁOWSKI, A., PARDELA, M., PIECUCH, J., WALICHIEWICZ, P.: Level of copper in plasma and tissue of patients with esophageal and large bowel cancer. W: Wiadomosci Lekarskie, 1993, 46, 15-16, 586-588. 348. WONG, P., WAGGONER, D., SUBRAMANIAM, J.R., TESSAROLLO, L., BARTNIKAS, T.B., CULOTTA, V.C., PRICE, D.L., ROTHSTEIN, J., GITLIN, J.D.: Copper chaperone for superoxide dismutase is essential to activate mammalian Cu/Zn superoxide dismutase. W: Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2000, 97, 28-86. 349. WU, T., SEMPOS, C.T., FREUDENHEIM, J.L., MUTI, P., SMIT, E.: Serum Iron Copper and Zinc Concentrations and Risk of Cancer Mortality in US Adults. W: Annals of Epidemiology, 2004, 14, 195-201. 350. WU, X., LIANG, Y., JIN, T., YE, T., KONG, Q., WANG, Z., LEI, L., BERQDAHL, I.A., NORDBERG, G.F.: Renal effects evolution in a Chinese population after reduction of cadmium exposure in rice. W: Environmental Research, 2008, 108, 2, 233-238. 351. WURZELMANN, J.I.: Cancer Epidemiology. W: Biomarkers Prevention, 1996, 5, 503. 352. YABUKI, M., KARIYA, S., ISHISAKA, R., YASUDA, T., YOSHIOKA, T., HORTON, A.A., UTSUMI, K.: Resistance to nitric oxide-mediated apoptosis in HL-60 variant cells is associated with increased activities of Cu, Zn superoxide dismutase and catalase. W: Free Radical Biology and Medicine, 1999, 26, 325–332. 353. YAMADA, M., SASAKI, R., SATO, N., SUZUKI, M., TAMURA, M., MATSUSHITA, T., KURUMATANI, H.: Amelioration by beraprost sodium, a prostacyclin analogue, of established renal dysfunction in rat glomerulonephritis model. W: European Journal of Pharmacology, 2002, 449, 1-2, 167-176. 354. YAMAN, M., KAYA, G., YEKELER, H.: Distribution of trace metal concentrations in paired cancerous and non-cancerous human stomach tissues. W: World Journal of Gastroenterology, 2007, 13, 4, 612-618. 355. YAMAN, M.: Comprehensive compassion of trace metal concentrations in cancerous and non-cancerous human tissues. W: Current Medicinal Chemistry, 2006, 13, 2513-2525. 197 356. YAMANAKA, N., OTA, K., UTSUMI, J.: Changes in superoxide dismutase activities during development, aging and transformation. W: HAYASHI, O., ASADA, K.: Biochemical and Medical Aspects of Active Oxygen, University Park Press, 1978, 183-190. 357. YAMAZAKI, K.: Effects of a sodium pump inhibitor on skin potential activity in human sweat glands. W: The Japanese Journal of Physiology, 1975, 46, 4, 222-227. 358. YANG, CH.Y., CHENG, M.F., TSAI, S.S., HSIEH, Y.L.: Calcium, Magnesium, and Nitrate in Drinking Water and Gastric Cancer Mortality, 1998, 89, 124-130. 359. YANG, CH.Y., CHIU, H.F., CHIU, J.F., TSAI, S.S., CHENG, M.F.: Calcium and Magnesium in Drinking Water and Risk of Death from Colon Cancer, 1997, 88, 928-933. 360. YEH, CH-T., HWANG, D-R., LAI, H-Y., HSU, J.I.A.: Inhibition of authentic hepatitis C virus replication by sodium stibogluconate. W: Biochemical and Biophysical Research Communications, 2003, 310, 2, 537-541. 361. YIM, M.B., CHOCK, P.B., STADTMAN, E.R.: Enzyme function of copper, zinc superoxide dismutase as a free radical generator. W: Journal Biological Chemistry, 1993, 268, 4099–4105. 362. YORIFUJI, T., TSUDA, T., KAWAKAMI, N.: Age standardized cancer mortality ratios in areas heavily exposed to methyl mercury. W: International Archives Occupational Environmental Health, 2007, 80, 679-688. 363. YOUNG, S.P., FAHMY, M., GOLDING, S.: Ceruloplasmin, transferrin and apotransferrin facilitate iron release from human liver cells. W: FEBS Letters, 1997, 411, 1, 93-96. 364. ZALEWSKI, T.: Fizjologia rozwojowa przewodu pokarmowego; 14-29. W: ZALEWSKI, T.: Choroby przewodu pokarmowego. Warszawa, 2000. 365. ZALUPS, R.K., AHMAD, S.: Molecular handling of cadmium in transporting epithelia. W: Toxicology and Applied Pharmacology, 2003, 186, 163-188. 366. ZELKO, I.N., MARIANI, T.J., FOLZ, R.J.: Superoxide dismutase multigene family: A comparison of the Cu,ZnSOD, Mn-SOD, and EC-SOD) gene structures, evolution, and expression. W: Free Radical Biology and Medicine, 2002, 33, 337–349. 367. ZHANG, D.Y., YE, R.G., LI, Y.J.: Nephrocalcinosis and clinical significance in early chronic renal disease. W: Zhonghua Yi Xue Za Zhi, 1993, 73, 11, 652-654, 700. 198 Wykaz skrótów użytych w pracy % - procent C – stopień Celsjusza A-T – para zasad adenina - tymina AP-1 - czynnik transkrypcyjny 1 (activator protein 1) ASA – absorpcyjna spektrometria atomowa ATP - adenozyno-5'-trifosforan BKCa – kanały potasowe aktywowane jonami wapnia o dużym przewodnictwie BSA – surowicza albumina wołowa (Bovine Serum Albumin) BSO – butionina sulfoksymina (buthionine sulfoximine) Ca – wapń Ca2+ - kation wapnia Ca2+-ATPaza – pompa wapniowa Caco2 – linia komórek enterocytopodobnych CAT - katalaza CCKB – receptor cholecystokininy B (cholecystokinin B receptor) Cd – kadm Cd-GSH – połączenie kadmu z glutationem Cd2+ - kation kadmu CdCl2 – chlorek kadmu CdMT – połączenie kadmu z metalotioneiną cDNA - komplementarny DNA (complementary DNA) CLSP – białko skóry zależne od kalmoduliny cm – centymetr cm/h – centymetr na godzinę cm3 – centymetr sześcienny Cu - miedź Cu/ZnSOD – cynkowo - miedziowa dysmutaza ponadtlenkowa CVAAS - spektrofotometria absorpcji atomowej zimnych par (Cold Vapor Atomic Absorption Spectrophotometry) CYP 2C9 – białko enzymatyczne rozkładające warfarynę DHT - 5-alfa-dihydrotestosteron DK – mineralizator Kjeldahla (Kjeldahl Digestion) DMT1 – przenośnik metali dwuwartościowych (Divalent Metal Transporter) DNA – kwas deoksyrybonukleinowy (deoxyribonucleic acid) DTNB – odczynnik Ellmanna (5,5'-dithiobis-2-nitrobenzoic acid) E.C. 1.11 - oksydoreduktazy działające na nadtlenki będące akceptorami (peroksydazy) E.C. 1.15 - oksydoreduktazy działające na rodniki ponadtlenkowe O2- jako akceptory wodoru EAG1 – kanał potasowy (Human ether à-go-go 1) EAG2 – kanał potasowy (Human ether à-go-go 2) EC-SOD - zewnątrzkomórkowa dysmutaza ponadtlenkowa EDTA - kwas edetynowy eGPx – zewnątrzkomórkowa peroksydaza glutationowa ELISA - test immunoenzymatyczny, immunoenzymosorbcyjny (enzyme-linked immunosorbent assay) FAAS – absorpcyjna płomieniowa spektrofotometria atomowa (Flame Atomic Absorption Spectrophotometry) 199 FAO/WHO - Organizacja Narodów Zjednoczonych do spraw Wyżywienia i Rolnictwa, Światowa Organizacja Zdrowia Fe – żelazo Fe2+ - kation żelaza (II) Fe3+ - kation żelaza (III) Fot. - fotografia g – gram G-C – para zasad guanina - cytozyna GH – hormon wzrostu (Growth Hormone) GPx – peroksydaza glutationowa GPx1 – cytozolowa peroksydaza glutationowa GPx2 – żołądkowo – jelitowa peroksydaza glutationowa GPx3 – plazmatyczna/osoczowa peroksydaza glutationowa GSH – glutation zredukowany GSHPx – peroksydaza glutationowa GSHR – reduktaza glutationowa GSSG – glutation utleniony GST – transferaza S-glutationowa h - godzina H-K-ATPaza – pompa wodorowo - potasowa H2O - woda H2O2 – nadlenek wodoru (woda utleniona) HCL - Holow Cathode Lamp HCl – kwas chlorowodorowy (kwas solny) HERG – kanał potasowy (Human Ether-à-go-go Related Gene) Hg – rtęć Hg2+ - kation rtęci hGPX1 – gen kodujący sekwencję białek peroksydazy 1 glutationowej HSP – białka szoku cieplnego (Heat shock proteins) HT-29 – linia ludzkich komórek gruczolakoraka okrężnicy (Human colon adenocarcinoma cell line) HuH-7 – ludzka linia komórkowa raka wątroby (human hepatoma cell line 7) hZTL1 – przenośnik cynku (human Zn transporters - like transporter 1) IARC – Międzynarodowa Agencja Badań nad Rakiem (International Agency for Research on Cancer) JC – jelito cienkie JGG – jelito grube, tkanki guza JGK – jelito grube, tkanki kontrolne JGO – jelito grube, tkanki oddalone od guza nowotworowego JGS – jelito grube, tkanki sąsiadujące z guzem nowotworowym K – potas K+ - kation potasu KATP – kanał potasowy KCa3.1 – kanał potasowy zależny od wapnia KCh – kanały potasowe KP – bufor potasowo – fosforanowy KW – test Kruskala - Wallisa LDL – lipoproteiny o niskiej gęstości (low density lipoproteins) M - mol MA 2 - Merkury Analyzer 2 200 Mg – magnez mg – miligram mg/g – miligram na gram Mg2+ - kation magnezu ml – mililitr mln - milion mM - milimol MnSOD - manganowa dysmutaza ponadtlenkowa mRNA – matrycowy, informacyjny RNA (messenger RNA) MT – metalotioneina MTP1 - przenośnik jonów metali (metal transporter protein 1) Na – sód Na-K-ATPaza – pompa sodowo - potasowa Na+ - kation sodu Na+/H+ - pompa sodowo - wodorowa Na2S2O5 – pirosiarczyn sodu NaBT – maślan sodu NAC – N-Acetyl Cyteina NADPH - dinukleotyd nikotynoamidoadeninowy NG – nerka, tkanki guza Ni - nikiel NK – nerka, tkanki kontrolne NLPZ – niesteroidowe leki przeciwzapalne nm - nanometr NO – nerka, tkanki oddalone od guza nowotworowego nr – numer NS – nerka, tkanki sąsiadujące z guzem nowotworowym p - poziom istotności α P – przełyk p53 – białko, czynnik transkrypcyjny o własnościach supresora nowotworowego Pb - ołów pH - ujemny logarytm dziesiętny aktywności jonów hydroniowych wyrażonych w molach na decymetr sześcienny PMG – pęcherz moczowy, tkanki guza PMK – pęcherz moczowy, tkanki kontrolne PMO – pęcherz moczowy, tkanki oddalone od guza nowotworowego PMS – pęcherz moczowy, tkanki sąsiadujące z guzem nowotworowym ppm - parts per million PTH – parathormon r – współczynnik korelacji r2 - współczynnik determinacji RFT – reaktywne formy tlenu ROS – reaktywne formy tlenu (reactive oxygen species) S – skóra Se – selen SH - grupa tiolowa SKCa – małe śródbłonkowe kanały potasowe aktywowane wapniem SOD – dysmutaza ponadtlenkowa SOD1 – cynkowo - miedziowa dysmutaza ponadtlenkowa SOD2 - manganowa dysmutaza ponadtlenkowa 201 SOD3 - zewnątrzkomórkowa dysmutaza ponadtlenkowa STD - odchylenie standardowe (Standard Deviation) t - tona T – trzustka t ½ - czas połowicznego rozpadu t/ha/rok – tona na hektar na rok TCA – kwas trójchlorooctowy TEF-1 – translacyjny czynnik elongacji TIF3 – translacyjny czynnik inicjacji TRIS – bufor (trihydroksyaminometan) U – Unit (jednostka enzymatyczna) U•mg-1białka – Unit na miligram białka UV – promieniowanie ultrafioletowe UV-VIS - rodzaj spektroskopii świetlnej, w którym wykorzystuje się promieniowanie elektromagnetyczne leżące w zakresie światła widzialnego ("VIS") oraz bliskiego ultrafioletu ("UV") i bliskiej podczerwieni (długość fali od 200 nm do 1100 nm) VGCC – napięciowo – zależne kanały wapniowe VGKCs – kanały potasowe bramkowane napięciem (Voltage-gated potassium channel) W – wątroba WHO – Światowa Organizacja Zdrowia (World Health Organization) Zip – białko transportujące cynk ZIP – superrodzina transporterów cynku Zn – cynk ZnO – tlenek cynku ZnT – białko transportujące cynk ZNT1 – przenośnik cynku (zinc transporter 1) ŻG – żołądek, tkanki guza ŻK – żołądek, tkanki kontrolne ŻO – żołądek, tkanki oddalone od guza nowotworowego ŻS – żołądek, tkanki sąsiadujące z guzem nowotworowym α - alfa β - beta - długość fali (lambda) µg – mikrogram µg/kg m.c. – mikrogram na kilogram masy ciała µg•g-1s.m. – mikrogram na gram suchej masy µg•g-1ś.m. – mikrogram na gram świeżej masy µl – mikrolitr µM•mg-1białka – mikromol na miligram białka 202 Spis fotografii, wykresów i tabel Fotografie Fot. 1. Przełyk. Fot. 2. Żołądek. Fot. 3. Jelito cienkie. Fot. 4. Jelito grube. Fot. 5. Trzustka. Fot. 6. Wątroba. Fot. 7. Nerka. Fot. 8. Pęcherz moczowy. Fot. 9. Skóra. Fot. 10. Nowotwór żołądka. Fot. 11. Nowotwór jelita grubego. Fot. 12. Nowotwór nerki. Fot. 13. Nowotwór pęcherza moczowego. Wykresy Wykres 1. Średnia zawartość sodu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 2. Średnia zawartość potasu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 3. Średnia zawartość wapnia w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 4. Średnia zawartość magnezu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 5. Średnia zawartość cynku w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 6. Średnia zawartość miedzi w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 7. Średnia zawartość żelaza w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 8. Średnia zawartość kadmu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 9. Średnia zawartość ołowiu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 10. Średnia zawartość niklu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1s.m.). Wykres 11. Średnia zawartość rtęci w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (µg•g-1ś.m.). Wykres 12. Średnia zawartość sodu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 13. Średnia zawartość sodu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 14. Średnia zawartość potasu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 15. Średnia zawartość potasu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 16. Średnia zawartość wapnia w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 17. Średnia zawartość wapnia w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). 203 Wykres 18. Średnia zawartość magnezu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 19. Średnia zawartość magnezu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 20. Średnia zawartość cynku w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 21. Średnia zawartość cynku w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 22. Średnia zawartość miedzi w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 23. Średnia zawartość miedzi w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 24. Średnia zawartość żelaza w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 25. Średnia zawartość żelaza w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 26. Średnia zawartość kadmu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 27. Średnia zawartość kadmu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 28. Średnia zawartość ołowiu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 29. Średnia zawartość ołowiu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 30. Średnia zawartość niklu w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1s.m.). Wykres 31. Średnia zawartość niklu w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1s.m.). Wykres 32. Średnia zawartość rtęci w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µg•g-1ś.m.). Wykres 33. Średnia zawartość rtęci w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µg•g-1ś.m.). Wykres 34. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 35. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 36. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 37. Średnia zawartość sodu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 38. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 39. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 40. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 41. Średnia zawartość potasu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 42. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 43. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 44. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). 204 Wykres 45. Średnia zawartość wapnia w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 46. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 47. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 48. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 49. Średnia zawartość magnezu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 50. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 51. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 52. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 53. Średnia zawartość cynku w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 54. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 55. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 56. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 57. Średnia zawartość miedzi w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 58. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 59. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 60. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 61. Średnia zawartość żelaza w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 62. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 63. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 64. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 65. Średnia zawartość kadmu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 66. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 67. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). Wykres 68. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 69. Średnia zawartość ołowiu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 70. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1s.m.). Wykres 71. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1s.m.). 205 Wykres 72. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1s.m.). Wykres 73. Średnia zawartość niklu w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1s.m.). Wykres 74. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µg•g-1ś.m.). Wykres 75. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µg•g-1ś.m.). Wykres 76. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µg•g-1ś.m.). Wykres 77. Średnia zawartość rtęci w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µg•g-1ś.m.). Wykres 78. Stężenie zredukowanego glutationu w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet -1 i mężczyzn w różnym wieku (µM•mg białka). Wykres 79. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka). Wykres 80. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka). Wykres 81. Aktywność katalazy w tkankach zdrowych i nowotworowych u kobiet i mężczyzn w różnym wieku (U•mg-1białka). Wykres 82. Stężenie glutationu zredukowanego w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (µM•mg-1białka). Wykres 83. Stężenie glutationu zredukowanego w narządach mających tendencję do kumulacji metali (µM•mg-1białka). Wykres 84. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (U•mg-1białka). Wykres 85. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w narządach mających tendencję do kumulacji metali (U•mg-1białka). Wykres 86. Aktywność peroksydazy glutationowej w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (U•mg-1białka). Wykres 87. Aktywność peroksydazy glutationowej w narządach mających tendencję do kumulacji metali (U•mg-1białka). Wykres 88. Aktywność katalazy w narządach stanowiących drogi wchłaniania metali (U•mg-1białka). Wykres 89. Aktywność katalazy w narządach mających tendencję do kumulacji metali (U•mg-1białka). Wykres 90. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (µM•mg-1białka). Wykres 91. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (µM•mg-1białka). Wykres 92. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (µM•mg-1białka). Wykres 93. Stężenie glutationu zredukowanego w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (µM•mg-1białka). Wykres 94. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (U•mg-1białka). Wykres 95. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka). Wykres 96. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (U•mg-1białka). Wykres 97. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka). Wykres 98. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (U•mg-1białka). 206 Wykres 99. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka). Wykres 100. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (U•mg-1białka). Wykres 101. Aktywność peroksydazy glutationowej w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka). Wykres 102. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego żołądka (U•mg-1białka). Wykres 103. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego jelita grubego (U•mg-1białka). Wykres 104. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiej nerki (U•mg-1białka). Wykres 105. Aktywność katalazy w tkankach kontrolnych i nowotworowych ludzkiego pęcherza moczowego (U•mg-1białka). Tabele Tabela 1. Próbki niezmienione nowotworowo, pobrane od zdrowych pacjentów. Tabela 2. Próbki pobrane od pacjentów ze zdiagnozowaną chorobą nowotworową. Tabela 3. Średnia zawartość sodu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 4. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 5. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 6. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 7. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 8. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 9. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 10. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 11. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 12. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 13. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 14. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 15. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 16. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). 207 Tabela 17. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 18. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 19. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 20. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 21. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 22. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 23. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 24. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 25. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 26. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 27. Średnia zawartość sodu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 28. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 29. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 30. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 31. Średnia zawartość potasu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 32. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 33. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 34. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 35. Średnia zawartość wapnia; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 36. Średnia zawartość magnezu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). 208 Tabela 37. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 38. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 39. Średnia zawartość magnezu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 40. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 41. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 42. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 43. Średnia zawartość cynku; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 44. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 45. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 46. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 47. Średnia zawartość miedzi; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 48. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 49. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 50. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 51. Średnia zawartość żelaza; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 52. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 53. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 54. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). 209 Tabela 55. Średnia zawartość kadmu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 56. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 57. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 58. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 59. Średnia zawartość ołowiu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 60. Średnia zawartość niklu; wyniki testu RIR Tukey’a pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 61. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 62. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 63. Średnia zawartość niklu; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 64. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 65. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 66. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 67. Średnia zawartość rtęci; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 68. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 69. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 70. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 71. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 72. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). 210 Tabela 73. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 74. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami stanowiącymi drogi wchłaniania metali (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 75. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy narządami kumulującymi metale (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 76. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 77. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 78. Stężenie glutationu zredukowanego; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 79. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 80. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 81. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 82. Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 83. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 84. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 85. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 86. Aktywność peroksydazy glutationowej; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 87. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi żołądka (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 88. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi jelita grubego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 89. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi nerki (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). Tabela 90. Aktywność katalazy; wyniki wielokrotnych porównań średnich rang pomiędzy tkankami kontrolnymi i nowotworowymi pęcherza moczowego (w tabeli uwzględniono tylko różnice statystycznie istotne). 211
