b-galaktozydaza z dodaną metką histydynową (sześć histydyn) na N

advertisement
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
IZOLACJA REKOMBINOWANEGO ENZYMU Z
KOMÓREK BAKTERII ESCHERICHIA COLI
Celem ćwiczenia jest oczyszczenie rekombinowanego enzymu z bakterii Escherichia coli –
β-galaktozydazy (EC 3.2.1.23), produktu genu lacZ z operonu laktozowego (lac). Enzym ten został
zmodyfikowany przez dodanie na N-końcu jego cząsteczki peptydu składającego się z sześciu histydyn
oraz epitopu HA (fragment białka hemaglutyniny wirusa grypy), rozpoznawanego przez przeciwciała
anty-HA i składającego się z dziewięciu aminokwasów (YPYDVPDYA), na jego C-końcu (Rys. 1).
Teoretyczna masa cząsteczkowa tego rekombinowanego białka wyliczona na podstawie
znajomości jego sekwencji aminokwasowej wynosi 120980 Da (przy założeniu, że żaden z jego 1066
aminokwasów nie jest usunięty, ani też białko nie ulega modyfikacjom, polegającym na przyłączeniu
jakiejkolwiek dodatkowej reszty, np. cukrowej, fosforanowej, acylowej lub prenylowej).
Rysunek 1. Schemat rekombinowanej β-galaktozydazy.
CHARAKTERYSTYKA SYSTEMU EKSPRESYJNEGO
Sekwencja nukleotydowa DNA kodująca czyszczone białko znajduje się na plazmidzie pET-28a
(Novagen, Rys. 2), który został wprowadzony do komórek bakterii E. coli, szczepu BL21(DE3)1.
Plazmidy z serii pET zawierają sekwencję ori typu ColE1 (pochodzącą z pBR322) i stąd występują w
liczbie ok. 40 kopii na pojedynczą komórkę. Gen kodujący białko znajduje się w nich pod kontrolą
promotora dla polimerazy RNA z faga T7. Użyty szczep bakterii posiada, wbudowany do swojego
1
Bakterie szczepu BL21 są pochodną dzikiego izolata E. coli typu B. Szczepy wywodzące się z typu B, w porównaniu ze
szczepami pochodzącymi od dzikiego izolata K-12 (przeważająca większość szczepów laboratoryjnych), są
dorodniejsze/zdrowsze, przez co wykazują się mocniejszym wzrostem i możliwością osiągnięcia zwiększonego poziomu
ekspresji interesującego białka.
1/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
Rysunek 2. Schemat systemu ekspresji opartego na plazmidzie pET-28a w bakteriach BL21(DE3) (wg Novagen).
2/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
chromosomu, genom faga  (forma profaga), zawierający dodatkowo gen kodujący polimerazę RNA z
faga T7, pod kontrolą negatywną promotora z operatorem wiążącym represor laktozowy (tzw. lizogen
DE3)2. Dodatkowo, użyte bakterie są pozbawione dwóch endogennych proteaz (posiadają mutacje w
genach lon i ompT), co sprzyja osiągnięciu wyższej wydajności przy produkcji i oczyszczaniu białka.Ten
wysokowydajny i ściśle kontrolowany system ekspresji uruchamiany jest przez dodanie do pożywki
syntetycznego induktora - izopropylo-β-D-1-tiogalaktopiranozydu (IPTG, Rys. 3) do końcowego stężenia
1 mM, kiedy bakterie osiągną fazę wzrostu wykładniczego (wartość pomiaru zmętnienia zawiesiny
bakterii techniką turbidometrii przy długości fali świetlnej 600 nm - A600nm ok. 0.8). IPTG, po dostaniu się
do środka komórek bakterii, wiąże się do represora laktozowego, powodując jego inaktywację (regulacja
allosteryczna represora). W efekcie, uruchomiona jest produkcja polimerazy RNA z faga T7, a
następnie β-galaktozydazy, jako jedynego białka, którego gen w tych komórkach jest pod kontrolą
promotora dla tej polimerazy. IPTG, choć należy do grupy β-galaktozydów, jest analogiem substratu nie
hydrolizowanym przez β-galaktozydazę, ani przez żaden inny enzym w komórce, ze względu na
obecność atomu siarki w miejsce atomu tlenu w wiązaniu glikozydowym.
W wektorach serii pET znajduje się także sekwencja RBS (z ang.: ribosomal binding site)
zapewniająca efektywny start translacji.
Rysunek 3. Wzór strukturalny izopropylo-β-D-1-tiogalaktopiranozydu (IPTG).
Szczep bakterii E. coli będący lizogenem λ (lizogenny dla faga λ) zawiera w swoim chromosomie wbudowany DNA tego
faga, tzw. profag (lizogenia czyli włączanie fagowego DNA do chromosomu bakteryjnego jest możliwa w przypadku
bakteriofagów łagodnych (umiarkowanych, lizogennych), do których należy λ). Profag λDE3 jest rekombinowaną wersją
genomu λ, w której wstawiony gen 1 faga T7 (kodujący polimerazę RNA faga T7, pod kontrolą promotora lacUV5) ukraca
ekspresję genu kodującego integrazę faga λ, niezbędną do wycięcia DNA faga (indukcja lub aktywacja profaga), wejścia
faga w formę autonomiczną (stan wegetatywny) i cykl lityczny (wegetatywny), a w konsekwencji, lizy komórki gospodarza. W
lizogenie DE3 profag λ jest zatem trwale zintegrowany z chromosomem, a jego komórki nie ulegają lizie (wynikłej z cyklu
życiowego faga λ).
2
3/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
OTRZYMYWANIE LIZATU.
PROBLEM ROZPUSZCZALNOŚCI BIAŁKA
Po czterech godzinach indukcji, bakterie odwirowuje się i ich osad zawiesza w buforze
lizującym (50 mM NaH2PO4, pH 8.0; 300 mM NaCl; 10 mM imidazol). Fosforan w tym roztworze
zapewnia utrzymanie odpowiedniego pH, zaś chlorek sodu, a także w pewnym stopniu fosforan,
odpowiedniej siły jonowej. Imidazol w stężeniu 10 mM zwiększa specyficznośc wiązania białek do złoża
Ni—NTA agaroza w czasie chromatografii (zob. niżej). Zawiesinę bakterii poddaje się sonikacji
(rozbijaniu ultradźwiękami), a następnie odwirowuje się resztki posonikacyjne, otrzymując klarowny lizat
bakteryjny, zawierający wszystkie rozpuszczalne białka z komórek bakterii.
Inna stosowana łagodna (natywna) metoda otrzymywania białek z komórek bakteryjnych
wykorzystuje trawienie otoczki bakteryjnej lizozymem i dalej lizę komórek przy pomocy szoku
osmotycznego (w buforze hipotonicznym).
Teoretycznie, wysokowydajne systemy bakteryjne pozwalają uzyskać ekspresję
rekombinowanego białka na poziomie nawet 50% wszystkich białek komórkowych. W praktyce jednak,
poziom syntezy zależy od cech biologicznych i fizykochemicznych białka, np. niektóre białka mogą być
toksyczne dla bakterii, hamując wzrost hodowli. W przypadku ekspresji w systemach hetereologicznych
problemem może być także różna częstość wykorzystywania poszczególnych kodonów w komórkach
różnych organizmów.
Osobnym problemem jest rozpuszczalność białka. W wielu przypadkach produkowane białko
ulega akumulacji w formie nierozpuszczalnej, w postaci agregatów nazywanych ciałami inkluzyjnymi.
Takie "wytrącone" białko, po otwarciu bakterii w łagodnych (natywnych) warunkach pozostanie we
frakcji nierozpuszczalnej. Zarówno poziom ekspresji jak i rozpuszczalność produkowanego białka
można modyfikować zmieniając wektor, szczep bakteryjny lub warunki hodowli.
Wektor może zwiększać rozpuszczalność białka przez umożliwienie dołączenia polipeptydu,
który jest sam łatwo rozpuszczalny lub sekwencji kierującej białko do przestrzeni peryplazmatycznej,
gdzie panują bardziej sprzyjające warunki do fałdowania białek. Rozpuszczalność białek można także
czasami zwiększyć stosując szczepy bakteryjne pozbawione aktywności reduktazy tioredoksynowej
i/lub reduktazy glutationowej (posiadające mutacje w genach, odpowiednio, trxB i/lub gor), co ułatwia
powstawanie w ich cytoplazmie wiązań dwusiarczkowych w produkowanych białkach, które wymagają
takich wiązań do prawidłowego fałdowania.
Nawet jeśli są formowane ciała inkluzyjne, to zwykle część białka pozostaje w formie
rozpuszczalnej. Dobierając odpowiednio warunki hodowli można próbować zmieniać proporcje frakcji
rozpuszczalnej i nierozpuszczalnej białka. Ogólna zasada jest taka, że wraz ze spadkiem szybkości
syntezy rekombinowanego białka zwiększa się udział jego formy rozpuszczalnej w ogólnej puli.
Szybkość syntezy można zmniejszyć poprzez: a) obniżenie stężenia IPTG, b) obniżenie temperatury
hodowli i/lub c) hodowlę na podłożu minimalnym w przeciwieństwie do standardowo używanego
podłoża pełnego. Zwiększenie napowietrzania hodowli bakteryjnej w czasie indukcji ekspresji może
także zapobiegać tworzeniu ciał inkluzyjnych.
W celu zoptymalizowania poziomu ekspresji i rozpuszczalności białka można także zmieniać
czas indukcji oraz fazę hodowli bakteryjnej, w której dodawany jest induktor ekspresji.
W sytuacji kiedy produkowane białko, po otwarciu komórek w warunkach natywnych, nadal
pozostaje we frakcji nierozpuszczalnej, to można zastosować procedurę jego izolacji w warunkach
denaturujących. Najczęściej stosuje się w tym celu roztwory do lizy, zawierające 2 - 8 M mocznik lub
3 - 6 M chlorowodorek guanidyny. Jednak, z założenia, przy zastosowaniu czynników denaturujących,
otrzymuje się białko pozbawione swej natywnej struktury przestrzennej. Aby przywrócić aktywność
biologiczną można próbować renaturować białko in vitro, ale wydajność renaturacji zależy od
indywidualnych cech białka i może być bardzo niska. Z tego powodu ekstrakcję w warunkach
4/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
denaturujących stosuje się zwykle do pozyskiwania białek do takich celów, które nie wymagają
zachowania struktury przestrzennej, np. przy izolacji antygenów używanych następnie do otrzymania
przeciwciał, zaś unika się jej w przypadku, np. białek enzymatycznych. Z drugiej strony, formowanie ciał
inkluzyjnych może nawet ułatwiać izolację, ponieważ zagregowane białko: a) występuje w wysokim
stężeniu i łatwo można je oczyścić, b) jest chronione przed ewentualną proteolizą oraz c) występując w
formie nieaktywnej, nawet jeśli jest potencjalnie toksyczne, nie hamuje wzrostu bakterii.
Obecność białka we frakcji nierozpuszczalnej nie zawsze oznacza, że tworzone są ciała
inkluzyjne. Hydrofobowe białka mogą wiązać się silnie z błonami bakteryjnymi, a białka obdarzone
silnym ładunkiem elektrycznym – z kwasami nukleinowymi. Zwiększenie rozpuszczalności można
wówczas osiągnąć przez dodanie do buforu lizującego detergentów niejonowych, np. Triton X-100 (w
pierwszym przypadku) lub przez trawienie kwasów nukleinowych nukleazami, np. DNazą I i RNazą A (w
drugim przypadku).
INHIBITORY PROTEAZ
W trakcie izolacji w warunkach natywnych, zarówno bufor, w którym prowadzona jest liza
komórek bakteryjnych, jak i bufory używane na dalszych etapach oczyszczania, powinny być
uzupełnione inhibitorem/ami proteaz, aby zminimalizować degradację izolowanego białka. W czasie
izolacji, prowadzonej na ćwiczeniach, stosowany jest PMSF (fluorek fenylometylosulfonylu). PMSF jest
inhibitorem proteaz (zalecana nazwa peptydaz) serynowych (np. trypsyny, chymotrypsyny, trombiny)
oraz proteaz cysteinowych (np. papainy). Jest także inhibitorem acetylocholinoesterazy i z tego względu
uznany za substancję silnie toksyczną dla człowieka ! PMSF jest bardzo niestabilny w obecności wody
(rozkłada się), dlatego należy go przechowywać w postaci bezwodnych roztworów (bezwodny etanol lub
izopropanol [propanol-2]), w których, jeśli przetrzymywany w lodówce, zachowuje trwałość przez kilka
miesięcy. PMSF należy więc dodawać do wodnych roztworów tuż przed ich użyciem – okres półrozpadu
w temp. 25ºC i pH 8.0 wynosi bowiem tylko 35 min. W przypadku izolacji białek ze źródeł bogatszych w
proteazy, np. komórek czy tkanek ssaczych stosuje się tzw. koktajle inhibitorów. Taki przykładowy
koktajl może zawierać: AEBSF [fluorek 4-(2-aminoetylo)benzenosulfonylu będący inhibitorem proteaz
serynowych, np. trypsyny, chymotrypsyny, trombiny, plasminy, kalikreiny z surowicy, związek pod
względem budowy podobny do PMSF i stosowany jest zamiast niego ze względu na większą
rozpuszczalność i stabilność w roztworach wodnych oraz niższą toksyczność], aprotyninę (58aminokwasowy peptyd, inhibitor proteaz serynowych, np. trypsyny, chymotrypsyny, plazminy, urokinazy,
kalikreiny z surowicy), bestatynę (analog dipeptydu, inhibitor niektórych aminopeptydaz –
aminopeptydazy leucynowej, aminopeptydazy B), pepstatynę A (analog heksapeptydu, inhibitor
proteaz asparaginianowych, np. pepsyny, reniny, katepsyny D), leupeptynę (analog tetrapeptydu,
inhibitor proteaz serynowych, np. plazminy i trypsyny, ale nie chymotrypsyny i trombiny, oraz inhibitorem
proteaz cysteinowych, np. kalpainy, papainy, katepsyny B i L), E-64 (analog tripeptydu, inhibitor proteaz
cysteinowych, np. kalpainy, papainy, katepsyny B i L) oraz EDTA-Na2 (sól dwusodowa kwasu
etylenodiaminotetraoctowego, inhibitor metaloproteaz, np. karboksypeptydazy A).
Koktajle inhibitorów stosuje się także przy izolacji białka z lizatów bakteryjnych, np. taki typowy
dla tych celów koktajl zawiera: inhibitor proteaz serynowych – AEBSF lub PMSF, inhibitor proteaz
cysteinowych – E-64, inhibitor proteaz asparaginianowych – pepstatynę A, inhibitor aminopeptydaz –
bestatynę oraz inhibitor metaloproteinaz – EDTA-Na2. Także, w celu ochrony izolowanego białka przed
proteazami, białka zwykle oczyszcza się w chłodni lub na lodzie (2 - 5ºC). W tej temperaturze większość
białek zachowuje swoją natywną strukturę (są stabilizowane), co dotyczy także proteaz. Z reguły jednak
aktywność enzymów (a więc i proteaz) jest w 4ºC ograniczona i dopiero w temp. 25 - 37ºC osiągają one
swoją pełną aktywność.
5/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
CHROMATOGRAFIA
Chromatografia to grupa technik rozdziału składników mieszaniny (np. białek) przy
wykorzystaniu ich różnic w podziale między dwie nie mieszające się ze sobą fazy, ruchomą i
stacjonarną albo różnic w ich wiązaniu się do odpowiednio dobranego złoża. Przykładem jest
stosowana w tym ćwiczeniu chromatografia powinowactwa do immobilizowanego metalu (immobilized
metal affinity chromatography - IMAC).
Sekwencja aminokwasowa bogata w histydyny, w szczególności zawierająca sześć histydyn
pod rząd, ma zdolność do silnego wiązania kationów metali kolorowych typu Ni2+, Co2+, Zn2+, Cu2+.
Wykorzystując obecność w białku, naturalnie występującego lub dodanego metodami inżynierii
genetycznej, rejonu bogatego w histydyny, można je wybiórczo związać ze złożem mającym
unieruchomione tego typu kationy na swojej powierzchni. W ćwiczeniu wykorzystywana jest Ni-NTA
agaroza (kompleks jonów Ni2+ z kwasem nitrylotrioctowym, związany kowalencyjnie z agarozą, Rys. 4).
Rysunek 4. Budowa złoża Ni-NTA agarozowego (wg Qiagen).
W celu zwiększenia wydajności wiązania, lizat zawierający czyszczone białko jest mieszany
cały czas ze złożem. Po przepłukaniu złoża, w celu usunięcia białek związanych z nim niespecyficznie,
białko z rejonem bogatym w histydyny można z niego uwolnić wysokim stężeniem imidazolu (100 - 250
mM), związku aromatycznego o budowie podobnej do histydyny (Rys. 5, pierścień imidazolu jest tą
częścią struktury histydyny, która wiąże immobilizowany jon Ni2+). Imidazol konkuruje z białkiem o
wiązanie do Ni-NTA, wypiera je ze złoża, dzięki swojemu wysokiemu stężeniu, pozostawiając na złożu
jony Ni2+ w kompleksie z imidazolem (imidazol jest także obecny w preparacie uwolnionego białka, z
którego można się go pozbyć, np. przez dializę). Obecność imidazolu w niskim stężeniu (10 mM) w
buforze lizującym, ma przeciwdziałać ewentualnemu wiązaniu się ze złożem endogennych białek, np.
naturalnie zawierających w swej cząsteczce liczne reszty histydyny. W celu usunięcia ze złoża białek
słabo z nim związanych (nie posiadających sześciu reszt histydyn pod rząd), do jego płukania stosuje
się pośrednie stężenia imidazolu (20 - 50 mM).
Do związania białka zawierającego ciąg reszt histydynowych ze złożem typu Ni-NTA agaroza,
dojdzie także w sytuacji, kiedy białko to nie będzie miało swojej natywnej struktury przestrzennej.
Umożliwia to czyszczenie na tym złożu białek otrzymanych z bakterii w warunkach denaturujących. Co
6/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
więcej, w interakcji tej nie przeszkadza wysokie stężenie chlorowodorku guanidyny czy mocznika
używane przy uwalnianiu białka w tych warunkach z komórki bakteryjnej. W efekcie białka te można
oczyszczać na złożu bezpośrednio po otrzymaniu lizatu, tzn. bez uprzedniego usunięcia czynnika
denaturującego i ich renaturacji. Samą renaturację białka można wykonać już na jego oczyszczonym
preparacie, poprzez kontrolowane usunięcie czynnika denaturującego, np. poprzez dializę.
Rysunek 5. Wzory strukturalne (A) histydyny i (B) imidazolu.
AKTYWNOŚĆ ENZYMATYCZNA
Próbki z poszczególnych etapów izolacji można poddać kontroli na obecność oczyszczanego
białka, sprawdzając w nich aktywność enzymatyczną β-galaktozydazy. Aktywność ta może być także
miernikiem prawidłowości fałdowania białka i/lub braku kompletnej degradacji lub denaturacji białka.
β-galaktozydaza, oprócz hydrolizy wiązania glikozydowego w swoim naturalnym substracie –
disacharydzie laktozie (4-O-β-D-galaktopiranozylo-D-glukopiranozie, Rys. 6), hydrolizuje także
syntetyczne chromogenne substraty: (a) bezbarwny 5-bromo-4-chloro-3-indolilo-β-D-galaktopiranozyd
(X-Gal), dając 5-bromo-4-chloro-3-hydroksyindol i galaktozę (Rys. 7), z których ten pierwszy, ulega dalej
przekształceniom w niebieski barwnik będący pochodną indygo oraz (b) bezbarwny
o-nitrofenylo-β-D-galaktopiranozyd (ONPG), uwalniając żółty o-nitrofenol i galaktozę (Rys. 8).
X-Gal na ogół używany jest przy badaniach aktywności β-galaktozydazy in vivo (np. niebieskie
kolonie bakteryjne rosnące na pożywce stałej), zaś ONPG przy badaniach in vitro i ten substrat będzie
używany w tym ćwiczeniu. Reakcja będzie zatrzymywana poprzez dodanie węglanu sodu, który ze
względu na swoje alkaliczne pH, pogłębi żółty kolor produktu (to anion barwnika wykazuje jaskrawożółte
zabarwienie – zjawisko wykorzystywane także przy wskaźnikach pH).
7/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
Rysunek 6. Wzór strukturalny laktozy (4-O-β-D-galaktopiranozylo-D-glukopiranozy).
Rysunek 7. Wzór strukturalny 5-bromo-4-chloro-3-indolilo-β-D-galaktopiranozydu (X-Gal) i powstających z niego produktów w reakcji
katalizowanej przez β-galaktozydazę.
8/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
Rysunek 8. Wzór strukturalny o-nitrofenylo-β-D-galaktopiranozydu (ONPG) ) i powstających z niego produktów w reakcji
katalizowanej przez β-galaktozydazę.
W trakcie ćwiczenia w oparciu o te reakcję będzie jedynie stwierdzana aktywność
β-galaktozydazy w próbkach, poprzez porównanie ich koloru po reakcji, między sobą i z kontrolą
negatywną – lizatem z bakterii, w których enzym ten w ogóle nie jest produkowany. Jest to przykład
klasycznej kolorymetrii, polegającej na wizualnym porównaniu lub ocenie intensywności barwy roztworu.
Zastosowana metoda badania aktywności enzymatycznej β-galaktozydazy może mieć także
zastosowanie do wyznaczania pewnych parametrów tego enzymu, np. stałej Michaelisa-Menten (KM) i
szybkości maksymalnej (Vmax). W takim przypadku jednak, reakcja powinna być prowadzona przy
określonej temperaturze, np. 37C, zaś powstały produkt - o-nitrofenol, oznaczany ilościowo, np.
spektrofotometrycznie przy długości fali świetlnej 420 nm (A420nm), przy której związek ten wykazuje
największą absorbancję.
ELEKTROFOREZA
Stopień oczyszczenia i ewentualna degradacja β-galaktozydazy będą kontrolowane poprzez
analizę próbek z poszczególnych etapów izolacji, poddanych elektroforezie w żelu poliakrylamidowym z
dodecylosiarczanem sodu (sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis – SDS-PAGE)
według modyfikacji Laemmli’ego.
Elektroforeza to ruch cząstek obdarzonych ładunkiem (jonów) w roztworze (tutaj wodnym) pod
wpływem przyłożonego prądu, w tym przypadku, stałego. Białka w roztworze wodnym, w pH różnym od
ich punktu izoelektrycznego (pI), są cząsteczkami wykazującymi ładunek wypadkowy różny od zera,
czyli są jonami o przewadze któregoś z ładunków (w pH powyżej pI są anionami, w pH poniżej pI są
kationami). Na kierunek migracji ma wpływ znak jonu, zaś na tempo migracji, wielkość ładunku oraz
wielkość i kształt cząstki. Jeśli pominiemy efekt kształtu cząstki (np. wszystkie one będą liniowymi
9/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
anionami), zaś stosunek wielkości ładunku do wielkości cząstek, dla nich wszystkich będzie stały, to
tempo migracji będzie zależeć jedynie od wielkości cząstek. W celu rozdzielenia między sobą dość
podobnych cząstek, np. białek lub kwasów nukleinowych, uwypukla się różnice w ich wielkości i/lub
kształcie poprzez zastosowanie na ich drodze usieciowania - żelu, utrudniającego migrację.
Do rozdziału białek najczęściej stosuje się żel poliakrylamidowy otrzymywany w reakcji
polimeryzacji monomerów akrylamidu i N,N’-metylenobisakrylamidu (Rys. 9, ten ostatni jako czynnik
sieciujący), zmieszanych w proporcji ok. 37.5 : 1. Katalizatorem w tej reakcji jest N,N,N’,N’tetrametyloetylenodiamina (TEMED), inicjatorem nadsiarczan amonu – (NH4)2S2O8, który ulega rozbiciu
na dwa stabilne wolne rodniki, atakujące podwójne wiązanie w cząsteczce akrylamidu; reakcja jest
hamowana tlenem z powietrza, którego dostęp do polimeryzującego żelu, odcina się warstwą wody.
Rysunek 9. Wzory strukturalne (A) akrylamidu i (B) N,N’-metylenobisakrylamidu.
Żel przygotowuje się między dwiema szybkami szklanymi i standardowo składa się on z dwóch
części, przygotowanych kolejno po sobie. Wpierw przeprowadza się polimeryzację głównej części - żelu
"rozdzielającego", o stężeniu 8 - 20% (do rozdziału większych białek stosuje się niskoprocentowe żele,
do rozdziału mniejszych białek, wysokoprocentowe żele; stężenie procentowe liczone jest w stosunku
do monomeru akrylamidu). Po jego polimeryzacji, nad nim przeprowadza się polimeryzację mniejszej
części - żelu "zagęszczającego", o stężeniu 4%, w którym znajdować się będą kieszonki na próbki.
W przeciwieństwie do typowej elektroforezy DNA i niektórych typów elektroforezy białek, w
których stosuje się bufor o tym samym składzie przy elektrodach i w żelu (tzw. ciągły system), w
elektroforezie białek według modyfikacji Laemmli’ego, stosowany jest tzw. nieciągły system, polegający
na użyciu buforów różniących się rodzajem jonów, siłą jonową i pH (Tab. 1). Celem użycia nieciągłego
systemu jest zwiększenie pojemności żelu (objętości próbki rozcieńczonego białka, którą można
nanieść do kieszonki) i jego rozdzielczości, w stosunku do żelu w ciągłym systemie.
10/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
Tabela 1. Skład i pH buforów używanych w SDS-PAGE wg Laemmli’ego.
Typ buforu
Bufor do elektroforezy (przy
elektrodach)
Bufor do przygotowania żelu
zagęszczającego
Bufor do przygotowania żelu
rozdzielającego
Bufor do nanoszenia próbek
białek
pH
Stężenie
SDS
0.0250 M Tris 0.192 M glicyna
~8.3
0.1%
0.1250 M Tris
HCl
6.8
0.1%
0.3750 M Tris
HCl
8.8
0.1%
0.0625 M Tris
HCl
6.8
2%
Kation
Anion
Białka, które mają być poddane rozdziałowi elektroforetycznemu, przed naniesieniem na żel są
ogrzewane przez 3 - 5 minut w 100C, w obecności czynnika redukującego - β-merkaptoetanolu lub
ditiotreitolu (DTT) (obydwa w stężeniu 0.1 mM) oraz SDS (2%). W takich warunkach białka na ogół
ulegają całkowitej denaturacji – zredukowane zostają międzyłańcuchowe i wewnątrzłańcuchowe
wiązania dwusiarczkowe, a uwolnione łańcuchy ulegają kompletnemu rozwinięciu. SDS (Rys. 10),
będący mocnym anionowym detergentem, dysocjuje w wodzie na kation sodowy i amfipatyczny anion
dodecylosiarczanowy, który łączy się z łańcuchami polipeptydowymi w określonej proporcji wagowej
(1.4 g SDS na 1 g białka), nadając wszystkim białkom mocny ładunek ujemny (swoją częścią
siarczanową), niezależnie od ich własnego pierwotnego ładunku wypadkowego. W tej postaci wszystkie
białka mają ten sam kształt (są liniowymi cząsteczkami) i migrują do dodatniej anody, przy czym białka
najmniejsze migrują najszybciej, zaś białka największe najwolniej (tylko wielkość białka ma znaczenie –
różnice w kształcie i ładunku białek zostały zniwelowane). SDS obecny we wszystkich buforach ma za
zadanie utrzymać białka podczas całej elektroforezy w stanie zdenaturowanym, jako aniony.
Rysunek 10. Wzór strukturalny dodecylosiarczanu sodu (SDS).
11/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
Oprócz wymienionych składników, bufor do nanoszenia próbek, zawiera jeszcze 10% glicerol,
służący do obciążenia próbki tak, aby opadła na dno kieszonki przy nanoszeniu na żel oraz barwnik błękit bromofenolowy (0.01%), będącym małym anionem, migrującym szybciej niż najmniejsze białka i
umożliwiającym śledzenie postępów elektroforezy (dopóki barwnik jest w żelu, wszystkie białka znajdują
się w żelu między barwnikiem a kieszonką, do której zostały one naniesione przed rozpoczęciem
elektroforezy).
Oczywiście, denaturacja białek enzymatycznych oznacza utratę ich aktywności (w większości
przypadków nieodwracalną, choć zdarzają się wyjątki, np. RNaza może po renaturacji odzyskać swoją
aktywność). Natomiast, denaturacja białek nie zawsze oznacza, że przestają być one rozpoznawane
przez przeciwciała. Jeśli przeciwciała rozpoznają epitop liniowy, będący ciągłą sekwencją kilku lub
kilkunastu reszt aminokwasowych, to w zdenaturowanym białku, jest on obecny, w przeciwieństwie do
epitopu przestrzennego, zbudowanego z nieciągłej sekwencji aminokwasów, ułożonych w przestrzeni w
sposób określony przez natywną konformację białka. Dysponując zatem odpowiednimi przeciwciałami
można identyfikować białka rozdzielone elektroforetycznie w warunkach denaturujących (patrz rozdział
"Immunoidentyfikacja").
W celu otrzymania jak najlepszego rozdziału białek, oprócz dobrania odpowiedniego
usieciowania czyli stężenia akrylamidu, należy doprowadzić do sytuacji, w której wszystkie białka w
momencie rozpoczęcia rozdziału będą zagęszczone w jednym miejscu - na początku żelu (wszystkie
białka rozproszone w całej naniesionej objętości do kieszonki, rozpoczną właściwą migrację w tym
samym czasie z tego samego punktu).
W przypadku żeli w systemie ciągłym (z jednym buforem), po nałożeniu próbki do kieszonki i
podłączeniu prądu, białka migrują bardzo szybko przez roztwór w kieszonce i zwalniają na granicy z
żelem. W efekcie, ulegają tam koncentracji. Ten sposób zagęszczenia nie sprawdza się jednak najlepiej
przy rozdziale populacji białek o zróżnicowanej wielkości – dla małych białek różnica w tempie migracji
w wolnym roztworze i w żelu nie jest tak znaczna jak dla białek dużych, co powoduje, że nie są one tak
efektywnie zagęszczone jak te duże. W celu rozwiązania tego problemu wprowadzono elektroforezę w
systemie nieciągłym (z różnymi buforami).
W systemie nieciągłym wg Laemmli’ego, białka ulegają koncentracji w żelu o bardzo rzadkim
usieciowaniu (dużych porach), nazywanym żelem zagęszczającym. Jest to osiągane dzięki obecności w
buforach glicyny i anionu chlorkowego, które różnią się tempem migracji. Ruchliwość elektroforetyczna
glicyny zależy od pH zastosowanego buforu. Glicyna posiada pI 6.7 i w pH 6.8 (patrz Tab. 1) w
przeważającej części jest ona uprotonowana na grupie aminowej (NH3CH2COO), przez co staje się
neutralna elektrycznie i tempo jej migracji jest wolne. W pH 8.3 i tym bardziej w pH 8.8 (patrz Tab. 1)
występuje ona w postaci szybko migrującego anionu glicynianowego (NH2CH2COO). Takim zmianom
w tym przedziale pH nie podlega drugi z anionów – chlorkowy, który jest najszybciej migrującym
anionem w trakcie elektroforezy. Tempo migracji białek (wszystkie dzięki SDS są anionami) jest
pośrednie.
W żelu zagęszczajacym o pH 6.8, najszybciej migrujący anion chlorkowy pozostawia za sobą
strefę o niskiej przewodności, wysokim gradiencie napięcia i wysokim pH. W tej strefie wzrasta jonizacja
glicyny i w efekcie szybkość jej migracji (sama glicyna przy tym pH żelu migrowałyby znacznie wolniej).
Kiedy przesuwające się pasmo, prowadzącego anionu chlorkowego i ciągniętej za nim glicyny, napotka
anion białka, jest on wyprzedzany przez prowadzący anion chlorkowy, ale pozostaje przed glicyną. W
efekcie, białka są zagęszczane w postaci cieniutkich warstw (w kolejności od ich największej do
najmniejszej ruchliwości) między jonami chlorkowymi a glicyną. Białka pozostają w tych cienkich
warstwach (nie rozdzielone), ponieważ żel jest nisko (rzadko) usieciowany.
Właściwy cel elektroforezy czyli rozdzielanie białek, może się rozpocząć, kiedy nastąpi
odwrócenie tempa migracji glicyny i białek, co możliwe jest poprzez: (a) wzrost pH, tak że glicyna
występować będzie w postaci anionu glicynianowego, migrującego szybciej niż aniony białka lub (b)
wzrost usieciowania żelu, powodujący zwolnienie migracji anionów białkowych, tak że migrują one
wolniej od glicyny. W efekcie, białka przestają być "upychane" przez glicynę i mogą zacząć się
12/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
rozdzielać. W systemie nieciągłym wg Laemmli’ego, stosowane są oba te czynniki razem, w postaci
żelu rozdzielającego o pH 8.8 i wysokim stopniu usieciowania.
Po rozdziale, białka uwięzione w żelu, wizualizowane (uwidocznione) będą poprzez tworzenie
przez nie dość trwałego ciemnoniebieskiego kompleksu ze swobodnie penetrującym żel barwnikiem,
błękitem brylantowym Coomassie R-250 (CBB R-250, Rys. 11), a następnie, odpłukanie z żelu
nadmiaru (nie związanego z białkami) barwnika. Kwas octowy obecny w roztworach do barwienia ma za
zadanie utrwalić położenie białka w żelu (przeciwdziałać rozdyfundowaniu białka w trakcie barwienia,
poprzez jego wytrącenie) oraz zapewnić kwaśne środowisko potrzebne do wytworzenia kompleksów
barwnika z białkiem, zaś metanol lub czasami stosowany izopropanol, oprócz wytrącania białka,
potrzebny jest do rozpuszczenia barwnika. Mieszanie oraz podgrzewanie roztworów ma na celu
skrócenie czasu całej procedury, poprzez przyspieszenie dyfuzji cząsteczek barwnika. Przy
prawidłowym wykonaniu procedury barwienia i odbarwiania, barwnikiem CBB R-250 można wykryć już
mniej niż 50 ng białka w postaci prążka.
Znacznie czulszymi metodami barwienia białek są: metoda barwienia srebrem oraz metody
stosujące barwniki fluorescencyjne (fluorochromy), np. SYPRO Orange (patrz Tab. 2). SYPRO Orange
wiąże się do białek opłaszczonych SDS. Barwienie białek tą metodą przypomina barwienie DNA w
żelach za pomocą bromku etydyny. Żel po elektroforezie mieszany jest w roztworze kwasu octowego
zawierającym SYPRO orange przez kilkadziesiąt minut, a następnie, kompleksy białka z barwnikiem
wizualizowane są przy pomocy transiluminatora UV, o długości fali świetlnej 302 nm. W celu otrzymania
maksymalnej czułości, pomarańczowe kompleksy białka z SYPRO orange powinny być fotografowane
(oko ludzkie pod tym względem jest mniej czułe niż błona fotograficzna lub kamera CCD).
Metoda barwienia srebrowego jest najczulszą metodą barwienia białek i kwasów nukleinowych
w żelach poliakrylamidowych. Polega na nasączeniu żelu jonami srebra Ag + a następnie użyciu
substancji redukującej jony srebrowe do metalicznego srebra, które jest nierozpuszczalne i widoczne.
Makrocząsteczki obecne w żelu ułatwiają redukcję Ag+ do Ag0, a początkowe zredukowane atomy
srebra rozpoczynają dalszy autokatalityczny proces redukcji dający w efekcie znaczną ilość
zredukowanego srebra, co decyduje o wysokiej czułości metody. Barwienie srebrowe składa się z kilku
etapów: utrwalania, uczulania, nasączania jonami srebra, wywołania i zatrzymania wywoływania. W
etapie utrwalania żel jest traktowany kwasem (octowym, trójchlorooctowym), co zapobiega dyfuzji białek
z żelu w czasie dalszej preparatyki. Roztwory użyte w czasie uczulania zawierają tiosiarczan sodu
NaS2O3, który ma podwójne działanie – stanowi źródło anionu siarczkowego S2-, który reagując ze
srebrem przyspiesza wywołanie ale także jon tiosiarczanowy tworzy kompleks z Ag + zapobiegając
redukcji do metalicznego srebra i tym samym obniżając nieswoiste tło reakcji. W tym etapie są też
używane substancje modyfikujące chemicznie białka i czyniące je bardziej podatnymi na reakcję ze
jonami srebrowymi (np glutaraldehyd dostaczający grup aldehydowych). W przypadku barwienia
srebrowego dostosowanego do analizy białek metodą spektrometrii mas nie używa się substancji
modyfikujących białka. Nasączanie jonami srebra polega na inkubacji żelu w roztworze AgNO 3.
Wywołanie wymaga dodania czynnika redukującego (formaldehyd) i zmiany środowiska na silnie
zasadowe (Na2CO3 podnosi pH do około 12), co ułatwia autokatalityczną redukcję. Zatrzymanie
wywołania polega na zakwaszeniu roztworu. Barwienie srebrowe jest metodą czułą, ale nie ilościową,
ponieważ różne białka wiążą jony srebra z różną wydajnością.
13/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
Rysunek 11. Wzór strukturalny błękitu brylantowego Coomassie R-250 (CBB R-250).
W systemie Laemmli’ego, droga migracji białka (pojedynczego łańcucha polipeptydowego) w
żelu rozdzielającym jest odwrotnie proporcjonalna do logarytmu dziesiętnego z jego masy
cząsteczkowej (małe białka migrują najdalej). W żelu o prawidłowo dobranym usieciowaniu ta zależność
jest prostoliniowa. Używając mieszaniny białek o znanych masach cząsteczkowych, tzw. wzorców masy
cząsteczkowej, można, w oparciu o ich drogi migracji w żelu, wykreślić krzywą wzorcową (krzywą
kalibracyjną dla danego żelu) i na jej podstawie, wyznaczyć masę badanego białka (pojedynczego
łańcucha polipeptydowego), o migracji mieszczącej się w jej prostoliniowym odcinku (Rys. 12).
Rysunek 12. Wyznaczanie masy cząsteczkowej białka w oparciu o krzywą kalibracyjną żelu SDS-PAGE wg Laemmli’ego.
14/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
W przypadku, między innymi, niektórych białek z dołączoną resztą fosforanową (fosfoprotein),
białek z dołączonymi resztami cukrowymi (glikoprotein) lub białek o wyjątkowo stabilnej strukturze
przestrzennej (trudnej do denaturacji, np. kolageny lub histony), masa cząsteczkowa wyliczona na
podstawie ich migracji w żelu, może być niepoprawna, np. pepsyna z żołądka świni, będąca
fosfoproteiną, używana niekiedy jako wzorzec masy, mimo posiadania teoretycznej masy
cząsteczkowej 34.7 kDa, wyliczonej na podstawie jej sekwencji aminokwasowej, w trakcie SDS-PAGE
wg Laemmli’ego migruje jak białko o masie ok. 45 kDa (w innych układach buforów pepsyna może
jednak migrować zgodnie ze swoją masą).
Obecność w ścieżce pojedynczego, "tłustego" prążka, na wysokości odpowiadającej masie
cząsteczkowej ok. 121 kDa, świadczy o otrzymaniu czystego i nie zdegradowanego preparatu naszego
białka. Obecność dodatkowych prążków świadczy o zanieczyszczeniu preparatu, przy czym prążki o
mniejszej masie, mogą być nie tylko innymi białkami, lecz także produktami degradacji oczyszczanego
białka.
IMMUNOIDENTYFIKACJA
W celu stwierdzenia w mieszaninie białek obecności izolowanego białka (np. w lizacie
bakteryjnym) lub potwierdzenia tożsamości otrzymanego białka można wykorzystać fakt, że jest ono
rozpoznawane przez przeciwciała, skierowane przeciwko sekwencji własnej tego białka lub dodanemu
do niego epitopowi. Ta właściwość leży u podstaw techniki nazywanej immunoblottingiem lub westernblottingiem.
Rozdzielone elektroforetycznie białka (nie barwione trwale, gdyż barwnik mógłby przeszkadzać
w rozpoznaniu białka przez przeciwciała, ani też nie wytrącone w nim) przenosi się z żelu, w którym są
one niedostępne dla przeciwciał, na jedną ze stron membrany, mającej zdolność niespecyficznego
wiązania białka, np. w procesie elektrotransferu, będącego odmianą elektroforezy. W celu sprawdzenia
prawidłowości transferu, białka na membranie można wizualizować poprzez tworzenie ich nietrwałych
kompleksów z ciemnoróżowym barwnikiem Ponceau S, który później można całkowicie odpłukać wodą.
Istnieje modyfikacja procedury immunoblottingu, tzw. dot-blotting, który polega na nanoszeniu
(nakraplaniu) preparatów białek bezpośrednio na membranę (związanie białka z membraną nie wymaga
przepływu prądu).
W celu przeciwdziałania niespecyficznemu wiązaniu się przeciwciał z membraną (same
przeciwciała też są białkami), wolne miejsca wiązania (nie zajęte przez białka przeniesione z żelu), po
obu stronach membrany blokuje się poprzez inkubację membrany z nie rozpoznawanym przez
przeciwciała białkiem, np. albuminą z surowicy cielęcej, kazeiną z mleka krowiego lub żelatyną. Po
inkubacji membrany z przeciwciałami i odpłukaniu nie związanych przeciwciał, na membranie powinny
pozostać przeciwciała jedynie w kompleksie z rozpoznawanym białkiem. Kompleks ten jest nie
widoczny (bezbarwny) i w celu jego wizualizacji należy użyć kolejnych przeciwciał, rozpoznających już
użyte przeciwciała i sprzężonych ze znacznikiem (np. barwnikiem) lub enzymem, katalizującym reakcję,
w wyniku której taki znacznik powstanie. W kolejności użycia wiązania, przeciwciała nazywane są
zatem, odpowiednio, pierwszorzędowymi i drugorzędowymi lub pierwotnymi i wtórnymi. Optymalizacja
procedury w celu jednoczesnego otrzymania maksymalnej czułości i minimalnego tła (niespecyficznego
wiązania się), polega na eksperymentalnym dobraniu odpowiednich rozcieńczeń obu typów przeciwciał.
Po inkubacji membrany z drugorzędowymi przeciwciałami i odpłukaniu niezwiązanej ich części,
znacznik z nimi sprzężony, pośrednio wskaże położenie na membranie badanego białka. W przypadku,
kiedy przeciwciała sprzężone są z enzymem, należy przeprowadzić dodatkowo reakcję, podając na
stronę membrany na którą przeniesiono białka, roztwór zawierający bezbarwny i rozpuszczalny
substrat, który będzie przekształcony w nierozpuszczalny produkt (wytrąci się w miejscu reakcji),
15/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
wykazujący własne zabarwienie lub zdolność do chemiluminescencji i stąd do zaczernienia błony
fotograficznej (tak jak fotony ze światła widzialnego). Typowymi enzymami używanymi w tej procedurze
są alkaliczna fosfataza z jelita cielęcia (AP) i peroksydaza z chrzanu (HRP).
Alkaliczna fosfataza katalizuje rozpad 5-bromo-4-chloro-3-indolilofosforanu (BCIP) na 5-bromo4-chloro-3-hydroksyindol i fosforan (Rys. 13). Ten pierwszy ulega dalej tautomeryzacji i w obecności
błękitu nitrotetrazolowego (NBT), odwodornieniu i dimeryzacji (te przemiany nie wymagają już
aktywności enzymatycznej). W efekcie powstaje niebieski barwnik - pochodna indygo i purpurowy –
pochodna formazanu, będąca produktem redukcji NBT. Reakcje przerywa się poprzez odpłukanie
substratów. Czułość tej metody pozwala wykryć 100 pg białka w postaci prążka.
Rysunek 13. Wzory strukturalne 5-bromo-4-chloro-3-indolilofosforanu (BCIP) i powstającego z niego 5-bromo-4-chloro-3-hydroksyindolu
w reakcji katalizowanej przez alkaliczna fosfatazę.
Peroksydaza katalizuje utlenianie luminolu (3-aminoftalohydrazydu) w obecności nadtlenku
wodoru do 3-aminoftalanu (Rys. 14), czemu towarzyszy emisja światła o długości fali 425 nm. W celu
zwiększenia intensywności światła oraz czasu jego emisji, stosuje się substancje wzmacniające z grupy
fenoli [tzw. wzmocniona chemiluminescencja, enhanced chemiluminescence – ECL, np. kwas
p-kumarowy (kwas 3-(4-hydroksyfenylo)-2-propenowy), Rys. 15]. Zaletą tej reakcji jest znacznie
większa czułość niż tej katalizowanej przez alkaliczna fosfatazę (patrz Tab. 2) oraz możliwość
kilkakrotnej rejestracji w trakcie emisji światła (trwania reakcji), w celu dobrania optymalnego obrazu.
Możliwe jest też użycie substratów dla peroksydazy, które dają barwny produkt, np.
3,3’-diaminobenzydyny (DAB, Rys. 16), jednak kosztem czułości (patrz Tab. 2).
Rysunek 14. Wzory strukturalne luminolu (3-aminoftalohydrazydu) i powstającego z niego 3-aminoftalanu w reakcji katalizowanej przez
peroksydazę.
16/17
Zakład Biologii Molekularnej UW
BIOLOGIA MOLEKULARNA wersja 5.0
Rysunek 15. Wzór strukturalny kwasu p-kumarowego [kwasu 3-(4-hydroksyfenylo)-2-propenowego].
Rysunek 16. Wzór strukturalny 3,3’-diaminobenzydyny (DAB).
Tabela 2. Porównanie czułości różnych metod detekcji białek.
Przybliżona czułość
Uwagi
(ilość białka w prążku)
50 ng
niespecyficzna
Metoda detekcji białka
Błękit brylantowy Coomassie R-250
Ponceau S
250 ng
niespecyficzna
Srebro
1 ng
niespecyficzna
Fluorochrom SYPRO Orange
5 ng
niespecyficzna
Przeciwciała z AP z substratem BCIP/NBT
100 pg
specyficzna
Przeciwciała z HRP z substratem DAB
50 pg
specyficzna
Przeciwciała z HRP z substratem luminolem (ECL)
1 pg
specyficzna
17/17
Download
Random flashcards
bvbzbx

2 Cards oauth2_google_e1804830-50f6-410f-8885-745c7a100970

Motywacja w zzl

3 Cards ypy

Prace Magisterskie

2 Cards Pisanie PRAC

słowka

2 Cards kksenia.kot1997

2-2=0

2 Cards jogaf85537

Create flashcards