Występowanie genów transferaz aminoglikozydowych u metycylino

MED. DOŚW. MIKROBIOL., 2010, 62: 289 - 295
Andrzej Młynarczyk, Ksenia Szymanek-Majchrzak, Grażyna Młynarczyk
Występowanie genów transferaz aminoglikozydowych u metycylinoopornych szczepów Staphylococcus aureus
Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej
Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik: prof. dr hab. med. G. Młynarczyk
Badano częstość występowania genów: aacA-aphD kodującego acetylotransferazę/fosfotransferazę AAC(6’)–Ie/APH(2”)-Ia, aadD kodującego nukleotydylotransferazę ANT(4’)-Ia oraz aph(3”)-IIIa kodującego fosfotransferazę APH(3”)-IIIa u grupy 50 metycylino-opornych szczepów Staphylococcus
aureus (MRSA), izolowanych z próbek materiału klinicznego. Najczęściej
wykazywano łączną obecność genów aacA-aphD i aadD.
Oporność na antybiotyki aminoglikozydowe u bakterii może być wynikiem kilku różnych mechanizmów (3, 8, 12, 13, 15) takich jak:
• synteza enzymów z grupy transferaz (acetylotransferazy, fosfotransferazy, nukleotydylotransferazy) modyfikujących cząsteczkę antybiotyku (3, 8, 12, 13, 15),
• mutacje w genach kodujących białka rybosomalne najczęściej dotyczące białka S12
i związane z wysokim poziomem oporności na streptomycynę (11, 13),
• brak enzymów odpowiedzialnych za aktywny transport aminoglikozydów do wnętrza
komórki bakteryjnej (S.aureus SCV - wariant małych kolonii, rodzaje Streptococcus
i Enterococcus oraz wszystkie bakterie bezwzględnie beztlenowe) (10, 13),
•
synteza metylaz 16S rRNA (ArmA, RmtA-RtmD, NmpA) modyfikujących miejsce
docelowe dla antybiotyku (mechanizm opisany dotąd tylko u niektórych pałeczek
Enterobacteriaceae) (10, 15),
•
aktywne usuwanie antybiotyku z komórki bakteryjnej - mechanizm różnych pomp
błonowych (pałeczki Gram-ujemne zwłaszcza z rodzaju Pseudomonas) (10, 15).
Najbardziej rozpowszechniony mechanizm oporności na aminoglikozydy u S.aureus
polega na syntezie enzymów z grupy transferaz (1, 6, 8, 14, 20). Są to: dwudomenowa
acetylotransferaza/fosfotransferaza AAC(6’)-Ie/APH(2”)-Ia, kodowana przez gen aacA-aphD i warunkująca oporność na gentamycynę, tobramycynę, kanamycynę oraz często na
amikacynę i netilmycynę, nukleotydylotransferaza ANT(4’)-Ia kodowana przez gen aadD
i warunkująca oporność na tobramycynę, kanamycynę, neomycynę oraz fosfotransferaza
APH(3”)-IIIa kodowana przez gen aph(3”)-IIIa warunkująca oporność na kanamycynę,
neomycynę, lividomycynę (6, 12, 13). U wankomycyno-opornych Staphylococcus aureus
(VRSA) opisano również fosfotransferazę APH(3’)-III (oporność na kanamycynę i neomy-
290
A. Młynarczyk, K. Szymanek-Deresz, G. Młynarczyk
Nr 4
cynę) kodowaną przez gen aphA-3 (aph(3’)-IIIa), występujący w plazmidach przekazanych
do S.aureus z ziarenkowców z rodzaju Enterococcus w obrębie wbudowanych w te plazmidy
transpozonów Tn3851, Tn4031 i Tn5404 (13, 18).
Ponadto S. aureus może syntetyzować transferazy, np. ANT(6), kodowaną przez gen
ant(6) plazmidu pS194, lub ant(6)-Ia (aadE), inaktywujące streptomycynę (13, 18, 19).
Oporność na streptomycynę u S.aureus może być również wynikiem mutacji genu kodującego
rybosomalne białko S12 (13, 18). Obniżona wrażliwość lub oporność na aminoglikozydy
może być wynikiem zakłócenia transportu aminoglikozydów do wnętrza komórki bakteryjnej. Ten typ oporności występuje najczęściej u S.aureus SCV (small colony variants)
spowodowana mutacjami w genach enzymów transportowych (13, 18).
Celem podjętych przez nas badań było ustalenie częstości występowania genów transferaz aminoglikozydowych oraz określenie warunkowanego przez nie fenotypu oporności
na różne antybiotyki aminoglikozydowe u grupy 50 szczepów MRSA.
MATERIAŁ I METODY
Szczepy bakteryjne. Przedmiot badań stanowiło 50 szczepów MRSA wyhodowanych i oznaczonych do gatunku w Pracowni Diagnostyki Mikrobiologicznej w Katedrze
i Zakładzie Mikrobiologii Lekarskiej Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego. Każdy
izolat pochodził od innego chorego hospitalizowanego w Szpitalu Dzieciątka Jezus w Warszawie. Szczepy identyfikowano i określano ich lekowrażliwość z zastosowaniem systemu
Vitek 2 lub ID32Staph i ATB Staph. Metycylino-oporność była potwierdzana przy użyciu
testu dyfuzyjno-krążkowego z cefoksytyną. Do dalszych badań wybrano 34 szczepy MRSA
oporne na gentamycynę oraz 16 szczepów MRSA wrażliwych na gentamycynę ale opornych
na kanamycynę. Jako szczepy kontrolne zastosowano: NCTC 8325 i 209P (wrażliwe na
wszystkie antybiotyki), Mu3 i Mu50 (posiadające geny aacA-aphD i aadD oraz PS85
posiadający gen aph(3”)-IIIa.
O z n a c z a n i e w r a ż l i w o ś c i n a a n t y b i o t y k i a m i n o g l i k o z y d o w e . O znaczenia
metodą dyfuzyjno-krążkową wykonywano zgodnie z zaleceniami CLSI (2). Wyniki oznaTabela I. Kryteria wrażliwości S.aureus na antybiotyki aminoglikozydowe
CLSI
EUCAST
MIC
Metoda
MIC
Metoda
MIC
Antybiotyk
(mg/L)
dyfuzyjna
(mg/L)
dyfuzyjna
(mg/L)
S
R
K
S
R
S
R
K
S
R
S
R
Gentamycyna ≤4 ≥16 10 ≥15 ≤12 ≤1 >1 10 ≥18 ≤17 ≤1 ≥2
Amikacyna
≤16 ≥64 30 ≥17 ≤14 ≤8 >16 30 ≥18 ≤14 ≤8 ≥32
Netilmycyna
≤8 ≥32 30 ≥15 ≤12 ≤1 >1 10 IP IP ≤1 ≥2
Tobramycyna ≤4 ≥16 10 ≥15 ≤12 ≤1 >1 10 ≥19 ≤18 ≤1 ≥2
Kanamycyna ≤16 ≥64 30 ≥18 ≤13 ≤8 ≥32
Neomycyna
≤8 ≥32
SFM
Metoda
dyfuzyjna
K
S
R
15 ≥20 ≤19
30 ≥17 ≤14
15 ≥20 ≤19
10 ≥20 ≤19
30 ≥17 ≤14
30 ≥17 ≤14
Stosowane oznaczenia: CLSI-Clinical and Laboratory Standarts Institute (2) EUCAST-European
Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (4), SFM-Société Française de Microbiologie (17),
K-ilość antybiotyku w krążku (g-6), S-wrażliwy, R-oporny; IP-w przygotowaniu.
Nr 4
Transferazy aminoglikozydowe MRSA
291
Tabela II. Występowanie genów transferaz aminoglikozydowych i fenotyp oporności na antybiotyki
aminoglikozydowe u szczepów MRSA
Obecność
Liczba szczepów opornych (R), średniowrażliKrytegenów transferaz
Liczba
wych (I), wrażliwych (S)
rium
aminoglikozydowych
szczewrażliwoGEN TOB KAN NEO
AMI NET
aacAaph(3”)- pów
ści
aadD
R/I/S R/I/S R/I/S R/I/S R/I/S R/I/S
aphD
-IIIa
+
+
+
2
SFM
2/0/0 2/0/0 2/0/0 0/2/0
CLSI
2/0/0 2/0/0 2/0/0
0/2/0 1/0/1
EUCAST 2/0/0 2/0/0
0/2/0
+
+
19
SFM
19/0/0 19/0/0 17/2/0 15/3/1
CLSI
19/0/0 19/0/0 19/0/0
15/3/1 0/2/17
EUCAST 19/0/0 19/0/0
16/3/0
+
+
9
SFM
9/0/0 9/0/0 9/0/0 5/3/1
CLSI
9/0/0 9/0/0 9/0/0
5/3/1 1/3/5
EUCAST 9/0/0 9/0/0
6/3/0
+
+
1
SFM
1/0/0 1/0/0 1/0/0 0/1/0
CLSI
0/0/1 1/0/0 1/0/0
0/1/0 0/0/1
EUCAST 0/0/1 1/0/0
1/0/0
+
4
SFM
4/0/0 4/0/0 0/0/4 2/0/2
CLSI
4/0/0 4/0/0 4/0/0
2/0/2 1/2/1
EUCAST 4/0/0 4/0/0
2/0/2
+
5
SFM
5/0/0 5/0/0 4/1/0 0/1/4
CLSI
0/0/5 5/0/0 5/0/0
0/1/4 0/0/5
EUCAST 1/0/4 5/0/0
0/2/3
+
10
SFM
0/0/10 10/0/0 10/0/0 2/3/5
CLSI
0/0/10 0/0/10 10/0/0
2/3/5 0/0/10
EUCAST 0/0/10 0/0/10
3/2/5
Szczepy kontrolne
+
+
Mu50 SFM
R
R
R
R
CLSI
R
R
R
R
S
EUCAST R
R
R
+
+
Mu3
SFM
R
R
R
R
CLSI
R
R
R
R
S
EUCAST R
R
R
+
PS85 SFM
S
R
R
S
CLSI
S
S
R
S
S
EUCAST S
S
I
NCTC SFM
S
S
S
S
8325- CLSI
S
S
S
S
S
4
EUCAST S
S
S
209P SFM
S
S
S
S
CLSI
S
S
S
S
S
EUCAST S
S
S
Stosowane oznaczenia: SFM-Société Française de Microbiologie, CLSI - Clinical and Laboratory Standarts Institute, EUCAST-European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing,
GEN-gentamycyna, TOB-tobramycyna, KAN-kanamycyna, NEO-neomycyna, AMI-amikacyna,
NET-netilmycyna.
292
A. Młynarczyk, K. Szymanek-Deresz, G. Młynarczyk
Nr 4
czeń interpretowano zgodnie z kryteriami wrażliwości na antybiotyki aminoglikozydowe
wg CLSI (2), oraz w przypadku neomycyny podanymi przez Société Française de Microbiologie (17). Kryteria te oraz kryteria EUCAST przedstawiono w tabeli I. Do oznaczeń
stosowano krążki produkcji Oxoid. Stosowane przez nas stężenia antybiotyków w krążkach
odpowiadały normom CLSI.
Izolacja DNA i wykrywanie genów aacA-aphD, aadD oraz aph(3”)- I I I a m e t o d ą P C R . Badane szczepy bakteryjne namnażano przez noc w płynnym podłożu
BHI w 35°C. 1,5 L-3 hodowli odwirowywano przez 3 min przy 12 000 rpm i osad zawieszano
w 0,6 L-3 buforu TE (50 mol-3 Tris, pH 8,0; 10 mol-3 EDTA, pH 8,0) i następnie wirowano 3
min przy 12 000 rpm. Następnie osad bakterii zawieszano w 0,2 L-3 buforu TE i dodawano
10 jednostek roztworu lizostafiny i inkubowano przez 30 min. w temp. 37°C. Po tym czasie
do lizatu komórek dodawano 0,3 L-3 DNazolu (Gibco BRL, New York) w celu uzyskania
całkowitej lizy komórek. Uwolnione DNA wytrącano dodając 2,5 objętości 96% etanolu
i umieszczano na 20 min w temp -20oC, Próbki wirowano przez 3 min przy 12 tys rpm a
następnie uzyskany osad DNA przemywano 1 L-3 70% etanolu. Alkohol odparowywano
przez 15 min. w temp 37oC, a DNA rozpuszczano w 0,1 L-3 jałowej dejonizowanej wody.
Próbki przechowywano w - 20oC.
R e a k c j a P C R . W skład każdej próbki wchodziły: 5 L-6 10x Taq bufor z KCl (Fermentans Live Sciences; 100 mol-3 Tris-HCl (pH 8,8 w 25oC, 500 mol-3 KCl, 0,8% octyl-phenoxyl-polyethoxyl-ethanol NP40), 5 L-6 25 mol-3 MgCl2, 0,5 L-6 każdego z czterech 25
mol-3 dNTPS, 1 L-6 każdego startera (50 mol-6), 0,2 L-6 5,0 U polimerazy Taq (Gibco) oraz 3
L-6 badanego DNA. Całkowita objętość próbki po dopełnieniu dejonizowaną wodą wynosiła
50 L-6. W reakcji PCR stosowano następujące parametry: wstępna denaturacja 94oC, 5 min;
denaturacja 94oC, 30s 25 cykli, przyłączanie starterów 58oC, 30s, 25 cykli, elongacja 72oC,
30s, 25 cykli, końcowa elongacja 72oC, 7 min. Startery zostały zsyntetyzowane przez TIB
MolBiol Poznań i charakteryzowały się następującą kolejnością nukleotydów wg Ida i wsp.
(6). Dla genu aacA-aphD: 5’-CGA TGT GGA TTG CGA AAA CT-3’;3’-CAC CGA AAT
AAC TAG AAC CC-5’; amplifikowany fragment 273 bp. Dla genu aadD: 5’-ATG GCT
CTC TTG GTC GTC AG-3’; 3’-TAA GCA CAC GTT CCT GGC TG-5’; amplifikowany
fragment 367 bp. Dla genu aph(3”)-IIIa: 5’-CAT TAT ACA GAG CCT TGG GA-3’; 3’AGG TCC TCG TTA TTC CCG TA-5’; amplifikowany fragment 152 bp.
WYNIKI
U 50 szczepów MRSA określano metodą PCR obecność 3 genów: aacA-aphD, aadD
oraz aph(3”)-IIIa. Do badań wybrano 34 szczepy MRSA oporne na gentamycynę oraz 16
szczepów wrażliwych na gentamycynę ale opornych na kanamycynę. U wszystkich 50 szczepów MRSA określono wrażliwość na gentamycynę, tobramycynę, kanamycynę, neomycynę,
amikacynę i netilmycynę metodą dyfuzyjno-krążkową. Interpretacja uzyskanych wyników
dotyczących wrażliwości bakterii na gentamycynę, tobramycynę i amikacynę przeprowadzono w oparciu o kryteria CLSI oraz EUCAST, na kanamycynę i netilmycynę tylko w
oparciu o kryteria CLSI (brak kryteriów EUCAST) a na neomycynę w oparciu o kryteria
podawane przez Soussy i wsp. (17). Uzyskane wyniki przedstawiono w tabeli II. Wśród 50
badanych szczepów MRSA u 34 szczepów wykazano obecność genu aacA-aphD, u 27
Nr 4
Transferazy aminoglikozydowe MRSA
293
szczepów występował gen aadD a u 22 szczepów występował gen aph(3”)-IIIa.
U 19 szczepów (38%) wykazano występowanie tylko jednego genu, u 29 szczepów (58%)
dwóch genów, a u 2 szczepów (4%) wszystkich trzech genów kodujących różne transferazy
aminoglikozydowe. Najczęściej (38%) szczepy posiadały geny aacA-aphD i aadD.
Szczepy u których wykazano obecność genu aacA-aphD wykazywały oporność na
gentamycynę (100%), tobramycynę (100%) i kanamycynę (100%) i były wrażliwe na neomycynę (100%). Oporność na netilmycynę wykazano u 6% szczepów, średnią wrażliwość u
14% szczepów a wrażliwość u 80% szczepów kodujących AAC(6’)-Ie/APH(2”)-Ia. Szczepy
u których wykazano obecność genu aadD wykazywały oporność na tobramycynę (100%)
i kanamycynę (100%), neomycynę (80% opornych i 20% średnio wrażliwych) oraz były
wrażliwe na gentamycynę i netilmycynę (100%). Nie stwierdzono w tej grupie szczepów
opornych na amikacynę, 20% wykazywało średnią wrażliwość a 80% wrażliwość. Szczepy,
u których wykazano obecność genu aph(3”)-IIIa wykazywały oporność na kanamycynę
(100%) i neomycynę (100%), oraz były wrażliwe na gentamycynę, tobramycynę i netilmycynę (100%). Szczepy oporne na amikacynę stanowiły 20%, szczepów średnio wrażliwych
było 30% a szczepów wrażliwych 50%. Wyniki przedstawiono w tabeli II.
DYSKUSJA
Geny aacA-aphD kodujące acetylotransferazę/fosfotransferazę AAC(6’)-Ie/APH(2”)-Ia występują w transpozonach (np. Tn4001, Tn4001-like), zlokalizowanych w dużych
plazmidach i chromosomie (np. SCCmec IVc) (9, 10, 13). AAC(6’)-Ie/APH(2”)-Ia jest u
S.aureus jedynym dotychczas znanym enzymem warunkującym oporność na gentamycynę.
MIC gentamycyny dla szczepów które mają ten enzym, waha się w przedziale od 8 mg/L do
> 1024 mg/L (MIC50 wynosi 128 mg/L, a MIC90 512 mg/L) (6). Dla szczepów wrażliwych
na aminoglikozydy oraz szczepów syntetyzujących enzymy ANT(4’)-Ia lub APH(3”)-IIIa,
wartości MIC gentamycyny mieszczą się w przedziale 0,25-1,0 mg/L. Dlatego pewne wątpliwości budzi nowe kryterium EUCAST 2010, wg którego jeden z badanych przez nas
szczepów S.aureus, syntetyzujący tylko ANT(4’), dla którego średnica strefy zahamowania
wzrostu wokół krążka z gentamycyną wyniosła 17 mm, należałoby klasyfikować wg kryterium EUCAST’u jako oporny na gentamycynę, podczas gdy wg obowiązującego jeszcze
kryterium CLSI określany jest jako wrażliwy (tabela II). Synteza AAC(6’)-Ie/APH(2”)-Ia
warunkuje również najczęściej oporność na tobramycynę. MIC tobramycyny dla szczepów
syntetyzujących ten enzym, waha się w przedziale od 8 mg/L do 256 mg/L (MIC50 wynosi 32
mg/L a MIC90 64 mg/L) (6). Ponadto, szczepy syntetyzujące ten enzym są zawsze oporne na
kanamycynę (MIC≥64 mg/L). Jedynym enzymem u S.aureus rozkładającym netilmycynę jest
AAC(6’)-Ie/APH(2”)-Ia. Netilmycyna jest bardzo słabym induktorem genu aacA-aphD, co
jest powodem, że szczepy S.aureus posiadające indukcyjny mechanizm regulacji tego genu
są często oznaczane w rutynowych badaniach jako wrażliwe. Ida i wsp (5) opisał naturalne
szczepy S.aureus u których elementy Tn4001-like zawierające gen aacA-aphD zachowały
promotor operonu beta-laktamazowego (zredukowany gen blaZ), co może powodować silną indukcję oporności na aminoglikozydy przez antybiotyki beta-laktamowe i antagonizm
beta-laktamów i aminoglikozydów. Stosując jako induktor aztreonam w stężeniu 25 mg/L
uzyskano wzrost wartości MIC netilmycyny z 4 do 32 mg/L oraz gentamycyny z 128 do
294
A. Młynarczyk, K. Szymanek-Deresz, G. Młynarczyk
Nr 4
1024 mg/L (5). Niektóre mutacje punktowe genu aacA-aphD mogą rozszerzać spektrum
AAC(6’)-Ie/APH(2”)-Ia np. o arbekacynę (16).
Gen aadD kodujący nukleotydylotransferazę ANT(4’)-Ia występuje zarówno w małych
(pUB110) i w dużych plazmidach np. koniugacyjnych. Kopia pUB110 występuje w niektórych chromosomalnych kasetach metycylinowych SCCmec (10, 11, 13). Gen aph(3”)-IIIa
kodujący fosfotransferazę APH(3”)-IIIa występuje najczęściej w plazmidach. Wysokie MIC
lividomycyny (>1024 mg/L) pozwala fenotypowo odróżnić ten gen od pozostałych (5).
W prowadzonych przez nas badaniach wykazano, że geny transferaz aminoglikozydowych u badanych przez nas szczepów MRSA najczęściej występują łącznie, np aacA-aphD
+ aadD u 38% MRSA, aacA-aphD + aph(3”)-IIIa u 18% MRSA.
Obecność genu aacA-aphD u badanych przez nas szczepów MRSA warunkowała zawsze oporność na gentamycynę, kanamycynę i tobramycynę. Tylko około 10% szczepów
posiadających ten gen było opornych na netilmycynę, natomiast około 50% było opornych
na amikacynę. Wszystkie szczepy posiadające tylko aacA-aphD były wrażliwe na neomycynę. Wg CLSI (2) szczepy S.aureus oporne na gentamycynę (mające gen aacA-aphD ) są
klinicznie oporne na wszystkie antybiotyki aminoglikozydowe, pochodne distreptaminy.
Obecność genu aadD warunkowała oporność badanych szczepów na tobramycynę, kanamycynę i neomycynę. Szczepy te były wrażliwe na gentamycynę i netilmycynę. Obecność
genu aph(3”)-IIIa warunkowała oporność badanych MRSA na kanamycynę i neomycynę.
U ok. 20% szczepów posiadających ten gen wykazano również oporność na amikacynę.
Szczepy te pozostawały wrażliwe na gentamycynę, tobramycynę i netilmycynę.
A. M ły n a r c z y k , K. Sz ym a ne k-Ma j c hrz a k, G. M łynarczyk
Occurence of aminoglycoside transpherase genes in methicillin-resistant strains of
Staphylococcus aureus
SUMMARY
Fifty MRSA strains originated from clinical specimens were examined by the PCR method, for
the presence of three genes: aacA-aphD, aadD oraz aph(3”)-IIIa. The obtained results were correlated
with the susceptibility of the strains to gentamicin, tobramicin, kanamicin, neomicin, amikacin and
netilmicin. The susceptibility results were interpreted according with CLSI and EUCAST guidelines.
aacA-aphD gene was found in 34 strains, aadD in 27 strains and aph(3”)-IIIa was present in 22
strains. In 19 strains (38%) was present one of the investigated genes, in 29 (58%) strains two genes
and in two strains (4%) all three genes were found. The most frequent variant was combination of
aacA-aphD and aadD genes.
PIŚMIENNICTWO
1. Ardic N, Sareyyupoglu B, Ozyurt M i inni. Investigation of aminoglycoside modifying enzyme
genes in methicillin-resistant staphylococci. Microbiol Res. 2006;161: 49-54
2. Clinical and Laboratory Standarts Institute (CLSI) antimicrobial susceptibility testing standards
M2-A9 and M7-A7. M100-S18. 2009; 28: 1-181.
Nr 4
Transferazy aminoglikozydowe MRSA
295
3. Emaneini M, Taherikalani M, Eslampour MA i inni. Phenotypic and genotypic evaluation of
aminoglycoside resistance in clinical isolates of staphylococci in Tehran, Iran Microb Drug Resist
2009;15: 129-32.
4. European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST). 2010 http://www.srga.
org/Eucastwt/eucastdefinition.htm
5. Ida T, Okamoto R, Nonoyama M i inni. Antagonism between aminoglycosides and beta-lactams
in a methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolate involves induction of an aminoglycosidemodifying enzyme. Antimicrob Agents Chemother 2002; 46:1516-21.
6. Ida T, Okamoto R, Shimauchi C i inni. Identification of aminoglycoside-modifying enzymes by
susceptibility testing: epidemiology of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in Japan. J
Clin Microbiol 2001; 39:3115-21.
7. Jeljaszewicz J, Młynarczyk G, Młynarczyk A. Antibiotic resistance in Gram-positive cocci. Int J
Antimicrob Agents 2000; 16: 473-8.
8. Kelmani Chandrakanth R, Raju S, Patil SA. Aminoglycoside-resistance mechanisms in multidrug-resistant Staphylococcus aureus clinical isolates. Curr Microbiol 2008; 56: 558-62.
9. Lowy D. Antimicrobial resistance: the example of S. aureus. Sci Med 2003; 111: 1256-73.
10. Mlynarczyk A, Mlynarczyk B, Kmera-Muszynska M i inni. Mechanisms of the resistance and tolerance to beta-lactam and glycopeptide antibiotics in pathogenic Gram-positive cocci. Mini-Rev
Med Chem 2009; 9: 1527-37.
11. Młynarczyk A, Młynarczyk G. Molecular mechanisms of resistance to antibacterial drugs in
Staphylococcus aureus. Post Mikrobiol 2008; 47: 423-9.
12. Młynarczyk A, Młynarczyk G, Łuczak M. Mechanizmy oporności na antybiotyki szczepów MRSA.
Zakażenia 2004; 6: 26-30.
13. Młynarczyk B, Młynarczyk A, Kmera-Muszyńska M i inni. Mechanisms of resistance to antimicrobial drugs in pathogenic Gram-positive cocci. Mini Rev Med Chem 2010; 10: 928-37.
14. Raju S, Kumar OA, Patil SA, Kelmani Chandrakanth R. Prevalence of multidrug-resistant Staphylococcus aureus in diabetics clinical samples. World J Microbiol Biotechnol 2010; 26: 171–6.
15. Rossolini GM, Mantengoli E. Antimicrobial resistance in Europe and its potential impact on
empirical therapy. Clin Microb Infect 2008; 14: 2-8.
16. Fujimura S, Tokue Y, Takahashi H i inni. Novel arbekacin- and amikacin-modifying enzyme
ofmethicillin-resistant Staphylococcus aureus. FEMS Microbiol Lett 2000; 190: 299-303.
17. Soussy CJ, Cavallo JD, Chardon H i inni. Comite de l’antibiogramme de la societe francaise de
microbiologie recommandations 2008 (Edition de Janvier 2008) Société Française de Microbiologie 2008.
18. Weigel LM, Donlan, RM, Shin DH i inni. High-level vancomycin-resistant Staphylococcus aureus
isolates associated with a polymicrobial biofilm. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51: 231-8.
19. Woodford N. Biological counterstrike: antibiotic resistance mechanisms of Gram-positive cocci.
Clin Microbiol Infect 2005; 11: 2-21.
20. Yadegar A, Sattari M, Mozafari NA, Goudarzi GR. Prevalence of the genes encoding aminoglycoside-modifying enzymes and methicillin resistance among clinical isolates of Staphylococcus
aureus in Tehran, Iran. Microb Drug Resist 2009;15: 109-13.
Otrzymano: 26 X 2010 r.
Adres Autora: 02-004 Warszawa, ul. Chałubińskiego 5, Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej
Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego