Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w pobieraniu glukozy i
advertisement
Folia Medica Lodziensia, 2012, 39/2:245-264 Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w pobieraniu glukozy i kwasu dehydroaskorbinowego przez komórki nowotworowe The role of transporters GLUT1 and GLUT3 in glucose and dehydroascorbic acid uptake in cancer cells PAWEŁ JÓŹWIAK Katedra Cytobiochemii Wydział Biologii i Ochrony Środowiska Uniwersytetu Łódzkiego Streszczenie Charakterystyczną cechą komórek nowotworowych jest zwiększony metabolizm połączony z zahamowaniem fosforylacji oksydacyjnej. Oddychanie przebiegające w warunkach beztlenowych prowadzi do przyspieszonej glikolizy i wzrostu zapotrzebowania na glukozę. W nasilonym pobieraniu glukozy przez komórki pośredniczą transportery glukozy – GLUT (ang. glucose transporters). Nadekspresję białek GLUT, w szczególności regulowanych warunkami hipoksji GLUT1 i GLUT3 zaobserwowano w wielu typach nowotworów. Ponieważ transportery te wykazują wysokie powinowactwo do glukozy i przenoszą ją z dużą wydajnością, stanowią one kluczowy czynnik limitujący metabolizm glukozy w komórkach guza. Dotychczasowe badania koncentrowały się na roli jaką odgrywają transportery GLUT1 i GLUT3 w transporcie glukozy pomijając aspekt związany z metabolizmem witaminy C. Transportery GLUT pośredniczą w pobieraniu przez komórkę kwasu dehydroaskorbinowego (DHA), który wewnątrz komórki ulega redukcji do biologicznie aktywnej formy witaminy C. W warunkach fizjologicznych witamina C ma właściwości antyoksydacyjne, chroniąc komórki przed stresem oksydacyjnym. Jednakże w zależności od warunków, witamina C może również wywoływać efekty pro-oksydacyjne związane z generowaniem reaktywnych form tlenu. Stwierdzono, że niski poziom wolnych rodników i nadtlenku wodoru stymuluje żywotność i proliferację komórek, podczas gdy wysokie stężenie reaktywnych form tlenu prowadzi do apoptozy lub nekrozy. W pracy przedstawiono aktualny stan wiedzy na temat Adres do korespondencji: mgr Paweł Jóźwiak, Katedra Cytobiochemii, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Łódzki; 90-236 Łódź, ul. Pomorska 141/143; Tel.: 0 42 635 44 03, Fax.: 0 42 635 44 84, e-mail: [email protected] 246 Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach transportu glukozy i kwasu dehydroaskorbinowego z udziałem transporterów GLUT1 i GLUT3 w komórkach nowotworowych Słowa kluczowe: GLUT1, GLUT3, glukoza, kwas dehydroaskorbinowy, kwas askorbinowy, nowotwory Abstract Cancer cells are characterized by acceleration in energy consumption, together with the inhibition of oxidative phosphorylation. The anaerobic respiration leads to the enhancement of glycolysis and the higher rate of glucose uptake into cancer cells. The upregulation of glucose transport across the plasma membrane is mediated by facilitative glucose transporters named GLUTs. The overexpression of GLUTs, especially the hypoxia responsive GLUT1 and GLUT3, has been frequently observed in the variety of human malignancies. Since GLUT1 and GLUT3 have a high transporting efficiency and affinity to glucose, these proteins are key rate-limiting factors in glucose uptake by cancer cells. The reported data focus on the glucose transport mediated by GLUT1 and GLUT3, ignoring the participation of both carriers in vitamin C metabolism. The GLUT proteins transport dehydroascorbic acid (DHA) which intracellularly is reduced to an antioxidant, protecting cells from oxidative stress. However, vitamin C may also have pro-oxidant effects, via its ability to generate reactive oxygen species (ROS). It has been shown, that the low level of free radicals and hydrogen peroxide stimulates cell proliferation and viability, whereas the high concentration of reactive oxygen species may induce apoptosis or necrosis. This paper presents the current state of knowledge concerning the transport of glucose and dehydroascorbic acid mediated by hypoxia-induced facilitative glucose transporters in cancer cells. Key words: GLUT1, GLUT3, glucose, dehydroascorbic acid, ascorbic acid, cancers P. Jóźwiak 247 Wprowadzenie Powszechnie wiadomo, że komórki nowotworowe charakteryzują się odmiennym metabolizmem w porównaniu z komórkami prawidłowymi. W komórkach nowotworowych obserwuje się zahamowanie procesu fosforylacji oksydacyjnej i transportu elektronów na tlen, co prowadzi do nasilonej produkcji reaktywnych form tlenu, które zwiększają poziom mutacji w obrębie protoonkogenów [1, 2]. Warunki hipoksji nowotworu przesuwają metabolizm w stronę glikolizy beztlenowej, której kontynuacja wymaga regeneracji koenzymu NAD+. W tym celu komórki nowotworowe preferują przemianę pirogronianu do mleczanu poprzez indukcję izoformy A dehydrogenazy mleczanowej. W reakcji produkcji mleczanu odtworzony zostaje koenzym NAD+ umożliwiający cykliczność procesu glikolizy, a całkowity zysk energetyczny oddychania beztlenowego stanowią dwie cząsteczki ATP [3, 4]. Wysokie wymagania energetyczne komórek nowotworowych prowadzą do kompensacji niskiego zysku energetycznego oddychania beztlenowego poprzez 20-30-krotne zintensyfikowanie procesu glikolizy. Nasileniu procesu glikolizy towarzyszy zwiększone pobieranie glukozy przez komórki nowotworowe, które odbywa się za pośrednictwem transporterów glukozy określanych jako GLUT [2, 5]. Oprócz transportu glukozy, białka GLUT uczestniczą w metabolizmie witaminy C, która w zależności od stężenia w komórce wywołuje efekty anty- lub pro-oksydacyjne [6]. Zależne od warunków hipoksji transportery GLUT1 i GLUT3 mogą odgrywać istotną rolę w regulacji stanu czynnościowego komórek nowotworowych. Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach 248 Transportery GLUT Rodzina transporterów GLUT składa się z 14 białek, które zostały zgrupowane w trzech klasach. Klasa I zawiera najlepiej scharakteryzowane transportery GLUT1-GLUT4 i niedawno poznany transporter GLUT14. Do klasy II należy transporter fruktozy GLUT5 oraz transportery GLUT7, GLUT9 i GLUT11. Pozostałe transportery: GLUT6, GLUT8, GLUT10, GLUT12 i transporter HMIT (HMIT, ang. H+-coupled myo-inositol transporter) wchodzą w skład klasy III [7, 8]. Wszystkie transportery GLUT zawierają 12 hydrofobowych α-helikalnych transmembranowych domen z dużą wewnątrzkomórkową pętlą (pomiędzy domeną 6 i 7) (Ryc. 1). Regiony N- i C- końcowe tych białek zlokalizowane są po stronie cytoplazmatycznej. Białka GLUT klasy I i II mają pomiędzy domeną transmembranową 1 i 2 zewnątrzkomórkową pętlę z miejscem N-glikozylacji [9, 10]. N-glikozylacja GLUT1 na Asn45 zwiększa jego stabilność i aktywność transportową [11]. Analogiczne miejsce N-glikozylacji w przypadku transporterów klasy III występuje pomiędzy domeną transmembranową 9 i 10. Wszystkie białka GLUT transportują heksozy niezależnie od energii, zgodnie z gradientem stężeń, z różną kinetyką i powinowactwem względem substratu. Największe powinowactwo do glukozy mają indukowane warunkami hipoksji transportery GLUT1 i GLUT3 oraz insulino-zależny transporter GLUT4. Poszczególne tkanki organizmu cechują się odmiennym profilem ekspresji transporterów GLUT. P. Jóźwiak 249 Ryc. 1 Schemat budowy transporterów glukozy GLUT (opis w tekście – wg. [12]; w modyfikacji własnej) W tej samej tkance można obserwować ekspresję kilku izoform GLUT, jak również wiele tkanek może transportować heksozy z udziałem tego samego transportera [7,12]. Nadekspresję transporterów GLUT, w szczególności zależnych od warunków hipoksji nowotworu GLUT1 i GLUT3 zaobserwowano w wielu typach nowotworów. Obecnie sugeruje się, że specyficzny profil ekspresji białek GLUT mógłby stanowić prognostyczny wskaźnik złośliwości Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach 250 oraz stopnia zaawansowania klinicznego nowotworu, który umożliwiłby wyodrębnienie pacjentów wymagających agresywniejszego leczenia [13, 14]. Transport glukozy z udziałem transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach Transportery GLUT1 i GLUT3 charakteryzują się wyższym powinowactwem do glukozy w porównaniu z pozostałymi białkami rodziny GLUT. Stwierdzono, że nadekspresja obu izoform, wynikająca ze wzmożonego zapotrzebowania komórek nowotworowych na energię, koreluje ze wzrostem rozmiarów i inwazyjnością guza [15]. Proces zwiększonego transportu glukozy do komórek nowotworowych znalazł kliniczne zastosowanie w diagnostyce wielu typów nowotworów i ich przerzutów przez znakowanie guzów analogiem glukozy [18F]-fluoro-2-deoksy-D-glukozą (18FDG) z wykorzystaniem techniki pozytonowej tomografii standardaryzowana emisyjnej wartość (PET) wychwytu 18 [16]. Wysoka FDG (SUV(max)) maksymalna związana z podwyższonym poziomem ekspresji GLUT1 w płaskonabłonkowych rakach płuc w porównaniu z gruczolakami, korelowała ze stopniem zróżnicowania komórek nowotworu oraz przerzutami do węzłów chłonnych [17]. Podobnie w rakach pleomorficznych płuc zaobserwowano ścisły związek pomiędzy poziomem ekspresji transporterów GLUT1 i GLUT3, a wychwytem 18FDG [18]. Warunkiem aktywnego transportu cukru z udziałem białek GLUT jest ich translokacja z przestrzeni wewnątrzkomórkowej do błony komórkowej. Ponad dwukrotnie niższy wychwyt 18FDG skorelowany z translokacją GLUT3 z błony plazmatycznej do cytozolu stwierdzono w liniach komórkowych wrażliwych na gefitynib – inhibitor kinazy EGFR (EGFR, ang. epidermal growth factor receptor) [19]. Z kolei, stymulacja insuliną linii komórkowych mięsaków P. Jóźwiak 251 kościopochodnych podnosiła konsumpcję glukozy w wyniku przemieszczenia GLUT1 do błony komórkowej [20]. Regulacja ekspresji transporterów GLUT1 i GLUT3 jest złożonym procesem, w którym bierze udział wiele czynników takich jak: hipoksja, czynniki wzrostu, hormony, onkogeny i geny supresorowe [21-25]. Z drugiej strony nadekspresja transporterów GLUT, w szczególności indukowanych warunkami hipoksji nowotworu GLUT1 i GLUT3, umożliwia lepszą akumulację w komórkach nowotworowych pochodnych glukozy oraz skoniugowanych z nimi związków o potencjale terapeutycznym. Jednym z takich analogów jest 2-deoksyglukoza (2-DG), której działanie prowadzi do kompetycyjnej inhibicji glikolizy [26]. Wewnątrz komórki 2-DG podlega fosforylacji przez heksokinazę, ale nie stanowi ona substratu dla izomerazy glukozo-fosforanowej. W rezultacie, nagromadzenie fosforylowanej 2-deoksyglukozy w komórce prowadzi do zatrzymania glikolizy, cyklu komórkowego i uruchomienia apoptozy [27]. Ponadto, 2-DG hamuje N-glikozylację transporterów GLUT, która jest niezbędna dla ich translokacji do błony komórkowej [28]. Szereg badań przeprowadzonych na wielu typach linii nowotworowych wskazuje na fakt, że 2-DG wspomaga stosowaną powszechnie radioterapię. Sugeruje się, że efekt ten ma związek ze wzrostem stresu oksydacyjnego wynikającego z zahamowania metabolizmu tioli (związków zawierających grupę –SH, np.: cysteina) [29]. Co więcej, liczne badania wykazały, że 2-DG uwrażliwia komórki nowotworowe na chemioterapię. Traktowanie komórek glejaka oraz nowotworu złośliwego skóry 2-DG w połączeniu z kamptotecyną (inhibitor topoizomerazy I) i etopozydem (inhibitor topoizomerazy II) znacząco podnosiło cytotoksyczność terapii, co skutkowało nasileniem apoptozy lub śmierci mitotycznej komórek [30]. Podobne wspomagające działanie 2-DG związane ze wzrostem cytotoksyczności 252 Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach zaobserwowano w przypadku chemioterapii innych linii nowotworowych z zastosowaniem adriamycyny i paklitakselu [31]. Ponadto, 2-DG hamuje transkrypcję wirusa brodawczaka ludzkiego, co sugeruje, że związek ten może uwrażliwiać na chemioterapię lekooporne nowotwory szyjki macicy [29]. Obok rozwoju terapii łączonej z wykorzystaniem niemetabolizowanych analogów glukozy, rośnie zainteresowanie syntezą koniugatów konwencjonalnych cytotoksycznych leków z cząsteczkami glukozy. Głównym celem takich połączeń jest zwiększenie biodostępności i efektywności stosowanej obecnie chemioterapii. Za przykład może posłużyć 2-GluSNAP – koniugat powstały z połączenia glukozy z donorem tlenku azotu S-nitrozo-N-acetyl-penicyllaminą (SNAP), którego cytotoksyczność koreluje z poziomem ekspresji transportera GLUT1 [32]. W odróżnieniu od komórek prawidłowych, głównym substratem energetycznym komórek nowotworowych jest glukoza. Fakt ten sprzyja postępowi badań nad zastosowaniem niemetabolizowanych analogów glukozy w terapii nowotworów. Transport witaminy C do komórek nowotworowych W dostępnych danych literaturowych dotyczących roli transporterów GLUT w patogenezie i terapii nowotworów autorzy skupiają uwagę na aspektach związanych z transportem glukozy i jej analogów pomijając znaczenie jakie odgrywają transportery GLUT w metabolizmie witaminy C. Transport kwasu askorbinowego (AA) do komórek może zachodzić na drodze dwóch różnych mechanizmów: transportu czynnego z udziałem transporterów zależnych od jonów sodu SVCT (ang. sodium-dependent vitamin C transporter) lub dyfuzji ułatwionej za pośrednictwem transporterów glukozy GLUT. Wysokie stężenie kwasu askorbinowego hamuje ekspresję transporterów SVCT P. Jóźwiak 253 na zasadzie sprzężenia zwrotnego, natomiast transport z udziałem białek GLUT wymaga utlenienia kwasu askorbinowego do kwasu dehydroaskorbinowego (DHA), który następnie wewnątrz komórki jest redukowany do aktywnej biologicznie witaminy C (Ryc. 2). Ryc. 2. Transport i rola witaminy C w degradacji podjednostek α czynnika transkrypcyjnego HIF. SVCT – transporter witaminy C zależny od jonów sodu (ang. sodium-dependent vitamin C transporter); GLUT – transporter glukozy (ang. glucose transporter); AA – kwas askorbinowy (ang. ascorbic acid); DHA – kwas dehydroaskorbinowy (ang. dehydroascorbic acid); HIF-α – podjednostka α czynnika transkrypcyjnego indukowanego warunkami hipoksji (ang. hypoxia-inducible factor α); vHL – białko von Hippel-Lindau (von Hippel-Lindau); 2-OG – 2-oksoglutaran (2-oxoglutarate); PHD – hydroksylaza prolinowa (ang. prolyl hydoxylase); FIH – hydroksylaza asparaginianowa hamująca ekspresję czynnika HIF (ang. asparaginyl hydroxylase, factor inhibiting HIF) (opis w tekście) Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach 254 Ze względu na podobieństwo strukturalne DHA do glukozy, oba substraty, w zależności od typu komórek, mogą rywalizować o wiązanie do transportera [6, 33]. Przeprowadzone badania sugerują, że w dyfuzji ułatwionej DHA do komórki pośredniczą izoformy pierwszej klasy białek GLUT, tj. GLUT1, GLUT3 oraz GLUT4, a wydajność transportu DHA z udziałem wymienionych białek, określona na podstawie stałych kinetycznych, jest zbliżona do wydajności transportu glukozy [34, 35]. Do tej pory nie wiadomo, który z mechanizmów odgrywa istotniejszą rolę w akumulacji askorbinianu w komórkach nowotworowych. Komórki chłoniaka Nb2 transportują zarówno AA jak i DHA, podczas gdy komórki białaczki szpikowej HL-60 transportują tylko utlenioną formę witaminy C [36, 37]. Badania przeprowadzone na liniach komórkowych czerniaka i prawidłowych melanocytach człowieka wykazały, że obie linie transportują witaminę C na drodze zależnej i niezależnej od jonów sodu. Jednakże, komórki czerniaka gromadzą ponad sto razy więcej askorbinianu w wyniku transportu DHA drogą dyfuzji ułatwionej w porównaniu z komórkami prawidłowymi [38]. Przypuszcza się, że istnieją mechanizmy, które prowadzą do utlenienia AA do DHA w mikrośrodowisku komórek nowotworowych. Prawdopodobnie w procesie zewnątrzkomórkowego utleniania askorbinianiu uczestniczy γ-glutamylotransferaza – enzym pro-oksydacyjny zakotwiczony w błonie komórkowej [39]. Opublikowane przez KC i wsp. [40] wyniki badań, wykazały że oprócz transportu przez błonę plazmatyczną GLUT1 pośredniczy w transporcie DHA do mitochondriów. Stwierdzono, że niskie stężenia AA chronią mitochondria przed stresem oksydacyjnym, natomiast wysokie stężenia indukują spadek potencjału błony mitochondrialnej i uwolnienie cytochromu c z mitochondrium do cytozolu, co promuje apoptozę [40]. P. Jóźwiak 255 Biologiczne funkcje kwasu askorbinowego w nowotworach Kwas askorbinowy uczestniczy w wielu procesach biochemicznych katalizowanych przez dioksygenazy zależne od Fe2+ i 2-oksoglutaranu. Askorbinian stabilizuje żelazo na II stopniu utlenienia dzięki czemu dioksygenazy uzyskują pełną aktywność enzymatyczną [41]. Stwierdzono, że kwas askorbinowy działa stymulująco na produkcję kolagenu typu I i III w fibroblastach człowieka. Białka kolagenowe wydzielane do macierzy zewnątrzkomórkowej hamują inwazyjność i metastazę komórek nowotworowych [42, 43]. Witamina C jest ważnym kofaktorem hydroksylaz, które uczestniczą w regulacji ekspresji aktywowanego niedotlenieniem czynnika transkrypcyjnego HIF-1, [44]. HIF-1 reguluje transkrypcję wielu genów, których produkty białkowe są zaangażowane w metabolizm glukozy, angiogenezę i metastazę komórek nowotworowych. Białko HIF jest heterodimerem składającym się z podjednostki HIF-α, oraz konstytutywnie stabilnej podjednostki HIF-β [5]. W warunkach fizjologicznych podjednostki HIF-α podlegają hydroksylacji przez hydroksylazy prolinowe (PHD1, PHD2 i PHD3) oraz hydroksylazę asparaginianową, których aktywność jest uwarunkowana obecnością tlenu. Oprócz tlenu, hydroksylazy prolinowe i asparaginianowe, podobnie jak inne dioksygenazy zależne od Fe2+ i 2-oksoglutaranu, wymagają askorbinianu niezbędnego do utrzymania stopnia utlenienia żelaza i osiągnięcia pełnej aktywności enzymatycznej (Ryc. 2). Hydroksylacja umożliwia wiązanie podjednostek HIF-α z białkiem vHL (von Hippel-Lindau) rozpoznawanym przez ligazę ubikwitynową, a następnie proteolityczną degradację powstałego kompleksu [45]. Badania wskazują na związek pomiędzy poziomem askorbinianu a ekspresją czynnika HIF-1 w nowotworach. Askorbinian obniża Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach 256 poziom ekspresji HIF-1 zmniejszając złośliwość guza nowotworowego [46]. Kolejną grupą enzymów, których kofaktorem jest kwas askorbinowy stanowią demetylazy histonowe [47]. Zaobserwowano zwiększoną acetylację histonów oraz ekspresję demetylaz histonowych po suplementacji embrionalnych komórek macierzystych człowieka askorbinianem [48]. Sugeruje to, że wewnątrzkomórkowy poziom kwasu askorbinowego może wpływać na status epigenetyczny komórek. Ponieważ rozwój nowotworu jest związany z hipermetylacją DNA, przypuszcza się, że witamina C i inne suplementy diety pośrednio uczestnicząc w mechanizmach epigenetycznych mogą chronić przed nowotworzeniem [49]. Anty- i pro-oksydacyjne właściwości kwasu askorbinowego Antyoksydacyjne działanie kwasu askorbinowego obniża peroksydację lipidów, chroni przed mutacjami w obrębie genów oraz zmniejsza oksydację reszt aminokwasowych zwiększając integralność białek komórkowych [50]. Badania dowodzą, że suplementacja witaminą C ogranicza ryzyko wystąpienia przewlekłych chorób w tym także nowotworów. Bogata w kwas askorbinowy dieta poprzez niszczenie wolnych rodników tlenowych produkowanych intensywnie w trakcie przebiegu zakażenia Helicobacter pylori oraz hamowanie procesu nitrozowania amin biogennych chroni przed rozwojem raka żołądka [51]. W warunkach fizjologicznych stężenie kwasu askorbinowego w surowicy krwi człowieka wynosi od 40 do 80 µM/L. Kwas askorbinowy redukując rodniki takie jak: hydroksylowy (OH•), nadtlenolipidowy (LOO•), alkoksylowy (RO•) czy tiolowy (GS•) ulega utlenieniu do znacznie mniej reaktywnego rodnika askorbylowego (Asc•–). Ponadto, w wyniku redukcji, powstałego w reakcji z produktami peroksydacji lipidów, rodnika α-tokoferoksylowego (TO•) kwas P. Jóźwiak 257 askorbinowy istotnie zwiększa poziom witaminy E w komórce. Regeneracja rodnika askorbylowego do reaktywnej cząsteczki askorbinianu następuje pod wpływem działania NADH- lub NADPH-zależnej reduktazy występującej w siateczce śródplazmatycznej i błonie komórkowej [6]. Paradoksalnie, kwas askorbinowy może wywoływać efekty pro-oksydacyjne. Właściwości te wynikają z redukcji jonów metali przejściowych takich jak żelaza lub miedzi, które następnie reagując z nadtlenkiem wodoru generują wysoce reaktywne rodniki hydroksylowe. W warunkach fizjologicznych metale przejściowe występują głównie w formie związanej z białkami. Uważa się, że w wysokich terapeutycznych stężeniach pro-oksydacyjne działanie kwasu askorbinowego wynika z produkcji nadtlenku wodoru i może przebiegać niezależnie od jonów metali przejściowych. W komórkach nowotworowych obserwuje się zahamowanie działania glutationu oraz aktywności enzymów neutralizujących stres oksydacyjny, na przykład katalazy i dysmutazy ponadtlenkowej [52]. Stres oksydacyjny odgrywa istotną rolę na każdym etapie rozwoju nowotworu. W wielu typach komórek niskie stężenie wolnych rodników i nadtlenku wodoru stymulowało proliferację, podczas gdy wysoki poziom stresu oksydacyjnego stawał się cytotoksyczny i prowadził do indukcji apoptozy lub nekrozy. Wolne rodniki hamują aktywność fosfataz komórkowych prawdopodobnie poprzez interakcję z grupami sulfhydrylowymi cystein, których utlenienie prowadzi do powstania wewnątrz- lub międzycząsteczkowych wiązań dwusiarczkowych. Zmiany konformacyjne białek wynikające z zaburzeń statusu redox powodują stymulację kaskad sygnalizacyjnych z udziałem kinaz MAPK (ang. mitogenactivated protein kinases), PI3K (ang. phosphatidylinositol-3-kinase) oraz kinazy src/Abl (ang. sarcoma/Abelson murine leukemia tyrosine kinase), które pośredniczą w kontroli wzrostu komórek guza. Sygnalizacja z udziałem Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach 258 wymienionych kinaz prowadzi do aktywacji czynników transkrypcyjnych odpowiedzialnych za zmianę statusu redox komórki takich jak: AP-1 (ang. activator-protein 1), NF-ӄB (ang. nuclear factor kappa-light-chainenhancer of activated B cells), p53 (ang. protein 53), HIF-1 (ang. hypoxiainducible factor-1), NFAT (ang. nuclear factor of activated T cells) [53, 54]. Witamina C w terapii nowotworów Początkowe badania kliniczne polegające na doustnej suplementacji pacjentów wysokimi dawkami kwasu askorbinowego nie przyniosły oczekiwanych rezultatów z powodu niskiej biodostępności witaminy C w krwiobiegu [55]. Stężenie kwasu askorbinowego w surowicy zależy od dwóch procesów, w których pośredniczą transportery SVCT: absorpcji z przewodu pokarmowego oraz wchłanianiu zwrotnemu w nerkach. Ponieważ ekspresja transporterów SVCT jest hamowana wysokim stężeniem substratu, nie można poprzez doustną suplementację osiągnąć wysokiego stężenia witaminy C w surowicy [56]. Doustne przyjmowanie kwasu askorbinowego w dawce 3 g odpowiadało 206 µM/L stężeniu askorbinianu w surowicy, a w dawce 1,25 g odpowiednio 187 µM/L stężeniu w surowicy [57]. Ponadto, poziom askorbinianu w organizmie jest regulowany przez składniki krwi takie jak: limfocyty, monocyty i płytki krwi, które gromadzą około 4 mM witaminy C. Wysoki poziom askorbinianu występuje również w niektórych narządach. Na przykład, milimolowe stężenie witaminy C chroni tkanki oka przed radiacyjnym działaniem promieni słonecznych [6]. Osiągnięcie wysokich terapeutycznych stężeń witaminy C w surowicy jest możliwe jedynie drogą dożylnej iniekcji. Zainteresowanie witaminą C w terapii nowotworów, wynika z postępu badań klinicznych, które dowodzą, że wysokie dawki kwasu P. Jóźwiak 259 askorbinowego hamują rozwój guza i wspomagają konwencjonalną chemioi radioterapię. Efekt ten wynika z pro-oksydacyjnych właściwości witaminy C. Terapeutyczne stężenia kwasu askorbinowego obniża poziom białka C-reaktywnego i prozapalnych cytokin w komórkach nowotworowych. Stwierdzono, że w nowotworach złośliwych prostaty zmniejszenie stanu zapalnego koreluje z obniżoną ekspresją markera PSA [58]. W badaniach Espeya i wsp. [59] stosowanie wysokich dawek askorbinianu w połączeniu z gemcytabiną zwiększało cytotoksyczność chemioterapii w komórkach nowotworowych trzustki. W innym przypadku terapeutyczne dawki witaminy C poprawiały jakość życia pacjentek z rakiem piersi podczas oraz po stosowanej radio- i chemioterapii [60]. Podsumowanie Zależne od warunków hipoksji transportery GLUT1 i GLUT3 transportują zarówno glukozę jak i kwas dehydroaskorbinowy odgrywając tym samym istotną rolę w regulacji statusu czynnościowego komórki. Ponieważ nadekspresja obu białek jest obserwowana w wielu typach nowotworów, w przyszłości dokładniejsze poznanie struktury i regulacji transporterów GLUT może wpłynąć na rozwój nowych metod diagnostyki i terapii nowotworów. Podziękowania Autor pragnie podziękować Pani prof. dr hab. Annie Lipińskiej za cenne uwagi w trakcie pisania niniejszego artykułu. Praca została wykonana w ramach dotacji na finansowanie działalności polegającej na prowadzeniu badań naukowych lub prac rozwojowych oraz zadań 260 Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach z nimi związanych służących rozwojowi młodych naukowców oraz uczestników studiów doktoranckich (Rozporządzenie MNiSW z 5 listopada 2010 r.). Piśmiennictwo 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. Ferreira LMR. Cancer metabolism: the Warburg effect today. Exp Mol Pathol., 2010; 89: 372-380. Ganapathy V, Thangaraju M, Prasad PD. Nutrient transporters in cancer: relevance to Warburg hypothesis and beyond. Pharmacol Ther. 2009; 121: 29-40. Thangaraju M, Carswell KN, Prasad PD, Ganapathy V. Colon cancer cells maintain low levels of pyruvate to avoid cell death caused by inhibition of HDAC1/HDAC3. Biochem J., 2009; 417: 379-389. Xie H, Valera VA, Merino MJ, Amato AM, Signoretti S, Linehan WM i wsp. LDH-A inhibition, a therapeutic strategy for treatment of hereditary leiomyomatosis and renal cell cancer. Mol Cancer Ther. 2009; 8: 626-635. Airley RE, Mobasheri A. Hypoxic regulation of glucose transport, anaerobic metabolism and angiogenesis in cancer: novel pathways and targets for anticancer therapeutics. Chemotherap. 2007; 53: 233-256. Du J, Cullen JJ, Buettner GR. Ascorbic acid: Chemistry, biology and the treatment of cancer. Biochi Biophys Acta. 2012; 1826: 443-457. Wood IS, Trayhurn P. Glucose transporters (GLUT and SGLT): expanded families of sugar transport proteins. Br J Nutr. 2003; 89: 3-9. Wu X, Freeze HH. GLUT14, a duplicon of GLUT3, is specifically expressed in testis as alternative splice forms. Genomics. 2002; 80: 553-557. Joost HG, Thorens B. The extended GLUT-family of sugar/polyol transport facilitators: nomenclature, sequence characteristics, and potential function of its novel members (Review). Mo Membr Biol. 2001; 18: 247-256. Zhao FQ, Keating AF. Functional properties and genomics of glucose transporters. Curr Genomics. 2007; 8: 113-128. Samih N, Hovsepian S, Notel F, Prorok M, Zattara-Cannoni H, Mathieu S i wsp. The impact of N- and O-glycosylation on the functions of Glut-1 transporter in human thyroid anaplastic cells. Biochim Biophys Acta. 2003; 1621: 92-101. Macheda ML, Rogers S, Best JD. Molecular and cellular regulation of glucose transporter (GLUT) proteins in cancer. J Cell Physiol. 2005; 202: 654-662. P. Jóźwiak 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 261 Younes M, Brown RW, Stephenson M, Gondo M, Cagle PT. Overexpression of GLUT1 and GLUT3 in stage I nonsmall cell lung carcinoma is associated with poor survival. Cancer. 1997; 80: 1046-1051. Ayala FR., Rocha RM, Carvalho KC, Carvalho AL, da Cunha IW, Lourenco SV, i wsp. GLUT1 and GLUT3 as potential prognostic markers for oral squamous cell carcinoma. Molecules. 2010; 15: 1046-1051. Furuta E, Okuda H, Kobayashi A, Watabe K. Metabolic genes in cancer: their roles in tumor progression and clinical implications. Biochim Biophys Acta, 2010; 1805: 141-152. Maschauer S, Prante O, Hoffmann M, Deichen JT, Kuwert T. Characterization of 18F-FDG uptake in human endothelial cells in vitro. J Nucl Med. 2004; 45: 455-460. Usuda K, Sagawa M, Aikawa H, Ueno M, Tanaka M, Machida Y i wsp. Correlation between glucose transporter-1 expression and 18F-fluoro-2deoxyglucose uptake on positron emission tomography in lung cancer. Gen Thorac Cardiovasc Surg. 2010; 58: 405-410. Kaira K, Endo M, Abe M, Nakagawa K, Ohde Y, Okumura T i wsp. Biologic correlates of ¹⁸F-FDG uptake on PET in pulmonary pleomorphic carcinoma. Lung Cancer. 2011; 71: 144-150 Su H, Bodenstein C, Dumont RA, Seimbille Y, Dubinett S, Phelps ME. Monitoring tumor glucose utilization by positron emission tomography for the prediction of treatment response to epidermal growth factor receptor kinase inhibitors. Clin Cancer Res. 2006; 12: 5659-5667. Cifuentes M, García MA, Arrabal PM, Martínez F, Yañez MJ, Jara N i wsp. Insulin regulates GLUT1-mediated glucose transport In MG-63 human osteosarcoma cells. J Cell Physiol. 2011; 226: 1425-1432. Hayashi M, Sakata M, Takeda T, Yamamoto T, Okamoto Y, Sawada K i wsp. Induction of glucose transporter 1 expression through hypoxia-inducible factor 1α under hypoxic conditions in trophoblast-derived cells. J Endocrinol. 2004; 183: 145-154. Frolova A, Flessner L, Chi M, Kim ST, Foyouzi-Yousefi N, Moley KH. Facilitative glucose transporter type 1 is differentially regulated by progesterone and estrogen in murine and human endometrial stromal cells. Endocrinology. 2009; 150: 1512-1520. Díaz M, Vraskou Y, Gutiérrez J, Planas JV. Expression of rainbow trout glucose transporters GLUT1 and GLUT4 during in vitro muscle cell differentiation and 262 24. 25. 26. 27. 28. 29 30. 31. 32. 33. 34. Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach regulation by insulin and IGF-I. Am J Physiol Regu Integr Comp Physiol. 2009; 296: R794-R800. Schwartzenberg-Bar-Yoseph F, Armoni M, Karnieli E. The tumor suppressor p53 down-regulates glucose transporters GLUT1 and GLUT4 gene expression. Cancer Res. 2004; 64: 2627-2633. Yun J, Rago C, Cheong I, Pagliarini R, Angenendt P, Rajagopalan H i wsp. Glucose deprivation contributes to the development of KRAS pathway mutations in tumor cells. Science. 2009; 325: 1555-1559 Maher JC, Savaraj N, Priebe W, Liu H, Lampidis TJ. Differential sensitivity to 2-deoxy- D-glucose between two pancreatic cell lines correlates with GLUT1 expression. Pancreas. 2005; 30: e34-e39. Aft RL, Zhang FW, Gius D. Evaluation of 2-deoxy-D-glucose as a chemotherapeutic agent: mechanizm of cell death. Br J Cancer. 2002; 87: 805-812. Kurtoglu M, Gao N, Shang J, Maher JC, Lehrman MA, Wangpaichitr M, i wsp. Under normoxia, 2-deoxy-D-glucose elicits cell death in select tumor types not by inhibition of glycolysis but by interfering with N-linked glycosylation. Mol Cancer Ther. 2007; 6: 3049-3058. Dwarakanath BS. Cytotoxicity, radiosensitization, and chemosensitization of tumor cells by 2-deoxy-D-glucose in vitro. J Cancer Res Ther. 2009; 5 Suppl. 1: 27-31. Dwarakanath BS, Khaitan D, Ravindranath T. 2-deoxy-D-glucose enhances the cytotoxicity of topoisomerase inhibitors in human tumor cell lines. Cancer Biol Ther. 2004; 3: 864-870. Maschek G, Savaraj N, Priebe W, Braunschweiger P, Hamilton K, Tidmarsh GF. 2-deoxy-D-glucose increases the efficacy of adriamycin and paclitaxel in human osteosarcoma and non-small cell lung cancers in vivo. Cancer Res. 2004; 64: 31-34. Subbarayan PR, Wang PG, Lampidis TJ, Ardalan B, Braunschweiger P. Differential expression of GLUT1 mRNA and protein levels correlates with increased sensitivity to the glyco-conjugated nitric oxide donor (2-glu-SNAP) in different tumor cell types. J Chemother. 2008; 20: 106-111. Corti A, Casini AF, Pompella A. Cellular pathways for transport and efflux of ascorbate and dehydroascorbate. Arch Biochem Biophys. 2010; 500: 107-115 Rumsey SC, Kwon O, Xu GW, Burant CF, Simpson I, Levine M. Glucose transporter isoforms GLUT1 and GLUT3 transport dehydroascorbic acid. J Biol Chem. 1997; 272: 18982-18989. P. Jóźwiak 35. 36. 37. 38. 39. 40. 41. 42. 43. 44. 45. 46. 47. 263 Rumsey SC, Daruwala R, Al-Hasani H, Zarnowski MJ, Simpson IA, Levine M. Dehydroascorbic acid transport by GLUT4 in Xenopus oocytes and isolated rat adipocytes. J Biol Chem. 2000; 275: 28246-28253. Bode AM, Liang HQ, Green EH, Meyer TE, Buckley DJ, Norris A. Ascorbic acid recycling in Nb2 lymphoma cells: implications for tumor progression. Free Radic Biol Med. 1999; 26: 136-147. Vera JC, Rivas CI, Zhang RH, Farber CM, Golde DW. Human HL-60 myeloid leukemia cells transport dehydroascorbic acid via the glucose transporters and accumulate reduced ascorbic acid. Blood. 1994; 84: 1628-1634. Spielholz C, Golde DW, Houghton AN, Nualart F, Vera JC. Increased facilitated transport of dehydroascorbic acid without changes in sodium-dependent ascorbate transport in human melanoma cells. Cancer Res. 57: 2529-2537. Corti A, Raggi C, Franzini M, Paolicchi A, Pompella A, Casini AF. Plasma membrane gamma-glutamyltransferase activity facilitates the uptake of vitamin C in melanoma cells. Free Radic Biol Med. 2004; 37: 1906-1915. KC S, Cárcamo JM, Golde DW. Viatmin C enters mitochondria via facilitative glucose transporter 1 (Glut1) and confers mitochondrial protection against oxidative injury. FASEB J. 2005; 19: 1657-1667 Ozer A, Bruick RK. Non-heme dioxygenases: cellular sensors and regulators jelly rolled into one? Nat Chem Biol. 2007; 3: 144-153. Tajima S, Pinnell SR. Ascorbic acid preferentially enhances type I and III collagen gene transcription in human skin fibroblasts. J Dermato Sci. 1996; 11: 250-253. Groblewska M, Mroczko B, Szmitkowski M. The role of selected matrix metalloproteinases and their inhibitors in colorectal cancer development. Postepy Hig Med Dosw. 2010; 64: 22-30. Bruick RK, McKnight SL. A conserved family of prolyl-4-hydroxylases that modify HIF. Science. 2001; 294: 1337-1340. Pagé EL, Chan DA, Giaccia AJ, Levine M, Richard DE. Hypoxia-inducible factor-1α stabilization in nonhypoxic conditions: role of oxidation and intracellular ascorbate depletion. Mol Biol Cell 2008; 19: 86-94. Li SH, Ryu JH, Park SE, Cho YS, Park JW, Lee WJ i wsp. Vitamin C supplementation prevents testosterone-induced hyperplasia of rat prostate by down-regulating HIF-1alpha. J Nutr Biochem. 2010; 21: 801-808. Cascella B, Mirica LM. Kinetic analysis of iron-dependent histone demethylases: α-ketoglutarate substrate inhibition and potential relevance to the regulation of histone demethylation in cancer cells. Biochemistry. 2012; 51: 8699-8701. 264 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. Rola transporterów GLUT1 i GLUT3 w nowotworach Esteban MA, Pei D. Vitamin C improves the quality of somatic cell reprogramming. Nat Genet. 2012; 44: 366-367. Ong TP, Moreno FS, Ross SA. Targeting the epigenome with bioactive food components for cancer prevention. J Nutrigenet Nutrigenomics. 2011; 4: 275-292. Li Y, Schellhorn HE. New development and novel therapeutic perspectives for vitamin C. J Nutr. 2007; 137: 2171-2184. Aditi A, Graham DY. Vitamin C, gastritis, and gastric disease: a historical review and update. Gig Dis Sci. 2012; 57: 2504-2515. Verrax J, Calderon PB. The controversial place of vitamin C in cancer treatment. Biochem Pharmacol. 2008; 76: 1644-1652 Valko M, Rhodes CJ, Moncol J, Izakovic M, Mazur M. Free radicals, metals and antioxidants in oxidative stress-induced cancer. Chem Biol Interact. 2006; 160: 1-40 Valko M, Leibfritz D, Moncol J, Cronin MT, Mazur M, Telser J. Free radicals and antioxidants in normal physiological functions and human disease. Int J Biochem Cell Biol. 2007; 39: 44-84. Cameron E, Campbell A. The orthomolecular treatment of cancer. II. Clinical trial of high-dose ascorbic acid supplements in advanced human cancer. Chem Biol Interact. 1974; 9: 285-315. Mandl J, Szarka A, Bánhegyi G. Vitamin C: update on physiology and pharmacology. Br J Pharmacol. 2009; 157: 1097-1110. Padayatty SJ, Sun H, Wang Y, Riordan HD, Hewitt SM, Katz A, i wsp. Vitamin C pharmacokinetics: implications for oral and intravenous use. Ann Intern Med. 2004; 140: 533-537. Mikirova N, Casciari J, Rogers A, Taylor P. Effect of high-dose intravenous vitamin C on inflammation in cancer patients. J Transl Med. 2012; 10:187. Espey MG, Chen P, Chalmers B, Drisko J, Sun AY, Levine M, i wsp. Pharmacologic ascorbate synergizes with gemcitabine in preclinical models of pancreatic cancer. Free Radic Biol Med. 2011; 50: 1610-1619. Vollbracht C, Schneider B, Leendert V, Weiss G, Auerbach L, Beuth J. Intravenous vitamin C administration improves quality of life in breast cancer patients during chemo-/radiotherapy and aftercare: results of a retrospective, multicentre, epidemiological cohort study in Germany. In Vivo. 2011; 25: 983-990.
