Ogólny stan fauny motyli dziennych
advertisement
136 Fauna fot. M. Perkowski 137 138 fot. M. Pruszyński 7 Bezkręgowce wodne Narwiańskiego Parku Narodowego Wody Narwi w granicach Narwiańskiego Parku Narodowego cechują się dużą różnorodnością gatunkową bezkręgowców występujących zarówno w nurcie rzeki, w jej dopływach, a zwłaszcza w starorzeczach, mimo braku większej liczby gatunków „specjalnej troski”, rzadkich i chronionych prawnie. Fauna bezkręgowców wodnych Narwiańskiego Parku Narodowego czeka jednak na wyczerpujące opracowanie. Zgodnie z danymi zebranymi w ramach planu ochrony na tym obszarze występuje ponad 200 gatunków wrotków, ok. 70 gatunków skorupiaków planktonowych i ponad 250 gatunków makrobezkręgowców wodnych (Górniak 2013)1. W ekosystemach wodnych Narwiańskiego Parku Narodowego stwierdzono 218 gatunków wrotków Rotifera. O dużym bogactwie gatunkowym zespołów wrotków decyduje różnorodność i charakter troficzny siedlisk, specyfika szaty roślinnej oraz układ hydrologiczny Narwi. Zróżnicowanie ilościowe i gatunkowe zespołów Rotifera jest odmienne w poszczególnych siedliskach. Wzrost tempa przepływu wody ma zasadniczy wpływ na zagęszczenie tej grupy bezkręgowców. Najwyższe zagęszczenie i różnorodność fauny Rotifera stwierdzono w starorzeczach i odnogach rzeki, gdzie przepływ wody jest znikomy. Dodatkowym czynnikiem wpływającym na różnorodność i liczebność wrotków jest obfitość roślinności wodnej występującej w starorzeczach i odnogach Narwi. W wodach Narwi w granicach Parku Narodowego występuje 71 gatunków skorupiaków planktonowych (Crustacea). Podobnie jak w przypadku wrotków, największe bogactwo gatunkowe i zagęszczenie zooplanktonu skorupiakowego odnotowano w starorzeczach i odnogach rzeki. W Narwiańskim Parku Narodowym stwierdzono 255 gatunków makrobezkręgowców wodnych z 87 rodzin (Tab. 7.1). Znajduje się wśród nich 13 gatunków zagrożonych i rzadkich. Należą do nich m.in. nadecznik stawowy Euspongilla lacustris (reprezentujący gąbki Porifera), Dina lineata i Piscicola pojmanskae (pijawki), Baetis liebenaue (z rzędu jętek), Odontomyia ornata (muchówka z rodziny lwinkowatych Stratiomyidae), ślimaki – błotniarka otułka Lymnea glutinosa, zawójka Valvata pulchella, zatoczki: obrzeżony Planorbis carinatus, moczarowy Anisus spirorbis i łamliwy A. vorticulus oraz małże – skójka gruboskorupowa Unio crassus i szczeżuja spłaszczona Anodonta complanata (por. Ryc. 9.9). Jednym z bardzo ważnych czynników wpływających na stan ekosystemów wodnych oraz fauny ich bezkręgowców jest eutrofizacja. Azot i fosfor, dostając się do wód, wywołują zwiększoną produkcję biomasy, która następie jest deponowana na dnie, co z kolei skutkuje znaczącym obniżeniem stopnia natlenienia wody. Czynniki troficzne wpływają na zmianę struktury organizmów wodnych na korzyść detrytusożerców i dominacji zielenic nitkowatych oraz sinic w planktonie. Konsekwencją jest ustępowanie makrofitów i upraszczanie struktury biotycznej starorzeczy oraz wód płynących. Wody Narwiańskiego Parku Narodowego są narażone na umyślne lub nieprzemyślane wprowadzanie egzotycznych gatunków wodnych z akwariów. Na zespoły mięczaków, w tym gatunki chronione, np. Unio crassus niekorzystny wpływ ma również populacja norki amerykańskiej. Literatura Górniak A. (kier.) 2013. Operat ekosystemów wodnych. Plan ochrony Narwiańskiego Parku Narodowego (mscr. w archiwum Narwiańskiego Parku Narodowego). 1 Tekst jest wyciągiem z materiałów operatu ekosystemów wodnych Narwiańskiego Parku Narodowego (Górniak 2013). 139 Tab. 7.1 Lista gatunków wybranych grup bezkręgowców wodnych występujących w Narwiańskim Parku Narodowym (Górniak 2013) Gromada Rząd Rodzina Gatunek Gąbki Porifera Ephydatia fluviatilis L. Gąbki pospolite Demospongiae Haplosclerida Spongillidae Anthoathecata Hydridae Ephydatia mülleri Lieberkhün Euspongilla lacustris L. Sp. novum Parzydełkowce Cnidaria Stułbiopławy Hydrozoa Hydra vulgaris Pallas Pelmatohydra oligactis Pallas Płazińce Platyhelminthes Dendrocoelidae Wirki Turbellaria Tricladida Dugesiidae Planariidae Bdellocephala punctata Pallas Dendrocoelum lacteum O. F. Müller Dugesia polychroa Schmidt Planaria torva O. F. Müller Polycelis nigra O. F. Müller Pierścienice Annelida Lumbriculida Lumbriculidae Naididae Skąposzczety Oligochaeta Tubificida Tubificidae Arhynchobdellida Erpobdellidae Haemopidae Pijawki Hirudinea Rhynchobdellida Glossiphonidae Piscicolidae 140 Lumbriculus variegatus O. F. Müller Chaetogaster langi Bretscher Chaetogaster limnaei Baer Dero digitata O. F. Müller Nais communis Piguet Nais pseudobtusa Piguet Nais variabilis Piguet Ophidonais serpentina O. F. Müller Pristina aequiseta Bourne Pristina longiseta Ehrenberg Slavina appendiculata d’Udekem Specaria josinae Vejdovský Stylaria lacustris L. Uncinais uncinata Oersted Aulodrilus pluriseta Piguet Limnodrilus udekemianus Claparede Psammoryctides albicola Michaelsen Psammoryctides barbatus Grube Spirosperma ferox Eisen Tubifex ignotus Štolc Tubifex tubifex O. F. Müller Erpobdella nigricollis Brandes Erpobdella monostriata Lindenfeld et Pietruszyński Erpobdella octoculata L. Erpobdella testacea Savigny Dina lineata O. F. Müller Haemopis sanguisuga L. Alboglossiphonia heteroclita L. Glossiphonia complanata L. Glossiphonia concolor Apáthy Helobdella stagnalis L. Hemiclepsis marginata O. F. Müller Placobdella costata O. F. Müller Theromyzon tessulatum O. F. Müller Piscicola pojmanskae Bielecki Gromada Rząd Rodzina Gatunek Isopoda Amphipoda Decapoda Asellidae Gammaridae Cambaridae Collembola Poduridae Plecoptera Nemouridae Asellus aquaticus L. Gammarus pulex L. Orconectes limosus Raffinesque Podura aquatica L. Isotomurus palustris Muller Nemoura cinerea Retzius Siphlonuridae Siphlonurus aestivalis Eaton Stawonogi Arthropoda Pancerzowce Malacostraca Skrytoszczękie Entognatha Baetidae Ephemeroptera Heptageniidae Leptophlebiidae Ephemeridae Caenidae Owady Insecta * Megaloptera Planipennia Sialidae Sisyridae Dytyscidae Coleoptera Gyrynidae Baetis liebenaue Keffermüller Baetis buceratus Eaton Baetis vernus Curtis Baetis nexus Navas Baetis tracheatus Keffermüller et Machel Baetis fuscatus L. Centroptilum luteolum O. F. Müller Cloeon dipterum L. Cloeon inscriptum Bengtsson Procloeon bifidum Bengtsson Heptagenia flava Rostock Heptagenia coerulans Rostock Heptagenia sulphurea O. F. Müller Kageronia fuscogrisea Retzius Paraleptophlebia cincta Retzius Habrophlebia fusca Curtis Ephemera vulgata L. Caenis horaria L. Caenis luctuosa Burmeister Brachycercus harrisella Curtis Sialis lutaria L. Sisyra nigra Retzius Acilius (Acilius) canaliculatus Nicolai Dytiscus circumcinctus Ahrens Graphoderus cinereus L. Graptodytes pictus Fabricius Hydaticus continentalis Balfour-Browne Hydroporus palustris L. Hygrotus decoratus Gyllenhal Hygrotus inaequalis Fabricius Hygrotus versicolor Schaller Hygrotus impressopunctatus Schaller Hydroglyphus geminus Fabricius Hyphydrus ovatus L. Ilybius fuliginosus fuliginosus Fabicius Laccophilus sp. larwy Porhydrus lineatus Fabricius Rhantus frontalis Marsham Rhantus exsoletus Forster Gyrinus aeratus Stephens Gyrinus natator L. Gyrinus marinus Gyllenhal Gyrinus substriatus Stephens 141 Gromada Rząd Rodzina Elmidae Haliplidae Helophoridae Hydrenidae Hydrophilidae Noteridae Scirtidae Hydropsychidae Polycentro­ podidae Leptoceridae Trichoptera Limnephilidae Hydroptilidae Corixidae Gerridae Heteroptera Vellidae Hebridae Mesovellidae Naucoridae Nepidae Notonectidae Pleidae 142 Gatunek Elmis sp. larwy Oulimnius sp. larwy Haliplus fluviatilis Aubé Haliplus ruficollis DeGeer Haliplidae sp. larwy Helophorus minutus Fabricius Helophorus granularis L. Hydraena palustris Erichson Hydraena riparia Kugelan Limnebius crinifer Rey Limnebius parvulus Herbst Limnebius atomus Duftschmid Ochthebius minimus Fabricius Anacaena lutescens Stephens Enochrus affinis Thunberg Enochrus coarctatus Gredler Enochrus quadripunctatus Herbst Hydrochara caraboides L. Noterus crassicornis O. F. Müller Scirtidae sp. larwy Hydropsyche augustipennis Curtis Hydropsyche incognita Pitsch Neureclipsis bimaculata L. Holocentropus picicornis Stephens Athripsodes atterimus Stephens Mystacides longicornis L. Oecetis lacustris Pictet Triaenodes bicolor Curtis Anabolia sp. (furcata, laevis) Glyphotaelius pellucidulus Retzius Halesus digitatus Schrank Ironoquia dubia Stephens Limnephilus decipiens Kolenati Limnephilus flavicornis Fabricius Limnephilus lunatus Curtis Limnephilus rhombicus L. Potamophylax rotundipennis Brauer Hydroptila sp. Corixa linnaei Fieber Callicorixa praeusta Fieber Cymatia coleoptrata Fabricius Sigara falleni Fieber Sigara semistriata Fieber Sigara striata L. Gerris (Gerris) lacustris L. Gerris (Limnoporus) rufoscutellatus Latreille Microvelia reticulata Burmeister Hebrus ruficeps Thomson Mesovelia furcata Mulsant et Rey Ilyocoris cimicoides L. Nepa cinerea L. Ranatra linearis L. Notonecta glauca L. Plea minutissima Leach Gromada Rząd Rodzina Chironomidae Culicidae Dixidae Diptera Simuliidae Ephydridae Ceratopogonidae Tipulidae Stratiomyidae Lepidoptera Pyralidae Aranea Cybaeidae Pisauridae Lycosidae Pajęczaki Arachnida Arrenuridae Acari, Hydrachnidia Eylaidae Hydrachnidae Hydrodromidae Hydryphantidae Hygrobatidae Limnesiidae Pionidae Unionicolidae Lebertiidae Gatunek Einfeldia sp. Eukiefferiella sp. Chironomus sp. Cryptochironomus Endochironomus sp. Glyptotendipes sp. Polypedilum sp. Procladius sp. Anophenes sp. Dixa maculata Meigen Dixella autumnalis Meigen Prosimulium sp. Eusimulium sp. Simulium sp. Pelina sp. Sphaeromias fasciatus Meigen Palpomyia lineata Meigen Sphaeromias pictus Meigen Culicoides sp. Tipula lateralis Meigen Odontomyia ornata Meigen Odontomyia tigrina Fabricius Cataclysta lemnata L. Elophila nymphaeata L. Nymphula nitidulata Hufnagel Nymphula stagnata Donovan Argyronecta aquatica Clerck Dolomedes fimbricatus Clerck Pirata piraticus Clerck Arrenurus batillifer Koenike Arrenurus bicuspidator Berlese Arrenurus bruzelii Koenike Arrenurus maculator O. F. Müller Eylais hamata Koenike Hydrachna globosa de Geer Hydrodroma despiciens O. F. Müller Hydryphantes crassipalpis Koenike Hygrobates calliger Piersig Hygrobates longipalpis Hermann Limnesia fulgida C. L. Koch Piona pusilla Neuman Piona variabilis C. L. Koch Piona conglobata C. L. Koch Unionicola crassipes O. F. Müller Lebertia insignis Neuman Mięczaki Mollusca Viviparidae Monotocardia Ślimaki Gastropoda Basommatophora Valvatidae Bithyniidae Physidae Lymnaeidae Viviparus contectus Millet Viviparus viviparus L. Valvata pulchella Studer Bithynia tentaculata L. Physa fontinalis L. Lymnea auricularia L. Lymnea glutinosa O. F. Müller Lymnaea stagnalis L. Lymnaea (Radix) peregra O. F. Müller Lymnea truncatula O. F. Müller 143 Gromada Rząd Basommatophora (c.d.) Rodzina Planorbidae Acroloxidae Unionoida Unionidae Veneroida Sphaeridae Ctenostomata Plumatellidae Małże Bivalvia Gatunek Anisus contortus L. Anisus spirorbis L. Anisus vortex L. Anisus vorticulus Troschel Armiger crista L. Gyraulus albus O. F. Müller Planorbarius corneus L. Planorbis carinatus O. F. Müller Planorbis planorbis L. Segmentina nitida O. F. Müller Acroloxus lacustris L. Unio crassus Philipsson Unio pictorum L. Anodonta anatina L. Anodonta complanata Rossmässler Sphaerium corneum L. Pisidium casertanum Poli Pisidium henslowanum Shepard Pisidium personatum Malm Pisidium nitidum Jenyns Pisidium subtruncatum Malm Pisidium sp. Mszywioły Bryozoa Phylactolaemata Plumatella fungosa Pallas * Zestawienie nie obejmuje ważek Odonata, opracowanych w osobnym rozdziale (przyp. red.). 144 Astakofauna Narwiańskiego PN W XIX wieku w wodach Polski występowały dwa gatunki raków: rak szlachetny Astacus astacus i błotny A. leptodactylus. Dominował pierwszy z tych gatunków. W 1890 r. sprowadzono do Polski raka pręgowatego Orconectes limosus, a w latach 1972–1979 i 1990–1991 – raka sygnałowego Pacifastacus leniusculus (Kulmatycki 1935; Leńkowa 1962; Kossakowski 1966; Kossakowski i in. 1978, 1983; Gondko, Girsztowtt 1987; Krzywosz 1994). Zasięg występowania raka szlachetnego w Polsce ciągle się zmniejsza. Rak błotny występuje punktowo praktycznie na terenie całego kraju, lecz jego liczebność również jest niska. Oba te rodzime gatunki preferują wody czyste, o małej trofii, zaliczane do i klasy jakości. Zanieczyszczenie środowiska i zmniejszenie się powierzchni dogodnych siedlisk, powtarzające się epizoocje dżumy raczej Aphanomyces astacorum i ekspansja raka pręgowatego są głównymi przyczynami katastrofalnego spadku pogłowia tych gatunków. Rak szlachetny i rak błotny to gatunki zagrożone wyginięciem, umieszczone na Czerwonej Liście Zwierząt Ginących i Zagrożonych oraz na Światowej Czerwonej Liście Gatunków Zagrożonych. Rak szlachetny jest wymieniony także w Polskiej Czerwonej Księdze Zwierząt. Współcześnie rak pręgowaty jest najliczniejszym gatunkiem w polskich wodach. Po sprowadzeniu na teren Polski miał zastąpić raki szlachetne, wyniszczone w Europie przez dżumę raczą, na którą rak pręgowaty jest odporny. Dalsze nieprzemyślane wsiedlenia i naturalne wędrówki spowodowały, że gatunek ten obecnie występuje prawie w całym kraju (Jażdzewski, Konopacka 1993, 1995; Strużyński, Śmietana 1998; Mastyński 1999). Rak pręgowaty zasiedla wszystkie rodzaje wód płynących i stojących, z wyjątkiem wód typowo górskich. Znosi wody silnie zanieczyszczone i zniekształcone przez zabudowę hydrotechniczną, takie jak porty, czy kanały (Białokoz i in. 1996). Nie ma specjalnych wymagań co do charakteru dna. Żyje zarówno w miejscach całkiem płytkich, jak i na znacznych głębokościach (Chybowski 2007). Często występuje masowo. Opanowując zbiorniki uprzednio zasiedlone przez raki rodzime, zajmuje na stałe ich opuszczone stanowiska. Mając mniejsze wymagania środowiskowe zasiedla znacznie większy areał zbiornika, niż zajmowany uprzednio przez raki rodzime. Współbytowanie raka pręgowatego z rakami szlachetnym i błotnym zazwyczaj prowadzi do eliminacji tych ostatnich ze zbiornika (Białokoz i in. 1996; Gherardi i in. 2002). Rak sygnałowy występuje w wodach naturalnych Polski na 18 udokumentowanych stanowiskach (Jażdżewski, Konopacka 1993, 1995; Krzywosz i in. 1995, Śmietana Krzywosz 2006). Gatunek ten, podobnie jak rak pręgowaty, jest nosicielem dżumy raczej i stanowi duże zagrożenie dla raków rodzimych. Na początku XX wieku w Narwi i jej dopływach występował rak szlachetny i, prawdopodobnie, rak błotny1 (Leńkowa 1962; Kossakowski 1966, 1973; K hal, Wojtas 1974; Kossakowski, Orzechowski 1974; Jażdżewski, Konopacka 1995). Obecnie, zapewne z powodu zanieczyszczeń rzeki i epizoocji dżumy, na terenie Narwiańskiego Parku Narodowego występuje tylko rak pręgowaty (Chybowski, Białokoz 2004). Zasiedlenie wód przez raka pręgowatego jest często opisywane jako powrót raków i mylnie interpretowane jako rezultat poprawy stanu środowiska. W rzeczywistości ten rak bytuje prawie w każdych wodach. Liczebność raków pręgowatych w poszczególnych typach wód Parku Narodowego jest zróżnicowana. Jest ona duża w korytach o powolnym nurcie i w starorzeczach, i wyraźnie zmniejsza się w korytach o dużej szybkości nurtu. W ostatnich latach, z nieznanych jeszcze przyczyn, obserwuje się zmniejszenie populacji raka pręgowatego (Krzywosz 2004; K rzywosz, Ulikowski 2009; Krzywosz i in. 2014), zauważalna jest też poprawa stanu środowiska wodnego. Jednak nawet te korzystne zmiany prawdopodobnie nie pozwolą na powrót raków rodzimych, ponieważ współbytowanie raka pręgowatego z rakami rodzimymi zazwyczaj doprowadza, po pewnym czasie, do eliminacji tych ostatnich ze zbiornika (Białokoz i in. 1992). Współbytowanie raków rodzimych z gatunkami obcymi zdarza się wyjątkowo. Ma to na przykład miejsce w jeziorach użytkowanych przez Instytut Rybactwa Śródlądowego, gdzie występują raki błotne i pręgowate. 1 Raki były dawniej poławiane i, oprócz ryb, odgrywały dość istotną rolę w handlu prowadzonym przez mieszkańców nadrzecznych wsi, zwłaszcza pod Choroszczą i Tykocinem. Łapano je przy pomocy samołówek, rozmieszczanych grupowo lub rzędowo, umieszczając w nich przynętę, np. żaby. Samołówki takie wykonywano z sieci rozpinanej luźno na małej obręczy i mocowanej do kołka wbijanego w dno rzeki lub też w formie tzw. bębenków, czyli rodzaju żaków, o ścianach sietnych lub z deseczek, z obustronnymi wlotami. Raki skupowali żydowscy kupcy, a handel nimi ożywił się bardzo po uruchomieniu kolei warszawsko-petersburskiej w początku lat 60. XIX w., dzięki czemu można było szybko transportować je także do restauracji i hoteli w stolicy (przyp. red.). 145 Astakofauna Narwiańskiego Obecnie astakofauna Narwiańskiego Parku Narodowego jest uboga, a powrót uprzednio występujących w wodach Parku rodzimych gatunków raków, czyli raka szlachetnego i błotnego, jest bardzo mało prawdopodobny. Reintrodukcja któregoś z nich wydaje się być możliwa jedynie w wybranych i izolowanych od reszty wód stanowiskach. Kossakowski J. 1973. Próba introdukcji do wód Polski raków Pacifastacus leniusculus Dana. IX Zjazd Hydrobiologów Polskich w Poznaniu 3−8.09.1973. 115−116. PTH Poznań: Kossakowski J., Mnich M., Kossakowski G. 1978. The first introduction of the crayfish Pacifastacus leniusculus Dana into Polish waters. Freshwater Crayfish 4: 195. Kossakowski J., Mnich M., Kossakowski G. 1983. An attempt to raise Łucjan Chybowski, Dariusz Ulikowski, Piotr Traczuk juvenile crayfish Pacifastacus leniusculus Dana. Freshwater Crayfish 5: 555−556. Kossakowski J., Orzechowski B. 1974. Crayfish Orconectes limosus in Literatura Poland. [W:] Avault J. W. Jr (red.), Freshwater crayfish. Second international symposium on freshwater crayfish. 31−47. Baton Białokoz W., Chybowski Ł., Krzywosz T. 1996. Ginące gatunki raków w województwie suwalskim. Zoologica Poloniae 41, Suppl.: 87−91. Białokoz W., Krzywosz T., Chybowski Ł. 1992. Stan pogłowia oraz warunki hodowli i ochrony raków w wodach województwa suwalskiego. PZW i UW Suwałki (mscr.). Chybowski Ł. 2007. Morphometrics, fecundity, density, and feeding intensity of the spinycheek crayfish Orconectes limosus (Raf.) in natural conditions. Arch. Ryb. Pol. 15(3): 175−241. Chybowski Ł., Białokoz W. 2004. Astakofauna Narwiańskiego Parku niusculus Dana, do wód Polski. Roczn. Nauk. PZW 7: 81−93. Krzywosz T. 2004. Czy to odwrót rak pręgowatego? Komun. Ryb. 5: 21−23. Krzywosz T., Białokoz W., Chybowski Ł. 1994. Raki rodzime w województwie suwalskim. Komunikaty rybackie 1: 9−10. Krzywosz T., Białokoz W., Chybowski Ł. 1995. Rak pręgowaty w wodach województwa suwalskiego. Komunikaty rybackie 2: 8−11. Krzywosz T., Traczuk P., Ulikowski D. 2014. Stan raka pręgowatego Narodowego. [W:] Banaszuk H. (red.), Przyroda Podlasia: Nar- po ponad 120-letniej obecności w Polsce. Komun. Ryb. 2: 30−32. wiański Park Narodowy. 316–318. Wyd. Ekonomia i Środowi- Krzywosz T., Ulikowski D. 2009. Unknown causes a sharp decline in sko, Białystok. population of spiny-cheek crayfish, Orconectes limosus (Rafin- Gherardi F., Śmietana P., L aurent P. 2002. Interaction between non- esque). Future of Native Crayfish in Europe, Regional European indigenous and indigenous species. Bull. Fr. Péche. Piscic. 367: Crayfish Workshop 7−10 September 2009, Pisek, Czech Re­ 899−909. public. Gondko R., Girsztowtt Z. 1987. Zasiedlenie wód Polski nowym ga- Kulmatycki W. 1935. Cambarus affinis Say. Rak amerykański, nowy tunkiem raka Pacifastacus leniusculus Dana. Kieleckie Studia Bi- mieszkaniec wód Pomorza i Wielkopolski. Przegl. Ryb. 10/11: ologiczne 4: 133−143. Jażdżewski K., Konopacka A. 1993. Survey and distribution of Crustacea Malacostraca in Poland. Crustaceana 65: 176−191. Jażdżewski K., Konopacka A. 1995. Katalog Fauny Polski. XIII, 1. Pancerzowce, Malcostraca. Muzeum Instytutu Zoologii PAN, Warszawa. Khal K., Wojtas F. 1974. Przegląd krajowych gatunków z rodzaju Branchiobdella. Zesz. Nauk. Uniw. Łódz., Ser. 2. Mat.-Przyr. 56: 3−12. Kossakowski J. 1966. Raki. PWRiL, Warszawa. 1−16. Leńkowa A. 1962. Badania nad przyczynami zaniku, sposobami ochrony i restytucją raka szlachetnego Astacus astacus (L.) w związku z rozprzestrzenianiem się raka amerykańskiego Cambarus affinis Say. Ochr. Przyr. 28: 1−38. Mastyński J. 1999. Nasze raki – Rak pręgowaty (Orconectes limosus Raf.). Przegląd Rybacki 3(46): 31−34. Strużyński, W., Śmietana P. 1998. Ochrona rodzimych raków wobec zagrożeń związanych z rozprzestrzenianiem się obcych gatunków. Przegląd Rybacki 6(43): 29−31. Kossakowski J. 1973. The freshwater crayfish in Poland. A short re- Śmietana P., Krzywosz T. 2006. Determination of the rate of growth viev of economic and reaserch activities. [W:] Abrahamsson S. of Pacifastacus leniusculus in Lake Pobłędzie, using polymodal (red.), Freshwater crayfish. Papers from the First International length frequency distribution Bull. Fr. Pêche Piscic 380/381: Symposium on Freshwater Crayfish. 17−26. Hinterthal, Austria, 1229−1243. Lund. 146 Rouge, Luisiana, USA. Krzywosz T. 1994. Introdukcja raka sygnałowego Pacifastacus le- Parku Narodowego Rak szlachetny (fot. Ł. Chybowski) Rak błotny (fot. Ł. Chybowski) Rak szlachetny (fot. Ł. Chybowski) 147 148 fot. C. Bystrowski 8 Owady Narwiańskiego Parku Narodowego Stan poznania entomofauny Narwiańskiego PN Stan rozpoznania poszczególnych grup owadów w Narwiańskim Parku Narodowym jest bardzo nierównomierny i na tle innych obszarów chronionych nie wypada szczególnie imponująco (Banaszak 2004). Należy tłumaczyć to przede wszystkim stosunkowo krótką historią Parku. Od początków XXI w. dokonał się jednak pewien postęp. Obecnie najlepiej zbadanymi grupami są motyle dzienne Lepidoptera: Hesperioidea i Papilionoidea (Frąckiel 1993; Winiarska 2001; Bystrowski 2009; Deoniziak 2011) oraz ważki Odonata (Bystrowski 1992; Jödicke 1999; Bystrowski 2003; Buczyńska i in. 2007; Bystrowski 2009; Matos da Costa 2010, 2011). Badano również muchówki, szczególnie komary Culicidae (Wegner 2002). Jeśli chodzi o inne rodziny, to dostępne są tylko fragmentaryczne dane dotyczące bzygowatych Syrphidae, rączycowatych Tachini- dae, a także Anthomyiidae, Conopidae, Muscidae, Sciomyzidae (Bystrowski 2009, 2012). Wstępnych inwentaryzacji doczekały się również pszczoły Hymenoptera: Apiformes (Banaszak 2006), chruściki Trichoptera oraz wodne chrząszcze Coleoptera i pluskwiaki różnoskrzydłe Hemiptera: Heteroptera (Buczyńska i in. 2007). W literaturze można znaleźć również dane dotyczące występowania innych gatunków owadów, np. chrząszczy z rodziny łyszczynkowatych Nitidulidae (Lasoń 2003). Dostępne są również informacje na temat obecności na terenie Parku cennych gatunków błonkówek, tj. wymienionych w Polskiej Czerwonej Księdze Zwierząt. Bezkręgowce (Głowaciński, Nowacki 2004): klecanki rdzaworożnej Polistes dominulus (Oleksa, Wiśniowski 2005) oraz smukwy kosmatej Scolia hirta i grzebacza wielkiego Ectemnius fossorius (J. Matos da Costa, dane niepubl.). Marcin Sielezniew, Cezary Bystrowski 8.1 Motyle dzienne Narwiańskiego Parku Narodowego Marcin Sielezniew • Cezary Bystrowski • Krzysztof Deoniziak Do najlepiej rozpoznanych grup owadów w Narwiańskim Parku Narodowym można zaliczyć motyle dzienne. Dwie inwentaryzacje przeprowadzone pod koniec XX w. wykazały obecność łącznie 50 gatunków, z czego 43 zostały znalezione przez Frąckiela (1993) i 40 przez Winiarską (2001). Trzeba jednak zauważyć, że kilka obserwacji Frąckiela (1993) najprawdopodobniej dotyczyło terenów znajdujących poza granicami obecnego Parku Narodowego. Chodzi tu szczególnie o bory sosnowe w pobliżu Wólki Waniewskiej, gdzie stwierdzono obecność m.in. modraszka argusa Plebejus argus, przeplatki didymy Melitaea didyma i osadnika megery Lasiommata megera. Nie ma wątpli- wości, że poza granicami Narwiańskiego Parku Narodowego położone jest miejsce obserwacji ogończyka ostrokrzewowca Nordmannia ilicis, ponieważ znajdowało się ono przy szosie z Kruszewa w kierunku Białegostoku. W ostatnich latach przedmiotem intensywniejszych badań stało się uroczysko Rynki (Ryc. 8.1). W czasie inwentaryzacji przeprowadzonej tam w 2009 roku wykazano obecność 46 gatunków (Bystrowski 2009). W latach 2010 i 2011 badania te były kontynuowane w ramach pracy magisterskiej Deoniziaka (2011). Prawie jednocześnie prowadzona była inwentaryzacja strefy buforowej Narwiańskiego Parku Narodowego, która wykazała obecność 45 149 Ryc. 8.1 Siedlisko strzępotka edypusa, strzępotka soplaczka i przeplatki diaminy w uroczysku Rynki (fot. M. Sielezniew) gatunków (Deoniziak, Sielezniew 2012). Dobrą okazją do poprawienia stanu wiedzy na temat najcenniejszych motyli były prace prowadzone w latach 2012–2013 w ramach przygotowania planu ochrony dla Parku Narodowego i planu zadań ochronnych dla obszaru Natura 2000. Niektóre powierzchnie były penetrowane również w kolejnych latach przy okazji monitoringu oraz badań poświęconych wybranym gatunkom. Ogólny stan fauny motyli dziennych Narwiańskiego Parku Narodowego Sześćdziesiąt sześć gatunków motyli dziennych stwierdzonych do tej pory w Narwiańskim Parku Narodowym (Tab. 8.1) stanowi około 40% krajowej fauny tej grupy (Buszko, Masłowski 2015; Sielezniew, Dziekańska 2010). Jest to stosunkowo niewiele w porównaniu z innymi cennymi przyrodniczo obszarami województwa podlaskiego, takimi jak: Biebrzański Park Narodowy, gdzie znaleziono 98 gatunków (Frąckiel, Sielezniew 2009 i niepublikowane), Puszcza Białowieska – 114 (Buszko i in. 1996), czy też Puszcza Knyszyńska – 101 gatunków (Klimczuk 2011; Sielezniew 2015). Wynika to przede wszystkim ze znacznie mniejszej powierzchni, mniejszej różnorodności siedlisk, ale także czasu trwania inwentaryzacji. Dane na temat motyli z wymienionych obszarów chronionych są wynikiem wieloletnich prac inwentaryzacyjnych oraz monitoringowych. 150 Nie ma danych, które by wskazywały, że jakikolwiek gatunek wyginął na terenie Parku Narodowego. Brak obserwacji modraszka argusa w uroczysku Rynki wynika prawdopodobnie z faktu, że w przeszłości pomylono go z bardzo podobnym i blisko spokrewnionym modraszkiem idasem Plebejus idas, zajmującym na Podlasiu podobne co argus typy siedlisk (wrzosowiska). Z drugiej strony można przypuszczać, że dwa gatunki obserwowane po raz pierwszy w latach 2009–2010, tj. modraszek argiades Cupido argiades i polowiec szachownica Melanargia galathea, mogły zasiedlić teren Parku dopiero w ostatnim czasie, biorąc pod uwagę ich ekspansję w Polsce (Sielezniew, Dziekańska 2010). Taki scenariusz jest prawdopodobny szczególnie w przypadku szachownicy – gatunku trudnego do przeoczenia z racji charakterystycznego wyglądu, który w okolicach Białegostoku pojawił się dopiero w 2007 r. w tym samym roku był obserwowany po raz pierwszy w Biebrzańskim Parku Narodowym, aby od 2008 r. stać się stałym i powszechnym elementem lepidopterofauny tego obszaru (Frąckiel, Sielezniew 2009). Trudno natomiast interpretować pierwsze obserwacje rusałki drzewoszka Nymphalis xantholemas (Ryc. 8.2), który wykazuje znaczne międzysezonowe zmiany zarówno zasięgu występowania, jak i liczebności. Z kolei w czasie prac terenowych w latach 2012–2014 stwierdzono występowanie ośmiu gatunków motyli dziennych, które do tej pory nie były znane z terenu Narwiańskiego Parku Narodowego. Niestrzęp głogowiec Aporia crataegi został stwierdzony w okolicach Baciut. Na granicy Parku, we wschodniej części uroczyska Rynki natrafiono ponadto na pojedyncze osobniki ogończyka wiązowca Strymonia w-album, a także pazika brzozowca Thecla betu- Tab. 8.1 Gatunki motyli dziennych Lepidoptera: Papilionoidea i Hesperioidea wykazane z obszaru Narwiańskiego Parku Narodowego w latach 1993–2013 (Frąckiel 1992; Bystrowski 2009; Deoniziak 2011; Winiarska 2001 oraz własne niepublikowane dane zebrane w latach 2012–2014) Lp Nazwa polska Nazwa naukowa 1993 2000 2009–2014 Powszelatki Hesperiidae 1. Powszelatek malwowiec 2. Rojnik morfeusz Pyrgus malvae L. - - + Heteropterus morpheus Pall. + + + 3. Karłątek ryska Thymelicus lineola Ochs. + + + 4. Karłątek kniejnik Ochlodes faunus Turati + - + 5. Karłątek leśny Thymelicus sylvestris Poda - - + 6. Karłątek klinek Hesperia comma L. - - + Pazie Papilionidae Paź królowej Papilio machaon L. + + + Bielinki Pieridae 8. Wietek gorczycznik/irlandzki* Leptidea sinapsis L. / juvernica Reiss.* + + + 9. Zorzynek rzeżuchowiec Anthocharis cardamines L. - + + 10. Bielinek kapustnik Pieris brassicae L. + + + 11. Bielinek rzepnik Pieris rapae L. + + + 12. Bielinek bytomkowiec Pieris napi L. + + + 13. Bielinek rukiewnik Pontia edusa F. + - - 14. Niestrzęp głogowiec Aporia crataegi L. - - + 15. Szlaczkoń siarecznik Colias hyale L. + + + 16. Latolistek cytrynek Gonepteryx rhamni L. + + + Modraszki Lycaenidae 17. Ogończyk śliwowiec Satyrium pruni L. - - + 18. Ogończyk wiązowiec Satyrium w-album Knoch - - + 19. Pazik brzozowiec Thecla betulae L. - - + 20. Zieleńczyk ostrężyniec Callophrys rubi L. - + + 21. Czerwończyk żarek Lycaena phlaeas L. + + + 22. Czerwończyk nieparek Lycaena dispar Haw. - + + 23. Czerwończyk dukacik Lycaena virgaureae L. + + + 24. Czerwończyk uroczek Lycaena tityrus Poda + + + 25. Czerwończyk zamgleniec Lycaena alciphron Rott. + + + 26. Czerwończyk płomieniec Lycaena hippothoe L. - - + 27. Modraszek wieszczek Celastrina argiolus L. - + + 28. Modraszek argiades Cupido argiades Pall. - - + 29. Modraszek idas Plebejus idas L. - +** + 30. Modraszek alkon Phengaris (=Maculinea) alcon Den. et Schiff. - - + 31. Modraszek ikar Polyommatus icarus Rott. + + + 32. Modraszek amandus Polyommatus amandus Schn. + - + 33. Modraszek dafnid Polyommatus daphnis Den. et Schiff. - - + Rusałki Nymphalidae 34. Dostojka laodyce Argynnis laodice Pall. + + + 35. Dostojka malinowiec Argynnis paphia L. + + + 36. Dostojka aglaja Argynnis aglaja L. + - + 37. Dostojka latonia Issoria lathonia L. + + + 38. Dostojka selene Boloria selene Den. et Schiff. + + + 39. Dostojka dia Boloria dia L. + + + 40. Dostojka ino Brenthis ino Rott. - - + 7. 151 Lp Nazwa polska Nazwa naukowa 1993 2000 2009–2014 41. Rusałka admirał Vanessa atalanta L. + + + 42. Rusałka osetnik Vanessa cardui L. + + + 43. Rusałka pawik Aglais io L. + + + 44. Rusałka pokrzywnik Aglais urticae L. + + + 45. Rusałka ceik Polygonia c-album L. + + + 46. Rusałka kratkowiec Araschnia levana L. + + + 47. Rusałka żałobnik Nymphalis antiopa L. + + + 48. Rusałka drzewoszek Nymphalis xanthomelas Esp. - - + 49. Przeplatka atalia Melitaea athalia Rott. + + + 50. Przeplatka didyma Melitaea didyma Esp. - - + 51. Przeplatka cinksia Melitaea cinxia L. - - + 52. Przeplatka diamina Melitaea diamina Lang - - + 53. Przeplatka britomartis Melitaea britomartis Assm. - - + 54. Mieniak strużnik Apatura ilia Den. et Schiff. - + + 55. Mieniak tęczowiec Apatura iris L. + - + 56. Osadnik egeria Pararge aegeria L. - + + 57. Osadnik megera Lasiommata megera L. - - + 58. Strzępotek soplaczek Coenonympha tullia Mull. + + + 59. Strzępotek edypus Coenonympha oedippus Fabr. - + + 60. Strzępotek perełkowiec Coenonympha arcania L. + + + 61. Strzępotek glycerion Coenonympha glycerion Borkh. + - + 62. Strzępotek ruczajnik Coenonympha pamphilus L. + + + 63. Przestrojnik trawnik Aphantopus hyperantus L. + + + 64. Przestrojnik likaon Hyponephele lycaon Rott. - - + 65. Przestrojnik jurtina Maniola jurtina L. + + + 66. Polowiec szachownica Melanargia galathea L. - - + Uwagi: z listy gatunków przedstawionych przez Frąckiela (1993) usunięto gatunki obserwowane poza aktualnymi granicami NPN; * pewne odróżnienie od siebie tych dwóch gatunków wymaga wypreparowania narządów rozrodczych; ** figurujący w zestawieniu Winiarskiej (2001) Plebejus argus, został zastąpiony przez P. idas, ponieważ aktualne obserwacje wskazują na to, że najprawdopodobniej doszło do pomyłki Ryc. 8.2 Rusałka drzewoszek (fot. I. Dziekańska) 152 lae. Jeden osobnik modraszka dafnida Polyommatus daphnis – samiec spijający nektar z kwiatostanu krwawnicy został zaobserwowany na skraju torfowiska w okolicach Uhowa. Siedlisko lęgowe gatunku, tj. miejsce licznego występowania jedynej rośliny żywicielskiej, cieciorki pospolitej Coronilla varia, znajduje się poza Parkiem, w odległości około 500 m od jego granic. Szczególnie interesującym miejscem okazał się być grądzik znajdujący się na południe od wsi Bokiny (Ryc. 8.3). Znaleziono na nim cztery gatunki nowe dla fauny Narwiańskiego Parku Narodowego: modraszka alkona Phengaris alcon (Ryc. 8.4), przeplatkę didymę Melitaea didyma, przeplatkę britomartis M. britomartis (Ryc. 8.5) oraz przestrojnika likaona Hyponephele lycaon. Trzy pierwsze z wymienionych gatunków zasługują na troskę konserwatorską. Wciąż można spodziewać się odnalezienia kilku kolejnych gatunków, choć biorąc pod uwagę charakter i powierzchnię Parku znaczne wydłużenie listy motyli dziennych wydaje się mało prawdopodobne. Nie należy wykluczyć, że kilka gatunków w przeszłości zniknęło niepostrzeżenie na skutek lokalnej intensyfikacji koszenia albo wypasu lub też w wyniku sukcesji roślinności wynikającej z zaniechania jakiegokolwiek użytkowania. Ryc. 8.3 Stanowisko modraszka alkona na grądziku k. wsi Bokiny (fot. M. Sielezniew) Ryc. 8.6 Samiec czerwończyka nieparka (fot. M. Sielezniew) Ryc. 8.4 Samiec modraszka alkona (fot. M. Sielezniew) Ryc. 8.7 Samica strzępotka edypusa (fot. M. Sielezniew) Ryc. 8.5 Przeplatka britomartis na przetaczniku (fot. M. Sielezniew) Na terenie Parku Narodowego stwierdzono występowanie czterech gatunków znajdujących się pod ochroną prawną w Polsce (na podstawie Rozporządzenia Ministra Środowiska z dnia 6 października 2014 r. w sprawie ochrony gatunkowej zwierząt). Są to czerwończyk nieparek Lycaena dispar (Ryc. 8.6) – wykazywany z grobli pod Kurowem, uroczyska Rynki oraz wschodniej części obszaru (Winiarska 2001; Bystrowski 2009; Deoniziak 2011, Sielezniew niepublikowane); modraszek alkon – stwierdzony po raz pierwszy w czasie inwentaryzacji w 2012 r.; strzępotek edypus Coenonympha oedippus (Ryc. 8.7) wykazany na grobli pod Kurowem przez Winiarską (2001) i znaleziony ponownie w czasie inwentaryzacji uroczyska Rynki (Bystrowski 2009) oraz strzępotek soplaczek C. tullia (Ryc. 8.8) obserwowany na bagnie Biel (Frąckiel 1993), grobli pod Kurowem (Winiarska 2001) i w uroczysku Rynki (Bystrowski 2009). Czerwończyk nieparek i strzępotek edypus figurują również w załącznikach II i IV Dyrektywy Siedliskowej. Wśród motyli objętych ochroną wymieniane były również paź królowej Papilio machaon, mieniak strużnik Apatura ilia i mieniak tęczowiec A. iris. Trzeba jednak zauważyć, że wszystkie one zostały usunięte w 2004 roku z listy gatunków chronionych, a wcześniejsza na niej obecność wynikała raczej z walorów estetycznych niż zagrożeń. Dwa gatunki motyli znane z Narwiańskiego Parku Narodowego, tj. strzępotek edypus i strzępotek soplaczek znala153 Ryc. 8.8 Samica strzępotka soplaczka (fot. M. Sielezniew) Ryc. 8.9 Samica przeplatki diaminy na kozłku (fot. M. Sielezniew) zły się na Czerwonej Liście Motyli Europy (Van Swaay i in. 2002) ze statusem odpowiednio EN (endangered, zagrożone) i VU (vulnerable, narażone na wyginięcie). Do innych odnotowanych wcześniej cennych faunistycznie gatunków należy zaliczyć gatunki z polskiej czerwonej listy: przeplatkę diaminę Melitaea diamina (Ryc. 8.9; status VU), znalezioną na uroczysku Rynki (Bystrowski 2009) oraz rojnika morfeusza Heteropterus morpheus – (NT, near threatened, bliski zagrożenia) obserwowanego na grobli pod Kurowem, bagnie Biel i uroczysku Rynki (Frąckiel 1993; Winiarska 2001; Bystrowski 2009). Intensywna penetracja Parku Narodowego w celu znalezienia innych cennych gatunków okazała się bezowocna, choć lokalnie stwierdzono występowanie potencjalnych siedlisk lęgowych, w tym obecność roślin żywicielskich. Najbardziej prawdopodobne wydawało się znalezienie czerwończyka fioletka Lycaena helle – gatunku z II załącznika Dyrektywy Siedliskowej, szczególnie, że stwierdzony on został w strefie buforowej Parku w okolicach Choroszczy (Deoniziak, Sielezniew 2012), a ponadto występuje w Biebrzańskim Parku Narodowym (Frąckiel, Sielezniew 2009), w Puszczy Knyszyńskiej, a nawet na terenie Białegostoku (Klimczuk 2011; Klimczuk i Sielezniew 154 niepublikowane). W Narwiańskim Parku Narodowym czerwończyk fioletek mógłby potencjalnie występować w uroczysku Rynki oraz na grądzikach Jesionki, gdzie został znaleziony rdest wężownik Polygonum bistorta, którego liście są jedynym pokarmem gąsienic. Roślina ta rośnie m.in. także na północ do Suraża na skraju intensywnie koszonych łąk przy wschodniej granicy Parku. Obserwacje z Podlasia wskazują, że intensywne użytkowanie nie sprzyja rdestowi wężownikowi i prowadzi do jego zaniku. Nie udało się również znaleźć innych „naturowych” gatunków, w tym przeplatki aurinii Euphydryas aurinii znanej z Puszczy Białowieskiej, Doliny Nurca, a ostatnio stwierdzonej także w Puszczy Knyszyńskiej (Sielezniew 2015), mimo że w 2013 r. natrafiono w okolicach Łap na jej potencjalne siedlisko, tj. miejsce licznego występowania rośliny żywicielskiej gąsienic, którym jest czarcikęs łąkowy Succisa pratensis. Obecna forma użytkowania tego terenu (ekstensywny wypas koni) również jest korzystna i wydaje się, że introdukcja gatunku miałaby tam duże szanse powodzenia. Grądzik Maliniak ze względu na obecność jesionów i sąsiadujących z nimi kwietnych łąk wydawał się być odpowiedni dla przeplatki maturny Euphydryas maturna występującej Puszczy Białowieskiej, a oraz w dolinie Biebrzy (Sielezniew i Dziekańska 2016). Grądziki Maliniak, Sosnowiec, Murawiniec i Jesionki były natomiast miejscem poszukiwań gatunków z IV załącznika Dyrektywy Siedliskowej, strzępotka hero Coenonympha hero oraz niepylaka mnemozyny Parnassius mnemosyne, znanych z Biebrzańskiego Parku Narodowego. Drugi z tych gatunków występuje zresztą również w dolinie Narwi w okolicach Tykocina (Bystrowski niepublikowane). Na grądziku Jesionki znaleziono również płat murawy napiaskowej z macierzanką piaskową Thymus serpyllum – potencjalne siedlisko modraszka ariona Phengaris arion. Stanowisko to jest trudno dostępne i nie zostało spenetrowane w czasie optymalnym dla weryfikacji obecności gatunku, ale wydaje się ona być mało prawdopodobna biorąc pod uwagę relatywnie niewielką powierzchnię. Priorytetowe gatunki motyli dziennych i ich ochrona Czerwończyk nieparek Czerwończyka nieparka znaleziono na 32 stanowiskach, we wszystkich 14 kwadratach siatki1 o boku równym 5 km, obejmujących cały teren Narwiańskiego Parku Narodowego2 i jednocześnie stosowanych w ogólnokrajowym monitoringu (Sielezniew 2015). Obserwacje stadiów preimaginalnych wskazują na szerokie rozprzestrzenienie siedlisk lęgowych, co jest związane z rozmieszczeniem roślin żywicielskich tego gatunku. Najczęściej był wykorzystywany szczaw lancetowaty Rumex hydrolapathum, należący do roślin higrofilnych; w dalszej kolejności, rosnący często w relatywnie suchych miejscach szczaw kędzierzawy 1 2 W odwzorowaniu ETRS LAEA 52. W jednym z kwadratów gatunek odnotowano 400 m poza granicami Parku Narodowego. R. crispus, a okazyjnie również szczaw tępolistny R. obtusifolius. Poza granicami Parku Narodowego, w okolicach miejscowości Baciuty, rośliną pokarmową był również inwazyjny gatunek – szczaw omszony R. confertus. Czerwończyk nieparek jest spotykany przede wszystkim w różnego typu nieużytkowanych lub ekstensywnie użytkowanych zbiorowiskach nieleśnych: na wilgotnych i świeżych łąkach, pastwiskach, w zaroślach, a także szuwarach, często również tych okresowo podtapianych lub wręcz długotrwale zalewanych. Spektrum biotopów, w których był obserwowany obejmowało nawet widne młode olsy, jak np. w okolicach Wólki Waniewskiej. Czerwończyk nieparek uważany za gatunek higrofilny, bywa spotykany także w suchszych miejscach. Biorąc po uwagę sytuację czerwończyka nieparka w Polsce i na Podlasiu, szerokie rozprzestrzenienie gatunku w Narwiańskim Parku Narodowym nie może dziwić i nie świadczy o wyjątkowym znaczeniu tego obszaru. Ponadto wiele wskazuje, że nieparek wykazuje sezonowe fluktuacje liczebności, a prawdopodobnie również swojego lokalnego zasięgu. Zapewne areał gatunku w Parku Narodowym powiększa się latem. Znaczna liczba stanowisk przy jednocześnie małych zagęszczeniach imagines obserwowanych lokalnie oraz duże zdolności dyspersji sprawiają, że potencjalne zagrożenia powinny być rozpatrywane w skali całego obszaru. Na terenach użytkowanych rolniczo częste lub prowadzone w nieodpowiednich terminach koszenie powoduje śmiertelność stadiów preimaginalnych, a także ogranicza dostęp gąsienic do bazy roślin żywicielskich oraz postaci dorosłych do roślin nektarodajnych. Przyczyną okresowej redukcji wielkości populacji jest najprawdopodobniej również zalewanie, szczególnie w okresie wiosennym. Innego rodzaju zagrożeniem są zmiany składu gatunkowego zbiorowisk roślinnych, będące wynikiem sukcesji oraz ekspansji bylin, a zwłaszcza trzciny. Zarastanie obszarów nieużytkowanych drzewami i krzewami skutkuje dodatkowo ograniczeniem przestrzeni do latania dla gatunków łąkowych, do których należy czerwończyk nieparek. Wymienione zagrożenia oddziałują jednak lokalnie, a mobilność imagines, szerokie rozprzestrzenienie potencjalnych roślin żywicielskich oraz różnorodność sposobów użytkowania terenu sprawiają, że sytuacja gatunku w Narwiańskim Parku Narodowym wydaje się być stabilna. Strzępotek edypus Ten jeden z najbardziej zagrożonych gatunków motyli w Europie, w Polsce znany jest z około 10 stanowisk w województwach lubelskim i podlaskim (Sielezniew i in. 2010; Sielezniew 2012). Na terenie Parku Narodowego występuje on wyłącznie w uroczysku Rynki, a zasiedlany przez niego obszar liczy około 40 ha. Dokładne zdefiniowanie siedlisk lęgowych gatunku nie jest możliwe ze względu na niedostatek wiedzy o preferencjach względem składania jaj oraz o optymalnych miejscach do rozwoju. Na pewno edypus rozwija się w północnej części torfowiska, gdzie znajdywano pojedyncze gąsienice (Ryc. 8.10). Dotychczasowe obserwacje wskazują, że larwy żerują najprawdopodobniej na trzęślicy modrej Molinia caerulea. Ponieważ jednak potencjalnymi roślinami pokarmowymi Ryc. 8.10 Gąsienica strzępotka edypusa (fot. M. Sielezniew) są również turzycowate, kwestia preferencji pokarmowych wymaga dalszych, szczegółowych badań. W uroczysku Rynki edypus spotykany jest zarówno na otwartych płatach torfowiska niskiego, osiągając największe zagęszczenia przy jego północnych granicach, jak i na torfowisku przejściowym. Motyle obserwowane były również poza granicami Parku Narodowego, na obszarach bezpośrednio do niego przylegających. Pojedyncze osobniki spotykano wyjątkowo poza siedliskami lęgowymi, np. w czasie pobierania nektaru na macierzankach rosnących na wydmie oddzielającej torfowisko przejściowe od pozostałego obszaru występowania gatunku. Obecność gatunku nie została natomiast potwierdzona na grobli pod Kurowem, skąd był wykazywany przez Winiarską (2001). Biorąc pod uwagę, że autorka penetrowała zarówno ten obszar, jak i uroczysko Rynki, można przypuszczać, że doszło do pomyłki, tym bardziej, że występowanie gatunku w okolicach Kurowa wydaje się być mało prawdopodobne ze względu na charakter tamtejszych siedlisk. W 2010 r. w okresie pojawu strzępotka spenetrowano płaty łąk z trzęślicą modrą położone przy pobliskiej reducie Koziołek, ale bez rezultatu. Mimo, że zagęszczenia osobników w uroczysku Rynki są raczej niewielkie, to populacja motyla jest relatywnie liczna. W szczycie pojawu może liczyć nawet 900 osobników, a całkowitą liczebność imagines w sezonie można szacować na kilka tysięcy. Główne zagrożenia dla populacji strzępotka edypusa są związane z sukcesją roślinności polegającą na wkraczaniu zarośli wierzbowych, brzozy oraz trzciny (Sielezniew i in. 2010). Niebezpieczeństwem jest także intensyfikacja użytkowania, w tym także ta związana z realizacją działań ochronnych. Zagrożeniem może być również nawożenie łąk sąsiadujących z siedliskiem gatunku i powodujące eutrofizację, a co za tym idzie zmiany składu gatunkowego zbiorowisk roślinnych, w tym przyśpieszenie sukcesji drzew i krzewów. Rzadkość gatunku sprawia, że może być on potencjalnie także narażony na presję ze strony zbieraczy motyli. Obecny stan wiedzy odnośnie preferencji siedliskowych strzępotka edypusa utrudnia zaproponowanie specyficznych działań ochronnych. Wydaje się jednak, że są one zbieżne z działaniami proponowanymi dla ochrony siedlisk otwartych. Korzystne będzie zatem przemienne, mo155 zaikowe koszenie (najlepiej ręczne), a także usuwanie nadmiaru drzew i krzewów, tak aby ich pokrycie wynosiło 10–20% siedliska gatunku. Strzępotek soplaczek Gatunek jest spotykany lokalnie w całej Polsce, częściej we wschodniej części kraju, gdzie zasiedla torfowiska niskie i przejściowe oraz torfiaste łąki. W Parku Narodowym prawdopodobnie jedynym miejscem występowania strzępotka soplaczka jest torfowisko Rynki i jego okolice. Mało wiadomo o jego preferencjach względem roślin żywicielskich. Jak do tej pory zaobserwowano tylko jedną gąsienicę soplaczka żerującą na turzycy tunikowej Carex appropinquata (Deoniziak 2011). Gatunek był również obserwowany na bagnie Biel (Frąckiel 1993) oraz przy grobli pod Kurowem (Winiarska 2001). Trudno powiedzieć czy oba stwierdzenia dotyczą tego samego miejsca i czy w przypadku Winiarskiej (2001) nie doszło do pomyłki, tak jak jest to podejrzewane w odniesieniu do strzępotka edypusa (a w rzeczywistości oba gatunki występowały faktycznie w uroczysku Rynki). Obecnie wydaje się, że w rejonie Kurowa i Radul nie ma dla strzępotka soplaczka odpowiednich siedlisk. Być może jest to skutek ekspansji trzciny lub innych trudnych do określenia zmian charakteru zbiorowisk roślinnych. Ze względu na podobieństwo pod względem wykorzystywanych siedlisk zagrożenia są prawdopodobnie takie same, jak w przypadku strzępotka edypusa. W związku z tym wydaje się, że działania ochronne proponowane w odniesieniu do poprzedniego gatunku będą też sprzyjać strzępotkowi soplaczkowi. Warto przy tym podkreślić potrzebę badań ekologicznych, których celem będzie określenie preferencji siedliskowych, szczególnie identyfikacji roślin żywicielskich gąsienic. Modraszek alkon Gatunek został stwierdzony jedynie na grądziku w okolicach Bokin i jest to pierwsza obserwacja alkona w tej części Podlasia. W lipcu 2012 r. zaobserwowano imagines, a w sierpniu już po zakończeniu okresu lotu przeprowadzono liczenie jaj i osłonek jajowych (Ryc. 8.11) łatwych do znalezienia na osobnikach goryczki wąskolistnej Gentiana pneumonanthe – roślinie żywicielskiej w początkowej fazie rozwoju gąsienic. Inwentaryzacja wykazała, że siedlisko lęgowe modraszka jest znacznie mniejsze niż areał występowania goryczki i ogranicza się prawie wyłącznie do południowej części płatu. Goryczka rośnie tam głównie w towarzystwie trzęślicy modrej oraz pojedynczych krzewów wierzby rokity Salix rosmarinifolia. Kilkadziesiąt osobników goryczki wąskolistnej, na których znaleziono większość z kilkuset osłonek jajowych porasta zwarty obszar o powierzchni ok. 0,3 ha. Liczba jaj, jak również badania z wykorzystaniem metody znakowania pozwalają oszacować wielkość populacji modraszka alkona na zaledwie kilkadziesiąt osobników dorosłych (Sielezniew i in. niepublikowane). Choć modraszek alkon nie jest gatunkiem „naturowym”, to niewątpliwie należy go uznać za drugiego pod względem cenności (po strzępotku edypusie) motyla dziennego stwierdzonego w Parku Narodowym. Na Podlasiu znany jest on z doliny Biebrzy, gdzie występuje dość 156 Ryc. 8.11 Jaja modraszka alkona na goryczce wąskolistnej (fot. M. Sielezniew) duża i stabilna populacja, oraz z doliny Nurca, gdzie jest spotykany nielicznie. W 2016 r. został znaleziony także w Puszczy Białowieskiej (Sielezniew i in. niepublikowane). Modraszek alkon jest motylem o dość złożonej biologii. Gąsienice przebywają początkowo w kwiatostanach goryczek, zjadając rozwijające się nasiona. Na początku ostatniego stadium spadają na ziemię i ich dalszy los zależy od tego, czy zostaną znalezione przez robotnice pewnych gatunków mrówek wścieklic Myrmica spp. Tylko bowiem w ich mrowiskach mają szansę na kontynuację rozwoju, stając się pasożytami społecznymi karmionymi przez gospodarzy. Aby populacja mogła trwać, mrowiska i goryczki muszą współwystępować w odpowiedniej liczbie i kombinacji przestrzennej. W przypadku stanowiska w Bokinach prawdopodobnie tylko część roślin żywicielskich rośnie w strefie penetracji mrówek gospodarzy. Ponadto zbyt wczesne koszenie części powierzchni ogranicza dostępność goryczek i/albo powoduje śmiertelność larw. Motylowi nie sprzyja również uboga baza roślin nektarodajnych – imagines były obserwowane na kwiatach jasieńca piaskowego Jasione montana oraz przetacznika kłosowego Veronica spicata i długolistnego V. longifolia. Głównym gospodarzem modraszka alkona na stanowisku jest wścieklica uszatka Myrmica scabrinodis (Ryc. 8.12), choć pierwsze badania sugerowały co innego. Wiosną 2013 r. przedpoczwarka motyla została znaleziona w gnieździe Ryc. 8.12 Gąsienice modraszka alkona w mrowisku wścieklicy uszatki (fot. M. Sielezniew) wścieklicy Schencka M. schencki, na podstawie czego wysnuto hipotezę, że możemy mieć do czynienia z unikalną rasą pokarmową. Późniejsze obserwacje wykazały jednak, że znaczenie wścieklicy Schencka jest drugorzędne (Sielezniew i in. 2015). Wyniki badań ekologicznych i genetycznych (Sielezniew i in. niepublikowane) wskazują na to, że populacja gatunku jest nie tylko bardzo niewielka, ale również i izolowana, stąd bardzo narażona na wyginięcie. W przeszłości na stanowisku prowadzony był ekstensywny wypas, który zapewne sprzyjał siedlisku modraszka alkona, a jego zaprzestanie skutkuje zmianami sukcesyjnymi. Rozwój zakrzaczeń oraz dominujących i ekspansywnych traw, szczególnie trzcinnika piaskowego Calamagrostis epigejos i w mniejszym stopniu trzęślicy modrej, wpływa negatywnie na bazę roślin żywicielskich, nektarodajnych, jak również prawdopodobnie mrówek gospodarzy. Obecnie jedynym czynnikiem hamującym zapewne te procesy jest dzika zwierzyna, której ślady można znaleźć na stanowisku. Zabiegi ochronne powinny mieć na celu utrzymanie licznej populacji zarówno mrówek gospodarzy, jak i rośliny żywicielskiej. Goryczka wąskolistna jest długowieczną byliną, która rozmnaża się tylko przez nasiona. Kiełkowanie jest możliwe jedynie na małych skrawkach odsłoniętego podłoża, których często brakuje. W związku z tym wiele populacji tej rośliny jest w „podeszłym” wieku i niewykluczone, że z taką sytuacją mamy do czynienia na grądziku Bokiny. Przy braku odpowiedniego użytkowania istnieje niebezpieczeństwo, że w dłuższej perspektywie czasu goryczki wyginą, a wraz z nimi zależny od nich motyl. Zalecanym działaniem ochronnym jest przywrócenie ekstensywnego wypasu przy użyciu bydła, które efektywnie zredukuje pokrywę dominujących traw. Efektem wydeptywania będzie także wykreowanie mikrosiedlisk dla kiełkowania nasion goryczek. Gdyby to okazało się nieskuteczne, należy rozważyć bardziej radykalne działanie polegające na wycinaniu małych fragmentów darni. Alternatywą jest bardziej intensywne, ale krótkotrwałe spasanie na początku lata przed kwitnieniem goryczki albo jesienią, po wysypie nasion. Mniej korzystne wydaje się być wprowadzenie koszenia, ponieważ może ono stymulować trawy do tworzenia bardziej zwartej pokrywy. Koszenie powinno być wykonywane ręcznie po osypaniu się nasion goryczek, a więc nie wcześniej niż w połowie września. Nie powinno też dotyczyć całej powierzchni, ale przemiennie różnych fragmentów (np. pasów) siedliska. 157 Przeplatka diamina Ten wymierający w zachodniej Polsce, ale wciąż dość szeroko rozprzestrzeniony na wschodzie kraju gatunek, na terenie Parku Narodowego został znaleziony na pięciu stanowiskach. Najliczniej był on obserwowany na północnych obrzeżach uroczyska Rynki oraz na łąkach przylegających do niego od północy, w miejscach licznego występowania kozłka lekarskiego Valeriana officinalis, będącego rośliną żywicielską gąsienic. Drugim rejonem występowania przeplatki diaminy są okolice Rzędzian oraz grądzik Sosnowiec, jednak tam gatunek ten jest zdecydowanie mniej liczny. W 2013 r. znaleziono nowe stanowisko diaminy na grądziku Maliniak, a rok później dużą populację również na grądziku Bokiny. Głównym zagrożeniem są zmiany sukcesyjne w siedliskach gatunku, a zapobiegać im można przez wprowadzenie koszenia o małej intensywności, wysoko ponad powierzchnią gruntu. Powinno mieć ono charakter przemienny i obejmować małe fragmenty siedlisk, a ponadto być dokonywane pod koniec sezonu wegetacyjnego, najlepiej ręcznie. Przeplatka didyma Pojedyncze okazy przeplatki didymy były obserwowane jedynie na grądziku Bokiny, na tym samym, na którym został znaleziony modraszek alkon. Wciąż prawdopodobne jest odnalezienie gatunku na innych stanowiskach w Narwiańskim Parku Narodowym, np. na grądziku Jesionki oraz w innych płatach muraw i traworośli napiaskowych, które nie zawsze mogły być spenetrowane w odpowiednim czasie. Przeplatka didyma zniknęła w ostatnich dekadach praktycznie z całej zachodniej Polski, a i na wschodzie kraju staje się coraz rzadsza. Gąsienice żerują na niektórych roślinach zielnych, m.in. na lnicy pospolitej Linaria vulgaris (Sielezniew, Dziekańska 2010). Na stanowisku Bokiny gatunek wydaje się być bardzo zagrożony, a głównym czynnikiem jest wzrost pokrywy traw, głównie trzcinnika piaskowego, w efekcie zaniechania wypasu. Przeplatce didymie będą sprzyjać zabiegi nastawione na ochronę występujących na stanowisku płatów murawy napiaskowej. Przeplatka britomartis Inne potrzeby ma zaobserwowana również jedynie na grądziku Bokiny przeplatka britomartis. Ten gatunek, znany jedynie z rozproszonych stanowisk na wschodzie i południu Polski, jest związany w stadium larwy głównie z niektórymi przetacznikami Veronica spp. Na stanowisku w Parku rośliną żywicielską jest prawdopodobnie przetacznik długolistny. Niewiele wiadomo o ekologii tego motyla, a co za tym idzie i potrzebach środowiskowych. Na pewno jednak zagrażają mu zmiany o charakterze sukcesyjnym Rusałka drzewoszek Gatunek był stwierdzony w dwóch rejonach: w uroczysku Rynki i w okolicach Topilca, ale można podejrzewać, że liczba stanowisk lęgowych gatunku jest w rzeczywistości większa. Warto zauważyć, że drzewoszek jest gatunkiem wykazującym duże wahania liczebności, a obecność na wielu stanowiskach może być tylko skutkiem okresowych kolonizacji (Sielezniew i Dziekańska 2010). Obserwacje 158 gatunku zbiegły się z jego ekspansją, nie sposób w związku z tym określić, na ile jest stabilna jego sytuacja i jak będzie kształtowała się w przyszłości. Z tych samych powodów trudno zdefiniować potencjalne zagrożenia i zaplanować zabiegi konkretnie pod kątem ochrony tego gatunku. Z uwagi na zachowania rozrodcze drzewoszka, istotne wydaje się utrzymanie przestrzeni otwartych na śródbagiennych wyniesieniach mineralnych. Z kolei przy odkrzaczaniu torfowisk zawsze należy pozostawiać część wierzb w celu zachowania bazy roślin żywicielskich gąsienic. Podsumowanie Narwiański Park Narodowy charakteryzuje się umiarkowanym bogactwem motyli dziennych, co wynika przede wszystkim z jego niewielkiej powierzchni. Obszar ten zasługuje jednak na uwagę ze względu na obecność kilku interesujących gatunków, takich jak strzępotek edypus czy modraszek alkon, które powinny stać się przedmiotem specjalnej troski konserwatorskiej. Za najcenniejsze fragmenty Parku Narodowego pod względem dziennej lepidopterofauny należy uznać uroczysko Rynki oraz grądziki, w tym szczególnie ten położony na południe od miejscowości Bokiny. Tereny te są również świetnymi poligonami do badań ekologii motyli, a wnioski z nich płynące mogą przyczynić się do bardziej skutecznej ich ochrony. Przy podejmowaniu działań ochronnych nie należy zapominać o przywracaniu ekstensywnego wypasu, którego zaniechano praktycznie całkowicie w ostatnich 20–30 latach. Literatura Banaszak J. 2006. Bees (Hymenoptera: Apiformis) in the Narew National Park. Polish Journal of Entomology 75: 511–538. Banaszak J., Buszko J., Czachorowski S., Czechowska W., Hebda G., Liana A., Pawłowski J., Szeptycki A., Trojan P., Węgierek P. 2004. Przegląd badań inwentaryzacyjnych nad owadami w parkach narodowych Polski. Wiadomości Entomologiczne 23 Supl. 2: 5–56. Banaszak J., Krzysztofiak A. 1996. Natural resources of wild bees (Apoidea, Hymenoptera) in Wigry National Park. Polskie Pismo Entomologiczne 65: 33–50. Buczyńska E., Buczyński P., Lechowski L. 2007. Wybrane owady wodne (Odonata, Coleoptera, Trichoptera) Narwiańskiego Parku Narodowego – wyniki wstępnych badań. Parki Narodowe i Rezerwaty Przyrody 26: 25–40. Buczyńska E., Cichocki W., Dominiak P. 2012. New data on the distribution and habitat preferences of Hagenella clathrata (Kolenati, 1848) (Trichoptera: Phryganeidae) in Poland – the species from the Polish Red Book of Animals. Annales Universitates Mariae Curie-Skłodowska Sectio C 68: 27–34. Buszko J., Masłowski J. 2015. Motyle dzienne Polski. Wydawnictwo „Koliber”, Nowy Sącz. Bystrowski C. 1992. Waloryzacja entomologiczna rzędu ważki (Odonata) w Narwiańskim Parku Krajobrazowym. Warszawa (mscr.). Bystrowski C. 2003. Nowe dane o występowaniu Sympetrum pedemontanum (Allioni, 1766) (Odonata, Libellulidae) na Północnym Podlasiu. Nowy Pamiętnik Fizjograficzny 1: 209–214. Bystrowski C. 2009. Inwentaryzacja bezkręgowców: motyli dziennych i ważek oraz koncepcja i założenia metody monitoringu entomofauny torfowiska Rynki w Narwiańskim Parku Narodowym. Tykocin (mscr.). Bystrowski C. 2012. Pierwsze stwierdzenie Peleteria varia (Fabricius, 1794) (Diptera: Tachinidae) w Polsce. Dipteron 28: 2–6. Deoniziak K. 2011. Motyle dzienne (Lepidoptera: Hesperioidea i Papilionoidea) wybranych zbiorowisk uroczyska Rynki w Narwiańskim Parku Narodowym. Praca magisterska. ­Instytut Biologii, Uniwersytet w Białymstoku. Deoniziak K., Sielezniew M. 2012. Inwentaryzacja motyli dziennych (Lepidoptera: Papilionoidea i Hesperioidea) strefy buforowej Narwiańskiego Parku Narodowego. [W:] Suchowolec A. (red.), Ocena efektów renaturalizacji strefy buforowej Narwiańskiego Parku Narodowego. 46–47. Polskie Towarzystwo Ochrony Ptaków, Białystok. Frąckiel K. 1993. Inwentaryzacja motyli dziennych Papilionoidea i Hesperioidea Narwiańskiego Parku Krajobrazowego. Białystok (mscr.). Frąckiel K., Sielezniew M. 2009. Motyle Biebrzańskiego Parku Narodowego. Osowiec Twierdza. Głowaciński Z. (red.) 2002. Czerwona lista zwierząt ginących i zagrożonych w Polsce. Instytut Ochrony Przyrody PAN w Krakowie. Głowaciński Z., Nowacki J. (red.) 2004. Polska czerwona księga zwierząt. Bezkręgowce. Instytut Ochrony Przyrody PAN w Krakowie, Akademia Rolnicza im. A. Cieszkowskiego w Poznaniu. Jödicke R. 1999. Libellenbeobachtugen in Podlasie, Nordostpolen. Libellula 18: 31–48. Klimczuk P. 2011. Butterflies (Lepidoptera: Hesperioidea, Papilionoidea) of the Knyszyn Forest (Puszcza Knyszyńska) and adjacent woodland areas of Białystok. Nature Journal 44: 197– 217. Lasoń A. 2003. Meligethes jelineki Audisio, 1976 – nowy dla fauny Polski gatunek chrząszcza oraz nowe dane o rozsiedleniu przedstawicieli rodziny Nitidulidae (Coleoptera) na Podlasiu. Wiadomości Entomologiczne 21: 205–212. Matos da Costa J. 2010. New data of the Odonata order in the Narew National Park. Odonatrix 6: 33–36. Matos da Costa J. 2011. First records of some dragonfly (Odonata) species in the Narew National Park. Odonatrix 7: 50–51. Oleksa A., Wiśniowski B. 2005. Klecanka rdzaworożna Polistes dominulus (Christ, 1791) (Hymenoptera: Vespidae: Polistinae) – czy faktycznie gatunek skrajnie zagrożony w Polsce? Wiadomości Entomologiczne 24: 179–188. Sielezniew M. 2012. Strzępotek edypus Coenonympha oedippus. [W:] Makomaska-Juchiewicz M., Baran P. (red.), Monitoring gatunków zwierząt. Przewodnik metodyczny. Część III. 258– 273. GIOŚ, Warszawa. Sielezniew M. 2015. Czerwończyk nieparek Lycaena dispar. [W:] Makomaska-Juchiewicz M., Baran P. (red.), Monitoring gatunków zwierząt. Przewodnik metodyczny. Część III. 258– 273. GIOŚ, Warszawa. Sielezniew M. 2015. Przeplatka aurinia Euphydryas aurinia w Puszczy Knyszyńskiej. Chrońmy Przyrodę Ojczystą 71: 221–228. Sielezniew M., Bystrowski C., Deoniziak K., Da Costa J. M. 2015. An unexpected record of Myrmica schencki Emery, 1895 as a secondary host ant of the hygrophilous form of a small and isolated population of the Alcon Blue butterfly Phengaris (=Maculinea) alcon (Denis et Schiffermüller, 1775) (Lepidoptera, Lycaenidae) in NE Poland. Polish Journal of Entomology 84: 49–59. Sielezniew M., Dziekańska I. 2010. Motyle dzienne. Multico – Oficyna Wydawnicza, Warszawa. Sielezniew M., Dziekańska I. 2015. Veronica longifolia L. as an important initial larval food plant of Scarce Fritillary Euphydryas maturna (Linnaeus, 1758) (Lepidoptera, Nymphalidae): the ecological uniqueness of populations from the Natura 2000 area “Dolina Biebrzy” (Biebrza Valley) in NE Poland. Polish Journal of Entomology 85: 247–259. Sielezniew M., Pałka K., Michalczuk W., Bystrowski C., Hołowiński M., Czerwiński M. 2010. False Ringlet Coenonympha oedippus in Poland: state of knowledge and conservation prospects. Oedippus 1: 20–22. Sielezniew M., Stankiewicz A. M. 2008. Myrmica sabuleti (Hymenoptera: Formicidae) not necessary for the survival of the population of Phengaris (Maculinea) arion (Lepidoptera: Lycaenidae) in eastern Poland: lower host-ant specificity or evidence for geographical variation of an endangered social parasite? European Journal of Entomology 105: 637–641. Van Swaay C., Cuttelod A., Collins S., Maes D., López Munguira M., Šašić M., Settele J., Verovnik, R., Verstrael T., Warren M., Wiemers M., Wynhoff I. 2010. European Red List of European Butterflies. Publication Office of the European Union, Luxembourg, Luxembourg. Wegner E. 2002. Preliminary study of mosquitoes (Diptera: Culicidae) of Narew National Park. Fragmenta Faunistica 45: 57–65. Winiarska G. 2001. Butterflies (Lepidoptera: Hesperioidea, Papilionoidea) in Narew National Park. Fragmenta Faunistica 44: 73–78. 159 8.2 Ważki Narwiańskiego Parku Narodowego Cezary Bystrowski • Marcin Sielezniew Wprowadzenie Badania ważek Odonata doliny Narwi między Surażem, a Rzędzianami rozpoczęły się w latach 90. ubiegłego stulecia, kiedy to przygotowano opracowanie na potrzeby tworzonego wówczas Narwiańskiego Parku Narodowego (NPN). W trakcie prowadzonych badań na obszarze obecnego Parku wykazano 22 gatunki (Bystrowski 1992). Pierwsze publikowane dane dotyczące fauny ważek NPN znajdują się w pracy Jödicke (1999), prezentującej wyniki obserwacji prowadzonych przez grupę przyrodników z Niemiec, którzy na tym terenie napotkali 12 gatunków tych owadów. Stwierdzenie w Parku Narodowym rzadkiego gatunku – szablaka przepasanego Sympetrum pedemontanum przyniosła publikacja Bystrowskiego (2003). Szeroko zakrojone badania ważek, w trakcie których znaleziono 36 gatunków, zostały przeprowadzone w dolinie Narwi w roku 2002 (Buczyńska i in. 2007). Kolejne prace inwentaryzacyjne dotyczyły uroczyska Rynki. W 2009 r. podczas badań fauny owadów stwierdzono występowanie 23 gatunków ważek, w tym trzech nie wykazanych dotychczas w Narwiańskim Parku Narodowym: łątki halabardówki Coenagrion hastulatum, miedziopiersi północnej Somatochlora arctica i pałątki południowej Lestes barbarus (Bystrowski 2009). Podsumowania informacji na temat fauny ważek NPN i jego okolic dokonał Matos da Costa (2010), a rok później autor ten opublikował stwierdzenia trzech kolejnych gatunków – przedstawicieli rodzaju zalotka Leucorrhinia (Matos da Costa 2011). Listę wszystkich 47 gatunków ważek stwierdzonych dotychczas w Narwiańskim Parku Narodowym prezentuje tabela 8.2. Fauna ważek Polski liczy obecnie 74 gatunki, a ostatnio stwierdzonym (w 2016 r.) przedstawicielem tej grupy w naszym kraju był kosmopolityczny migrant, nomadka żółtawa Pantala flavescens (www.wazki.pl). Czterdzieści siedem gatunków ważek, w tym 30 gatunków z podrzędu ważek różnoskrzydłych i 17 ważek równoskrzydłych, znalezionych dotychczas w Narwiańskim Parku Narodowym stanowi więc blisko 2/3 fauny krajowej. Dla porównania w Puszczy Białowieskiej stwierdzono 50 gatunków tych owadów (Łabędzki 2001), w Poleskim Parku Narodowym – 52 gatunki (Buczyński 2004), a w Biebrzańskim Parku Narodowym – 54 (Henel i in. 2014). Na liście ważek występujących w Narwiańskim Parku Narodowym znajduje się sześć gatunków objętych ochroną prawną. Trzy z nich podlegają ochronie ścisłej, w tym dwa 160 gatunki „naturowe” (tj. wymienione w II załączniku tzw. Dyrektywy Siedliskowej): trzepla zielona Ophiogomphus cecilia (Buczyńska i in. 2007) i zalotka większa Leucorrhinia pectoralis (Matos da Costa 2011), a także żagnica zielona Aeshna viridis, która została wymieniona w IV załączniku Dyrektywy. Pozostałe trzy gatunki: gadziogłówka żółtonoga Gomphus flavipes i straszka syberyjska (północna) Sympecma paedisca (również figurujące w załączniku IV DS) oraz miedziopierś północna Somatochlora arctica objęte są ochroną częściową. Ta ostatnia umieszczona została ponadto w „Polskiej czerwonej księdze zwierząt”, z kategorią zagrożenia VU (vulnerable – narażone; Buczyński, Tończyk 2004), a w ostatniej edycji „Czerwonej listy ważek Polski” otrzymała kategorię zagrożenia EN (endangered – zagrożone; Bernard i in. 2009). Według „Czerwonej listy ważek Europy” (Kalkman i in. 2010) wszystkie gatunki stwierdzone w Narwiańskim Parku Narodowym mają status LC (least concern – najmniejszej troski), za wyjątkiem żagnicy zielonej zaliczonej do kategorii NT (near threatened – bliskie zagrożenia). W Narwiańskim Parku Narodowym bardzo liczne, a przez to stabilne, wydają się populacje ważek związanych z wodami płynącymi, np. świtezianki błyszczącej Calopteryx splendens, świtezianki dziewicy C. virgo, pióronoga zwykłego Platycnemis pennipes czy nawet gadziogłówki pospolitej Gomphus vulgatissimus. Mniej liczne i rzadziej notowane są gadziogłówka żółtonoga i trzepla zielona. Bardzo liczne są również gatunki eurytopowe: łątka dzieweczka Coenagrion puella, łątka wczesna C. pulchellum, miedziopierś metaliczna Somatochlora metallica i ważka czteroplama Libellula quadrimaculata. Nie wydają się zagrożone także jakiekolwiek gatunki związane z wodami stagnującymi i starorzeczami, np.: nimfa stawowa Enallagma cyathigerum, szablak krwisty Sympetrum sanguineum, szablak zwyczajny S. vulgatum, szklarka zielona Cordulia aenea, żagnica wielka Aeshna grandis, żagnica zielona A. viridis, żagnica jesienna A. mixta czy żagniczka wiosenna Brachytron pratense. Jedyną grupą ważek, której stabilność występowania na obszarze Narwiańskiego Parku Narodowego jest niepewna, są tyrfobionty występujące wyłącznie w kwaśnych wodach torfowisk sfagnowych. Należy do nich stwierdzona w ostatnich latach miedziopierś północna oraz wykazana na podstawie jednego osobnika żagnica torfowa Aeshna juncea (Buczyńska i in. 2007). W zasadzie jedynym potencjalnym miejscem rozra- Równoskrzydłe Zygoptera Świteziankowate Calopterygidae 1. Świtezianka dziewica Calopteryx virgo L. + + + 2. Świtezianka błyszcząca Calopteryx splendens Har. + + + Pałątkowate Lestidae 3. Pałątka południowa Lestes barbarus F. 4. Pałątka mała Lestes virens Charp. 5. Pałątka niebieskooka Lestes dryas Kirby 7. Pałątka pospolita Lestes sponsa Hansem. 6. Pałątka zielona Chalcolestes viridis Vander L. 8. Straszka syberyjska (północna) * Sympecma paedisca Brau. Matos da Costa (2010, 2011) Nazwa naukowa Bystrowski (2009) Buczyńska i in. (2007) Nazwa polska Jödicke (1999) Lp. Bystrowski (1992) Tab. 8.2 Gatunki ważek (Odonata) wykazane z obszaru Narwiańskiego Parku Narodowego (oryg.) + + + + + + + + + + + + + + Łątkowate Coenagrionidae 9. Tężnica wytworna Ischnura elegans Vander L. + + + 10. Nimfa stawowa Enallagma cyathigerum Charp. + + + 11. Łunica czerwona Pyrrhosoma nymphula Sulz. 12. Łątka dzieweczka Coenagrion puella L. + + + + + 13. Łątka wczesna Coenagrion pulchellum Vander L. + + + + + 14. Łątka halabardówka Coenagrion hastulatum Charp. 15. Oczobarwnica większa Erythromma najas Hansem. + + + 16. Oczobarwnica mniejsza Erythromma viridulum Charp. 17. Pióronóg zwykły Platycnemis pennipes Pall. Różnoskrzydłe Anisoptera + + + + + + + + + + + + Gadziogłówkowate Gomphidae 18. Gadziogłówka żółtonoga Gomphus flavipes Charp. 19. Gadziogłówka pospolita G. vulgatissimus L. 20. Trzepla zielona Ophiogomphus cecilia Four. Żagnicowate Aeshnidae 21. Żagniczka wiosenna Brachytron pretense O.F. Müll. 22. Żagnica południowa Aeshna affinis Vander L. + 23. Żagnica sina Aeshna cyanea O.F. Müll. + 24. Żagnica wielka Aeshna grandis L. 25. Żagnica (żagiew) ruda Aeshna isoceles O.F. Müll. + 26. Żagnica torfowa Aeshna juncea L. + 27. Żagnica jesienna Aeshna mixta Latr. + + + 28. Żagnica zielona Aeshna viridis Evers. + + + 29. Husarz władca Anax imperator Leach + + + + + + + + + + + + + + Szklarkowate Corduliidae 30. Szklarka zielona Cordulia aenea L. + + 31. Miedziopierś żółtoplama Somatochlora flavomaculata Vander L. + + + + 32. Miedziopierś metaliczna Somatochlora metallica Vander L. + + + + + + 161 Matos da Costa (2010, 2011) Bystrowski (2009) Buczyńska i in. (2007) Bystrowski (1992) Nazwa polska Nazwa naukowa 33. Miedziopierś północna Somatochlora arctica Zett. 34. Przeniela dwuplama Epitheca bimaculata Charp. Ważkowate Libellulidae 35. Ważka płaskobrzucha Libellula depressa L. 36. Ważka ruda Libellula fulva O.F. Müll. 37. Ważka czteroplama Libellula quadrimaculata L. 38. Lecicha białoznaczna Orthetrum albistylum Sél. + 39. Lecicha południowa Orthetrum brunneum Fons. + 40. Lecicha pospolita Orthetrum cancellatum L. + + 41. Szablak żółty Sympetrum flaveolum L. + 42. Szablak krwisty Sympetrum sanguineum O.F. Müll. + 43. Szablak zwyczajny Sympetrum vulgatum L. + 44. Szablak przepasany** Sympetrum pedemontanum All. + 45. Zalotka większa Leucorrhinia pectoralis Charp. + Jödicke (1999) Lp. + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + 46. Zalotka torfowcowa Leucorrhinia dubia Vander L. + 47. Zalotka czerwonawa Leucorrhinia rubicunda L. + Razem 22 12 36 23 26 * gatunek znaleziony w NPN w 2016 r. (Bystrowski, niepublikowane) ** dane opublikowane, Bystrowski (2003) dzania się tych dwóch ważek jest torfowisko przejściowe, wchodzące w skład uroczyska Rynki. Ten niewielki obiekt nie posiada jednak trwałego lustra wody, a w lata suche może silnie przesychać, co stwierdzono m.in. w roku 2002 (Buczyńska i in. 2007). W Parku Narodowym interesujące są również obserwacje gatunków południowych, nie tworzących raczej stabilnych populacji w naszych warunkach klimatycznych. Wydaje się, że obecnie stałymi elementami fauny Parku nie są żagnica południowa Aeshna affinis i lecicha południowa Orthetrum brunneum, które tylko wyjątkowo są w stanie przetrwać okres zimy w Polsce (Buczyńska i in. 2007). Ich pojawy zdarzają się w lata ciepłe, sprzyjające południowym, termofilnym gatunkom, charakteryzującym się szybkim rozwojem larwalnym. Niektóre doniesienia na temat żagnicy południowej dokumentują rozmnażanie się tego gatunku w naszym kraju (Buczyński 2006). Do rzadziej notowanych na Podlasiu gatunków znalezionych w Parku Narodowym można zaliczyć łątkę halabardówkę Coenagrion hastulatum obserwowaną na torfowisku Rynki (Bystrowski 2009) oraz w 2012 r. w uroczysku Sosnowiec koło Radul. Gatunek ten, określany jako tyrfofil, rozwija się w różnych wodach stojących z preferencją do zasiedlania wód torfowisk sfagnowych (Bernard i in. 2009). Inną ważką nielicznie do tej pory obserwowaną na tym terenie jest zalotka czerwonawa Leucorrhinia rubicunda, znaleziona na stanowiskach Topilec, Bojary oraz Rynki. W dwóch pierwszych lokalizacjach występowała razem z zalotką większą. 162 Jedynym gatunkiem, który został stwierdzony podczas pierwszej inwentaryzacji ważek, w latach 90. XX wieku (Bystrowski 1992, 2003), a którego występowanie nie zostało potwierdzone w trakcie kolejnych prac, jest szablak przepasany. Ważka ta wykazuje wyraźne skłonności reofilne, zasiedlając najczęściej drobne, wolno płynące cieki wodne, strumienie, małe rzeki, rowy i kanały (Bernard i in. 2009). Na terenie obecnego Parku Narodowego była znaleziona na jednym stanowisku – przy drugiej strudze przecinającej groblę między jazem w Rzędzianach a miejscowością Pańki (Bystrowski 2003). Stanowisko to prawdopodobnie przestało istnieć w wyniku budowy podpiętrzenia między Pańkami a Rzędzianami. Przyczyną zaniku gatunku mogły być zmiany warunków środowiskowych i czasowy brak przepływu wody na strugach w okresie letnim, co obserwowano w latach 2012–2013. Lista ważek stwierdzonych dotychczas na obszarze Narwiańskiego Parku Narodowego (Tabela 8.2) z pewnością nie jest kompletna. Analiza rozsiedlenia poszczególnych gatunków w naszym kraju wskazuje na możliwość odnalezienia w Parku dalszych kilkunastu gatunków. Spośród ważek równoskrzydłych może to być m.in. zimująca w stadium owada doskonałego straszka pospolita Sympecma fusca, przynajmniej dwa gatunki z rodzaju Coenagrion (łątka zielona C. armatum i łątka wiosenna C. lunulatum). Pewne szanse są również na odnalezienie iglicy małej Nehalenia speciosa, najmniejszej ważki krajowej. Spośród ważek różnoskrzydłych prawdopodobne jest stwierdzenie szablaka czarnego Sympetrum danae, szablaka przy- płaszczonego S. depressiusculum i szablaka późnego S. striolatum, a także zalotki białoczelnej Leucorrhinia albifrons i zalotki spłaszczonej L. caudalis, jak również zalatujących w ciepłe lata z południa Europy: husarza ciemnego Anax parthenope, szablaka wędrownego S. fonscolombii czy szafranki czerwonej Crocothemis erytraea. Warto zauważyć, że od dłuższego czasu obserwowana jest wyraźna, systematyczna ekspansja tych południowych elementów faunistycznych (Bernard i in. 2009) Priorytetowe gatunki ważek w Narwiańskim Parku Narodowym i ich ochrona Zalotka większa Zalotka większa Leucorrhinia pectoralis (Ryc. 8.13), choć figuruje w załącznikach Dyrektywy Siedliskowej, jest szeroko rozsiedlona w naszym kraju. Według „Atlasu Rozmieszczenia Ważek w Polsce” wykazana została współcześnie z 283 kwadratów UTM (10×10 km) (Bernard i in. 2009). Na terenie Parku Narodowego została znaleziona po raz pierwszy przez Matosa da Costę (2011). W latach 2012–2013 zalotkę większą stwierdzono na sześciu stanowiskach: w okolicach Topilca, Bojar (Ryc. 8.14) i Kurowa oraz na grądzikach Maliniak, Murawiniec i Jesionki. Należy spodziewać się, że gatunek może być jeszcze szerzej rozprzestrzeniony, ale część lokalizacji nie została wykryta ze względu na trudną dostępność potencjalnych siedlisk. Trzeba też wziąć pod uwagę międzysezonowe wahania liczebności lokalnych populacji wynikające m.in. z warunków pogodowych. Ryc. 8.14 Stanowisko zalotki większej w okolicach wsi Bojary (fot. M. Sielezniew) Do podstawowych zagrożeń dla lokalnych populacji zalotki większej należy zaliczyć przede wszystkim zarastanie i ocienianie stanowisk przez drzewa i krzewy, a także wysychanie zajmowanych zbiorników. Proponowana strategia ochrony zalotki większej obejmuje ekstensywne działania poprawiające parametry siedliska na dwóch stanowiskach gatunku: Topilec oraz Bojary. Trzepla zielona Trzepla zielona Ophiogomphus cecilia (Ryc. 8.15) zasiedla prawie całą Polskę, z wyjątkiem obszarów górskich. Populacja krajowa określana jest mianem silnej i stabilnej, a szczególnie licznie ważka ta spotykana jest w środkowej, północnej i lokalnie południowej części kraju (Bernard 2010). Priorytetowy status gatunku wynika więc, podobnie jak w przypadku zalotki większej, nie tyle z rzadkości w kraju, co z obecności w załącznikach II i IV Dyrektywy Siedliskowej. W Narwiańskim Parku Narodowym trzepla zielona została wykazana po raz pierwszy przez Buczyńską i in. (2007). W 2002 r. był to gatunek bardzo liczny, aczkolwiek dane ówczesne należy traktować z pewnym dystansem. W roku 2013 prowadzono obserwacje zgodnie z zaleceniami monitoringu gatunku (Bernard 2010) na sześciu stanowiskach: Suraż 1, Suraż 2 (Ryc. 8.16), Bokiny, Ryc. 8.13 Samiec zalotki większej (fot. M. Sielezniew) Elementy siedliska zalotki według kryteriów zaproponowanych przez Bernarda (2012) są zachowane w stanie dobrym, a cała populacja w Parku Narodowym nie jest izolowana i występuje w obrębie rozległego areału zasiedlanego przez gatunek. Narwiański Park Narodowy wydaje się ważną ostoją występowania gatunku jedynie w skali regionalnej. Ryc. 8.15 Samiec trzepli zielonej (fot. M. Sielezniew) 163 Ryc. 8.16 Stanowisko monitoringu trzepli zielonej, „Suraż 2” (fot. C. Bystrowski) Ryc. 8.17 Zagęszczenia wylinek trzech gatunków ważek z rodziny gadziogłówkowatych na stanowiskach monitoringu trzepli zielonej w NPN w roku 2013 Uhowo, Radule i Rzędziany. Wylinki trzepli zielonej stwierdzono na wszystkich badanych odcinkach Narwi, a średnie liczebności na poszczególnych stanowiskach wahały się od 0,2 do 3,0 sztuk na 10 metrów długości jednego brzegu rzeki. Najwyższe zagęszczenie wylinek stwierdzono na odcinku rzeki poniżej Uhowa, zaś najniższe w Bokinach i poniżej Radul (Ryc. 8.17, 8.18). Stanowisko w okolicy Uhowa charakteryzowało się najwyższym udziałem piasku grubego i frakcji żwirowych dna Narwi, co gatunek ten wyraźnie preferuje (Bernard 2010). Ocena parametrów środowiska na wszystkich stanowiskach wypadła dobrze, a różnice pomiędzy lokalizacjami były niewielkie. Wydaje się jednak, że charakter Narwi w Parku Narodowym nie pozwala uzyskiwać przez ten gatunek bardzo wysokich zagęszczeń. Trzepla zielona jest gatunkiem, który swoje optimum środowiskowe osiąga na terenie dużych, meandrujących koryt rzecznych z piaszczysto-żwirowym dnem i umiarkowaną prędkością przepływu wody, natomiast wielokorytowość Narwi oraz znaczące zatorfienie doliny nie musi wcale sprzyjać temu gatunkowi. Wydaje się, że negatywny wpływ na populację trzepli może wywierać jakość wody w Narwi, jednak siła odziaływania tego czynnika nie jest ostatecznie wyjaśniona. Bernard (2010) stwierdza, że na zachód od Polski ja164 kość wody wydaje się istotna dla trzepli zielonej: z reguły zasiedlane są wody od dobrej do bardzo dobrej jakości, rzadko silniej zanieczyszczone. Natomiast w Polsce element ten nie odgrywa tak dużej roli. Trzepla występuje bowiem również w rzekach V klasy czystości wody, a wysokie liczebności osiąga jeszcze przy IV klasie. Bardzo możliwe, że wrażliwość gatunku na obciążenie środowiska zanieczyszczeniami jest znacznie mniejsza na obszarach bliższych centrum zasięgu niż w jego strefie brzeżnej. Takie tłumaczenie nie jest do końca przekonywujące, brak jest także spójnej hipotezy tłumaczącej zjawisko, a przede wszystkim nie wiadomo, jaki jest charakter zanieczyszczeń i skąd one pochodzą. Różny rodzaj zanieczyszczeń może w odmienny sposób oddziaływać na gatunek (larwy) oraz jego pokarm. Należy zatem przyjąć, że jakość wody może być jednym z czynników kluczowych, a jej poprawa będzie sprzyjała zarówno temu gatunkowi, jak i organizmom, które z nim współwystępują. Strategia ochrony trzepli zielonej na terenie Narwiańskiego Parku Narodowego powinna koncentrować się na intensyfikacji działań i nacisków, których celem będzie poprawa jakości wody w całej dolinie Narwi oraz ograniczenie ilości zanieczyszczeń (różnego typu) przedostających się do rzeki. Inne działania wydają się na obecnym poziomie wiedzy o wymaganiach gatunku mało efektywne. Gadziogłówka żółtonoga Podobnie jak dwa poprzednie gatunki, gadziogłówka żółtonoga Gomphus flavipes jest szeroko rozprzestrzeniona w naszym kraju – wykazana współcześnie w 221 kwadratach UTM (Bernard 2010). Na terenie Narwiańskiego Parku Narodowego po raz pierwszy była obserwowana przez Buczyńską i in. (2007). W 2013 r. ocena liczebności tej ważki była przeprowadzona na tych samych powierzchniach, na których monitorowano liczebność trzepli zielonej, przy zastosowaniu tej samej metodyki. Wylinki gadziogłówki żółtonogiej odnaleziono na wszystkich sześciu stanowiskach, co pozwala sądzić, że jest to gatunek powszechnie występujący w dolinie Narwi. Średnie liczebności stadiów preimaginalnych na poszczególnych stanowiskach wahały się od 0,1 do 1,8 sztuk w przeliczeniu na ­odcinek 10 metrów jednego brzegu rzeki. Najwyższe zagęszczenia obserwowano na stanowisku Suraż 2 i Uhowo, Ryc. 8.18 Wylinki ważek zebrane w NPN w trakcie monitoringu trzepli zielonej 30 V 2013 r. (fot. C. Bystrowski) najniższe zaś w Bokinach i Radulach (Ryc. 8.17, 8.18). ­Ponieważ gatunek współwystępuje z trzeplą zieloną i wykazuje podobne wymagania środowiskowe, wydaje się, że będzie mu sprzyjać poprawa jakości wody w Narwi. Na stanowiskach monitoringu trzepli zielonej i gadziogłówki żółtonogiej znajdywano również wylinki gadziogłówki pospolitej Gomphus vulgatissimus. Ważka ta jest uznawana za najliczniejszy gatunek z rodziny gadziogłówkowatych, dlatego też nie jest objęta ochroną gatunkową. Ma jednak podobne wymagania jak dwa pokrewne gatunki i dzięki temu możliwe było jednoczesne monitorowanie jej liczebności. Trzeba jednak być świadomym, że imagines tej ważki pojawiają się wcześniej niż trzepli zielonej i gadziogłówki żółtonogiej (wylęgi następują nawet od pierwszej dekady maja), przez co jej zagęszczenia mogły być nieco zaniżone. Gadziogłówka pospolita najliczniej stwierdzona została na stanowiskach w okolicach Suraża (stanowiska Suraż 1 i Suraż 2). Występowała tam odpowiednio w zagęszczeniach 1,2 i 2,6 wylinki na 10 m jednego brzegu rzeki. Na pozostałych stanowiskach była bardzo nieliczna lub nie była w ogóle odnotowywana (Bokiny) (Ryc. 8.17, 8.18). Żagnica zielona Żagnica zielona Aeshna viridis (Ryc. 8.19) jest rozsiedlona głównie w północnej i wschodniej Polsce, według „Atlasu rozmieszczenia ważek w Polsce” gatunek był wykazany współcześnie z 206 kwadratów UTM (Bernard i in. 2009). Na obszarze Narwiańskiego Parku Narodowego była wymieniana jako bardzo liczna (+++) przez Buczyńską i in. (2007), jak również notowana przez Bystrowskiego (1992 i 2009). Ważka ta występuje lokalnie w różnych częściach Parku, wszędzie tam, gdzie występuje osoka aloesowata Stratiotes aloides (Ryc. 8.20), z którą jest związana cyklem życiowym. Larwy żagnicy zielonej stwierdzono na osoce aloesowatej w Kurówce oraz Narwi, w okolicach Kurowa (Bystrowski 1992). W roku 2009 obserwowano samca na łące w zachodniej części torfowiska Rynki w pobliżu miejscowości Uhowo (Bystrowski 2009). Na terenie Parku Narodowego znajduje się wiele rozległych stanowisk osoki aloesowatej, co zapewnia tej ważce bardzo dobre warunki rozwoju. Elementy siedliska żagnicy zielonej zachowane są w stanie dobrym, a obecnie brak jest zagrożeń dla trwałości populacji tej ważki. Miedziopierś północna W Polsce miedziopierś północna Somatochlora arctica ma umiarkowane rozprzestrzenienie biorąc pod uwagę, że według „Atlasu rozmieszczenia ważek w Polsce” była odnotowana współcześnie w 61 kwadratach UTM. W Narwiańskim Parku Narodowym po raz pierwszy została wykazana przez Bystrowskiego (2009) z uroczyska Rynki, gdzie stwierdzono sześć samców tego gatunku. W 2013 r. zaobserwowano na tym terenie jedną samicę (Matos da Costa i Sielezniew, dane niepublikowane). Hipotetycznie larwy mogą rozwijać się na sfagnowym torfowisku przejściowym zlokalizowanym na północno-wschodnim skraju tego uroczyska. Brakuje tam jednak jakichkolwiek, nawet niewielkich zbiorników wodnych, a ponadto obszar torfowiska często ulega przesuszeniu. Siedlisko nie ma więc charakteru optymalnego. W przyszłości należałoby podjąć Ryc. 8.19 Samiec żagnicy zielonej (fot. M. Sielezniew) Ryc. 8.20 Siedlisko żagnicy zielonej w okolicach wsi Pańki (fot. C. Bystrowski) próby zmierzające do precyzyjnego określenia miejsca rozwoju tej rzadkiej ważki. Bez tego trudno planować konkretne działania na rzecz ochrony tego gatunku. Straszka syberyjska (północna) Straszka syberyjska Sympecma paedisca (Ryc. 8.21) szerzej jest rozsiedlona na wschodzie kraju: na Lubelszczyźnie i Podlasiu, oraz na Pomorzu Zachodnim, chociaż lokalnie występuje także w innych częściach Polski, z wyjątkiem południowego zachodu (Bernard i in. 2009). Należy do gatunków związanych z wodami stojącymi, z reguły niewielkimi zbiornikami o różnym charakterze (Bernard i in. 2009); zazwyczaj pojawia się nielicznie. Za ciekawostkę biologii tego gatunku można uznać zimowanie w postaci 165 Ryc. 8.21 Samiec straszki syberyjskiej (północnej) (fot. M. Sielezniew) imago. Na Podlasiu znanych stanowisk nie ma zbyt dużo, ale prawdopodobnie wynika to ze słabego zbadania obszaru. Na terenie Parku Narodowego straszka syberyjska została stwierdzona w 2016 r. na grądziku Sosnowiec k. Radul (Bystrowski, niepublikowane). Należy jednak przypuszczać, że faktyczna liczba stanowisk w Parku Narodowym jest większa. Stosunkowo niedaleko, nad Narwią pod Tykocinem straszka syberyjska daje się obserwować regularnie niemal co roku (Bystrowski, niepublikowane). Podsumowanie Unikalny, wielokorytowy system rzeczny chroniony w Narwiańskim Parku Narodowym kształtuje zróżnicowane warunki ekologiczne oraz siedliska. Występujący tu kompleks środowisk wodnych i torfowisk niskich odgrywa istotną rolę z punktu widzenia wielu gatunków ważek. Wartość Narwiańskich Bagien jest tym większa, że wspólnie z doliną Supraśli i Biebrzy tworzą razem sieć ekologicznych korytarzy zapewniających ciągłość siedlisk, a tym samym łączność lokalnych populacji tych pięknych drapieżnych owadów. Oceniając stan zachowania ważek w Narwiańskim Parku Narodowym trzeba pamiętać, że populacje owadów podlegają różnym cyklom zmian liczebności. Dzieje się tak zarówno ze względu na zmienność czynników środowiska (np. lata suche i mokre), jak i interakcje wewnątrz- i międzygatunkowe. W konsekwencji populacje szeregu gatunków stają się bardziej liczne w niektóre lata sprzyjające rozwojowi, a rzadsze w inne. Oddziaływanie gospodarki ludzkiej oraz szeroko rozumianej antropopresji nie ma bezpośredniego przełożenia na te cykle. Ważnym elementem, utrudniającym precyzyjną ocenę zmian liczebności populacji ważek, jest brak „twardych”, metodycznie zbieranych danych w dłuższych okresach. Bardzo często przy analizach jedyną dostępną metodą pozostaje porównywanie list gatunkowych, które w przypadku Podlasia nie są kompletne. Tę lukę może zapełnić w przyszłości monitoring, który w odniesieniu do tzw. „gatunków naturowych” (tj. wymienionych w II załączniku Dyrektywy Siedliskowej) jest działaniem obowiązkowym i powinien być realizowany. Ponadto odpowiednie zmodyfikowanie metod zbioru wylinek, poprzez zwiększenie liczby kontroli i zbieranie wszystkich wylinek ważek (a nie np. tylko gatunku „naturowego”, tj. trzepli zielonej) mogłoby poprawić stan wiedzy o cyklach liczebności na poszczególnych stanowiskach, a tym samym i ogólnych trendach. Warto również podkreślić, że większość ważek jest dobrymi lotnikami, a ich zdolności dyspersyjne bywają imponujące. Dogodne siedliska lęgowe z pewnością mogą być i są zasiedlane przez konkretny gatunek wielokrotnie. Ta przesłanka wydaje się zwiększać znacząco możliwości działań ochrony czynnej i kreowania środowisk sprzyjających tym owadom na terenie Narwiańskiego Parku Narodowego. 166 Literatura Bernard R. 2010. Trzepla zielona Ophiogomphus cecilia. [W:] Makomaska-Juchiewicz M. (red.), Monitoring gatunków zwierząt. Przewodnik metodyczny. Część I. 32–58. Główny Inspektorat Ochrony Środowiska, Warszawa. Bernard R. 2012. Zalotka większa Leucorrhinia pectoralis. [W:] Makomaska-Juchiewicz M., Baran P. (red.), Monitoring gatunków zwierząt. Przewodnik metodyczny. Część III. 68−94. GIOŚ, Warszawa. Bernard R., Buczyński P., Tończyk G., Wendzonka J. 2009. Atlas rozmieszczenia ważek (Odonata) w Polsce. Bogucki Wydawnictwo Naukowe, Poznań. Buczyńska E., Buczyński P., Lechowski L. 2007. Wybrane owady wodne (Odonata, Coleoptera, Trichoptera) Narwiańskiego Parku Narodowego – wyniki wstępnych badań. Parki Narodowe i Rezerwaty Przyrody 26: 25−40. Buczyński P. 2004. Ważki (Odonata) Poleskiego Parku Narodowego i jego otuliny: nowe dane i podsumowanie badań z lat 1985–2003. Parki Narodowe i Rezerwaty Przyrody 23: 381−394. Buczyński P. 2006. Uwagi o występowaniu Aeshna affinis Vander L. w województwie lubelskim. Odonatrix 2: 33−36. Buczyński P., Tończyk G. 2004. Somatochlora arctica (Zetterstedt, 1840). Miedziopierś arktyczna. [W:] Głowaciński Z., Nowacki J. (red.), Polska czerwona księga zwierząt. Bezkręgowce. Instytut Ochrony Przyrody PAN, Kraków i Akademia Rolnicza im A. Cieszkowskiego, Poznań: 59−60. Bystrowski C. 1992. Waloryzacja entomologiczna rzędu ważki (Odonata) w Narwiańskim Parku Krajobrazowym. Warszawa, 46 ss. (mscr. w archiwum Narwiańskiego Parku Narodowego). Bystrowski C. 2003. Nowe dane o występowaniu Sympetrum pedemontanum (Allioni, 1766) (Odonata, Libellulidae) na Północnym Podlasiu. Nowy Pamiętnik Fizjograficzny 1: 209−214. Bystrowski C. 2009. Inwentaryzacja bezkręgowców: motyli dziennych i ważek oraz koncepcja i założenia metody monitoringu entomofauny torfowiska Rynki w Narwiańskim Parku Narodowym, Tykocin VIII 2009 (mscr. w archiwum Narwiań­ skiego Parku Narodowego). Głowaciński Z., Nowacki J. (red.) 2004. Polska czerwona księga zwierząt. Bezkręgowce. Instytut Ochrony Przyrody PAN w Krakowie, Akademia Rolnicza im. A. Cieszkowskiego w Poznaniu. Henel A., Taylor J.R.E., Frąckiel K. 2014. Ważki i ich siedliska w dolinie Biebrzy. Wszechnica Biebrzańska. Biebrzański Park Narodowy, Osowiec-Twierdza. Zeszyt 4: 33–37. Jödicke R. 1999. Libellenbeobachtugen in Podlasie, Nordostpolen. Libellula 18: 31−48. Kalkman V.J., Boudot J.-P., Bernard R., Conze K.-J., De Knijf G., Dyatlova E., Ferreira S., Jović M., Ott J., Riservato E., Sahlén G. 2010. European Red List of Dragonflies. Publication Office of the European Union, Luxembourg. Łabędzki A. 2001. Odonata − ważki. [W:] Gutowski J.M., Jaroszewicz B. (red.), Katalog Fauny Puszczy Białowieskiej. 88−91. Instytut Badawczy Leśnictwa, Warszawa. Matos da Costa J. 2010. New data of the Odonata order in the Narew National Park. Odonatrix 6: 33−36. Matos da Costa J. 2011. First records of some dragonfly (Odonata) species in the Narew National Park. Odonatrix 7: 50−51. 167 168 fot. A. Bielonko 9 Ichtiofauna Narwiańskiego Parku Narodowego Wiesław Wiśniewolski • Jacek Szlakowski • Paweł Buras • Mikołaj Adamczyk • Janusz Ligięza • Paweł Prus Siedliska bytowania ryb Cechą charakterystyczną ekosystemów wodnych Narwiańskiego Parku Narodowego jest środowisko przyrodnicze zbliżone do stanu naturalnego. Rzeka płynie tutaj wieloma korytami płaską, zabagnioną doliną o szerokości 2–4 km i nieznacznym spadku, który wynosi około 20–22 cm/ km (0,20–0,22‰). Rozgałęzia się przy tym na liczne aktywne i zamierające boczne ramiona, co sprawia, że sieć hydrograficzna jest na obszarze Parku Narodowego bardzo silnie rozwinięta. Cechuje ją obecność zróżnicowanych, specyficznych środowisk składających się na całość ekosystemu wodnego Narwi (Ryc. 9.1). Głównym siedliskiem bytowania ryb jest koryto rzeki dzielące się na liczne ramiona. W tym środowisku nurtowym Narwi stale zaznacza się wyraźny przepływ wody, która drąży w torfowym podłożu głębokie rynny. Osłonięte bujnymi szuwarami tworzą one prawdziwy labirynt, w którym łatwo można się zagubić (Ryc. 9.2). Przepływ wody kształtuje tutaj warunki środowiskowe zapewniające bytowanie różnych roczników takich gatunków jak jaź, leszcz, miętus, okoń, płoć, szczupak, a także rzadziej spotykanych: bolenia, klenia i suma. W głębokich zakolach koryta rzeki doskonałe kryjówki znajduje sum, a zwisające kurtyny wypłukanych przez wodę korzeni nadbrzeżnych roślin oraz bogata roślinność wodna stanowią doskonałe podłoże dla składanej przez tę rybę ikry. Równie ważnymi siedliskami ichtiofauny są występujące na obszarze Parku Narodowego starorzecza. Liczne są starorzecza otwarte, stale w ciągu całego roku połączone z nurtem rzeki, z wyczuwalnym w rejonie połączenia lekkim przepływem wody, zanikającym w miarę posuwania się w głąb starorzecza. Pełnią one ważną funkcję jako tarliska i miejsca wychowu młodych ryb w pierwszym okresie życia. Rozradzają się w nich krąp, leszcz, lin, okoń, płoć, szczupak, wzdręga. Większe i głębsze starorzecza są także żerowiskami oraz miejscem zimowania starszych ryb. Innym ważnym typem siedlisk są starorzecza zamknięte, okresowo łączące się z nurtem tylko przy wysokich stanach wody. Są one miejscem rozrodu oraz wzrostu gatunków limnofilnych, unikających przepływu wody, takich jak karaś pospolity, lin, piskorz, różanka, słonecznica, wzdręga, a także okoń, płoć, szczupak. Starorzecza zamknięte kontaktują się z wodami rzeki tylko w okresie wezbrań, gdy zalewana jest cała dolina. Wówczas ryby przedostają się z nich do koryta głównego rzeki. Okres wiosennych wylewów jest szczególnie ważny dla szczupaka, kluczowego gatunku drapieżnego w zespole ichtiofauny Parku Narodowego. Wczesną wiosną wypływa on na turzycowiska zalane wiosennym przyborem, i w nagrzewającej się, płytkiej wodzie składa ikrę na zalanych roślinach. Starorzecza są często bardzo mocno zarośnięte roślinnością wodną, o liściach zanurzonych lub pływających na powierzchni wody. Zwykle otoczone są zwartym pasem roślinności szuwarowej (Ryc. 9.3). Specyficznymi, charakterystycznymi dla zalewowej doliny Narwi siedliskami ichtiofauny, są drobne zbiorniki, tzw. oczka wodne, będące pozostałością po zanikających starorzeczach (Ryc. 9.4). Często obserwuje się w nich okresowe przyduchy, tj. spadek ilości tlenu rozpuszczonego w wodzie do wartości zagrażających życiu ryb. Przyczyniają się do tego organiczne osady denne, zalegające w nich grubą warstwą. Warunki te mają decydujący wpływ na strukturę gatunkową ichtiofauny, zasiedlającej oczka wodne. Reprezentowana jest ona zwykle przez 2–3 gatunki, takie jak karaś pospolity, lin, piskorz, które potrafią przetrwać w tych niekorzystnych warunkach. Sieć wodną Narwiańskiego Parku Narodowego uzupełniają dopływy Narwi. Są to drobne cieki spływające z wysoczyzn otaczających dolinę rzeczną, wytracające swój bieg po wpłynięciu w dolinę. W Parku i w części jego otuliny zachowały one w większości naturalny charakter, powyżej zostały uregulowane (Ryc. 9.5, 9.6). Siedliska te są płytkie i oferują specyficzne warunki bytowania ryb. Wiele gatunków wstępuje do nich z Narwi wiosną w celach rozrodu. W dolnym biegu dopływów można spotkać młode osobniki jazia, krąpia, okonia, płoci, szczupaka. Jednak ich głównymi mieszkańcami są gatunki drobnych ryb: cierniczek, 169 Ryc. 9.1 Stanowiska odłowów ichtiofauny w Narwiańskim Parku Narodowym (opr. J. Szlakowski) Ryc. 9.2 Środowisko nurtowe Narwi koło Kurowa (fot. W. Białokoz) 170 Ryc. 9.3 Starorzecze otwarte, Waniewka (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.4 Oczko wodne, Kolonia Bokiny (fot. J. Szlakowski) ciernik, kiełb, koza, piskorz, różanka, słonecznica. Część z nich jest chroniona w ramach prawa krajowego oraz Unii Europejskiej (Dyrektywa Rady 92/43/EWG; Rozp. Min. Środ. 06.10.2014). Odnotowano tutaj również obecność przedstawiciela ryb krągłoustych – minoga ukraińskiego. Opisywane zróżnicowanie środowiskowe stanowi podstawę bogactwa ichtiofauny (Aarts i in. 2004) ekosystemów wodnych Narwiańskiego Parku Narodowego i stwarza warunki dla występowania licznego zespołu ryb. Ryc. 9.5 Kowalówka (dopływ z Czaczek) (fot. J. Szlakowski) 171 Bogactwo gatunkowe ryb zasiedlających wody Narwiań­skiego Parku Narodowego Ryc. 9.6 Awissa w miejscowości Płonka Kościelna (fot. J. Szlakowski) W wodach Narwiańskiego Parku Narodowego występuje 26 gatunków ryb oraz jeden gatunek krągłoustych, którym jest minóg ukraiński (Penczak i in. 1990, 1991; Sych i in. 1990; Szlakowski, Buras 2006). Jest wśród nich jeden gatunek obcego pochodzenia, tj. karaś srebrzysty. Stanowi on zagrożenie dla rodzimego karasia pospolitego, którego wypiera z wielu stanowisk. Gatunki ryb Parku Narodowego zgrupowane są w 10 rodzinach (Tab. 9.1). Tab. 9.1 Gatunki minogów i ryb stwierdzone w wodach Narwiańskiego Parku Narodowego (DS II – gatunek z II załącznika Dyrektywy Siedliskowej; OG – ochrona gatunkowa w Polsce) 172 Nazwa naukowa Nazwa polska Petromyzonidae Eudontomyzon mariae Anguillidae Anguilla anguilla Cyprinidae Aspius aspius Leuciscus idus Leuciscus leuciscus Carassius carassius Carassius gibelio Gobio gobio Leuciscus cephalus Blicca bjoerkna Abramis brama Tinca tinca Rutilus rutilus Rhodeus amarus Leucaspius delineatus Alburnus alburnus Scardinius erythrophthalmus Cobitidae Cobitis taenia Misgurnus fossilis Nemacheilidae Barbatula barbatula Siluridae Silurus glanis Esocidae Esox lucius Gadidae Lota lota Gasterosteidae Pungitius pungitius Gasterosteus aculeatus Percidae Gymnocephalus cernua Perca fluviatilis minogowate minóg ukraiński węgorzowate węgorz karpiowate boleń jaź jelec karaś pospolity karaś srebrzysty kiełb kleń krąp leszcz lin płoć różanka słonecznica ukleja wzdręga kozowate koza piskorz przylgowate śliz sumowate sum szczupakowate szczupak dorszowate miętus ciernikowate cierniczek ciernik okoniowate jazgarz okoń Status Grupa rozrodcza DS II, OG litofilna specjalna DS II DS II, OG fitolitofilna fitolitofilna fitofilna fitofilna fitofilna psammofilna litofilna fitofilna fitolitofilna fitofilna fitolitofilna ostrakofilna fitofilna fitolitofilna fitofilna DS II, OG DS II, OG fitofilna fitofilna OG psammofilna fitofilna fitofilna litopelagofilna fitofilna fitofilna fitolitofilna fitolitofilna Ekologiczne grupy rozrodcze Wymagania odnośnie miejsca i pory tarła (preferencji rozrodczych) poszczególnych gatunków ryb występujących na obszarze Parku Narodowego są zróżnicowane (Balon 1975; Tab. 9.1). Przedstawicielami gatunków składających ikrę na dnie żwirowo-kamienistym (litofilnych) są kleń i minóg ukraiński. Z kolei gatunki fitofilne wykorzystują w tym celu roślinność podwodną. Jedne, takie jak np. karaś pospolity, leszcz, lin, szczupak i wzdręga, rozrzucają bezładnie ikrę, która opadając przykleja się samorzutnie do podwodnych roślin. Inne, jak słonecznica, skrupulatnie przyklejają składane ziarna ikry do liści i łodyg roślin wodnych. Ryba ta, podobnie jak sum, opiekuje się złożoną ikrą, chroniąc ją przed drapieżnikami. Swą ikrę chronią także ciernik i cierniczek. Z fragmentów podwodnych roślin budują one na dnie gniazdo, w którym kilka samic składa ikrę, pieczołowicie pielęgnowaną następnie przez samca. Samiec ciernika przywdziewa w tym okresie efektowną szatę godową, z jaskrawą czerwienią piersiowych partii ciała. Stojąc przy gnieździe, poprzez wachlujące ruchy płetw wymusza on przepływ wody przez gniazdo, zapewniając w ten sposób potomstwu odpowiednie natlenienie wody. Ryby należące do grupy psammofilnej składają ikrę na podłożu piaszczystym lub piaszczysto-żwirowym. Wiosną można zaobserwować w płytkiej przejrzystej wodzie dopływów Narwi trące się energicznie ponad piaszczystym dnem stadka kiełbi lub ślizów. Fitolitofilne ryby, takie jak jazgarz, jaź i okoń składają ikrę ponad mineralnym piaszczysto-kamienistym dnem na szczątkach roślin lub podwodnych przedmiotach. Wiosną spotkać można w kwietniu ikrę okonia rozwieszoną w postaci długich wstęg na zatopionych w wodzie kamieniach, gałęziach lub roślinności podwodnej. W odróżnieniu od pozostałych gatunków ryb odbywających tarło w okresie wiosny lub wczesnego lata, litopelagofilny miętus składa ikrę ponad mineralnym lub mulistym dnem zimą, od grudnia do marca. Unosi się ona w toni wodnej tuż ponad dnem, często zarośniętym roślinnością. Gatunek ten jest jedynym przedstawicielem rodziny dorszowatych w wodach słodkich naszego kraju. Przedstawicielem dwuśrodowiskowych ryb wędrownych jest zaliczany do grupy specjalnej węgorz. Wody Parku Narodowego są miejscem, gdzie żeruje, rośnie i dojrzewa. Z chwilą osiągnięcia wieku dojrzałego opuszcza on wody słodkie wędrując na tarło do Morza Sargassowego u wybrzeży Ameryki Środkowej. Po tarle ginie, a do wód słodkich powraca jego potomstwo, unoszone w postaci ikry, a następnie larw prądem zatokowym ku wybrzeżom Europy. Tutaj już jako tzw. węgorz szklisty, a następnie wstępujący, narybek wędruje aktywnie do rzek, docierając nimi na śródlądowe żerowiska. Na koniec wspomnieć należy grupę ryb ostrakofilnych, do których należy różanka (Ryc. 9.7). Jest ona drobną rybą z rodziny karpiowatych, jedynym przedstawicielem tej grupy w ichtiofaunie Polski. Składa ona ikrę do jamy płaszczowej małży z rodziny skójkowatych. Samica posługuje się przy tym wprowadzanym do wnętrza małża specjalnym pokładełkiem, które wyrasta jej w porze tarła. Chronione grubą skorupą małża bezpiecznie rozwijają się Ryc. 9.7 Różanka Rhodeus amarus. Awissa, Płonka Kościelna (fot. J. Szlakowski) tutaj ikra i wylęg. Młode ryby opuszczają to schronienie dopiero po osiągnięciu pełnej gotowości do samodzielnego życia w środowisku wodnym. Środowiskowe zróżnicowanie ichtiofauny Narwi Gatunkami powszechnie spotykanymi w wodach Parku, zarówno w strefie nurtowej rzeki, jak i w starorzeczach otwartych, są ryby typowe dla rzek nizinnych: jaź, płoć, szczupak, nieco mniej licznie okoń, piskorz, różanka i wzdręga. Gatunki te pomimo powszechności występowania w wodach naszego kraju, w wodach Narwiańskiego Parku Narodowego tworzą specyficzne zespoły, charakterystyczne dla środowisk bagiennej doliny Narwi. Duży udział jazia, piskorza, płoci i szczupaka, względnie piskorza i karasia pospolitego (oczka wodne), wskazuje na dobrą kondycję zespołu ryb i ich środowiska. Gatunkami uzupełniającymi zespół są: okoń, wzdręga oraz różanka, a w strefie nurtu także miętus. W wodach Narwiańskiego Parku Narodowego można wyróżnić pięć grup siedlisk, charakteryzujących się występowaniem określonych zespołów ryb (Ryc. 9.8). Grupa 1 obejmuje stanowiska nurtowe Narwi, poza stanowiskiem Rzędziany. W zespole ichtiofauny tej grupy dominują jaź, kiełb, miętus, płoć oraz szczupak. Grupa 2 obejmuje starorzecza i oczka wodne. Cechuje się niewielką liczbą gatunków z dominacją piskorza i karasia pospolitego. Grupa 3 obejmuje stanowiska dopływu Kurówka w biegu środkowym i ujściowym, starorzecze przepływowe (Waniewka) oraz starorzecze zamknięte w Surażu. Liczba gatunków waha się od 11 do 17 na poszczególnych stanowiskach. Gatunkami dominującymi są kiełb, okoń, płoć, różanka oraz młodzież szczupaka i jazia. Grupa 4 obejmuje dopływy i stanowisko nurtowe na Narwi w Rzędzianach. Liczba gatunków wynosi od 4 do 10 na poszczególnych stanowiskach. Dominują ryby małe, o niskiej masie osobniczej: małe osobniki płoci, kiełb, słonecznica oraz narybek jazia. 173 Ryc. 9.8 Dendrogram analizy skupień ekosystemów wodnych Narwi w oparciu o zespoły ichtiofauny (opr. J. Szlakowski) Grupa 5 obejmuje dopływy Struga i Kowalówka, z wyjątkowo ubogą ichtiofauną. W Strudze złowiono tylko pięć małych osobników szczupaka, w Kowalówce występowały trzy gatunki: cierniczek, ciernik oraz słonecznica. Dominował cierniczek (82%). Wyróżnione charakterystyczne zespoły ryb są powiązane z cechami środowiska. Gatunki bardziej wymagające pod względem natlenienia wody i jej przepływu, takie jak: boleń, jaź, kiełb, kleń, koza, leszcz, miętus, okoń, płoć, różanka, sum, szczupak i ukleja, są typowe dla nurtu i starorzeczy otwartych. Mniej wymagające: karaś pospolity, lin, piskorz, słonecznica, wzdręga, występują w starorzeczach zamkniętych, zaś te o najmniejszych wymaganiach (lin, piskorz) – w oczkach wodnych. Odrębną grupę tworzą gatunki związane z drobnymi dopływami – cierniczek, ciernik, koza, minóg ukraiński. Przedstawione grupy funkcjonalne, odzwierciedlające powiązania gatunków z ich siedliskiem, nie są w ekosystemach wodnych jedynym przykładem złożonych relacji. Współbytowanie na obszarze Parku Narodowego różanki, płoci czy wzdręgi z małżami z rodziny skójkowatych Unionidae (Ryc. 9.9) odzwierciedla również istniejący tutaj układ współzależności między rybami i małżami. Różanka profituje w tym układzie w newralgicznej fazie cyklu biologicznego, jaką jest rozród. Małże zapewniają bowiem bezpieczny rozwój jej ikry oraz wylęgu. Korzyści odnoszą również małże, które podczas rozwoju w stadium larwalnym (glochidia) pasożytują na rybach. Ich żywicielami jest jednak nie tylko różanka, lecz także inne gatunki jak np. leszcz, płoć, wzdręga. Glochidium przyczepia się do skrzeli, skóry lub płetw ryb, a następnie zostaje otoczone tkanką żywiciela, tworząc cystę. Na rybie pojawiają się ciemne punkty. Nie są one objawem chorobowym, lecz znakiem nosicielstwa glochidiów, które odżywiają się pasożytniczo czerpiąc pokarm z tkanek żywiciela (Ryc. 9.10). W stadium rozwojowym glochidium, małż „wędruje” razem z rybą, która mimowolnie przyczynia się do rozprzestrzeniania areału jego występowania. Po jakimś czasie glochidium przekształca się w postać młodocianą, o wyglądzie dorosłego małża, wydostaje się z otorbionej cysty, odrywa od ryby i osiada na dnie. 174 Ryc. 9.11 Płoć Rutilus rutilus, przy ujściu Kurówki (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.9 Szczeżuja Anodonta sp., przedstawiciel rodziny skójkowatych (fot. M. Adamczyk) Ryc. 9.12 Szczupak Esox lucius. Narew, Łupianka (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.10 Płoć z widocznymi na skórze glochidiami małża (fot. J. Ligięza) Przegląd gatunków Płoć (Ryc. 9.11) jest gatunkiem pospolitym, który w ekosystemach wodnych Narwiańskiego Parku Narodowego stanowi ważny, charakterystyczny składnik zespołu ryb. Jej silna populacja informuje o dobrej kondycji środowisk wodnych. Jest rybą odżywiającą się wodnymi organizmami bezkręgowymi, jednak w jej diecie spotkać można także fragmenty roślin oraz ich nasiona, a okresowo także owady zbierane z powierzchni wody. Występuje we wszystkich siedliskach Parku z wyjątkiem niektórych oczek wodnych, zdominowanych przez karasia pospolitego i piskorza. Płoć jest ważnym element diety ryb drapieżnych. Pomimo osiągania niezbyt dużych rozmiarów (do ok. 30 cm) jest rybą cenioną przez wędkarzy. Szczupak jest najważniejszym gatunkiem drapieżnym w wodach Parku Narodowego (Ryc. 9.12). Poluje na wszystkie ryby, jeśli tylko umożliwiają mu to ich rozmiary. Wykazuje przy tym skłonności kanibalistyczne, bowiem nie gardzi również przedstawicielami swego gatunku. Jego ofiarą padają w pierwszej kolejności osobniki osłabione i chore, stąd szczupak pełni ważną rolę w utrzymywaniu dobrego stanu sanitarnego ekosystemu wodnego. Zachowanie licznej populacji tego drapieżnika stanowi gwarancję utrzymania właściwych proporcji liczebności pozostałych gatunków tworzących zespół ryb w wodach Parku. Jest to trudne i wymaga prowadzenia działań ochronnych, tj. ochrony miejsc tarła i zimowania, a także wspierania zarybieniami populacji tej ryby, gdyż szczupak jest bardzo atrakcyjnym obiektem wędkarskich połowów. Gatunkiem typowo rzecznym jest jaź (Ryc. 9.13). W strefie nurtowej Narwi, której się trzyma, znajduje doskonałe warunki rozwoju, stąd jest rybą powszechnie spotykaną w wodach Parku Narodowego. Prowadzi towarzyski tryb życia, poszukując stadnie pokarmu w strefie przydennej, w toni wodnej oraz przy powierzchni. W letnie popołudnia i wieczory można zaobserwować stada tych ryb polujących na owady siadające na powierzchni wody. W skład diety jazia wchodzą detrytus, larwy ochotkowatych, glony, rośliny naczyniowe i stawonogi, mięczaki oraz małe ryby. W niektórych starorzeczach zamkniętych obserwowano w pewnych latach występowanie licznych zgrupowań młodych jazi, o jednakowej wielkości. Sugeruje to, że siedliska tych starorzeczy pełnią ważną rolę w cyklu biologicznym tego gatunku, jako miejsca odchowu młodzieży. Łatwo jest pomylić młodego jazia z płocią. Różni się on jednak kolo- 175 Ryc. 9.13 Jaź Leuciscus idus. Narew, Bokiny (fot. J. Szlakowski) 176 stadnie na ryby w toni wodnej. Gatunek jest względnie drapieżny. Młode osobniki odżywiają się bezkręgowcami, stanowiąc ważny element sieci troficznej strefy przybrzeżnej. Ryby starsze żerują na młodocianych formach innych gatunków ryb, zmniejszając ich populacje. Okoń jest ważnym gatunkiem w wodach Parku Narodowego. Powszechnie, zwłaszcza w korycie rzeki występuje ukleja (Ryc. 9.15), zasiedlająca strefę wolnej wody. Ta stadna, drobna ryba, podobnie jak jaź i rzadki w Narwi, w granicach Parku kleń (Ryc. 9.16), poluje na owady unoszące się na powierzchni wody. Często pada ona ofiarą żerującego tutaj bolenia, nielicznego w wodach Parku, zwanego również rapą (Ryc. 9.17). Jest on jedynym drapieżnym gatunkiem z rodziny ryb karpiowatych, zasiedlającym wody naszego kraju. Przebywając nad rzeką w ciepłej porze roku można nierzadko zaobserwować żerowanie bolenia, który gwałtownie wyskakuje z wody i uderzając energicznie ogo- Ryc. 9.14 Okoń Perca fluviatilis. Narew, Szołajdy (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.16 Kleń Leuciscus cephalus (fot. J. Ligięza) Ryc. 9.15 Ukleja Alburnus alburnus (fot. J. Ligięza) Ryc. 9.17 Boleń Aspius aspius (fot. J. Ligięza) rem oczu, które u jazia są czarne, podczas gdy u płoci pomarańczowe. Okoń (Ryc. 9.14) jest spotykany niemal we wszystkich siedliskach wodnych Parku Narodowego, najliczniej w strefie nurtu i starorzeczach otwartych. Młode okonie w początkowym okresie trzymają się stadnie, przechodząc wraz z wiekiem na bardziej samotniczy tryb życia. Nierzadko spotyka się jednak duże osobniki tego drapieżcy polujące nem o jej powierzchnię głuszy ukleje, by następnie spokojnie zbierać spływające ryby. W głębszych partiach koryta Narwi, a także starorzeczy otwartych, stadnie przeszukuje dno w poszukiwaniu bentosowych organizmów bezkręgowych leszcz (Ryc. 9.18). Nie jest on zbyt liczny w wodach Parku Narodowego. Tej atrakcyjnej wędkarsko, osiągającej przeciętnie masę 2–3 kilogramów rybie towarzyszy krąp (Ryc. 9.19). Bardzo Ryc. 9.18 Leszcz Abramis brama (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.20 Jazgarz Gymnocephalus cernua (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.19 Krąp Blicca bjoerkna (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.21 Sum Silurus glanis (fot. P. Buras) łatwo jest go pomylić z poprzednim gatunkiem. Różni się od niego mniejszymi rozmiarami bardziej krępego ciała, okrytego grubszą łuską oraz czerwonawym podbarwieniem płetw piersiowych i brzusznych, które u leszcza są szare. Występuje tutaj również nielicznie jazgarz (Ryc. 9.20). Jest gatunkiem o niewielkich wymaganiach środowiskowych. Odżywia się bezkręgowcami wodnymi, małymi mięczakami, ikrą i wylęgiem ryb. Podobnie jak okoń, składa ikrę w postaci galaretowatych sznurów w płytkich miejscach strefy brzegowej. Jazgarz uzbrojony jest w kolce znajdujące się w płetwach oraz na pokrywach skrzelowych. Nieostrożne wzięcie jazgarza do ręki doprowadzić może do przykrych skaleczeń, zwłaszcza że ryba obficie wydziela śluz silnie drażniący rany. Gatunkiem osiągającym największe rozmiary wśród ichtiofauny Narwiańskiego Parku Narodowego jest sum (Ryc. 9.21), który może mierzyć ponad 2 m, przy masie ciała ponad 100 kg. W wodach Parku są spotykane osobniki o masie kilkunastu, a nawet kilkudziesięciu kilogramów. Sum zwykle kryje się w głębokich dołach, w zakolach głównego koryta Narwi. Po zmierzchu wypływa na płycizny, a także penetruje toń wodną, gdzie poluje na ryby oraz kręgowce wodne i lądowe, np. płazy czy ptaki wodne. Wiosną, na przełomie maja i czerwca, tworzy skupiska tarłowe, wypływając na płycizny porośnięte roślinnością wodną lub do miejsc z występującymi w wodzie nawisami korzeni. Duża ikra przyklejana jest do tworzących gniazdo korzeni lub roślinności wodnej. Wylęg przypomina kijankę żaby. W pierwszym okresie życia sum unika światła, kryjąc się w zakamarkach dna i wśród roślin. Trudną do obserwacji rybą, aktywną w porze nocnej oraz w chłodnych porach roku, jest zasiedlający strefę nurtową rzeki miętus (Ryc. 9.22). W wodach Parku zajmuje siedliska w głębokich rynnach i dołach. Jest gatunkiem względnie drapieżnym, młode osobniki odżywiają się bezkręgowcami, ryby starsze żerują na młodocianych formach oraz ikrze innych gatunków ryb. Ta liczna w narwiańskich wodach zimnolubna ryba w czasie letnich upałów potrafi zapaść w swoisty letarg. Spowolniony metabolizm organizmu pozwala jej przetrwać niekorzystny dla niej okres podwyższonej temperatury wody. Charakterystycznymi, wskaźnikowymi dla starorzeczy gatunkami, zarówno starorzeczy otwartych jak i zamkniętych, są karaś pospolity, lin, piskorz, różanka oraz wzdręga. Wzdręga, zwana także krasnopiórką (Ryc. 9.23), jest gatunkiem zbliżonym wyglądem i wielkością do płoci, od której różni się złocisto oliwkowym ubarwieniem, jaskrawo czerwonymi płetwami oraz skośnie ustawionym ku 177 Ryc. 9.22 Miętus Lota lota (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.25 Karaś pospolity Carassius carassius. Bokiny, oczko wodne (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.23 Wzdręga Scardinius erythrophthalmus (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.24 Lin Tinca tinca. Suraż, oczko wodne (fot. J. Szlakowski) 178 górze pyskiem. Dzięki temu z łatwością zbiera z powierzchni wody opadające na nią owady. Jest jednym z niewielu w ichtiofaunie polskiej gatunków, w którego diecie przeważają rośliny. Obok podwodnych „łąk” jej ulubionym miejscem żerowania są skupiska szuwarów, gdzie w gąszczu trzcin poszukuje organizmów wodnych. W wodach Parku Narodowego stanowi obok płoci ważny składnik pokarmu szczupaka i okonia. Gatunkiem zasiedlającym partie spokojnej wody jest lin (Ryc. 9.24). Unika on stref z wyraźnym przepływem wody, trzyma się natomiast miejsc z silnym porostem roślinności wodnej, zwłaszcza tej zanurzonej oraz o liściach pływających na powierzchni. Często spotkać go można wśród grzybieni wodnych i grążeli. W letnie popołudnia i wieczory nierzadko daje się usłyszeć charakterystyczne „cmokania” linów zbierających bezkręgowce z liści roślin wodnych. Lin jest rybą wytrzymałą, znoszącą wysokie i niskie temperatury wody, a także silne spadki zawartości rozpuszczonego w niej tlenu. Bardzo dużą odpornością na niekorzystne warunki środowiska charakteryzuje się karaś pospolity (Ryc. 9.25). W dobrych warunkach pokarmowych ciało tej ryby jest nieomal okrągłe, a głowa mała, w złych przybiera formę głodową, tzw. humilis, o wydłużonym ciele z dużą głową. Karaś pospolity jest rybą potrafiącą przetrwać w zbiornikach, w których zawartość rozpuszczonego tlenu spada do zera, a temperatura zimą nieco poniżej zera. Okres niekorzystnych warunków potrafi przetrwać zagrzebany w mule. Latem wytrzymuje wzrost temperatury wody do 36oC. Nie dziwi zatem fakt, że nierzadko jest wyłącznym mieszkańcem zbiorników wodnych. W niektórych oczkach wodnych na terenie Parku Narodowego karasiowi pospolitemu towarzyszy jedynie piskorz. W wodach Parku karaś pospolity jest gatunkiem nielicznym. Jest on wypierany przez karasia srebrzystego, gatunek inwazyjny, który przywędrował do nas ze wschodu. Gatunki chronione i pozostałe „specjalnej troski” Oprócz opisanych gatunków, wody Narwiańskiego Parku Narodowego są siedliskiem ryb, które ze względu na osiągane małe rozmiary nie są w polu zainteresowania wędkarzy. Niemniej od strony roli odgrywanej w funkcjonowaniu ekosystemów wodnych, jako ogniwo łańcucha troficznego, stanowią one bardzo cenny składnik ichtiofauny zwiększający różnorodność gatunkową. Część z nich jest objęta ochroną gatunkową w ramach prawa krajowego, część również na mocy załącznika II Dyrektywy Siedliskowej. Gatunkami chronionymi w ramach europejskiej sieci Natura 2000 w obszarze Narwiańskie Bagna PLH200002 są: koza Cobitis taenia, minóg ukraiński Eudontomyzon mariae, piskorz Misgurnus fossilis oraz różanka Rhodeus amarus, a także boleń Aspius aspius, cechujący się większymi rozmiarami. Minóg ukraiński (Ryc. 9.26) jest gatunkiem rzadkim na obszarze Parku Narodowego. Obecność tego przedstawiciela gromady krągłoustych Cyclostomata stwierdzono w dolnym biegu dwóch dopływów Narwi: w Turośniance i Czapliniance. Larwy minoga ukraińskiego żyją w nanosach organicznych, odkładających się wzdłuż brzegów odcinków cieków o dnie piaszczystym, odżywiając się detrytusem – rozdrobnionymi szczątkami roślin, zwierząt oraz ich odchodów, występującymi na dnie zbiorników wodnych lub unoszącymi się w ich toni. Są one pozbawione oczu stąd nazywane bywają „ślepicami” (podobnie jak larwy innych gatunków minogów). Po około czteroletnim okresie larwalnym przeobrażenie w formę dojrzałą rozpoczyna się jesienią i trwa do wiosny. Tarło odbywa się od połowy kwietnia do połowy maja w odcinkach cieków z dnem żwirowatym. Osobniki dorosłe po tarle giną. W trakcie przeobrażenia do postaci dorosłej następuje bowiem u nich atrofia (zanik) przewodu pokarmowego. Piskorz (Ryc. 9.27) spotykany jest na obszarze całego Parku Narodowego, szczególnie licznie w starorzeczach i oczkach wodnych, bowiem preferuje wolno płynące i stojące wody. Jego pokarm stanowią małe bezkręgowce denne. NieRyc. 9.26 Minóg ukraiński Eudontomyzon mariae (osobnik dorosły). Turośnianka, Bojary (fot. J. Szlakowski) Ryc. 9.27 Piskorz Misgurnus fossilis. Narew, Bokiny (fot. J. Szlakowski) 179 Ryc. 9.28 Koza Cobitis taenia (fot. J. Ligięza) zwykłą cechą piskorza jest jego reakcja na zmiany ciśnienia atmosferycznego. Gdy ciśnienie atmosferyczne gwałtownie spada, piskorz podpływa ku powierzchni wody, ustawia się pionowo, głową w górę, i chwyta pyszczkiem powietrze sponad powierzchni. Oddychanie nim możliwe jest dzięki specjalnej sieci naczyń krwionośnych znajdujących się w ściankach jelita tej ryby. Umożliwia to jej bytowanie w wodach, w których zawartość tlenu spada do zera. Po wyjęciu ryby z wody, powietrze wydostaje się z przewodu pokarmowego z charakterystycznym piskiem, stąd też wzięła się polska nazwa tego gatunku. Ponieważ piskorz charakteryzuje się bardzo dużą zawartością tłuszczu w mięśniach, niegdyś wykorzystywany był po wysuszeniu jako świeczki do oświetlania pomieszczeń. Koza (Ryc. 9.28) jest małą rybą o długości do 12 cm. W Parku Narodowym jest nieliczna. Jej występowanie stwierdzono w odcinkach Narwi z piaszczystym dnem w rejonie Suraża oraz w ujściowych odcinkach Lizy i Szerokiej Strugi. W rowku skórnym pod okiem tej ryby znajduje się ruchomy dwudzielny kolec, unoszony w razie zagrożenia. Zaniepokojona koza zagrzebuje się w piasek. Zdarza się obserwować stadko kóz ukrytych w piasku, z którego wystają tylko ich głowy. Tarło jest porcyjne, trwa od kwietnia do czerwca. Kleista ikra jest składana na roślinach podwodnych. Larwy ze skrzelami zewnętrznymi, często rozwijają się wśród mat glonów nitkowych. Gatunek związany jest z odcinkami potoków i rzek o piaszczystym i piaszczysto-mulistym podłożu oraz z niezbyt szybkim prądem wody. Pokarm kozy stanowią drobne bezkręgowce denne. Różanka (Ryc. 9.7) jest rybą stadną zamieszkującą przybrzeżne partie wód, chętnie przebywającą wśród roślinności wodnej, gdzie znajduje schronienie oraz pokarm. Odżywia się szczątkami roślin naczyniowych, glonami oraz niewielkimi bezkręgowcami wodnymi. Jej cykl życiowy jest zależny od obecności małży z rodziny skójkowatych Unionidae, które są ważnym indykatorem dobrej jakości środowiska wodnego. W momencie tarła samica za pomocą pokładełka wprowadza ikrę przez syfon wypustowy małża do jego jamy skrzelowej, po czym samiec wydala porcje plemników w okolice syfonu wpustowego. Plemniki zostają „wessane” wraz z wodą do jamy skrzelowej małża i tam 180 dochodzi do zapłodnienia. Narybek różanki opuszcza małża po 20–40 dniach. W tym okresie młode rybki osiągają długość 11 mm. Tarło różanki jest rozciągnięte w czasie i trwa od końca kwietnia do lipca. Różanka jest gatunkiem o bardzo ciekawym i nietypowym rozmieszczeniu. Jej wschodnia cześć zasięgu obejmuje dorzecze Amuru oraz rzeki wpadające do Morza Japońskiego. Na zachodzie zasiedla wody środkowej Europy. Mieszkańcem strefy nurtowej Narwi oraz jej dopływów jest kiełb (kiełb krótkowąsy) (Ryc. 9.29). Kiełb preferuje miejsca z wyczuwalnym przepływem wody i mineralnym, piaszczystym dnem. Jest gatunkiem licznym, występującym na obszarze całego Parku Narodowego. Jest rybą towarzyską, trzymającą się płycizn, często tworzy liczne stada. Prowadzi przydenny tryb życia, spędzając ciepłe miesiące na płyciznach. Na zimę schodzi do głębszych Ryc. 9.29 Kiełb Gobio gobio (fot. J. Szlakowski) miejsc. Przystępuje do tarła na przełomie kwietnia i maja, wybierając na miejsce rozrodu piaszczyste i żwirowe dno. Najmniejszymi przedstawicielami ichtiofauny w wodach Narwiańskiego Parku Narodowego, osiągającymi długość zaledwie 4–7 cm, są cierniczek oraz ciernik. Obydwa gatunki należą do rodziny cierniowatych. Na obszarze Parku Narodowego cierniczek (Ryc. 9.30) występuje w do- Ryc. 9.30 Cierniczek Pungitius pungitius (fot. J. Ligięza) pływach Narwi, w niektórych z nich (Kowalówka) tworzy większość zespołu ryb. Trzyma się miejsc o dużym zagęszczeniu roślin. Zaniepokojony chowa się wśród nich lub zakopuje w dnie. Pokarmem cierniczka są larwy i poczwarki owadów wodnych, wioślarki, widłonogi oraz małżoraczki. Chętnie żeruje na ikrze innych gatunków ryb. W okresie późnej wiosny i lata samiec z fragmentów roślin buduje kuliste gniazdo, które zawiesza wśród roślin, kilka centymetrów ponad powierzchnią dna. W gnieździe kilka samic składa ikrę, którą, jak i świeżo wyklutym potomstwem, opiekuje się samiec. Mieszkańcem tych samych siedlisk w wodach Parku Narodowego jest ciernik (Ryc. 9.31). W odróżnieniu od cierniczka, na grzbiecie tej ryby znajdują się zwykle trzy kolce (od 2 do 5). W skład diety ciernika wchodzą larwy owadów wodnych, widłonogi, skąposzczety i wioślarki. Nie gardzi on ikrą innych gatunków ryb. Tarło odbywa w okresie późnej wiosny i lata. Samiec wybiera piaszczyste lub gliniaste miejsce na dnie, w którym wykopuje zagłębienie. Buduje w nim z fragmentów roślin prymitywne, kuliste gniazdo. Do połączenia roślin wykorzystuje kleistą wydzielinę swych nerek. W gnieździe kilka samic składa ikrę, pilnowaną następnie przez samca. Samiec strzeże nie tylko samego gniazda, lecz także obszaru wokół niego, starając się odpędzić każdego, kto stanowi zaRyc. 9.31 Ciernik Gasterosteus aculeatus (fot. J. Ligięza) grożenie dla złożonej ikry i świeżo wyklutych larw. Cechą ciernika są niskie wymagania dotyczące jakości wody, stąd spotykany bywa licznie także w wodach zanieczyszczonych. Rybą żyjącą w niedużych stadkach, w spokojnych siedliskach o łagodnym przepływie wody jest słonecznica, znana także pod nazwami owsianka czy wierzchówka (Ryc. 9.32). Na obszarze Parku Narodowego spotykana w dopływach Narwi oraz starorzeczach i drobnych zbiornikach wodnych. Preferuje wody zeutrofizowane (żyzne). Tworzy liczne populacje, stanowiąc ważne ogniwo łańcucha troficznego, jako konsument zooplanktonu i pokarm ryb drapieżnych. Tarło odbywa od kwietnia do czerwca. Tak jak u innych gatunków ryb karpiowatych, u samca pojawia się w tym czasie wysypka tarłowa. Samica za 181 Ryc. 9.32 Słonecznica Leucaspius delineatus (fot. J. Ligięza) Ryc. 9.33 Śliz Barbatula barbatula (fot. J. Ligięza) pomocą krótkiego pokładełka przykleja ikrę w kolistych lub spiralnych rzędach do łodyg roślin, następnie pilnuje i opiekuje się nią samiec. Rzadko spotykanym gatunkiem w wodach Parku Narodowego, jedynym przedstawicielem w naszych wodach rodziny przylgowatych, jest śliz (Ryc. 9.33). Jego siedliskiem są głównie nurtowe fragmenty Narwi. Nielicznie występuje także w niektórych dopływach. Ta niewielka, prowadząca denny, nocny tryb życia ryba osiąga długość do około 15 cm. Pokarm śliza stanowi drobna fauna denna oraz glony, a także ikra innych ryb. Dzień spędza on ukryty wśród roślinności, kamieni, korzeni nadbrzeżnych drzew. Tarło ma miejsce na piaszczystym lub kamienistym podłożu. W tym czasie samiec i samica posiadają wysypkę tarłową. Złożona ikra jest pilnowana przez samca, do chwili pojawienia się wylęgu. Gatunek jest odporny na zanieczyszczenie wody. Znajduje się pod częściową ochroną gatunkową. Gatunki inwazyjne Na przełomie XX i XXI wieku w systemie rzecznym Bugu pojawiły się inwazyjne gatunki ryb obcych: trawianka Percottus glenii, babka łysa Neogobius gymnotrachelus i babka szczupła Neogobius fluviatilis (Kostrzewa i in. 2004). Nie pojawiły się one jeszcze w wodach Narwiańskiego Parku Narodowego. Jedynym odnotowanym tutaj do tej pory gatunkiem obcym nadal pozostaje karaś srebrzysty Carassius gibelio. 182 Ryc. 9.34 Karaś srebrzysty Carassius gibelio (fot. J. Szlakowski) Karaś srebrzysty (Ryc. 9.34; Szczerbowski 2001) jest rybą nielicznie występującą w wodach Parku Narodowego. W strefie nurtu i w dopływach jest bardzo rzadki, najliczniej występuje w oczkach wodnych (około 5% liczebności zespołu), konkurując w nich z karasiem pospolitym. Przeciętnie osiąga długość około 20 cm, zdarzają się jednak osobniki większe. To gatunek ciepłolubny, bardzo wytrzymały na niską zawartość tlenu, ekstremalne temperatury, podwyższoną mętność i złą jakość wody. Podobnie jak u karasia pospolitego, również u karasia srebrzystego występują forma normalna oraz głodowa. Jest to gatunek potrafiący wykorzystywać wszelkiego rodzaju dostępny pokarm – od bentosu i planktonu, po detrytus, rośliny i sinice. Niezwykłą cechą tego gatunku jest występowanie w większości w populacjach jednopłciowych, które tworzone są przez samice. Rozmnażają się one klonalnie poprzez gynogenezę (rozwój partenogenetyczny, w którym nie następuje zaplemnienie komórki jajowej, a do aktywacji rozwoju jaja wystarcza jego krótkotrwały kontakt ze spermą innych gatunków ryb karpiowatych). Ikra jest składana na podwodnej roślinności. Wody Narwiańskiego Parku ­Narodowego stale zasilane są karasiem srebrzystym spływającym ze zbiornika Siemianówka. Pomimo tych sprzyjających gatunkowi uwarunkowań, stan populacji karasia srebrzystego w Parku wskazuje, że funkcjonujące tutaj powiązania zespołów ryb z zasiedlanymi przez nie siedliskami skutecznie ograniczają inwazyjną presję tego gatunku. Podsumowanie Mozaika różnorodnych środowisk wodnych doliny Narwi tworzy jeden wspólny ekosystem sprzyjający zachowaniu bioróżnorodności bytujących w nim zespołów ichtiofauny. Zagęszczenia i biomasa ryb w starorzeczach znacznie przewyższają te obserwowane w nurcie. Starorzecza otwarte odgrywają ogromną rolę jako tarliska oraz miejsce wychowu i wzrostu narybku i młodzieży ryb. Nie są natomiast stałym siedliskiem ryb należących do starszych grup wiekowych. Ważną rolę w utrzymaniu różnorodności biologicznej zespołów ryb Narwiańskiego Parku Narodowego i jego otuliny pełnią również oczka wodne wraz ze starorzeczami zamkniętymi oraz uchodzące do Narwi dopływy. Oczka i zamknięte starorzecza są siedliskami piskorza oraz karasia pospolitego, natomiast dopływy – drobnych, często chronionych gatunków ryb, w tym minoga ukraińskiego. Warunkiem występowania bogatego pod względem liczby gatunków zespołu ichtiofauny jest zachowanie przynajmniej istniejącego zróżnicowania siedliskowego ekosystemów wodnych. Powiązania pomiędzy poszczególnymi siedliskami decydują bowiem o możliwości rozwoju gatunków ryb, odznaczających się znacznie zróżnicowanymi wymaganiami odnośnie miejsc rozrodu, żerowania oraz zimowania. Pod względem wartości przyrodniczej wszystkie siedliska są jednakowo cenne i decydują o wysokiej bioróżnorodności w odniesieniu do całego obszaru Parku Narodowego. Wynika to z dużej ruchliwości ichtiofauny, przemieszczającej się w ciągu roku stosownie do realizacji kolejnych faz cyklu życiowego poszczególnych gatunków. Jest to również silnie związane z reżimem hydrologicznym rzeki. Stąd też zachowanie i zapewnienie swobody migracji ryb pomiędzy tymi siedliskami stanowi jeden z priorytetów ochrony tej grupy zwierząt. Warto tutaj przypomnieć, że odtworzenie zniszczonych lub chociażby tylko przekształconych i zubożonych środowisk i sieci powiązań ekologicznych może być trudnym i długotrwałym procesem. Aarts i in. (2004), jako powód powolnej odbudowy zespołów ryb, nieprzebiegającej równolegle ze znaczącą poprawą jakości wód w dużych rzekach europejskich, jak Rodan, Dunaj, Ren i Mozela, widzą w utracie przez ryby, w wyniku regulacji rzek, siedlisk w głównym korycie rzeki i na nizinie zalewowej, wraz z ekologiczną łącznością pomiędzy nimi. To przesłanie powinno mieć prze- wodnie znaczenie w ochronie ichtiofauny w ekosystemach wodnych Narwiańskiego Parku Narodowego. Literatura Aarts B. G. W.,van den Brink F. W. B., Nienhuis P. H. 2004. Habitat loss as the main cause of the slow recovery of fish faunas of regulated large fishes in Europe: the transversal floodplain gradient. River Res. Applic. 20: 3–23. Balon E. K. 1975. Reproductive guilds of fishes: a proposal and definition. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 32: 821–864. Borcard D., Gillet F., Legendre P. 2011. Numerical Ecology with R. Use R Series. Springer, New York. Dyrektywa Rady 92/43/EWG z dnia 21 maja 1992 r. w sprawie ochrony siedlisk przyrodniczych oraz dzikiej fauny i flory. Kostrzewa J, Grabowski M., Zięba G., 2004. Nowe inwazyjne gatunki ryb w wodach Polski. Arch. Ryb. Pol. 12 (2): 21–34. Penczak T., Koszaliński H., Buczyńska M., Jakucewicz H. 1990. Ichtiofauna dorzecza Narwi. Część I. Narew. Rocz. Nauk. PZW 3: 81–94. Penczak T., Zaczyński A., Koszaliński H., Galicka W., Ułańska M., Koszalińska M. 1991. Ichtiofauna dorzecza Narwi. Część III. Supraśl i inne rzeki Wysoczyzny Białostockiej. Rocz. Nauk. PZW 4: 65–81. R Core Team 2016. R: a language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. www.R-project.org. Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 6 października 2014 r. w sprawie ochrony gatunkowej zwierząt. Dz. U. z dnia 7 października 2014 r., poz. 1348. Sych R., Nabiałek J., Wiśniewolski W. 1990. Ocena rybackiego znaczenia górnej Narwi. [W:] Banaszuk H. Czeczuga B. (red.), Narwiański Park Krajobrazowy i okolice. Zagadnienia Przyrodnicze i gospodarcze. Nauka i Praktyka 1: 179–196. Szczerbowski J.A. 2001. Carassius auratus (Linneaus, 1758). [W:] Banarescu P. M., Paepke H.-J. (red.), The Freshwater Fishes of Europe, 5/III Cyprinidae 2. Part III: Carassius to Cyprinus Gasterosteidae. AULA-Verlag: 5–41. Szlakowski J., Buras P. 2006. Ichtiofauna jako indeks oceny stanu ekologicznego rzek. [W:] Wołos A. (red.), Rybactwo – Wędkarstwo – Ekorozwój. 151–169. Wyd. IRŚ, Olsztyn. 183 184 fot. S. Łupiński 10 Płazy i gady Sebastian Ł. Łupiński • Włodzimierz Chętnicki Wprowadzenie Płazy Amphibia i gady Reptilia przez wieki należały do zwierząt pogardzanych i okrytych złą sławą. Ich negatywny obraz do dziś funkcjonuje w wielu przesądach i porównaniach, jeszcze niedawno wszystkie węże oraz delikatnego padalca uważało się za stworzenia bardzo jadowite i agresywne. Niewinnego zaskrońca, który był przed wiekami świętym wężem Litwy, pomawiano o wypijanie mleka krowom z wymion a pożyteczne ropuchy – o zjadanie truskawek w ogrodach. Wężom przypisywano również zdolność hipnotyzo­ wania „bezbronnych ptaszków” a nawet ludzi. Żółwie błotne trzymane w pojemnikach dla bydła miały wpływać na podniesienie żywotności trzody, żaby w studniach – czyścić i chłodzić wodę. Salamandra wreszcie miała być jakoby odporna na ogień i gustować w tym „diabelskim środowisku” (Młynarski 1966). Wstręt i strach jakie budziły (i niestety często budzą) płazy czy gady wynikał z ich wyglądu, nieznajomości biologii, domniemanej jadowitości czy też negatywnego wizerunku zakorzenionego w kulturze. Za przykład może posłużyć chociażby pomarszczona ropucha, będąca uosobieniem brzydoty oraz nieodzownym atrybutem i składnikiem tajemniczych eliksirów wiedźm z baśni opowiadanych nam w dzieciństwie. Z kolei wąż pojawiający się w ogrodzie Eden jest w kulturze chrześcijańskiej symbolem zła i grzechu, który doprowadził do wyrzucenia Adama i Ewy z Raju. Na szczęście w ostatnich latach ta niesprawiedliwa ocena uległa znaczącej zmianie i zwierzęta te są coraz częściej postrzegane jako pożyteczne i niezbędne do prawidłowego funkcjonowania wielu ekosystemów. Batrachofauna1 Polski liczy 18 gatunków. Nizinne obszary kraju zamieszkuje 13 z nich; wszystkie przechodzą rozwój zarodkowy i larwalny w wodzie. Dopiero po metamorfozie wykazują właściwe dla gatunku przywiązanie do tego środowiska – wchodzą do niej jedynie w celach rozrodu lub spędzają znaczną część roku włącznie z hibernacją. Również reptiliofauna naszego kraju jest uboga i liczy zaledwie ośmiu przedstawicieli: jeden gatunek żółwia, trzy gatunki jaszczurek i cztery gatunki węży. Spośród nich niemal wszystkie jaszczurki i węże prowadzą tryb życia niezależny od obecności zbiorników wodnych, jedynie zaskroniec Natrix natrix preferuje obszary wilgotne i podmokłe. 1 Płazy i gady żyjące na danym obszarze określa się wspólnie jako herpetofaunę, co jest zaszłością historyczną wynikającą z pierwotnego traktowania tych zwierząt jako jednej gromady; dla odróżnienia fauna płazów nazywana jest batrachofauną, natomiast gadów reptiliofauną. Herpetofauna Narwiańskiego Parku Narodowego Faunę płazów Narwiańskiego Parku Narodowego i jego najbliższego otoczenia tworzy 12 gatunków (Tab. 10.1). Najliczniej występują zwierzęta pospolite w całym kraju (Głowaciński, Rafiński 2003): żaby brunatne i zielone oraz ropucha szara Bufo bufo (Ryc. 10.1). Spośród występujących tu gatunków płazów traszka grzebieniasta Triturus cristatus, kumak nizinny Bombina bombina, grzebiuszka ziemna Pelobates fuscus, ropucha zielona Pseudepidalea viridis, ropucha paskówka Epidalea calamita, rzekotka drzewna Hyla arborea i żaba moczarowa Rana arvalis objęte są ścisłą ochroną prawną. Kumak i traszka grzebieniasta chronione są także na mocy II Załącznika do Dyrektywy Siedliskowej. Pozostałe gatunki znajdują się pod ochroną częściową. Traszka grzeben Traszka zwyczaj Kumak nizinny Grzebiuszka ziem Ropucha szara Traszka grzebeniasta Traszka zwyczajna Kumak nizinny Rzekotka drzew żaby zielone ogó żaby brunatne o Grzebiuszka ziemna Traszka grzebeniasta Traszka grzebieniasta Ropucha szara Traszka zwyczajna Rzekotka drzewna Kumak nizinny żaby zielone ogółem Grzebiuszka ziemna żaby brunatne ogółem Ropucha szara Ryc. 10.1 Udział procentowy poszczególnych gatunków Rzekotka drzewna płazów Amphibia wśród dorosłych osobników odłowionych w Narwiańskim Parku Narodowym; n = 4936 (opracowanie żaby zielone ogółem własne) żaby brunatne ogółem 185 Spośród płazów ogoniastych Caudata występują tu obie nizinne traszki – traszka grzebieniasta i zwyczajna Lissotriton vulgaris. Pierwsza z nich jest najrzadszym płazem w Parku Narodowym (Ryc. 10.1; 10.2). Podczas ostatnich badań wykazano tylko jedno stanowisko tego gatunku, na którym potwierdzono również jego rozród (Łupiński i in. 2013). Zlokalizowane jest ono w okolicach Topilca w dobrze zachowanym płacie olsu z wykształconą strukturą kępkowo-dolinową, który przechodzi w bór sosnowy obfitujący w liczne kryjówki niezbędne dla tych zwierząt. Wcześniej jednego osobnika tego gatunku odnotowano w 2005 roku w okolicy Baciut podczas akcji przenoszenia płazów przez drogę Białystok – Wysokie Mazowieckie (Łupiński i in. 2006). Ze względu na duże wymagania siedliskowe, zarówno w stosunku do ekosystemów wodnych, jaki i lądowych, ta rzadka traszka nie znajduje w Parku siedlisk o odpowiednich parametrach. Za to mniejsza od niej traszka zwyczajna występuje na obszarze Narwiańskiego Parku Narodowego stosunkowo często, a nawet nieco częściej niż wcześniej (Ryc. 10.2). Gatunek ten w odróżnieniu od traszki grzebieniastej ma mniejsze wymagania co do miejsc rozrodu i nie jest tak wrażliwy na presję ryb (Juszczyk 1987). 100 90 2012‐2013ᵃ 2000‐2004ᵇ 80 zasiedlone stanowiska [%] 70 60 50 40 30 20 10 0 Tc Lv Bo Pf Bb Pv Ec Ha Pl gatunek Ryc. 10.2 Procent stanowisk zasiedlanych przez poszczególne gatunki płazów na obszarze Narwiańskiego Parku Narodowego w dwóch różnych okresach: a – na podstawie Łupiński i in. 2013, b – na podstawie Sidoruk 2005; Tc – Triturus cristatus traszka grzebieniasta, Lv – Lissotriton vulgaris traszka zwyczajna, Bo – Bombina bombina kumak nizinny, Pf – Pelobates fuscus grzebiuszka ziemna, Bb – Bufo bufo ropucha szara, Pv – Pseudepidalea viridis ropucha zielona, Ec – Epidalea calamita ropucha paskówka, Ha – Hyla arborea rzekotka drzewna, Pl – Pelophylax lessonae żaba jeziorkowa, Pe – Pelophylax kl. esculentus żaba wodna, Rt – Rana temporaria żaba trawna, Ra – Rana arvalis żaba moczarowa, Zz – żaby zielone ogółem, Zb – żaby brunatne ogółem. 186 Pe Zz Rt Ra Zb Ryc. 10.3 Sposoby składania jaj przez krajowe gatunki płazów: a) jaja składane pojedynczo na liściach roślin wodnych – traszki, b) skrzek postaci małych pakietów jaj przyklejanych wokół roślin wodnych – kumak nizinny, c) skrzek w postaci grubego, stosunkowo krótkiego rulonu – grzebiuszka ziemna, d) skrzek w postaci długich, cienkich sznurów – ropuchy, e) skrzek w postaci małych pakietów – rzekotka drzewna f) skrzek w postaci dużych kłębów – żaby Traszki na lądzie poruszają się powoli i niezdarnie, jednocześnie wijąc ciałem. Zmienia się to w środowisku wodnym, gdzie stają się zwinne i aktywne, dobrze pływają i polują na żyjące tam organizmy. Jest to możliwe dzięki silnie bocznie spłaszczonemu ogonowi, który funkcjonuje jak płetwa i stanowi główny narząd ruchu. Samce traszek nie posiadają zdolności do wydawania głosów godowych, jednak w okresie rozrodu (po wejściu do wody) pojawia się u nich charakterystyczna szata godowa, której głównym elementem jest wysoki fałd skórny (grzebień godowy) ciągnący się po grzbietowej stronie ciała. W czasie godów dojrzałe osobniki zbierają się na tokowiskach w oczekiwaniu na odwiedzające je samice, które szukają partnera do rozrodu. W tym celu wybierają na dnie zbiornika miejsca pozbawio- ne roślinności, w których są dobrze widoczne. Funkcjonują one jak areny, na których odbywają się zaloty oraz rywalizacje. Same zachowania godowe samców (toki) są bardzo skomplikowane i zupełnie wyjątkowe w świecie płazów, można je porównać do tańców godowych ptaków. Traszki składają jaja w bardzo charakterystyczny sposób: samica przykleja pojedyncze jajo do miękkich liści lub pędów roślin wodnych bądź zanurzonych (Ryc. 10.3) i tylnymi kończynami zawija roślinę w taki sposób, aby znalazło się ono po wewnętrznej stronie zgięcia, całkowicie niewidoczne od zewnątrz. W odróżnieniu od kijanek płazów bezogonowych, larwy traszek są drapieżne i podobne do form dorosłych (Ryc. 10.4; Juszczyk 1987a; Rybacki, Maciantowicz 2006). 187 Ryc. 10.4 Larwy traszek wyglądem przypominają osobniki dorosłe; na zdjęciu wyrośnięta larwa traszki grzebieniastej Triturus cristatus (fot. S. Łupiński) się w pobliżu zbiorników, w których odbywał się rozród. Szczególnie ważne dla tego gatunku są wilgotne lasy liściaste i wszelkiego rodzaju torfowiska, które są dla niego pierwotnymi siedliskami. Obecnie traszki grzebieniaste występują na bardzo różnych stanowiskach antropogenicznych, gdzie znajdują się takie zbiorniki wodne, jak np. glinianki, doły pożwirowe, rowy melioracyjne, stawy i rozlewiska, w których mogą się rozmnażać. Zwierzęta te zimują w norach ziemnych, wśród korzeni drzew, pod stertami drewna, kamieni, liści a nawet w piwnicach (Juszczyk 1987a; Berger 2000). Traszka zwyczajna (Ryc. 10.6) należy do najpospolitszych płazów ogoniastych w naszym kraju. Podczas pobytu w wodzie jej skóra jest gładka, zaś na lądzie chropowata i ubarwiona w odcieniach brązu z czarnymi plamkami przy czym samice są zazwyczaj jaśniejsze. Wyjątkowo jak na traszki, samce tego gatunku osiągają większe rozmiary od samic. Głównym elementem efektownej szaty godowej samca jest nieprzerwany i regularnie falisto ząbkowany grzebień godowy rozciągający się od głowy do końca ogona (Juszczyk 1987a; Berger 2000). Ryc. 10.5 Traszka grzebieniasta Triturus cristatus (fot. S. Łupiński) Traszka grzebieniasta (Ryc. 10.5) pojawia się w zbiornikach wodnych z końcem marca lub na początku kwietnia i rozmnaża się w nich do czerwca, wyjątkowo do końca lipca. Dojrzałe samce, w porze godowej, wykształcają głęboko i nieregularnie powycinany grzebień, który w odróżnieniu od pojawiającego się u traszki zwyczajnej, jest przerwany nad nasadą ogona. Po zapłodnieniu samice składają niewielkie porcje jaj stopniowo i przez długi okres czasu. Są one około dwa razy większe od jaj traszki zwyczajnej. Larwy traszki grzebieniastej są drapieżne i bardzo żarłoczne. Polują na drobne bezkręgowce wodne, larwy innych płazów a nawet mniejsze osobniki własnego gatunku, jednak sposób zdobywania pokarmu sprawia, że są one łatwym łupem dla drapieżników, zwłaszcza ryb. Po metamorfozie większość młodych osobników opuszcza zbiorniki wodne i przebywa w ich pobliżu, stopniowo oddalając się na coraz większe odległości. Nieliczne mogą zimować w wodzie (Juszczyk 1987a; Pabijan 2010). Traszka grzebieniasta jest gatunkiem przede wszystkim niżowym i dużo bardziej związanym ze środowiskiem wodnym niż nasze pozostałe gatunki traszek. W okresie życia lądowego zajmuje silnie wilgotne siedliska znajdujące 188 Ryc. 10.6 Samiec traszki zwyczajnej Lissotriton vulgaris w szacie godowej (fot. S. Łupiński) Traszka zwyczajna jest zdolna do rozrodu w niskiej temperaturze, w związku z czym przystępuje do godów bardzo wcześnie, pojawiając się w zbiornikach wodnych już w końcu marca. Wybiera przy tym zarówno wody stojące jak i spokojne odcinki wód płynących, przede wszystkim jednak płytkie, małe stawy, glinianki, przydrożne rowy, kanały melioracyjne, a często okresowe oczka wodne. W okresie życia lądowego, który trwa do późnej jesieni, traszki zwyczajne przebywają w pobliżu zbiornika wodnego (do 500 m), w którym się rozmnażały. Ich naturalnymi środowiskami są łąki, lasy liściaste i mieszane, tereny pokryte zaroślami, również parki, sady czy ogrody gdzie mogą ukryć się wśród krzewów, w zagłębieniach i pod różnymi przedmiotami. W okresie rozrodczym, podczas opadów deszczu i wędrówek na zimowiska traszki są aktywne przez całą dobę. Przez resztę sezonu prowadzą nocny tryb życia udając się na łowy dopiero wieczorem. Zimują wyłącznie na lądzie, niekiedy bardzo licznie i w towarzystwie innych płazów, w różnych szczelinach powierzchni gruntu, murach, drewnie, w mchu, ściółce leśnej a także w obrębie zabudowań ludzkich i piwnicach (Juszczyk 1987a; Berger 2000; Mazgajska 2009). Kumak nizinny jest często spotykanym płazem (Ryc. 10.2), a jego charakterystyczne głosy godowe można usłyszeć prawie w 1/5 zbiorników wodnych Parku. Gatunek ten występuje głównie w południowej i centralnej części obszaru, najczęściej w płytkich, szybko nagrzewających się rozlewiskach, stawach i oczkach wodnych, pozbawionych ryb i położonych w brzeżnych częściach doliny. Szczególnie liczna populacja kumaka zamieszkuje okolice Suraża. Sprzyja temu niewątpliwie sieć odpowiednich zbiorników wodnych, która zapewnia możliwość migracji i pozwala na utrzymanie stabilnej populacji gatunku. Pora godowa kumaka nizinnego jest uzależniona od dwóch czynników: temperatury wody w zbiornikach roz- Kumak nizinny jest zwierzęciem wybitnie ciepłolubnym, o największym przywiązaniu do środowiska wodnego spośród wszystkich krajowych płazów i wykazującym aktywność całodobową, jednak większą w dzień. W odróżnieniu od innych gatunków płazów dorosłe kumaki nie wygrzewają się na brzegu zbiornika, lecz przebywają bezpośrednio w wodzie. Szybko kolonizują nowo powstałe akweny, a po okresie godowym często wędrują na inne obfitujące w pokarm stanowiska. Migracje odbywają się również w okresie rozrodu. Kumaki pokonują wtedy odległości do kilkuset metrów, wędrując zarówno w dzień, jak i w nocy, jedynie po deszczu i w okresach dużej wilgotności. Na lądzie zwierzęta te w poczuciu zagrożenia, przyjmują specyficzną pozę (tzw. refleks kumaka) wyginając łukowato ciało i eksponując jaskrawe, ostrzegawcze ubarwienie powierzchni podgardzielowej i brzusznych powierzchni nóg. Kumaki nizinne zimują zwykle gromadnie w norach ziemnych, często wspólnie z ropuchami i traszkami (Juszczyk 1987a; Mazgajska, Rybacki 2012). Ryc. 10.7 Samiec kumaka nizinnego Bombina bombina w trakcie wydawania głosu godowego (fot. J. M. da Costa) Ryc. 10.8 Grzebiuszka ziemna Pelobates fuscus (fot. S. Łupiński) rodczych oraz od ilości opadów atmosferycznych. Samce tego gatunku można odróżnić od samic jedynie w czasie jej trwania. Pojawiają się u nich wtedy płaskie modzele godowe, a podczas wydawania głosów charakterystycznie nadymają ciało i wewnętrzne rezonatory znajdujące się na dnie jamy gębowej (Ryc. 10.7). Kumaki pojawiają się w zbiornikach najczęściej w kwietniu, jednak gody nie odbywają się masowo i obejmują trzy miesiące, miedzy majem i lipcem. Samica składa jaja porcjami, w postaci małych pakietów, przyklejając je luźno do roślinności podwodnej (Ryc. 10.3), przy czym proces ten jest mocno rozciągnięty w czasie. Miejscem rozrodu są przeważnie małe i płytkie naturalne zbiorniki wody stojącej o mulistym dnie, silnie porośnięte roślinnością wodną i pozbawione zanieczyszczeń. Mogą to być starorzecza, zalewane łąki, stawy rybne, małe jeziorka i oczka wodne, glinianki, żwirownie czy rowy melioracyjne (Juszczyk 1987a; Mazgajska, Rybacki 2012). Dużo rzadsza jest grzebiuszka ziemna (Ryc. 10.8), która występuje w niewielu miejscach i mało licznie (Ryc. 10.1; Ryc. 10.2; Łupiński i in. 2013), podczas gdy jeszcze niedawno była gatunkiem pospolitym na obszarze Parku Narodowego (Ryc. 10.2; Sidoruk 2005) zwłaszcza w brzeżnych częściach doliny, gdzie znajdują się preferowane przez nią luźne i piaszczyste grunty (Juszczyk 1987a; Berger 2000). Grzebiuszki godują bardzo skrycie i nigdy masowo, a sam rozród jest rozciągnięty w czasie i trwa kilka tygodni (wyjątkowo do lipca). W odróżnieniu od innych gatunków płazów bezogonowych, zdolność do wydawania głosów godowych, przypominających ciche stukanie, posiadają zarówno samce, jak i samice. Grzebiuszka rozmnaża się w różnego typu zbiornikach począwszy od rowów melioracyjnych, poprzez małe, polne oczka wodne, kończąc na sezonowych rozlewiskach podeszczowych, jednak najchętniej wybiera te posiadające piaszczyste dno i silnie poro189 śnięte roślinnością. Samica składa skrzek w postaci charakterystycznego grubego sznura (Ryc. 10.3), leżącego luzem na roślinach blisko powierzchni wody lub owiniętego wokół ich pędów. Kijanki grzebiuszki osiągają największe rozmiary wśród form larwalnych pozostałych polskich płazów. Mogą dorastać nawet do 18 cm, przekraczając tym samym ponad dwukrotnie rozmiary osobników dorosłych. Co ciekawe, larwy, które wykluły się z jaj złożonych późno, mogą zimować w wodzie i przejść metamorfozę dopiero w następnym roku (Juszczyk 1987a; Krzysztofiak, Krzysztofiak 2014). Grzebiuszka ziemna, poza okresem godowym, podczas którego jest aktywna również w dzień, prowadzi wyłącznie lądowy i nocny tryb życia. Jako, że jest płazem bardzo skrytym trudno jest ją spotkać. Zamieszkuje miejsca o glebach, w których łatwo może się zagrzebać, np. lekkich, piaszczystych, często w borach sosnowych. Lubi też przebywać w ogródkach warzywnych i na polach uprawnych. Na sen zimowy zakopuje się w ziemi lub zasiedla nory gryzoni, korytarze kretów, a nawet gniazda jaskółek brzegówek (Juszczyk 1987a; Mazgajska 2009). Jeszcze na początku XXI w. na obszarze Parku występowały wszystkie trzy krajowe gatunki ropuch: szara, zielona i paskówka, przy czym już wtedy dwie ostatnie należały do gatunków rzadkich (Ryc. 10.2; Sidoruk 2005). Podczas ostatnich badań nie wykazano ich obecności, a najbliższe stanowiska obu gatunków znajdują się w sąsiedztwie Narwiańskiego Parku Narodowego, w obrębie żwirowni we wsi Jeńki-Romanowo. Ropucha zielona i paskówka przystępują tam wspólnie do rozrodu, co jest często obserwowanym zjawiskiem. Preferowane przez nie zbiorniki są bardziej podatne na wysychanie i zarastanie, toteż zwierzęta te nie są przywiązane do miejsc, w których składają jaja. Kiedy zbiorniki rozrodcze tracą określone cechy bądź wysychają płazy migrują w poszukiwaniu lepszych siedlisk (Juszczyk 1987a). Wydaje się, że są one stałym, aczkolwiek nielicznym składnikiem batrachofauny Parku Narodowego i w niektórych latach mogą przemieszczać się z jego obszaru w miejsca bardziej im odpowiadające. Nasza największa ropucha – ropucha szara – jest jednym z najliczniejszych gatunków płazów na obszarze Parku, a jej populacja jest względnie stała (Ryc. 10.2). W odróżnieniu od żab zielonych czy kumaków, ropuchy to zwierzęta o wybitnie lądowym trybie życia, które do wody wchodzą jedynie w okresie rozrodczym. Przed atakiem drapieżników chroni je szorstka skóra wyposażona w liczne gruczoły jadowe, tworzące skupienia w postaci brodawek. Szczególnie charakterystyczne i dobrze widoczne są nerkowate gruczoły przyuszne, tzw. parotydy, różnie rozwinięte u naszych gatunków. Wbrew obiegowej opinii ropuchy nie są w stanie wydzielać jadu „na zawołanie”. Dopiero mechaniczny uraz np. zranienie czy ugryzienie powoduje jego wyciśnięcie w miejscu gdzie do niego doszło. Wszystkie składają skrzek w postaci długich cienkich sznurów (Ryc. 10.3). Ropucha szara przystępuje do rozrodu najwcześniej, spośród naszych ropuch. Migracje do zbiorników wodnych rozpoczyna wkrótce po zakończeniu snu zimowego, pojawiając się w nich zazwyczaj pod koniec godów żaby trawnej. Do łączenia w pary dochodzi często już w czasie wędrówek. Dużo mniejszy i smuklejszy od samicy samiec, 190 wdrapuje się na nią, mocno chwyta i dalszą drogę pokonuje podróżując przyczepiony do grzbietu partnerki (Ryc. 10.9). Samce ropuchy szarej w odróżnieniu od naszych pozostałych ropuch nie posiadają rezonatorów dlatego ich głos godowy jest słabo słyszalny. Gatunek nie wykazuje szczególnych preferencji, co do miejsca rozrodu, wyraźnie jednak unika małych, okresowych zbiorników (Juszczyk 1987a; Berger 2000). Ryc. 10.9 Ropuchy szare Bufo bufo w ampleksusie (fot. S. Łupiński) Młode, niedojrzałe ropuchy szare są aktywne przez całą dobę. Natomiast dorosłe aktywność całodobową wykazują jedynie podczas okresu godowego oraz migracji na zimowiska. Poza tymi okresami osobniki dojrzałe są aktywne w nocy – w dzień wychodzą tylko po deszczu. Ropucha szara zamieszkuje najczęściej wilgotne lasy liściaste i mieszane, łąki, pola uprawne, sady i ogrody. Unika przy tym terenów suchych i piaszczystych, jak również bardzo podmokłych. Ponieważ jest zwierzęciem bardzo żarłocznym, zjada wszystko, co znajduje na swojej drodze. Poluje na duże dżdżownice, nagie ślimaki, owady, pająki, a nawet małe kręgowce. Na sen zimowy wybiera głębokie dziury, nory w ziemi czy piwnice. Często zimuje gromadnie z innymi płazami – czasem nawet w płynącej wodzie razem z żabą trawną i wodną (Juszczyk 1987a; Herczek, Gorczyca 2004). Pozostałe ropuchy – zielona i paskówka wykazują bardzo wiele cech wspólnych. Obydwie są zwierzętami ciepłoi deszczolubnymi, a ich gody przebiegają niemal identycznie, nieraz w tych samych płytkich, szybko nagrzewających się zbiornikach i w tym samym czasie. W związku z tym dość często się krzyżują. Większa z nich, ropucha zielona (Ryc. 10.10), dzięki obecności zielonych plam pokrywających jasny grzbiet posiada bardzo ciekawe ubarwienie maskujące. Wyróżnia się również dużą wytrzymałością na suszę oraz wysokie i niskie temperatury. Paskówka (Ryc. 10.11), co jest nietypowe wśród naszych ropuch, woli biegać niż skakać, przez co dawniej nazywana była ropuchą żwawą. Obydwa gatunki zimują na lądzie, w różnych kryjówkach ziemnych, a nawet piwnicach (Juszczyk 1987a; Mazgajska 2009). Ryc. 10.10 Ropucha zielona Pseudepidalea viridis (fot. S. Łupiński) Ryc. 10.11 Ropucha paskówka Epidalea calamita (fot. S. Łupiński) Rzekotka drzewna jest stosunkowo często występującym płazem, który zasiedla ponad 15% stanowisk w Parku Narodowym (Ryc. 10.2). Dorosłe osobniki można spotkać nieraz w dzień, gdy przebywają wśród traw i zakrzewień w pobliżu miejsc, gdzie wcześniej słyszano głosy godowe samców tego gatunku. Liczba stanowisk zasiedlanych przez tego drobnego płaza zmniejsza się, co może być efektem zaniku czystych zbiorników, zarośniętych roślinnością wodną i szuwarami oraz intensywnie nasłonecznionych. Częściowo może to być też spowodowane obserwowanym od pewnego czasu wycofywaniem się gatunku z północno-wschodniej Polski (Siwak i in. 2008). Rzekotka, jako nasz jedyny płaz, potrafi się doskonale wspinać i jest jednocześnie jedynym europejskim gatunkiem o nadrzewnym trybie życia (Ryc. 10.12). Skóra pokrywająca jej grzbiet jest zazwyczaj trawiastozielona, jednak barwa ta może ulegać zmianie pod wpływem różnych czynników zewnętrznych, np. temperatury otoczenia lub wilgotności powietrza. Dzięki obecności dużego rezonatora znajdującego się pod językiem samce rzekotek należą do płazów wydających najdonioślejszy głos w czasie pory godowej, słyszalny nawet z odległości kilku kilometrów (Juszczyk 1987a; Mazgajska 2009). Rzekotka należy do naszych najbardziej ciepłolubnych płazów, dlatego gody rozpoczyna stosunkowo późno, zazwyczaj pod koniec kwietnia. Rozród przebiega w zbiornikach mocno porośniętych roślinnością wodną i szuwarami oraz intensywnie nasłonecznionych. Liczebność godujących zwierząt jest tym większa, im więcej jest zarośli bądź skupień drzew, zwłaszcza wierzb, w ich pobliżu. W okresie rozrodczym rzekotki wykazują aktywność nocną. W dzień przebywają na lądzie wśród niskiej roślinności trawiastej lub siedzą na pędach roślin wynurzonych z wody, a dopiero o zmierzchu wchodzą do wody. Samice składają jaja w kilku małych, zbitych pakietach (Ryc. 10.3). Na miejsca hibernacji rzekotki wybierają ziemne szczeliny pod grubą warstwą opadłych liści lub gęste poszycie trawiastej roślinności (Juszczyk 1987a; Krzysztofiak, Krzysztofiak 2014). W Parku Narodowym pospolicie występują dwa gatunki żab zielonych – żaba jeziorkowa Pelophylax lessonae i żaba wodna P. kl. esculentus2. Biorąc pod uwagę ogół żab zielonych (Pelophylax esculentus complex), wraz z nieoznaczonymi przedstawicielami tej grupy3, aktualnie płazy te występują w blisko 60% zbiorników Narwiańskiego Parku Narodowego, co oznacza około 20% spadek w stosunku do stanu z początku XXI wieku (Ryc. 10.2). Jak dotąd na obszarze Parku nie odnotowano żaby śmieszki P. ridibundus (Sterzyńska i in. 2002; Sidoruk 2005; Łupiński i in. 2013) pomimo, że zasięg geograficzny tego gatunku obejmuje również teren północno-wschodniej Polski (Głowaciński, Rafiński 2003), a Park obfituje w środowiska przez nią preferowane: duże zbiorniki wodne, stawy hodowlane i starorzecza (Juszczyk 1987a). Żaby zielone są mocno 2 Ryc. 10.12 Rzekotka drzewna Hyla arborea jest jedynym europejskim płazem, który prowadzi nadrzewny tryb życia (fot. S. Łupiński) 3 Żaba wodna należy do grupy żab zielonych, lecz nie jest gatunkiem, a naturalną i trwałą hybrydą żaby jeziorkowej i żaby śmieszki; w niniejszym opracowaniu dla uproszczenia będzie jednak nazywana gatunkiem. Żaby zielone są trudne do oznaczenia; kiedy nie godowały, bądź niemożliwe było ich schwytanie w celu pewnej identyfikacji, zliczano widoczne osobniki, a następnie klasyfikowano je jako nieoznaczone żaby zielone. 191 Ryc. 10.13 Żaba jeziorkowa Pelophylax lessonae (fot. M. Giedrewicz) Ryc. 10.14 Żaba wodna Pelophylax kl. esculentus (fot. M. Giedrewicz) związane ze środowiskiem wodnym a ich okres godowy, poprzedzony intensywnym żerowaniem, przypada dopiero na maj–czerwiec. Żaba jeziorkowa (Ryc. 10.13) należy do płazów ciepłolubnych, dlatego też do godów przystępuje późno. Jednak spośród trzech form żab zielonych pora godowa tej żaby przypada najwcześniej. Rozpoczyna się ona z końcem kwietnia i trwa do końca maja, czasem jeszcze w czerwcu. Na miejsca rozrodu wybiera małe, obficie zarośnięte i płytkie zbiorniki zazwyczaj z wodą stojącą. Jest słabiej związana ze środowiskiem wodnym niż pozostałe żaby zielone i stosunkowo często podejmuje wędrówki po lądzie. Jest gatunkiem o aktywności dziennej. Może zimować zarówno na lądzie jak i na dnie strumieni oraz innych niewielkich wód płynących (Juszczyk 1987a). Żaba wodna (Ryc. 10.14) należy do grupy żab zielonych, lecz nie jest gatunkiem a naturalną i trwałą hybrydą, najczęściej mieszańcem żaby jeziorkowej i żaby śmieszki. Łączy w sobie wiele cech obu gatunków, zarówno morfo­ logicznych, jak również ekologicznych i biologicz­ nych. 192 Ryc. 10.15 Żaba trawna Rana temporaria (fot. S. Łupiński) Większą część życia spędza w wodzie i wykazuje aktywność dzienną. Żaba wodna okres godowy rozpoczyna w połowie maja. Jest formą eurytopową, co pozwala jej zasiedlać prawie wszystkie typy zbiorników wodnych. Wykazuje duże tendencje do wędrówek (także po lądzie) i z reguły jest pierwszym płazem, który zasiedla nowo powstałe akweny (żwirownie, glinianki, torfianki). Jest także najliczniejszą żabą zieloną w zbiornikach poddanych silnej antropopresji. Ze względu na mieszańcowe pochodzenie, forma ta jest bardziej odporna na niekorzystne zmiany zachodzące w środowisku niż inne żaby zielone. Dorosłe żaby wodne zimują na dnie wód płynących (Juszczyk 1987a). Oba żyjące w tej części kraju gatunki żab brunatnych – żaba trawna Rana temporaria i moczarowa występują pospolicie na całym obszarze Parku Narodowego (Ryc. 10.1). Rozmnażają się one we wszystkich typach zbiorników wodnych, od okresowych rozlewisk po stawy hodowlane. W porze godowej przedstawicieli żab brunatnych można spotkać w prawie 85% występujących tu zbiorników wodnych, przy czym, odmiennie do lat poprzednich, są to częściej żaby moczarowe (Ryc. 10.2). Żaby brunatne przystępują do rozrodu bardzo wcześnie, bo w okresie końca marca – pierwszej dekady kwietnia, czyli zaraz po opuszczeniu miejsc zimowania. Poza okresem godowym osobniki dorosłe prowadzą wybitnie lądowy tryb życia (Juszczyk 1987a; Herczek, Gorczyca 2004). Wiosną żaby trawne (Ryc. 10.15) są pierwszymi żabami budzącymi się ze snu zimowego i ogólnie rozpoczynają gody najwcześniej ze wszystkich polskich płazów. Rozród trwa jedynie kilka dni – zaczyna się przy niskich temperaturach wody głównie w małych i płytkich stawach, kałużach czy rozlewiskach łąkowych. Godujące samce skupiają się w najliczniej w płytkim, zarośniętym roślinnością i najcieplejszym miejscu zbiornika. Poza okresem godowym żaba trawna prowadzi wyłącznie lądowy, zmierzchowonocny tryb życia. Zasiedla różnorodne środowiska, zarówno lądowe, jak i podmokłe – lasy, tereny porośnięte krzewami, łąki, polany leśne, tereny trawiaste, torfowiska. Spotyka się ją też na polach, w ogrodach, parkach, nie tylko na obszarach rolniczych, ale także w miastach. Dorosłe osobniki zimują gromadnie wyłącznie w zbiornikach wodnych zagrzebane w mule, przede wszystkim w wolno płynących strumieniach i rzekach, rzadziej stawach (Juszczyk 1987a; Berger 2000). Żaba moczarowa przystępuje do rozrodu wczesną wiosną zazwyczaj pod koniec godów żaby trawnej. Miejscem rozrodu są płytkie zbiorniki o czystej wodzie, w których najpierw pojawiają się samce. Podczas ciepłej i słonecznej pogody przybierają one intensywne niebieskie lub niebiesko-liliowe zabarwienie (Ryc. 10.16) i gromadzą się na płyciznach, w zacisznych zatoczkach porośniętych roślinnością wodną (pałką wodną, sitowiem, trzciną) nieustannie wydając głosy godowe (Juszczyk 1987a). Poza okresem rozrodczym żaba moczarowa prowadzi lądowy tryb życia, może żyć nawet w dość suchych biotopach, gdyż jest bardziej wytrzymała na brak wody. Występuje na łąkach, w lasach, na polanach śródleśnych. Można ją spotkać w dzień nie tylko podczas deszczu, jak większość płazów, ale także przy słonecznej pogodzie. Na sen zimowy wybiera różne kryjówki: ziemne zakamarki, nory, jamy, dziury pod korzeniami drzew lub bezpośrednio na powierzchni ziemi pod sągami drewna, stertami gałęzi czy chrustu. Zdarza się również, że zimuje w wodzie (Juszczyk 1987; Berger 2000; Mazgajska 2009) Populacje gadów są z reguły nieliczne, a osobniki poszczególnych gatunków prowadzą skryty tryb życia i w czasie godów nie tworzą wielogatunkowych zgrupowań, jak płazy. Przez to ich monitoring jest dużo trudniejszy, a informacje dotyczące tej gromady kręgowców są zbierane zazwyczaj przy okazji prowadzenia innych badań. Pomimo, iż obserwacje dotyczące tych zwierząt prowadzone są Ryc. 10.16 w czasie pory godowej samce żab moczarowych Rana arvalis przybierają intensywnie niebieską lub niebiesko-liliową barwę (fot. S. Łupiński) w Narwiańskim Parku Narodowym dopiero od niedawna, widać, że grupa ta jest uboga w gatunki i zdominowana przez jeden z nich. Lokalną faunę gadów reprezentuje jedynie trzech przedstawicieli tej gromady, dwie jaszczurki – zwinka Lacerta agilis i żyworodna Zootoca vivipara oraz jeden gatunek węża – zaskroniec zwyczajny (Tab. 10.1). Wszystkie te gatunki objęte są ochroną częściową. Tab. 10.1 Skład i status ochronny herpetofauny Narwiańskiego Parku Narodowego i jego najbliższego otoczenia (oryg.) Nazwa polska Nazwa naukowa Płazy Amphibia Status ochronny Dyrektywa Siedliskowa II, IV Traszka grzebieniasta Triturus cristatus 1* Traszka zwyczajna Lissotriton vulgaris 2 Kumak nizinny Bombina bombina 1* II, IV IV Grzebiuszka ziemna Pelobates fuscus 1 Ropucha szara Bufo bufo 2 Ropucha zielona Pseudepidalea viridis 1 IV Ropucha paskówka Epidalea calamita 1 IV Rzekotka drzewna Hyla arborea 1* IV Żaba jeziorkowa Pelophylax lessonae 2, 3 IV Żaba wodna Pelophylax kl. esculentus 2, 3 V Żaba trawna Rana temporaria 2 V 1 IV IV Żaba moczarowa Rana arvalis Gady Reptilia Jaszczurka zwinka Lacerta agilis 2 Jaszczurka żyworodna Zootoca vivipara 2 Zaskroniec zwyczajny Natrix natrix 2 Zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Środowiska z dnia 6 października 2014 r. w sprawie ochrony gatunkowej zwierząt (Dz. U. z 2014 r. poz. 1348): gatunki objęte: 1 – ochroną ścisłą, 1* – ochrona ścisłą wymagające ochrony czynnej, 2 – ochroną częściową, 3 – zakazem przetrzymywania, posiadania, zbywania, oferowania do sprzedaży, wymiany, darowizny, a także wywożenia poza granicę państwa. Gatunki ważne dla Wspólnoty Europejskiej, zamieszczone w Załącznikach do Dyrektywy Siedliskowej UE: II – wymagające wyznaczenia specjalnych obszarów ochrony, IV – wymagające ochrony ścisłej, V – których pozyskiwanie ze stanu dzikiego może podlegać ograniczeniom 193 Ryc. 10.17 Jaszczurka żyworodna Zootoca vivipara (fot. M. Giedrewicz) Ze względu na specyfikę obszaru, najliczniej występującym gadem jest żyworódka (Ryc. 10.17; Łupiński i in. 2013), którą spotykać można w typowych środowiskach, tj. na podmokłych łąkach, torfowiskach, w pobliżu zbiorników, a nawet na roślinności wynurzonej rosnącej w strefach brzegowych zbiorników wodnych. Podczas okresu godowego, rozpoczynającego się około połowy kwietnia, samce przybierają intensywne jaskrawozielone barwy i toczą walki o prawo do kopulacji (Juszczyk 1987b). Nazwa jaszczurki żyworodnej jest związana ze sposobem, w jaki się rozmnaża. Zapłodnione jaja dojrzewają w jajowodach samicy, aż do uzyskania przez zarodki ostatecznej postaci, umożliwiającej im samodzielne życie po urodzeniu. Młode wylęgają się albo w ciele matki bezpośrednio przed złożeniem jaj lub zaraz po nim. Ta zdolność do rodzenia w pełni rozwiniętych młodych pozwoliła żyworódce uniezależnić się od suchych miejsc składania i inkubacji jaj oraz skolonizować nieprzyjazne tereny. Ryc. 10.18 Jaszczurka zwinka Lacerta agilis (fot. S. Łupiński) Jaszczurka ta jest zdecydowanie mniej ciepłolubna i bardziej wytrzymała na zimno w porównaniu do zwinki. Jest aktywna w dzień i zamieszkuje wilgotne, słabo nasłonecznione polanki leśne, obrzeża lasów, brzegi torfowisk i podmokłych łąk. Spotyka się ją również w chłodne dni, podczas gdy jaszczurki zwinki przebywają wtedy w ukryciu. Dobrze pływa i w razie niebezpieczeństwa chętnie wskakuje do wody. Żyworódka żywi się drobnymi owadami, pająkami, a także ślimakami i dżdżownicami. W zależności od warunków atmosferycznych sen 194 Ryc. 10.19 Zaskroniec zwyczajny Natrix natrix (fot. S. Łupiński) zimowy rozpoczyna pod koniec października lub nawet na początku listopada (Juszczyk 1987b; Berger 2000). Drugi gatunek jaszczurki – zwinka (Ryc. 10.18), nie znajduje w Narwiańskim Parku Narodowym sprzyjających warunków do życia ze względu na małą ilość preferowanych siedlisk – suchych, mocno nasłonecznionych stanowisk z niską roślinnością, piaszczystych lub o luźnym podłożu, dogodnym do kopania norek i jamek. W związku z tym zwierzę to występuje w niewielu miejscach, jedynie na suchych, brzeżnych obszarach doliny, m.in. na murawach napiaskowych w okolicy Łap i uroczyska Rynki oraz na łące kośnej w okolicach Bokin (Łupiński i in. 2013). W otulinie Parku Narodowego, w miarę oddalania się od obszarów wilgotnych, stosunek dominacji zmienia się na typowy dla reszty kraju i to jaszczurka zwinka jest gatunkiem liczniejszym. Jaszczurka zwinka jest gadem dziennym i wybitnie ciepłolubnym, noce spędza w norce stanowiącej jej schronienie. Występuje w różnych środowiskach, na terenach krzewiastych, trawiastych, na skrajach polan leśnych, poboczach dróg i nasypach kolejowych. W odróżnieniu od jaszczurki żyworodnej zwinka słabo pływa i szybko tonie. Najczęstszym łupem tego gada padają bezkręgowce. W skład codziennej diety wchodzą pająki, owady oraz ślimaki. Zdarza się również, że jaszczurka pożywia się gąsienicami. Czasem zwinka staje się kanibalem i pożera młode własnego gatunku, bądź innych jaszczurek. Dorosłe osobniki tego gatunku zapadają w sen zimowy pod koniec września (Juszczyk 1987b). Zaskroniec (Ryc. 10.19), jedyny występujący w Parku wąż, jest gatunkiem nielicznym i obserwowanym bardzo rzadko. Ostatnie pewne doniesienia na temat tego gada pochodzą z uroczyska Rynki gdzie spotykano go raczej incydentalnie (Pućkowski, Krzyściak-Kosińska 2012; Pućkowski 2015). Warto nadmienić, że niedaleko granic Parku, bo w Surażu, gatunek ten występuje na kilku stanowiskach, a rozmnaża się z powodzeniem przynajmniej na jednym z nich (Łupiński in. 2013). Podczas okresu godowego, trwającego zazwyczaj od kwietnia do końca maja, dorosłe zaskrońce gromadzą się w duże grupy (nawet kilkadziesiąt osobników), tworząc kłębowiska godujących węży. Najczęściej skupiają się wtedy w zacisznych, nasłonecznionych lub słabo zacienionych miejscach, często w pobliżu kryjówek, w których spędziły sen zimowy. Zaskroniec jest zwierzęciem jajorodnym – samica składa jaja otoczone miękką, skórzastą osłonką w stertach kompostu, nawozu, trocin lub gnijących liści. Młode węże, w zależności od temperatury otoczenia, wykluwają się od sierpnia do późnej jesieni (Juszczyk 1987b). Zaskroniec jest gatunkiem o aktywności dziennej, przystosowanym do życia w rozmaitych warunkach i środowiskach. Preferuje jednak tereny podmokłe, bagniste, żyje w pobliżu rozmaitych zbiorników wodnych. Doskonale pływa 195 i nurkuje, a w wodzie szuka schronienia, kiedy jest prześladowany. Odżywia się głównie płazami (najczęściej żabą wodną, jeziorkową, trawną, moczarową i ropuchą szarą), rzadziej rybami, myszami czy owadami. Na początku października, ukryty w wykrotach, stogach siana i norach, zapada w sen zimowy (Juszczyk 1987b; Berger 2000). Literatura Berger L. 2000. Płazy i gady Polski. Klucz do oznaczania. Wyd. PWN, Warszawa – Poznań. Berger L., Rybacki M. 1994. Distribution and ecology of water frogs in Poland. Zool Pol. 39: 293–303. Chętnicki W. 2000. Płazy i gady Narwiańskiego Parku Narodowego. [W:] Sterzyńska M. (kier.), Operat ochrony fauny. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa (mscr.). Głowaciński Z., Rafiński J.R. 2003. Atlas płazów i gadów polski. Biblioteka Monitoringu Środowiska, Warszawa – Kraków. Herczek A., Gorczyca J. 2004. Płazy i gady Polski. Wyd. Kubajak, Krzeszowice. Juszczyk W. 1987a. Płazy i gady krajowe. Tom 1. Płazy – Amphibia. Wyd. PWN, Warszawa. Juszczyk W. 1987b. Płazy i gady krajowe. Tom 3. Gady – Reptilia. Wyd. PWN, Warszawa. Krzysztofiak A., Krzysztofiak L. 2014. Płazy Polski – przewodnik terenowy. Wyd. Petit Skład–Druk–Oprawa, Lublin. Łupiński S. Ł., Raczyński J., Chętnicki W. 2013. Plan Ochrony Narwiańskiego Parku Narodowego. Operat fauny. Herpetofauna i teriofauna w części obejmującej płazy, gady, drobne ssaki, wybrane gatunki chronione – bobra, wydrę, wilka i ssaki kopytne, Białystok (mscr.). Łupiński S. Ł., Suchowolec A., Skrzypko A., Ołdakowski Ł. 2006. Wpływ wybranych czynników pogodowych na dynamikę wiosennych wędrówek płazów w Narwiańskim Parku Narodowym. [W:] Sobisz Z. (red.), Różnorodność biologiczna, flora i fauna, bioindykacja, ochrona przyrody. Materiały IX Przeglądu Działalności Kół Naukowych Przyrodników. 86– 90. Słupsk – Ustka. 196 Mazgajska J. 2009. Płazy świata. PWN, Warszawa. Mazgajska J., Rybacki M. 2012. Kumak nizinny Bombina bombina (Linnaeus, 1751). [W:] Makomaska-Juchiewicz M., Baran P., (red.), Monitoring gatunków zwierząt, Przewodnik metodyczny. Cześć III. 346–365. GIOŚ, Warszawa. Młynarski M 1966. Płazy i gady Polski. Państwowe Zakłady Wydawnictw Szkolnych, Warszawa. Pabijan M. 2010. Traszka grzebieniasta Triturus cristatus (Laurenti, 1768). [W:] Makomaska-Juchiewicz M., (red.), Monitoring gatunków zwierząt. Przewodnik metodyczny. Cześć I. 195–219. GIOŚ, Warszawa. Pućkowski M. 2015. Monitoring herpetofauny. [W:] Kamocki A. (red.), Raport z monitoringu przyrodniczego torfowiska Rynki za rok 2015. 56–65. Towarzystwo Ochrony Siedlisk „Prohabitat”, Białystok. Pućkowski M., Krzyściak-Kosińska R. 2012. Raport końcowy z realizacji monitoringu herpetofauny torfowiska „Rynki” na terenie Narwiańskiego Parku Narodowego w latach 2010–2012. [W:] Kamocki A. (red.), Raport końcowy z monitoringu przyrodniczego torfowiska Rynki. 84–124. Towarzystwo Ochrony Siedlisk „Prohabitat”, Białystok. Rybacki M., Maciantowicz M. 2006. Ochrona żółwia błotnego, traszki grzebieniastej i kumaka nizinnego z instrukcjami wyszukiwania gatunków w terenie. Wyd. Klubu Przyrodników, Świebodzin. Sidoruk K. 2005. Środowiskowe uwarunkowania występowania i liczebności płazów w Narwiańskim Parku Narodowym, Praca magisterska wykonana w Zakładzie Zoologii Kręgowców Instytutu Biologii Uniwersytetu w Białymstoku, Białystok (mscr.). Siwak P., Hermaniuk A., Chętnicki W. 2008. Płazy Suwalskiego Parku Krajobrazowego. Parki nar. Rez. Przyr. 27: 109–125. Sterzyńska M. (kier.), Nowakowski J., Górski A., Raczyński J., Gębczyńska Z., Chętnicki W., Pilipuk I., Sterzyński W., Winiarska G., Wegner E. 2002. Narwiański Park Narodowy. Plan ochrony. Operat: Ochrona Fauny. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa (mscr.). Szarski H. 1990. Historia zwierząt kręgowych. PWN, Warszawa. Znaczenie płazów i gadów Płazy stanowią bardzo ważny element łańcucha pokarmowego, funkcjonując na jego szczeblach zarówno jako drapieżniki jak i ofiary. Dorosłe osobniki wszystkich przedstawicieli tej gromady są zwierzętami mięsożernymi i bardzo żarłocznymi, przez co pełnią rolę naturalnego regulatora liczebności różnych grup bezkręgowców. Nie wykazują przy tym wybiórczości pokarmowej, wobec czego zjadają w największych ilościach organizmy, które w ich otoczeniu występują najobficiej. Jako nieliczne zwierzęta, w zdecydowany sposób zmniejszają populację owadów uznawanych za szkodniki, np. jedna dorosła ropucha szara potrafi zjeść w sezonie do 2 kg stonki ziemniaczanej. Poza tym kijanki płazów bezogonowych, odżywiając się różnego rodzaju pokarmem pochodzenia roślinnego i bakteryjnego, przyczyniają się do oczyszczania wód w zbiornikach, w których występują. Ze względu na swoją biomasę, w każdym stadium rozwojowym, płazy stanowią źródło pokarmu dla wielu gatunków zwierząt, np. zaskrońca, norki, wydry, różnych ryb i ptaków, pozostając dla wielu z nich dominującym źródłem poży­ wienia. Płazy są powszechnie wykorzystywane do badań naukowych w różnych dziedzinach nauk biologicznych, medycznych i farmaceutycznych. Ich duże jaja są, na przykład, dobrymi obiektami do prowadzenia eksperymentów embriologicznych. Poza tym skóra wielu gatunków produkuje substancje stanowiące surowiec przy wytwarzaniu leków. Dodatkowo, ze względu na swoje właściwości biologiczne i dużą wrażliwość na zmiany zachodzące w środowisku, coraz częściej traktowane są jako organizmy wskaźnikowe. Gady, podobnie do płazów, regulują liczebność wielu gatunków zwierząt – owadów, ślimaków i gryzoni, w tym mogących powodować duże straty w rolnictwie i leśnictwie. Dużo leków, w tym przeciwnowotworowych, przeciwreumatycznych i regulujących krzepnięcie krwi, powstaje na bazie jadu węży. Dwa gatunki płazów występujące na obszarze Narwiańskiego Parku Narodowego – traszka grzebieniasta i kumak nizinny należą do tzw. gatunków parasolowych umbrella species, nazywanych również osłonowymi lub tarczowymi. Pojęcie to jest stosowane w ochronie przyrody dla określenia gatunku bądź grupy gatunków o dużych wymaganiach siedliskowych i terytorialnych, których występowanie związane jest z dużą liczbą innych rzadkich gatunków współwy- stępujących. Według tej koncepcji kompleksowa ochrona gatunków parasolowych pociąga za sobą również ochronę pozostałych dzielących z nimi dane środowisko. Pomimo, iż traszka grzebieniasta i kumak nizinny nie należą w Europie do najrzadszych płazów, liczebność ich populacji zmniejsza się w najszybszym tempie na rozległym obszarze zasięgu. Pierwsze z wymienionych zwierząt jest silnie zagrożone wyginięciem w Szwajcarii, Czechach, Słowacji, Austrii i Norwegii. Kumak z kolei jest zagrożony w Niemczech, wymarł zupełnie w Szwecji (w 1960 r.), gdzie został następnie pomyślnie reintrodukowany dzięki pomocy Duńczyków, którzy sami w ostatniej chwili ocalili swoje populacje. Cechą wspólną łączącą oba te gatunki jest wrażliwość na szerokie spektrum zagrożeń ze względu na ich silniejszy, niż u innych płazów, związek ze środowiskiem wodnym oraz mniejszą zdolnością do migracji na długie dystanse (Rybacki, Maciantowicz 2006). Sebastian Ł. Łupiński, Włodzimierz Chętnicki Literatura Rybacki M., Maciantowicz M. 2006. Ochrona żółwia błotnego, traszki grzebieniastej i kumaka nizinnego z instrukcjami wyszukiwania gatunków w terenie. Wyd. Klubu Przyrodników, Świebodzin. fot. A. Bielonko 197 Dlaczego płazy są dobrymi Jak stwierdzić czy ekosystem jest w dobrym stanie? Wbrew pozorom nie jest to wcale takie proste. Tradycyjne metody polegające na analizach chemicznych i bezpośrednim pomiarze fizycznych parametrów środowiska np. temperatury, zasolenia, zawartości składników odżywczych, zanieczyszczeń czy światła dotyczą zazwyczaj jedynie warunków zastanych w czasie wykonywania analiz. Przez to w większości przypadków są one mało przydatne i na ich podstawie nie można udzielić odpowiedzi na kluczowe pytanie – jak ekosystem zareaguje na zaistniałe zmiany w aspekcie długofalowym? Dodatkowo, metody te nie uwzględniają kumulacji różnych negatywnych oddziaływań w czasie, interakcji pośrednich i złożoności procesów zachodzących w biocenozach (Holt, Miller 2011). Ograniczeń takich pozbawione są natomiast organizmy żywe, których obserwacja pozwala uzupełnić wyniki „klasycznych” programów monitoringu (Markert i in. 2012). Mówimy wtedy o tzw. bioindykacji, czyli ocenie stanu środowiska lub natężeń czynników środowiskowych i ich zmian w czasie za pomocą odpowiednich bioindykatorów (biowskaźników, organizmów wskaźnikowych), którymi mogą być rośliny, zwierzęta, mikroorganizmy oraz struktury na różnych poziomach organizacyjnych. Idealnymi organizmami wskaźnikowymi są takie, które dostarczają najwięcej jednoznacznych informacji o zmianach zachodzących w środowisku. Aby było to możliwe muszą posiadać pewne określone cechy, takie jak: wąski i specyficzny zakres wymagań ekologicznych, występowanie w różnych środowiskach, dużą liczebność, długi cykl życiowy, łatwość identyfikacji gatunkowej, dobrze poznaną biologię i ekologię (Biesiadka 2013). Ponieważ kryteria te często wykluczają się wzajemnie niewiele gatunków jest w stanie im sprostać. Kiedy pod koniec lat 80. XX wieku uwagę naukowców zwrócił, obserwowany na całym świecie, postępujący spadek liczebności populacji wielu gatunków płazów (Blaustein, Wake 1990; Wyman 1990), w gromadzie tej zaczęto dopatrywać się cech właściwych bioindykatorom. Przede wszystkim, ze względu na przepuszczalną skórę, złożony cykl życiowy, rozwinięte adaptacje fizjologiczne i specyficzne wymagania siedliskowe, płazy są szczególnie czułe na stres środowiskowy występujący zarówno w ekosystemach wodnych, jak i lądowych. Najbardziej wrażliwe stadia życia zarodkowego i rozwoju larwalnego, poza nielicznymi wyjąt- 198 kami, spędzają w środowisku wodnym, przy czym większość osobników młodocianych i dorosłych żyje na lądzie. Jako, że zwierzęta te są uzależnione od wody w czasie rozrodu, osobniki dorosłe wielu gatunków, zwłaszcza w klimacie umiarkowanym, wykazują odległe coroczne migracje pomiędzy miejscami zimowania, godów i siedliskami letnimi. Często przejawiają przywiązanie do tych miejsc i jeśli mogą, wracają do nich przez całe życie. W porównaniu do owadów czy ryb, które również są wykorzystywane jako organizmy wskaźnikowe, płazy żyją stosunkowo długo. Nasza ropucha szara może żyć do 40 lat a rzekotka drzewna co najmniej 15 lat (Mazgajska 2009). Dodatkowo, wiele gatunków występuje licznie w szerokim zasięgu geograficznym. Na przykład, wymieniona wcześniej ropucha jest najbardziej rozpowszechnionym i pospolitym zwierzęciem w Europie, zasiedlając obszar od koła podbiegunowego w Skandynawii i Rosji po Morze Śródziemne i Morze Czarne na południu kontynentu (G łowaciński, R afiński 2003). Wreszcie dorosłe płazy odgrywają kluczową rolę w ekosystemach, funkcjonując w łańcuchu pokarmowym jako drapieżniki i ofiary, a płazy bezogonowe charakteryzuje zmiana sposobu odżywania w cyklu życiowym (kijanki odżywiają się pokarmem roślinnym), co czyni je wrażliwymi na większe spektrum czynników. Wymienione cechy sprawiają, że płazy, a zwłaszcza dominujące w tej gromadzie żaby i ropuchy, są powszechnie wykorzystywane jako organizmy wskaźnikowe, na przykład: do badania akumulacji różnego rodzaju zanieczyszczeń (metale ciężkie, pestycydy, chemikalia przemysłowe) w środowisku (Simon i in. 2011), oceny stanu cieków (Hartwell i in. 1998), monitoringu zmian ekologicznych w lasach (Campos i in. 2014) a ostatnio nawet wpływu roślin modyfikowanych genetycznie (GMO) na ekosystemy wodne i lądowe (Böll i in. 2013). Oprócz tego odtwarzanie populacji tych zwierząt jest oznaką sukcesu w miejscach gdzie podjęto próby przywrócenia środowisk zniszczonych działalnością człowieka. Niestety właściwości, które czynią z płazów dobre wskaźniki stanu środowiska, przyczyniają się również do ich zagłady. Paradoksalnie płazy, jako gromada, przetrwały od późnego dewonu1, opierając się zlodowaceniom, kilku masowym wymieraniom, uderzeniom asteroid, zmianom klimatu i innym czynnikom, które doprowadziły do zniknięcia z powierzchni Ziemi całych grup zwierząt. Jednak w zderze1 Trzy aktualnie wchodzące w skład gromady rzędy wyodrębniły się w triasie i na początku okresu jurajskiego (Roelants i in. 2007). wskaźnikami stanu środowiska? niu z nową kategorią czynników ekologicznych, nazywanych umownie czynnikami antropogenicznymi lub czynnikami stresu antropogenicznego2 giną szczególnie szybko. Ocenia się, że tempo wymierania tej gromady jest od 173 do 2351 razy większe niż w czasach historycznych (Catenazzi 2015), a gatunków zagrożonych wyginięciem jest więcej niż wśród ptaków i ssaków razem wziętych (Bishop i in. 2012). Przyczyną tej sytuacji są głównie pośrednie skutki działalności człowieka, zwłaszcza szeroko rozumiana chemizacja środowiska przyrodniczego („kwaśne deszcze”, stosowanie pestycydów, skażenie metalami ciężkimi), rozwój aglomeracji miejsko-przemysłowych, systemu szos i autostrad, powszechne zasypywanie i niszczenie drobnych zbiorników wodnych, w tym starorzeczy, czy też osuszanie dolin rzecznych i terenów bagiennych (G łowaciński, R afiński 2003). Ingerencja w środowisko naturalne jest z reguły sygnalizowana przez różnorodne reakcje organizmów żywych, pojawiające się po przekroczeniu ich zakresu tolerancji. Dla płazów jest to na ogół moment, w którym widoczny jest stopniowy zanik populacji zarówno tych najrzadszych gatunków jak i gatunków dotychczas uznawanych za pospolite. Niewątpliwie aktualne wymieranie tych zwierząt, obserwowane nie tylko w skali lokalnej, ale w skali świata, stanowi dla nas ważne ostrzeżenie. Sebastian Ł. Łupiński, Marzena Giedrewicz Literatura Biesiadka E. 2013. Teoretyczne podstawy bioindykacji. [W:] Dynowska M., Ciecierska H. (red.), Biologiczne metody oceny stanu środowiska. Tom I. Ekosystemy lądowe. 15–35. Wyd. Mantis, Olsztyn. Bishop P. J., Angulo A., Lewis J. P., Moore R. D., R abb G. B., Garcia Moreno J. 2012. The Amphibian Extinction Crisis – what will it take to put the action into the Amphibian Conservation Action Plan? S.A.P.I.EN.S. 5(2): 97–111. Blaustein A. R., Wake D. B. 1990. Declining amphibian populations: a global phenomenon? Trends Ecol. Evol. 5: 203–204. Böll S., Schmidt B.R., Veith M., Wagner N., Rödder D., Weimann C., Kirschey T., Lötters S. 2013. Anuran amphibians as indicators of changes in aquatic and terrestrial ecosystems following GM crop cultivation: a monitoring guideline. BioRisk. 8: 39–51. 2 Wpływ działalności człowieka na funkcjonowanie procesów przyrodniczych zachodzących w skali Ziemi jest tak duży, że zaproponowano aby obecną epokę geologiczną określać mianem Antropocenu. Campos F. S., Trindade-Filho J., Brito D., Llorente G. A., Sol M. 2014. The efficiency of indicator groups for the conservation of amphibians in the Brazilian Atlantic Forest. Ecol. Evol. 4(12): 2505– 2514. Catenazzi A. 2015. State of the World’s Amphibians. Annu. Rev. Environ. Resour. 40: 91–119. G łowaciński Z., R afiński J. R. 2003. Atlas płazów i gadów polski. Biblioteka Monitoringu Środowiska, Warszawa – Kraków. Hartwell H., Welsch J. R., Ollivier L. M. 1998. Stream amphibians as indicators of ecosystem stress: a case study from California’s redwoods. Ecol. Appl. 8(4): 1118–1132. Holt E. A., Miller S. W. 2011. Bioindicators: Using Organisms to Measure Environmental Impacts. Nature Education Knowledge 2(2): 8. Markert B., Wünschmann S., Diatta J., Chudzińska E. Innowacyjna obserwacja środowiska – bioindykatory i biomonitory: definicje, strategie i zastosowania. Ochr. Środ. i Zasob. Natur. 53: 115–152. Mazgajska J. 2009. Płazy świata. PWN, Warszawa. Roelants K., Gower D. J., Wilkinson M., Loader S. P., Biju S. D., Guillaume K., Moriau L., Bossuyt F. 2007. Global patterns of diversification in the history of modern amphibians. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104: 887–92. Simon E., Puky M., Braun M., Tóthmérész B. 2011. Frogs and toads as biological indicators in environmental assessment. [W:] Murray J. L (red.), Frogs. Biology, Ecology and Uses. 141–150. Nova Science Publishers, New York. Wyman R. L. 1990. What’s happening to the amphibians? Conserv. Biol. 4: 350–352. fot. A. Bielonko 199 200 fot. D. Wołkowycki 11 Ssaki 11.1 Różnorodność fauny ssaków Narwiańskiego Parku Narodowego Marzena Giedrewicz • Jan Raczyński • Włodzimierz Chętnicki • Sebastian Ł. Łupiński Ogólna charakterystyka fauny ssaków Narwiańskiego Parku Narodowego Na obszarze Narwiańskiego Parku Narodowego potwierdzono występowanie 36 gatunków ssaków naziemnych należących do owadożernych Insectivora, zajęczaków Lagomorpha, gryzoni Rodentia, drapieżnych Carnivora i parzystokopytnych Artiodactyla (Tab. 11.1), a także kilku gatunków nietoperzy Chiroptera. Lokalna fauna zajęczaków i drapieżnych poznana jest stosunkowo słabo, dlatego nie będzie szczegółowo omawiana, a jedynie krótko scharakteryzowana w niniejszym rozdziale. Zajęczaki reprezentują dwa gatunki – zając szarak Lepus europaeus i obserwowany w pobliżu Parku Narodowego bielak L. timidus. Zając szarak najchętniej zamieszkuje tereny otwarte: pola, suche łąki, nieużytki, a na terenach bagiennych spotykany jest dość rzadko (Pucek 1984). Od lat 70. ubiegłego wieku, populacja tego pospolitego wcześniej w Polsce gatunku łownego ulegała stopniowej regresji i obecnie stał się on tak rzadki, że praktycznie zaprzestano na niego polować1 (Kamieniarz, Panek 2008). Teren Narwiańskiego Parku Narodowego nie jest w dodatku typowym środowiskiem szaraka, pomimo to występuje on tu regularnie, aczkolwiek mało licznie. W odróżnieniu 1 Przyczyny załamania populacji zająca szaraka w Polsce szcze­ gółowo analizuje Raczyński (2013). od niego bielak preferuje tereny błotniste i chętnie przebywa w dolinach rzek. Gatunek ten obserwowany był już kilkukrotnie w okolicach Kurowa (Pruszyński 2014). Zbiorowiska leśne (przeważnie olsy, ale także nasadzone bory sosnowe, a gdzieniegdzie lasy grądowe) pokrywają niewielki procent powierzchni Narwiańskiego Parku Narodowego, mimo to stanowią ostoję dla większości gatunków ssaków drapieżnych. Można tu spotkać m.in. lisa Vulpes vulpes, jenota Nyctereutes procyonoides, borsuka Meles meles, kunę domową Martes foina, kunę leśną M. martes, łasicę Mustela nivalis i gronostaja M. erminea. Grupa łasicowatych charakterystyczna dla środowisk podmokłych występuje zwłaszcza w turzycowiskach, co wiąże się z obecnością licznych populacji nornika północnego, będącego pokarmem drapieżników. W szuwarach turzycowych można także spotkać tchórza zwyczajnego Mustela putorius, łasicę, gronostaja i norkę amerykańską Neovison vison. Drapieżnikiem silnie związanym ze środowiskiem wodnym jest wydra Lutra lutra, będąca jednym z największych przedstawicieli rodziny łasicowatych. Gibkie, silnie wydłużone i smukłe ciało tego zwierzęcia umożliwia sprawne pływanie i wykonywanie skomplikowanych ruchów w wodzie oraz swobodne poruszanie się na lądzie (Pucek 1984). Podobnie jak bóbr, jest ona objęta ochroną jako gatunek ważny dla Wspólnoty Europejskiej, wymieniony w II Załączniku do Dyrektywy Siedliskowej. Optymalnym środowiskiem dla wydry są zazwyczaj jeziora o naturalnej linii brzegowej, z zadrzewionymi lub zarośniętymi trzciną brzegami, a także duże i średnie rzeki o nieuregulowanych 201 brzegach, przynajmniej częściowo zadrzewionych lub zakrzewionych. Jako schronienia dla tego zwierzęcia służą nory wykopane w brzegach rzek i jezior, ale może także zamieszkiwać opuszczone żeremia bobrowe lub inne schronienia w brzegach np. dziuple czy jamy pod korzeniami drzew (Jędrzejewski, Sidarowicz 2010). Zasięg terytorium wydry uzależniony jest od dostępności bazy pokarmowej. Osobniki mogą penetrować od kilku do kilkunastu kilometrów linii brzegowej rzek, natomiast w przypadku siedlisk nieliniowych, takich jak jeziora czy stawy hodowlane, terytoria mogą mieć jedynie 2,5 km2, przy czym areały samców są większe w porównaniu z areałami samic (Romanowski i in. 2010; Romanowski i in. 2011). W licznych dopływach Narwi i rowach melioracyjnych wydra czuje się bezpiecznie i znajduje odpowiednie warunki do przetrwania okresu zimowego, a także przemieszczania się w celach zdobywania nowych łowisk czy partnera do rozrodu. Z przeprowadzonych w Narwiańskim Parku Narodowym badań wynika, że lokalne populacje gatunku funkcjonują obecnie w układzie stabilnym. Dostępność bazy pokarmowej w postaci ryb, płazów czy bezkręgowców wodnych, w tym dostępność optymalnych siedlisk, duży stopień naturalności oraz ograniczona penetracja ludzka sprawiają, że w sieci wodnej Narwi wydra jest gatunkiem powszechnie spotykanym (Łupiński i in. 2013). Podobnie jednak jak w innych częściach kraju jest ona stosunkowo nieliczna. Wydaje się, że w Parku Narodowym nie ma większych zagrożeń dla lokalnej populacji tego gatunku. Sukcesja roślinności i zmiany stosunków wodnych nie dotykają tego zwierzęcia w sposób znaczący. Prawdopodobnie też nie występują na terenie Parku większe zagrożenia wynikające z ruchu drogowego, gdyż duże mosty drogowe, przy rozległości doliny, nie stwarzają trudności w przemieszczaniu się osobników tego gatunku w osi cieków wodnych. Potencjalnym źródłem zagrożenia dla wydry jest natomiast gospodarka stawowa, gdzie jest ona gatunkiem konfliktowym. Warto także wspomnieć o borsuku, który zasiedla nie tylko lasy, ale także mozaiki łąk, pastwisk i pól oraz śródbagienne grądziki, gdzie może kopać nory mieszkalne. Najchętniej zjada dżdżownice, ale żywi się też owadami i ich larwami, mięczakami, płazami, gadami, jajami i pisklętami ptaków, drobnymi gryzoniami. Ważny element w jego diecie stanowi pokarm roślinny (owoce, zboża, podziemne części roślin). W Narwiańskim Parku Narodowym nie odnotowano jak dotąd śladów obecności wilka Canis lupus, którego najbliższe stanowiska leżą w Puszczy Knyszyńskiej i Dolinie Biebrzy. Wybrane grupy ekologiczne i powiązania ekosystemowe Drobne ssaki Drobne ssaki, określane zbiorową nazwą Micromammalia, stanowią istotny składnik ekosystemów, w których pełnią ważną rolę ekologiczną. W skład tej grupy wchodzą przedstawiciele ssaków naziemnych, reprezentujących dwa rzędy: owadożerne i gryzonie. 202 Zasadniczym pożywieniem owadożernych są małe bezkręgowce (np. owady, ślimaki, dżdżownice), kręgowce (np. płazy); niektóre gatunki, na przykład jeż, odżywiają się dodatkowo pokarmem roślinnym (Pucek 1984). Ryjówki i rzęsorki posiadają zabarwione na czerwono końcówki zębów, nadające im twardość, co jest przystosowaniem do rozcierania chitynowych pancerzy owadów, którymi się żywią. Wśród gatunków krajowych można spotkać przedstawicieli trzech rodzin ssaków owadożernych: jeżowate Erinaceidae, kretowate Talpidae, ryjówkowate Soricidae, reprezentowanych w faunie Narwiańskiego Parku Narodowego przez takie gatunki jak: jeż wschodni Erinaceus roumanicus, kret Talpa europaea, ryjówka aksamitna Sorex araneus, ryjówka malutka S. minutus, rzęsorek rzeczek Neomys fodiens i zębiełek białawy Crocidura leucodon2 (Tab. 11.1). Rząd gryzoni reprezentowany jest w faunie Narwiańskiego Parku Narodowego przez cztery rodziny: wiewiórkowate Sciuridae, bobrowate Castoridae, nornikowate Arvicolidae i myszowate Muridae (Tab. 11.1). Większość gryzoni jest roślinożerna, a ich pokarm stanowią m.in. pędy i kłącza roślin zielnych, nasiona i owoce drzew i krzewów, bulwy, cebule. Zdolności do wydawania dużej liczby potomstwa i częstej reprodukcji (mioty mogą rodzić kilka razy w roku), występujące zwłaszcza u małych gryzoni sprawiają, że z roku na rok występują duże wahania liczebności populacji prowadzące do masowych pojawów. Przedstawicieli tego rzędu spotyka się w różnorodnych siedliskach lądowych i ziemnowodnych, w tym synantropijnych i agrarnych, gdzie mogą wyrządzać duże szkody w uprawach rolnych, leśnych i w magazynach (np. myszowate). Z wcześniejszych badań przeprowadzonych w środowiskach bagiennych Narwiańskiego Parku Narodowego wynika, że dla zespołów fauny Micro­mam­malia, decydującymi czynnikami zróżnicowania nie są zespoły roślinne (np. w obrębie turzycowisk), lecz raczej struktury wyższej rangi, wyróżniane fizjonomicznie, uwzględniające różnice uwodnienia lub osuszenia podłoża, struktury kępowej roślinności, stopnia pokrycia warstwą krzewów, sposobu użytkowania (koszenie, podsiewanie traw) oraz przekształcenia w wyniku oddziaływania czynników antropogennych aktualnie lub w przeszłości. Wymienione czynniki decydują w przypadku naziemnych ssaków o stanie bazy żerowej, miejscach do budowy gniazd (struktura kępowa w środowiskach podmokłych), znalezienia schronień zimowych (gatunki hibernujące) itp. możliwościach przeżycia, uwarunkowanych biologią poszczególnych gatunków (Gębczyńska, Raczyński 1997). Biorąc to pod uwagę i dokonując pewnej generalizacji, środowiska doliny Narwi można z punktu widzenia preferencji drobnych ssaków podzielić na dwie zasadnicze kategorie. 1. Ekosystemy nieleśne, pośród których największą powierzchnię zajmują otwarte siedliska bagienne i wilgotne zasilane przez wody rzeczne zalewające okresowo dno doliny. Zdominowane są przez szuwar trzcinowy 2 Rejon doliny Narwi na odcinku chronionym w ramach Narwiańskiego Parku Narodowego leży na granicy zasięgu zębiełka białawego. Z obszaru NPN znane są tylko dwa stanowiska tego gatunku, z Suraża i Łap, pochodzące z wypluwek sów (Pucek, Michalak 1983). Tab. 11.1 Skład i status ochronny fauny ssaków naziemnych Narwiańskiego Parku Narodowego (oryg.) Rząd Owadożerne Zajęczaki Gryzonie Drapieżne Parzystokopytne Nazwa polska Nazwa naukowa Status ochronny Jeż wschodni Erinaceus roumanicus 2 Kret europejski Talpa europaea 2 Ryjówka aksamitna Sorex araneus 2 Ryjówka malutka Sorex minutus 2 Rzęsorek rzeczek Neomys fodiens 2 Zębiełek białawy Crocidura leucodon - Zając szarak Lepus europaeus 3 Zając bielak Lepus timidus 1 Wiewiórka Scirius vulgaris 2 Bóbr europejski Castor fiber Piżmak Ondatra zibethicus 3 Nornica ruda Myodes glareolus - Karczownik Arvicola amphibius 2 Nornik północny Microtus oeconomus - Nornik bury Microtus agrestis - Nornik zwyczajny Microtus arvalis - Mysz domowa Mus musculus - Szczur wędrowny Rattus norvegicus - Badylarka Micromys minutus 2 Mysz polna Apodemus agrarius - Mysz leśna Apodemus flavicollis - Mysz zaroślowa Apodemus sylvaticus 2 2* Lis Vulpes vulpes - Jenot Nyctereutes procyonoides - Borsuk Meles meles - Wydra Lutra lutra 2 Kuna leśna Martes martes - Kuna domowa Martes foina - Tchórz zwyczajny Mustela putorius - Gronostaj Mustela erminea 2 Łasica Mustela nivalis 2 Norka amerykańska Neovison vison 3 3 Dzik Sus scrofa Łoś Alces alces Sarna Capreolus capreolus 3 Jeleń Cervus elaphus 3 3* Zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Środowiska z dnia 6 października 2014 r. w sprawie ochrony gatunkowej zwierząt (Dz. U. z 2014 r. poz. 1348): 1 – gatunki objęte ochroną ścisłą, 2 – gatunki objęte ochroną częściową, 2* – gatunek objęty ochroną częściową, który może być pozyskiwany przez odstrzał z broni myśliwskiej lub chwytanie w pułapki żywołowne – w okresie od 1 października do 15 marca, 3 – gatunki łowne objęte okresem ochronnym, na które można polować w terminach określonych w Rozporządzeniu Ministra Środowiska z dnia 16 marca 2005 r. w sprawie określenia okresów polowań na zwierzęta łowne (Dz. U. z 2005 r. Nr 48, poz. 459), 3* – gatunek łowny od 2001 roku objęty całorocznym okresem ochronnym. 203 szuwary typu łąk turzycowych szuwary typu łąk turzycowych Ryjówka aksamitna Ryjówka malutka Rzęsorek rzeczek Nornica ruda Nornik północny Mysz polna inne otwarteotwarte tereny wilgotnr ogółem tereny wilgotne ogółem szuwary trzcinowe szuwary trzcinowe Ryjówka Ryjówka Ryjówka aksamitna Rzęsorek Ryjówka malutka Rzęsorek rzeczek Nornica Nornica ruda Nornik północny Nornik p Mysz polna Mysz po inne Inne otwarte tereny wilgotnr ogółem mozaika szuwarów typu łąk turzycowych i trzcinowych mozaika szuwarów tupu łąk turzycowych i trzcinowych owadożerne: Ryjówka malutka Ryjówka aksamitna Rzęsorek rzeczek Rzęsorek rzeczek Nornica ruda Nornik północny Mysz polna inne Ryjówka aksamitna gryzonie: Nornica ruda Nornik północny Mysz polna Inne Ryc. 11.1 Udział procentowy poszczególnych gatunków w zgrupowaniach drobnych ssaków Micromammalia Narwiańskiego Parku Narodowego w: szuwarach typu łąk turzycowych (n = 218), szuwarach trzcinowych (n = 225), mozaice szuwarów typu łąk turzycowych i trzcinowych (n = 78), otwartych terenach wilgotnych ogółem (n = 521) (na podst. Łupiński i in. 2013) 204 oraz szuwary mannowe i mozgowe, szuwary typu łąk turzycowych (z dominacją turzycy zaostrzonej Carex gracilis), szuwary zastoisk długotrwale zalewanych (głównie Caricetum elatae i C. ripariae). Wymienione podtypy ekosystemów zajmują łącznie ponad 70% powierzchni Narwiańskiego Parku Narodowego. Wśród występujących bardzo nielicznie na obszarze Parku otwartych terenów suchych warto wspomnieć o ciepłolubnych murawach napiaskowych, które mają postać luźnych i dość barwnych zbiorowisk trawiastych, o wyraźnie kępowej budowie (Wołkowycki i in. 2013). 2. Ekosystemy leśne, które stanowią olsy i łęgi, z występującymi sporadycznie borami sosnowymi i mieszanymi oraz mineralnymi wyniesieniami zwanymi „grądzikami”, porośniętymi drzewami liściastymi (głównie lipą i dębem). Zajmują one łącznie około 10% powierzchni Narwiańskiego Parku Narodowego (Wołkowycki i in. 2013; por. rozdział poświęcony szacie roślinnej w tym tomie). Z badań przeprowadzonych w ostatnich latach (Łupiń­ ski i in. 2013) wynika, że w ekosystemach nieleśnych Parku: szuwarze trzcinowym, szuwarach typu łąk turzycowych i ich mozaikach najliczniej reprezentowaną grupą drobnych ssaków (prawie 80%) są gryzonie, pośród których zdecydowanie dominuje nornik północny Microtus oeconomus (Ryc. 11.1, 11.2). Pojawianie się okresowych zalewów nie jest dla niego groźne, ponieważ nornik swoje gniazda buduje wysoko w kępach turzyc, dokąd woda zazwyczaj nie sięga. Podstawą pożywienia tego zwierzęcia są zielone części roślin, a w przypadku ich braku zimą i wczesną wiosną odżywia się korzeniami turzyc i martwymi częściami roślin. Nornik jest gatunkiem kluczowym w zgrupowaniach drobnych ssaków turzycowisk, a wahania jego zagęszczenia (od blisko 0 do 300 zwierząt/ha w Biebrzańskim Parku Narodowym) są czynnikiem warunkującym liczebność populacji wielu gatunków drapieżników i ich presję na inne rodzaje ofiar (Borowski 2013). Kolejnym gryzoniem, który pojawiał się stosunkowo licznie podczas badań prowadzonych w ekosystemach nieleśnych była mysz polna Apodemus agrarius3 (Ryc. 11.1), którą wyróżnia ciemny pasek biegnący przez środek grzbietu (Ryc. 11.3). Gatunek ten chętnie zamieszkuje obrzeża lasów, łąki, pola uprawne, wilgotne zarośla, brzegi rzek i jezior, wykazując skłonność do miejsc wilgotnych. W odróżnieniu od nornika północnego, mysz polna odżywia się głównie nasionami, wzbogacając dietę pokarmem zwierzęcym, np. owadami (Pucek 1984). Łąki porośnięte wysokimi trawami i trzcinowiska chętnie zasiedla też badylarka Micromys minutus (Ryc. 11.4) – najmniejszy krajowy przedstawiciel gryzoni. Ssak ten swoje kuliste gniazda, zawieszone między łodygami roślin, buduje ze starannie splecionych łodyg i liści traw (Pucek 1984). Badylarka występuje nielicznie na obszarze Parku Narodowego (Łupiń­ ski i in. 2013). Gatunkiem współwystępującym w otwartych środowiskach wilgotnych jest ryjówka aksamitna należąca do ssa3 Zgodnie z wydaną w 2015 roku publikacją pt. „Polskie nazewnictwo ssaków świata” rodzajowi Apodemus przypisano nazwę myszarka (Cichocki i in. 2015). W niniejszym opracowaniu posługiwano się utrwaloną nazwą zwyczajową rodzaju Apodemus – mysz. Ryc. 11.2 Nornik północny Microtus oeconomus (fot. K. Zub) Ryc. 11.3 Mysz polną Apodemus agrarius wyróżnia ciemny pasek biegnący przez środek grzbietu (fot. K. Zub) Ryc. 11.4 Badylarka Micromys minutus (fot. K. Zub) ków owadożernych, która dominowała zdecydowanie nad pozostałymi przedstawicielami tej grupy, tj. ryjówką malutką i rzęsorkiem rzeczkiem (Ryc. 11.1). Ryjówki, których polska nazwa pochodzi od ruchliwego ryjka, są zwierzętami, które cechuje niezwykle szybka przemiana materii. Metabolizm spoczynkowy4 ryjówki aksamitnej jest aż 4 Najniższy poziom przemiany materii zwierzęcia stałocieplnego, reprezentujący podstawowy koszt utrzymania orga­ nizmu. 205 trzykrotnie większy, niż można by oczekiwać u ssaka o takiej masie ciała. W konsekwencji ryjówki muszą praktycznie nieprzerwanie żerować zarówno w dzień, jak i w nocy, odpoczywając jedynie wtedy, kiedy ich przewód pokarmowy jest przynajmniej częściowo wypełniony. Ryjówka aksamitna musi dziennie konsumować ilość pokarmu odpowiadającą 120% jej masy ciała. Samice tego gatunku w szczycie laktacji zjadają dwa razy więcej pokarmu, niż same ważą (Taylor 2013). Rzęsorek rzeczek, jako największy i najbardziej związany ze środowiskiem wodnym przedstawiciel ryjówkowatych, jest doskonale przystosowany do ziemnowodnego trybu życia. Gęste futro chroni jego ciało przed zamoknięciem w czasie nurkowania, a silne owłosienie tylnych łap i rząd włosów porastających spodnią stronę ogona (kil) pomagają przy pływaniu. Rzęsorek jest jedynym jadowitym ssakiem krajowym, dzięki czemu może polować na małe żabki i ryby, paraliżując je jadem zawartym w ślinie (Pucek 1984). Preferencje siedliskowe tych trzech przedstawicieli Soricidae, tj. ryjówki aksamitnej, malutkiej i rzęsorka rzeczka odzwierciedlają różnice w wyborze miejsc do żerowania. U ryjówkowatych obserwuje się znaczne międzygatunkowe nakładanie się nisz ekologicznych, jednak dzięki wykorzystaniu nieco odmiennych środowisk i stosowaniu innych metod wyszukiwania pokarmu poszczególni przedstawiciele tej rodziny mogą współwystępować na tym samym terenie (Ryc. 11.5). Ryc. 11.5 Dzięki wykorzystaniu nieco odmiennych środowisk i stosowaniu innych metod wyszukiwania pokarmu, poszczególni przedstawiciele ryjówkowatych Soricidae mogą współ­w ystę­ pować na tym samym terenie (wg ZUB 2009, zmodyfikowano) Na nielicznych w Narwiańskim Parku Narodowym murawach napiaskowych dominował nornik zwyczajny (polnik) Microtus arvalis, krewniak nornika północnego (Ryc. 11.6). Gatunek ten zamieszkuje tereny otwarte, głównie pola uprawne, pastwiska i łąki, trawiaste obrzeża lasów, zachwaszczonych polan i zrębów przyległych do pól uprawnych. Może być traktowany jako wskaźnik synantropizacji zespołu drobnych ssaków. Odżywia się zielonymi częściami roślin, głównie motylkowych i traw, ziarnami, kłączami, korzeniami, a nawet korą drzew. Przy masowych pojawach często wyrządza duże szkody w uprawach. Jest również zwierzęciem, które osiąga dojrzałość płciową najszybciej ze wszystkich ssaków (Pucek 1984). Lasy łęgowe i olsy cechuje bardzo duża różnorodność gatunkowa drobnych ssaków w porównaniu z innymi ekosystemami Narwiańskiego Parku Narodowego (Gębczyńska, Raczyński 1997; Łupiński i in. 2013). Grupą panującą (prawie 90% udziału) są gryzonie z dominującymi: nornicą rudą Myodes glareolus, myszą polną Apodemus agrarius i myszą leśną Apodemus flavicollis 206 murawy napiskowe murawy napiskowe murawy napiskowe owadożerne: gryzonie: Ryjówka aksamitna Ryjówka malutka Ryjówka aksamitna Nornica ruda Ryjówka malutka Nornik północny Nornica ruda Nornik zwyczajny Nornik północny inne Nornik zwyczajny inne Ryc. 11.6 Udział procentowy poszczególnych gatunków w zgrupowaniach drobnych ssaków Micromammalia muraw napiaskowych Narwiańskiego Parku Narodowego; n = 118 (na podst. Łupiński i in. 2013) zadrzewienie łęgowe i olsowe zadrzewienie łęgowe i olsowe zadrzewienia olsowe i łęgowe owadożerne: Ryjówka aksamitna Ryjówka malutka Ryjówka aksamitna gryzonie: Nornica ruda Ryjówka malutka Nornik północny Nornica ruda Mysz polna Nornik północny Mysz leśna Mysz polna Mysz zaroślowa Mysz leśna inne Mysz zaroślowa inne Ryc. 11.7 Udział procentowy poszczególnych gatunków w zgrupowaniach drobnych ssaków Micromammalia wybranych ekosystemów leśnych (zadrzewienia łęgowe i olsowe) Narwiańskiego Parku Narodowego; n = 270 (na podst. Łupiński i in. 2013) (Ryc. 11.7). Nornica ruda jest typowym ssakiem leśnym, który swoją nazwę zawdzięcza futerku zabarwionemu na czerwono-rudo na grzbiecie (Ryc. 11.8). Jest gatunkiem sucho- i ciepłolubnym, stąd na terenach podmokłych pojawia się rzadko. Przy pomocy przednich nóg potrafi kopać rozległe chodniki w glebie i pod ściółką. Odżywia się przede wszystkim nasionami i owocami drzew oraz krzewów, uzupełniając pokarm o zielone części roślin, grzyby i bezkręgowce. Mysz leśna, podobnie jak nornica ruda, zamieszkuje stare lasy liściaste i mieszane. W odróżnieniu jednak od niej lubi miejsca zacienione i wilgotne (Pucek 1984). Zjada głównie nasiona, ale nie gardzi również bezkręgowcami, ani drobnymi kręgowcami, np. pisklętami. Jej istotną cechą jest umiejętność wspinania się po pniach drzew (Ryc. 11.9; Pucek 1984). W badanych ekosystemach leśnych, w grupie owadożernych, ryjówka aksamitna dominowała nad ryjówką malutką przy zupełnym braku rzęsorka rzeczka (Ryc. 11.7). W faunie gryzoni Narwiańskiego Parku Narodowego nie stwierdzono obecności smużki Sicista betulina, będącej typowym składnikiem lasów olsowych, wilgotnych borów Ryc. 11.8 Nornica ruda Myodes glareolus (fot. K. Zub) 207 Ryc. 11.9 Mysz leśna Apodemus flavicollis potrafi wspinać się po pniach drzew (fot. K. Zub) czy podmokłych łąk porośniętych krzewami (Pucek 1984). TTen zanikający w Polsce gatunek może być traktowany jako wskaźnik naturalności środowisk podmokłych i stanowi pośredni dowód przemian krajobrazu doliny Narwi w czasach historycznych. W świetle aktualnych badań zwraca uwagę zdecydowana dominacja gryzoni, które stanowiły ponad 80% wszystkich drobnych ssaków odławianych w szerokim spektrum środowisk Parku Narodowego w 2012 roku (Łupiński i in. 2013). Jeszcze pod koniec XX w. to owadożerne stanowiły główny składnik fauny drobnych ssaków tej części doliny Narwi (około 53%) i występowały najliczniej we wszystkich środowiskach naturalnych oraz przekształconych, z wyłączeniem zagospodarowanych łąk (Gębczyńska, Raczyński 1997). Spadek reprezentacji tych ssaków w zespołach Micromammalia do 14% (Łupiński i in. 2013) może świadczyć o postępującym przesuszaniu obszaru Narwiańskiego Parku Narodowego. Kopytne Kopytne Ungulata nie są właściwą jednostką systematyczną, ale reprezentują bogatą w gatunki i liczną grupę zwierząt, z reguły dużych i odgrywających ważną rolę w funkcjonowaniu ekosystemów lądowych. W faunie Polski dominują w niej liczebnie jeleniowate Cervidae i dzik Sus scrofa, należący do świniowatych Suidae. Występujące w Narwiańskim Parku Narodowym kopytne – jeleniowate i dzik reprezentują zwierzęta łowne (Tab. 11.1), których populacje na większości obszaru kraju podlegają gospodarce łowieckiej, m.in. związanej z regulacją liczebności drogą odstrzału5. Nie dotyczy to jednak par5 208 Motywem takiego podejścia jest fakt, iż wskutek licznego występowania ssaki te wpływają w dużym stopniu na funkcjonowanie ekosystemów leśnych i polnych, objętych gospodarką człowieka. Dlatego regulowanie ich liczebności jest tam nieodzownym warunkiem zachowania równowagi między ich działalnością w środowisku kulturowym, a czerpaniem korzyści z ich hodowli w sensie łowieckim. Należy bowiem pamiętać, że działalność tych gatunków, tj. dzika i jeleniowatych, w warunkach współczesnego krajobrazu ków narodowych. We współczesnym ujęciu ochrony przyrody gatunki te odgrywają zasadniczą rolę w utrzymaniu fauny dużych drapieżników (wilk, ryś), praktycznie warunkując zachowanie populacji tych chronionych gatunków we współczesnym krajobrazie kulturowym Europy. Dzik, szeroko rozprzestrzeniony w Europie (z wyjątkiem Wysp Brytyjskich i Skandynawii, gdzie został wcześniej wytępiony), jest jednym z najpospolitszych dużych ssaków Polski, zamieszkujących zarówno lasy, jak i środowiska polne oraz podmokłe (Ryc. 11.10). Dzik pierwotnie był mieszkańcem lasów, zwłaszcza urozmaiconych lasów liściastych i mieszanych, gdzie ważnym czynnikiem dla dynamiki liczebności jego populacji był urodzaj żołędzi. Przemiany krajobrazu spowodowały, że to pierwotnie leśne zwierzę, opanowało także agrocenozy oraz wnika ostatnio do dużych miast (Tomek, Tomek 1993). Obecnie ssak ten żeruje często na polach, obfitujących w dostępny żer w postaci roślin okopowych i kukurydzy, co przekłada się na silny wzrost populacji tego zwierzęcia. Jego liczebność w kraju wzrastała w okresie powojennym, osiągając obecnie najwyższe zagęszczenia na terenie zachodniej i północnej Polski (Fruziński 1992; Pielowski i in. 1993). W dolinie Narwi dzik jest pospolitym mieszkańcem lasów, a także nieleśnych obszarów podmokłych, gdzie znajduje dogodne ostoje w trzcinowiskach, na grądzikach i w zakrzewieniach. Często można spotkać samice (lochy) z warchlakami, które stanowią charakterystyczne grupy rodzinne. Samce, zwłaszcza stare odyńce są samotnikami. W strukturze populacji wyróżnia się dodatkowo grupę przelatków – osobników w drugim roku życia oraz wycinków – w trzecim roku życia. Te ostatnie łączą się zwykle w grupy samców, podczas gdy trzyletnie samice uczestniczą w rozrodzie i prowadzą potomstwo, tworząc grupy rodzinne, liczące niekiedy kilkanaście osobników. Liczebność populacji dzików zmienia się w poszczególnych latach. Czynnikiem ograniczającym są zwykle ciężkie zimy (gruba pokrywa śnieżna utrudniająca dostęp do ściółki), natomiast zimy lekkie sprzyjają odchowaniu większej liczby młodych i skutkują wzrostem stad. Dziki przemieszczają się swobodnie na większych obszarach, rzeki nie stanowią dla nich przeszkody. W dolinie Narwi można mówić o lokalnej populacji dzika oraz o penetracji przez te zwierząta odpowiadających im siedlisk w zależności od pór roku i preferencji środowiskowych. Ślady obecności dzików w postaci „buchtowania”, można często obserwować w miejscach, gdzie zwierzęta poszukiwały kłączy lub larw owadów w ściółce leśnej lub na łąkach. Na obszarach chronionych i w lasach rolę dzika w oddziaływaniu na środowisko przyrodnicze ocenia się jako pozytywną biocenotycznie. Łoś Alces alces jest największym przedstawicielem jeleniowatych. Jego losy w Polsce w okresie powojennym, gdy większość naturalnych ostoi gatunku znalazła się poza granicami kraju, kształtowały się w wyniku rozwoju resztkoobszarów zagospodarowanych (lasy gospodarcze, agrocenozy) wiąże się z występowaniem szkód w uprawach leśnych i polnych, które wymagają rekompensat finansowych i czynnych zabiegów, np. grodzenia upraw leśnych. Nie odnosi się to jednak do obszarów chronionych, gdzie priorytetowe znaczenie ma zachowanie naturalnego przebiegu różnorodnych procesów ekologicznych. Ryc. 11.10 Dzik Sus scrofa jest jednym z najpospolitszych dużych ssaków Polski, zamieszkujących zarówno lasy, jak i środowiska polne oraz podmokłe; na fotografii karmiąca locha (fot. K. Zub) Ryc. 11.11 Dwa łoszaki (bliźnięta) napotkane w rejonie uroczyska Rynki (fot. J. Raczyński) wej autochtonicznej populacji biebrzańskiej, migracji z Białorusi, Litwy i Ukrainy oraz dzięki udanej introdukcji w Puszczy Kampinoskiej w latach 50. ubiegłego wieku (Dzięciołowski, Pielowski 1975). Rozwój populacji biebrzańskiej ma szczególne znaczenie, ponieważ zachowały się tu osobniki będące pozostałością dawnego, holoceńskiego zasięgu łosia w Europie (Gębczyńska, Raczyński 2004; Świsłocka i in. 2008). Okres pomiędzy rokiem 1960 a 1980 miał szczególne znaczenie dla rozwoju populacji łosia w Polsce, ponieważ dzięki ochronie do 1967 r. i umiarkowanemu odstrzałowi w latach następnych gatunek ten wzrastał liczebnie i rozprzestrzeniał się ze wschodnich ostoi na zachód, opanowując prawie cały niż Polski (Gębczyńska, Raczyński 2001). Główną ostoję łosie znalazły w północno-wschodniej i wschodniej części kraju, gdzie oddziaływały zasilające migracje transgraniczne i zachowały się dogodne ostoje bagienne. Na początku lat 80. XX w. liczebność populacji szacowano na około 6200 osobników. W następnych latach wskutek nadmiernej eksploatacji łowiec209 Ryc. 11.12 Tropy łosia Alces alces w płytkim śniegu (fot. J. Raczyński) Ryc. 11.13 Typowe zimowe zgryzy pędów szczytowych sosny dokonane przez łosia Alces alces (fot. J. Raczyński) kiej, krajowa populacja uległa zmniejszeniu o blisko 2/3, zaś wiele ostoi tego gatunku w Polsce zachodniej zanikło. Od 2001 r. obowiązuje moratorium na odstrzał łosi wprowadzone w całym kraju decyzją Ministra Środowiska, zaś przyszłość gospodarowania tym gatunkiem zależy od wdrożenia nowych, racjonalnych strategii. Wieloletnia ochrona spowodowała, że polska populacja łosia rośnie (13,7 tys. w 2014 r.), co stwarza problemy w zakresie szkód leśnych i bezpieczeństwa na drogach. W dolinie Narwi łoś jest często spotykanym gatunkiem (Ryc. 11.11), czemu sprzyja mała płochliwość tego zwierzęcia, niemającego obecnie naturalnych wrogów w lokalnej faunie (niedźwiedź, wilk). Zimą łatwo dostrzec charakterystyczne ślady racic łosia (Ryc. 11.12) i typowe ślady żerowania na gałęziach łozowych (spałowanie) i młodych pędach sosen (Ryc. 11.13). Narwiańska ostoja łosi ma łączność 210 z populacją biebrzańską poprzez komunikujące się doliny, będące typowymi szlakami migracji. Zwierzęta przemierzające nadnarwiańskie ostępy korzystają z łatwo dostępnej bazy pokarmowej w nadrzecznych łozowiskach oraz w podrostach sosnowych na grądzikach i w borach. Sarna Capreolus capreolus, zwana także sarną europejską, zamieszkuje prawie całą Europę, z wyjątkiem Irlandii i niektórych wysp Morza Śródziemnego. Jej północny zasięg w Skandynawii określają warunki klimatyczne. ­Najpospolitsza jest w Europie środkowej, w tym w Polsce, gdzie jest najliczniejszym gatunkiem spośród jeleniowatych. Krajowa populacja szacowana jest na ok. 700 tys. osobników, przy czym największe zagęszczenia występują w zachodniej części kraju (Kamieniarz, Panek 2008). Sarna, będaca w naszej faunie najmniejszym przedatwicielem jelniowatych, ma duży zakres preferencji siedliskowych, dzięki czemu można ją spotkać zarówno w lasach, które stanowią główną ostoję tego gatunku, jak i na polach, bagnach, w zakrzewieniach, generalnie w środowisku mozaikowym, leśno-polnym (Ryc. 11.14). Na terenach rolniczych, użytkowanych w systemie wielkoobszarowym, sarny zimą formują duże ugrupowania, co skłaniało niektórych badaczy do wyróżniania ekotypu „sarny polnej”, jednak takie podejście nie znajduje potwierdzenia w nowszych badaniach. Zagęszczenie sarny w korzystnych warunkach zwykle przekracza 10 osobników/100 ha powierzchni, ale skryty tryb życia tego zwierzęcia utrudnia oceny na podstawie pobieżnych obserwacji. Stwierdzenie śladów (tropów) sarny jest częste, z racji pospolitości tego gatunku, zaś jej obserwacje, zwłaszcza w okresie zimowym nie nastręczają trudności. Widzi się wówczas najczęściej grupy rodzinne – samice (kozy) z młodymi, przy czym towarzyszące matce bliźnięta nie należą do rzadkości. W miesiącach zimowych (luty–kwiecień) widuje się samce (kozły) z porożem w scypule, który ocierają w kwietniu, aby było gotowe na okres rui (Ryc. 11.15), trwającej od połowy lipca do połowy sierpnia. Ślady wycierania poroża zdradzające obecność tego zwierzęcia, można dostrzec na pędach niskich krzewów w postaci bardzo charakterystycznych otarć kory. Pokarm sarny jest bardzo urozmaicony i obejmuje zarówno zioła, jak i pędy oraz liście drzew i krzewów, przy czym pobierany jest bardzo selektywnie, z preferencją wysokoenergetycznych części roślin. W dolinie Narwi sarna jest gatunkiem pospolitym, nie unika bowiem terenów bagiennych, dających jej osłonę, i grądzików, na których często żeruje i spoczywa w celu przeżuwania. Jednak jej zagęszczenie na terenach sąsiadujących z Parkiem Narodowym jest względnie małe i mieści się w zakresie 1–3,6 osobników na 100 ha. Na terenie chronionym główne niebezpieczeństwo, na jakie jest narażona, to kłusownictwo (wnykarstwo) i kolizje z pojazdami. Dla młodych osobników zagrożenie stanowią lisy i inne drapieżniki, np. włóczące się psy. Działalność łowiecka w obwodach przylegających do Parku nie zagraża lokalnej populacji, ponieważ odbywa się według ustalonych planów pozyskania. Istotne niebezpieczeństwo dla populacji lokalnych mogą stanowić śnieżne zimy z długim okresem zalegania pokrywy śnieżnej i długotrwałymi niskimi temperaturami, co w ostatnich latach zdarza się rzadko. Jeleń szlachetny Cervus elaphus występuje współcześnie na terenie całej Polski, ale najliczniej w lesistych Ryc. 11.14 Rudel saren Capreolus capreolus w szacie zimowej; charakterystyczne białe „lusterka” różnią je od jeleni (fot. J. M. da Costa) Ryc. 11.15 Samiec (kozioł) sarny Capreolus capreolus z wytartym porożem (fot. J. M. da Costa) 211 c­ zęściach kraju: na Mazurach, Pomorzu i w Karpatach. Od końca lat 90. ubiegłego wieku obserwuje się stałą tendencję wzrostową populacji krajowej, która osiągnęła w sezonie 2009/2010 stan 141 tys. osobników (Budny i in. 2010). Jest to gatunek w fazie ekspansji, który zasiedla przede wszystkim lasy liściaste i mieszane, wychodząc także na ich obrzeża, nie omijając lasów gospodarczych z licznymi zrębami, uprawami leśnymi i młodnikami, stanowiącymi doskonałą bazę pokarmową. W lecie korzysta z zasobów żerowych w postaci traw, ziół i krzewinek, w zimie odżywia się obok krzewinek (borówka), młodymi pędami drzew i korą sosny (spałowanie). Rytm aktywności tego roślinożercy wyznaczają okresy żerowania (głównie pora świtu i zmierzchu) oraz przeżuwania, kiedy przebywa w bezpiecznych kryjówkach. Jelenie są zwierzętami stadnymi, tworzącymi, zwłaszcza zimą liczne chmary złożone z łań z przychówkiem oraz oddzielnie grupy samców (byków). W jesieni odbywają głośne gody (rykowisko), kiedy wokół uczestniczących w rozrodzie byków tworzą się haremy rujnych łań. W maju– czerwcu samice rodzą z reguły tylko jedno młode i opiekują się nim przez pierwszy rok życia. Naturalnymi wrogami jeleni są wilki i rysie. Obydwa te drapieżniki współwystępują z jeleniami w najcenniejszych kompleksach leśnych Polski, tworząc klasyczny układ drapieżnik – ofiara. W dolinie Narwi w ostatnich kilkunastu latach ma miejsce ekspansja jelenia na mniejsze kompleksy leśne, gdzie dotychczas nie występował. Na początku XXI w. pojawianie się jeleni szlachetnych w strefie buforowej Narwiańskiego Parku Narodowego odnotowali Gębczyńska i Raczyński (2000). Obecnie (2016 r.) jelenie występują w 10 na 13 obwodów łowieckich, przylegających do Parku Narodowego. Obserwacje zimowe wykazały obecność tych ssaków w wielu niewielkich kompleksach leśnych na terenie Parku, najliczniej w lasach uroczyska Bojary. Pracownicy Parku systematycznie stwierdzają obecność tego gatunku podczas inwentaryzacji. Pojęcie stałej ostoi jelenia nie jest sprecyzowane pod względem ekologicznym, można jednak traktować jako ostoje takie miejsca, gdzie zwierzęta te przebywają stale, także w okresie godowym (rykowisko). W takim ujęciu niektóre większe kompleksy leśne w granicach Narwiańskiego Parku Narodowego, gdzie panuje większy spokój, niż w lasach penetrowanych przez turystów, mają szanse stać się ostojami tego gatunku. Zagrożenia dla zachowania zespołu ssaków na terenie Narwiańskiego Parku Narodowego Teren Parku Narodowego podlega recesji ekstensywnej gospodarki rolnej i zmianom wywołanym zaburzeniami warunków hydrologicznych doliny. Uwodnienie doliny zmniejsza się na skutek ograniczeń zasięgu i skrócenia czasu trwania zalewów wiosennych oraz obniżenia stanów wód w korycie Narwi w okresie wegetacyjnym (Banaszuk 2004). Dominująca wcześniej roślinność jest zastępowana 212 przez szuwar trzcinowy i zakrzaczenia, których sukcesja nie jest już w ostatnich dziesięcioleciach hamowana przez koszenie i wypas. Kombinacja tych procesów, tj. naruszenie stosunków wodnych oraz idąca za tym sukcesja stanowią największe zagrożenie dla niektórych gatunków ssaków występujących w dolinie Narwi. Niepokojące zmiany jakościowe i ilościowe zaobserwowano już w zespołach drobnych ssaków (Łupiński i in. 2013), które są dobrą grupą wskaźnikową przekształceń zachodzących w ekosystemach. W ciągu ostatnich dwudziestu lat zmniejszył się udział ryjówkowatych oraz nornika północnego – typowego trawożercy preferującego szuwary turzycowe o strukturze wysokokępowej. Dominująca wcześniej na terenach bagiennych populacja ryjówkowatych (Gębczyńska, Raczyński 1997) została znacznie zubożona na skutek spadku liczebności ryjówki malutkiej i rzęsorka rzeczka, co jest najprawdopodobniej wynikiem postępującego przesuszenia doliny. Uwagę zwraca również brak smużki, przedstawiciela Micromammalia potencjalnie możliwego do stwierdzenia na tym terenie. Gatunek ten preferuje środowiska podmokłe, toteż jego nieobecność może świadczyć o zaawansowanych przemianach siedlisk bagiennych, zwłaszcza w sensie historycznym, co sugerowali wcześniej Gębczyńska i Raczyński (1997). Lokalne populacje bobra i wydry są stabilne, czemu niewątpliwie sprzyja dostępność optymalnych siedlisk oraz ograniczona penetracja terenu przez człowieka. Sukcesja roślinności i zmiany stosunków wodnych nie dotykają tych zwierząt w sposób znaczący. Grupa kopytnych obejmuje gatunki pospolite i zasiedlające środowiska leśne oraz agrocenozy, bądź występujące, choćby okresowo, w obydwu tych typach. Na terenach otaczających Narwiański Park Narodowy podlegają one gospodarce łowieckiej, regulowanej przepisami ustawy prawo łowieckie i nie są zagrożone żadnymi zjawiskami występującymi na obszarze chronionym. Potencjalnym zagrożeniem dla niektórych gatunków ssaków może być kłusownictwo. Rola doliny Narwi i Narwiań­ skiego Parku Narodowego w ochronie populacji ssaków Doliny rzeczne stanowią najbardziej uniwersalną formę korytarza ekologicznego. Dolina Górnej Narwi, w tym jej część chroniona w ramach Narwiańskiego Parku Narodowego, jest ważnym korytarzem migracyjnym dla ssaków kopytnych, takich jak łoś, jeleń czy dzik. Jednocześnie, z uwagi na swoją względnie niewielką szerokość, nie jest ona areałem osobniczym dla większości gatunków ssaków dużych i nie stwarza odpowiednich warunków do ich licznego występowania. Doskonale czują się tu natomiast zwierzęta związane z siedliskami wodno-błotnymi, takie jak bóbr i wydra. Dla wielu przedstawicieli drobnych ssaków Park Narodowy stwarza korzystne warunki do bytowania. Można tu wymienić m.in. nornika północnego, dla którego otwarte tereny podmokłe stanowią preferowany zespół siedlisk naturalnych. Wraz z innymi przedstawicie- lami Micromammalia stanowi on ważne ogniwo łańcucha troficznego dla wielu bytujących tutaj gatunków ptaków i ssaków drapieżnych. Działania, mające na celu ochronę populacji ssaków doliny Narwi powinny opierać się przede wszystkim na zachowaniu jej unikatowego charakteru, poprzez podejmowanie zabiegów prowadzących do poprawy stosunków wodnych oraz przeciwdziałaniu procesom zanikania i ujednolicania się siedlisk. Literatura Banaszuk H. (red.) 2004. Przyroda Podlasia. Narwiański Park Narodowy – monografia przyrodnicza. Wyd. Ekonomia i Środowisko, Białystok. Borowski Z. 2013. Cykliczna zmienność liczebności nornika północnego w dolinie Biebrzy. [W:] Taylor J. R. E. (red.), Tajemnice doliny Biebrzy. Eseje naukowe o zwierzętach i roślinach. 55–64. Wyd. Trans Humana, Białystok. Budny M., Kamieniarz R., Kolanoś B., Mąka H., Panek M. 2010. Sytuacja zwierząt łownych w Polsce w latach 2008–2009. Biuletyn Stacji Badawczej PZŁ w Czempiniu. 6: 1–56. Cichocki W., Ważna A., Cichocki J., Rajska-Jurgiel E., Jasiński A., Bogdanowicz W. 2015. Polskie nazewnictwo ssaków świata. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa. Dzięciołowski R., Pielowski Z. 1975. Łoś. Państwowe Wydawnictwo Rolnicze i Leśne, Warszawa. Fruziński B. 1992. Dzik. Wyd. Cedrus, Warszawa. Gębczyńska Z., Raczyński J. 1997. Fauna i ekologia drobnych ssaków Narwiańskiego Parku Narodowego. Parki Nar. i Rez. Przyr. 16: 37–61. Gębczyńska Z., Raczyński J. 2000. Ssaki Narwiańskiego Parku Narodowego. [W:] Sterzyńska M. (kierownik tematu), Narwiański Park Narodowy. Plan Ochrony. Operat: Ochrona Fauny. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa (mscr.). Gębczyńska Z., Raczyński J. 2004. Łoś w Kotlinie Biebrzańskiej. [W:] Sytuacja populacji łosia w Polsce. 5–19. Biebrzański Park Narodowy, Osowiec-Twierdza. Jędrzejewski W., Sidarowicz W. 2010. Sztuka tropienia zwierząt. Zakład Badania Ssaków Polskiej Akademii Nauk, Białowieża. Kamieniarz R., Panek M. 2008. Zwierzęta łowne w Polsce na przełomie XX i XXI wieku. Stacja Badawcza Polskiego Związku Łowieckiego, Czempiń. Łupiński S. Ł., Raczyński J., Chętnicki W. 2013. Operat fauny. Herpetofauna i teriofauna w części obejmującej płazy, gady, drobne ssaki, wybrane gatunki chronione – bobra, wydrę, wilka i ssaki kopytne. Plan ochrony Narwiańskiego Parku Narodowego. Białystok (mscr.). Pielowski Z., Kamieniarz R., Panek M. 1993. Raport o zwierzętach łownych w Polsce. Biblioteka Monitoringu Środowiska, Warszawa. Pruszyński M. 2014. Narwiański Park Narodowy. [W:] Jamrozy G. (red.), Ssaki polskich Parków Narodowych: drapieżne, kopytne, zajęczaki i duże gryzonie. Instytut Bioróżnorodności Leśnej Wydział Leśny Uniwersytetu Rolniczego. 152–161. Kraków, Krempna. Pucek Z. 1984. Klucz do oznaczania ssaków Polski. Wyd. PWN, Warszawa. Pucek Z., Michalak I. 1983. 0010 Crocidura leucodon (Herman, 1780). [W:] Pucek Z., Raczyński J. (red.), Atlas rozmieszczenia ssaków w Polsce. Wyd. PWN, Warszawa. Raczyński J. 2013. Środowisko życia, biologia i ekologia zająca szaraka Lepus europaeus Pallas, 1778. [W:] Gołko M. (red.), Gdzie się podział zając szarak? 9–24. Uroczysko, Supraśl. Romanowski J., Orłowska L., Zając T. 2011. Program ochrony wydry Lutra lutra w Polsce. Krajowa strategia gospodarowania wydrą. Wyd. SGGW, Warszawa. Romanowski J., Zając T., Orłowska L. 2010. Wydra ambasador czystych wód. Fundacja Wspierania Inicjatyw Ekologicznych, Kraków. Świsłocka M., Ratkiewicz A., Borkowska A., Komenda E., Raczyński J. 2008. Mitochondrial DNA diversity in moose, Alces alces from Northeastern Poland: evidence for admixture in bottlenecked relic population in the Biebrza Valley. Ann. Zool. Fennici 45: 360–365. Taylor J. R. E. 2013. Ryjówki – życie na wysokich obrotach. [W:] Taylor J. R. E. (red.), Tajemnice doliny Biebrzy. Eseje naukowe o zwierzętach i roślinach. 80–88. Wyd. Trans Humana, Białystok. Tomek A., Tomek Z. 1993. Zwierzyna w Lesie Wolskim na terenie Krakowa. Przegląd Zool. 3–4: 233–238. Wołkowycki D., Kołos A., Matowicka B., Szewczyk M., Lickiewicz J., Popławski C., Karczmarewicz R., Danik K. 2013. Operat ekosystemów bagiennych, lądowych i leśnych. Plan ochrony Narwiańskiego Parku Narodowego. Białystok (mscr.). Zub K. 2009. Ssaki. [W:] Okołów C., Karaś M., Bołbot A. (red.), Białowieski Park Narodowy. Poznać – Zrozumieć – Zachować. 127–142. Białowieski Park Narodowy, Białowieża. 213 Rola drobnych ssaków Drobne ssaki Micromammalia odgrywają bardzo ważną rolę w funkcjonowaniu ekosystemów, kształtując je poprzez wpływ na roślinność, glebę i inne zwierzęta (Hull Sieg 1987). Gryzonie mogą w dużym stopniu wpływać na produkcję pierwotną zwłaszcza w okresach szczytów populacyjnych. Poprzez selektywne zjadanie oraz uszkadzanie określonych gatunków, jak również zjadanie i przechowywanie zapasów nasion, modyfikują strukturę zespołów roślinnych i rozmieszczenie gatunków. Pionierskie gatunki mają duże znacznie w inicjacji procesów sukcesji na obszarach zniszczonych np. przez pożary, wiatr, czy wcześniej nie zasiedlonych przez rośliny, bowiem wpływają pozytywnie na rozprzestrzenianie wielu gatunków roślin i grzybów. Drobne ssaki, poprzez rycie, kopanie, wydalanie odchodów i moczu znacząco wpływają na skład chemiczny gleby modyfikując obieg składników odżywczych i mineralnych. Ich wpływ na dekompozycję materiału roślinnego jest dużo większy niż owadów czy ssaków kopytnych. Odchody i mocz wzbogacają glebę w azot, dodatkowo wpływając korzystnie na wzrost niektórych bakterii azotowych. Dzięki ryciu i kopaniu gleba jest spulchniana, mieszana i przewietrzana. Micromammalia stanowią podstawowe lub dodatkowe źródło pożywienia dla wielu gatunków zwierząt wpływając na ich cykle populacyjne. Owadożerne odżywiając się bezkręgowcami (wśród których duży udział mają owady uznawane za szkodliwe) i innymi zwierzętami, wpływają bezpośrednio na ich populacje oraz pośrednio na produkcję pierwotną. Marzena Giedrewicz, Jan Raczyński, Włodzimierz Chętnicki, Sebastian Ł. Łupiński Literatura Hull Sieg C. 1987. Small Mammals: Pests or Vital Components of the Ecosystem. Great Plains Wildlife Damage Control Workshop Proceedings. 97: 88–92. fot. A. Bielonko 214 11.2 Bóbr i jego „wodna inżynieria” Marzena Giedrewicz • Sebastian Ł. Łupiński Witaj miły panie bobrze Czy w tym stawie Panu dobrze? Nie za bardzo, wody mało Zatamować by się chciało (Motyla 2006) Ten krótki wiersz w bardzo trafny sposób podsumowuje działalność niezwykłego zwierzęcia, jakim jest bóbr europejski Castor fiber. Ten gryzoń jest chyba, oprócz człowieka, jedynym gatunkiem na Ziemi, który potrafi wywierać tak duży wpływ na środowisko, w którym żyje i kształtować je według własnych potrzeb. Doskonale oddają to słowa Lewartowskiego (1992): wpływ [bobra] na strukturę i funkcjonowanie ekosystemów wodno-bagiennych jest tak znaczny, że właściwie porównywalny jedynie z możliwościami człowieka w zakresie inżynierii wodnej. Ziemnowodny tryb życia bobra jest bowiem nierozerwalnie połączony z aktywnością budowlaną polegającą na wznoszeniu tam regulujących poziom wody, kopaniu kanałów oraz budową schronień – nor i żeremi. Bobry preferują nizinny krajobraz żyznych dolin, okolice wolno płynących rzek i strumieni, zalewów, jezior o względnie stałym poziomie wody, ich dopływów i małych cieków. Doskonale sobie radzą na niewielkich bagienkach, torfowiskach i w obniżeniach terenowych, przy dostępności podstawowego pokarmu: osiki i wierzby. Są przy tym bardzo plastyczne i mogą zakładać swoje stanowiska w środowiskach, które wydają się nieatrakcyjne do zasiedlania, jak np. pola uprawne, bezpośrednie sąsiedztwo gospodarstw rolnych, sadów, dróg, pól campingowych itp. (Dzięciołowski 2004; Czech 2010). Każdy element budowy ciała i fizjologia bobra są idealnie dostosowane do trybu życia, jaki prowadzi. Jest to silny, duży ssak (ważący 18–29 kg) o krępym ciele będący drugim co do wielkości, po kapibarze, gryzoniem na świecie. Jego masywny opływowy tułów jest zakończony grzbietobrzusznie spłaszczonym ogonem, pokrytym zrogowaciałym naskórkiem przypominającym rybie łuski. Ogon pełni rolę steru w wodzie, podpory na lądzie, organu termoregulacji i magazynu tłuszczu. Przednie kończyny są bardzo zręczne i chwytne, natomiast tylne, o palcach połączonych błoną pławną – oprócz spłaszczonego ogona – stanowią siłę napędową podczas poruszania się w wodzie. Jednak chyba najbardziej charakterystyczną cechą bobra są jego zęby. Będąc gryzoniem nie posiada kłów, a dochodzące do 10 cm dłutowate siekacze rosną całe życie i dzięki różnicom w ścieralności warstwy zewnętrznej i wewnętrznej nigdy się nie tępią. W razie potrzeby, przy braku innych preferowanych gatunków, bobry są w stanie ścinać nawet najtwardsze drzewa, takie jak dąb czy grab (Czech 2010). No dobrze, ale skąd bóbr wie, z której strony wykonać spiętrzenie, jak budować tamy czy żeremia? Po pierwsze, jeśli weźmiemy pod uwagę stosunek masy mózgu do masy ciała, okazuje się, że jest on relatywnie największy wśród gryzoni. Po drugie bóbr potrafi rozwiązywać problemy nie tylko instynktownie, ale również wykorzystując umiejętności nabywane poprzez obserwację rodziców i starszego rodzeństwa. Często okazuje się, że zaproponowanie rozwiązań mających na celu zapobieganie powstawaniu szkód powodowanych przez te zwierzęta jest trudne ze względu na ich inteligencję, która pozwala szybko znajdować słabe punkty zastosowanych zabezpieczeń technicznych (Czech 2010). Chociaż obecnie bóbr jest w Polsce zwierzęciem pospolitym, warto przypomnieć, że jego sytuacja uległa znacznej poprawie dopiero w ostatnich dekadach. Do wczesnego średniowiecza bobry występowały pospolicie na obszarze naszego kontynentu (Janiszewski, Misiukiewicz 2012). W Krakowskiem znane były żeremia bobrowe nad Nidą, w Wielkopolsce nad Notecią, w Lubelskiem nad Wieprzem, ale podobno najliczniejsze były na Podlasiu nad górną Narwią i Biebrzą, którą dawniej nazywano Bobrą od obfitości tych zwierząt (Gloger 1900). Z czasem, kolonie bobrowe położone w pobliżu osad ludzkich stały się łatwym łupem i już w IX w. ich liczba zaczęła się stopniowo zmniejszać. Pod koniec średniowiecza zwierzęta te żyły już jedynie w środkowej i północnej Europie oraz na Bałkanach. W Polsce liczebność bobrów zaczęła spadać w XIII w., a u schyłku XIX w. należały już do rzadkości. Głównym powodem wyginięcia tego gatunku w naszym kraju było pozyskanie castoreum (stroju bobrowego), sadła o właściwościach leczniczych, futer i mięsa. Nie zapobiegło temu nawet wydane w XI w. przez Bolesława Chrobrego pierwsze prawo ustanawiające urząd bobrowniczego, do którego należała hodowla i ochrona bobrów w obrębie ziem książęcych, opieka nad żeremiami, zapewnienie spokoju rodzinom bobrowym oraz selekcyjny odłów. W okolicy Biebrzy i Narwi zwierzęta te przetrwały do początków XIX w. Ostatniego bobra zabito w majątku Góra w dolinie Narwi około 1835 r. (Janota, Anczyc 1876), po czym zniknął on z ziem polskich na ponad 100 lat. Dopiero na początku lat 40. XX w. bobry 215 Ryc. 11.16 w miejscach, gdzie nie można wykopać nory, bóbr Castor fiber buduje żeremie. (fot. S. Łupiński) Ryc. 11.17 w okresie zimowym pokarm bobra stanowią krzewy i drzewa liściaste, których zapasy zwierzęta zmagazynowały w spiżarniach (tzw. tratwach) (fot. K. Zub) pojawiły się w dwóch lokalizacjach, tj. na rzece Marycha i Czarna Hańcza, prawdopodobnie w wyniku dyspersji populacji zlokalizowanej w dorzeczu Niemna. Ważną rolę w powrocie bobra do naszych rzek odegrali profesorowie Czaja i Dehnel, którzy w 1949 r. przeprowadzili udaną reintrodukcję tych zwierząt z okolic Woroneża (ówczesny ZSRR). W 1974 r. wobec niezadowalających sukcesów i braku wzrostu liczebności populacji bobra, dzięki inicjatywie profesora Żurowskiego, powstał plan aktywnej ochrony gatunku, w głównej mierze polegający na reintrodukcji i przesiedleniach osobników. Obecnie bóbr występuje w całym kraju, z czego najliczniej w północno-wschodniej Polsce, w województwach podlaskim i warmińsko-mazurskim (Janiszewski, Misiukiewicz 2012; GDOŚ 2013). 216 Pierwsze doniesienia na temat powrotu bobra do doliny Narwi, na odcinku objętym obecnie ochroną w ramach Narwiańskiego Parku Narodowego, pochodzą od Lewartowskiego (1992), który prowadził na terenie ówczesnego Narwiańskiego Parku Krajobrazowego systematyczne obserwacje ornitologiczne. Według tego autora inicjalna populacja bobra składała się, w początkowym okresie zasiedlania obszaru (lata 1976–1980), z trzech rodzin, których stanowiska zostały stwierdzone w rejonie Bokin nad Turośnianką, nad Awissą koło Płonki Kościelnej oraz na Narwi koło Śliwna. Wiadomo, że Dolina Narwi w swoim środkowym i dolnym biegu została zasiedlona przez bobry z ostoi biebrzańskiej, której początek dały osobniki wsiedlone w Osowcu w 1949 r. (Żurowski 1982). Zasiliły one z pewnością również obszar Narwiańskiego Parku Narodowego. Potwierdzają to obserwacje prowadzone podczas wcześniejszych penetracji koryta Narwi, kiedy nie odnaleziono śladów obecności tych zwierząt na odcinku rzeki powyżej Narwiańskiego Parku Narodowego (Lewartowski 1992). Wyklucza to tym samym możliwość kolonizacji tego odcinka Narwi z udziałem bobrów ze stanowiska znanego wcześniej na terenie Puszczy Białowieskiej na rzece Hwoźnej, połączonej z Narwią przez rzekę Narewkę. Bobry mogą zamieszkiwać trzy rodzaje schronień: nory, półżeremia lub żeremia, w zależności od ukształtowania terenu. W wysokich brzegach cieków i zbiorników wodnych bobry budują nory, zaś na obszarach bagiennych, gdzie brzegi są niskie, wznoszą konstrukcje z gałęzi, resztek roślin i mułu (żeremia; Ryc. 11.16). W przypadku, gdy brzeg nie jest wystarczająco wysoki, budują tzw. półżeremie: po wykopaniu nory, podwodne wejście jest obudowywane gałęziami, a następnie bobry gromadzą materiał do umocnienia brzegu i zwiększenia grubości warstwy nad komorą gniazdową (Janiszewski, Misiukiewicz 2012). Narwiańskie bobry budują przede wszystkim żeremia. Większość czynnych stanowisk znajduje się na odcinku rzeki od Kolonii Topilec do północnej granicy Parku Narodowego. Jest to podobna sytuacja do stwierdzonej przed dwudziestu laty przez Lewartowskiego (1992)1. Prawdopodobnie populacja bobrów nad Narwią ustabilizowała się, bowiem l­ iczebność zwierząt zmieniła się od tamtego czasu nieznacznie, z 70 do 76 rodzin (Łupiński i in. 2013). Aktualnie ekspansja bobrów przebiega w kierunku terenów przyległych, na co wskazują m.in. ślady zarejestrowane poza Narwiańskim Parkiem Narodowym, zwłaszcza od strony wschodniej, gdzie znajdują się dawne obszary bagienne, obecnie zagospodarowane, z systemem rowów melioracyjnych (Kuczynko 2003; Polak 2004; Łupiński i in. 2013). Tereny te, wraz z odcinkami dopływów Narwi (np. Awissy), położonych poza Parkiem, stały się obszarem ekspansji tego gryzonia. Pomimo, że bóbr jest zwierzęciem inteligentnym, potrafiącym w dużym stopniu dostosować otoczenie do swoich potrzeb, o możliwości zasiedlenia terenu w dużym stopniu decydują uwarunkowania siedliskowe. Oprócz obecności wody niezbędna jest odpowiednia roślinność, która stano1 Wprawdzie badacz ten prowadził obserwacje na obszarze ówczesnego Narwiańskiego Parku Krajobrazowego, ale prawie wszystkie stanowiska były zlokalizowane w dzisiejszych granicach Parku Narodowego. wi zarówno pożywienie jak i materiał do budowy schronień, czy tam. Bóbr odżywia się prawie wszystkimi gatunkami roślin przybrzeżnych i wodnych. Oczywiście baza żerowa uzależniona jest od roślinności występującej w danym środowisku i zazwyczaj jest ograniczona do dość wąskiej, około 20 m strefy przybrzeżnej, którą penetrują zwierzęta. Wbrew obiegowej opinii, nie jedzą one drewna, a jedynie liście, cienkie gałązki, młode pędy, łyko, korę oraz nadbrzeżne i wodne rośliny zielne, zwłaszcza ich kłącza. Dieta tego gryzonia zmienia się w zależności od pory roku. Późną wiosną, latem i wczesną jesienią w skład pożywienia wchodzi głównie roślinność zielna, trawy i rośliny wodne. Począwszy od połowy października pokarm stanowią krzewy i drzewa liściaste, których zapasy bobry magazynują również na zimę w spiżarniach, tzw. tratwach (Ryc. 11.17; Czech 2010). Niektóre rodziny bobrowe, których stanowiska położone są w sąsiedztwie gruntów ornych, mogą zjadać i gromadzić nawet buraki, kolby kukurydzy, czy ziemniaki zbierane z okolicznych pól (Janiszewski, Misiukiewicz 2012). Narwiańskie bobry najchętniej osiedlają się w wąskich ciekach i rowach melioracyjnych, porośniętych wierzbą szarą Salix cinerea. Wydaje się, że większa dostępność tej rośliny przyczynia się do pomyślnego rozwoju rodzin bobrowych i wydania potomstwa, co przekłada się na większą liczbę żeremi należących do jednej rodziny (Kuczynko 2003). Wśród preferowanych gatunków drzewiastych, wierzby stanowią właściwie jedyne źródło pokarmu w Narwiańskim Parku Narodowym, przy czym to wierzba szara jest podstawą zimowej bazy żerowej oraz służy do budowy żeremi i tam. Miejscowe bobry znacznie rzadziej korzystają z wierzby białej Salix alba, olchy czarnej Alnus glutinosa i wierzby rokity Salix rosmarinifolia (Lewartowski 1992; Kuczynko 2003; Polak 2004). Ponieważ nurt Narwi nie sprzyja działaniom budowniczym tych zwierząt, wydaje się, że unikają one bytowania w pobliżu większych koryt rzeki. Dodatkowo, tereny leżące bezpośrednio przy korycie Narwi są gorsze jakościowo pod względem zasobności pokarmu. O pozytywnym wpływie sieci rowów i kanałów na populację bobra przekonano się w Rosji, gdzie w wyniku przeprowadzenia prac melioracyjnych zaobserwowano gwałtowny rozrost populacji tych zwierząt. W ciągu czterech lat przyrost stanowisk na terenach zmeliorowanych wyniósł aż 770% (Dzięciołowski 1996). Zdolności inżynieryjne bobrów są niespotykane w świecie zwierząt, a ich najbardziej charakterystycznym przejawem jest niewątpliwie budowa spiętrzeń. Umiejętność ta jest kluczowa dla funkcjonowania siedliska bobrowego, którego utrzymanie wymaga odpowiedniego poziomu wody, umożliwiającego bezpieczne dotarcie drogą wodną do nowych terenów zasobnych w pokarm. Kurczenie się bazy żerowej w obrębie stanowiska inicjuje proces rozbudowywania tamy lub budowy kolejnych. Powiększające się w ten sposób rozlewisko obejmuje kolejne obszary, co ułatwia zwierzętom dotarcie do dalej rosnących drzew (Janiszewski, Misiukiewicz 2012). Jak zaawansowaną strukturą jest tama może świadczyć fakt, że po ukończeniu budowy jest szczelna do tego stopnia, że woda może przelewać się tylko przez jej wierzch. Wszelkie przecieki są szybko likwidowane, ponieważ mogą odsłonić wejścia do schronień 217 i ułatwić atak drapieżnikom. Umożliwia to bardzo czuły zmysł dotyku, dzięki któremu bobry precyzyjnie wyczuwają dłońmi kierunek i siłę prądu wody. Wydaje się, że wybór miejsca do budowy jest przemyślany, a bobry „wiedzą” – dzięki instynktowi bądź doświadczeniu – że posadowienie tamy w konkretnym punkcie zapewni stały i podwyższony poziom wody. Dodatkowo istnieją różne doniesienia na temat sposobu budowy, wskazujące, że zwierzęta te dostosowują go do lokalnych uwarunkowań (Czech 2010). Swoimi działaniami bobry znacząco wpływają na funkcjonowanie ekosystemów wodnych i przylegających do nich ekosystemów lądowych. Wznosząc tamy na ciekach, podnoszą poziom wody, zwiększając tym samym bioróżnorodność środowiska poprzez tworzenie małej retencji i zwiększenie powierzchni mokradeł. W ten sposób są odtwarzane naturalne zespoły roślinne charakterystyczne dla dolin rzek, wzrasta liczebność wielu gatunków flory i fauny2. Dodatkowo podniesienie poziomu wód gruntowych na większych obszarach, zapobiega przesuszaniu i oddziałuje korzystnie na produkcję rolniczą i leśną, a okresowe rozlewiska wywierają pozytywny wpływ na strukturę i żyzność gleb. Kopanie nor i kanałów, transportowanie drewna z lądów oraz piętrzenie wody znacząco zmienia charakter i kształt linii brzegowej cieków lub zbiorników inicjując procesy ich renaturalizacji (Czech 2007; Janiszewski, Misiukiewicz 2012). Z ekologicznego punktu widzenia, obecność i efekty aktywności bobrów mają znaczenie zdecydowanie pozytywne, zwłaszcza na terenach chronionych. Niestety w odniesieniu do gospodarki prowadzonej przez człowieka ich działalność przynosi wiele szkód, polegających na zalewaniu terenów leśnych i użytkowanych rolniczo, ścinaniu i ogryzaniu drzew w lasach i sadach owocowych, niszczeniu obwałowań stawów rybnych, nasypów drogowych i kolejowych. Dlatego, zwłaszcza w północno-wschodniej Polsce, gdzie populacja tego gryzonia, jak i wypłacane odszkodowania, są największe (GDOŚ 2013), coraz trudniej jest pogodzić konieczność ochrony gatunku z potrzebami lokalnych społeczności. Aktualną sytuację chyba najlepiej podsumowują poniższe słowa: Czy znacie leśnego bobra, / Znanego drwala nad drwale? / Lubili go dawniej wszyscy, / Teraz nieomal wcale (Motyla 2006). Literatura Czech A. 2007. Krajowy plan ochrony gatunku. Bóbr europejski (Castor fiber). Kraków. Czech A. 2010. Bóbr – budowniczy i inżynier. Fundacja Wspierania Inicjatyw Ekologicznych, Kraków. Dzięciołowski R. 1996. Bóbr. Wyd. Łowiec Polski, Warszawa. Dzięciołowski R. 2004. Castor fiber (L., 1758). [W:] Adamski P., Bartel L., Bereszyński A., Kepel A., Witkowski Z. (red.), ­Gatunki zwierząt (z wyjątkiem ptaków), Poradniki ochrony 2 218 W specyficznych warunkach, zwłaszcza w dolinach mniejszych rzek, bobry mogą jednak powodować zalewanie siedlisk cennych z przyrodniczego punktu widzenia i coraz rzadziej spotykanych, zależnych od wód rzecznych, opadowych, roztopowych lub podziemnych, ale nie tolerujących stagnowania wody, tj. mechowiska, bogate gatunkowo łąki wilgotne, łęgi jesionowo-olchowe i in. (przyp. red.). siedlisk i gatunków Natura 2000 – podręcznik metodyczny. Tom 6. 457−462. Ministerstwo Środowiska, Warszawa. GDOŚ 2013. Krajowa strategia gospodarowania populacją bobra europejskiego Castor fiber. Generalna Dyrekcja Ochrony Środowiska, Warszawa. Gloger Z. 1900. Encyklopedia staropolska ilustrowana. Tom I. Druk P. Laskauera i W. Babickiego, Warszawa. Janiszewski P., Misiukiewicz W. 2012. Bóbr europejski. Castor fiber. Katedra Hodowli Zwierząt Futerkowych i Łowiectwa, Uniwersytet Warmińsko–Mazurski w Olsztynie. Wyd. BTL Works, Olsztyn. Janota E., Anczyc W. L. 1876. Obrazki z życia zwierząt: bóbr i żubr. Wyd. „Czytelni Ludowej” A. Nowoleckiego, Kraków. Kuczynko R. 2003. Populacja bobra w Narwiańskim Parku Narodowym – wybrane zagadnienia ekologiczne. Praca magisterska wykonana w Zakładzie Zoologii Kręgowców Instytutu Biologii Uniwersytetu w Białymstoku, Białystok (mscr.). Lewartowski Z. 1992. Inwentaryzacja stanowisk bobra europejskiego (Castor fiber) w Narwiańskim Parku Krajobrazowym wraz z opracowaniem zasad ich ochrony. Centrum Badań i Ochrony Ptaków w Białowieży, Białowieża (mscr.). Łupiński S. Ł., Raczyński J., Chętnicki W. 2013. Operat fauny. Herpetofauna i teriofauna w części obejmującej płazy, gady, drobne ssaki, wybrane gatunki chronione – bobra, wydrę, wilka i ssaki kopytne. Plan ochrony Narwiańskiego Parku Narodowego. Białystok (mscr.). Motyla J. 2006. Przyjaciele Pana Karpia. Wyd. GRAFFITI BC, Toruń. Polak R. 2004. Funkcjonowanie stanowisk i baza pokarmowa bobra europejskiego Castor fiber w Narwiańskim Parku Narodowym. Praca magisterska wykonana w Zakładzie Zoologii Kręgowców Instytutu Biologii Uniwersytetu w Białymstoku, Białystok (mscr.). Żurowski W. 1982. Rozmieszczenie i ekologia bobra europejskiego Castor fiber w pradolinie Biebrzy. Chrońmy Przyr. Ojcz. 1–2: 18–26. 11.3 Norka amerykańska – gatunek inwazyjny Jan Raczyński Norka amerykańska Neovison vison (Ryc. 11.18), wcześniej znana, zgodnie z ówczesną nomenklaturą zoologiczną, pod nazwą łacińską Mustela vison, jest w Europie gatunkiem inwazyjnym. Pierwotny zasięg tego gatunku obejmował większość kontynentu Ameryki Północnej, bez jego północnych rubieży. Do Europy trafiła jako zwierzę futerkowe hodowane w fermach, początkowo w Niemczech, potem w innych krajach Europy Zachodniej, skąd, w następstwie ucieczek, wniknęła do środowiska naturalnego, rozpoczynając w latach 20. XX w. kolonizację odpowiadających jej ekosystemów. Początkowo rozprzestrzeniła się w Skandynawii, którą opanowała w latach 90. ubiegłego wieku. Równocześnie skolonizowała kraje zachodniej Europy oraz rozprzestrzeniła się na terytorium byłego ZSRR (Rosja, Białoruś, Ukraina), gdzie dodatkowo, od lat 30. ubiegłego wieku została wprowadzona bezpośrednio do środowiska w ramach programu aklimatyzacji gatunków użytkowych. Program tych działań w byłym ZSRR objął, oprócz europejskiej części, rozległe obszary azjatyckie, aż do wschodnich stref kontynentu, tworząc wszędzie zwarty obszar zasiedlenia tego gatunku (Geptner, Naumov 1967). W Polsce pierwsze informacje o pozyskaniu osobników norki amerykańskiej pochodzą z połowy lat 50. ubiegłego wieku i odnoszą sie do zachodniej części kraju (Ruprecht i in. 1983; Ruprecht 1996). W Puszczy Białowieskiej gatunek ten pojawił się na początku lat 80. XX w., zapewne wskutek ekspansji z Białorusi (Ruprecht i in. 1983). W późniejszym okresie, w wyniku rozwoju hodowli klatkowej i ucieczek osobników hodowanych, w latach 80. XX w. nastąpił gwałtowny rozwój dziko żyjących populacji w Polsce zachodniej, a następnie na wschodzie kraju. Ten ostatni obszar zasiedlały prawdopodobnie osobniki migrujące przez wschodnią granicę, głównie z obszaru Białorusi i Litwy. Współcześnie proces inwazji norki amerykańskiej trwa nadal wskutek zasilania przez osobniki hodowlane, zwłaszcza na zachodzie Polski, gdzie koncentruje się większość ferm komercyjnych (Zalewski i in. 2014). Obecnie norka amerykańska opanowała przeważający obszar kraju (z wyjątkiem niektórych rejonów południowej Polski), zaś skutkiem jej obecności są m.in. przekształcenia zespołu fauny gatunków nadwodnych w następstwie jej drapieżnictwa. Do ofiar tego zwierzęcia należą gryzonie żyjące w środowiskach nadwodnych i podmokłych, niektóre gatunki ptaków wodno-błotnych oraz płazy, ryby i bezkręgowce (skorupiaki, owady). Norka amerykańska i gatunki pokrewne Przed pojawieniem się norki amerykańskiej teren Polski zasiedlała norka europejska Mustela lutreola, która została wytępiona wiele dziesiątków lat temu. Według Buchalczyka (1984) gatunek ten odnotowany był na początku XX w. W Puszczy Białowieskiej, Świętajnie w okolicach Elbląga (lata 20. ubiegłego wieku) oraz w Czerwonym Dworze. Współcześnie zwierzę to nie występuje w faunie Polski. Najbliższym geograficznie rejonem występowania norki europejskiej jest terytorium Białorusi, jednak nawet tam obserwuje się systematyczne kurczenie zasięgu tego rodzimego gatunku (Sidorovič 1992). Według tego autora proces cofania się norki europejskiej doprowadził do tego, że zniknęła ona z obszaru obejmującego blisko połowę powierzchni Republiki Białorusi już w latach 60. ubiegłego wieku. Na początku lat 90. jej zasięg ograniczył się do nielicznych, izolowanych stanowisk. Przyczyn tego zjawiska badacze upatrują w wypieraniu rodzimego gatunku przez amerykańskiego krewniaka, charakteryzującego się większym potencjałem rozrodczym, większą masą ciała oraz możliwością krycia samic norki europejskiej przez samce norki amerykańskiej. Kontakty te nie prowadzą prawdopodobnie do efektywnego rozrodu wskutek zahamowania rozwoju płodów, ze względu na różnice w liczbie chromosomów. Sidorovič (1992) nie przecenia wpływu czynnika rozrodczego w procesie wypierania słabszego gatunku, zwracając uwagę na udokumentowane kurczenie się areału norki europejskiej na Białorusi także w rejonach, gdzie konkurencyjny gatunek jeszcze nie dotarł. Wypieranie norki europejskiej przez przybysza uważa jednak za fakt, manifestujący się stopniowym zasiedlaniem areału norki europejskiej przez nowy gatunek. Intensywne zmniejszanie się areału rodzimego gatunku obserwuje się także w Rosji już od połowy lat 50. XX w., gdzie kojarzone jest to z pojawieniem się norki amerykańskiej w następstwie introdukcji oraz migracji uciekinierów z ferm futrzarskich (Tumanov 1992). Pod koniec XX w. największe zagęszczenia populacji norki europejskiej stwierdzono w centralnej Rosji, gdzie bytuje połowa krajowych zasobów tego gatunku, zaś jej status oceniany jest jako silnie zagrożony gwałtownym spadkiem liczebności (Tumanov 1992). 219 Ryc. 11.18 Norka amerykańska Neovison vison jest gatunkiem obcym w naszej faunie (fot. K. Zub) a) b) Ryc. 11.19 Różnice w ubarwieniu głowy – układ białej plamy na pysku oraz w cechach czaszki (jedno- i dwukorzeniowość PM1 w górnej szczęce): a) norka amerykańska, b) norka europejska (wg Sidorovič 1992) 220 Obydwa omawiane gatunki mają bardzo podobny wygląd. Różnice morfologiczne w pokroju i ubarwieniu głowy oraz w strukturze cech czaszki (uzębienia) pomiędzy norką europejską i amerykańską obrazuje Ryc. 11.19. Drugim gatunkiem pokrewnym norce jest tchórz zwyczajny Mustela putorius, który ze względu na zbliżoną bazę pokarmową i częściowo wspólne środowisko bytowania jest prawdopodobnie również zagrożony przez przybysza. Biologia i ekologia norki amerykańskiej Pokarm norki amerykańskiej jest przedmiotem analiz wielu badaczy (m.in. Zalewski, Brzeziński 2014), ponieważ umożliwia ocenę znaczenia tego drapieżnika dla populacji zwierząt współżyjących z nim w ekosystemach preferowanych przez ten inwazyjny gatunek. Baza pokarmowa norki amerykańskiej wykazuje znaczne różnice w zależności od środowiska bytowania drapieżnika. W obrębie całego nowego areału występowania (Eurazja) najczęstszymi ofiarami norki są ryby (32%) i drobne ssaki (25%), podczas gdy ptaki, płazy i skorupiaki nie są dominującym składnikiem w jej pokarmie. W środowiskach wód śródlądowych pokarm norki jest silnie zróżnicowany, ­stosownie do rodzaju cieku lub zbiornika i dostępności potencjalnych ofiar. Polskie badania, prowadzone zarówno w zachodniej (Park Narodowy „Ujście Warty”), jak i wschodniej części kraju (Pojezierze Mazurskie, Puszcza Białowieska) pokazały, jak dużym spektrum pokarmowym charakteryzuje się ten gatunek. Najwyższy udział ryb i płazów zarejestrowano na Pojezierzu Mazurskim. Udział płazów w pokarmie wzrastał w miarę zmniejszania się wielko- ści cieku, czemu towarzyszył ograniczony dostęp do rybostanu. W krajobrazie rolniczym ważnym składnikiem pokarmu stają się małe gryzonie (norniki). Aktywność norki zależy od kilku czynników, między innymi od pory roku, i z reguły maleje jesienią i zimą. ­A ktywność samców wzrasta na przedwiośniu, w porze rui, zaś samic – wiosną i latem, w porze karmienia młodych. W układzie dobowym, na Pojezierzu Mazurskim norki były aktywne bardziej w dzień, niż w nocy, preferowały jednak okres świtu i zmierzchu (Brzeziński i in. 2010). Aktywność dobowa norek wykazuje jednak dużą zmienność, prawdopodobnie zwierzęta dostosowują ją do okresu aktywności swoich ofiar. Ruja u norki amerykańskiej, w warunkach europejskich, trwa od lutego do połowy kwietnia, po czym następuje okres ciąży, zmienny w zależności od daty kopulacji. Podobnie, jak u niektórych innych łasicowatych, w przypadku norek mamy do czynienia z ciążą przedłużoną, będącą osobliwością niektórych ssaków. Polega ona na zahamowaniu rozwoju zarodka w stadium blastocysty, przed implantacją w macicy. Powoduje to, że czas trwania ciąży, od kopulacji do urodzenia, trwa u norki od 45 do 78 dni. Ten typ rozrodu zwiększa szanse przeżycia młodych, umożliwiając wykoty w okresie sprzyjającym ze względu na dostępność pokarmu i kondycję samicy. Na Białorusi okres wykotów trwa od końca kwietnia do czerwca (Sidorovich 1993). Średnia liczba młodych w miocie jest zmienna i waha się w zakresie od 2 do 17, zwykle od 4 do 8; średnio 7. Liczebność żywych urodzeń jest zależna od warunków pokarmowych i zagęszczenia populacji norki (Sidorovich 1993). Młode rodzą się ślepe i bezzębne i są karmione przez matkę do około 32 dnia życia, kiedy stopniowo zaczynają przechodzić na pokarm stały, przynoszony do gniazda przez matkę. Dojrzałość płciową osiągają pod koniec pierwszego roku życia i wówczas z reguły przystępują do rozrodu. Wybiórczość środowiskowa jest istotnym czynnikiem w procesie inwazji i zasiedlania nowych ekosystemów przez norkę amerykańską. Preferowanym środowiskiem bytowania tego gatunku są tereny przywodne. Badania telemetryczne wykazały, że osiadłe norki nie oddalają się od brzegów rzek dalej niż na 400 m. W polskich badaniach na Pojezierzu Mazurskim stwierdzono, że drapieżniki te nie oddalały się od brzegów jezior dalej, niż na 50 m (Brzeziński i in. 2010). Jako kryjówki norki wykorzystują nory w ziemi, szczeliny między konarami nadwodnych drzew, wykroty, ale także nisko położone dziuple i górne partie żeremi bobrów. Jeśli chodzi o strukturę partii brzegowych norki amerykańskie preferują tereny gęsto zarośnięte, zarówno drzewami, jak i wysokimi trawami, unikają natomiast rozległych trzcinowisk. Zwierzęta te dużą część swego aktywnego życia spędzają w wodzie, przemieszczając się nieraz na duże odległości w poszukiwaniu zdobyczy. Widok norki pływającej na powierzchni wody nie należy zatem do rzadkości. Podczas polowania chętnie nurkują, spędzając pod wodą do 30 sekund. Norka amerykańska żyje w zasadzie samotnie. Zagęszczenia osobników na rzekach Białorusi i Polski wahały się w zakresie od 2 do 12 osobników na 10 km linii brzegowej, przy czym wyższe były w większych rzekach, niż w małych ciekach śródleśnych. Na ogół w zbiornikach słodkowodnych zagęszczenie populacji norki amerykańskiej nie przekracza 10 osobników. Szczegółowe badania pokazują, że może ono zależeć od takich czynników, jak obecność żeremi bobrów lub obfitość istotnych gatunków żerowych, co wpływa na wzrost zagęszczenia populacji. Wpływ norki amerykańskiej na populacje ofiar Pojawienie się norki amerykańskiej jako nowego gatunku w zespołach fauny lokalnej w krótkim czasie prowadziło do zmian tych zespołów wskutek drapieżnictwa w stosunku do określonych gatunków. Zjawisko to stało się szczególnie widoczne w odniesieniu do ssaków i ptaków związanych ze środowiskiem wodnym i brzegowym, których utrwalone zespoły zostały naruszone. W warunkach polskich zaczęły pojawiać się sygnały o drastycznym spadku liczebności takich pospolitych gatunków, jak piżmak oraz karczownik ziemnowodny, zaś spośród ptaków – łyski. Źródeł tych zmian zaczęto doszukiwać się w składzie pokarmu norki w nowo opanowywanych przez nią środowiskach oraz w naruszeniu utrwalonych ewolucyjnie przystosowań w układach drapieżników i ich ofiar na terenach długotrwałego ich współwystępowania (por. Zalewski, Brzeziński 2014). Załamanie populacji piżmaka zostało szybko odnotowane w statystyce łowieckiego pozyskania tego gatunku w skali Polski, oprócz regionu południowego, gdzie zjawisko to nie wystąpiło. Piżmak, gatunek północnoamerykański, został sprowadzony do Europy na początku XX wieku i szeroko się rozprzestrzenił na nowym kontynencie. W Polsce stał się pospolitym zwierzęciem już w latach 50. ubiegłego wieku (Nowak 1966). Na obszarze naturalnego współwystępowania obu gatunków, w Ameryce Północnej, norka żywi się piżmakiem, nie doprowadzając jednak do spadku liczebności jego populacji. Taki zrównoważony dla obu gatunków układ nie występuje w Europie, przynajmniej w fazie inwazji nowego drapieżnika. Wraz ze wzrostem liczebności norki w ciągu dwudziestu lat nastąpił w Polsce 15-krotny spadek pozyskania piżmaków, który najsilniej zaznaczył się w północnej części kraju (Brzeziński i in. 2010). Oddziaływanie norki amerykańskiej na populacje karczownika ziemnowodnego Arvicola terrestris wynika również ze wspólnego środowiska bytowania. Opisano przypadki, gdy norka wytępiła karczownika całkowicie na obszarze swojego areału, chwytając osobniki tego gatunku zarówno w wodzie, jak i w norach, częściej penetrowanych przez samice drapieżnika. Refugiami dla karczownika mogą pozostawać tereny położone poza aktywnością żerową norek – na śródpolnych mokradłach i oczkach wodnych – jednak te elementy krajobrazu zanikają wskutek presji rolnictwa, a ponadto sprzyjają izolacji lokalnych populacji tego gryzonia. Wpływ norki amerykańskiej dotyczy także innych gatunków gryzoni, np. nornika burego Microtus agrestis na północy Europy lub nornika północnego Microtus oeconomus w Polsce. Jednak obydwa gatunki reprezentują zwierzęta masowo występujące i charakteryzujące się 221 dużą dynamiką populacji, dlatego oddziaływania drapieżnika nie zagrażają ich egzystencji. Badania ornitologów dokumentują liczne przykłady wpływu norki amerykańskiej na różne gatunki ptaków wodnych i błotnych, na które drapieżnik ten oddziałuje zjadając jaja i pisklęta, ale także polując na osobniki dorosłe. W Parku Narodowym „Ujście Warty” ofiarą norki amerykańskiej padały najczęściej łyski, perkozy i kaczki, proporcjonalnie do liczebności tych gatunków w terenie (Bartoszewicz, Zalewski 2003). Z innych obszarów Europy, zwłaszcza z wybrzeży morskich, istnieją doniesienia o bardzo silnym oddziaływaniu norki na populacje ptaków gnieżdżących się na ziemi, prowadzącym nieraz do zniszczenia całych kolonii (rybitwy, mewy). Badania porównawcze wykazały, że najsilniejszy wpływ norki na ptaki wodno-błotne dokonuje się w początkowym okresie inwazji drapieżnika. Po latach ptaki wypracowują nowe strategie ochronne poprzez zmianę miejsc lęgowych lub tworzenie licznych kolonii, zwiększających sukces lęgowy lokalnych populacji. W warunkach polskich nie dotyczy to na razie łyski, której drastyczny spadek należy przypisać inwazji norki, np. na Pojezierzu Mazurskim. Spośród innych gatunków, wchodzących w skład zdobyczy norki amerykańskiej, brak jest dowodów na istnienie silnej presji na populację płazów i ryb. W stosunku do raków presja norki kumuluje się z drapieżnictwem wydry, jednak, jak się wydaje, populacje tych bezkręgowców kształtowane są przez inne czynniki (stan środowiska wodnego oraz drapieżnictwo ryb). Konkurencja z innymi gatunkami Do gatunków, które mogą wchodzić w interakcje z norką amerykańską należą tchórz i wydra. Interakcje norki amerykańskiej z tchórzem zwyczajnym mogą wynikać ze znacznego podobieństwa niszy ekologicznej obydwu gatunków. Jednak tchórz okresowo poszerza swój areał o biotopy bardziej oddalone od nurtu rzek, m.in. penetruje zespoły leśne i środowiska przydomowe. Obecnie brak jest badań wskazujących na wyraźne oddziaływanie norki na populacje tchórzy w rejonach wspólnego występowania obydwu gatunków (Zalewski, Brzeziński 2014). Dane z Wielkiej Brytanii dowodzą, że norka unika miejsc zasiedlonych przez wydry oraz, że obecność wydry wpływa na skład pokarmu norki poprzez przesunięcie jej terenu polowań na strefę brzegową (Bonesi, MacDonald 2004). Polskie badania dotychczas nie potwierdzają konkurencyjnych układów między norką amerykańską a wydrą. Należy jednak wspomnieć, że inwazja norki zbiegła się w czasie z odbudową pogłowia wydry, co nie pozwala na wyciąganie jednoznacznych wniosków. Próby ograniczania liczebności norki amerykańskiej Opisane wyżej negatywne oddziaływania norki amerykańskiej, zwłaszcza w fazie inwazji i opanowywania nowych terytoriów, skłaniają zarządców terenów chronio222 nych oraz gospodarzy obiektów rybackich czy obwodów łowieckich do podejmowania działań mających na celu zminimalizowanie wpływu tego drapieżnika na faunę chronioną i na gatunki użytkowe. Czynności w tym zakresie polegają na ocenie i monitorowaniu liczebności drapieżnika oraz wdrażaniu działań mających na celu eliminację norek na chronionym terenie. Wstępne doświadczenia w tej dziedzinie nie gwarantują sukcesu, ale otwierają pole do dalszych poszukiwań bardziej skutecznych metod. Inwentaryzację norki amerykańskiej najprościej prowadzi się metodą liczenia śladów w strefie brzegowej rzek i zbiorników wodnych, licząc zagęszczenie tropów na 10 km odcinka taksacji. Bardziej dokładną metodą jest zastosowanie pływających tratew, zgodnie z techniką wypracowaną w Wielkiej Brytanii (Reynolds i in. 2004). Na tratwach znajduje się specjalnie przygotowane podłoże (w części zadaszonej), na którym odbijają się ślady odwiedzających osobników. Podłoże może być wielokrotnie używane do rejestracji kolejnych odwiedzin przez norki. Metodę tę stosowano także w Polsce, m. in. na Narwi w granicach Narwiańskiego Parku Narodowego, podczas realizacji programu redukcji populacji tego drapieżnika. Pozwala ona skutecznie kontrolować względną liczebność zwierząt niezależnie od charakteru brzegu, także na odcinkach zarośniętych gęstą roślinnością oraz identyfikować płeć osobników, dzięki dokładnej rejestracji śladu. Dokładna metoda oceny liczebności polega na wielokrotnym odłowie znakowanych osobników (tzw. metoda CMR) i ma zastosowanie głównie w pracach badawczych. Do stwierdzenia obecności norki i innych drapieżników strefy przywodnej coraz częściej stosuje się kamery rejestrujące (foto-pułapki). Odłów i eliminacja pozyskanych zwierząt stanowią obecnie najbardziej efektywną metodę ograniczania liczeb­ ności norki amerykańskiej. Stosowanie pułapek zabijających nie wchodzi w grę w świetle prawa. Jest to oczywiste, ponieważ przy małej selektywności pułapki mogłaby ona stanowić zagrożenie dla gatunków chronionych. Odstrzał myśliwski w przypadku norki amerykańskiej, nawet z użyciem specjalnie ułożonych psów, jest mało efektywną metodą eliminacji tego drapieżnika. W latach 2009–2013 w kilku wybranych polskich parkach narodowych prowadzono program (LIFE+ Nature & Biodiversity) mający na celu m.in. eliminację norki amerykańskiej i badanie wpływu tego zabiegu na rekolonizację obszaru objętego eksperymentem (Niemczynowicz i in. 2014). Na terenie Narwiańskiego Parku Narodowego stwier­ dzono najwyższe zagęszczenie populacji norki – 11,4/10 km brzegu (badania prowadzono z użyciem tratw). Podczas odłowów wszędzie stwierdzono wyższy wyłów samców niż samic oraz ustalono podstawowe parametry struktury populacji, przeżywalność młodych (nad Narwią ok. 30%) oraz określono maksymalny wiek zwierząt (5 lat). Wyeliminowanie 106 norek z badanego odcinka Narwi spowodowało spadek populacji o ponad połowę. W innych obszarach (np. w Drawieńskim Parku Narodowym) eliminacja była jeszcze bardziej efektywna. Przy wyłowie wiosną i jesienią po dwóch latach odłowów monitoring wykazał spadek odwiedzin tratw z 10,5% do 1%. Wyniki krajowych badań pokazały, że ograniczanie liczebności norki przynosi lepsze rezultaty, jeśli odłowy prowadzi się na dłuższym odcinku rzeki lub jeziora (20–40 km) oraz jesienią, co po- zwala eliminować młode z tegorocznych urodzeń. Na terenie zachodniej Polski, gdzie znajduje się wiele farm hodowlanych, rekolonizacja wskutek napływu uciekinierów może jednak zniweczyć efekty wyłowu. Możliwości eliminacji norki amerykańskiej z terenów objętych inwazją Oceny zagadnienia pełnej eliminacji norki amerykańskiej muszą uwzględniać fakt, iż gatunek ten w Europie ma stosunkowo długą historię rozprzestrzeniania się. Ekspansji sprzyjał z jednej strony rozwój hodowli klatkowej w celach komercyjnych, z drugiej zaś tkwiące w biologii gatunku możliwości adaptacyjne do życia w klimacie umiarkowanym i niewielka specjalizacja pokarmowa. Równocześnie na wielu obszarach Europy norka amerykańska nie napotkała silnej konkurencji ze strony pobratymców oraz nie natrafiła na aktywnego wroga naturalnego. Równocześnie jednak wszędzie, gdzie się pojawiła, stała się istotnym czynnikiem zagrażającym miejscowym elementom fauny. Faza aktywnej inwazji niesie ze sobą większą ingerencję tego gatunku w faunę zasiedlanych ekosystemów, niż okres stabilizacji, kiedy mogą dojść do głosu czynniki regulacyjne, np. choroby (choroba aleucka, nosówka). Na terenach o rozwiniętej hodowli fermowej zwalczanie tego gatunku w przyrodzie nie gwarantuje pełnego sukcesu w jego eliminacji. Na obszarach chronionych redukcja liczebności norki amerykańskiej wiąże się, jak dotychczas, z programami efektywnego wyłowu połączonego z usuwaniem schwytanych osobników oraz monitoringu, co wymaga sporych nakładów finansowych i fachowego personelu. W gospodarce łowieckiej nie należy spodziewać się sukcesów przy zwalczaniu jej metodą odstrzałów, ponieważ spotkanie norki w terenie ma raczej charakter przypadkowy. Gwarancją sukcesu jest dostosowanie wyłowu do specyfiki lokalnego zasiedlenia oraz znajomość biologii i ekologii miejscowej populacji. Biorąc pod uwagę te ograniczenia, norka amerykańska pozostanie na długo mieszkańcem pobrzeży naszych rzek, cieków oraz zbiorników wodnych, zaś ograniczanie jej szkodliwej roli będzie zapewne możliwe jedynie na terenach chronionych. Buchalczyk T. 1984. Norka europejska – **Mustela lutreola (Linnaeus, 1761). [W:] Z. Pucek. (red.), Klucz do oznaczania ssaków Polski. 297−299. Wyd. PWN, Warszawa. Geptner V. G., Naumov N. P. 1967. Mammals of the Soviet Union: Sirenia and Carnivores. Izdatelstvo Vysshaja Skola, Moscov. Niemczynowicz A., Brzeziński M., Zalewski A. 2014. Wpływ intensywności usuwania norki amerykańskiej (Neovison vison) na strukturę jej populacji w czterech parkach narodowych. [W:] Ulbrych Ł., Jankow W., Zalewski A., Wypychowski K. (red.), Ekologia i wpływ na środowisko gatunków inwazyjnych. 139−151. Park Narodowy „Ujście Warty”, Chyrzyno. Nowak E. 1966. Rozprzestrzenienie się, liczebność i znaczenie piżmaka Ondatra zibethica (L., 1766) w Polsce. Przegląd Zool. 10: 221−237. Reynolds J. C., Short M. J., Leight R. J. 2004. Development of population control strategies for mink Mustela vison, using floating rafts as monitors and trap sites. Biol. Conservancy 120: 533−543. Ruprecht A. L. 1996. Materiały do rozmieszczenia przedstawicieli podrodzaju Lutreola Wagner, 1841 (Carnivora, Mustelidae) w Polsce. Przegląd Zool. 40: 223−233. Ruprecht A. L., Buchalczyk T., Wójcik J. 1983. Występowanie norek (Mammalia: Mustelidae) w Polsce. Przegląd Zool. 27: 87−99. Sidorovič V. E. 1992. Gegenwärtige Situation des Europäischen Nerzes (Mustela lutreola) in Belorußland. Hypothese seines Verschwindens. [W:] R. Schröpfer, M. Stubbe, D. Heidecke (red.) Semiaquatische Säugetiere. Wiss. Beiträge. Halle/Saale. Sidorovich V. E. 1993. Reproductive plasticity of the American mink Mustela vison in Belarus. Acta Theriol. 38: 175−183. Tumanov I. L. 1992. The number of European mink (Mustela lutreola L.) in the eastern area and its relation to American mink. [W:] R. Schröpfer, M. Stubbe, D. Heidecke (red.), Semiaquatische Säugetiere. 329−335. Wiss. Beiträge. Halle/Saale. Zalewski A., Brzeziński M. 2014. Norka amerykańska. Biologia gatunku inwazyjnego. Instytut Biologii Ssaków PAN, Białowieża. Zalewski A., Brzeziński M., Kozakiewicz M., Bartoszewicz M., Ratkiewicz M., Zalewska H. 2014. Zmienność genetyczna norki amerykańskiej w zasięgu jej introdukcji. [W:] Ulbrych Ł., Jankow W., Zalewski A., Wypychowski K. (red.), Ekologia i wpływ na środowisko gatunków inwazyjnych. 73– 89. Park Narodowy „Ujście Warty”, Chyrzyno. Literatura Bartoszewicz M., Zalewski A. 2003. American mink, Mustela vison diet and predation on waterfowl in the Słońsk Reserve, western Poland. Folia Zool. 52: 225−238. Bonesi L., MacDonald D. W. 2004. Differential habitat use promotes sustainable coexistence between the specialist otter and the generalist mink. Oikos 105: 509−519. Brzeziński M., Romanowski J., Żmihorski M., Karpowicz K. 2010. Muskrat (Ondatra zibethicus) decline after the expansion of American mink (Neovison vison) in Poland. Eur. J. Wildlife Res. 56: 341−348. 223 Nietoperze Narwiańskiego Nietoperze, mimo, że żyją tak blisko człowieka, nie cieszą się szczególną sympatią. Ich dosyć niesamowity wygląd i nocny tryb życia w wielu ludziach budzą obrzydzenie lub strach, a związane z nimi przesądy wydają się być trwale wpisane w świadomość społeczną. Są to jednak zwierzęta pełniące ogromnie ważną rolę w środowisku, zagrożone przez malejącą liczbę dogodnych schronień oraz chemizację i wymagające ochrony. Fauna nietoperzy Narwiańskiego Parku Narodowego dotąd nie była objęta systematycznymi badaniami. Jako pierwsi dane na temat występowania i liczebności chiropterofauny zgromadzili Grzegorz Lesiński i Marek Kowalski (2002) w latach dziewięćdziesiątych XX w., którzy podczas penetracji kilku schronień zimowych tych zwierząt, położonych na obrzeżach Parku, stwierdzili występowanie dwóch gatunków, nocka rudego Myotis daubentonii oraz gacka brunatnego Plecotus auritus. Wskazówki dotyczące potencjalnych miejsc występowania tej grupy ssaków w Narwiańskim Parku Narodowym i jego okolicach przekazywał także Mikołaj Pruszyński. Kolejne badania prowadzone od zimy 2006/2007 do chwili obecnej potwierdziły poprzednie doniesienia, a także zaowocowały nowymi danymi i wskazaniami co do ochrony tych zwierząt. Dotychczas przyniosły one informacje o występowaniu czterech gatunków nietoperzy na tym obszarze (spośród 14 notowanych w regionie północno-wschodnim i 26 występujących ogółem w Polsce). Nietoperze zasiedlają różnorodne obszary i raczej nie wyróżnia się gatunków przywiązanych w ciągu całego roku do jednego rodzaju środowiska. Dla wielu gatunków bardzo istotne są zbiorniki wodne jako miejsca żerowania (np. dla nocka łydkowłosego Myotis dasycneme) oraz tereny leśne, jako miejsca rozrodu i żerowania W Narwiańskim Parku Narodowym nie brakuje otwartych przestrzeni wodnych, ale lasów jest niewiele i być może dlatego do tej pory nie stwierdzono tu wielu gatunków nietoperzy możliwych do odnalezienia w tej części Polski. Obecność zadrzewień nie jest jednak czynnikiem, który mógłby determinować występowanie tych ssaków, tym bardziej, że nietoperze mogą korzystać z różnych środowisk w ciągu całego roku. Biorąc ponadto pod uwagę skłonności synantropijne tych zwierząt, nie można obszaru Parku jednoznacznie określić jako nieistotnego dla ich występowania. Narwiański Park Narodowy i jego otulina mogą jeszcze skrywać jeszcze wiele niespodzianek w tym zakresie. 224 Badania nietoperzy na terenie Parku Narodowego i w jego pobliżu polegały m.in. na: • kontrolach schronień zimowych – głównie niewielkich piwnic przydomowych, studni i innych obiektów odpowiednich dla zimujących nietoperzy, • kontrolach potencjalnych schronień letnich – przede wszystkim strychów domów mieszkalnych i innych ich części oraz pozostałych zabudowań, jak i dziupli w starych drzewach, • nasłuchach detektorowych i analizie nagrań, z wykorzystaniem urządzeń rejestrujących sygnały echolokacyjne, • obserwacjach terenowych – najczęściej w miejscach koncentracji nietoperzy, w tym badania przy użyciu endoskopu, • odłowach w sieci – zwykle na obszarach zalesionych, w pobliżu wód lub nad wodami. Gacek brunatny – najliczniejszy gatunek nietoperza w badaniach zimowych na terenie NPN (fot. G. Błachowski) W Narwiańskim Parku Narodowym stwierdzono dwa gatunki zimujących nietoperzy: nocka rudego Myotis daubentonii oraz gacka brunatnego Plecotus auritus, które występowały w kilku stanowiskach m.in. w Rzędzianach, Kurowie, Parku Narodowego nym obszarze nie prowadzi się ciągłych działań edukacyjnych związanych z tymi zwierzętami. Grzegorz Błachowski Literatura Lesiński G., Kowalski M. 2002. Zimowy monitoring nietoperzy w Dolinie Narwi i Biebrzy w latach 1992–1999. Nietoperze 3(1): 53–60. Typowa piwnica we wsi nadnarwiańskiej, w której mogą zimować nietoperze (fot. G. Błachowski) Wólce Waniewskiej i Jeńkach (znajdowano niekiedy nawet do kilkunastu osobników w jednej piwnicy). Większą część zimy 2010/2011 spędził w piwnicy pod siedzibą Parku w Kurowie mroczek późny Eptesicus serotinus. Był to osobnik przywieziony z Białegostoku, po uratowaniu go z niebezpiecznej sytuacji. Nie odnaleziono do tej pory dużych kolonii w schronieniach letnich – liczebność największej z nich w sięga prawdopodobnie kilkudziesięciu osobników, zaliczanych do trzech gatunków, którymi były gacek brunatny Plecotus auritus, mroczek późny Eptesicus serotinus i borowiec wielki Nyctalus noctula. W niektórych przypadkach nie udało się dokładnie oznaczyć gatunku – przestrzenie zajmowane przez nietoperze są często mało dostępne dla ludzi i nie ma tam możliwości precyzyjnego oznaczania, tym bardziej, że przy badaniach należy zachować szczególne środki ostrożności, aby nie przeszkadzać zwierzętom. Cieszy coraz większe zainteresowanie nietoperzami ze strony mieszkańców regionu oraz przychylność i pomoc w czasie prowadzenia badań. Zdecydowana większość osób chce sprzyjać ochronie nietoperzy, a w wielu miejscowościach (np. Borowskie-Żaki, Jeńki, Kurowo, Wólka Waniewska) właściciele posesji zapraszają na kolejne badania i oczekują informacji o tym, jak się miewają „ich nietoperze”. Taka sytuacja napawa dużą nadzieją na przyszłość, jeśli chodzi o badania i ochronę nietoperzy, tym bardziej, że na omawia- Mroczek późny w Kurowie spokojnie czeka na wiosnę (fot. G. Błachowski) Chiropterolog wyjmujący „obiekt badań” z sieci 225 226 fot. M. Pruszyński 12 Ptaki Narwiańskiego Parku Narodowego Adam Więcko • Mikołaj Pruszyński • Andrzej K. Kamocki Dolina Narwi na odcinku między Surażem a Żółtkami jest jedną z najlepiej zachowanych dolin rzecznych w Europie. Naturalne procesy i ekstensywna gospodarka rolna kształtujące ekosystemy bagienne przyczyniły się tu do wykształcenia specyficznych biotopów dogodnych dla awifauny w czasie wędrówek oraz siedlisk lęgowych ptaków wodno-błotnych. Narwiański Park Narodowy od 2002 roku jest uznawany za obszar wodno-błotny mający znaczenie międzynarodowe i został objęty Konwencją Ramsarską. Od 2004 r. Narwiański Park Narodowy wraz z niemal całą otuliną stanowi obszar specjalnej ochrony ptaków o nazwie Bagienna Dolina Narwi (PLB200001), wchodzący w skład Europejskiej Sieci Ekologicznej Natura 2000. Od 2010 roku Bagienna Dolina Narwi uzyskała status ostoi ptaków IBA (ang. Important Bird Areas). Ostoje IBA są wyznaczane na podstawie ścisłych kryteriów opracowanych przez organizację BirdLife International i obejmują miejsca kluczowe dla ochrony ptaków i ich siedlisk na całym świecie (Wilk i in. 2010)1. W Bagiennej Dolinie Narwi, w latach 2003–2015, stwierdzono 213 gatunków ptaków, w tym 160 lęgowych (Tab. 12.1). Aż 55 gatunków, w tym 34 przeprowadzające lęgi, jest wymienionych w i Załączniku Dyrektywy Rady 79/409/ EWG. Obserwowane taksony stanowią niemal połowę z 451 gatunków ptaków tworzących awifaunę Polski2. Wśród nich 192 gatunki są w świetle polskiego prawa objęte ochroną ścisłą, dziewięć – częściową, a 12 to gatunki łowne. Spośród gatunków objętych ochroną czterech dotyczy zakaz umyślnego okaleczania lub chwytania, 196 – zakaz umyślnego niszczenia ich jaj, 46 – zakaz transportu, 55 gatunków wymaga ochrony czynnej, a 11 – ustalenia stref ochrony ostoi, miejsc rozrodu lub regularnego przebywania (Dz.U. 2014, poz. 1348; Dz.U. 2005 Nr 45, poz. 433 1 2 Znaczenie Narwiańskiego Parku Narodowego dla ochrony awifauny siedlisk wodno-błotnych podkreśla jego symbol, którym jest błotniak stawowy. Stanu na dzień 31 grudnia 2015 r., według podziału przyjętego przez Komisję Faunistyczną Sekcji Ornitologicznej Polskiego Towarzystwa Zoologicznego. i 434). Według BirdLife International (2004) dwa gatunki są zagrożone w skali globalnej, światowa populacja 15 z nich jest skoncentrowana w Europie i ma niekorzystny status ochronny w skali kontynentu, a 24 kolejne taksony mają również niekorzystny status ochronny w Europie, lecz ich światowa populacja nie jest w niej skoncentrowana. W Bagiennej Dolinie Narwi występuje 37 gatunków wpisanych do Polskiej Czerwonej Księgi Zwierząt (Głowaciński 2001), w tym 15 lęgowych. Podczas badań terenowych obserwowano 95 gatunków ptaków wytypowanych do objęcia programem Monitoring Ptaków Mokradeł w ramach Państwowego Monitoringu Środowiska. Spośród nich aż 67 taksonów uznano za lęgowe na obszarze Bagiennej Doliny Narwi. Dawniej, przed 2003 r., w Narwiańskim Parku Narodowym i w jego otulinie, oprócz stwierdzonych obecnie 213 gatunków ptaków, obserwowano jeszcze trzy gatunki lęgowe: cietrzewia Tetrao tetrix, perkoza rdzawoszyjego Podiceps grisegena i kraskę Coracias garrulus oraz 10 gatunków ptaków zalatujących: ohara Tadorna tadorna, kulika mniejszego Numenius phaeopus, biegusa małego Calidris temminckii i malutkiego C. minuta, brodźca śniadego Tringa erythropus, rybitwę wielkodziobą Hydroprogne caspia, kanię rudą Milvus milvus, żołnę Merops apiaster, świergotka tajgowego Anthus hodgsoni i rdzawogardłego A. cervinus (Sterzyńska 2004). Za wyjątkiem cietrzewia i kraski wielce prawdopodobne jest, że taksony te pojawiały się na opisywanym terenie także w latach późniejszych, w okresie wędrówek. W czasie migracji sezonowych, zwłaszcza wiosną, Bagienna Dolina Narwi jest bardzo ważnym miejscem koncentracji ptaków, szczególnie wodno-błotnych. Podtapiane, słabo zadrzewione szuwary i łąki w dolinie Narwi są doskonałym miejscem odpoczynku i żerowania szeregu gatunków ptaków w drodze na tereny lęgowe. Dynamika liczebności przelotu i koncentracji ptaków jest jednak bardzo zróżnicowana w poszczególnych latach. Wysokie i długotrwałe wiosenne wezbrania wód Narwi sprzyjają grupowaniu się wielkich ilości blaszkodziobych Anseriformes 227 Ryc. 12.1 Świstuny Anas penelope (fot. J. da Costa) Ryc. 12.2 Gęgawy Anser anser nad Narwią (fot. M. Pruszyński) Ryc. 12.3 Rybitwa białoskrzydła Chlidonias leucopterus (fot. J. da Costa) 228 Ryc. 12.4 Uszatka błotna Asio flammeus (fot. M. Jastrzębski) Ryc. 12.5 Wodniczka Acrocephalus paludicola (fot. M. Jastrzębski) i siewkowych Charadriiformes, natomiast przedłużająca się zima i brak wiosennych wylewów znacznie ogranicza to zjawisko. Ocena dynamiki, składu gatunkowego oraz liczebności ptaków przelatujących nad obszarem Narwiańskiego Parku Narodowego prowadzona na potrzeby Planu Ochrony NPN (Krogulec 2013) wykazała obecność ponad 12 tysięcy ptaków migrujących pomiędzy połową marca i początkiem maja 2013 roku. Największy przelot dotyczył blaszkodziobych, których liczebność przekraczała osiem tysięcy, z czego prawie sześć tysięcy stanowiły kaczki Anatinae, a wśród nich głównie głowienki Aythya ferina, czernice A. fuligula, płaskonosy Anas clypeata, świstuny A. penelope (Ryc. 12.1), krzyżówki A. platyrhynchos i cyraneczki A. crecca. Pozostałe ponad dwa tysiące przelatujących blaszkodziobych stanowiły gęsi Anserinae, z których niemalże wszystkie należały do czterech gatunków: łabędź niemy Cygnus olor, gęgawa Anser anser (Ryc. 12.2), gęś zbożowa A. fabalis i gęś białoczelna A. albifrons. Spośród 3,5 tysiąca obserwowanych siewkowych ponad dwa tysiące stanowiły bataliony Calidrix pugnax. Znaczny udział wśród tej grupy migrantów miały także mewy Laridae (łącznie ponad tysiąc osobników), głównie śmieszka Chroicocephalus ridibundus oraz rybitwy Sternidae, głównie rybitwa białoskrzydła Chlidonias leucopterus (Ryc. 12.3). Spośród wróblowych Passeriformes na przelotach dominowały skowronki Alauda arvensis. Ornitofauna zimująca Bagiennej Doliny Narwi w latach 2003–2015 liczyła 66 gatunków ptaków i w porównaniu do danych z lat 1980–2000 (Sterzyńska i in. 2002) zauważyć można znaczny wzrost, bo aż o 23 taksony, liczby gatunków ptaków obserwowanych zimą. Z pewnością jest to wynik znacznie łagodniejszych zim w ostatnich latach, ale nie mniej istotnym czynnikiem jest o wiele lepsze rozpoznanie oraz całoroczna penetracja terenów atrakcyjnych przyrodniczo przez znacznie szerszą rzeszę ornitologów – amatorów, wyposażonych w coraz lepszy sprzęt optyczny. Bagienna Dolina Narwi jest miejscem gniazdowania niezwykle rzadkich gatunków ptaków w skali całego kraju. Liczebność populacji lęgowych czterech gatunków ptaków uznanych za gniazdujące na opisywanym obszarze w latach 2003–2015, rożeńca Anas acuta, uszatki błotnej Asio flammeus (Ryc. 12.4), zaroślówki Acrocephalus dumetorum i wójcika Phylloscopus trochiloides, w całej Polsce nie przekracza stu par3. Narwiański Park Narodowy jest również drugim, po dolinie Biebrzy, miejscem występowania największej populacji wodniczki Acrocephalus paludicola (Ryc. 12.5) na Podlasiu (Wilk i in. 2010; Świętochowski i in. 2012). Wodniczka jest ptakiem, za którego przetrwanie Polska ponosi wyjątkową odpowiedzialność. Według Światowej Czerwonej Listy Gatunków IUCN z roku 2010 jest to jeden z trzech globalnie zagrożonych gatunków ptaków, które regularnie pojawiają się w Polsce, i jedyny wśród nich, którego polska populacja jest istotną częścią światowej. Liczebność wodniczki znacznie spadła w wyniku utraty odpowiednich siedlisk. Straty te były w większości spo3 Według ustaleń Komisji Faunistycznej Sekcji Ornitologicznej Towarzystwa Zoologicznego, stan na dzień 31 grudnia 2015 r. 229 Ryc. 12.6 Samiec błotniaka stawowego Circus aeruginosus (fot. M. Perkowski) wodowane odwodnieniem torfowisk oraz terenów zalewowych na potrzeby rolnictwa. Inne zmiany środowiska, w tym głównie zaprzestanie użytkowania łąkarskiego, stały się znaczące dopiero po dużych zmianach w reżimie hydrologicznym mokradeł, niemniej obecnie odgrywają istotną rolę. Wodniczka, jako gatunek związany z dobrze wykształconymi, typowymi szuwarami turzycowymi o strukturze kępowej, jest wyjątkowo wrażliwa na pogorszenie warunków siedliskowych. Liczebność jej populacji silnie fluktuuje z roku na rok i zwykle jest większa w latach mokrych. Najliczniejszą populację lęgową tego stenotopowego gatunku w Narwiańskim Parku Narodowym i jego otulinie stwierdzono w 1994 r., gdy obserwowano około 60 stacjonarnych samców (Lewartowski 1994). Przeprowadzone w ostatnich latach badania wykazały spadek liczebności śpiewających samców wodniczki, z 34 osobników w roku 2009, do zaledwie 15 w roku 2014. Tendencja ta jednak mogła ulec zahamowaniu lub odwróceniu, gdyż w roku 2015 stwierdzono 24 terytorialne samce wodniczki (Pruszyński 2012 i dane niepubl.). Poza wymienionymi wyżej gatunkami ptaków Bagienna Dolina Narwi obfituje jeszcze w wiele innych cennych taksonów. Wśród nich można wyróżnić charakterystyczne grupy gatunków zajmujące specyficzne siedliska. Typowymi ptakami preferującymi trzcinowiska w dolinie Narwi są bąk Botaurus stellaris, bączek Ixobrychus minutus i błotniak stawowy Circus aeruginosus (Ryc. 12.6). Przedstawicielami cennych gatunków starorzeczy są rybitwy czarna Chlidonias niger i białoskrzydła Ch. leucopterus. Rozległe turzycowiska Narwiańskiego Parku Narodowego zamieszkują dwa bekasy: kszyk Gallinago gallinago i dubelt G. media (Ryc. 12.7). Do lęgów przystępują tu także chruściele: kropiatka Porzana porzana i zielonka P. parva oraz kaczka cyranka Anas querquedula. Do gatunków zajmujących ekstensywnie koszone łąki zaliczyć można derkacza 230 Crex crex (Ryc. 12.8), rycyka Limosa limosa (Ryc. 12.9) i krwawodzioba Tringa totanus (Ryc. 12.10), a liczne zarośla zamieszkuje podróżniczek Luscinia svecica. Wielkość i stan zachowania populacji wymienionych wyżej taksonów, niezależnie od grupy gatunków zamieszkujących określone siedliska, podlega pewnym trendom. Niestety zauważalny jest silny spadek populacji rycyka i krwawodzioba. Pewnym naturalnym fluktuacjom podlega na opisywanym terenie liczebność bączka oraz rybitw czarnej i białoskrzydłej. Od szeregu lat obserwowany jest niski, lecz w miarę stabilny stan liczebności cyranki i dubelta. Stan populacji pozostałych gatunków ptaków, cennych dla obszaru Bagiennej Doliny Narwi, również utrzymuje się na bezpiecznym i niezmieniającym się poziomie. Głównym czynnikiem, który wpływa na spadek liczebności ptaków wodno-błotnych są zmiany w hydrologii doliny Narwi, które w istotny sposób ograniczają refugia dogodne do lęgów i zdobywania pokarmu. Skrócenie okresu wylewów Narwi, a w ostatnim okresie ich coraz częstszy brak, jak i niskie stany wód gruntowych od kwietnia do sierpnia przyczyniają się do zaniku miejsc gniazdowych oraz utraty i pogorszenia jakości siedlisk żerowiskowych. Zmiany warunków wodnych powodują coraz większą izolację niektórych starorzeczy, zmniejszenie powierzchni narwiańskich rozlewisk, a w połączeniu z zaniechaniem użytkowania kośnego – niekorzystne przemiany roślinności. Od drugiej połowy lat 80. ubiegłego wieku szuwary turzycowe są zastępowane przez zbiorowiska z dominacją trzciny, co prowadzi do zaniku siedlisk dogodnych dla wielu gatunków ptaków, w tym gatunków kluczowych w obszarze: kropiatki, derkacza, dubelta, wodniczki, rycyka i krwawodzioba. Spadek uwodnienia mokradeł zwiększa także ich dostępność, a zwiększona penetracja miejsc gniazdowania przez ludzi może istotnie wpływać na sukces lęgowy. Przesuszenie mokradeł, w powiązaniu z dyna- Ryc. 12.7 Dubelt Gallinago media (fot. M. Jastrzębski) Ryc. 12.8 Derkacz Crex crex (fot. M. Jastrzębski) Ryc. 12.10 Krwawodziób Tringa totanus (fot. J. da Costa) Ryc. 12.9 Rycyk Limosa limosa (fot. J. da Costa) micznym rozwojem populacji rodzimych i obcych gatunków drapieżników, jest także ważnym zagrożeniem na terenach lęgowych. Ułatwienie możliwości penetracji przesuszonych siedlisk przez kunę leśną, lisa, dzika, ale również norkę amerykańską i jenota, naraża lęgi na straty. Istotny wpływ na kondycję populacji ptaków ma także postępująca intensyfikacja rolnictwa na terenach przyległych do doliny Narwi. Wprowadzanie monokultur, chemizacja i mechanizacja, zwielokrotnienie liczby pokosów na łąkach, zbyt duża obsada zwierząt gospodarskich na pastwiskach, wpływają negatywnie na liczebność ptaków 231 związanych z krajobrazem rolniczym, w tym również gatunków wielośrodowiskowych. Niezwykle istotnym problemem w aspekcie dużych ptaków gniazdujących na starych drzewach jest znikoma powierzchnia lasów i stosunkowo młody wiek drzewostanów w dolinie Narwi i na terenach sąsiednich. Ochrona awifauny Narwiańskiego Parku Narodowego musi być ukierunkowana na odtworzenie biotopów poprzez: • zachowanie i odtworzenie zasobów wodnych odpowiednich dla właściwego stanu ekosystemów oraz siedlisk hydrogenicznych; • skuteczne przeciwdziałanie sukcesji wtórnej na siedliskach nieleśnych, odtworzenie i zachowanie turzycowisk i ekstensywne ich użytkowanie zgodnie z wymogami poszczególnych gatunków ptaków i dobrą praktyką rolniczą; • zachowanie starorzeczy oraz utrzymanie strefy szuwarów na obrzeżu małych zbiorników wodnych oraz w strefach przyległych do koryt rzecznych; • utrzymanie dotychczasowych areałów ekstensywnych użytków zielonych oraz zarośli. Zachowanie różnorodności gatunkowej i zatrzymanie spadku liczebności populacji ptaków powinno być wspomagane odłowem norki amerykańskiej oraz ograniczaniem ryzyka kolizji spowodowanego fragmentacją krajobrazu poprzez budowę nowych dróg. Literatura Birdlife International 2004. Birds in the European Union: a status assessment. Wageningen, The Netherlands. Birdlife International. Dyrektywa Parlamentu Europejskiego i Rady 2009/147/WE z dnia 30 listopada 2009 r. w sprawie ochrony dzikiego ptactwa (Dyrektywa Ptasia). Głowaciński Z. (red.). 2001. Polska Czerwona Księga Zwierząt. Kręgowce. PWRiL, Warszawa. Krogulec J. (red.). 2013. Operat fauny w zakresie ornitofauny (projekt). Plan Ochrony Narwiańskiego Parku Narodowego. ProHabitat, Białystok (mscr.). Lewartowski Z. 1994. Monitoring ornitologiczny w dolinie Narwi na terenie Narwiańskiego Parku Krajobrazowego – badania rozmieszczenia i liczebności wskaźnikowych gatunków ptaków (mscr., archiwum Narwiańskiego Parku Narodowego). Państwowy Monitoring Środowiska 2007. Monitoring Ptaków Mokradeł. Instrukcja dla obserwatorów. Pruszyński M. 2012. Liczebność i rozmieszczenie wodniczki Acrocephalus paludicola w Narwiańskim Parku Narodowym i jego otulinie w 2012 r. OTOP, NPN, Kurowo (mscr.). Sterzyńska M. 2004. Fauna lądowa. [W:] H. Banaszuk (red.), Przyroda Podlasia. Narwiański Park Narodowy. Monografia przyrodnicza. Narwiański Park Narodowy, Białystok. Sterzyńska M., Nowakowski J., Górski A., Raczyński J., Gębczyńska Z., Chętnicki W., Pilipuk I., Sterzyński W., Winiarska G., Wegner E. 2002. Operat ochrony fauny. Plan Ochrony Narwiańskiego Parku Narodowego (mscr., archiwum Narwiańskiego Parku Narodowego). Świętochowski P., Grygoruk G., Wereszczuk M., Korniluk M., Białomyzy P., Tumiel T. 2012. Inwentaryzacja ptaków w obszarze Natura 2000 Bagienna Dolina Narwi PLB200001. TOS ProHabitat, Białystok (mscr.). Wilk T., Jujka M., Krogulec J., Chylarecki P. (red.) 2010. Ostoje ptaków o znaczeniu międzynarodowym w Polsce. OTOP, Marki. Tab. 12.1 Charakterystyka awifauny Narwiańskiego Parku Narodowego i jego otuliny w latach 2003–2015 232 Lp. Nazwa polska Nazwa naukowa A B C D 1 łabędź niemy Cygnus olor + + + 1, (2) 2 łabędź czarnodzioby Cygnus columbianus 3 łabędź krzykliwy Cygnus cygnus 4 bernikla białolica Branta leucopsis 5 gęgawa Anser anser 6 gęś zbożowa Anser fabalis Ł 7 gęś białoczelna Anser albifrons Ł 8 gągoł Bucephala clangula + 1 (+), (2) 9 bielaczek Mergellus albellus + 1, (2) 10 nurogęś Mergus merganser + 1 (+), (2) 11 szlachar Mergus serrator 12 głowienka Aythya ferina 13 podgorzałka Aythya nyroca 14 czernica Aythya fuligula 15 cyranka Anas querquedula + + 1 (+), (2) 16 płaskonos Anas clypeata + + 1 (+), (2) 17 krakwa Anas strepera + + 1 (+), (2) 18 świstun Anas penelope + + + + E F G + 1, (2) + 1, (2) + 1, (2) + + Ł + + + 1 (+), 4, (2) EN Ł 1 (+), (2) + + + + EN Ł 1, (2) H + + 3 + 3 + + CR + Lp. Nazwa polska Nazwa naukowa 19 świstun amerykański Anas americana 20 krzyżówka Anas platyrhynchos 21 rożeniec Anas acuta + 1 (+), (2) 22 cyraneczka Anas crecca + + Ł 23 przepiórka Coturnix coturnix + + 1, (2) 24 bażant Phasianus colchicus + + + Ł 25 kuropatwa Perdix perdix + + + Ł 26 perkozek Tachybaptus ruficollis + + 27 perkoz dwuczuby Podiceps cristatus + + 28 zausznik Podiceps nigricollis + 29 gołąb miejski Columba livia forma urbana + 30 siniak Columba oenas + 31 grzywacz Columba palumbus + + Ł 32 turkawka Streptopelia turtur + + 1, (2) 33 sierpówka Streptopelia decaocto + + 34 lelek Caprimulgus europaeus + + 1, (2) + 35 jerzyk Apus apus + + 1 (+), (2) + 36 kukułka Cuculus canorus + + 1, (2) 37 wodnik Rallus aquaticus + + 1, (2) 38 derkacz Crex crex + + 1 (+), (2) + 39 kropiatka Porzana porzana + + 1 (+), (2) + 40 zielonka Porzana parva + + 1, (2) + 41 kokoszka Gallinula chloropus + + 1, (2) + 42 łyska Fulica atra + + Ł + 43 żuraw Grus grus + + 1, (2) + 44 siewka złota Pluvialis apricaria 1, (2) + 45 sieweczka rzeczna Charadrius dubius 46 czajka Vanellus vanellus 47 kulik wielki Numenius arquata A B C D + + + Ł + + + + + G H + EN + + 3 + 3 + 1, (2) + 1, (2) + 2, (2) 1, (2) + 1, (2) + 1 + + NT 2 + + 1 (+), (2) 2 1 (+), (2)(3) 2 rycyk Limosa limosa batalion Calidris pugnax 1 (+), (2)(3) 50 biegus zmienny Calidris alpina 1 (+), (2)(3) + EXP 1, (2) 48 + F 1, (2) 49 + E 1 (+), (2)(3) + VU 2 + + + EN + EN + 51 słonka Scolopax rusticola + + Ł 52 dubelt Gallinago media + + 1, (2)(3) 53 kszyk Gallinago gallinago + + 1, (2)(3) 54 bekasik Lymnocryptes minimus 55 brodziec piskliwy Actitis hypoleucos + + 1, (2)(3) + 56 samotnik Tringa ochropus + + 1 (+), (2)(3) + 57 kwokacz Tringa nebularia 3 + + VU 3 1, (2)(3) + + CR + 1, (2) 58 krwawodziób Tringa totanus 59 łęczak Tringa glareola 60 śmieszka Chroicocephalus ridibundus 61 mewa mała Hydrocoloeus minutus 62 mewa siwa Larus canus 1 (+), (2) 63 mewa żółtonoga Larus fuscus 1, (2) 64 mewa srebrzysta Larus argentatus 2, (2) 65 mewa białogłowa Larus cachinnans 66 rybitwa rzeczna Sterna hirundo 67 rybitwa białoczelna Sternula albifrons 68 rybitwa białowąsa Chlidonias hybrida + 69 rybitwa czarna Chlidonias niger + 70 rybitwa białoskrzydła Chlidonias leucopterus + + + 1 (+), (2)(3) 1 (+), (2)(3) + + 2 + 3 + CR 1, (2) + 1 (+), (2)(3) LC 2 + + + + 2, (2) + + + 1 (+), (2)(3) + 1 (+), (2)(3) + + 1 (+), (2)(3) + + 1 (+), (2)(3) + + 1 (+), (2)(3) + NT + LC + 3 + NT + 233 234 Lp. Nazwa polska Nazwa naukowa A B 71 bocian czarny Ciconia nigra 72 bocian biały 73 74 C D E Ciconia ciconia + + bąk Botaurus stellaris + bączek Ixobrychus minutus + 75 ślepowron Nycticorax nycticorax 76 czapla siwa Ardea cinerea 77 czapla biała Ardea alba 1 (+), 4, (2)(3) + 1 (+), (2) + + 1, (2) + LC + + 1 (+), (2) + VU + 1 (+), 4, (2)(3) + LC + 78 czapla nadobna Egretta garzetta 79 kormoran Phalacrocorax carbo 80 rybołów Pandion haliaetus 81 trzmielojad Pernis apivorus + + 1, (2)(3) + 82 orlik krzykliwy Clanga pomarina + + 1 (+), 4, (2)(3) + 83 orlik grubodzioby Clanga clanga 1 (+), (1)(3) 84 orzeł przedni Aquila chrysaetos 1 (+), (1)(3) 85 orzełek Hieraaetus pennatus 86 błotniak stawowy Circus aeruginosus 87 błotniak zbożowy Circus cyaneus 88 błotniak łąkowy Circus pygargus + + 89 krogulec Accipiter nisus + + + F G + 2 + 2, (2) + 1, (2) + 1, (2)(3) + + 2, (2) 1 (+), 4, (1)(3) + + + + H + + VU + LC + + CR + + EN 1 (+), 4, (1)(3) + CR 1 (+), (2)(3) + 1 (+), (2)(3) + 1 (+), (2)(3) + 2 + 3 VU + + 1, (2)(3) 90 jastrząb Accipiter gentilis + + 1, (2)(3) 91 bielik Haliaeetus albicilla + + 1, 4, (2)(3) + 1 LC + 92 kania czarna Milvus migrans 1 (+), 4, (2)(3) + 3 NT + 93 myszołów włochaty Buteo lagopus 94 myszołów Buteo buteo 95 płomykówka Tyto alba 96 sóweczka Glaucidium passerinum 97 pójdźka Athene noctua 98 uszatka Asio otus 99 uszatka błotna Asio flammeus 100 puszczyk Strix aluco 101 puchacz Bubo bubo 102 dudek Upupa epops 103 krętogłów 104 dzięcioł zielonosiwy + + 1, (2) + + 1, (2)(3) + + 1 (+), (2)(3) 1 (+), 4, (2)(3) + + + + + + + + + LC + VU + NT 1, (2) 1 (+), (2)(3) + + 1 (+), (2)(3) 1, (2) + 1 (+), 4, (2)(3) + + 1 (+), (2) Jynx torquilla + + Picus canus + + + 3 1 (+), (2) + 105 dzięcioł zielony Picus viridis + + dzięcioł czarny Dryocopus martius + + + 1 (+), (2) 107 dzięcioł duży Dendrocopos major + + + 1, (2) 1, (2) + + 1 (+), (2) + 1 (+), (2)(3) + 1 (+), (2) 108 dzięcioł białoszyi Dendrocopos syriacus + + 109 dzięcioł średni Dendrocopos medius + + 110 dzięcioł białogrzbiety Dendrocopos leucotos + + 111 dzięciołek Dendrocopos minor + + + 1, (2) 112 zimorodek Alcedo atthis + + 1, (2) 113 pustułka Falco tinnunculus kobczyk Falco vespertinus 115 drzemlik Falco columbarius 116 kobuz Falco subbuteo 117 sokół wędrowny Falco peregrinus 118 wilga 119 + + 1, (2) + 106 114 + + + 2 + NT + + 1 (+), (2) + 3 1, (2) 1, (2) + + Oriolus oriolus + + 1, (2) gąsiorek Lanius collurio + + 1, (2) 120 srokosz Lanius excubitor + + + 1, (2) 121 sójka Garrulus glandarius + + + 1, (2) 122 sroka Pica pica + + + 2, (2) + EXP + 1 (+), (2)(3) 1 (+), 4, (2)(3) CR + 3 3 Lp. Nazwa polska Nazwa naukowa A B C D E F G H 123 orzechówka Nucifraga caryocatactes + 124 kawka Corvus monedula + + 1, (2) 125 gawron Corvus frugilegus + + + 1, 2, (2) 126 kruk Corvus corax + + + 2, (2) 127 wrona siwa Corvus cornix + + + 2, (2) 128 pokrzywnica Prunella modularis + + 129 wróbel Passer domesticus + + + 1 (+), (2) 3 130 mazurek Passer montanus + + + 1, (2) 3 131 świergotek drzewny Anthus trivialis + + 1, (2) 132 świergotek łąkowy Anthus pratensis + + 1, (2) 133 świergotek polny Anthus campestris + + 1, (2) 134 pliszka żółta Motacilla flava + + 1, (2) + 135 pliszka cytrynowa Motacilla citreola 1, (2)(3) + 136 pliszka siwa Motacilla alba + + 1, (2) + 137 zięba Fringilla coelebs + + 138 jer Fringilla montifringilla 139 grubodziób Coccothraustes coccothraustes + + 140 dziwonia Erythrina erythrina + + 141 gil Pyrrhula pyrrhula + + + 1, (2) 142 dzwoniec Chloris chloris + + + 1, (2) 143 makolągwa Linaria cannabina + + 144 rzepołuch Linaria flavirostris + 1, (2) 145 czeczotka Acanthis flammea + 1, (2) 146 krzyżodziób świerkowy Loxia curvirostra 147 szczygieł Carduelis carduelis + + 148 kulczyk Serinus serinus + + 149 czyż Spinus spinus + + 150 śnieguła Plectrophenax nivalis 151 potrzeszcz Emberiza calandra + + 152 ortolan Emberiza hortulana + + 153 trznadel Emberiza citrinella + + 154 potrzos Emberiza schoeniclus + + 155 sosnówka Periparus ater + + + 1, (2) 156 czubatka Lophophanes cristatus + + + 1, (2) 157 sikora uboga Poecile palustris + + + 1, (2) 158 czarnogłówka Poecile montanus + + + 1, (2) 159 modraszka Cyanistes caeruleus + + + 1, (2) 160 bogatka Parus major + + + 1, (2) 161 remiz Remiz pendulinus + + 162 górniczek Eremophila alpestris 163 lerka Lullula arborea + + 1, (2) 164 skowronek Alauda arvensis + + 1, (2) 165 dzierlatka Galerida cristata 166 wąsatka Panurus biarmicus + + 1, (2) 167 brzęczka Locustella luscinioides + + 1, (2) + 168 strumieniówka Locustella fluviatilis + + 1, (2) + 169 świerszczak Locustella naevia + + 1, (2) + 170 zaganiacz Hippolais icterina + + 1, (2) 171 wodniczka Acrocephalus paludicola + + 1 (+), (2)(3) 172 rokitniczka Acrocephalus schoenobaenus + + 1, (2) + 173 zaroślówka Acrocephalus dumetorum + + 1, (2)(3) + 174 łozówka Acrocephalus palustris + + 1, (2) + 1, (2) 1, (2) + 1, (2) + 1, (2) + 1, (2) + + 1, (2) + 1, (2) 1, (2) + 2 LC + 1, (2) 1, (2) + 1, (2) + 1, (2) 1, (2) 1, (2) + 2 + 2 1, (2) 1, (2) 3 1, (2) + + + 1, (2) + 2 3 1, (2) LC + VU + + 235 Lp. Nazwa polska Nazwa naukowa A B 175 trzcinniczek Acrocephalus scirpaceus + + 1, (2) + 176 trzciniak Acrocephalus arundinaceus + + 1, (2) + 177 oknówka Delichon urbicum + 1, (2) 3 178 dymówka Hirundo rustica + 1, (2) 3 179 brzegówka Riparia riparia + 1, (2) 3 + 180 świstunka leśna Phylloscopus sibilatrix + 1, (2) 2 + 181 piecuszek Phylloscopus trochilus + + 1, (2) 182 pierwiosnek Phylloscopus collybita + + 1, (2) 183 wójcik Phylloscopus trochiloides + 1, (2)(3) 184 raniuszek Aegithalos caudatus + + 185 kapturka Sylvia atricapilla + + 1, (2) 186 gajówka Sylvia borin + + 1, (2) 187 jarzębatka Sylvia nisoria + + 1, (2) 188 piegża Sylvia curruca + + 1, (2) 189 cierniówka Sylvia communis + + 190 mysikrólik Regulus regulus + + 191 zniczek Regulus ignicapilla 192 jemiołuszka Bombycilla garrulus 193 pełzacz leśny Certhia familiaris 194 pełzacz ogrodowy Certhia brachydactyla 195 kowalik Sitta europaea + + + 1, (2) 196 strzyżyk Troglodytes troglodytes + + + 1, (2) 197 szpak Sturnus vulgaris + + 1, (2) 3 198 muchołówka szara Muscicapa striata + + 1, (2) 3 199 rudzik Erithacus rubecula + + 1, (2) 200 słowik szary Luscinia luscinia + + 1, (2) 201 podróżniczek Luscinia svecica + + 1, (2) + + + C + + E F G H 1, (2) + 1, (2) + + + D 1, (2) 1, (2) + 1, (2) + 1, (2) + 1, (2) 202 muchołówka mała Ficedula parva + + 1, (2) 203 muchołówka żałobna Ficedula hypoleuca + + 1, (2) 204 muchołówka białoszyja Ficedula albicollis + + 1, (2) 205 pleszka Phoenicurus phoenicurus + + 1, (2) 206 kopciuszek Phoenicurus ochruros + + 1, (2) 207 pokląskwa Saxicola rubetra + + 1, (2) 208 białorzytka Oenanthe oenanthe + 1, (2) 209 paszkot Turdus viscivorus + + 1, (2) 210 śpiewak Turdus philomelos + + 1, (2) 211 droździk Turdus iliacus + + 1, (2) 212 kos Turdus merula + + + 1, (2) 213 kwiczoł Turdus pilaris + + + 1, (2) + NT + + 2 3 A. Gatunki ptaków lęgowe na obszarze Narwiańskiego Parku Narodowego. B. Gatunki ptaków lęgowe na obszarze Bagiennej Doliny Narwi (PLB 200001). C. Gatunki ptaków obserwowane na obszarze Bagiennej Doliny Narwi (PLB 200001) w okresie zimy. D. Status wg Rozporządzenia Ministra Środowiska z dnia 7 października 2014 r. w sprawie ochrony gatunkowej zwierząt oraz Rozporządzenia Ministra Środowiska z dnia 11 marca 2005 r. w sprawie ustalenia listy gatunków zwierząt łownych: 1 – objęte ochroną ścisłą z wyszczególnieniem gatunków wymagających ochrony czynnej (+); 2 – objęte ochroną częściową; 4 – gatunki zwierząt wymagające ustalenia stref ochrony, miejsc rozrodu i regularnego przebywania; gatunek, którego dotyczy zakaz: (1) umyślnego okaleczania lub chwytania; (2) umyślnego niszczenia ich jaj lub form rozwojowych; (3) transportu; Ł – gatunki ptaków łownych. E. Gatunki wymienione w załączniku i Dyrektywy Ptasiej; F. Status SPEC (ang. Species of European Conservation Concern) – wg BirdLife International (2004): 1 – gatunek zagrożony w skali globalnej, 2 – niekorzystny status ochronny w Europie, światowa populacja jest skoncentrowana w Europie; 3 – niekorzystny status ochronny w Europie, światowa populacja nie jest skoncentrowana w Europie; G. Kategoria zagrożenia wg Polskiej Czerwonej Księgi Zwierząt (Głowaciński 2001): EXP – gatunki zanikłe lub prawdopodobnie zanikłe w Polsce; CR – gatunki skrajnie zagrożone; EN – gatunki bardzo wysokiego ryzyka, silnie zagrożone; VU – gatunki wysokiego ryzyka, narażone na wyginiecie; NT – gatunki niższego ryzyka, ale bliskie zagrożenia, LC – gatunki na razie nie zagrożone. H. Gatunki ptaków objęte Monitoringiem Ptaków Mokradeł wg IOŚ 2007 236
