IMAGEN Respiratory Syncytial Virus (RSV) [PL]

IMAGEN Respiratory
Syncytial Virus (RSV)
K610211-2..........................50 Tests
PL
1. ZASTOSOWANIE
Test IMAGEN™ Respiratory Syncytial Virus (RSV) to jakościowy
test immunofluorescencyjny służący do bezpośredniego
wykrywania RSV w próbkach klinicznych.
2. PODSUMOWANIE
Syncytialny wirus oddechowy (RSV – Respiratory Syncytial Virus)
to sferyczny wirus RNA z otoczką, z rodziny Paramyxoviridae,
należący do rodzaju Pneumovirus. Istnieją cztery wirusy
przedstawiciele tego wirusa: ludzki RSV, bydlęcy RSV, wirus
zapalenia płuc u myszy oraz wirus zapalenia tchawicy i śluzówki
nosa u indyków1,2.
Wirus RSV jest główną przyczyną chorób dolnych dróg
oddechowych u niemowląt i małych dzieci, wywołuje on co roku
sezonowe epidemie zachorowań3,4. Wirus RSV rozprzestrzenia
się drogą kropelkową wraz z wydzielinami układu oddechowego
zakażonych osób.
Może występować wiele objawów zakażenia, od nieżytu nosa
po zapalenie płuc. Na rodzaj objawów choroby wpływają takie
czynniki jak wiek, płeć oraz warunki społeczno-ekonomiczne
zakażonych osób5. Około 50% niemowląt w pierwszym roku życia
może mieć chorobę dolnych dróg oddechowych, w tym zapalenie
oskrzeli, zapalenie oskrzelików, odoskrzelowe zapalenie płuc
oraz krup, które mogą wymagać hospitalizacji6.
Niemowlęta z towarzyszącymi powikłaniami, takimi jak
wrodzona choroba serca, dysplazja oskrzelowo-płucna czy
wrodzone lub inne niedobory odporności, mogą być podatne
na ciężkie (czasem stanowiące nawet zagrożenie dla życia)
Nawrotowe, mniej nasilone zakażenia
zakażenia RSV7,8.
występują we wszystkich grupach wiekowych, sporadycznie
powodując zapalenie płuc u dzieci oraz osób dorosłych9,10.
Współzakażenia innymi mikroorganizmami, towarzyszące
zakażeniom RSV, mogą powodować zwiększenie nasilenia
dolegliwości oddechowych9,11,12.
Epidemie w oddziałach
geriatrycznych mogą wiązać się ze znaczącą chorobowością oraz
w niektórych przypadkach umieralnością. Wewnątrzszpitalne
zakażenie RSV występuje w oddziałach pediatrycznych oraz w
jednostkach pielęgnacyjnych, przyczyniając się do wydłużenia
pobytu w szpitalu oraz wydłużenia czasu leczenia zakażonych
dzieci13,14,15,16,17,18.
Laboratoryjne rozpoznanie RSV odgrywa ważną rolę w opiece nad
pacjentem oraz jest pomocne w kontrolowaniu epidemii15,16,17,19.
Do metod często wykorzystywanych w diagnostyce
laboratoryjnej zakażenia RSV należy wykrywanie wirusa lub
białek wirusa w próbkach klinicznych (takich jak aspirat z jamy
nosowo-gardłowej) lub izolowanie żywego wirusa w pożywkach
komórkowych jednowarstwowych posiewanych wydzielinami z
dróg oddechowych20,21.
Izolacja RSV z próbek klinicznych może zostać dokonana w
ciągłych hodowlach komórkowych, takich jak komórki linii HeLa
oraz Hep2. W hodowlach tych może wystąpić charakterystyczny
efekt cytopatyczny (CPE), formowanie zespólni. Skuteczne
rozpoznanie za pomocą izolacji wirusa jest czasochłonne i może
wymagać od 5 do 20 dni zanim wystąpi charakterystyczny efekt
cytopatyczny (CPE). Izolacja RSV jest utrudniona przez labilność
wirusa oraz niewrażliwość niektórych hodowli komórkowych22.
Hodowle komórkowe są kosztowne i pracochłonne. Ponadto, nie
nadają się do szybkiej diagnostyki zakażeń RSV.
5. DOSTARCZONE ODCZYNNIKI
6. DODATKOWE ODCZYNNIKI
50 – Każdy zestaw zawiera ilość materiału wystarczającą dla
50 bezpośrednich próbek lub preparatów hodowli komórkowych.
6.1. ODCZYNNIKI
– Okres trwałości zestawu oznaczono na etykiecie opakowania
zewnętrznego.
5.1. ODCZYNNIK IMAGEN RSV
Jedna Instrukcja użytkowania.
Bezpośredni test immunofluorescencji, wykorzystujący swoiste
przeciwciała monoklonalne, jest szybką, czułą i swoistą metodą
bezpośredniego wykrywania RSV w próbkach klinicznych, takich
jak aspirat z jamy nosowo-gardłowej.
Test IMAGEN RSV to bezpośredni test immunofluorescencyjny
przeznaczony do szybkiego wykrywania oraz identyfikacji
RSV w próbkach klinicznych pochodzenia ludzkiego. Test
ten wykorzystuje trzy przeciwciała monoklonalne w celu
wykrycia swoistych białek strukturalnych ulegających ekspresji
we wszystkich szczepach ludzkiego syncytialnego wirusa
oddechowego (RSV).
3. ZASADA OZNACZANIA
Test IMAGEN RSV zawiera przeciwciała monoklonalne
koniugowane z izotiocjanianem fluoresceiny (FITC). Koniugowane
przeciwciała wiążą się swoiście z antygenami wirusa, które
są obecne we wszystkich szczepach ludzkiego RSV. Odczynnik
jest stosowany w jednoetapowej bezpośredniej technice
immunofluorescencji. Próbki są inkubowane z odczynnikiem
zawierającym przeciwciała koniugowane z FITC przez 15 minut. Po
tym czasie nadmiar odczynnika jest zmywany za pomocą roztworu
soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS). Wybarwiony
obszar jest osadzany i oglądany w mikroskopie za pomocą
iluminacji epifluorescencyjnej. Jeżeli antygen RSV jest obecny,
w zakażonych komórkach obserwuje się charakterystyczny obraz
jabłkowozielonej fluorescencji ziarnistej, która kontrastuje z
czerwonym zabarwieniem niezakażonych komórek tła.
Świeży aceton (do utrwalania).
Roztwór soli fizjologicznej buforowany fosforanem (PBS) pH 7,5
do przemywania wybarwionych próbek oraz do przygotowywania
próbki.
6.2. AKCESORIA
Dwa szkiełka kontroli dodatniej z 1
studzienką zawierające utrwalone w
acetonie ludzkie komórki nabłonka
(Hep2) zakażone RSV.
Jedna butelka każdego z poniższych składników:
3mL płynu do osadzania (mounting
fluid). Płyn do osadzania zawiera
fotowybielający inhibitor w roztworze
glicerolu (pH 10,0).
1,4mL odczynnika IMAGEN RSV.
Odczynnik składa się z mieszaniny
oczyszczonych mysich przeciwciał
monoklonalnych swoistych dla RSV i
koniugowanych z FITC. Przeciwciała
monoklonalne
są
skierowane
przeciw białku F (Fusion protein) oraz
nukleoproteinie RSV.
Do stosowania z testem IMAGEN RSV przeznaczone są
następujące produkty. Dalsze informacje można uzyskać w
lokalnym oddziale lub u dystrybutora firmy Oxoid.
Szkiełka mikroskopowe pokryte teflonem z pojedynczą
studzienką o średnicy 6mm (100 szkiełek w pudełku) są dostępne
w lokalnym oddziale lub u dystrybutora firmy Oxoid (nr kat.
S611430-6).
IMAGEN RSV Positive Control Slide (nr kat. S610830-2).
7. WYPOSAŻENIE
Niezbędne jest następujące wyposażenie:
Pipety precyzyjne oraz jednorazowe końcówki dla objętości 25µL
Łaźnia płucząca
Szkiełka nakrywkowe odpowiednie do przykrycia studzienki o
średnicy 6mm
Olejek immersyjny niefluorescencyjny
Mikroskop epifluorescencyjny z systemem filtrów dla FITC
(maksymalna długość fali pobudzenia 490nm, średnia długość
fali emisji 520nm), powiększenie x200–x400
5.2. SKŁADNIKI ZESTAWU – PRZYGOTOWANIE, PRZECHOWYWANIE I PONOWNE UŻYCIE
Aby zapewnić optymalne działanie zestawu, wszystkie jego
składniki, które nie zostały wykorzystane, należy przechowywać
zgodnie z poniższymi instrukcjami.
Inkubator o temp. 37°C
Wirówka wolnoobrotowa
Ekstraktor śluzu (wyłącznie próbki z jamy nosowo-gardłowej)
5.3. SZKIEŁKA KONTROLI DODATNIEJ –
8. ŚRODKI OSTROŻNOŚCI
Przeciwciała monoklonalne użyte w niniejszym teście
wyprodukowano w Institute for Research on Animal Diseases w
Compton, Berkshire, w Wielkiej Brytanii.
Szkiełka są pakowane pojedynczo, w zamkniętych (szczelnych)
workach foliowych z azotem. Nieużywane szkiełka przechowywać
w temp. 2–8°C. Przed otwarciem szkiełko powinno pozostawać w
temperaturze pokojowej (15–30°C) przez 5 minut.
– Do badań diagnostycznych in vitro. Każda osoba
wykonująca oznaczenia za pomocą niniejszego produktu musi
być przeszkolona w zakresie jego stosowania oraz musi mieć
doświadczenie w zakresie metod laboratoryjnych.
4. DEFINICJE
Poniższe symbole zostały użyte w informacji o produkcie.
Wykonać barwienie szkiełka bezpośrednio po otwarciu.
8.1. ŚRODKI BEZPIECZEŃSTWA
5.4. PŁYN DO OSADZANIA –
8.1.1
Odczynnik IMAGEN RSV zawiera 15mmol/L azydku
sodu, który jest trujący. Azydek sodu może reagować
z systemami kanalizacyjnymi wykonanymi z miedzi lub
ołowiu, tworząc wybuchowe azydki metali. Materiały
zawierające azydek zawsze należy usuwać spłukując
dużą ilością wody.
8.1.2
Na szkiełku kontroli dodatniej wykazano, że RSV w
hodowli komórkowej nie miał charakteru zakaźnego,
jednak szkiełko to należy traktować jako potencjalnie
zakaźne i utylizować zachowując należyte środki
ostrożności.
Zużyć przed
8.1.3
W odczynniku jest obecny błękit Evansa. Może on mieć
działanie rakotwórcze. Należy unikać kontaktu ze skórą.
Numer serii
8.1.4
Konieczne jest zachowanie ostrożności podczas
stosowania płynu do osadzania, ponieważ może on
spowodować podrażnienie skóry. W razie kontaktu ze
skórą należy ją spłukać wodą.
Podziękowanie
Kod i numer katalogowy produktu
Sprawdzić w instrukcji stosowania
N
Zawiera ilość materiału wystarczającą do <N>
badań
Gotowy do użycia. Niewykorzystany płyn do osadzania należy
przechowywać w temp. 2–8°C. Przez 5 minut przed otwarciem
płyn powinien pozostawać w temperaturze pokojowej (15–30°C).
5.5. ODCZYNNIK –
Wyprodukowany przez
Gotowy do użycia. Niewykorzystany odczynnik
przechowywać w ciemnym miejscu, w temp. 2–8°C.
Wyrób medyczny do diagnostyki in vitro
Przez 5 minut przed użyciem odczynnik powinien być trzymany w
temperaturze pokojowej (15–30°C).
Ograniczenia temperatury przechowywania
należy
8.1.5
W pomieszczeniu przeznaczonym do pracy nie wolno
jeść, pić, przechowywać czy przygotowywać żywności
ani stosować kosmetyków.
8.1.6
Nie pipetować materiałów ustami.
8.1.7
Podczas pracy z próbkami klinicznymi i zakażonymi
komórkami używać jednorazowych rękawic i zawsze
myć ręce po pracy z materiałami zakaźnymi.
8.1.8
Wszystkie próbki kliniczne utylizować zgodnie z
miejscowymi przepisami.
8.1.9
Na żądanie dostępne są
bezpieczeństwa materiału.
karty
charakterystyki
8.2. TECHNICZNE ŚRODKI BEZPIECZEŃSTWA
8.2.1
8.2.2
8.2.3
Składników zestawu nie wolno używać po upływie
daty ważności podanej na etykiecie. Nie mieszać
odczynników z różnych serii.
Odczynniki są dostarczane w stałych stężeniach
roboczych.
Modyfikacja odczynników lub ich
przechowywanie w warunkach innych niż podane w
Rozdziale 5 niekorzystnie wpłynie na wyniki testu.
Przygotować niezbędną ilość świeżego roztworu soli
fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) w dniu
użycia.
8.2.4
Unikać skażenia odczynników drobnoustrojami.
8.2.5
Odczynników nie wolno zamrażać.
9. POBIERANIE I PRZYGOTOWYWANIE PRÓBEK22
uwolniony. Unikać zbyt energicznego pipetowania/mieszania,
aby zapobiec uszkodzeniu komórek. Po uzyskaniu jednorodnej
zawiesiny dodać PBS (o ile jest to konieczne). Po dodaniu
pipetować lub mieszać, kontynuując płukanie komórek. Usunąć
i wyrzuci wszystkie widoczne kłaczki śluzu. Nadmiar śluzu trzeba
usunąć, ponieważ uniemożliwia on odpowiednią penetrację
odczynników i może być przyczyną nieswoistej fluorescencji.
Jeżeli wszystkie wydzieliny znajdują się nadal w rurce i żadna nie
dostała się do ekstraktora śluzu, wypłukać wszystkie wydzieliny
ze zgłębnika do PBS. Najlepiej jest to zrobić wprowadzając
pipetę Pasteura do końca zgłębnika, który był przymocowany
do ekstraktora śluzu. Zassać odpowiedni płyn do zgłębnika
i kilkukrotnie powtórzyć próby usunięcia go, aż wydzieliny
związane z jego ścianą zostaną usunięte. Pipetować zawiesinę w
górę i dół, aż śluz zostanie odpowiednio pofragmentowany.
Przygotowanie szkiełek
Po zakończeniu separacji komórek odwirować (380g) otrzymaną
zawiesinę komórkową w temperaturze pokojowej (15–30°C)
przez 10 minut i usunąć supernatant. Ponownie przygotować
zawiesinę komórek w odpowiedniej objętości PBS, aby
rozcieńczyć cały pozostały śluz, zachowując równocześnie dużą
gęstość komórek. Umieścić 25µl ponownie przygotowanej
zawiesiny komórkowej w rejonie studzienki na szkiełku.
Pozostawić próbkę na powietrzu w temperaturze pokojowej
(15–30°C) do całkowitego wyschnięcia i utrwalać w świeżym
acetonie w temperaturze pokojowej (15–30°C) przez 10 minut.
Jeżeli próbka nie wybarwia się natychmiast, przechować ją w
temp. 4°C przez noc lub zamrozić w temp. –20°C (jeżeli będzie
przechowywana dłużej).
10. PROCEDURA OZNACZENIA
Pobieranie i przygotowywanie próbek ma podstawowe znaczenie
w rozpoznawaniu RSV za pomocą immunofluorescencji
bezpośredniej oraz metod hodowli komórkowych. Próbki muszą
być pobierane z miejsca zakażenia podczas szczytowego okresu
uwalniania wirusa i przygotowane w taki sposób, aby zachować
nienaruszone komórki, pozbawione towarzyszącego śluzu.
PRZED WYKONANIEM OZNACZENIA NALEŻY ZAPOZNAĆ SIĘ Z
CZĘŚCIĄ 8.2 (TECHNICZNE ŚRODKI BEZPIECZEŃSTWA).
10.1.DODAWANIE ODCZYNNIKA
Zalecana próbka z dróg oddechowych to aspirat z jamy nosowogardłowej. Jego poprawne pobranie powinno dostarczyć dużą
liczbę komórek nabłonka oddechowego.
Dodać 25µL odczynnika IMAGEN RSV do utrwalonego
przygotowanego materiału komórkowego na szkiełku (zob. część
9) lub do szkiełka kontroli dodatniej. Sprawdzić, czy odczynnik
pokrywa cały obszar studzienki.
9.1. ASPIRATY/WYDZIELINY Z JAMY NOSOWO-GARDŁOWEJ
10.2.PIERWSZA INKUBACJA
Pobieranie
Inkubować szkiełka z odczynnikiem w komorze wilgotnej przez
15 minut w temp. 37°C. Nie dopuścić do wyschnięcia odczynnika
na próbce, ponieważ spowoduje to wybarwienie nieswoiste.
Pobrać wydzielinę z jamy nosowo-gardłowej do ekstraktora
śluzu przez rurkę o rozmiarze 8. Ekstraktor śluzu oraz rurki
należy jak najszybciej przesłać do laboratorium w celu dalszego
badania. W celu wykonania bezpośredniego barwienia
immunofluorescencyjnego konieczne są techniki separacji
komórek. Próbka lub supernatant (nadsącz) po separacji
komórek mogą być wykorzystane do posiewu hodowli wirusa.
Separacja komórek
Jeżeli jest to konieczne, przed odwirowaniem należy dodać do
próbki 2mL roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem
(PBS) w celu zmniejszenia lepkości oraz rozcieńczenia śluzu.
Przeprowadzić wirowanie (380g) ekstraktora śluzu w temperaturze
pokojowej (15–30°C) przez 10 minut. Usunąć supernatant, który
może być wykorzystany do hodowli komórkowej. Przygotować
zawiesinę komórek w 2mL PBS i delikatnie pipetuować komórki
w górę i dół za pomocą pipety dużego kalibru lub delikatnie
mieszać, dopóki śluz nie zostanie rozbity, a materiał komórkowy
10.3.PRZEMYWANIE SZKIEŁKA
Spłukać nadmiar odczynnika za pomocą roztworu soli
fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS), a następnie
przez 5 minut delikatnie przemywać szkiełko w łaźni ruchomej
zawierającej PBS. Odsączyć PBS i pozostawić szkiełko na
powietrzu do wyschnięcia w temperaturze pokojowej (15–30°C).
10.4.DODAWANIE PŁYNU DO OSADZANIA
Dodać jedną kroplę płynu do osadzania IMAGEN RSV do środka
każdej studzienki i umieścić szkiełko nakrywkowe na płynie do
osadzania i próbce w taki sposób, aby nie pozostały pod nim
pęcherzyki powietrza.
10.5.ODCZYTYWANIE SZKIEŁKA
Ocenić za pomocą mikroskopu epifluorescencyjnego całą
studzienkę zawierającą wybarwioną próbkę. Fluorescencja
(zob. część 11) powinna być widoczna w powiększeniu x200–
x500. (W celu uzyskania najlepszych wyników odczyt próbek
należy przeprowadzić bezpośrednio po barwieniu; próbki mogą
być przechowywane w temp. 2–8°C w ciemnym miejscu do 72
godzin).
11. INTERPRETACJA WYNIKÓW OZNACZENIA
11.1.KONTROLE
11.1.1 Szkiełka kontroli dodatniej
Na wybarwionym szkiełku kontrolnym (zob. część 10) powinny
być widoczne komórki z fluorescencyjnymi, jabłkowozielonymi
cytoplazmatycznymi ziarnami wewnątrzkomórkowymi, które
kontrastują z czerwonym tłem próbki wybarwionej przeciwnie.
Komórki te są nieznacznie większe w porównaniu z komórkami
nabłonka oddechowego, ale po zakażeniu RSV charakteryzują
się podobną fluorescencją cytoplazmatyczną. Należy stosować
szkiełka kontroli dodatniej, aby sprawdzić, czy procedura
barwienia została wykonana w odpowiedni sposób.
11.1.2 Kontrola ujemna
Jeżeli wymagana jest kontrola ujemna, zaleca się zastosowanie
niezakażonych nienaruszonych komórek takiego typu, jaki
wykorzystano do hodowli i izolacji RSV. Komórki należy
przygotować, utrwalić i wybarwić (zob. część 10).
11.2.PRÓBKI KLINICZNE
11.2.1 Wygląd komórek zakażonych RSV
W komórkach nabłonka oddechowego zakażonych RSV
występują fluorescencyjne, jabłkowozielone cytoplazmatyczne
ziarnistości wewnątrzkomórkowe.
W dalszych etapach zakażenia antygen RSV może być ograniczony
wyłącznie do izolowanych obszarów cytoplazmy, które wyglądają
jak małe, nieostro ograniczone ziarnistości, występujące
pojedynczo lub w skupieniach.
Po zastosowaniu błękitu Evansa niezakażone komórki wybarwiają
się przeciwnie, na czerwono.
11.2.2 Interpretacja
Dodatnie rozpoznanie zachodzi wyłącznie wtedy, gdy jedna lub
więcej komórek wykazuje typową fluorescencję w utrwalonej,
wybarwionej próbce.
Rozpoznanie można wykluczyć wtedy, gdy w utrwalonych
wybarwionych próbkach nie stwierdzono fluorescencji po
wybarwieniu za pomocą odczynnika.
Dla aspiratu z jamy nosowo-gardłowej wybarwionego
bezpośrednio w studzience szkiełka, aby można było określić
wynik jako ujemny, musi być widocznych co najmniej 20
niezakażonych komórek nabłonka oddechowego (jeżeli liczba
obecnych komórek jest niewystarczająca, zob. część 11.2.3).
11.2.3 Niewystarczająca liczba komórek
Jeżeli liczba komórek obecnych w studzience jest niewystarczająca,
pozostałość próbki klinicznej należy odwirować (380g) przez
10 minut w temperaturze pokojowej (15–30°C). Ponownie
przygotować zawiesinę komórek w mniejszej objętości PBS i
nałożyć (25µL) na szkiełko. Inny sposób postępowania polega na
powtórnym pobraniu próbki.
12. OGRANICZENIA METODY
12.1.Odczynnik FITC może nieswoiście wybarwiać szczepy
Staphylococcus aureus zawierające dużą ilość białka A.
Wynika to z nieimmunologicznych interakcji białka A z
regionem Fc przeciwciała monoklonalnego. Obserwację
tę poczyniono dla innych monoklonalnych i poliklonalnych
testów fluorescencji.23 Jednak barwienie to nie powoduje
typowego obrazu fluorescencji wewnątrzkomórkowej
obserwowanej w komórkach zakażonych RSV (zob. część
11.2.1) i powinno być interpretowane jako barwienie
nieswoiste.
12.2.Stosuj tylko dostarczony płyn do osadzania.
12.3.Uzyskany obraz fluorescencji może różnić się w zależności
od zastosowanego rodzaju mikroskopu i źródła światła.
12.4.Zaleca się, aby do przykrycia obszaru studzienki 6mm
używać 25µL odczynnika. Mniejsza objętość może
powodować trudności z przykryciem obszaru próbki i
zmniejszenie czułości.
12.5.Wszystkie odczynniki dostarczono w stałych stężeniach
roboczych. Charakterystyka oznaczenia może się
zmienić, jeżeli odczynniki zostały w jakikolwiek sposób
zmodyfikowane lub były przechowywane niezgodnie z
zaleceniami przedstawionymi w części 5.
12.6.Niepowodzenie w wykryciu RSV może wynikać z pobrania
próbki w niewłaściwym okresie choroby, nieprawidłowego
pobierania i/lub postępowania z próbką, nieudanej
hodowli komórkowej itp. Wynik ujemny nie wyklucza
możliwości zakażenia RSV.
12.7.Obecność RSV w wydzielinach jamy nosowo-gardłowej
niekoniecznie wyklucza możliwość towarzyszącego
zakażenia innym patogenem.9,12 Wyniki oznaczeń należy
interpretować w połączeniu z informacjami pochodzącymi
z badań epidemiologicznych, rozpoznania klinicznego oraz
innych procedur diagnostycznych.
12.8.Wyniki oznaczeń należy interpretować w zestawieniu z
informacjami pochodzącymi z badań epidemiologicznych,
oceny klinicznej pacjenta oraz innych procedur
diagnostycznych.
13. WARTOŚCI OCZEKIWANE
Wskaźnik wykrywania dla RSV zależy od czasu pobrania
próbki oraz od sposobu traktowania, przechowywania i
transportowania próbek. Ponadto, zależy od wieku pacjentów,
ich ogólnego stanu zdrowia, lokalizacji geograficznej oraz statusu
społeczno-ekonomicznego badanej populacji. Syncytialne wirusy
oddechowe występują na całym świecie i towarzyszą istotnym
sezonowym zakażeniom układu oddechowego w umiarkowanej
i tropikalnej strefie klimatycznej. W umiarkowanej strefie
klimatycznej coroczne epidemie zakażeń RSV występują przede
wszystkim w zimie. W zimie zakażenia dolnych dróg oddechowych
są ogólnie częstsze. Wirus RSV odpowiada za 20% zakażeń dróg
oddechowych. Z tego powodu podczas sezonowych epidemii
zachorowań należy oczekiwać, że istotny odsetek aspiratów
z jamy nosowo-gardłowej będzie dodatni w oznaczeniu
na obecność RSV. Zakażenie RSV występuje we wszystkich
grupach wiekowych, ale objawy są najsilniejsze u niemowląt.
W pierwszym roku życia 50% wszystkich niemowląt będzie
miało zakażenie RSV. Wskazuje się na udział RSV w epidemiach
zakażeń dróg oddechowych występujących w szpitalach, przede
wszystkim w oddziałach pediatrycznych, a także w ośrodkach
geriatrycznych. W tych miejscach ryzyko powikłań i zgonu jest
zwiększone.
14. SZCZEGÓŁOWA CHARAKTERYSTYKA OZNACZENIA
Czułość, swoistość oraz wartości predykcyjne obliczono w
opisany wyżej sposób.25
Tabela 14.1 Porównanie wyników testu IMAGEN
RSV oraz testu standardowego Testy diagnostyczne
stosowane w dwóch ośrodkach badawczych
TEST
WYNIK
Test standardowy
Uje
Dod
Dod
Uje
14.1.BADANIA KLINICZNE
Test IMAGEN RSV
Uje
Dod
Uje
Dod
Test IMAGEN RSV był oceniany w dwóch ośrodkach badań
klinicznych. Badano wydzieliny jamy nosowo-gardłowej u
przebywających w szpitalach niemowląt wykazujących objawy
zakażenia układu oddechowego.
Ośrodek nr 1
220
74
6
5
Ośrodek nr 2
64
167
11
0
CAŁKOWITA liczba próbek
284
241
17
5
W ośrodku nr 1 przebadano za pomocą testu IMAGEN RSV 305
próbek pobranych podczas zimowych epidemii w okresach
1982–83 oraz 1983–84. Ponadto, próbki przebadano za pomocą
standardowego testu diagnostycznego RSV stosowanego w
tym ośrodku (izolacja wirusa w jednowarstwowych hodowlach
komórkowych HeLa oraz pośrednia bydlęca immunofluorescencja
poliklonalna). Wynik był uważany za dodatni, jeżeli uzyskano
wynik dodatni w pośredniej bydlęcej fluorescencji poliklonalnej
lub w hodowli komórkowej. W ośmiu próbkach, w których
fluorescencja pośrednia dała wiązanie nieswoiste, rozpoznanie
oparto wyłącznie na wynikach hodowli komórkowej.
W ośrodku nr 2 przebadano za pomocą testu IMAGEN RSV 200
próbek pobranych podczas zimowych epidemii w okresie 198384 oraz za pomocą tego testu i pośredniej immunofluorescencji
poliklonalnej 50 znanych, dodatnich próbek pobranych
podczas epidemii, które miały miejsce w ciągu poprzednich
5 lat. W chwili pobierania próbki posiewano także hodowlę
przeznaczoną do izolacji wirusa na wszystkich próbkach, ale
dalszą hodowlę przerwano dla tych próbek, dla których wynik
testu immunofluorescencji był dodatni. Ponadto, hodowano
próbki z ujemnym wynikiem immunofluorescencji dla RSV, a
także próbki od pacjentów, u których podejrzewano, że jest
możliwe zakażenie drugim wirusem (oprócz zakażenia RSV).
Wynik oceniano jako dodatni, jeżeli albo w immunofluorescencji
pośredniej, albo w hodowli komórkowej uzyskiwano wynik
dodatni. W ośmiu próbkach stwierdzono zniszczenie antygenu
podczas przechowywania szkiełka (pomiar za pomocą zmiany
wyniku immunofluorescencji pośredniej po przechowywaniu
oraz obserwacja słabej fluorescencji z oboma odczynnikami).
Zakażenie RSV rozpoznane za pomocą testu IMAGEN RSV
w znanych dodatnich próbkach pobieranych w pięciu
kolejnych epidemiach wskazywało, że stosowane przeciwciała
monoklonalne są skierowane przeciw stabilnym antygenom RSV.
Z tego powodu jest mało prawdopodobne, aby na pojemność
diagnostyczną odczynnika wpływały małe zmiany antygenowe2,24.
W tabeli 14.1 przedstawiono wyniki dwóch badań klinicznych.
Spośród 547 zbadanych próbek, test IMAGEN RSV korelował
ze standardowym testem diagnostycznym w 525 przypadkach
(korelacja 96%). Ogólna czułość i swoistość testu IMAGEN RSV
wynosiła odpowiednio 93% i 98%, przy założeniu, że czułość i
swoistość standardowej metody wynosiła 100%.
Wartości predykcyjne dla wyników dodatnich i ujemnych
wynosiły odpowiednio 98% i 94%.
14.2.REAKTYWNOŚĆ KRZYŻOWA
Test IMAGEN RSV przeprowadzono na przygotowanych innych
wirusach i drobnoustrojach, których obecność w wydzielinach
układu oddechowego jest prawdopodobna. Wszystkie badane
mikroorganizmy (tabela 14.2) dały wynik ujemny z odczynnikiem
testu IMAGEN RSV.
Tabela 14.2 Mikroorganizmy badane za pomocą
testu IMAGEN RSV, które były niereaktywne
Adenovirus 1-4, 7, 21
Neisseria gonorrhoeae
Branhamella catarrhalis
Neisseria lactamica
Chlamydia trachomatis
Neisseria meningitidis
Wirusy Coxsackie typu A9, B1, B3 Neisseria perflava
Cytomegalovirus
Echovirus typu 3, 6, 9
Wirusy Parainfluenza typu 1, 2 i 3
wirus Herpes Simplex typu 1 i 2
Picornavirus
Wirus grypy typu A i B
Wirus Polio typu 1 i 2
Mycoplasma pneumoniae
Rhinovirus
Neisseria cinerea
Streptococcus pneumoniae
Wirus Varicella zoster
15. PIŚMIENNICTWO
1.Frankl R.I.B., Fauquet C.M., Knudson D.L., Brown F. (1992)
Classification and Nomenclature of Viruses. Fifth Report of the
International Committee on Taxonomy of Viruses. Archives of
Virology Supplement 2, Spurger Velacy, New York, pp 245-246.
2.Gimenez H.B., Cash P., Melvin W.T. (1984)
Monoclonal antibodies to human respiratory syncytial virus and
their use in comparison of different virus isolates.
Journal of General Virology 65: 963-971.
3. Respiratory syncytial virus: a community problem.
British Medical Journal (1979) 2: 457-458.
4.Zaroukian M.H., Leader I. (1988)
Community-acquired pneumonia and infection with respiratory
syncytial virus.
American Journal Medical Science 295: 218-222.
5.Hall W.J., Hall C.B., Speers D.M. (1978)
Respiratory syncytial virus infection in adults. Clinical, virologic
and serial pulmonary function studies.
Annals of Internal Medicine 88: 203-205.
6.Tyeryar F.J. (1983)
Report of a workshop on respiratory syncytial virus and
parainfluenza viruses.
Journal of Infectious Diseases 148: 588-598.
7.Gardner P.S., Turk D C., Aherne W.A., Bird T., Holdaway M D.,
Court S.D.M. (1967)
Deaths associated with respiratory tract infection in childhood.
British Medical Journal 4: 316-320.
8.MacDonald N.E., Hall C.B., Suffin S C., Alexson C., Harris P.J.,
Manning J.A. (1982)
Respiratory syncytial viral infection in infants with congenital
heart disease.
New England Journal of Medicine 307: 397-400.
9.Kimball A.M., Foy H.M., Cooney M.K., Allan l.D., Matlock M.,
Plorde J.J. (1983)
Isolation of respiratory syncytial and influenza virus from the
sputum of patients hospitalized with pneumonia.
Journal of Infectious Diseases 147: 181-184.
10.Spelman D.W., Stanley P.A. (1983)
Respiratory syncytial virus pneumonitis in adults.
Medical Journal of Australia 1: 430-431.
11.Zaroukian M.H., Kashyap G.H., Wentworth B.B. (1988)
Case Report: respiratory syncytial virus infection: a cause of
respiratory distress syndrome and pneumonia in adults.
Am J Med Sci 295: 218-222.
12.Mathur U., Bentley D.W., Hall C.B. (1980)
Concurrent respiratory syncytial virus and influenza A infections
in the instiutionalized elderly and chronically ill.
Ann Intern Med 1: 430-431.
13.Hall C.B., McBride J.T., Gala C.L., Hildreth S.W.,
Schnabel K.C. (1985)
Ribavirin treatment of respiratory syncytial viral infection in
infants with underlying cardiopulmonary disease.
JAMA 254: 3047-3051.
14.Taber L.H., Knight V., Gilbert B.E. et al (1983)
Ribavirin aerosol treatment of bronchiolitis associated with
respiratory syncytial virus infection in infants.
Pediatrics 72: 613-618.
15.Ditchburn R.K., McQuillin J., Gardner P.S., Court S.D.M.
(1971) Respiratory syncytial virus in hospital cross infection.
British Medical Journal 3: 671-673.
16.Mintz, Ballard R.A., Sniderman S.H., Roth R.S., Drew W.L.
(1979)
Nosocomial respiratory syncytial virus infections in an intensive
care nursery: rapid diagnosis by direct immunofluorescence.
Pediatrics 64: 149-153.
17.Goldson E.J., McCarthy J.T., Welling M.A., Todd J.K. (1979)
A respiratory syncytial virus outbreak in transitional care nursery.
American Journal of Disease in Children 133: 1280-1282.
18.Hall C.B., Kopelman A.E., Douglas R G. Jnr., Geiman J.M.,
Meagher M.P. (1979)
eonatal respiratory syncytial virus infection.
N
New England Journal of Medicine 300: 393-396.
19.Gardner P.S., McQuillin J. (1980)
Rapid virus diagnosis: Application of immunofluorescence (2nd
Ed.)
Butterworth, London. pp 92-123.
20.Johnston S.L.G., Siegel C.S. (1990)
Evaluation of direct immunofluorescence, enzyme immunoassay,
centrifugation culture and conventional culture for the detection
of respiratory syncytial virus.
J. Clin. Microbiol 28: 2394-2397.
21.McQuillin J., Gardner P.S., (1968)
Rapid diagnosis of respiratory syncytial virus infection by
immunofluorescent antibody techniques.
British Medical Journal 1: 602-605.
22.Parrott R.H., Kim H.W., Brandt C.D., Beem M.O., Richardson
L., Gerin J.L., Chanock R.M. (1979)
Respiratory syncytial virus in “Diagnostic procedures for viral,
rickettsial and chlamydial infections”. (Fifth Edition). American
Health Association Inc. Editors: Lenette E.H., and Schmidt N.J.,
pp 695-708.
23.Krech T., Gerhard-Fsadni D., Hofmann N., Miller S.M. (1985)
Interference of Staphylococcus aureus in the detection of
Chlamydia trachomatis by monoclonal antibodies.
The Lancet. 1161-1162.
24.Hierholzer J.C., Hirsch M.S., (1979)
Croup and pneumonia in human infants associated with a new
strain of respiratory syncytial virus.
Journal of Infectious Diseases 140: 826-828.
25.Galen R.S. (1982)
Application of the predictive value model in the analysis of test
effectiveness. In Clinics in Laboratory Medicine. Symposium on
Test Selection Strategies.
Volume 2. W. B. Saunders Company, pp 685-699.
IFU X7848A, zaktualizowany listopada 2012
Oxoid Ltd, Wade Road,
Basingstoke, Hants
RG24 8PW UK
Wszelkie pytania proszę kierować do lokalnego oddziału lub
dystrybutora firmy Oxoid.