Bioinżynieria niszy neuralnych komórek macierzystych

advertisement
Bioinżynieria niszy neuralnych komórek macierzystych
STRESZCZENIE
P
rawidłowy rozwój i zdolności regeneracyjne tkanki w dużym stopniu zależą od wzajemnych oddziaływań komórek macierzystych z elementami mikrośrodowiska (niszy),
w której się znajdują. O naturze takich oddziaływań decydują właściwości biochemiczne i
biofizyczne składników niszy. Coraz więcej wiadomo na temat składu i architektury mikrośrodowiska komórek macierzystych określonych tkanek, pozostają jednak niewyjaśnione
mechanizmy kontroli prawidłowego funkcjonowania niszy, umożliwiające różnicowanie
komórek macierzystych i utrzymanie homeostazy tkanki. Poznanie takich mechanizmów
jest możliwe dzięki rozwojowi nowoczesnych metod nano/biotechnologicznych, które ułatwiają skonstruowanie sztucznego mikrośrodowiska in vitro przypominającego naturalną
niszę komórek macierzystych. Wykorzystując biomateriały nowej generacji, zarówno naturalne jak i syntetyczne, można obecnie uzyskać trójwymiarowe nisze biomimetyczne dla
komórek macierzystych, które, umożliwiając kontrolę uwalniania czynników aktywnych,
dostarczają im w sposób precyzyjny określone sygnały rozwojowe, podobne do fizjologicznych. Kontrolowane w czasie i przestrzeni mikrośrodowisko in vitro, zasiedlone komórkami
macierzystymi stanowi unikalny system badawczy, w którym możliwe jest kierunkowanie
różnicowania i uzyskanie funkcjonalnej tkanki. Artykuł przedstawia nowoczesne strategie
badawcze oparte na bioinżynierii niszy neuralnych komórek macierzystych i przytacza przykłady zastosowania systemów komórkowo-biomateriałowych (dwuwymiarowych domen
funkcjonalnych lub trójwymiarowych rusztowań zasiedlonych komórkami) do badań podstawowych, przedklinicznych i w pierwszych próbach terapii schorzeń układu nerwowego.
WPRROWADZENIE
Nisza — naturalne mikrośrodowisko komórek macierzystych
W organizmach komórki macierzyste przebywają w określonych, tkankowo
specyficznym mikrośrodowisku, zwanym niszą, które decyduje o dalszym ich
losie — samoodnowie, bądź różnicowaniu [1,2,3]. Niszę cechują wzajemne, kontrolowane czasowo i przestrzennie oddziaływania komórek z jej strukturalnymi
i rozpuszczalnymi składnikami. Sygnały mechaniczne, biofizyczne i biochemiczne, które docierają do komórki i wpływają na jej rozwój, są zależne od składu
niszy. Zrąb niszy stanowią białka macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) i proteoglikany, które decydują o sztywności i elastyczności otoczenia, a także o rodzaju adhezji komórek do macierzy (oddziaływania specyficzne, przez receptory integrynowe lub niespecyficzne, elektrostatyczne) [4,5]. Typowymi białkami
macierzy zewnątrzkomórkowej są fibronektyna, laminina, wimentyna i kolagen.
Białka te posiadają określone sekwencje aminokwasowe wiążące receptory integrynowe, obecne na błonach komórkowych (np. domena „RGD” występująca w
większości białek macierzy lub „IKVAV”, typowa dla lamininy) [6]. Struktura
i skład macierzy zewnątrzkomórkowej wpływa również na możliwość dyfuzji
składników pokarmowych i migracji komórek. Bardzo istotnym elementem jest
obecność naczyń krwionośnych, które regulując dostawy tlenu i substancji odżywczych wraz z innymi oddziaływaniami humoralnymi i troficznymi, tworzą
funkcjonalne sprzężenie homeostatyczne pomiędzy niszą a całością organizmu.
Prawidłowe funkcjonowanie komórek macierzystych zależy również od czynników niestrukturalnych niszy, takich jak związane z komórkowymi receptorami i
obecne we frakcji rozpuszczalnej niszy czynniki troficzne oraz białka sygnałowe
i dodatkowo kontakty między komórkami [7].
Leonora Bużańska*
Marzena Zychowicz
Anna Sarnowska
Krystyna Domańska-Janik
Instytut Medycyny Doświadczalnej i Klinicznej im. M. Mossakowskiego PAN, Warszawa
Instytut Medycyny Doświadczalnej i
Klinicznej im. M. Mossakowskiego PAN, ul.
Pawińskiego 5, 02-106 Warszawa; tel. (22) 60 86
449, e-mail: [email protected]
*
Artykuł otrzymano 8 marca 2013 r.
Artykuł zaakceptowano 12 kwietnia 2013 r.
Słowa kluczowe: neuralne komórki macierzyste, nisza komórek macierzystych, rusztowania biopolimerowe, bioinżynieria
Wykaz skrótów: ECM (ang. extracellular matrix) — macierz zewnątrzkomórkowa; HUCB-NSC (ang. human umbilical cord blond derived
neural stem cells) — neuralne komórki macierzyste pochodzące z ludzkiej krwi pępowinowej; KM — komórki macierzyste; MSC (ang.
mesenchymal stem cells) — mezenchymalne
komórki macierzyste; NSC (ang. neural stem
cells) – neuralne komórki macierzyste; OUN
—ośrodkowy układ nerwowy
Podziękowania: Badania prowadzone przez
autorów niniejszej pracy przeglądowej są finansowane ze środków na naukę przyznanych
przez Narodowe Centrum Nauki 2011/01/B/
NZ3/05401, 05728/B/NZ4/2011/01; Ministerstwo Nauki i Szkolnictwa Wyższego 5978/B/
P01/2010/38 oraz Instytut Medycyny Doświadczalnej i Klinicznej im M. Mossakowskiego PAN.
Reasumując, losy komórek macierzystych regulowane są wzajemnymi oddziaływaniami w niszy, o charakterze zarówno biochemicznym jak i biofizycznym, o których decyduje jej architektura i właściwości mechaniczne. Kontakty
międzykomórkowe oraz sygnałowe czynniki rozpuszczalne mikrośrodowiska
stanowią kluczowe elementy wielokierunkowych interakcji kontrolujących
różnicowanie komórek macierzystych. Poznanie oddziaływań KM ze składnikami niszy w danym typie tkanki może dostarczyć dodatkowych informacji
ważnych dla optymalizacji metod zastosowania KM w medycynie regeneracyjnej. Do realizacji tego celu mogą posłużyć bioinżynieryjnie wytwarzane sysPostępy Biochemii 59 (2) 2013
175
obecnością markerów typowych
dla NSC, takich jak: GFAP, Sox2
i Nestyny [1]. Komórki te tworzą
populację samoodnawiających się
progenitorów („komórki typu 2”),
z których powstają neuroblasty
różnicujące się w neurony ziarniste hipokampa. W obu typach nisz
ośrodkowego układu nerwowego
(SVZ i SGZ) występują również komórki śródbłonka naczyń krwionośnych, a w przypadku SVZ również
komórki wyściółki komór (ependymocyty) [12].
Neuralne komórki macierzyste strefy SVZ mają specyficzny
układ przestrzenny decydujący o
ich funkcjonalności: z jednej strony
poprzez penetrację warstwy ependymocytów mają kontakt z płynem
mózgowo-rdzeniowym
komory
(za pomocą rzęsek na których zlokalizowano obecność receptorów
Rycina 1. Schemat budowy niszy komórek macierzystych, w której obecne są czynniki strukturalne (białka i protedla białka Sonic hedgehog — Shh),
oglikany macierzy zewnątrzkomórkowej, inne komórki, a także naczynia krwionośne), jak również czynniki roza z drugiej za pomocą długich wypuszczalne (substancje troficzne, hormony, neurotransmitery, białka sygnałowe). Wzajemne oddziaływania między
pustek kontaktują się ze ścianami
komórkami a macierzą i sąsiadującymi komórkami, przyłączanie się ligandów do określonych receptorów, a także
dostęp czynników troficznych i humoralnych, decydują o prawidłowym funkcjonowaniu komórek macierzystych
naczyń krwionośnych [13,14]. Kow ich mikrośrodowisku.
mórki wyściółki komór bocznych
wytwarzają czynniki neurogenne,
temy komórkowo-biomateriałowe stosowane w badaniach
takie jak proneuralne białko noggin
in vitro oraz w badaniach przedklinicznych in vivo.
(antagonista ścieżki BMP, ang. bone morphogenetic protein),
czy też czynnik wzrostu pochodzący z nabłonka barwnikoNisza neuralnych komórek
wego PEDF (ang. pigment epithelium-derived factor) [15,16].
macierzystych w dojrzałym OUN
Astroglej leżący w bezpośrednim sąsiedztwie NSC wpłyDojrzały mózg charakteryzuje ograniczona zdolność do
wa na podziały komórek macierzystych integrując sygnaregeneracji. Przez wiele lat kwestia powstawania nowych
ły płynące do mikrośrodowiska niszy z innych obszarów
komórek nerwowych w mózgu pozostawała sporna. Dopiemózgu [12,17]. Obszar neurogenny warstwy podziarnistej
ro pod koniec XX wieku zidentyfikowano i zlokalizowano
hipokampa nie jest anatomicznie wydzieloną strukturą,
jednakże neuralne komórki macierzyste występujące w tej
obszary mózgu człowieka charakteryzujące się ciągłą i aktywną neurogenezą [8]. Istnieją dwie główne strefy neuroniszy otoczone są astrocytami w których ekspresji podlegenne, w których zlokalizowano neuralne komórki maciega białko Wnt3 wspomagające generację neuronów z NSC
[12,18]. Sygnały zewnątrzkomórkowe obecne w mikrośrorzyste, różnicujące się w neurony, astrocyty i oligodendrocyty. Rejony te to strefa okołokomorowa komór bocznych
dowisku SVZ i SGZ zapewniają tym strukturom unikalną
mózgu (SVZ, ang. subventricular zone), z której nowopowzdolność do podtrzymywania i promowania neurogenezy.
stałe neurony migrują do opuszki węchowej, oraz strefa poCząsteczki sygnałowe kluczowe dla rozwoju układu nerdziarnista zakrętu zębatego hipokampa (SGZ, ang. subgrawowego wpływają również na neurogenezę w dorosłym
nular zone), która zaopatruje jego warstwę ziarnistą w nowe
mózgu [1]. Są nimi zarówno czynniki rozpuszczalne jak i
neurony [9-11]. Obszary te charakteryzują się określoną
trwale związane z błoną komórkową, takie jak białko Shh,
Wnt, BMP czy receptor Notch, które poprzez regulację prokompozycją składników stanowiących niszę. Neuralne kofilu transkrypcyjnego decydują zarówno o utrzymywaniu
mórki macierzyste, które w czasie rozwoju stanowią w SVZ
tzw. glej promienisty (ang. radial glia), nazywane są w litesamoodnowy komórek macierzystych, jak i ich proliferacji
raturze „komórkami typu B”. Są to komórki wolno dzielące
oraz różnicowania neuronalnego bądź astroglejowego [19].
się i wykazujące obecność białek GFAP (ang. glial fibrillary
acidic protein) oraz CD133 (glikoproteina charakterystyczna
Zarówno elementy komórkowe, jak i składniki madla NSC). Z komórek tych powstają szybko dzielące się i
cierzy zewnątrzkomórkowej tworzące niszę, stanowią
trójwymiarowe rusztowanie i źródło sygnałów regulanamnażające się progenitory (określane mianem „komórek
cyjnych dla NSC [20]. Zakotwiczenie komórek macietypu C”), które dają początek neuroblastom („komórki typu
A”), migrującym do opuszki węchowej w donosowym strurzystych w błonie podstawnej, bądź ich przyleganie do
komórek sąsiadujących wpływa na przestrzenne sprecymieniu migracyjnym (RMS, ang. rostral migratory stream). W
drugiej strefie neurogennej (SGZ hipokampa), komórki mazowanie płaszczyzny ich podziału i determinację rodzaju
cierzyste zwane są „komórkami typu 1” i charakteryzują się
podziałów: symetrycznych bądź asymetrycznych. Dodat-
176
www.postepybiochemii.pl
BIOINŻYNIERIA NISZY KOMÓREK
MACIERZYSTYCH
Systemy dwuwymiarowe z
domenami bioaktywnymi
do hodowli i różnicowania
komórek macierzystych
Standardowo komórki macierzyste hoduje się
na podłożu płaskim (np. polistyrenowe naczynia hodowlane), które mogą być dodatkowo pokryte białkami macierzy zewnątrzkomórkowej,
takimi jak kolagen czy laminina, lub pochodnymi białek ECM (żelatyna, matrigel). Można również prowadzić wspólne hodowle z komórkami
odżywczymi (ang. feeder cell layer). Dodatkowe
czynniki odżywcze w obydwu przypadkach dostarczane są w formie rozpuszczalnej w pożywRycina 2. Bioinżynieria geometrii i składu podłoża w systemach hodowlanych dwuwymiarowych:
A) podłoże jednoskładnikowe — sygnał jednorodny, taka sama odpowiedź komórek; B) podłoże
ce hodowlanej. Takie warunki znacznie różnią
jednoskładnikowe o różnej elastyczności – różny kształt komórek; C) podłoże jednoskładnikowe o
się od naturalnej, trójwymiarowej niszy tkankoróżnej geometrii (widok z góry, część schematu pod kreską) — różny kształt i orientacja komórek
(widok z góry, część schematu nad kreską); D) podłoże wieloskładnikowe — odpowiedź komówej, w jakiej przebywają komórki macierzyste
rek zależna od specyficznych sygnałów indywidualnych. Kolorowe trójkąty oznaczają receptory,
in vivo. Pomimo tych zastrzeżeń zastosowanie
kółka i wielokąty symbolizują immobilizowane cząsteczki sygnałowe. Schemat przygotowany na
układów dwuwymiarowych z wykorzystaniem
podstawie [35].
bioinżynieryjnych systemów hodowli komórek
do badań podstawowych stanowi wygodny i
kowo macierz zewnątrzkomórkowa oraz glikoproteiny
uproszczony sposób identyfikacji oddziaływań
wchodzące w skład błony podstawnej śródbłonka naczyń
komórek macierzystych ze składnikami niszy. Umożliwia
krwionośnych wpływają na zdolność komórek niszy do
to badanie mechanizmów molekularnych decydujących
gromadzenia i wydzielania specyficznych czynników w
o ich losie. Schemat odpowiedzi komórek macierzystych
formie nieaktywnej i aktywnej [3]. Ta cecha ECM, a także
na rodzaj sygnału odbieranego z podłoża 2D przedstawia
jej fizykochemiczne właściwości, takie jak elastyczność,
Ryc. 2.
usieciowanie i określona topografia strukturalnych elementów niszy silnie wpływają na różnicowanie komórek
Dwuwymiarowe systemy hodowlane pozwalają na zimacierzystych [21,22,23].
dentyfikowanie i określenie efektywnych stężeń białek
macierzy zewnątrzkomórkowej wpływających na procesy
rozwojowe komórek macierzystych. Pozwalają również
zastosować czynniki specyficznie aktywujące określoną odpowiedź komórkową. Stosuje się układy jednorodne, zawierające jeden rodzaj cząsteczek ECM
(Ryc. 2A, B, C), bądź układy wieloskładnikowe
(Ryc. 2D), zapewniające specyficzne, sygnały indywidualne [24-26]. Domeny jednoskładnikowe
o różnej geometrii i właściwościach fizyko-chemicznych podłoża mogą powstać przy zastosowaniu techniki drukowania mikrokontaktowego, polegającej na wytworzeniu polimerowego
stempla zawierającego wyżłobioną kompozycję
domen i pokrytego np. białkiem ECM, a następnie odciśnięciu go na powierzchni naczynia hodowlanego. Dzięki tej metodzie na powierzchni
nieadhezyjnej możemy otrzymać wzory biomateriałów o określonej geometrii, z rozdzielczością umożliwiającą pozycjonowanie pojedynczej
komórki (Ryc. 3) [27]).
Rycina 3. Neuralne komórki macierzyste pozycjonowane na pokrytej fibronektyną powierzchni
biofunkcjonalnej, otrzymanej metodą mikrodrukowania kontaktowego: A) kwadraty o boku 10
µm; B) linie o szerokości 20 µm; C) kwadraty o boku 100 µm; D) kwadraty o boku 120 µm połączone liniami.
Postępy Biochemii 59 (2) 2013
Dzięki możliwości otrzymania powierzchni
biofunkcjonalnej o ustalonej wielkości i kształcie, jesteśmy w stanie pozycjonować komórki
do ściśle zdefiniowanej powierzchni i obserwować odpowiedzi jednej komórki lub ich grup na
określone czynniki mikrośrodowiska. Badania
nasze wykazały istotny wpływ zarówno kształ-
177
cowanie kostne [32]. Hodowla ludzkich zarodkowych
komórek macierzystych na
przestrzennie ograniczonych
powierzchniach skutkowała
zwiększoną liczbą kolonii zawierających komórki syntetyzujące marker pluripotencji
(OCT4+), podczas gdy na domenach o dużej powierzchni
komórki te różnicowały się
Rycina 4. Neuralne komórki macierzyste rosnące na: A) liniach o szerokości 10 µm; B) kwadratach o boku 120 µm; C) kwa[33]. Nie tylko wielkość dodratach o boku 120 µm połączonych liniami o szerokości 10 µm. Znakowanie immunocytochemiczne na obecność β-tubuliny
men adhezyjnych może mieć
III (marker neuronalny, kolor zielony), GFAP (marker astrocytalny, kolor czerwony w A,C) oraz Ki67 (marker komórek
wpływ na drogę różnicowadzielących się, kolor czerwony). Jądra wybarwione Hoechst 33342 - kolor niebieski. Strzałka — wypustki aksonalne komórek
różnicujących się w neurony w liniach łączących domeny biofunkcjonalne.
nia komórek macierzystych,
ale również ich geometria.
Ruiz i Chen stosowali mikrotu jak i składu domen biofunkcjonalnych na kluczowe prodrukowane domeny adhezyjne o różnej geometrii i uzyskacesy rozwojowe neuralnych komórek macierzystych: adheli, w zależności od siły oddziaływań międzykomórkowych,
zję, migrację, proliferację i różnicowanie [26,28-30].
zmianę różnicowania komórek w kierunku kostnym bądź
Domeny biofunkcjonalne utworzone metodą drukowatłuszczowym [34]. W przypadku naszych doświadczeń
nia mikrokontaktowego białek macierzy zewnątrzkomórkształt i wielkość domen i ich geometria miały wpływ na
kowej — fibronektyny, o kształcie cienkich linii o szerokości
to, czy komórki HUCB-NSC pozostawały jako niezróżnico10 mikrometrów, powodują silne wydłużanie się neuralwane, czy też różnicowały w kierunku neuronalnym [27].
nych komórek macierzystych pochodzących z ludzkiej krwi
Wykazaliśmy również, że geometria domen miała jedynie
pępowinowej (HUCB-NSC), a także promują ich różnicoefekt wspomagający i wzmacniający różnicowanie neurowanie, przejawiające się m.in. wzrostem poziomu markera
nalne HUCB-NSC, ponieważ główną rolę odgrywał rodzaj
zaawansowanego różnicowania neuronalnego Map-2. Na
biomateriału na domenach, który decydował o specyficztakich domenach, w przeciwieństwie do domen punktonym (przez receptory integrynowe) lub niespecyficznym
wych, pozycjonujących pojedyncze komórki (małych znacz(elektrostatycznie) oddziaływaniu komórek z powierzchków o wymiarach 10 x 10 mikrometrów), zaobserwowano
nią. Zastosowano poli-L-lizynę jako substancję o działaniu
znaczącą przewagę występowania komórek wykazujących
niespecyficznym i fibronektynę, wiążącą aktywnie komórki
fenotyp neuronalny, syntetyzujących β-tubulinę III i Map-2
do podłoża. Okazało się, że specyficzne oddziaływania ko[27]. Specyficzna geometria domen biofunkcjonalnych jedmórek z powierzchnią domen sprzyjają różnicowaniu neunoskładnikowych połączonych liniami wymuszała kierunronalnemu [31].
kowy wzrost wyrostków aksonalnych [31] (Ryc. 4).
Domeny wieloskładnikowe mogą stanowić mieszaninę
zarówno komponentów ECM jak i immobilizowanych do
podłoża czynników rozpuszczalnych, będących czynnikami specyficznie aktywującymi szlaki wewnątrzkomórkowego przekazywania sygnałów (ligandy receptorów, białka
sygnałowe). Do „produkcji” domen wieloskładnikowych
stosuje się automatyczne urządzenia, takie jak roboty dozujące. Powstają mikromacierze z domenami, które zawierają zarówno wiele różnych rodzajów białek ECM (fibronektyna, laminina, kolageny,
witronektyna), ale również
różne kombinacje mieszanin tych białek z białkami
sygnałowymi, takimi jak np.
BMP-4, FGF-4, JAGGED,
WNT3a [24-26] modulując w
ten sposób uzyskiwaną odpowiedź komórkową (Ryc.
5). Stwierdzono, iż obecne
w domenach wieloskładnikowych wraz z fibronektyną
białka sygnałowe, takie jak
Rycina 5. Komórki HUCB-NSC rosnące na wieloskładnikowych domenach biofunkcjonalnych, otrzymanych metodą piezoCNTF, JAGGED czy NOTCH
elektrycznego mikronakraplania na powierzchnię pokrytą mikrofilmem substancji nieadhezyjnej. Nakraplano fibronektynę
z białkami sygnałowymi, takimi jak A) CNTF; B) DKK-1; C) WNT3a. Znakowanie immunocytochemiczne przeprowadzono
promują różnicowanie w kiena obecność β-tubuliny III (marker neuronalny, kolor zielony) oraz GFAP (marker astrocytalny, kolor czerwony). Jądra barrunku astrocytarnym, co wywiono Hoechst 33342 (kolor niebieski).
raża się przewagą komórek
Inne grupy badawcze wykazały, że ludzkie mezenchymalne komórki macierzyste, rosnące na małych domenach
adhezyjnych uzyskanych metodą mikrodrukowania, słabo przylegały do podłoża, przyjmowały okrągły kształt i
różnicowały w kierunku tkanki tłuszczowej, podczas gdy
rosnąc na domenach o większej powierzchni rozpłaszczały
się wykazując zwiększoną reorganizację cytoszkieletu, gęstości kontaktów adhezyjnych (ang. focal adhesions) i różni-
178
www.postepybiochemii.pl
syntetyzujących GFAP (Ryc. 5A), podczas gdy zastosowanie białka SHH bądź DKK-1 (Ryc. 5B) stymuluje komórki
HUCB-NSC do różnicowania w kierunku neuronalnym,
a więc syntetyzujące β-tubulinę III. Białko Wnt-3a sprzyja
natomiast utrzymaniu immobilizowanej do powierzchni
populacji komórek w stanie niezróżnicowanym [26, Zychowicz i wsp., dane niepublikowane].
Dwuwymiarowe systemy in vitro mogą być wykorzystywane w badaniach podstawowych do identyfikacji czynników kontrolujących los komórek macierzystych, wpływających na cykl komórkowy, różnicowanie czy reprogramowanie. Takimi czynnikami mogą być składniki macierzy
zewnątrzkomórkowej, czynniki wzrostu czy białka sygnałowe.
Systemy trójwymiarowe do hodowli i
różnicowania komórek macierzystych
Zastosowanie trójwymiarowych nośników przestrzennych (rusztowań, ang. scaffolds) do wzrostu i ochrony przeszczepianych komórek macierzystych/progenitorowych
znajduje coraz szersze zastosowanie w medycynie regeneracyjnej. Systemy trójwymiarowe, w związku ze swoimi
właściwościami biologiczno-fizyko-chemicznymi ściślej
odwzorowują warunki niszy, umożliwiając stworzenie
in vitro mikrośrodowiska optymalnego dla różnicowania,
proliferacji i przeżywalności KM. Takie systemy są pomocne również w badaniu odpowiedzi KM na zmieniające się
warunki mikrośrodowiska [35]. Przykładowe modele 3D
odziaływań komórek z mikrośrodowiskiem in vitro niszy
komórek macierzystych przedstawia Ryc. 6.
Obecnie do najczęściej stosowanych trójwymiarowych
sposobów hodowli KM należy enkapsulacja komórek, a
także ich preimplantacyjna hodowla na określonych rusztowaniach: hydrożelach, nanorurkach, nanowłóknach
lub na rusztowaniu ECM uzyskanym po decelularyzacji
tkanki (Ryc. 7). W rusztowaniach hydrożelowych fazą
rozproszoną jest woda, a fazę formującą stanowią albo
naturalne tworzywa takie jak kolagen, elastyna, fibryna
lub chitozan albo tworzywa syntetyczne w rodzaju polikoprolaktonu (PCL), polidioxanonu (PDO), kwasu poliglikolowego (PGA), kwasu poli-l-mlekowego (PLLA),
glikolowanego kwasu poli-D,L-mlekowego (PGLA) itp.
[38,39,40]. Hydrożel w swojej budowie przypomina gąbkę z licznymi porami o różnej wielkości. Zmieniając stopień uwodnienia materiał formujący i stopień jego usieciowana, można wpływać na szybkość biodegradacji, elastyczność i twardość szkieletu. Hodowane w rusztowaniu komórki penetrują strukturę hydrożelową i osiedlają
się w obecnych tam porach, spełniających rolę nisz dla ich
dalszego rozwoju.
Nanorurki i nanowłókna są wydłużonymi strukturami o mikro i nanometrowych średnicach (odpowiednio),
których cechą charakterystyczną i wykorzystywaną w inżynierii tkankowej jest duży stosunek powierzchni adhezyjnej do masy. Dzięki temu wspólnie hodowane komórki przylegają ściśle do powierzchni, a ich różnicowanie i
dojrzewanie odbywa się zgodnie z kierunkiem włókna.
Stosowane jako rusztowania do hodowli komórek nanorurki węglowe powstają w procesie rozkładu lotnej substancji zawierającej węgiel na wybranym katalizatorze,
zaś nanowłókna powstają w procesach tzw. elektroprzędzenia czy rozdzielania faz. Materiałem stosowanym do
ich wytwarzania są najczęściej związki węglowe, syntetyczne polimery, jedwab, tlenek glinu czy krzemionka
[41,42]. Cechą różnicującą nanowłókna jest ich średnica. Rusztowanie utworzone z nanowłókien o określonej
średnicy może mieć różną porowatość. Można również
otrzymać hydrożele wytwarzane z nanowłókien, które
łączą zalety obu tych materiałów: elastyczność i uwodnienie szkieletów hydrożelowych z dużą powierzchnią
adhezyjną nanowłókien.
Opracowanie biomateriałów sprzyjających wzrostowi i różnicowaniu komórek macierzystych in vitro, które po
przeszczepie do określonej tkanki będą
nadal chronić ich przeżycie i dalszy rozwój, jest głównym celem bioinżynierii
medycznej [43]. Transplantacja do OUN
jest trudna w porównaniu z wprowadzeniem biorusztowania do innych narządów, np. kości czy wątroby, głównie
ze względu na bardzo dużą wrażliwość
na niedokrwienie, czy uraz oraz silną
odpowiedź immunologiczną.
Rycina 6. Modele in vitro niszy 3D komórek macierzystych. Kolor niebieski reprezentuje przykładowy biopolimer o określonych właściwościach fizykochemicznych; A) zastosowanie czynników sieciujących polimer
homogennie, zapewnia jednorodny rozkład sygnału przekazywanego do komórek (kolorowe strzałki); B)
zastosowanie polimeru gradientowego, o różnej gęstości usieciowania, zapewnia zróżnicowany rozkład sygnału przekazywanego do komórek; C) zastosowanie nowoczesnej technologii tworzenia trójwymiarowych
hydrożeli z przestrzennie kontrolowanym usieciowaniem (ang. „electropatterning”) umożliwia zakotwiczenie
komórek macierzystych w ściśle określonym porządku i w kontakcie z wybranymi komórkami towarzyszącymi (podporowymi, kolor żółty) zapewniającymi wydzielanie czynników wspierających komórki macierzyste; D) strukturą i funkcją biopolimeru można manipulować w czasie rzeczywistym, co umożliwia regulację
uwalniania określonych czynników aktywnych, które są fizycznie lub chemicznie związane z biopolimerem.
Uwalnianie tych czynników może być sterowane temperaturą, promieniami UV [36] lub polem elektromagnetycznym [37]. Taka bioinżynieria niszy ułatwia dostarczanie zróżnicowanych i specyficznych sygnałów w
ściśle kontrolowany sposób, schemat przygotowany na podstawie [35].
Postępy Biochemii 59 (2) 2013
W przypadku przeszczepów do OUN
jednym z ważnych czynników warunkujących przeżycie agregatu komórkowego jest jego rozmiar. Rusztowania
drobne nie uszkadzają mózgu i mogą
być z łatwością dostarczone domózgowo w iniekcjach stereotaktycznych.
Rusztowania o większej średnicy wymagają wprowadzenia operacyjnego i zapewnienia im warunków prawidłowej
179
perfuzji regulującej dopływ tlenu i substancji odżywczych
po przeszczepie. Strategia wspomagania przez unaczynienie regenerujących obszarów uszkodzonej tkanki nerwowej
jak i miejsc transplantacji egzogennych komórek macierzystych/progenitorowych lub też biotechnologicznych implantów komórkowych [44,45], polega głównie na:
— dostarczeniu angiogenetycznych czynników wzrostowych takich jak np. VEGF (naczyniowy czynnik wzrostu),
jego funkcjonalny partner i regulator FGF-2 i -4 oraz stabilizujący powstawanie i dojrzewanie naczyń PIGF (łożyskowy
czynnik wzrostu);
— zastosowaniu wstępnego unaczynienia trójwymiarowych rusztowań nośnikowych dla hodowanych in vitro komórek prekursorowych;
— poprawie unaczynienia poprzez mechaniczną [46] lub
elektryczną [47] stymulację, którą można stosować zarówno w hodowli in vitro jak i in situ w miejscu transplantacji.
— wyborze biomateriałów sprzyjających wnikaniu i różnicowaniu prekursorowych komórek endotelialnych (EPC) o
potencjale angiogennym. [48].
W praktyce stosuje się zazwyczaj połączenie kilku z wymienionych powyżej sposobów stymulacji unaczynienia,
zarówno w miejscu przeszczepu jak i w hodowlach wieloskładnikowych bio-konstruktów tkankowych in vitro. Takie
postępowanie wykazało swoją efektywność w badaniach
przedklinicznych. Potwierdzono, że wstępne unaczynienie
przeszczepu może znacząco wydłużyć czas jego przeżycia
i integrację z tkanką biorcy [49] oraz znacząco zwiększyć
proliferację transplantowanych komórek progenitorowych.
Należy przy tym pamiętać, że ograniczona dyfuzja tlenu w
parenchymie mózgu zapewnia przeżycie komórkom znajdującym się w promieniu nie większym niż 100 μm od penetrującego ją naczynia [50].
Jak wspomniano powyżej istotnym czynnikiem wpływającym na powodzenie przeszczepu jest rodzaj materiału
użytego do wykonania rusztowania. Najbardziej optymalne do zastosowania wydają się być materiały biodegradowalne, np. glikol polietylenowy (PEG), kwas poliglikolowy
(PGA) czy kwas hialuronowy. Jednakże wykonane z tych
tworzyw rusztowania ze względu na swoje rozmiary wymagają z reguły wprowadzenia domózgowego z towarzyszącym otwarciem czaszki. W celu ominięcia tak inwazyjnej
procedury pojawiły się nowe materiały, które podlegają
sieciowaniu dopiero w kontakcie z tkankami gospodarza
(w temperaturze ≥ 36oC) i mogą być podawane w zawiesinie razem z przeszczepianymi komórkami. Do materiałów
takich należą karboksymetylceluloza (ang. CMC) i polietyleneimina [51,52]. Z kolei rusztowania wykonane z nanowłókien i nanorurek węglowych charakteryzują się bardzo
dużą powierzchnią adhezyjną dobrze sprzyjającą zasiedlaniu się komórek. Stwierdzono również, że wielkość i rodzaj
cząsteczek stosowanych do wytworzenia szkieletu może
wpływać bezpośrednio na odpowiedź immunologiczną
biorcy. Małe cząsteczki, np. hydroksyapatyt (1–30 μm), indukują po transplantacji silniejszą odpowiedź zapalną w
tkance biorcy niż większe agregaty.
Biodegradowalność materiału również wpływa na odpowiedź tkanki gospodarza na przeszczep. Szybka degradacja
szkieletu powoduje zbyt nagłe uwolnienie dużej ilości substancji chemicznych do otoczenia, a w konsekwencji wzrost
osmolarności przylegającej do rusztowania tkanki, jej ostrego obrzęku i ewentualnej martwicy. Za szybkość degradacji
oprócz rodzaju materiału odpowiada również stopień usieciowania rusztowania. Zbyt gęste usieciowanie utrudnia
penetrację komórek do jego wnętrza, a zbyt małe warunkuje jego przyspieszoną degradację in vivo [53]. Zarówno w
przypadku rusztowań hydrożelowych jak i
rusztowań z nanowłókien bardzo korzystne
wydaje się stosowanie niejednorodnej wielkości porów. W zależności od średnicy porów zasiedlające rusztowanie komórki będą
proliferować (pory o wymiarze < 80 µm) lub
różnicować (80–120 µm), a obecność porów
o średnicy > 120 µm umożliwi im lepszą wymianę gazów [53]. Rodzaj uwolnionych do
tkanki związków w trakcie degradacji szkieletu jest również ważny, dlatego PGLA,
który ulega rozkładowi do całkowicie obojętnych cząsteczek CO2 i H2O jest często stosowanym biomateriałem.
Rycina 7. Systemy 3D stosowane do wspólnych hodowli i transplantacji komórek macierzystych. A)
system mikrosfer opłaszczających komórki (enkapsulacja), które mogą wydzielać określone czynniki
np. wzrostowe lub też białka sygnałowe; B) hydrożele o zróżnicowanej wielkości porów, zapewniające
zarówno proliferację jak i różnicowanie penetrujących je komórek; C) nanorurki węglowe, charakteryzujące się dużą powierzchną adhezyjną, która ułatwia kontakt z komórkami.
180
Kolejnym istotnym parametrem warunkującym powodzenie przeszczepu jest elastyczność zastosowanego materiału (Ryc. 8).
Tworzywa miękkie odtwarzające elastyczność i twardość mózgu (o podatności, czyli
zdolności do odkształcenia wynoszącej ok.
0,1–5 kPa) predysponują do różnicowania
się komórek macierzystych/progenitorowych w kierunku neuralnym, w tym odpowiednio: w kierunku neuronów materiały
o podatności 0,3–1,5 kPa, a w kierunku
astrogleju 1,5 kPa do 5 kPa [54]. Materiały
www.postepybiochemii.pl
różnicowanie
osteoblastyczne.
Można również wiązać w rusztowaniu czynniki regulatorowe t.j.
TGFb czy Shh [62,63]. Jeszcze innym sposobem jest zastosowanie
do pokrycia szkieletu materiałów,
które aktywują się pod wpływem
enzymów uwalnianych przez komórki [64], np. oddziaływujących
proangiogennie [65,66].
Manipulując powyżej przedstawionymi właściwościami biofizycznymi stworzono rusztowaRycina 8. Wpływ twardości podłoża na przeżycie i różnicowanie komórek macierzystych. Powyższy schemat prenia umożliwiające kontrolowanie
zentuje podsumowanie eksperymentów prowadzonych przez różne grupy badawcze z zastosowaniem m.in. mezenlosu zasiedlających je komórek
chymalnych komórek macierzystych (MSC) otrzymanych ze szpiku kostnego. Komórki mezenchymalne są obecnie
macierzystych. I tak, otrzymano
najczęściej stosowanymi w badaniach klinicznych komórkami macierzystymi [55], schemat wg [56].
rusztowania, które predysponują
komórki progenitorowe do różnio pośredniej podatności (8–17 kPa) ukierunkowują różnicocowania i wytwarzania funkcjonalnych sieci neuronalnych.
wanie we włókna mięśniowe, a te o największej sztywności
Przykładem jest doświadczenie przeprowadzone przez
(25–40 kPa) powodują różnicowanie z wytworzeniem tkangrupę Ma i wsp., w którym już po 14 dniach hodowli neuroki kostnej [21].
epitelialne komórki embrionalne hodowane na hydrożelach
Kształt rusztowania powinien być dopasowany do kształfibrynowych lub kolagenowych w obecności kwasu retinotu ubytku tkanki nerwowej zobrazowanego np. w tomograwego, różnicowały się do funkcjonalnych neuronów, wyfii komputerowej. Wykazano, że lepszą integrację z tkanką
kazujących aktywność elektryczną, oraz ekspresję charakgospodarza mają rusztowania o kształtach obłych lub cylinterystycznych markerów i receptorów neuronalnych [67].
drycznych niż ostrych i „kanciastych” [57]. Oprócz kształtu
Natomiast w celu utrzymania pluripotencjalności komórek
i innych podstawowych właściwości materiału tworzącego
progenitorowych warunkujących ich zwiększoną proliferarusztowanie, ważne są również takie cechy jak wytwarzany
cję [68], można zastosować rusztowania zawierające kwas
w środowisku tkankowym potencjał elektryczny, jego hyhialuronowy (HA, ang. hialuronic acid) skoniugowany z
drofilność czy hydrofobowość.
przeciwciałem skierowanym przeciwko receptorowi białka
Nogo — inhibitorem wzrostu neurytów [69]. Sygnałem do
W celu stworzenia warunków środowiska zbliżonych do
różnicowania komórek było tu podanie kwasu retinowenaturalnych rusztowania mogą być wzbogacane białkami
go. Znaczne przyspieszenie różnicowania NSC jak i MSC
macierzy zewnątrzkomórkowej i innymi cząsteczkami syw kierunku neuronalnym otrzymano również po pokryciu
gnałowymi, wpływającymi na procesy życiowe komórek
rusztowań (zarówno zawierających HA jak i poli-2-hydroki ich różnicowanie, w tym również na bardzo istotny posyetylometakrylanowych) lamininą z prezentowanym epitencjał neowaskularyzacyjny. Do najczęściej stosowanych
topem IKVAV oraz systemem uwalniania czynnika BDNF
substancji pokrywających szkielet należą: kolagen, który
(ang. brain-derived neurotrophic factor). Obecność epitopu
zwiększa adhezyjność komórek macierzystych; laminina
IKVAV wydaje się być kluczowa w różnicowaniu neuro332 wpływająca na ukierunkowanie osteoblastyczne; fibronalnym [70]. Poza wspomnianymi powyżej przykładami
nektyna, która zwiększa proliferację komórek macierzywpływu specyficznych oddziaływań receptorowych na różstych i miogenezę [58], lamininy 211 i 111 odpowiadające za
nicowanie neuralne, sama zmiana struktury z 2D na przeich ukierunkowanie proneuralne [59,60].
strzenną 3D występująca po przeszczepie, powoduje zmianę kierunku różnicowania komórek. Mysie NSC rosnące w
Proces różnicowania komórek do konkretnego fenotypu
postaci jednej warstwy na podłożu chitynowym różnicowaw hodowlach in vitro czynników rozpuszczalnych dodawały się głównie w kierunku astrocytarnym. Po przeniesieniu
nych do pożywki lub trwale związanych z powierzchnią
ich na chitynowe rusztowania 3D znacząca część komórek
hodowlaną. W przypadku struktur 3D molekuły wpływauległa zróżnicowaniu do neuronów (15%). Podobny efekt
jące na różnicowanie komórek mogą być prezentowane
obserwowano po wysianiu komórek na nanowłókna [71].
przez białka pokrywające rusztowanie, np. zawierające doTen typ rusztowania, o optymalnej średnicy 480–930 nm,
meny integrynowe wiążące się z sekwencją aminokwasów
jest opisywany jako predysponujący do różnicowania neuRGD (arginina–glicyna–kwas asparaginowy) [6], których
ronalnego w stopniu porównywalnym do matrigelu [72].
obecność zwiększa podatność komórek do różnicowania
Umieszczenie na powierzchni nanowłókien epitopu IKVAV
w kierunku osteoblastów, lub związany z lamininą epitop
dodatkowo zwiększało różnicowanie w kierunku neuronalIKVAV (izoleucyna-lizyna-walina-alanina-walina), promunym i obniżało ilość astrocytów powstających zarówno z
jący różnicowanie neuronalne. Innym sposobem na funkkomórek MSC jak i NPCs (< 5% GFAP i 35% β-tubulina III)
cjonalizację powierzchni jest połączenie substancji pokry[73]. Kolejnym parametrem biofizycznym wpływającym na
wającej z polimerem HSPG (ang. poliglycol heparansulfate)
ukierunkowanie neuronalne komórek macierzystych jest
[61]. Dzięki temu związana z fibrynogenem heparyna może
opisana wcześniej elastyczność podłoża. Rusztowania hysłużyć jako transporter dla BMP2, czynnika promującego
drożelowe o elastyczności zbliżonej do elastyczności mózgu
Postępy Biochemii 59 (2) 2013
181
noworodka (1.5 kPa) zwiększają ilość połączeń międzykomórkowych i ekspresję markera neuronalnego β-tubulina
III natomiast twardsze materiały (2,6 kPa) predysponują komórki do różnicowania w kierunku astrocytarnym.
W badaniach własnych wykazaliśmy, że pod względem
elastyczności, twardości, a przede wszystkim niskiej immunogenności, rusztowania żelatynowe mają znaczną przewagę nad dekstranowymi w przeszczepach domózgowych.
Ponadto, zasiedlone ludzkimi komórkami macierzystymi
pochodzącymi ze sznura pępowinowego (tzw. galarety
Whartona) wydłużają znacząco przeżycie tych komórek po
przeszczepie, hamują proliferację astrogleju wokół miejsca
przeszczepu, a dzięki dodatkowemu pokryciu powierzchni
szkieletu lamininą, ukierunkowują komórki proneuralnie.
Dzięki porowatej i niehomogennej strukturze hydrożelu
stworzyliśmy, w zależności od wielkości porów, wielofunkcyjne bio-konstrukty z oddzielnymi centrami proliferacji,
różnicowania i wymiany gazów [53].
NEURALNE KOMÓRKI MACIERZYSTE HODOWANE
NA RUSZTOWANIACH BIOPOLIMEROWYCH W
BADANIACH PRZEDKLINICZNYCH I KLINICZNYCH
W doświadczeniach prowadzonych in vitro z zastosowaniem
komórek macierzystych, biofunkcjonalizacja dwuwymiarowych powierzchni hodowlanych umożliwiła ukierunkowanie
różnicowania tych komórek. Z doświadczeń przedklinicznych
wynika jednakże, że los tych komórek w warunkach hodowli
przestrzennej 3D in vivo znacznie odbiega od obserwowanego
w warunkach hodowli jednowarstwowej. Unieśmiertelniona
poprzez adenowirusową transformację linia komórek płodowych nerki (HEK293), rosnąca w pojedynczej warstwie in vitro
wykazywała cechy typowe dla komórek nabłonkowych. Po
wymuszeniu hodowli nieadherentnej w postaci pływających
agregatów, w komórkach wzrastała ekspresja genów, których
produkty są markerami pluripotencji t.j. Oct4, Nanog, Sox2,
Klf4 i Lin28. Po przeszczepie tych komórek pod skórę zwierząt, w odróżnieniu od komórek hodowanych w warunkach
adhezyjnych, stwierdzono częstsze pojawianie się nacieków i
guzów nowotworowych. Sugeruje to, że przerwanie kontaktu
komórek z podłożem może promować zmiany nowotworowe
po ich transplantacji [74]. W przeciwieństwie do doświadczeń
opisanych przez Su, w badaniach własnych, po zastosowaniu
również wymuszonej, nieadherentnej hodowli pierwotnej
nietransfekowanych komórek progenitorowych izolowanych
z krwi pępowinowej i zwiększającej ich proliferację oraz ekspresję genów charakterystycznych dla pluripotencjalności
(Oct4, Nanog, Sox2, Rex1), nie zaobserwowaliśmy wystąpienia
żadnych cech ich transformacji nowotworowej [68]. Ten sam
typ hodowli zastosowany do przeszczepu w klinicznym eksperymencie medycznym [75] również okazał się bezpieczny
w czasie 4-letniej prospektywnej obserwacji klinicznej (wyniki
Rycina 9. Różne poziomy złożoności systemów badawczych stosowanych w inżynierii tkankowej; A) system hodowli dwuwymiarowej i kontroli na poziomie komórki
(zaznaczono specyficzne oddziaływania komórki z podłożem i czynnikami znajdującymi się w pożywce); B) system hodowli trójwymiarowej (z zastosowaniem rusztowań biomateriałowych) do badań nad wzrostem i różnicowaniem KM oraz formowaniem tkanek; C) system hodowli trójwymiarowej (z zastosowaniem rusztowań
biomateriałowych i naturalnych) stosowany do odtwarzania organów lub ich części in vitro. Kontekst biomimetyczny prowadzonych badań oznacza określenie warunków
mikrośrodowiska in vitro, które są zbliżone do panujących w fizjologicznej niszy KM in vivo, (schemat przygotowany na podstawie [91]).
182
www.postepybiochemii.pl
w przygotowaniu do publikacji). Wydaje się, że w przypadku somatycznych komórek macierzystych/progenitorowych,
prosta zależność pomiędzy bezpieczeństwem przeszczepu, a
stopniem zróżnicowania nie jest tak jednoznaczna jak w naturalnie „nieśmiertelnych” liniach komórek embrionalnych czy
też unieśmiertelnionych onkogenami „dorosłych” komórkach
macierzystych i przeszczep nieadherentnych komórek progenitorowych nie prowadzi do tworzenia teratom, jak również
do powstania transformacji nowotworowej. Jednak dalsze
badania nad charakterem mikrośrodowiska, które mogłoby
zwiększać bezpieczeństwo przeszczepu są niezwykle istotne.
Ze względu na odmienny charakter regeneracji obwodowego i ośrodkowego układu nerwowego właściwości stosowanych w nich wspomagających biorusztowań są różne. W
uszkodzeniach nerwów obwodowych i rdzenia kręgowego
oczekiwaną funkcją rusztowania jest stworzenie matrycy,
która ukierunkuje endogenną regenerację włókien nerwowych lub transplantatu zawierającego komórki macierzyste, równolegle do włókien występujących fizjologicznie. W
tym celu stworzono hydrożele zawierające wewnątrz podłużne kanały o średnicy od 450 do 650 µm i zasiedlono je
typowymi dla nerwów obwodowych wspomagającymi komórkami Schwanna [76]. Stosowano również nanowłókna
o minimalnej średnicy 30–50 µm, wytworzone z kolagenu,
kwasu hialuronidowego lub polimerów tj. PLGA czy PCL,
na które nasadza się komórki macierzyste i które spełniały
rolę prowadnic dla wzrostu tych komórek [77,78]. Zastosowanie cylindrycznych hydrożeli otrzymanych z białek osocza biorcy [79] również dało pozytywne wyniki. Szkielety o
takim składzie charakteryzują się znacznie mniejszą immunogennością oraz obecnością licznych czynników sprzyjających wzrostowi komórek.
Inną funkcję spełniają biorusztowania podawane domózgowo, głównie w ogniskowych uszkodzeniach OUN. Ich
zadaniem jest ochrona przeszczepianych komórek przed
atakiem immunologicznym ze strony biorcy, a przez
zmniejszenie nacieku zapalnego zahamowanie powstania blizny wokół przeszczepu oraz stworzenie ochronnej
niszy dla przeżycia, proliferacji i dalszego funkcjonowania transplantowanych komórek. Do wytwarzania takich
szkieletów często wykorzystywane są mikrowłókna o dużej powierzchni adhezyjnej umożliwiającej gęste zasiedlenie komórkami [80].
W przypadku chorób neurozwyrodnieniowych (t.j w modelach zwierzęcych chorób Huntingtona, Alzheimera czy
Parkinsona), w których procesem patologicznym dotknięty
jest cały OUN, stosuje się inną strategię transplantacji komórek macierzystych do mózgu. Komórki macierzyste nasadzane są na mikrosfery (enkapsulaty) najczęściej kolagenowe
lub PLGA [81,82], zawierające substancje neuroprotekcyjne,
molekuły sygnałowe, czynniki wzrostowe lub angiogenne.
Przykładem takich rusztowań „sferycznych” są mikrosfery
algininowe [83,84], szklane [85,86] lub żelatynowe [87]. Po
ich iniekcji domózgowej opisywano dłuższe przeżycie przeszczepu, wytworzenie mniejszego odczynu zapalnego, a w
chorobie Alzheimera redukcję depozytu β amyloidu [84] i
poprawę częściowo utraconych funkcji neurologicznych (w
zależności od głównego schorzenia poprawę pamięci lub
funkcji ruchu).
Postępy Biochemii 59 (2) 2013
Terapia regeneracyjna z zastosowaniem ludzkich komórek macierzystych w leczeniu chorób neurodegeneracyjnych
i ostrych uszkodzeń OUN przeszła obecnie w fazę prób
klinicznych, a pierwsze publikowane wyniki potwierdzają
bezpieczeństwo jej stosowania [55]. Jednakże we wszystkich
tych doniesieniach publikacyjnych komórki dostarczane były
w postaci zawiesiny. Metoda przeszczepu komórek osadzonych na rusztowaniu, choć przeszła pozytywnie liczne próby
przedkliniczne [51], dopiero w ostatnich latach znalazła zastosowanie w niektórych jednostkach chorobowych, głównie
w ortopedii i chirurgii naczyniowej [48,88].
Teoretycznie terapia neurologiczna z zastosowaniem agregatów 3D mogłaby być z korzyścią stosowana w tych jednostkach chorobowych, w których proces patologiczny doprowadził do ubytku tkanki, przerwania jej ciągłości, powstania
cyst lub jam pomartwiczych. Główny problem stanowi nadal
sposób dostarczenia takiego biorusztowania do uszkodzonego OUN. Transplantacja domózgowa, zwłaszcza do struktur
głębokich, jest obarczona dużym ryzykiem dodatkowego
uszkodzenia tkanki. Z tego powodu pierwsze doniesienia
stosowania bioinżynierii klinicznej dotyczą rekonstrukcji
nerwów obwodowych. Standardowe leczenie polega m.in.
na uzupełnieniu ubytku nerwu autologicznym fragmentem
innego nerwu o mniejszym znaczeniu funkcjonalnym (np.
nerwu czuciowego). W 2011 r. grupa Kufflera [89] opublikowała raport z badania klinicznego obejmującego 8 pacjentów
leczonych z zastosowaniem rusztowań o długości od 2 do 12
cm w celu wypełnienia ubytków w nerwie łokciowym lub
promieniowym. Rusztowanie stanowiła kolagenowa tuba
wypełniona osoczem wzbogaconym w koncentrat płytkowy.
W okresie 3 lat obserwacji stwierdzono u znacznej większości
chorych powrót funkcji ruchowej jak i czuciowej uszkodzonego nerwu. Badanie z zastosowaniem rezonansu magnetycznego potwierdziło cechy odbudowy uszkodzonych włókien
nerwowych, spowodowane wzrostem i regeneracją aksonów
wewnątrz rusztowania. W roku 1999 na Uniwersytecie Stanford rozpoczęto próbę kliniczną obejmującą chorych po uszkodzeniach nerwów obwodowych z zastosowaniem szkieletów
kolagenowych opłaszczonych komórkami Schwanna [90].
Kolejne dwie próby kliniczne rozpoczęto w 2009 r. z użyciem
szkieletów nowej generacji dostępnych komercyjnie, a otrzymanych po decelularyzacji i sterylizacji nerwów obwodowych
(NCT00953277) lub sztucznych szkieletów polimerowymi
(NCT00948025). Niestety ciągle brak jest podsumowujących
wyników końcowych tych badań.
Zastosowanie w terapii chorób neurologicznych inżynierii tkankowej opartej na rusztowaniach polimerowych
zasiedlonych przez komórki macierzyste wydaje się jedynie kwestią czasu. Z uwagi na bezpieczeństwo pacjentów
należy dołożyć wszelkich koniecznych starań, aby wprowadzenie tej terapii było zgodne z zasadami EMB (ang. medical
evidence basement, medycyny opartej na faktach), po uzyskaniu atestu jakości stosowanych procedur i sposobu przygotowania materiału stosowanego do transplantacji.
PODSUMOWANIE
Bioinżynieria niszy komórek macierzystych rozwija się
współcześnie na trzech różnych poziomach poznawczych,
183
mających konkretne odzwierciedlenie w przedstawionych w
tym opracowaniu badaniach, prowadzonych zarówno w naszym zespole jak i w wielu innych laboratoriach na świecie.
5. Marthiens V, Kazanis I, Moss L, Long K, Ffrench-Constant C (2010)
Adhesion molecules in the stem cell niche--more than just staying in
shape? J Cell Sci 15: 1613-1622
Pierwszy poziom stanowią platformy z domenami bioaktywnymi w systemach 2D stosowanych do wzrostu i różnicowania komórek. Takie układy modelowe umożliwiają
poznanie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw odpowiedzi komórek na zmienne sygnały płynące z
otaczającego mikrośrodowiska, dzięki możliwościom bezpośredniej detekcji ekspresji genów, zmian epigenetycznych i aktywności określonych dróg sygnałowych.
7. Nagao M, Sugimori M, Nakafuku M (2007) Cross talk between notch
and growth factor/cytokine signaling pathways in neural stem cells.
Mol Cell Biol 27: 3982-3994
Drugi poziom badawczy stosowany w bioinżynierii tkankowej stanowią rusztowania biopolimerowe 3D. Tworzą one
strukturalną i funkcjonalną matrycę dla wzrostu komórek i
modelowania formowanych in vitro tkanek. Co więcej, dzięki
zastosowaniu nowoczesnych technologii biomateriał tworzący rusztowanie może być zaprojektowany w sposób, który
umożliwia czasowo-przestrzenną regulację zarówno uwalniania jak i sieciowania określonych czynników wpływających na
kierunek i dynamikę rozwoju komórek macierzystych.
Trzeci poziom zaawansowania innowacyjnej inżynierii
tkankowej dotyczy prób odwzorowania budowy całych organów lub ich części oraz zastosowania wytworzonych in vitro,
biokonstruktów w transplantologii klinicznej. Hodowle organów i całych tkanek na rusztowaniach biopolimerowych in vitro w tym opracowaniu nie zostały omówione, ponieważ, jak
do tej pory, nieznane są takie przykłady dla OUN. Znaczny
postęp w tej dziedzinie dotyczy organów, których naturalne
rusztowanie stanowi chrząstka (np. tchawica, zastawki serca,
nos lub ucho). Spektakularnym przykładem takiego sukcesu
inżynierii tkankowej jest hodowla in vitro tchawicy na naturalnym, decelularyzowanym rusztowaniu pobranym od dawcy
[92] lub na biokompatybilnym rusztowaniu polimerowym
[93] z zastosowaniem komórek macierzystych pobranych od
pacjenta. W obydwu przypadkach przeszczep kliniczny wyhodowanej in vitro tchawicy zakończył się sukcesem.
Postęp w obrazowaniu strukturalnym i funkcjonalnym
in vivo przeszczepionych komórek, tkanek lub rusztowań
biopolimerowch zasiedlonych komórkami, umożliwia
współcześnie analizę zarówno przeżywalności jak i funkcjonalności badanych struktur już po ich transplantacji do
organizmu biorcy. Układy biomimetyczne in vitro mają zapewnić optymalne warunki dla właściwego przygotowania
takich przeszczepów i do ich skutecznego, monitorowanego zastosowania w medycynie regeneracyjnej.
PIŚMIENNICTWO
1. Mu Y, Lee SW, Gage FH (2010) Signaling in adult neurogenesis. Curr
Opin Neurobiol 20: 416-23
2. Pierret C, Spears K, Morrison JA, Maruniak JA, Katz ML, Kirk MD
(2007) Elements of a neural stem cell niche derived from embryonic
stem cells. Stem Cells Dev 16: 1017-1026
3. Riquelme PA, Drapeau E, Doetsch F (2008) Brain micro-ecologies: neural stem cell niches in the adult mammalian brain. Philos Trans R Soc
Lond B Biol Sci 12: 123-137
4. Dityatev A, Seidenbecher CI, Schachner M (2010) Compartmentalization from the outside: the extracellular matrix and functional microdomains in the brain. Trends Neurosci 33: 503-512
184
6. Yang F, Williams CG, Wang DA, Lee H, Manson PN, Elisseeff J (2005)
The effect of incorporating RGD adhesive peptide in polyethylene glycol diacrylate hydrogel on osteogenesis of bone marrow stromal cells.
Biomaterials 26: 5991–5998
8. Eriksson PS, Perfilieva E, Björk-Eriksson T, Alborn AM, Nordborg C,
Peterson DA, Gage FH (1998) Neurogenesis in the adult human hippocampus. Nat Med 4: 1313-1317
9. Doetsch F, Caillé I, Lim DA, García-Verdugo JM, Alvarez-Buylla A
(1999) Subventricular zone astrocytes are neural stem cells in the adult
mammalian brain. Cell 11: 703-716
10.Doetsch F (2003) A niche for adult neural stem cells. Curr Opin Genet
Dev 13: 543-550
11.Seri B, García-Verdugo JM, McEwen BS, Alvarez-Buylla A (2001)
Astrocytes give rise to new neurons in the adult mammalian hippocampus. J Neurosci 15: 7153-7160
12.Kazanis I, Lathia JD, Vadakkan TJ, Raborn E, Wan R, Mughal MR,
Eckley DM, Sasaki T, Patton B, Mattson MP, Hirschi KK, Dickinson
ME, ffrench-Constant C (2010) Quiescence and activation of stem and
precursor cell populations in the subependymal zone of the mammalian brain are associated with distinct cellular and extracellular matrix
signals. J Neurosci 21: 9771-9781
13.Berninger B (2010) Making neurons from mature glia: a far-fetched
dream? Neuropharmacology 58: 894-902
14.Han YG, Spassky N, Romaguera-Ros M, Garcia-Verdugo JM, Aguilar
A, Schneider-Maunoury S, Alvarez-Buylla A (2008) Hedgehog signaling and primary cilia are required for the formation of adult neural
stem cells. Nat Neurosci 11: 277-284
15.Lim DA, Tramontin AD, Trevejo JM, Herrera DG, García-Verdugo JM,
Alvarez-Buylla A (2000) Noggin antagonizes BMP signaling to create
a niche for adult neurogenesis. Neuron 28: 713-726
16.Peretto P, Dati C, De Marchis S, Kim HH, Ukhanova M, Fasolo A,
Margolis FL (2004) Expression of the secreted factors noggin and bone
morphogenetic proteins in the subependymal layer and olfactory bulb
of the adult mouse brain. Neuroscience 128: 685-696
17.Giaume C, Venance L (1998) Intercellular calcium signaling and gap
junctional communication in astrocytes. Glia 24: 50-64
18.Gage FH (2010) Molecular and cellular mechanisms contributing to
the regulation, proliferation and differentiation of neural stem cells in
the adult dentate gyrus. Keio J Med 59: 79-83
19.Massirer KB, Carromeu C, Griesi-Oliveira K, Muotri AR (2011) Maintenance and differentiation of neural stem cells. Wiley Interdiscip Rev
Syst Biol Med 3: 107-114
20.Owen SC, Shoichet MS (2010) Design of three-dimensional biomimetic
scaffolds. J Biomed Mater Res A 15: 1321-1331
21.Engler AJ, Sen S, Sweeney HL, Discher DE (2006) Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. Cell 25: 677-689
22.Reilly GC, Engler AJ (2010) Intrinsic extracellular matrix properties
regulate stem cell differentiation. J Biomech 43: 55-62
23.Guilak F, Cohen DM, Estes BT, Gimble JM, Liedtke W, Chen CS (2009)
Control of stem cell fate by physical interactions with the extracellular
matrix. Cell Stem Cell 2: 17-26
24.Flaim CJ, Teng D, Chien S, Bhatia SN (2008) Combinatorial signaling
microenvironments for studying stem cell fate. Stem Cells Dev 17: 2939
25.Soen Y, Mori A, Palmer TD, Brown PO (2006) Exploring the regulation
of human neural precursor cell differentiation using arrays of signaling microenvironments. Mol Syst Biol 2: 37
26.Bużańska L, Zychowicz M, Ruiz A, Ceriotti L, Coecke S, Rausher H,.
Sobanski T, Wheland M, Domanska-Janik K, Colpo P, Rossi F (2010)
Neural stem cells from human cord blood on bioengineered surfaces
- novel approach to multiparameter bio-tests. Toxicology 270: 35-42
www.postepybiochemii.pl
27.Zychowicz M, Mehn D, Ruiz A, Frontczak-Baniewicz M, Rossi F, Buzanska L (2012) Patterning of human cord blood-derived stem cells on
single cell posts and lines: Implications for neural commitment. Acta
Neurobiol Exp 72: 325-336
28.Ruiz A, Zychowicz M, Buzanska L, Mehn D, Mills CA, Martinez E, Coecke S, Samitier J, Colpo P, Rossi F (2009) Single stem cell positioning
on polylysine and fibronectin microarrays. Micro and Nanosystems
1: 50-56
29.Zychowicz M , Mehn D, Ana Ruiz A, Colpo P, Francois Rossi F, Frontczak-Baniewicz M, Domanska-Janik K, Buzanska L (2011) Proliferation capacity of cord blood derived neural stem cell line on different
micro-scale biofunctional domains. Acta Neurobiol Exp 71: 12-23
30.Ruiz A, Zychowicz M, Ceriotti L, Mehn D, Sirghi L, Rauscher H, Mannelli I, Colpo P, Buzanska L, Rossi F (2013) Microcontact printing and
microspotting as methods for direct protein patterning on plasma deposited polyethylene oxide: application to stem cell patterning. Biomed Microdevices
31.Buzanska L, Ruiz A, Zychowicz M, Rausher H, Ceriotti L, Rossi F,
Colpo P, Domanska-Janik K, Coecke S (2009) Patterned growth and
differentiation of human cord blood-derived neural stem cells on bio-functionalized surfaces. Acta Neurobiol Exp 69: 1-14
32.McBeath R, Pirone DM, Nelson CM, Bhadriraju K, Chen CS (2004) Cell
shape, cytoskeletal tension, and RhoA regulate stem cell lineage commitment. Dev Cell 6: 483-495
33.Peerani R, Rao BM, Bauwens C, Yin T, Wood GA, Nagy A, Kumacheva E, Zandstra PW (2007) Niche-mediated control of human embryonic stem cell self-renewal and differentiation. EMBO J 26: 4744-4755
34.Ruiz SA, Chen CS (2008) Emergence of patterned stem cell differentiation within multicellular structures. Stem Cells 26: 2921-2927
35.Lutolf MP, Gilbert PM, Blau HM (2009) Designing materials to direct
stem-cell fate. Nature 26: 433-441
36.Kloxin A M, Kasko AM, Salinas CN, Anseth KS (2009) Photodegradable hydrogels for dynamic tuning of physical and chemical properties.
Science 324: 59-63
37.Zhao C, Yang C. AC field induced-charge electroosmosis over leaky
dielectric blocks embedded in a microchannel. Electrophoresis 32: 629637
38.Namba RM, Cole AA, Bjugstad KB, Mahoney MJ (2009) Development
of porous PEG hydrogels that enable efficient, uniform cell-seeding
and permit early neural process extension. Acta Biomater 5: 1884-1897
Kinugasa K, Miyoshi Y, Shingo T, Borlongan CV, Date I (2011) Striatal
stimulation nurtures endogenous neurogenesis and angiogenesis in
chronic-phase ischemic stroke rats. Cell Transplant 20: 1049-1064
48.Nguyen LH, Annabi N, Nikkhah M, Bae H, Binan L, Park S, Kang Y,
Yang Y, Khademhosseini A (2012) Vascularized bone tissue engineering: approaches for potential improvement. Tissue Eng Part B Rev
18: 363-382
49.Chen X, Aledia AS, Ghajar CM, Griffith CK, Putnam AJ, Hughes CC,
George SC (2009) Prevascularization of a fibrin-based tissue construct
accelerates the formation of functional anastomosis with host vasculature. Tissue Eng Part A 15: 1363-1371
50.Kasischke KA, Lambert EM, Panepento B, Sun A, Gelbard HA, Burgess RW, Foster TH, Nedergaard M (2011)Two-photon NADH imaging exposes boundaries of oxygen diffusion in cortical vascular supply regions. J Cereb Blood Flow Metab 31: 68-81
51.Delcroix GJ, Garbayo E, Sindji L, Thomas O, Vanpouille-Box C, Schiller PC, Montero-Menei CN (2011) The therapeutic potential of human
multipotent mesenchymal stromal cells combined with pharmacologically active microcarriers transplanted in hemi-parkinsonian rats.
Biomaterials 32: 1560-1573
52.Pakulska MM, Ballios BG, Shoichet MS (2012) Injectable hydrogels for
central nervous system therapy. Biomed Mater 7: 024101
53.Jurga M, Forraz N, McGuckin CP (2010) Artificial human tissues from
cord and cord blood stem cells for multi-organ regenerative medicine:
viable alternatives to animal in vitro toxicology. Altern Lab Anim 38:
183-192
54.Saha K, Pollock JF, Schaffer DV, Healy KE (2007) Designing synthetic materials to control stem cell phenotype. Curr Opin Chem Biol 11:
381-387
55.Drela K, Siedlecka P, Sarnowska A, Domanska-Janik K (2013) Human
mesenchymal stem cells in the treatment of neurological diseases. Acta
Neurobiol Exp 73: 1-19
56.Aurand ER, Lampe KJ, Bjugstad KB (2012) Defining and designing
polymers and hydrogels for neural tissue engineering. Neurosci Res
72: 199-213
57.Laquerriere P, Grandjean-Laquerriere A, Jallot E, Balossier G, Frayssinet P, Guenounou M (2003) Importance of hydroxyapatite particles
characteristics on cytokines production by human monocytes in vitro.
Biomaterials 24: 2739-2747
39.Wang TW, Spector M (2009) Development of hyaluronic acid-based
scaffolds for brain tissue engineering. Acta Biomater 5: 2371-2384
58.Gerard C, Forest MA, Beauregard G, Skuk D, Tremblay JP (2012) Fibrin gel improves the survival of transplanted myoblasts. Cell Transplant 21: 127-137
40.Yang CY, Song B, Ao Y, Nowak AP, Abelowitz RB, Korsak RA, Havton LA, Deming TJ, Sofroniew MV (2009) Biocompatibility of amphiphilic diblock copolypeptide hydrogels in the central nervous system.
Biomaterials 30: 2881-2898
59.Bosman FT, Stamenkovic I (2003) Functional structure and composition of the extracellular matrix. J Pathol 200: 423-428
60.Potter W, Kalil RE, Kao WJ (2008) Biomimetic material systems for
neural progenitor cell-based therapy. Front Biosci 13: 806-821
41.Hu A, Zuo B, Zhang F, Zhang H, Lan Q (2013) Evaluation of electronspun silk fibroin-based transplants used for facial nerve repair. Otol
Neurotol 34: 311-318
61.Farach-Carson MC, Carson DD (2007) Perlecan — a multifunctional
extracellular proteoglycan scaffold. Glycobiology 17: 897-905
42.Weber J (2010) Nanostructured poly(benzimidazole): from mesoporous networks to Nanofibers. ChemSusChem 22: 181-187
43.Walker PA, Aroom KR, Jimenez F, Shah SK, Harting MT, Gill BS, Cox
CS, Jr (2009) Advances in progenitor cell therapy using scaffolding
constructs for central nervous system injury. Stem Cell Rev 5: 283-300
44.Miller JS, Stevens KR, Yang MT, Baker BM, Nguyen DH, Cohen DM,
Toro E, Chen AA, Galie PA, Yu X, Chaturvedi R, Bhatia SN, Chen CS
(2012) Rapid casting of patterned vascular networks for perfusable engineered three-dimensional tissues. Nat Mater 11: 768-774
45.Hanjaya-Putra D, Bose V, Shen YI, Yee J, Khetan S, Fox-Talbot K,
Steenbergen C, Burdick JA, Gerecht S (2011) Controlled activation of
morphogenesis to generate a functional human microvasculature in a
synthetic matrix. Blood 118: 804
46.Zhang P, Baxter J, Vinod K, Tulenko TN, Di Muzio PJ (2009) Endothelial differentiation of amniotic fluid-derived stem cells: synergism
of biochemical and shear force stimuli. Stem Cells Dev 18: 1299-1308
47.Morimoto T, Yasuhara T, Kameda M, Baba T, Kuramoto S, Kondo A,
Takahashi K, Tajiri N, Wang F, Meng J, Ji YW, Kadota T, Maruo T,
Postępy Biochemii 59 (2) 2013
62.Ho JE, Chung EH, Wall S, Schaffer DV, Healy KE (2007) Immobilized
sonic hedgehog N-terminal signaling domain enhances differentiation
of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. J Biomed Mater Res
A 83: 1200-1208
63.Motoyama M, Deie M, Kanaya A, Nishimori M, Miyamoto A, Yanada
S, Adachi N, Ochi M (2009) In vitro cartilage formation using TGF-betaimmobilized magnetic beads and mesenchymal stem cell-magnetic
bead complexes under magnetic field conditions. J Biomed Mater Res
A 92: 196-204
64.Lutolf MP, Lauer-Fields JL, Schmoekel HG, Metters AT, Weber FE,
Fields GB, Hubbell JA (2003) Synthetic matrix metalloproteinase-sensitive hydrogels for the conduction of tissue regeneration: engineering
cell-invasion characteristics. Proc Natl Acad Sci USA 29: 5413-5418
65.Cao L, Jiao X, Zuzga DS, Liu Y, Fong DM, Young D, During MJ (2004)
VEGF links hippocampal activity with neurogenesis, learning and
memory. Nat Genet 36: 827–835
66.Silva AK, Richard C, Bessodes M, Scherman D, Merten OW (2009)
Growth factor delivery approaches in hydrogels. Biomacromolecules
10: 9-18
185
67.Ma W, Fitzgerald W, Liu QY, O’Shaughnessy TJ, Maric D, Lin HJ, Alkon DL, Barker JL (2004) CNS stem and progenitor cell differentiation
into functional neuronal circuits in three-dimensional collagen gels.
Exp Neurol 190: 276-288
68.Habich A, Domanska-Janik K (2011) Aggregation-promoted expansion of neuraly committed human umbilical cord blood progenitors in
vitro. Acta Neurobiol Exp 71: 1-11
69.Pan L, Ren Y, Cui F, Xu Q (2009) Viability and differentiation of neural precursors on hyaluronic acid hydrogel scaffold. J Neurosci Res 1:
3207-3220
70.Chew SY, Low WC (2011) Scaffold-based approach to direct stem cell
neural and cardiovascular differentiation: an analysis of physical and
biochemical effects. J Biomed Mater Res A 97: 355-374
71.Sing CE, Alexander-Katz A (2011) Dynamics of collapsed polymers
under the simultaneous influence of elongational and shear flows. J
Chem Phys 135: 014902
72.Gelain F, Bottai D, Vescovi A, Zhang S. (2006) Designer self-assembling peptide nanofiber scaffolds for adult mouse neural stem cells
3-dimensional cultures. PLoS One 1: e119
73.Silva GA, Czeisler C, Niece KL, Beniash E, Harrington DA, Kessler JA,
Stupp SI (2004) Selective differentiation of neural progenitor cells by
high-epitope density nanofibers. Science 303: 1352-1355
74.Su G, Zhao Y, Wei J, Han J, Chen L, Xiao Z, Chen B, Dai J (2013) The
effect of forced growth of cells into 3D spheres using low attachment
surfaces on the acquisition of stemness properties. Biomaterials 34:
3215-3222
75.Jóźwiak S, Habich A, Kotulska K, Sarnowska A, Kropiwnicki T, Janowski M, Jurkiewicz E, Lukomska B, Kmiec T, Walecki J, Roszkowski
M, Litwin M, Oldak T, Boruczkowski D, Domanska-Janik K (2010) Intracerebroventricular Transplantation of Cord Blood-Derived Neural
Progenitors in a Child With Severe Global Brain Ischemic Injury. Cell
Medicine 1: 71-80
76.Moore MJ, Friedman JA, Lewellyn EB, Mantila SM, Krych AJ, Ameenuddin S, Knight AM, Lu L, Currier BL, Spinner RJ, Marsh RW, Windebank AJ, Yaszemski MJ (2006) Multiple-channel scaffolds to promote spinal cord axon regeneration. Biomaterials 27: 419-429
77.De Laporte L, Yan AL, Shea LD (2009) Local gene delivery from ECM-coated poly(lactide-co-glycolide) multiple channel bridges after spinal cord injury. Biomaterials 30: 2361-2368
78.Kang C, Poon P, Tator CH, Shoichet MS (2009) A new paradigm for local and sustained release of therapeutic molecules to the injured spinal
cord for neuroprotection and tissue repair. Tissue Eng A15: 595-604
79.Taylor SJ, Sakiyama-Elbert SE (2006) Effect of controlled delivery of
neurotrophin-3 from fibrin on spinal cord injury in a long term model.
J Control Release 116: 204-210
80.Hu A, Zuo B, Zhang F, Zhang H, Lan Q (2013) Evaluation of electronspun silk fibroin-based transplants used for facial nerve repair. Otol
Neurotol 34: 311-318
81.Menei P, Montero-Menei C, Venier MC, Benoit JP (2005) Drug delivery into the brain using poly(lactide-co-glycolide) microspheres. Expert
Opin Drug Deliv 2: 363-376
82.Watts RL, Raiser CD, Stover NP, Cornfeldt ML, Schweikert AW, Allen RC (2003) Stereotaxic intrastriatal implantation of human retinal
pigment epithelial (hRPE) cells attached to gelatin microcarriers: a
potential new cell therapy for Parkinson’s disease. J Neural Transm
Suppl 215-227
83.Emerich DF (2004) Sertoli cell grafts for Huntington’s disease. An opinion. Neurotox Res 5: 567
84.Lee JK, Jin HK, Bae JS (2009) Bone marrow-derived mesenchymal stem
cells reduce brain amyloid-beta deposition and accelerate the activation of microglia in an acutely induced Alzheimer’s disease mouse
model. Neurosci Lett 450: 136-141
85.Borlongan CV, Thanos CG, Skinner SJ, Geaney M, Emerich DF (2008)
Transplants of encapsulated rat choroid plexus cells exert neuroprotection in a rodent model of Huntington’s disease. Cell Transpl 16:
987-992
86.Drucker-Colin R, Verdugo-Diaz L (2004) Cell transplantation for Parkinson’s disease: present status. Cell Mol Neurobiol 24: 301-316
87.Flores J, Cepeda IL, Cornfeldt ML, O’Kusky JR, Doudet DJ (2007)
Characterization and survival of long-term implants of human retinal
pigment epithelial cells attached to gelatin microcarriers in a model of
Parkinson disease. J Neuropathol Exp Neurol 66: 585-596
88.Zhang P, Moudgill N, Hager E, Tarola N, Dimatteo C, McIlhenny S,
Tulenko T, DiMuzio PJ (2011) Endothelial differentiation of adipose-derived stem cells from elderly patients with cardiovascular disease.
Stem Cells Dev 20: 977-988
89.Kuffler DP, Reyes O, Sosa IJ, Santiago-Figueroa J (2011) Neurological
recovery across a 12-cm-long ulnar nerve gap repaired 3.25 years post
trauma: case report. Neurosurgery 69: E1321-1326
90.Sabelman EE, Hentz VR (1999) Clinical Trial of Peripheral Nerve
Graft. ClinicalTrials.gov.
91.Vunjak-Novakovic G, Scadden DT (2011) Biomimetic platforms for
human stem cell research. Cell Stem Cell 8: 252-261
92.Macchiarini P, Jungebluth P, Go T, Asnaghi MA, Rees LE, Cogan TA,
Dodson A, Martorell J, Bellini S, Parnigotto PP, Dickinson SC, Hollander AP, Mantero S, Conconi MT, Birchall MA (2008) Clinical transplantation of a tissue engineered airway. Lancet 13: 2023-2020
93.Delaere PR (2013) Stem-cell-based, tissue-engineered tracheal replacement in a child. Lancet 381: 113. doi: 10.1016/S0140-6736(13)60043-4
Bioengineering of neural stem cell niche
Leonora Bużańska*, Marzena Zychowicz, Anna Sarnowska, Krystyna Domańska-Janik
Mossakowski Medical Research Centre, 5 Pawińskiego St., 02-106 Warsaw, Poland
*
e-mail: [email protected]
Key words: neural stem cells, stem cell niche, biopolymer scaffolds, bioengineering
Abstract
Maintenance of developmental and regenerative capability of the tissue highly depends upon mutual interaction of the stem cells with the
components of their microenvironment (niche). The nature of this interaction is determined by the biochemical and biophysical properties
of the niche constituencies. Although knowledge about the components of the stem cell microenvironment and their architecture is growing
quickly, we still need to unravel the mechanisms underlying the control of the niche functioning, enabling stem cells differentiation and
homeostasis of the tissue. Advancement in biotechnology provides tools to build up in vitro “biomimetic” microenvironments resembling a
natural stem cell niche, where the cell is provided with diverse extracellular signals exerted by soluble and structural cues, mimicking those
found in vivo. To obtain such microenvironment in vitro emerging nano/biotechnology methods were applied, using biomaterials of new generation, which enable controlling of the stem cell differentiation by time and special related release of the active factors. This article is providing an overview of the new research strategies for the bioengineering of the stem cell niche and gives the examples of the cell/biomaterial 2D
and 3D complex systems used for basic and preclinical research as well as entering clinical applications for the therapy of the nervous system.
186
www.postepybiochemii.pl
Download