Wybrane mechanizmy chorobotwórczości pałeczek Campylobacter
advertisement
MED. DOŚW. MIKROBIOL., 2014, 66: 47 - 58 Wybrane mechanizmy chorobotwórczości pałeczek Campylobacter jejuni Selected mechanisms of pathogenicity of Campylobacter jejuni Natalia Rokosz-Chudziak, Waldemar Rastawicki Zakład Bakteriologii NIZP-PZH w Warszawie Pałeczki Campylobacter są obecnie jednym z najczęściej izolowanych etiologicznych czynników zatruć i zakażeń pokarmowych pochodzenia bakteryjnego u ludzi. Drobnoustroje te posiadają różne mechanizmy zjadliwości biorące udział w wywoływaniu zakażenia w organizmie człowieka. Do mechanizmów tych zalicza się przede wszystkim ruchliwość, zdolność do produkcji toksyn oraz inwazyjność. Prezentowany artykuł ma na celu przedstawienie aktualnej wiedzy na temat wybranych czynników chorobotwórczości pałeczek C. jejuni. Słowa kluczowe: Campylobacter jejuni, patogenność, czynniki zjadliwości ABSTRACT Campylobacter jejuni is one of the most common causes of bacterial diarrhea worldwide. Various virulence factors of C. jejuni contribute to survival and participate in the induction of infection in the human body. The virulence mechanisms such as motility, toxin production or invasive properties allow the bacteria to survive in the human body. The article presents the current knowledge on selected virulence mechanisms of C. jejuni. Key words: Campylobacter jejuni, pathogenicity; virulence factors WPROWADZENIE Pałeczki Campylobacter są obecnie jednym z najczęściej izolowanych etiologicznych czynników zatruć i zakażeń pokarmowych pochodzenia bakteryjnego u ludzi (47). Zakażenia u ludzi wywołują głównie pałeczki należące do gatunków C. jejuni, C. coli i C. lari, spośród których najczęściej od ludzi są izolowane pałeczki C. jejuni (47). Powszechne występowanie pałeczek C. jejuni w skażonych produktach pochodzenia zwierzęcego oraz w zanieczyszczonej wodzie pitnej, prowadzi do bezobjawowych bądź objawowych zakażeń człowieka, manifestujących się ostrą chorobą zakaźną zwaną kampylobakteriozą (8, 15). 48 N. Rokosz-Chudziak, W. Rastawicki Nr 1 Do charakterystycznych objawów chorobowych należą: wodnisto-śluzowa biegunka, często z obecnością krwi w kale, nudności, wymioty, ból brzucha, podwyższona temperatura ciała. Po przebytym zakażeniu pałeczkami C. jejuni u niektórych chorych osób może dojść do powikłań w postaci reaktywnego zapalenia stawów bądź powikłań neurologicznych, takich jak zespół Guillain-Barré. Prezentowana praca poglądowa stanowi fragment rozprawy doktorskiej pierwszego autora, pt. „Ocena przydatności rekombinowanych białek oraz komórkowych antygenów Campylobacter jejuni w serodiagnostyce kampylobakteriozy u ludzi” i ma na celu omówienie najważniejszych czynników chorobotwórczości pałeczek C. jejuni. CHOROBOTWÓRCZOŚĆ PAŁECZEK C. JEJUNI Pomimo tego, iż pałeczki C. jejuni są obecnie jednym z najczęstszych etiologicznych czynników zaburzeń żołądkowo – jelitowych u ludzi nie poznano ich wszystkich mechanizmów chorobotwórczości (10). To, czy w przebiegu zakażenia pałeczkami C. jejuni dojdzie do wystąpienia objawów klinicznych zależy od liczby drobnoustrojów (dawki zakaźnej), immunologicznego stanu osoby zakażonej jak i od stopnia wirulencji szczepu pałeczek C. jejuni (21, 24). Pałeczki C. jejuni po przedostaniu się drogą pokarmową do przewodu pokarmowego człowieka i przetrwaniu w niesprzyjającym im kwaśnym środowisku żołądka, docierają do komórek nabłonka jelita, gdzie dzięki zdolności do ruchu, czynnikom adhezyjnym (CadF, JlpA, PEB1, MOMP, CapA, FlaC, FspA) oraz pozostałym czynnikom wirulencji, przenikają przez śluzówkę i wnikają do komórek nabłonka jelitowego (10, 24, 58). Pod wpływem wydzielanych przez C. jejuni toksyn i białek sekrecyjnych dochodzi do aktywacji odpowiedzi komórkowej, między innymi poprzez aktywację receptorów wewnątrzkomórkowych NOD1 (ang. nucleotide – binding oligomerization domain). Może również dojść do destrukcji i apoptozy zakażonych komórek nabłonka jelita (24). Dotychczasowe badania in vitro nad przebiegiem tego procesu dowodzą, że dochodzi do wędrówki komórek dendrytycznych, neutrofili i makrofagów do miejsca zapalenia, a następnie, w wyniku ich pobudzenia, do stymulacji produkcji czynników zapalnych, takich jak IL-1, IL-6, IL-8, IL10, Il-12, IL-22, IFN-γ i TNFα. Zwiększenie wydzielania IL–12 przez makrofagi aktywuje odpowiedź komórkową typu Th1 (35). Nie stwierdzono, aby w procesie tym brały udział receptory TLR5, TLR2 czy TLR9, które są stymulowane w większości infekcji bakteryjnych, natomiast sugeruje się, że receptory TLR4 biorą udział w stymulacji komórek dendrytycznych przez lipooligosacharyd C. jejuni (24, 35). Stwierdzono również, że bakterie te potrafią przemieszczać się pomiędzy komórkami jelita jak również unikać działania czynników reakcji zapalnej chroniąc się w wakuoli (ang. CCV - Campylobacter-containing vacuoles) wytworzonej przez komórkę nabłonka jelita w procesie endocytozy (10). Wszystkie te procesy prowadzą do zmian w błonie śluzowej jelita w postaci owrzodzeń, obrzęków czy krwawych ropni oraz wystąpienia wodnistej biegunki, często z domieszką krwi (10). Czynnikami warunkującymi chorobotwórczość pałeczek C. jejuni są przede wszystkim: zdolność do ruchu, wytwarzanie białek sekrecyjnych, zdolność do chemotaksji i energotaksji, zdolność adhezji do komórek nabłonka jelita, obecność lipooligosacharydu i otoczki polisacharydowej, wytwarzanie toksyn, obecność plazmidu czy też zmienność genetyczna. Nr 1 Mechanizmy chorobotwórczości C. jejuni 49 ZDOLNOŚĆ DO RUCHU Istotnym czynnikiem wirulencji pałeczek C. jejuni jest zdolność do ruchu (10, 11, 31, 58). Jest to możliwe dzięki obecności pojedynczej rzęski, zbudowanej z ciałka podstawowego, haka i filamentu, umieszczonej na jednym bądź na obu biegunach komórki (10, 11, 18, 19, 33). Ciałko podstawowe zbudowane jest z czterech pierścieni (L, P, MS i C) zakotwiczonych w błonie cytoplazmatycznej i błonie zewnętrznej. Pierścień L znajduje się na poziomie białek błony zewnętrznej i zbudowany jest głównie z białka FlgH, natomiast pierścień P zakotwiczony jest w warstwie peptydoglikanu i zbudowany jest z białka FlgI. Pomiędzy pierścieniem L i P znajduje się cylinder. Pozostałe dwa pierścienie, MS (zbudowany z białka FliF) i pierścień C (zbudowany z białek FliG, FliN i FliM) są ze sobą połączone i znajdują się w błonie wewnętrznej. Hak jest elementem łączącym filament z ciałkiem podstawowym rzęski. Zbudowany jest z jednego rodzaju białka – FlgE, które nadaje mu elastyczną strukturę. Wewnątrz haka znajduje się kanał o średnicy kilku nanometrów, uczestniczący w transporcie monomerów białka flageliny oraz innych białek, takich jak CiaB, CiaC, CiaI, FlaC czy FspA. Hak rzęski połączony jest z filamentem poprzez białko FlgK i FlgL. Stwierdzono, że delecja genów flgK, flgL i flgE, kodujących te białka, uniemożliwia wytworzenie przez bakterię całej struktury rzęski (38). Filament rzęski zbudowany jest głównie z białka flageliny (FlaA) o masie 62 kDa, kodowanego przez gen flaA oraz z niewielkiej ilości białka FlaB, kodowanego przez gen flaB (11, 18, 19, 33). Badania dowiodły, że unieczynnienie genu flaA jak i flaB powoduje powstanie nieruchliwych mutantów pałeczek C. jejuni, co obniża ich zdolność do kolonizacji śluzówki jelita (11, 19, 57). Zaobserwowano, że mutanty C. jejuni pozbawione genu flaA posiadały krótkie rzęski i charakteryzowały się obniżoną ruchliwością, natomiast mutanty pozbawione genu flaB miały normalnej długości rzęskę, aczkolwiek także cechowały się obniżoną zdolnością do wywoływania zakażenia. W odróżnieniu od dobrze poznanej funkcji genu flaA nie jest dotychczas sprecyzowana funkcja genu flaB. Możliwe, że gen ten warunkuje zjawisko antygenowej zmienności pałeczek Campylobacter lub wpływa na ruchliwość komórki bakteryjnej w różnych warunkach środowiskowych (33, 34, 57). Rzęska pałeczek C. jejuni jest silnym immunogenem, tj. antygenem pobudzającym odpowiedź humoralną zarówno u ludzi jak i u zwierząt (7, 19). Stwierdzono, że wytwarzane podczas zakażenia immunoglobuliny klasy A wiążąc się z rzęskami zlepiają je, prowadząc do zahamowania lub ograniczenia migracji bakterii (45). Wykazano, że różnice w zdolności do ruchu w lepkim środowisku oraz w zmieniającym się pH, jak również w przemieszczaniu się w komórkach eukariotycznych, mogą być spowodowane zmiennością antygenową i rearanżacją genów flaA i flaB, prowadzącą do wytwarzania białek hydrofobowych zbudowanych z N-terminalnej części FlaA i Cterminalnej części FlaB (45). BIAŁKA SEKRECYJNE Przypuszcza się, że podczas styczności pałeczek C. jejuni z komórką epitelialną jelit wydzielanych jest około 18 białek sekrecyjnych (37). Do dotychczas poznanych białek sekrecyjnych zalicza się białka Cia (ang. Campylobacter invasion antigen), nazywane kolejno 50 N. Rokosz-Chudziak, W. Rastawicki Nr 1 literami alfabetu od CiaA do CiaI, białko FlaC, FspA czy nowo odkryte białka FlgP i FlgQ (7, 10, 24, 33, 37, 51, 52, 58). Jak dotąd, nie poznano funkcji wszystkich białek sekrecyjnych. Obecnie wiadomo, że białka CiaC i CiaI dostarczane są do cytozolu komórki docelowej i biorą udział w dalszych procesach komórkowych (38). Badania przeprowadzone w obrębie genomu szczepu C. jejuni NTCT 11168 nie wykazały obecności genów, które byłyby odpowiedzialne za budowę aparatu sekrecyjnego typu III, poprzez który, u większości bakterii przekazywane są białka efektorowe do komórek eukariotycznych. Stwierdzono natomiast, że poziom inwazyjności pałeczek C. jejuni uwarunkowany jest zdolnością do wytwarzania białek sekrecyjnych wydzielanych po kontakcie z komórkami eukariotycznymi poprzez aparat budujący rzęskę (10, 25, 33, 38, 52). Badania Neal-McKinney i Konkel (38) dowiodły, że w procesie wydzielania białek sekrecyjnych biorą udział białka FlgK i FlgL, a nie jak uprzednio uważano białka FlaA i FlaB. W związku z tym istnieje hipoteza, że szczepy C. jejuni, które nie posiadają aparatu rzęskowego, mogą mimo to wydzielać białka sekrecyjne. CHEMOTAKSJA Chemotaksja to zdolność do ruchu, którego ukierunkowanie zależne jest od gradientu stężenia substancji chemicznych znajdujących się w otoczeniu (atraktantów lub repelentów). Wykazano, że pałeczki C. jejuni potrafią poruszać się w kierunku takich atraktantów, jak: mucyna, L-glutamina, L-aspartan, L-cysteina, L-seryna czy też kwasy organiczne: pirogronowy, fumarowy, jabłkowy, cytrynianowy czy ketoglutarowy (22, 31). W procesie chemotaksji biorą udział receptor CheY, kinaza CheA, metyloesteraza CheB, metylotransferaza CheR, białka CheV oraz mechanizm obracający wici (22). Dotychczas nie poznano wszystkich mechanizmów procesu chemotaksji u pałeczek C. jejuni. ENERGOTAKSJA Energotaksja to zdolność do reagowania komórek bakteryjnych na zmiany potencjału redoks układu transportu elektronów (ETS - ang. electron transfer system) oraz na siłę protonomotoryczną (6). Wiadomo, że tego typu zdolność posiadają między innymi takie bakterie, jak: Escherichia coli, Bacillus subtilis, Helicobacter pylori, Pseudomonas aeruginosa i Vibrio cholerae (49). W 2001 roku Hendrixson i wsp. (21) opisali mechanizmy warunkujące energotaksję u pałeczek C. jejuni. Według nich, w procesie tym biorą udział dwa białka - CetA i CetB (49). Cytoplazmatyczne białko CetB posiada dwie domeny PAS (nazwa pochodzi od trzech białek: Per, ARNT i Sim), natomiast integralne białko błonowe CetA ma w swojej budowie dwie domeny: pierwszą HAMP (kinaza histydynowa, cyklaza adenylowa, metylowane białko chemotaktyczne, fosfataza) i drugą, konserwatywną domenę HCD (ang. highly conserved domain) (13). Jak dotąd nie poznano wszystkich funkcji białka CetA i CetB. Wiadomo jednak, że proteina CetA poza udziałem w energotaksji odgrywa rolę w procesie inwazji komórek epitelialnych (13). Nr 1 Mechanizmy chorobotwórczości C. jejuni 51 CZYNNIKI ADHEZYJNE Dotychczas opisano kilka czynników biorących udział w procesie adhezji pałeczek C. jejuni do komórek nabłonka jelitowego. Zaliczają się do nich przede wszystkim białka PEB, białka błony zewnętrznej (OMP) oraz białka: CadF, FlpA, JlpA, CapA, HtrA, VirK (10, 24, 58). Nazwa białek PEB pochodzi od pierwszych liter nazwisk badaczy, którzy jako pierwsi je opisali: Pei, Ellison, Blaser. Wyróżnia się cztery białka PEB: PEB1 (o masie cząsteczkowej 28 kDa), PEB2 (29 kDa), PEB3 (30 kDa), będące glikoproteiną biorącą udział w adhezji C. jejuni do komórek epitelialnych jelita oraz białko peryplazmatyczne PEB4 (31 kDa) (37, 43, 44). Najlepiej zostało poznane i opisane białko PEB1, które występuje zarówno u pałeczek C. jejuni jak i C. coli. Białko to wykazuje homologię do białek transportowych nadrodziny ABC (ang. ATP-binding cassette superfamily), które wykorzystują energię pochodzącą z hydrolizy ATP w celu przetransportowania składników zewnętrznej części komórki (np. polisacharydów) i białek zaangażowanych w patogenezę zakażenia do przestrzeni periplazmatycznej (41, 42). Badania przeprowadzone przy użyciu mikroskopu elektronowego wykazały, że białko to występuje na powierzchni błony komórkowej C. jejuni i jest jednym z najbardziej immunogennych białek pałeczek C. jejuni (43). Odcinek aminokwasowy białka PEB1 wykazuje homologię do białka wiążącego glutaminian - GlnH (ang. glutamine-binding protein) bakterii z rodziny Enterobacteriaceae, białka LAO (ang. lysine/arginine/ornithine-binding protein) Salmonella Typhimurium oraz do białka HisJ (ang. histidine-binding protein) Salmonella Typhimurium (42). Stwierdzono, iż pałeczki C. jejuni posiadają w swojej budowie ponad 150 białek błonowych i lipoprotein (41). Liczne badania dowiodły, że białka powierzchniowe, a wśród nich białka błony zewnętrznej, lipoproteiny czy glikoproteiny biorą udział w oddziaływaniu komórki bakteryjnej ze środowiskiem (40). Do dotychczas opisanych białek błony zewnętrznej (OMP) należą: białko MOMP, OMP18, P39 i CadF. Główne białko błony zewnętrznej – MOMP (ang. major outer membrane protein) - jest to trójczłonowe (trimeryczne) białko o typie β-baryłki. Stwierdzono, że białko to izolowane ze szczepu C. jejuni NCTC 11168, posiada masę cząsteczkową 45,6 kDa, zbudowane jest z 424 aminokwasów i bierze udział w organizacji struktury błony zewnętrznej komórki a także pełni funkcję adhezyny oraz poryny (12, 54, 59). Białko OMP18, o masie cząsteczkowej 18 kDa, kodowane jest przez gen pal. Zaliczane jest ono do rodziny białek OmpA, do której należą też ważne adhezyny, poryny, białka związane z rzęskami oraz białka o nieznanej dotąd funkcji. Białko OMP18 wykazuje duże podobieństwo do białka Pal pałeczek E. coli. Podobne białko o nazwie OmpA, występuje również u innych bakterii z rodziny Enterobacteriaceae. Funkcja białka P39 do tej pory nie została dobrze poznana. Uważa się, że białko P39 może należeć do grupy białek zwanej transporterami ABC. Wiadomo, iż białko P39 jest kodowane przez gen Cj0017 i wykazuje 54% podobieństwo do jednego z białek H. pylori i 45% podobieństwo do jednego z białek Corynebacterium diphtheriae (48). Jak wykazały badania, ze względu na silne właściwości immunogenne, białka OMP18 i P39 mogą być wykorzystane jako wysoce swoiste antygeny w serodiagnostyce kampylobakteriozy (47, 48). 52 N. Rokosz-Chudziak, W. Rastawicki Nr 1 Cechą charakterystyczną białka CadF o masie 37 kDa (ang. Campylobacter adhesion to fibronectin) jest zdolność do wiązania fibronektyny. Białko CadF odgrywa istotną rolę w patogenezie zakażenia, łącząc się z fibronektyną enterocytów nabłonka jelit, umożliwiając w ten sposób adhezję pałeczek C. jejuni do komórek nabłonka (32). Badania Ziprin i wsp. (60) dowiodły, że mutanty C. jejuni nieprodukujące białka CadF nie miały zdolności do kolonizacji komórek nabłonkowych u drobiu. Białko CadF jest konserwatywne i występuje tylko u pałeczek C. jejuni i C. coli. Z tego względu, poszukiwanie obecności genu cadF znalazło zastosowanie w molekularnej diagnostyce kampylobakteriozy (56). Białko FlpA jest drugim białkiem, które potencjalnie bierze udział w wiązaniu fibronektyny enterocytów. Zostało one zidentyfikowane u pałeczek C. jejuni, jako białko biorące udział w adhezji tych bakterii do komórek nabłonkowych i ich kolonizacji w przewodzie pokarmowym drobiu (10, 16). Przeprowadzone badania in vitro wykazały, że mutanty u których nie dochodziło do ekspresji białka FlpA wykazywały znacznie obniżoną zdolność do wiązania się i kolonizacji komórek INT-407 (10). Obecnie przypuszcza się, że białka FlpA i CadF razem uczestniczą w procesie wiązania się z fibronektyną enterocytów (10, 14). Białko JlpA to lipoproteina o masie cząsteczkowej 42 kDa kodowana przez gen jlpA, biorąca udział w procesie adhezji pałeczek C. jejuni do komórek nabłonka (10, 50). Obecnie uważa się, że białko to występuje jedynie u pałeczek C. jejuni i nie wykazuje homologii do innych białek bakteryjnych (10, 26). Badania przeprowadzone w 2001 roku przez Jin i wsp. (26), dowiodły, że białko to bierze udział w aktywacji odpowiedzi komórkowej w procesie zapalnym, poprzez interakcję z białkiem Hsp90 i aktywację NF-κB (ang. nuclear factor kappa-light-chain-enhancer of activated B cells). Obydwa białka stanowią kompleks działający jako czynnik transkrypcyjny i odgrywają kluczową rolę w regulacji immunologicznej odpowiedzi podczas infekcji oraz w aktywacji białka p38 będącego kinazą (10, 26). Innymi, niedawno odkrytymi białkami, odgrywającymi rolę w procesie adhezji pałeczek C. jejuni do komórek gospodarza, są lipoproteiny CapA (ang. Campylobacter protein A) oraz CapB, będące autotransporterami kodowanymi odpowiednio przez gen capA i capB (2). Do innych czynników biorących pośrednio udział w adhezji pałeczek Campylobacter do nabłonka jelit, należą proteinaza HtrA oraz proteinaza VirK, uczestnicząca w syntezie lipooligosacharydu i polisacharydów otoczkowych (10, 39, 53). Beak i wsp. (4) wykazali, że białko HtrA (ang. high temperature requirement A) posiada zarówno aktywność proteolityczną jak i chaperonową, zmieniającą się w zależności od temperatury (4). Białko to bierze ponadto udział w syntezie białek błony peryplazmatycznej jak i białek błony zewnętrznej (adhezyn takich jak np. CadF, CapA, JlpA, FlpA). Podobne białka HtrA są istotnymi czynnikami wirulencji u takich bakterii, jak: Salmonella enterica serovar Typhimurium, Helicobacter pylori, Shigella flexneri, Klebsiella pneumoniae czy Staphylococcus aureus (4). LIPOOLIGOSACHARYD I OTOCZKA POLISACHARYDOWA Przez długi czas uważano, że pałeczki C. jejuni posiadają na swojej powierzchni lipopolisacharyd (LPS). W 2000 roku Karlyshev i wsp. (29) udowodnili, że teza ta nie jest słuszna i bakterie te zamiast lipopolisacharydu posiadają otoczkę polisacharydową, której skład jest charakterystyczny dla danego serotypu, oraz lipooligosacharyd (LOS). Za wytworzenie Nr 1 Mechanizmy chorobotwórczości C. jejuni 53 otoczki odpowiedzialne są geny kps (ang. capsular proteins synthetase) (29, 54). Otoczka bakterii zbudowana jest z wielu różnych polisacharydów kapsularnych (CPS-ang. capsular polysaccharide), które zakotwiczone są w warstwie lipidowej błony zewnętrznej za pomocą łączników lipidowych i tym samym tworzą sieć wokół ściany komórkowej (14). Warstwa CPS chroni bakterię przed odwodnieniem jak i czynnikami zewnętrznymi. Stanowi również fizyczną barierę uniemożliwiającą rozpoznanie, przez elementy układu odpornościowego gospodarza, epitopów znajdujących się na powierzchni ściany komórkowej. Uważa się, że otoczka bierze udział w adhezji komórki bakteryjnej do komórek eukariotycznych (20, 54, 58). Udowodniono, że polisacharydy otoczkowe wykazują właściwości antygenowe. Obecnie wiadomo, że schemat serotypowania wg Pennera opiera się na różnicach w budowie otoczki polisacharydowej poszczególnych szczepów, a nie jak wcześniej sądzono, na różnicach w budowie antygenu O (28). W budowie lipooligosacharydu pałeczek C. jejuni wyróżnić można lipid A, który zbudowany jest z D-glukozoaminy i 2,3 – tiamino-2,3 dideoksy – D –glukozy (GlcN3N). Z lipidem A połączony jest wiązaniem ketozydowym oligosacharydowy rdzeń, w którym można wyróżnić region wewnętrzny, zbudowany z 2-3 cząsteczek kwasu 2-keto-3-deoksyoktulozonowego (Kdo) i L-glicero-D-manno-heptoz, oraz zewnętrzną część, składającą się z różnych heksoz (3, 17). LOS pałeczek C. jejuni podlega zmienności fazowej, będącej wynikiem spontanicznego gubienia i nabywania struktur oligosacharydowych w różnych kombinacjach, występujących w zewnętrznej części rdzenia. Zmienność fazowa LOS zależna jest od wielu genów. W związku ze zróżnicowanym procesem biosyntezy i struktury LOS szczepy C. jejuni można podzielić na dwie grupy. Do pierwszej grupy zalicza się szczepy posiadające w swojej budowie LOS klasy A, B i C, u których dochodzi do procesu sialilacji lipooligosacharydu a do drugiej grupy szczepy, u których ten proces nie zachodzi (LOS klasy D i E) (35). Co ciekawe, stwierdzono, że szczepy C. jejuni należące do pierwszej grupy znacznie częściej są przyczyną powikłań neurologicznych a także reaktywnego zapalenia stawów (17, 23, 54). Stwierdzono również, że sialilacja LOS ułatwia wnikanie C. jejuni do komórek nabłonkowych oraz silniej indukuje aktywację komórek dendrytycznych i proliferację limfocytów B (35). GLIKOZYLACJA BIAŁEK Glikozylacyjna modyfikacja białek stanowi czynnik ochronny pałeczek Campylobacter przed mechanizmami obronnymi ustroju, w którym te patogeny bytują. Unieczynnienie procesów glikozylacji białek wpływa na szereg procesów związanych z adhezją i kolonizacją organizmu gospodarza oraz obniżeniem zdolności do pobierania obcego DNA (25, 27, 30). Stwierdzono również, że reszty cukrowe białek odgrywają prawdopodobnie kluczową rolę w immunologicznej odpowiedzi gospodarza. Zauważono, że przeciwciała obecne w próbkach surowicy uzyskanych od osób zakażonych zmutowanym szczepem C. jejuni 81-176, niezdolnym do glikozylacji białek, reagowały z mniejszą liczbą białek patogenu niż w przypadku przeciwciał obecnych z próbkach surowic uzyskanych od osób zakażonych szczepem dzikim (9, 27). Proces glikozylacji, będący potranslacyjną formą obróbki białek, zachodzi na powierzchni komórki bakteryjnej (6, 25). Obecnie wiadomo, że procesy glikozylacji zachodzą 54 N. Rokosz-Chudziak, W. Rastawicki Nr 1 zarówno w komórkach eukariotycznych jak i prokariotycznych, a pałeczki C. jejuni są jednym z nielicznych mikroorganizmów przeprowadzających dwa rodzaje tego procesu: N-glikozylację i O-glikozylację, wykorzystując w tym celu dodatkowe geny nie biorące udziału w syntezie lipooligosacharydu. W procesie N-glikozylacji dochodzi do dołączenia oligomerów cukrowych, poprzez wiązanie z resztą amidową asparaginy motywu Asn-Xaa-Ser/Thr białek. Udowodniono, że proces ten ma miejsce na terenie peryplazmy i podlega mu ponad 30 białek. Z kolei O-glikozylacja polega na dołączeniu azotu do grupy hydroksylowej seryny lub treoniny. Proces ten dotyczy przede wszystkim aparatu rzęskowego (6, 25, 27). Wykazano, że glikozylacja flageliny u pałeczek Campylobacter jest niezbędna do prawidłowego funkcjonowania tego białka (27). TOKSYNY Wykazano, że pałeczki C. jejuni mają zdolność do produkcji toksyn. Najlepiej poznana z nich to cytoletalna toksyna – CDT (ang. cytolethal distending toxin). Toksyna CDT kodowana jest przez 3 geny: cdtB – gen kodujący część enzymatyczną toksyny oraz dwa geny cdtA i cdtC kodujące podjednostki toksyny odpowiedzialne za przyłączanie się białka do błony komórkowej komórki eukariotycznej. Do powstania prawidłowo działającej toksyny wymagana jest ekspresja wszystkich trzech podjednostek (1, 56). Mechanizm działania tej toksyny polega na przecinaniu nici DNA, co prowadzi do apoptozy komórek eukariotycznych, np. monocytów zakażonych pałeczkami C. jejuni (55). Wykazano jednak, że ze względu na możliwość wystąpienia mutacji w obrębie genów cdt nie każdy szczep pałeczek C. jejuni wytwarza toksynę CDT (1, 56). PLAZMID pVir Występowanie i udział plazmidów w chorobotwórczości pałeczek Campylobacter nie jest do końca poznany. U niektórych badanych szczepów pałeczek C. jejuni wykryto plazmid oznaczony jako pVir, w którym zidentyfikowano szereg genów kodujących, m.in. białka biorące udział w procesie wnikania bakterii do komórek eukariotycznych, jak również geny związane z systemem sekrecji białek. Obecnie uważa się, że plazmid ten nie odgrywa jednak kluczowej roli w mechanizmach kolonizacji komórek eukariotycznych (5, 34). ZMIENNOŚĆ GENETYCZNA Przeprowadzone dotychczas genotypowanie wielu szczepów C. jejuni izolowanych zarówno z próbek materiału klinicznego i ze środowiska naturalnego udokumentowały ich olbrzymią genetyczną różnorodność (23, 41). Niestety mechanizmy warunkujące różnorodność genetyczną C. jejuni nie zostały do tej pory całkowicie wyjaśnione. Wiadomo, iż znaczna większość genów C. jejuni zlokalizowanych w zmiennych loci związana jest z biosyntezą struktur powierzchniowych (LOS, CPS), zdobywaniem żelaza, procesami restrykcji oraz modyfikacji DNA czy też sialilacji lipooligosacharydów. Natomiast wśród genów niepodlegających zmienności genetycznej, zidentyfikowano geny kodujące: meta- Nr 1 Mechanizmy chorobotwórczości C. jejuni 55 bolizm podstawowy, regulatory procesów komórkowych, determinanty wirulencji, białko PEB1, toksynę CDT, białka rzęski czy też białka: CiaB, CadF i CheY (23). INNE CZYNNIKI W chorobotwórczości pałeczek Campylobacter pośrednio biorą udział także takie czynniki, jak zdolność bakterii do obrony przed stresem oksydacyjnym, zdolność do reakcji na stres temperaturowy czy też do przyswajania żelaza ze środowiska (31). PODSUMOWANIE Pałeczki C. jejuni są jedną z najczęstszych przyczyn występowania zakażeń przewodu pokarmowego u ludzi. Dotychczasowe, liczne badania naukowe pozwoliły zidentyfikować szereg czynników i mechanizmów związanych z patogenezą zakażeń wywoływanych przez pałeczki C. jejuni u ludzi. Pomimo tego, ciągle pozostaje wiele istotnych pytań dotyczących zakażeń wywoływanych przez te drobnoustroje. Dlatego też konieczne są dalsze badania naukowe, które pozwolą jeszcze bardziej szczegółowo wyjaśnić mechanizmy działania wybranych czynników zjadliwości w przebiegu kampylobateriozy u ludzi. PIŚMIENNICTWO 1. AbuOun M, Manning G, Cawthraw SA i inni. Cytolethal distending toxin (CDT)-negative Campylobacter jejuni strains and anti-CDT neutralizing antibodies are induced during human infection but not during colonization in chickens. Infect Immun 2005; 73: 3053-62. 2. Ashgar SSA, Oldfield NJ., Wooldridge KG i inni. CapA, an autotransporter protein of Campylobacter jejuni, mediates association with human epithelial cells and colonization of the chicken gut. J Bacteriol 2007; 189: 1856. 3. Aspinall GO, McDonald AG, Raju TS i inni. Serological diversity and chemical structures of Campylobacter jejuni low-molecular-weight lipopolysaccharides. J Bacteriol 1992; 174: 1324-32. 4. Bæk KT, Vegge ChS, Brøndsted L. HtrA chaperone activity contributes to host cell binding in Campylobacter jejuni. Gut Pathogens 2011; 3: 13. 5. Bacon DJ, Alm RA, Hu L i inni. DNA sequence and mutational analyses of the pVir plasmid of Campylobacter jejuni 81-176. Infect Immun 2002; 70: 6242-50. 6. Baj J, Markiewicz Z. Biologia molekularna bakterii. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2006, 110 – 2. 7. Baqar S, Applebee LA, Gilliland TC i inni. Immunogenicity and protective efficacy of recombinant Campylobacter jejuni flagellum -secreted proteins in mice. Infect Immun 2008; 76: 3170-5. 8. Blaser MJ, Engberg J. Clinical aspects of Campylobacter jejuni and Campylobacter coli infections. W: Campylobacter 3d ed. Red.: Nachamkin J., Szymanski C.M., Blaser J., ASM Press, Washington, 2008, 99-121. 9. Buck G, Smith JS, Parshall KA. Composition of the antigenic material removed from Campylobacter jejuni by heat. J Clin Microbiol 1984; 20: 1094-8. 10. Croinin TO, Backert S. Host epithelial cell invasion by Campylobacter jejuni: trigger or zipper mechanism? Cell Infect Microbiol 2012; 2: 1-13. 11. Crushell E, Harty S, Sharif F, Bourke B. Enteric Campylobacter: Puring its secrets? Pediatr Res 2003; 55: 3-12. 56 N. Rokosz-Chudziak, W. Rastawicki Nr 1 12. De E, Jullien M, Labesse G i inni. MOMP (major outer membrane protein) of Campylobacter jejuni; a versatile pore-forming protein. FEBS Lett 2000; 469: 93-7. 13. Elliot KT, DiRita VJ. Characterization of CetA and CetB, a bipartite energy taxis system in Campylobacter jejuni. Mol Microbiol 2008; 69: 1091–1103. 14. Eucker TP, Konkel ME. The cooperative action of bacterial fibronectin-binding proteins and secreted proteins promote maximal Campylobacter jejuni invasion of host cells by stimulating membrane ruffling. Cell Microbiol., 2012; 14: 226-38. 15. Everest P, Ketley MJ. Campylobacter. W: Molecular Medical Microbiology. Red.: Sussman M., Academic Press, Londyn, 2002, 1311-29. 16. Flanagan RC, Neal -McKinney JM, Dhillon S i inni. Examination of Campylobacter jejuni putative adhesins leads to the identification of a new protein, designated FlpA, required for chicken colonization. Infect Immun 2009; 77: 2399-40. 17. Gilbert M, Parker CT, Moran AP. Campylobacter jejuni lipooligosaccharides: structure and biosynthesis. W: Campylobacter 3d ed. Red. Nachamkin J., Szymański C.M., Blaser M.J., ASM Press, Washington, 2008, 483-504. 18. Guerry P. Campylobacter flagella: not just for motility. Trends Microbiol 2007; 15: 456-1. 19. Guerry P. Nonlipopolysaccharide surface antigens of Campylobacter species. J Infect Dis 1997; 176: 122-4. 20. Guerry P, Poly F, Riddle M i inni. Campylobacter polysaccharide capsules: virulence and vaccines. Front Cell Infect Microbiol 2012; 2:7. 21. Hendrixson DR, Akerley BJ, DiRita VJ. Transposon mutagenesis of Campylobacter jejuni identifies a bipartite energy taxis system required for motility. Mol Microbiol 2001; 40: 214–24. 22. Hugdahl MB, Berry JT, Doyle MP. Chemotactic behavior of Campylobacter jejuni. Infect Immun 1988; 56: 1560-6. 23. Jagusztyn-Krynicka EK, Brzuszkiewicz E. Zmienność genetyczna Campylobacter jejuni. Post Mikrobiol 2003; 42: 67-85. 24. Jagusztyn-Krynicka EK, Łaniewski P, Wyszyńska A. Update on Campylobacter jejuni vaccine development for preventing human campylobacteriosis. Expert Rev 2009; 8: 625-45. 25. Jagusztyn-Krynicka EK, Wyszyńska A, Łasica AM. Oddziaływanie Campylobacter jejuni z komórkami eukariotycznymi - komensalizm a chorobotwórczość. Post Mikrobiol 2006; 45: 11-7. 26. Jin S, Joe A, Lynett J i inni. JlpA, a novel surface-exposed lipoprotein specific to Campylobacter jejuni, mediates adherence to host epithelial cells. Mol Microbiol 2001; 39: 1225–36. 27. Jagusztyn-Krynicka EK, Życka J, Tomczyk K, Wyszyńska A. Glikozylacja białek mikroorganizmów rodzaju Campylobacter. Post Mikrobiol 2005; 44: 299-308. 28. Karlyshev AV, Champion OL, Churcher C i inni. Analysis of Campylobacter jejuni capsular loci reveals multiple mechanisms for the generation of structural diversity and the ability to form complex heptoses. Mol Microbiol 2005; 55: 90-103. 29. Karlyshev AV, Linton D, Gregson A i inni. Genetic and biochemical evidence of a Campylobacter jejuni capsular polysaccharide that accounts for Penner serotype specificity. Mol Microbiol 2000; 35: 529-41. 30. Karlyshev AV, Ketley JM, Wren BW. The Campylobacter jejuni glycome. FEMS Microbiol Rev 2005; 29: 377-90. 31. Ketley JM. Pathogenesis of enteric infection by Campylobacter. Microbiol 1997; 143: 5–21. 32. Konkel ME, Garvis SG, Tipton SL i inni. Identification and molecular cloning of gene encoding a fibronectin-binding protein (CadF) from Campylobacter jejuni. Microbiol 1997; 24: 953-63. 33. Konkel ME, Klena JD, Rivera - Amil V i inni. Secretion of virulence proteins from Campylobacter jejuni is dependent on a functional flagellar export apparatus. J Bacteriol 2004; 186: 3296–303. 34. Krutkiewicz A. Kampylobakterioza u ludzi i zwierząt. Życie Weterynaryjne 2008; 83: 285-9. 35. Kuijf M.L., Samson J.N., van Rijs W i inni. TLR4-mediated sensing of Campylobacter jejuni by dendritic cells is determined by sialylation. J Immunol, 2010; 1; 185: 748-55. Nr 1 Mechanizmy chorobotwórczości C. jejuni 57 36. Louwen RPL. Praca doktorska pt. „New features of sialylated lipooligosaccharide structures in Campylobacter jejuni”. Uniwersytet Erazma w Roterdamie, Holandia, 2012. 37. Min T, Vedadi M, Watson DC i inni. Specificity of Campylobacter jejuni adhesin PEB3 for phosphates and structural differences among its ligand complexes. Biochem 2009; 48: 3057-67. 38. Neal-McKinney JM, Konkel ME. The Campylobacter jejuni CiaC virulence protein is secreted from the flagellum and delivered to the cytosol of host cells. Cell Infect Microbiol 2012; 2: 1-15. 39. Novik V, Hofreuter D, Gala´n JE. Characterization of a Campylobacter jejuni VirK protein homolog as a novel virulence determinant. Infect Immun 2009; 77: 5428–36. 40. Panigraphi P, Losonsky G, DeTolla LJ, Morris JG. Human immune response to Campylobacter jejuni proteins expressed in vivo. Infect Immun 1992; 60: 4938-44. 41. Parkhill J, Wren BW, Mungall K i inni. The genome sequence of the food-borne pathogen Campylobacter jejuni reveals hypervariable sequences. Nature 2000; 403: 665-8. 42. Pei Z, Blaser MJ. PEB1, the major cell-binding factor of Campylobacter jejuni, is a homolog of the binding component in Gram-negative nutrient transport systems. J Biol Chem 1993; 268: 18717–25. 43. Pei Z, Ellison IRT, Blaser MJ. Identification, purification, and characterization of major antigenic proteins of Campylobacter jejuni. J Biol Chem 1991; 266: 16363–8. 44. Pei Z, Burucoa C, Grignon B i inni. Mutation in the peb1A locus of Campylobacter jejuni reduces interactions with epithelial cells and intestinal colonization of mice. Infect Immun 1998; 66: 93843. 45. Penn C.W. Surface components of Campylobacter and Helicobacter. Symp Ser Soc App Microbiol 2001; 30: 25-35. 46. Przondo-Mordarska A, Gościniak G, Sobieszczańska B i inni. Serologiczna diagnostyka w zakażeniach Campylobacter jejuni. Med Dośw Mikrobiol 1989; 41: 160-5. 47. Rokosz N, Rastawicki W, Jagielski M. Ocena przydatności komercyjnego testu recomWell Campylobacter do rutynowej serodiagnostyki zakażeń wywoływanych przez pałeczki Campylobacter jejuni i Campylobacter coli. Med Dośw Mikrobiol 2008; 60: 289-95. 48. Schmidt-Ott R, Brass F, Scholz Ch i inni. Improved serodiagnosis of Campylobacter jejuni infections using recombinant antigens. J Med Microbiol 2005; 54: 761-7. 49. Schweinitzer T., Josenhans Ch. Bacterial energy taxis: a global strategy? Arch Microbiol 2010; 192: 507–20. 50. Scott NE, Bogema DR, Connolly AM i inni. Mass spectrometric characterization of the surface-associated 42 kDa lipoprotein JlpA as a glycosylated antigen in strains of Campylobacter jejuni. J Proteome Res 2009; 8: 4654–64. 51. Sommerlad SM, Hendrixson DR. Analysis of the roles of FlgP and FlgQ in flagellar motility of Campylobacter jejuni. J Bacteriol 2007; 189: 179-86. 52. Song YC, Jin S, Louie H i inni. FlaC, a protein of Campylobacter jejuni TGH9011(ATCC43431) secreted through the flagellar apparatus, binds epithelial cells and influence cell invasion. Mol Microbiol 2004; 53: 541-53. 53. Taylor BV, Williamson J, Jones D i inni. Utility of serum Campylobacter specific antibodies in determining prior Campylobacter infection in neurological disease. J Clin Neurosci 2007; 14: 116 - 21. 54. van Putten JPM, van Alphen LB, Wosten MMSM, de Zoete MR. Molecular Mechanisms of Campylobacter Infection. Curr Top Microbiol Immunol 2009; 337: 197-229. 55. Walder M, Forsgren A. Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for antibodies against Campylobacter jejuni, and its clinical application. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand B 1982; 90: 423-33. 56. Wardak S, Szych J. Występowanie wybranych genów zjadliwości w szczepach pałeczek Campylobacter jejuni izolowanych od ludzi na terenie Polski w latach 2003-2005. Med Dośw Mikrobiol 2006; 58: 217-22. 58 N. Rokosz-Chudziak, W. Rastawicki Nr 1 57. Wassenaar TM, Fry BN, van der Zeijst BAM. Variation of the flagellin gene locus of Campylobacter jejuni by recombination and horizontal gene transfer. Microbiol 1995; 141: 95-101. 58. Young KT, Davis LM, DiRita VJ. Campylobacter jejuni: molecular biology and pathogenesis. Nature Rev 2007; 5: 665-79. 59. Zhuang J, Engel A, Pages J-M, Bolla JM. The Campylobacter jejuni porin trimers pack into different lattice types when reconstituted in the presence of lipid. Eur J Biochem 1997; 244: 575-9. 60. Ziprin RL, Young CR, Stanker LH i inni. The absence of cecal colonization of chicks by a mutant of Campylobacter jejuni not expressing bacterial fibronectin-binding protein. Avian Dis 1999; 43: 586-9. Otrzymano: 20 III 2014 r. Adres Autora: 00-791 Warszawa, ul. Chocimska 24, Zakład Bakteriologii NIZP-PZH w Warszawie
