Peptydy sygnałowe roślin

advertisement
Peptydy sygnałowe roślin
Małe peptydy modyfikowane potranslacyjnie
STRESZCZENIE
W
yniki analiz genetycznych, bioinformatycznych i biochemicznych wykazały, że jedną
z kluczowych ról w sygnalizacji międzykomórkowej odgrywają sekrecyjne peptydy
sygnałowe. Odkryte do tej pory w roślinach peptydy sygnałowe dzielone są na dwie duże
grupy. Peptydy z pierwszej grupy nazywane są małymi peptydami modyfikowanymi potranslacyjnie, ponieważ zawierają hydroksylowane reszty proliny, arabinozylowane reszty
hydroksyproliny lub siarczanowane reszty tyrozyny. Peptydy z drugiej grupy, określane
jako peptydy bogate w cysteinę, są większe i zawierają od 4 do 16 reszt cysteiny. Równolegle
do badań poświęconych identyfikowaniu i poznawaniu nowych peptydów, prowadzone są
poszukiwania białek receptorowych pośredniczących w percepcji odkrywanych peptydów.
Poznane dotychczas białka receptorowe są serynowo/treoninowymi kinazami białkowymi
z rodziny RLK oraz białkami receptorowymi z rodziny RLP. Większość poznanych białek
receptorowych w części zewnątrzkomórkowej wiążącej peptyd ma domenę utworzoną z
powtórzeń bogatych w leucynę (LRR). Niniejsza praca przeglądowa podsumowuje najważniejsze wyniki badań poświęconych peptydom z grupy małych peptydów modyfikowanych
potranslacyjnie. Dotychczasowe wyniki pokazują, że peptydy z tej grupy biorą udział w regulacji procesów wzrostu i rozwoju roślin, w tym m. in. w organizacji merystemów wierzchołkowych, w regulacji wzrostu korzeni i inicjowaniu zawiązków korzeni bocznych, różnicowaniu wiązek naczyniowych, odcinaniu organów czy w autoregulacji brodawkowania.
WPROWADZENIE
Prawidłowy i niezakłócony wzrost i rozwój organizmów wielokomórkowych
staje się możliwy dzięki ciągłej wymianie informacji pomiędzy komórkami. W
przypadku roślin pośredniczą w niej znane i badane od dziesięcioleci fitohormony, a także cząsteczki mniej poznane, takie jak niekodujące RNA (miRNA i
siRNA), reaktywne formy tlenu, sygnały elektryczne, mobilne czynniki transkrypcyjne i inne białka regulatorowe oraz dopiero co odkrywane i poznawane peptydy sygnałowe. Jeszcze niedawno udział tych ostatnich cząsteczek w
sygnalizacji międzykomórkowej był niemal całkowicie nieznany. Wystarczy
wspomnieć pracę przeglądową opublikowaną w 2002 roku w Postępach Biologii Komórki poświęconą pięciu znanym wówczas peptydom sygnałowym roślin
[1]. W ciągu ostatniego dziesięciolecia sytuacja zmieniła się radykalnie, bowiem
w pracy przeglądowej opublikowanej przed czterema laty autorzy wyliczają już
126 genów rzodkiewnika (Arabidopsis thaliana) kodujących małe białka sekrecyjne, z których są wycinane proteolitycznie małe funkcjonalne peptydy [2]. Dzisiaj
już wiadomo, że liczba takich peptydów w roślinach jest wielokrotnie większa,
o czym świadczą m. in. wyniki analiz genetycznych sugerujące, że genom rzodkiewnika zawiera od około tysiąca do nawet kilku tysięcy genów, których białkowe produkty mogą być źródłem peptydów sygnałowych [3,4]. Do podobnych
sugestii prowadzą także wyniki analiz opublikowane w ubiegłym roku, w których wykazano, że genom rzodkiewnika zawiera około 8 000 otwartych ramek
odczytu (ORF) kodujących białka zbudowane z mniej niż 100 reszt aminokwasowych, spośród których co najmniej 2099 ORF ulega ekspresji, a niemal 600
wyselekcjonowanych sekwencji jest zachowane w ewolucji [5]. Zarówno wyniki
analiz genetycznych, jak również wyniki dotychczasowych badań eksperymentalnych budzą coraz większe zainteresowanie roślinnymi peptydami sygnałowymi, czego efektem jest niemal lawinowy wzrost w ostatnich latach liczby prac
eksperymentalnych poświęconych tym zagadnieniom. Na podstawie wyników
dotychczasowych badań można wnioskować, iż odkrywane peptydy zajmują w
sygnalizacji międzykomórkowej roślin jedno z kluczowych miejsc, a biorąc pod
uwagę poznane mechanizmy działania niektórych peptydów, szereg poznanych
cząsteczek tego typu można już dzisiaj zaliczyć do rodziny roślinnych hormonów peptydowych.
Aneta Gorzelańczyk*
Stanisław Kowalczyk
Zakład Biochemii, Wydział Biologii i Ochrony
Środowiska, Uniwersytet Mikołaja Kopernika,
Toruń
Zakład Biochemii, Wydział Biologii i Ochrony
Środowiska, Uniwersytet Mikołaja Kopernika,
ul. Gagarina 7, 87-100 Toruń; tel.: (56) 611 45 42,
e-mail: [email protected]
*
Artykuł otrzymano 12 maja 2014 r.
Artykuł zaakceptowano 27 czerwca 2014 r.
Słowa kluczowe: peptydy sygnałowe, sygnalizacja międzykomórkowa, receptorowe kinazy
białkowe, rzodkiewnik pospolity
Wykaz skrótów: CEP (ang. C-terminally Encoded Peptide) — peptydy zawierające hydroksyprolinę; CLE (ang. Clavata3/Endosperm Surrounding Region) — rodzina peptydów zawierających hydroksylowaną prolinę i arabinozylowaną hydroksyprolinę; IDA i IDA-like (ang.
Inflorescence Deficient in Abscission) — peptydy
funkcjonujące w odcinaniu organów; PSK
(ang. Phytosulfokine) — pentapeptyd zawierający dwie siarczanowane reszty tyrozyny;
PSY (ang. Plant Peptide Containing Sulfated Tyrisine) — peptydy zawierające siarczanowaną
tyrozynę i dwie reszty hydroksyproliny; RGF/
CLEL/GOLVEN (ang. Root Meristem Growth
Factor/CLE-like/GOLVEN) — rodzina peptydów zawierających siarczanowaną resztę tyrozyny
Dotychczas poznane peptydy sygnałowe roślin dzielone są przez niektórych
autorów na dwie grupy. Pierwszą grupę tworzą peptydy nazywane ogólnie
„małymi peptydami modyfikowanymi potranslacyjnie” [4,6]. Peptydy należące
Postępy Biochemii 60 (3) 2014
341
[8]. Prawie połowa, bo aż 216 kinaz typu RLK rzodkiewnika
w części zewnątrzkomórkowej wiążącej ligand ma domenę
utworzoną z kilku do kilkudziesięciu powtórzeń bogatych
w reszty leucyny typu LRR (ang. Leucine-Rich Repeat) [9].
Dzisiaj już wiadomo, że do tej grupy kinaz RLK, określanej
skrótowo jako kinazy typu LRR-RLK, należy większość kinaz białkowych funkcjonujących w percepcji peptydów sygnałowych. Co jednak ciekawe, w wielu przypadkach kompleksy receptorowe współtworzą jeszcze białka z rodziny
RLP, w rzodkiewniku kodowane przez 57, a w ryżu przez
90 genów [10]. Również te białka w domenie zewnątrzkomórkowej mają od 2 do 49 powtórzeń LRR, jednakże za
helisą transbłonową zamiast domeny kinazowej mają skierowane do cytoplazmy krótkie przedłużenie C-końcowe. W
tej części niektóre białka typu RLP mają motyw skierowujący do internalizacji na drodze endocytozy, zaś u innych
występuje motyw pośredniczący w wiązaniu białka z kotwicą glikozylofosfatydyloinozytolową (GPI).
Rycina 1. Modyfikacje potranslacyjne i wycinanie z probiałka aktywnego peptydu sygnałowego. Peptydy z grupy małych peptydów modyfikowanych potranslacyjnie są wycinane proteolitycznie z probiałek, które w aparacie Golgiego i
w siateczce śródplazmatycznej ulegają odpowiednim modyfikacjom. W wyniku
takich modyfikacji peptydy z poszczególnych rodzin mogą mieć jedną lub dwie
reszty hydroksylowanej proliny, w tym, co najmniej jedna reszta hydroksyproliny może być podstawiona liniowym łańcuchem pentozowym zawierającym
zwykle trzy reszty arabinozy. Peptydy z innych rodzin mają jedną lub dwie reszty siarczanowanej tyrozyny, a niektóre zawierają jeszcze reszty hydroksylowanej
proliny.
do tej grupy mają jedną lub dwie hydroksylowane reszty
proliny, a u wielu z nich, co najmniej jedna reszta hydroksyproliny jest podstawiona liniowym łańcuchem pentozowym utworzonym przez trzy reszty arabinozy (Ryc. 1). Do
tej samej grupy zaliczane są również peptydy zawierające
co najmniej jedną siarczanowaną resztę tyrozyny. Niektóre
z tych peptydów oprócz zmodyfikowanej reszty tyrozyny
mają także hydroksylowane i arabinozylowane reszty proliny. Drugą grupę stanowią nieco większe peptydy/polipeptydy zawierające od kilku do kilkunastu reszt cysteiny.
Peptydy należące do tej grupy są nazywane „peptydami bogatymi w cysteinę” CRP (ang. Cysteine-Rich Peptides) [4,6].
Oprócz peptydów współtworzących powyższe dwie grupy,
w różnych roślinach zidentyfikowano jeszcze szereg innych
peptydów, których nie można zaklasyfikować do żadnej z
tych grup [6,7]. Jako przykłady można tu wymienić peptydy odgrywające rolę endogennych elicytorów, czy peptydy
podobne do zwierzęcych peptydów natriuretycznych.
W rozpoznawaniu dotąd zbadanych peptydów sygnałowych roślin pośredniczą błonowe białka receptorowe
obejmujące serynowo/treoninowe kinazy białkowe typu
RLK (ang. Receptor-Like Kinases) oraz białka receptorowe
typu RLP (ang. Receptor-Like Proteins). W tym miejscu warto
przypomnieć, że genom rzodkiewnika zawiera 443, a ryżu
786 genów kodujących błonowe kinazy białkowe typu RLK
342
Celem niniejszego artykułu było podsumowanie wyników dotychczasowych badań poświęconych peptydom
sygnałowym z pierwszej grupy, nazywanym umownie
„małymi peptydami modyfikowanymi potranslacyjnie”.
Obecnie grupa ta obejmuje cztery rodziny peptydów (CLE,
IDA/IDL, CEP, HypSys) zawierających hydroksylowane
reszty proliny i arabinozylowane reszty hydroksyproliny,
a ponadto jedną rodzinę peptydów (PSK) zawierających
dwie siarczanowane reszty tyrozyny oraz dwie rodziny
peptydów (PSY, RGF/CLEL/GLV), które oprócz siarczanowanej reszty tyrozyny mają jeszcze hydroksylowane reszty
proliny i arabinozylowane reszty hydroksyproliny. Wszystkie małe peptydy modyfikowane potranslacyjnie są wycinane proteolitycznie w apoplaście z probiałek sekrecyjnych,
gdzie następnie funkcjonują jako aktywne cząsteczki sygnałowe działające na ogół parakrynnie w niewielkich odległościach od miejsca syntezy ich preprobiałek. Poznano także
nieliczne przykłady działania autokrynnego, a także przykłady peptydów funkcjonujących systemowo, tak jak to jest
w przypadku peptydów CLE roślin bobowatych (motylkowatych) pośredniczących w regulacji liczby formujących się
na korzeniach brodawek. Czytelnikowi zainteresowanemu
peptydami sygnałowymi roślin polecamy prace przeglądowe opublikowane w czasopismach o zasięgu ogólnoświatowym [2,6,11-13], szczególnie zaś prace opublikowane w
ostatnim czasie [4,7,14-16].
RODZINA PEPTYDÓW CLE
Nazwa tej najliczniejszej rodziny peptydów sygnałowych pochodzi od genu CLAVATA3 (CLV3) rzodkiewnika
i genów ESR (ang. Endosperm Surrounding Region) kukurydzy. Gen CLV3 zidentyfikowano w latach 90-tych ubiegłego
wieku w badaniach merystemu wierzchołkowego pędu, zaś
trzy geny ESR poznano w doświadczeniach prowadzonych
na nasionach kukurydzy. Wszystkie cztery geny CLE (ang.
Clavata3/ESR) kodują małe białka sekrecyjne, które w części
C-końcowej mają charakterystyczny 14-aminokwasowy motyw, nazwany motywem CLE [13,17]. Z czasem okazało się,
że genom rzodkiewnika zawiera 32 geny AtCLE kodujące
74-132-aminokwasowe białka sekrecyjne zawierające co najmniej jeden motyw CLE (Ryc. 2). Po dokładniejszej analizie
sekwencji aminokwasowej motywu CLE w poszczególnych
www.postepybiochemii.pl
Rycina 2. Porównanie sekwencji aminokwasowej motywu CLE w 32 białkach
AtCLE rzodkiewnika (na podstawie prac [11,17,21]).
białkach okazało się, że 32 probiałka dają w sumie tylko 26
różnych peptydów sygnałowych, gdyż w kilku probiałkach
sekwencja aminokwasowa motywu CLE jest identyczna.
Tak jest w przypadku par probiałek CLE5 i CLE6, CLE9 i
CLE10 oraz CLE41 i CLE44. Peptydy o identycznej sekwencji dają również probiałka CLE1, 3 i 4 (Ryc. 2) [17]. W innych
roślinach rodzina genów CLE jest jeszcze liczniejsza i np.
genom ryżu zawiera 47, a u soi jest 67 genów CLE [16,18].
Ponadto okazało się, że w genomie ryżu, pszenicy i lucernie
występują geny CLE kodujące białka z dwoma, czterema, a
nawet sześcioma motywami CLE [16,19].
Wszystkie preprobiałka AtCLE rzodkiewnika mają na
N-końcu peptyd sygnałowy kierujący probiałko do światła
siateczki śródplazmatycznej, gdzie reszty proliny w pozycji
czwartej i siódmej motywu CLE są hydroksylowane. W genomie rzodkiewnika zidentyfikowano co najmniej sześć genów kodujących 4-hydroksylazę proliny, enzym podobny
do zwierzęcej hydroksylazy modyfikującej m. in. kolagen
[20]. W reakcji hydroksylacji proliny kosubstratami są tlen
i 2-ketoglutaran, a produktami, oprócz hydroksylowanego
probiałka, są bursztynian i CO2, zaś sama reakcja hydroksylacji zachodzi z udziałem jonu Fe2+ w obecności askorbinianu
utrzymującego jon żelaza w formie zredukowanej. Arabinozylacja probiałka w aparacie Golgiego przebiega przypuszczalnie z udziałem dwóch różnych arabinozylotransferaz
[6]. Pierwsza z nich miałaby przyłączać resztę arabinozy do
grupy hydroksylowej w hydroksyprolinie, natomiast druga
miałaby dodawać kolejne dwie reszty arabinozy połączone
wiązaniem β-1,2. Tak zmodyfikowane probiałko w transporcie pęcherzykowym jest wydzielane do apoplastu, gdzie
zostaje z niego wycięty proteolitycznie aktywny peptyd. W
doświadczeniach wykorzystujących ekstrakty białkowe z
kwiatostanu kalafiora wykazano, że w probiałku CLV3 niezidentyfikowana proteaza hydrolizuje wiązanie peptydowe
poprzedzające resztę argininy-70, pierwszy aminokwas w
motywie CLE (Ryc. 2) [14]. Miejsce cięcia wyznaczają reszty aminokwasów kwaśnych poprzedzające o dwa- lub trzy
miejsca kluczową resztę argininy. Wycięty w ten sposób oligopeptyd CLE ma jeszcze w części C-końcowej kilka do kilkunastu reszt aminokwasowych, które, jak się przypuszcza,
są usuwane przez karboksypeptydazę SOL1 [14].
Postępy Biochemii 60 (2) 2014
Poznane w roślinach geny CLE w liczbie 179 podzielono
w oparciu o analizy genetyczne na 13 grup [19], natomiast
biorąc pod uwagę zakładaną funkcję, peptydy AtCLE rzodkiewnika podzielono na 4 grupy (A-D) (Ryc. 2) [17,21]. Peptydy z pierwszej grupy miałyby funkcjonować w regulacji
merystemu wierzchołkowego pędu i korzenia, a także miałyby uczestniczyć w regulacji różnicowania protoksylemu.
Peptydy tworzące drugą grupę miałyby hamować aktywność merystemów, natomiast peptydy trzeciej grupy miałyby brać udział w regulacji różnicowania komórek przewodzących. Rola peptydów z czwartej grupy na razie nie jest
znana [11,16,22,23]. W tym miejscu warto jednakże podkreślić, że na obecnym etapie badań udało się poznać rolę zaledwie pięciu peptydów AtCLE rzodkiewnika (CLV3, CLE40,
CLE40/44, CLE8, CLE45). Poszukiwania funkcji poszczególnych peptydów napotykają na szereg zasadniczych trudności. Wynikają one m. in. ze stosunkowo niskiego poziomu
ekspresji poszczególnych genów. Również analizy zmian
fenotypowych, jakie towarzyszą nadekspresji, czy śledzenie
zmian wynikających z obniżenia poziomu poszczególnych
transkryptów lub zmian związanych z różnymi mutacjami
na ogół nie prowadzą do ostatecznych i jednoznacznych
konkluzji. Wydaje się, że źródłem większości problemów
jest powszechna redundancja funkcjonalna genów CLE.
UDZIAŁ CLV3 W REGULACJI MERYSTEMU
WIERZCHOŁKOWEGO PĘDU
Merystem wierzchołkowy pędu (SAM, ang. Shoot Apical Meristem) jest strukturą dynamiczną, w której zachodzą
dwa przeciwstawne procesy, proces inicjacji organów (liści,
kwiatów, pędów bocznych czy międzywęźli) oraz proces
samoodnawiania populacji komórek macierzystych w centrum organizacyjnym utrzymujący liczbę komórek na stałym poziomie. Dzisiaj już wiadomo, że aktywność merystemu wierzchołkowego pędu jest regulowana przez produkty
wielu genów, których ekspresja jest ograniczona do niewielkich regionów merystemu, określanych jako nisze komórkowe SAM. Tak jest również w przypadku genu kodującego peptyd sygnałowy CLAVATA3 (CLV3) oraz genów,
których produkty białkowe pośredniczą w jego percepcji,
a także genu WUSCHEL (WUS) kodującego czynnik transkrypcyjny z domeną homeotyczną, końcowy element szlaku/szlaków sygnałowego [11,15,23,24]. Gen AtCLV3 koduje preprobiałko zbudowane z 96 reszt aminokwasowych z
składającym się z 18 reszt aminokwasowych peptydem sygnałowym i motywem CLE położonym w części C-końcowej (Ryc. 2). Ekspresja AtCLV3 zachodzi w komórkach apikalnych strefy centralnej merystemu i w zasadzie ogranicza
się do komórek warstwy L1 i L2 (Ryc. 3A). Probiałko CLV3
bądź wycięty z niego, składający się z 12- lub 13 reszt aminokwasowych, arabinozylowany peptyd CLV3 migruje w
apoplaście w kierunku bocznym merystemu wierzchołkowego oraz w dół w kierunku centrum organizacyjnego [2527]. Tutaj CLV3 oddziałuje z domeną LRR receptorowej kinazy białkowej CLAVATA1 (CLV1) [28], a przypuszczalnie
także z innymi białkami receptorowymi pośredniczącymi w
jego percepcji. W tym miejscu warto zauważyć, iż w obrębie
merystemu wierzchołkowego pędu ekspresji ulegają jeszcze
inne geny CLE, które również w jakiś sposób uczestniczą w
regulacji SAM [15,22,23].
343
Kinaza białkowa CLV1 jest typową receptorową, serynowo/treoninową kinazą białkową typu LRR-RLK, w której
domenę zewnątrzkomórkową wiążącą ligand tworzy 21
powtórzeń bogatych w leucynę (LRR) [8,9]. Jednakże już
od początku badań zaczęto przypuszczać, że właściwym
receptorem wiążącym peptyd CLV3 jest heteromer CLV1/
CLV2 ponieważ mutanty clv3, clv1 i clv2 fenotypowo są bardzo podobne (silnie rozbudowany region centralny merystemu) [1]. CLV2 jest białkiem typu RLP (ang. Receptor-Like
Protein) z domeną zewnątrzkomórkową LRR utworzoną
przez 21 powtórzeń bogatych w reszty leucyny, w którym
za helisą transbłonową, zamiast domeny kinazowej, występuje zbudowane z 27 reszt aminokwasowych przedłużenie cytoplazmatyczne [1]. Pierwotne sugestie dotyczące
udziału CLV2 w percepcji CLV3 są obecnie poddawane w
wątpliwość, zwłaszcza po tym jak się okazało, że kinaza
CLV1 po związaniu peptydu CLV3 ulega endocytozie, podczas gdy poziom CLV2 w błonie nie ulega istotnym zmianom [29]. Poszukiwania właściwego receptora/receptorów
CLV3 okazały się jeszcze bardziej skomplikowane po wyselekcjonowaniu mutanta sol2 fenotypowo podobnego do
mutanta clv2 [30]. Sklonowany gen SOL2 (ang. Suppressor
of Overexpression of LLP1-2) okazał się tożsamy z poznanym
wcześniej genem CORYNE (CRN) [31]. Białko CRN/SOL2
jest cytoplazmatyczną kinazą białkową zakotwiczoną w
błonie plazmatycznej za pośrednictwem pojedynczej helisy
transbłonowej, w którym zwrócone na zewnątrz komórki
krótkie przedłużenie N-końcowe odgrywa ważną rolę w
wewnątrzkomórkowej relokacji białka [31]. Białko CRN/
SOL2 występuje w błonach siateczki sródplazmatycznej samodzielnie bądź tworzy heterokompleksy z białkiem CLV2.
W tworzeniu heterokompleksów CRN/CLV2 migrujących
z siateczki do błony plazmatycznej pośredniczą odcinki
transbłonowe oraz zewnątrzkomórkowy odcinek N-końcowy CRN/SOL2 [32,33]. Można zatem przypuszczać, że
właściwym receptorem CLV3 jest heterokompleks CLV1/
CRN/CLV2 (Ryc. 3A), w którym CNR/SOL2 jako nieak-
tywna pseudokinaza pełni przypuszczalnie funkcję białka
rusztowaniowego [33-35].
Wątpliwości dotyczące budowy kompleksów receptorowych wiążących CLV3 pogłębiły się jeszcze bardziej po
wyselekcjonowaniu mutanta cli1 (ang. clv3 peptide insensitive1) rzodkiewnika niewrażliwego na syntetyzowany chemicznie peptyd CLV3 (mCLV3). Fenotyp tego mutanta jest
addytywny z fenotypami clv1 i clv2, a zmutowany gen koduje kinazę receptorową typu LRR-RLK tożsamą z poznaną wcześniej kinazą RPK2/TOAD2 [36]. Ponieważ RPK2
nie oddziałuje z kinazą CLV1 i białkiem CLV2, natomiast
tworzy w błonie plazmatycznej formy homooligomeryczne,
dlatego przypuszcza się, że kinaza RPK2 współtworzy samodzielne kompleksy receptorowe. Ponadto, w rozpoznawaniu CLV3 miałyby jeszcze pośredniczyć kinazy receptorowe BAM1/2 typu LRR-RLK poznane u mutantów bam1 i
bam2 (ang. barely any meristem1), które wg autorów miałyby
wiązać peptyd w regionach bocznych merystemu, współtworząc w ten sposób strefę buforową białek receptorowych
sprzyjającą właściwej organizacji merystemu [35,37].
Wprawdzie niemal od początku badań było wiadome, że
końcowym elementem szlaku/szlaków sygnałowego aktywowanego przez CLV3 jest gen WUSCHEL (WUS), to nadal
niewiele wiadomo na temat białkowych elementów współtworzących szlak/szlaki sygnałowe [24]. W latach 90. poznano fosfatazę białkową KAPP i małe białko G typu Rop,
jako składniki kompleksu receptorowego współtworzonego
z kinazą CLV1 [1], zaś w ostatnich latach zidentyfikowano
fosfatazę białkową POLTERGEIST (POL) oraz podobną
do niej fosfatazę POL-like, enzymy zakotwiczone w błonie
plazmatycznej aktywowane przez fosfatydyloinozytolo-4
fosforan (Ryc. 3A) [38]. W najnowszych doświadczeniach
zidentyfikowano jeszcze białko Ga heterotrimerycznych
białek G, które miałoby współdziałać z kinazami typu RLK
[39]. Potwierdzono również udział w szlaku sygnałowym
kinaz białkowych MAKK4 i MPK6 tworzących kaskadę
kinaz MAP [40]. WUSCHEL
jest niewielkim, składającym
się z 291 reszt aminokwasowych białkiem zawierającym
w części N-końcowej nieco
zmienioną
homeodomenę
[41]. Ekspresja WUS ogranicza się do niewielu komórek
w regionie centralnym merystemu obejmującym przede
wszystkim komórki tworzące
tzw. centrum organizacyjne
merystemu (Ryc. 3A). Mutant wus charakteryzuje się
niemal całkowitym zanikiem
komórek rdzenia położonych w regionie centralnym
merystemu, podczas gdy
u mutantów clv3, clv1, clv2
ten sam region jest bardzo
silnie powiększony. Wyniki
tych obserwacji dowodzą, że
wiązanie CLV3 do komplekRycina 3. Pętla ujemnego sprzężenia zwrotnego CLV3/WUS (A) i pętla dodatniego sprzężenia zwrotnego cytokinina/WUS
(B) w regulacji merystemu wierzchołkowego pędu. Szczegóły opisano w tekście (na podstawie prac [16,23,24]).
su receptorowego aktywuje
344
www.postepybiochemii.pl
szlak sygnałowy hamujący ekspresję genu WUS [24]. W
ostatnich latach dowiedziono, że czynnik transkrypcyjny
WUS odgrywa podwójną rolę, gdyż w stosunku do wielu
genów pełni funkcję represyjną, np. względem CLV1, natomiast w stosunku do innych genów, w tym m. in. do genu
CLV3 jest aktywatorem [41,42]. Przez wiele lat nie było jasne jak czynnik transkrypcyjny WUS, syntetyzowany w
komórkach centrum organizacyjnego, może aktywować
ekspresję genu CLV3 w komórkach apikalnych merystemu. Dopiero niedawno odkryto, że białko WUS przenika
poprzez plazmodesmy z komórki do komórki, migrując w
ten sposób symplastem aż do komórek apikalnych merystemu, gdzie aktywuje ekspresję CLV3 [43]. Syntetyzowane
probiałko CLV3 ulega modyfikacji potranslacyjnej, a następnie w transporcie pęcherzykowym zostaje wydzielone
do apoplastu, gdzie staje się źródłem aktywnego peptydu.
Peptyd CLV3 przemieszcza się w głąb i w kierunkach bocznych merystemu, a po dotarciu do komórek położonych w
warstwach korowych merystemu aktywuje zlokalizowane
w błonach plazmatycznych receptory. Aktywacja szlaku sygnałowego prowadzi do zahamowania ekspresji genu WUS
i ograniczenia podziałów komórek w regionie centralnym
merystemu. Tworząca się w ten sposób pętla ujemnego
sprzężenia zwrotnego CLV3/WUS stanowi istotę mechanizmu regulacyjnego, który utrzymuje równowagę pomiędzy
zachodzącym nieprzerwalnie odtwarzaniem komórek centrum organizacyjnego a przebiegającym równolegle w tym
samym regionie procesem różnicowania komórek [24,44].
Pętla ujemnego sprzężenia zwrotnego CLV3/WUS jest
elementem szerszego mechanizmu regulacyjnego, w którym uczestniczą również cytokininy i auksyny [24]. Mimo
że rola tych fitohormonów w regulacji SAM jest dopiero
poznawana, to już wyniki dotychczasowych doświadczeń
pokazują, że na pętlę regulacyjną CLV3/WUS nakłada się
pętla pozytywnego sprzężenia cytokininy/WUS (Ryc. 3B).
Okazało się bowiem, że cytokinina aplikowana na merystem wierzchołkowy aktywuje ekspresję WUS i hamuje
ekspresję CLV1. Ponadto wykazano, że w komórkach epidermy, w apikalnej części merystemu, ekspresji ulega gen
LOG4 kodujący jeden z enzymów szlaku biosyntezy cytokinin, a „spływająca” w głąb merystemu fala cytokininowa
aktywuje ekspresję WUS, działając w ten sposób przeciwstawnie do CLV3 [24]. Miejsce ekspresji WUS pokrywa się
z miejscem ekspresji genu AHK4 kodującego receptorową
histydynowo/asparaginianową kinazę białkową, jedno z
czterech białek receptorowych cytokinin. Ponadto czynnik
transkrypcyjny WUS aktywuje ekspresję genów kodujących
białka nazywane ogólnie regulatorami odpowiedzi klasy A,
które w cytokininowych szlakach sygnałowych funkcjonują
jako białka represorowe, zaś ekspresję tych samych genów
hamują auksyny w szlaku zależnym od czynnika transkrypcyjnego ARF5/MONOPTEROS [24].
tetyzowanych chemicznie, prowadzi na ogół do zahamowania wzrostu korzenia oraz powoduje wystąpienie wyraźnych zmian w merystemie wierzchołkowym. Jednakże
podwyższona ekspresja niektórych genów CLE u mutantów
clv2, crn/sol i rpk2 bądź aplikacja odpowiednich peptydów
syntetyzowanych chemicznie nie powoduje podobnych
zmian fenotypowych, co sugeruje, że białka receptorowe,
poznane wcześniej w merystemie wierzchołkowym pędu,
biorą również udział w percepcji peptydów CLE w korzeniu [45,46]. Wyniki szczegółowych analiz pokazują, że
badane peptydy CLE wpływają na różnicowanie komórek
merystemu, natomiast nie wpływają na podziały komórek
o niskiej aktywności mitotycznej tworzących tzw. centrum
spoczynkowe QC (ang. Quiescent Centre) i nie wpływają na
różnicowanie komórek kolumelli [11,23,46]. Inaczej jest w
przypadku peptydu AtCLE40, który pośredniczy w procesie odnawiania komórek macierzystych kolumelli. Ekspresja AtCLE40 zachodzi w różnicujących się komórkach
potomnych kolumelli, w regionie poniżej centrum spoczynkowego, a jego nadekspresja lub aplikacja peptydu syntetyzowanego chemicznie promuje różnicowanie komórek
kolumelli [47]. Mutant cle40 charakteryzuje się skróconym i
poskręcanym korzeniem oraz ma zwiększoną liczbę komórek macierzystych kolumelli. Pojawienie się dodatkowych
komórek macierzystych ma ścisły związek z rozszerzoną u
tego mutanta ekspresją genu WOX5 (ang. WUSCHEL-related HOMEOBOX5) [47]. W roślinach linii dzikiej gen WOX5
ulega ekspresji w komórkach QC, natomiast u mutanta cle40
jego transkrypty pojawiają się również w sąsiednich komórkach. Mutacje w genie WOX5 prowadzą do różnicowania
komórek macierzystych kolumelli do komórek kolumelli,
ROLA CLE40 W ORGANIZACJI MERYSTEMU
WIERZCHOŁKOWEGO KORZENIA
Analizy ekspresji genów AtCLE rzodkiewnika pokazały,
że spośród 32 genów aż 20 ulega ekspresji w korzeniu, z
tego 9 genów AtCLE ulega aktywacji w merystemie wierzchołkowym korzenia (RAM) (ang. Root Apical Meristem)
(Ryc. 4) [11,22,23]. Nadekspresja niektórych genów, podobnie jak aplikacja na korzeń odpowiednich peptydów synPostępy Biochemii 60 (3) 2014
Rycina 4. Udział peptydów CLE w regulacji merystemu wierzchołkowego korzenia. Białka receptorowe RPK2, CLV2, CRN przypuszczalnie pośredniczą w
percepcji dziewięciu peptydów AtCLE funkcjonujących w regulacji merystemu
wierzchołkowego korzenia. Peptyd AtCLE40 produkowany w komórkach kolumelli jest wiązany przez kinazy białkowe ACR4 i CLV1 zlokalizowane w błonach
komórek centrum spoczynkowego (QC), gdzie aktywują szlak sygnałowy hamujący ekspresję genu WOX5 (na podstawie prac [7,11,22,23,46,55]).
345
natomiast u osobników z podwyższoną ekspresją WOX5
obserwuje się zahamowanie różnicowania [47].
Wyniki wstępnych doświadczeń sugerowały, że receptorem peptydu CLE40 jest receptorowa kinaza białkowa
ACR4 (ang. ARABIDOPSIS CRINKLY4) kodowana przez
jeden z pięciu genów AtCRR rzodkiewnika, którego ekspresja zachodzi w komórkach macierzystych kolumelli [47].
Jednakże wyniki ostatnim badań pokazują, że w komórkach
macierzystych kolumelli ekspresji ulega także gen AtCLV1,
a produkty genów ACR4 i AtCLV1 oddziałują pomiędzy
sobą [48]. W tym miejscu warto zwrócić uwagę, iż kinazy
AtCRR nie należą do podrodziny LRR-RLK, bowiem domenę zewnątrzkomórkową tworzą u nich dwa motywy, a
mianowicie: motyw podobny do motywu wiążącego TNF
w receptorach ssaków oraz motyw utworzony z siedmiu
39-aminokwasowych powtórzeń (powtórzenia crinkly)
tworzących strukturę „wiatraczka”. Ponadto ujawniono,
że wiązanie AtCLE40 do kompleksu receptorowego kieruje obie kinazy do wakuoli litycznych. Co równie ciekawe,
kinaza ACR4, a w mniejszym stopniu także AtCLV1, występują w formie homo- lub heterooligomerów w błonach
plazmodesm [48].
W konkluzji dotychczasowych badań można zatem
stwierdzić, że wiązanie peptydu AtCLE40 do heterokompleksu ACR4/AtCLV1 aktywuje szlak sygnałowy, który
hamuje ekspresję WOX5, wpływając w ten sposób na różnicowanie komórek macierzystych położonych poniżej QC.
Jednakże ekspresja WOX5 w merystemie wierzchołkowym
korzenia, podobnie jak ekspresja WUS w merystemie wierzchołkowym pędu, jest regulowana także przez cytokininy i
auksyny [49]. W tym wypadku regulatory odpowiedzi cytokininowych typu B (ARR1 i ARR12), funkcjonujące jako
elementy pozytywne szlaków cytokininowych, hamują ekspresję genu LAX2 kodującego białko importujące auksyny
do komórki, co w efekcie prowadzi do hamowania ekspresji
WOX5 [49].
ceptor) kodującego receptorową kinazę białkową typu LRR-RLK [51]. Kinaza TDR okazała się tożsama z kinazą PXY
(ang. Phloem Intercalated with Xylem) poznaną wcześniej u
mutanta z zaburzoną polarnością podziałów komórek kambium. Ekspresja genu TDR/PXY zachodzi tylko w komórkach prokambium (kambium), a zlokalizowana w błonach
plazmatycznych kinaza białkowa pośredniczy w percepcji
przemieszczającego się w apoplaście peptydu AtCLE41/
TDIF (Ryc. 5). Aktywacja szlaku/szlaków sygnałowego stymuluje podziały komórek prokambium (kambium) i hamuje różnicowanie ksylemu, przy czym kierunek migracji peptydu AtCLE41/TDIF w apoplaście ma istotne znaczenie dla
właściwej orientacji podziałów komórek kambium [52]. Na
razie nie znamy szlaku sygnałowego aktywowanego przez
TDR/PXY, natomiast wiadomo, że końcowym jego elementem jest gen WOX4 (ang. WUSCHEL-related HOMEOBOX4)
[21,52]. W genomie rzodkiewnika zidentyfikowano piętnaście genów WOX, ale w komórkach kambium peptyd AtCLE41/TDIF aktywuje ekspresję tylko WOX4 i WOX14 [53].
Warto w tym miejscu zauważyć, że w przeciwieństwie do
merystemów wierzchołkowych pędu i korzenia, w których
peptydy AtCLV3 i AtCLE40 hamują ekspresję WUS i WOX5,
w komórkach kambium AtCLE41/TDIF aktywuje ekspresję
WOX4. Aktywacja genu WOX4 prowadzi do wzrostu częstotliwości podziałów komórek kambium, natomiast hamowanie różnicowania kambium do ksylemu jest niezależne
od WOX4 i WOX14, chociaż zależne od aktywacji kinazy
TDR/PXY przez AtCLE41/TDIF [53].
Wyniki innych doświadczeń sugerują, że w hamowaniu
różnicowania ksylemu może być zaangażowany peptyd
AtCLE10 [54,55]. W tym wypadku peptyd AtCLE10 blokuje ekspresję genów ARR5 i ARR6 kodujących regulatory
odpowiedzi klasy A funkcjonujące jako represory szlaków
cytokininowych. Ponadto wiadomo, że formowanie prokambium/kambium aktywują auksyny [56], a wyniki prowadzonych obecnie doświadczeń wykazały, że ekspresja
PEPTYDY CLE41/44/TDIF W REGULACJI
RÓŻNICOWANIA WIĄZEK PRZEWODZĄCYCH
W badaniach prowadzonych na kulturach komórkowych
cynii poświęconych różnicowaniu komórek mezofilowych
w wiązki przewodzące, z płynu hodowlanego wyizolowano peptyd TDIF (ang. Tracheary Element Differentiation
Inhibitory Factor), który hamuje różnicowanie komórek
prokambialnych [50]. Sklonowany gen TDIF koduje zbudowane ze 132 reszt aminokwasowych białko sekrecyjne, z
którego wycinany jest składający się z 12 reszt aminokwasowych aktywny peptyd o sekwencji identycznej z sekwencją
peptydów AtCLE41/CLE44 i podobnej do sekwencji peptydów AtCLE42 i AtCLE46 rzodkiewnika (Ryc. 2) [17]. W
badaniach prowadzonych na rzodkiewniku wykazano, że
białko AtCLE41 jest syntetyzowane w komórkach floemu,
a wycinany w apoplaście peptyd AtCLE41 migruje do prokambium (kambium), gdzie aktywuje podziały komórek
prokambialnych (kambialnych), natomiast hamuje różnicowanie kambium do komórek ksylemu (Ryc. 5) [51]. W kolejnych doświadczeniach wykorzystujących technikę mutacji
T-DNA udało się wyselekcjonować trzy mutanty niewrażliwe na peptyd AtCLE41/TDIF. Okazało się, że wszystkie
trzy mutacje dotyczą tego samego genu TDR (ang. TDIF Re-
346
Rycina 5. Szlak sygnałowy AtCLE41/TDIF→TDR/PXY→WOX4 w regulacji proliferacji komórek kambium. Peptyd AtCLE41, produkowany w komórkach floemu, wiązany jest przez kinazę białkową TDR/PXY zlokalizowaną w błonach
komórek prokambium (kambium). Aktywacja szlaku sygnałowego stymuluje
proliferację komórek kambium poprzez aktywację genu WOX4. Kinaza receptorowa TDR/PXY aktywuje również inny szlak sygnałowy, który hamuje różnicowanie komórek ksylemu (na podstawie prac [11,15,21,54,57]).
www.postepybiochemii.pl
WOX4 jest również aktywowana przez auksyny w szlaku
zależnym od kinazy TDR/PXY [54,57].
ROLA PEPTYDU CLE8 W REGULACJI
ROZWOJU ZARODKA I ENDOSPERMU
Mechanizmy molekularne koordynujące program genetyczny regulujący rozwój poszczególnych elementów nasiona takich jak zarodek, bielmo oraz łupina nasienna są jeszcze bardzo słabo poznane. Jednakże wyniki doświadczeń
prowadzonych na rzodkiewniku opublikowane w ostatnim
czasie pokazują, że w regulacji rozwoju poszczególnych
części nasiona uczestniczy peptyd AtCLE8 [58]. Ekspresja
genu AtCLE8 zachodzi wyłącznie w młodym zarodku oraz
w bielmie, a peptyd AtCLE8 wpływa na proliferację i wzrost
elongacyjny komórek. AtCLE8 pośredniczy w ten sposób w
regulacji podstawowego wzorca podziałów komórkowych,
co zapewnia synchronizowane w czasie różnicowanie poszczególnych części nasiona.
Przypuszcza się, że w percepcji AtCLE8 bierze udział
receptorowa kinaza białkowa HAIKU2 (IKU2) typu LRR-RLK. Ekspresja AtIKU2 zachodzi w bielmie rozwijających
się nasion, a mutacje iku2 prowadzą do powstawania mniejszych zarodków i mniejszych nasion. Wydaje się, że końcowym elementem szlaku sygnałowego jest gen WOX8 (ang.
WUSCHEL-related HOMEOBOX8), którego ekspresja w kilku komórkach bielma (mikropyle) jest aktywowana przez
AtCLE8. Zarodki mutanta wox8 mają nieregularne płaszczyzny podziału komórek, a ich komórki są powiększone
i zniekształcone. Tak więc, wyniki wstępnych badań sugerują, że peptyd AtCLE8 aktywujący układ IKU2 → WOX8
wpływa pozytywnie na wzrost oraz ogólny rozwój nasion
[58].
PEPTYD CLE45 W ODDZIAŁYWANIU
ŁAGIEWKI PYŁKOWEJ ZE ZNAMIENIEM
W doświadczeniach prowadzonych na kulturach łagiewek pyłkowych rzodkiewnika wykazano, że syntetyzowany chemicznie peptyd AtCLE45 promuje wzrost łagiewek
[59]. W poszukiwaniach białka receptorowego zidentyfikowano dwa geny SKM1 i 2 (ang. Sterility Regulating Kinase
Member 1/2) kodujące kinazy receptorowe typu LRR-RLK.
W temperaturze 22oC ekspresja genu SKM1 zachodzi w
znamieniu, natomiast w temperaturze 30oC obejmuje również tkankę transmisyjną. Zakłócenie szlaku sygnałowego
AtCLE45 → SKM1/SKM2 prowadzi do zmniejszenia liczby
nasion w temperaturze 30oC, natomiast nie wpływają na ich
liczbę w temperaturze 22oC. Ponadto wykazano, że AtCLE45 powoduje zwolnienie tempa rozpadu mitochondriów
w łagiewkach, co sugeruje, że szlak sygnałowy aktywowany przez badany peptyd promuje proces zapłodnienia w
wyższej temperaturze [59].
PEPTYDY CLE ROŚLIN BOBOWATYCH
W AUTOREGULACJI BRODAWKOWANIA
W pracy przeglądowej opublikowanej w Postępach Biologii Komórki w 2012 roku podsumowano wyniki poszukiwań receptorów wiążących czynniki nodulacji, które aktywują szlaki sygnałowe regulujące symbiozę brodawkową
[60]. Wyniki tych badań pokazują, że zarówno infekowanie
roślin bobowatych (motylkowatych) przez bakterie gleboPostępy Biochemii 60 (3) 2014
we z grupy ryzobiów, jak również sam proces organogenezy brodawek korzeniowych są regulowane przez szlaki sygnałowe aktywowane przez receptory cząsteczek lipochitooligosacharydowych syntetyzowanych przez bakterie. Wnikające do formujących się brodawek korzeniowych bakterie
są otaczane błoną peribakteroidalną, a po przekształceniu
w bakteroidy rozpoczynają w symbiosomach redukcję N2
do amoniaku. Katalizowana przez kompleks nitrogenazy redukcja azotu do dwóch cząsteczek amoniaku (N2 →
2NH3) jest reakcją niezwykle energochłonną zużywającą
8 cząsteczek zredukowanej ferredoksyny i 16 cząsteczek
ATP. Ponieważ cały wydatek energetyczny związany z redukcją N2 ponosi roślina, dlatego już niemal od początku
badań stawiano pytania o bilansowanie energetyczne roślin
wchodzących w symbiozę brodawkową. Z czasem zaczęto
zakładać, że u roślin wchodzących w symbiozę musi funkcjonować mechanizm regulacyjny pozwalający ograniczać
liczbę brodawek do możliwie najmniejszego poziomu, ale
optymalnego dla rozwoju i wzrostu rośliny. Wiadomo, że
w regulacji liczby brodawek kluczowe znaczenie ma zawartość w glebie związków azotowych, a regulacja brodawkowania na poziomie lokalnym jest ściśle zależna od zmian
stężenia niektórych fitohormonów, głównie zaś etylenu,
kwasu abscysynowego i jasmonianu [61]. Jednakże już w
latach 80. ubiegłego wieku dowiedziono eksperymentalnie,
że oprócz regulacji lokalnej, liczba formujących się brodawek jest kontrolowana również systemowo w mechanizmie
nazywanym autoregulacją, AON (ang. Autoregulation of Nodulation) [61,62].
Badania poświęcone regulacji systemowej brodawkowania rozpoczęły się od doświadczeń, w których korzenie rośliny bobowatej, rozdzielone na dwie części, umieszczano
w oddzielnych pojemnikach, a następnie w różnym czasie
infekowano ryzobiami [62]. Okazało się, że zainfekowanie
bakteriami jednej części korzeni hamuje po pewnym czasie
formowanie brodawek w drugiej części, mimo że obie części
są połączone ze sobą jedynie za pośrednictwem nienaruszonego pędu. W podobnych doświadczeniach prowadzonych
na komonicy (Lotus japonicus) wykazano, że warunkiem
wystąpienia pełnego hamowania brodawkowania w jednej
części korzenia jest co najmniej pięciodniowe opóźnienie w
jej infekowaniu w stosunku do infekowania drugiej części
[63]. Wyniki tych doświadczeń sugerowały, że sygnał pochodzący z zainfekowanej części korzeni dociera do pędu, a
następnie powraca do drugiej części korzeni, gdzie hamuje
organogenezę brodawek.
Badania molekularne autoregulacji rozpoczęły się od selekcjonowania mutantów, w tym m. in. mutanta har1/sym78
(ang. hypernodulation abberrant root1) komonicy, u którego
powstaje niemal czterokrotnie więcej brodawek korzeniowych. Wyniki doświadczeń polegających na szczepieniu
pędu pochodzącego od mutanta Ljhar1 na korzeń rośliny
dzikiej i odwrotnie pokazały, że nadmierna liczba brodawek powstaje wówczas, gdy zmutowany genotyp występuje w pędzie [64]. Podobne mutanty o zwiększonej liczbie
brodawek wyselekcjonowano również u pozostałych trzech
roślin modelowych, a mianowicie u lucerny (Medicago
truncatula), soi (Glycine max) i grochu (Pisum sativum), powszechnie wykorzystywanych w badaniach molekularnych
poświęconych symbiozie brodawkowej [61,62]. Po sklono-
347
waniu zmutowanych genów LjHAR1, MtSUNN GmNARK1
i PsSYM29 okazało się, że ich produktami białkowymi są
receptorowe serynowo/treoninowe kinazy białkowe typu
LRR-RLK podobne do poznanej wcześniej kinazy AtCLV1
[61,62]. Analizy ekspresji GmNARK i LjHAR1 wykazały, że
oba geny są aktywne w wiązkach naczyniowych, głównie
w komórkach floemu liści, pędu, ale także w korzeniu i brodawkach [65].
W selekcjonowaniu kolejnych mutantów komonicy powiązanych z autoregulacją brodawkowania udało się poznać mutanta klv, którego fenotyp jest podobny do har1.
Okazało się, że zmutowany gen LjKLAVIER (LjKLV) koduje
receptorową kinazę typu LRR-RLK podobną do RPK2 rzodkiewnika [66]. W grochu wyselekcjonowano mutanta sym29
o zwiększonej liczbie brodawek, który ma zmieniony gen
kodujący białko typu LRR-RLP homologiczne z LjCLV2 i
AtCLV2 zlokalizowane głównie w błonach siateczki śródplazmatycznej [67]. Oddziaływanie LjKLV z LjHAR1 sugeruje, że obie kinazy mogą tworzyć heteromeryczne kompleksy receptorowe [66], zaś PsCLV2 i LjCLV2 może współdziałać z białkiem CRN, odpowiednikiem pseudokinazy
AtCRN/SOL2 rzodkiewnika [67].
W poszukiwaniach potencjalnych ligandów aktywujących badane białka receptorowe, uwaga badaczy od początku kierowała się na geny z rodziny CLE. Najpierw w
doświadczeniach prowadzonych na komonicy analizowano
zmiany w ekspresji genów LjCLE, jakie towarzyszą inokulacji bakterią Mesorhizobium loti [68]. Okazało się, że spośród
39 analizowanych genów LjCLE, ekspresja tylko trzech genów, a mianowicie LjCLE-RS1, LjCLE-RS2 i LjCLE3 rośnie
bardzo wyraźnie w korzeniu w szóstym dniu po inokulacji, przy czym ekspresję LjCLE-RS2 aktywuje również NO3-.
W doświadczeniach, w których analizowano efekty nadekspresji wyselekcjonowanych genów LjCLE wykazano, że
podwyższona ekspresja LjCLE-RS1, LjCLE-RS2 w komonicy
linii dzikiej prowadzi do wyraźnego zmniejszenia liczby
brodawek, podczas gdy nadekspresja tych samych genów u
mutanta har1-4 nie wywołuje podobnych efektów [68].
W podobnych doświadczeniach prowadzonych na lucernie wykazano, że już po 4–6 godzinach od inokulacji korzenia Sinorhizobium meliloti rośnie bardzo wyraźnie ekspresja
genów MtCLE12 i MtCLE13 [69]. Ekspresja genu MtCLE13
zachodzi w korzeniu w miejscu infekcji, a także w komórkach głębszych warstw kory oraz w formujących się brodawkach [69].
Podobne doświadczenia prowadzono również na soi,
której genom zawiera co najmniej 67 genów GmCLE [18].
W analizach ekspresji 47 genów GmCLE wykazano, że w
14-dniowych brodawkach aktywacji ulegają tylko geny
GmRIC1 i GmRIC2 (ang. Rhizobia-Induced CLE1/2) [18], a gen
GmNIC1 (ang. Nitrate-Induced CLE1) jest aktywowany przez
NO3- [70]. Nadekspresja każdego z tych genów w roślinie
linii dzikiej hamuje brodawkowanie, natomiast nie wpływa na liczbę tworzących się brodawek u mutanta nod4 ze
zwiększoną liczbą brodawek [70].
Wyniki powyższych doświadczeń sugerują, że wycinane
z probiałek peptydy CLE (Ryc. 6) są ligandami dla pozna-
348
nych wcześniej kinaz
LjHAR1, MtSUNN,
GmNARK1 zlokalizowanych w nadziemnej części rośliny [70].
Potwierdzają to również wyniki doświadczeń, w których do
ogonków liściowych
aplikowano ekstrakRycina 6. Porównanie sekwencji aminokwasowej peptydów CLE uczestniczących w auty z liści rośliny linii
toregulacji brodawkowania (LjCLE-RS1 i LjCdzikiej oraz mutanta
LE-RS2 w komonicy, MtCLE12 i MtCLE13 w
lucernie, GmRIC1, GmRIC2 i GmNIC1 w soi)
Gmnark soi. Wyka(na podstawie pracy [70]).
zano w nich, że tylko ekstrakt z rośliny
linii dzikiej wpływa
hamująco na liczbę brodawek [71]. Na razie nie wiadomo
jaka cząsteczka/cząsteczki sygnałowa jest produkowana w
pędzie w odpowiedzi na aktywację receptorów wiążących
peptydy CLE, chociaż niektóre wyniki pochodzące z analiz ekspresji genów sugerują, że taką cząsteczką może być
kwas jasmonowy [61].
W ostatnim czasie udało się poznać dwa geny kodujące
białka zlokalizowane w szlaku sygnałowym poniżej kinaz
receptorowych wiążących peptydy CLE. U mutanta tml
(ang. too much love) komonicy poznano gen, który w szlaku
sygnałowym leży poniżej LjHAR1 i funkcjonuje w korzeniu
[61]. W lucernie sklonowano gen MtRDN1 (ang. Root Determined Nodulation1) kodujący 357-aminokwasowe białko o
nieznanej jeszcze funkcji, które również funkcjonuje w korzeniu w szlaku aktywowanym przez GmNARK [61].
INNE PEPTYDY ZAWIERAJĄCE
MODYFIKOWANE RESZTY PROLINY
PEPTYDY IDA/IDL W REGULACJI ODCINANIA
ORGANÓW I PROMOWANIU WZROSTU
ZAWIĄZKÓW KORZENI BOCZNYCH
Odcinanie organów jest procesem zaprogramowanym
genetycznie, który ma na celu usunięcie niepotrzebnych
liści, kwiatów, owoców czy nasion, tak jak to ma miejsce
np. w przypadku odcinania kwiatów po zapyleniu. Zrzucanie organów może także zachodzić w warunkach stresu,
związanego np. z atakiem patogenów [72,73]. Oddzielanie
komórek przebiega w niewielkiej strefie anatomicznej nazywanej strefą odcinania (AZ) (ang. Abscission Zone) utworzonej przez owalne komórki z gęstszą cytoplazmą. Pierwszym
symptomem procesu odcinania jest zanikanie położonej
pomiędzy warstwami komórek blaszki środkowej bogatej
w pektyny. Tak więc, trawienie pektyn oraz innych składników ścian komórkowych przez odpowiednie enzymy, a
następnie przebudowa ścian komórkowych po odcięciu organu przez inne enzymy stanowi istotę procesu oddzielania
organu [73].
Badania molekularne poświęcone odcinaniu kwiatów
rzodkiewnika rozpoczęły się od poznania kinazy białkowej
RLK5 typu LRR-RLK zlokalizowanej w komórkach strefy
odcinania [74]. W badaniach wykorzystujących technikę
antysensu wykazano, że obniżenie poziomu RLK5 o około 90% prowadzi do wyraźnego upośledzenia w odcinaniu
www.postepybiochemii.pl
kwiatów. Powiązanie kinazy
RLK5
z
procesem
odcinania zadecydowało o
przemianowaniu jej nazwy
na
HAESA
(HAE)
(łac.
przylegać
do
Rycina 7. Motywy PIP i EPIP w białkach AtIDA/IDL
czegoś). Z czarzodkiewnika (na podstawie prac [75,76]).
sem okazało
się, że genom
rzodkiewnika zawiera jeszcze dwa paralogi HAE, a mianowicie geny HSL1 i HSL2 (ang. HAESA-LIKE1/2), ale w strefie
odcinania kwiatów ekspresji ulegają tylko geny HAE i HSL2
[73].
W selekcjonowaniu mutantów rzodkiewnika z defektami w odcinaniu kwiatów udało się poznać mutanta ida
(ang. inflorescence deficient in abscission) z kwiatami na trwale
związanymi z rośliną, mimo normalnie wykształconej strefy odcinania [75]. Po sklonowaniu genu IDA okazało się, że
produktem białkowym jest małe białko sekrecyjne (77 reszt
aminokwasowych). Równolegle ujawniono, że genom rzodkiewnika zawiera jeszcze pięć genów IDA-like (IDL1 do 5)
kodujących białka sekrecyjne (około 100 reszt aminokwasowych każde). Wszystkie poznane białka IDA/IDL w części
C-końcowej mają zachowany w ewolucji, zbudowany z 12
reszt aminokwasowych, motyw PIP (prolina-izoleucyna-prolina), w którym reszty proliny występują w układzie
podobnym do peptydu CLV3, co może wskazywać, że
również tutaj reszty proliny ulegają hydroksylacji (Ryc. 7)
[76]. Dalsze szczegółowe badania wykazały, że aktywnymi
peptydami są oligopeptydy, które oprócz motywu PIP mają
jeszcze składającą się z 8 rezt aminokwasowych, zachowaną
w ewolucji sekwencję poprzedzającą motyw PIP. Ostatecznie cały oligopeptyd (20 reszt aminokwasowych) wycinany
z probiałek AtIDA/IDL nazwano EPIP (ang. Extendet PIP)
(Ryc. 7). Analizy ekspresji poszczególnych genów IDA/
IDL wykazały, że IDA ulega ekspresji w strefie odcinania
kwiatów, natomiast geny IDL są aktywne również w innych częściach rośliny, zwłaszcza tam, gdzie dochodzi do
rozdzielania komórek [75,76]. Podwyższona ekspresja genu
IDA, ale także genów IDL, prowadzi do przedwczesnego
zrzucania kwiatów. Analizy fenotypowe mutantów ida i hae
oraz hsl2 potwierdziły, że wszystkie trzy geny są epistatyczne, bowiem nadekspresja genu IDA u podwójnego mutanta
haehsl2, pozbawionego obu kinaz receptorowych, nie zmienia fenotypu mutanta ida (całkowity zanik odcinania kwiatów). Wyniki tych doświadczeń prowadzą do wniosku, że
IDA jest ligandem dla obu receptorowych kinaz białkowych
HAE/HSL2 [76]. W szlaku sygnałowym poniżej receptorów HAE/HSL2 funkcjonuje kaskada kinaz MAP, w której
występują kinazy MKK4/MKK5 i MPK3/MPK6 [77], zaś
czynnikami transkrypcyjnymi bezpośrednio regulującymi
geny funkcjonujące w procesie odcinania kwiatów są białka
z rodziny KNOTTED zawierające kasety homeotyczne [73].
W ostatnim czasie udało się poznać jeszcze cztery inne
geny, których produkty białkowe współdziałają z układem
Postępy Biochemii 60 (3) 2014
AtIDA→HAE/HSL2→kinazy MAP [72,73]. Pierwszym poznanym białkiem jest NEVERSHED, białko z rodziny ARF-GAP regulujące małe białka G z rodziny ARF funkcjonujące
w transporcie pęcherzykowym. Poznano też dwie błonowe
kinazy białkowe EVERSHED (EVR) i SERK1, które modyfikują aktywność kinaz HAE/HSL2 oraz cytoplazmatyczną
kinazę białkową CAST AWAY (CST) pełniącą w procesie
rozdzielania komórek funkcję represyjną.
Całkowicie nowy kierunek badań związany z funkcjonowaniem peptydów AtIDA/IDL zapoczątkowały doświadczenia poświęcone regulacji wzrostu zawiązków korzeni bocznych [78]. Korzenie boczne biorą swój początek
z komórek założycielskich zlokalizowanych w perycyklu i
dlatego „przebijanie się” rosnącego zawiązka poprzez warstwy endodermy, kory i epidermy korzenia głównego wymusza w tych warstwach rozdzielanie komórek [56]. Wyniki prowadzonych obecnie doświadczeń potwierdziły, że
peptyd AtIDA i kinazy HAE/HSL2 biorą udział w regulacji
tego procesu [78]. Okazało się, że gen IDA jest aktywowany
przez auksyny, a jego ekspresja w komórkach wspomnianych warstw niejako „wyprzedza” rosnący zawiązek korzenia bocznego. W percepcji peptydu AtIDA pośredniczą
obie kinazy receptorowe HAE i HSL2, chociaż odmienny
wzorzec ekspresji kodujących je genów w poszczególnych
warstwach sugeruje, że obie kinazy funkcjonują w kolejnych etapach wzrostu zawiązka korzenia [55,78].
PEPTYDY CEP
Liście siewek rzodkiewnika rosnących w 1% wodnym
roztworze sacharozy zmieniają swoją strukturę anatomiczną, w tym m. in. pomiędzy komórkami mezofilowymi pojawiają się duże przestrzenie międzykomórkowe. W poszukiwaniach nowych peptydów sygnałowych założono, że
peptydy występujące w tych przestrzeniach będą samoistnie dyfundować do roztworu sacharozy, co powinno umożliwić ich ekstrakcję o-chlorofenolem, a w następnej kolejności powinno ułatwić rozdział i identyfikację oczyszczonych
peptydów. Wykorzystując tę metodę poddano analizie peptydy uzyskane z rośliny transgenicznej z podwyższoną ekspresją jednego z genów kodujących małe białko sekrecyjne
[79]. W ten sposób udało się zidentyfikować oligopeptyd
AtCEP1 (15 reszt aminokwasowych; ang. C-terminally Encoded Peptide1) zawierający jedną lub dwie reszty hydroksyproliny. AtCEP1 został wycięty z 91-aminokwasowego
preprobiałka kodowanego przez jeden z pięciu genów tworzących rodzinę genów AtCEP (Ryc. 8) [79]. Dzisiaj już wiadomo, że genom rzodkiewnika, oprócz pięciu poznanych
genów, zawiera jeszcze dziesięć innych genów AtCEP kodujących białka sekrecyjne zbudowane z 75-250 reszt aminokwasowych [80,81]. Większość z tych białek zawiera pojedynczy motyw CEP, ale
białka AtCEP2
i AtCEP6 mają
po dwa motywy, AtCEP10
trzy motywy, a
białko AtCEP9
Rycina 8. Porównanie sekwencji aminokwasowej
peptydów AtCEP rzodkiewnika (na podstawie prac
aż sześć mo[79-81]).
tywów
CEP.
349
Wszystkie peptydy pochodzące z tych piętnastu probiałek
podzielono na dwie grupy. Peptydy z pierwszej grupy (od
AtCEP1 do AtCEP12) cechuje bardzo wyraźna zachowawczość sekwencji aminokwasowej, podczas gdy pozostałe
trzy peptydy mają konserwatywny tylko 8-aminokwasowy odcinek C-końcowy [80,81]. Badania poświęcone roli
AtCEP1 wykazały, że jego ekspresja zachodzi w miejscu
powstawania zawiązków korzeni bocznych, a nadekspresja bądź aplikacja peptydu syntetyzowanego chemicznie
hamuje wzrost i rozwój korzenia [79]. Jednakże już wyniki
nowszych badań pokazują, że poszczególne geny AtCEP
ulegają ekspresji w różnych tkankach, zarówno w podziemnej, jak również nadziemnej części rośliny. Ekspresja
niektórych genów jest regulowana przez fitohormony, ale
ulega również wyraźnym zmianom pod wpływem różnych
czynników środowiska (zmiany stężenia NO3-, NH4+, NaCl,
CO2, mannitolu) [80,81].
OLIGOPEPTYDY HYPSYS
W doświadczeniach, których celem było poszukiwanie w
tytoniu systeminy, pierwszego roślinnego peptydu sygnałowego poznanego w pomidorze, zidentyfikowano odrębną
grupę glikopeptydów nazwanych ogólnie HypSys, zbudowanych z 8–20 reszt aminokwasowych [82]. Dwa glikopeptydy bogate w hydroksyprolinę zidentyfikowano najpierw
w liściach tytoniu, a następnie podobne trzy glikopeptydy
poznano w liściach pomidora. Peptydy tytoniu NtHypSys
I i II są wycinane z preprobiałka (165 reszt aminokwasowych), natomiast w liściach pomidora trzy peptydy o
zbliżonej wielkości pochodzą ze zbudowanego z 145 reszt
aminokwasowych polipeptydu. Wszystkie poznane peptydy zawierają od kilku do kilkunastu pentoz [82]. Podobnie
glikopeptydy poznano także w petunii, ziemniaku, psiance
czarnej i wilcu ziemniaczanym [82].
Funkcja poznanych glikopeptydów HypSys nie została
poznana. Wyniki pierwszych doświadczeń sugerowały, że
glikopeptydy HypSys, produkowane w miejscu zranienia,
aktywują geny kodujące inhibitory proteaz i oksydazę polifenolową [82]. Jednakże w innych doświadczeniach nie potwierdzono sugerowanej roli [83], natomiast w badaniach
prowadzonych na dzikorosnącym tytoniu Nicotiana attenuata wykazano, że ekspresja pojedynczego genu HypSys zachodzi w kwiatach, a badany glikopeptyd wpływa na morfologię kwiatu [84].
SIARCZANOWANE PEPTYDY PSK, PSY I RGF/CLEL/GLV
FITOSULFOKINA (PSK)
Fitosulfokina (PSK), wyizolowana po raz pierwszy z
kultur komórkowych szparaga, jest jednym z pierwszych
poznanych peptydów sygnałowych roślin [1]. Peptyd o
identycznej sekwencji aminokwasowej, zawierający dwie
siarczanowane reszty tyrozyny (Y(SO3H)-I-Y(SO3H)-T-Q),
znaleziono następnie w płynie pobieranym z kultur komórkowych ryżu i marchwi. Z czasem w ryżu sklonowano gen PSK kodujący preprobiałko (89 reszt aminokwasowych) zawierające w części C-końcowej pentapeptyd PSK
[85]. Ostatecznie w genomie ryżu zidentyfikowano pięć
genów OsPSK, a w genomie rzodkiewnika sześć ortologów
AtPSK1-6 kodujących preprobiałka (77–87 reszt aminokwa-
350
sowych) z motywem PSK o identycznej sekwencji aminokwasowej [85]. We wszystkich poznanych probiałkach motyw YIYTQ poprzedzony jest sekwencją HTD lub HLD, a
kilka pozycji wcześniej motywem zasadowym RR lub KK
(dwie reszty argininy lub lizyny) wyznaczającym miejsce
cięcia proteolitycznego katalizowanego przez subtylazy
— enzymy podobne do subtylizyny, kodowane w rzodkiewniku przez 56 genów [85,86]. W doświadczeniach prowadzonych na probiałku AtPSK4 wykazano, że subtylaza
AtSBT1.1 hydrolizuje wiązanie peptydowe pomiędzy resztą
leucyny a resztą histydyny (-RRSLVL*HTDYIYTQNHKP)
[86]. Wynika stąd, że w usuwaniu tripeptydu -HTD- i tetrapeptydu -NHKP muszą brać udział jakieś peptydazy.
W ostatnich latach poznano gen AtTPST (ang. Tyrosyl Protein Sulfotransferase) kodujący sulfotransferazę przenoszącą
resztę siarczanową z 3’-fosfoadenozyno-5’-fosfosiarczanu
(PAPS) na reszty tyrozyny w probiałku AtPSK i probiałku
AtPSY1 (patrz następny podrozdział) [87]. Mutacja w genie
AtTPST powodująca zanikanie aktywności sulfotransferazowej prowadzi do licznych defektów rozwojowych obejmujących zarówno korzeń, jak również nadziemną część
rośliny.
Równolegle z poznawaniem peptydu PSK podejmowano
poszukiwania białka receptorowego wiążącego pentapeptyd. Ostatecznie z marchwi udało się wyselekcjonować klon
cDNA DcPSKR1 kodujący serynowo/treoninową kinazę
białkową typu LRR-RLK, zbudowaną z 1021 reszt aminokwasowych [88], a w nowszych badaniach wykazano, że
w wiązaniu PSK bierze udział 36-aminokwasowa wstawka
położona pomiędzy 17 a 18 powtórzeniem LRR [89]. Poznanie białka receptorowego w marchwi ułatwiło znalezienie
sekwencji AtPSKR1 rzodkiewnika kodującej kinazę białkową typu LRR-RLK (1008 reszt aminokwasowych) [90]. Z
czasem okazało się, że w genomie rzodkiewnika występują
jeszcze dwie inne sekwencje AtPSKR1-like kodujące białka
podobne do AtPSKR1 [91]. Jedna z tych kinaz (AtPSKR2)
okazała się być również receptorem peptydu AtPSK, natomiast druga funkcjonuje w percepcji peptydu AtPSY1
[91]. W tym miejscu warto zwrócić uwagę, że w domenie
cytoplazmatycznej AtPSKR1 występuje 14-aminokwasowa
sekwencja cyklazy guanylanowej. Co więcej, udało się potwierdzić eksperymentalnie, że AtPSKR1 posiada zarówno
aktywność kinazy białkowej, jak również aktywność cyklazy guanylanowej [92].
Dotychczasowe poszukiwania roli peptydów PSK nie
przyniosły na razie zadowalających odpowiedzi. W analizach ekspresji poszczególnych genów AtPSK ujawniono, że
AtPSK1 ulega ekspresji tylko w korzeniu, natomiast pozostałe geny są aktywne we wszystkich badanych tkankach
[6,12]. Szereg wcześniejszych wyników wskazywało na
udział PSK w regulacji wielu różnych procesów, w tym
m. in.: promowaniu różnicowania komórek mezofilowych
cynii, aktywacji proliferacji komórek, stymulacji wzrostu
łagiewki pyłkowej, aktywacji embriogenezy somatycznej,
aktywacji formowania dodatkowych pąków i korzeni, stymulacji syntezy chlorofilu [4,6,12]. Plejotropowy charakter
zmian potwierdzano również w doświadczeniach prowadzonych na mutantach z defektami w genach kodujących
kinazy AtPSKR [90,91]. W najnowszych badaniach zwraca
się uwagę na udział AtPSK w regulacji wielkości komórek
www.postepybiochemii.pl
oraz na współdziałanie peptydów PSK z brasinosteroidami
[93]. Badana jest również rola AtPSK w odpowiedziach roślin na różne czynniki stresowe takie jak zranienie czy atak
patogenów [94].
SIARCZANOWANE PEPTYDY PSY
W poszukiwaniach peptydów sygnałowych, które podobnie jak PSK zawierają siarczanowaną resztę/reszty tyrozyny, z płynu hodowlanego kultur komórkowych rzodkiewnika udało się oczyścić 18-aminokwasowy siarczanowany
glikopeptyd AtPSY1 (ang. Plant Peptide Containing Sulfated
Tyrisine1) [91]. Aktywny peptyd jest wycinany ze zbudowanego z 75 reszt aminokwasowych preprobiałka kodowanego w rzodkiewniku przez jeden z trzech genów AtPSY. Oligopeptyd AtPSY1 w pozycji drugiej zawiera resztę tyrozyny ulegającą siarczanowaniu, a dalej pięć reszt proliny, spośród których Pro-16 i Pro-17 są hydroksylowane, a reszta
hydroksyproliny-16 jest dodatkowo arabinozylowana [91].
Również pozostałe, zbudowane z 71 reszt aminokwasowych
preprobiałka AtPSY2 i 3 mają pojedyncze motywy PSY,
których
sekwencja aminokwasowa
jest bardzo podobna do AtPRycina 9. Sekwencja aminokwasowa peptydów AtPSY1 (Ryc. 9).
SY1-3 rzodkiewnika (na podstawie pracy [91]).
Gen AtPSY1
ulega ekspresji w różnych tkankach, a aktywny peptyd PSY1 stymuluje podziały i wzrost wydłużeniowy komórek. Receptorem
AtPSY1 jest kinaza białkowa AtPSY1R (AtPSKR3), paralog
kinaz AtPSKR1 i 2 wiążących fitosulfokinę [91].
RODZINA PEPTYDÓW RGF/CLEL/GLV
Wyniki doświadczeń prowadzonych na mutancie tpst1 pozbawionym sulfotransferazy AtTPST, kodowanej w
rzodkiewniku przez pojedynczy gen, wykazały, że brak
tego enzymu powoduje szereg defektów morfologicznych
i anatomicznych, w tym również defektów dotyczących
wzrostu korzenia [87,95]. Aplikacja na korzeń fitosulfokiny
i peptydu PSY1 cofa niektóre defekty, ale nie znosi zmian,
jakie zaszły w merystemie wierzchołkowym korzenia. Wyniki tych doświadczeń skłoniły badaczy do szukania w genomie rzodkiewnika innych genów kodujących białka ulegające siarczanowaniu [95]. W ten sposób zidentyfikowano
gen RGF1 (ang. Root Meristem Growth Factor1) kodujący
130-aminokwasowe preprobiałko, które w części C-końcowej zawiera motyw zbudowany z 13 reszt aminokwasowych rozpoczynający się od sekwencji -DY-, która wyznacza resztę tyrozyny ulegającą siarczanowaniu (Ryc. 10). W
kolejnych doświadczeniach, z roślin z podwyższoną ekspresją AtRGF1 udało się oczyścić aktywny 13-aminokwasowy peptyd AtRGF1 z siarczanowaną resztą tyrozyny [95].
Ekspresja genu AtRGF1 zachodzi w komórkach centrum
spoczynkowego (QC) i komórkach kolumelli.
W badaniach prowadzonych w innym zespole odkryto,
że gen CLE18 rzodkiewnika koduje preprobiałko z motywem CLE położonym w części środkowej polipeptydu i
motywem podobnym do RGF1 zlokalizowanym w części C-końcowej preprobiałka [96]. Ponadto ujawniono, że genom
rzodkiewnika zawiera rodzinę genów CLEL (ang. CLE-like)
kodujących białka sekrecyjne zawierające w części C-końcowej pojedynczy motyw RGF1 [96]. W tym samym czasie
w innym zespole poznano trzy geny GOLVEN 1, 2 i 3 (hol.
golven - poskręcany), których nadekspresja powoduje wystąpienie charakterystycznych zmian w morfologii korzeni
objawiających się silnie poskręcanymi korzeniami [97]. Ponadto ujawniono, że geny GLV1, 2, i 3 są tożsame z genami
CLEL6/RGF6, CLEL9/RGF9 i RGF4 [96,98]. Ostatecznie, dzięki wykonanym analizom genetycznym potwierdzono, że
genom rzodkiewnika zawiera rodzinę 11 genów GOLVEN/
CLEL/RGF kodujących preprobiałka (79-123 reszt aminokwasowych) z zachowanym w ewolucji, zbudowanym z 1316 reszt aminokwasowych motywem rozpoczynającym się
od sekwencji -DY- (Ryc. 10) [96,98]. Ostatecznie, obecność
siarczanowanej reszty tyrozyny potwierdzono w peptydach
AtGLV1, 2, 3 i 11 [95,97].
Rola peptydów AtGLV/CLEL/RGF pozostaje na razie
zagadkowa. Analizy ekspresji wszystkich jedenastu genów prowadzą do wniosku, że peptydy z tej rodziny pełnią
przypuszczalnie różne funkcje [95-99]. Wyniki tych analiz
ujawniły, że w merystemie wierzchołkowym korzenia ekspresji ulega aż pięć genów (GLV5, 6, 7, 10 i 11), w części powyżej merystemu trzy (GLV3, 6, i 9), a w części włośnikowej
dwa geny (GLV4 i 8 ). W części nadziemnej ekspresji ulegają
geny GLV1 i 2 oraz kilka genów aktywowanych w korzeniu
[99]. Wydaje się, że niektóre peptydy AtRGF/CLEL/GLV
mogą działać parakrynnie, inne zaś autokrynnie. Ekspresję
niektórych genów RGF/CLEL/GLV aktywują auksyny, a co
najmniej niektóre peptydy AtRGF/CLEL/GLV wpływają
na transport auksyn z udziałem białek PIN [55,97,98,100].
PIŚMIENNICTWO
1. Kowalczyk S, Maciejewska B (2002) Roślinne peptydy sygnałowe.
Post Biol Kom 29: 181-201
2. Wheeler JI, Irving HR (2010) Evolutionary advantages of secreted peptide signalling molecules in plants. Funct Plant Biol 37: 382-394
3. Lease KA, Walker JC (2006) The Arabidopsis unannotated secreted
peptide database, a resource for plant peptidomics. Plant Physiol 142:
831-838
4. Matsubayashi Y (2012) Recent progress in research on small post-translationally modified peptide signals in plants. Genes Cells 17: 1-10
Rycina 10. Porównanie sekwencji aminokwasowej peptydów AtGLV/CLEL/
RGF rzodkiewnika (na podstawie prac [96,99]).
Postępy Biochemii 60 (3) 2014
5. Hanada K, Higuchi-Takeuchi M, Okamoto M, Yoshizumi T, Shimizu M, Nakaminami K, Nishi R, Ohashi C, Iida K, Tanaka M, Horii Y,
Kawashima M, Matsui K, Toyoda T, Shinozaki K, Seki M, Matsui M
(2013) Small open reading frames associated with morphogenesis are
hidden in plant genomes. Proc Natl Acad Sci USA 110: 2395-2400
351
6. Matsubayashi Y (2011) Small post-translationally modified peptide
signals in Arabidopsis. The Arabidopsis Book 1-11
7. Czyzewicz N, Yue K, Beeckman T, De Smet I (2013) Message in a bottle: small signalling peptide outputs during growth and development.
J Exp Bot 64: 5281-5296
8. Osakabe Y, Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K, Tran L-SP (2013)
Sensing the environment: key roles of membrane-localized kinases in
plant perception and response to abiotic stress. J Exp Bot 64: 445-458
9. Zhang Z, Thomma BPHJ (2013) Structure-function aspects of extracellular leucine-rich repeat-containing cell surface receptors in plants. J
Integr Plant Biol 55: 1212-1223
10.Wang G, Ellendorff U, Kemp B, Mansfield JW, Forsyth A, Mitchell K,
Bastas K, Liu C-M, Woods-Tör A, Zipfel C, De Wit PJGM, Jones JDG,
Tör M, Thomma BPHJ (2008) A genome-wide functional investigation
into the roles of receptor-like proteins in Arabidopsis. Plant Physiol 147:
503-517
29.Nimchuk ZL, Tarr PT, Ohno C, Qu X, Meyerowitz EM (2011) Plant
stem cell signaling involves ligand-dependent trafficking of the CLAVATA1 receptor kinase. Curr Biol 21: 345-352
30.Miwa H, Betsuyaku S, Iwamoto K, Kinoshita A, Fukuda H, Sawa S
(2008) The receptor-like kinase SOL2 mediates CLE signaling in Arabidopsis. Plant Cell Physiol 49: 1752-1757
31.Müller R, Bleckmann A, Simon R (2008) The receptor kinase CORYNE
of Arabidopsis transmits the stem cell-limiting signal CLAVATA3 independently of CLAVATA1. Plant Cell 20: 934-946
32.Bleckmann A, Weidtkamp-Peters S, Seidel CAM, Simon R (2010) Stem
cell signaling in Arabidopsis requires CRN to localize CLV2 to the plasma membrane. Plant Physiol 152: 166-176
33.Zhu Y, Wang Y, Li R, Song X, Wang Q, Huang S, Jin JB, Liu C-M,
Lin J (2010) Analysis of interactions among the CLAVATA3 receptors
reveals a direct interaction between CLAVATA2 and CORYNE in Arabidopsis. Plant J 61: 223-233
11.Betsuyaku S, Sawa S, Yamada M (2011) The function of the CLE peptides in plant development and plant-microbe interactions. The Arabidopsis Book 1-18
34.Nimchuk ZL, Tarr PT, Meyerowitz EM (2011) An evolutionarily conserved pseudokinase mediates stem cell production in plants. Plant
Cell 23: 851-854
12.Matsubayashi Y, Sakagami Y (2006) Peptide hormones in plants. Annu
Rev Plant Biol 57: 649-674
35.Guo Y, Han L, Hymes M, Denver R, Clark SE (2010) CLAVATA2
forms a distinct CLE-binding receptor complex regulating Arabidopsis
stem cell specification. Plant J 63: 889-900
13.Wang G, Fiers M (2010) CLE peptide signaling during plant development. Protoplasma 240: 33-43
14.Gao X, Guo Y (2012) CLE peptides in plants: proteolytic processing,
structure-activity relationship, and ligand-receptor interaction. J Integr Plant Biol 54: 738-745
15.Murphy E, Smith S, De Smet I (2012) Small signaling peptides in Arabidopsis development: How cells communicate over a short distance.
Plant Cell 24: 3198-3217
16.Miyawaki K, Tabata R, Sawa S (2013) Evolutionarily conserved CLE
peptide signaling in plant development, symbiosis, and parasitism.
Curr Opin Plant Biol 16: 598-606
17.Jun JH, Fiume E, Fletcher JC (2008) The CLE family of plant polypeptide signaling molecules. Cell Mol Life Sci 65: 743-755
18.Lim CW, Lee YW, Hwang CH (2011) Soybean nodule-enhanced CLE
peptides in roots act as signals in GmNARK-mediated nodulation
suppression. Plant Cell Physiol 52: 1613-1627
19.Oelkers K, Goffard N, Weiller GF, Gresshoff PM, Mathesius U, Frickey
T (2008) Bioinformatic analysis of the CLE signaling peptide family.
BMC Plant Biol 8: 1-15
20.Tiainen P, Myllyharju J, Koivunen P (2005) Characterization of a second Arabidopsis thaliana prolyl 4-hydroxylase with distinct substrate
specificity. J Biol Chem 280: 1142-1148
21.Hirakawa Y, Kondo Y, Fukuda H (2011) Establishment and maintenance of vascular cell communities through local signaling. Curr Opin
Plant Biol 14: 17-23
22.Jun JH, Fiume E, Roeder AHK, Meng L, Sharma VK, Osmont KS, Baker C, Ha CM, Meyerowitz EM, Feldman LJ, Fletcher JC (2010) Comprehensive analysis of CLE polypeptide signaling gene expression and
overexpression activity in Arabidopsis. Plant Physiol 154: 1721-1736
23.Dodueva IE, Yurlova EV, Osipova MA, Lutova LA (2012) CLE peptides are universal regulators of meristem development. Russ J Plant
Physiol 59: 14-27
24.Perales M, Reddy GV (2012) Stem cell maintenance in shoot apical meristems. Curr Opin Plant Biol 15: 10-16
25.Kondo T, Sawa S, Kinoshita A, Mizuno S, Kakimoto T, Fukuda H, Sakagami Y (2006) A plant peptide encoded by CLV3 identified by in situ
MALDI-TOF MS analysis. Science 313: 845-848
26.Ohyama K, Shinohara H, Ogawa-Ohnishi M, Matsubayashi Y (2009)
A glycopeptide regulating stem cell fate in Arabidopsis thaliana. Nat
Chem Biol 5: 578-580
27.Shinohara H, Matsubayashi Y (2013) Chemical synthesis of Arabidopsis CLV3 glycopeptide reveals the impact of hydroxyproline arabinosylation on peptide conformation and activity. Plant Cell Physiol 54:
369-374
28.Ogawa M, Shinohara H, Sakagami Y, Matsubayashi Y (2008) Arabidopsis CLV3 peptide directly binds CLV1 ectodomain. Science 319: 294
352
36.Kinoshita A, Betsuyaku S, Osakabe Y, Mizuno S, Nagawa S, Stahl Y,
Simon R, Yamaguchi-Shinozaki K, Fukuda H, Sawa S (2010) RPK2 is
an essential receptor-like kinase that transmits the CLV3 signal in Arabidopsis. Development 137: 3911-3920
37.DeYoung Bj, Clark SE (2008) BAM receptors regulate stem cell specification and organ development through complex interactions with
CLAVATA signaling. Genetics 180: 895-904
38.Gagne JM, Clark SE (2010) The Arabidopsis stem cell factor POLTERGEIST is membrane localized and phospholipid stimulated. Plant Cell
22: 729-743
39.Bommert P, Je BII, Goldshmidt A, Jackson D (2013) The maize Ga gene
COMPACT PLANT2 functions in CLAVATA signalling to control shoot meristem size. Nature 502: 555-558
40.Betsuyaku S, Takahashi F, Kinoshita A, Miwa H, Shinozaki K, Fukuda
H, Sawa S (2011) Mitogen-activated protein kinase regulated by the
CLAVATA receptors contributes to shoot apical meristem homeostasis. Plant Cell Physiol 52: 14-29
41.Ikeda M, Mitsuda N, Ohme-Takagi M (2009) Arabidopsis WUSCHEL
is a bifunctional transcription factor that acts as a repressor in stem
cell regulation and as an activator in floral patterning. Plant Cell 21:
3493-3505
42.Busch W, Miotk A, Ariel FD, Zhao Z, Forner J, Daum G, Suzaki T,
Schuster C, Schultheiss SJ, Leibfried A, Haubeiß S, Ha N, Chan RL,
Lohmann JU (2010) Transcriptional control of a plant stem cell niche.
Dev Cell 18: 841-853
43.Yadav RK, Perales M, Gruel J, Girke T, Jönsson H, Reddy GV (2011)
WUSCHEL protein movement mediates stem cell homeostasis in the
Arabidopsis shoot apex. Gen Dev 25: 2025-2030
44.Yadav RK, Tavakkoli M, Reddy GV (2010) WUSCHEL mediates stem
cell homeostasis by regulating stem cell number and patterns of cell
division and differentiation of stem cell progenitors. Development
137: 3581-3589
45.Meng L, Feldman LJ (2010) CLE14/CLE20 peptides may interact with
CLAVATA2/CORYNE receptor-like kinases to irreversibly inhibit
cell division in the root meristem of Arabidopsis. Planta 232: 1061-1074
46.Yamada M, Sawa S (2012) The roles of peptide hormones during plant
root development. Curr Opin Plant Biol 16: 56-61
47.Stahl Y, Wink RH, Ingram GC, Simon R (2009) A signaling module
controlling the stem cell niche in Arabidopsis root meristems. Curr Biol
19: 909-914
48.Stahl Y, Grabowski S, Bleckmann A, Kühnemuth R, Weidtkamp-Peters S, Pinto KG, Kirschner GK, Schmid JB, Wink RH, Hülsewede A,
Felekyan S, Seidel CAM, Simon R (2013) Moderation of Arabidopsis
root stemness by CLAVATA1 and ARABIDOPSIS CRINKLY4 receptor kinase complexes. Curr Biol 23: 362-371
www.postepybiochemii.pl
49.Zhang W, Swarup R, Bennett M, Schaller GE, Kieber JJ (2013) Cytokinin induces cell division in the Quiescent Center of the Arabidopsis root
apical meristem. Curr Biol 23: 1979-1989
50.Ito Y, Nakanomyo I, Motose H, Iwamoto K, Sawa S, Dohmae N, Fukuda H (2006) Dodeca-CLE peptides as suppressors of plant stem cell
differentiation. Science 313: 842-845
51.Hirakawa Y, Shinohara H, Kondo Y, Inoue A, Nakanomyo I, Ogawa M, Sawa S, Ohashi-Ito K, Matsubayashi Y, Fukuda H (2008)
Non-cell-autonomous control of vascular stem cell fate by a CLE peptide/receptor system. Proc Natl Acad Sci USA 105: 15208-15213
52.Etchells JP, Turner SR (2010) The PXY-CLE41 receptor ligand pair defines a multifunctional pathway that controls the rate and orientation
of vascular cell division. Development 137: 767-774
53.Etchells JP, Provost CM, Mishra L, Turner SR (2013) WOX4 and
WOX14 act downstream of the PXY receptor kinase to regulate plant
vascular proliferation independently of any role in vascular organisation. Development 140: 2224-2234
54.Qiang Y, Wu J, Han H, Wang G (2013) CLE peptides in vascular development. J Integr Plant Biol 55: 389-394
55.Delay C, Imin N, Djordjevic MA (2013) Regulation of Arabidopsis root
development by small signaling peptides. Front Plant Sci 4: 1-6
56.Starzyńska E, Kowalczyk S (2012) Subkomórkowa relokacja białek
PIN a regulowany przez auksyny wzrost i rozwój roślin. Post Biol
Kom 39: 477-502
57.Miyashima S, Sebastian J, Lee J-Y, Helariutta Y (2013) Stem cell function during plant vascular development. EMBO J 32: 178-193
58.Fiume E, Fletcher JC (2012) Regulation of Arabidopsis embryo and endosperm development by the polypeptide signaling molecule CLE8.
Plant Cell 24: 1000-1012
59.Endo S, Shinohara H, Matsubayashi Y, Fukuda H (2013) A novel pollen-pistil interaction conferring high-temperature tolerance during reproduction via CLE45 signaling. Curr Biol 23: 1670-1676
60.Tylman I, Kowalczyk S (2012) Receptory i szlaki sygnałowe regulujące
symbiozę brodawkową i mikoryzę arbuskularną. Post Biol Kom 39:
429-458
61.Mortier V, Holsters M, Goormachtig S (2012) Never too many? How
legumes control nodule numbers. Plant Cell Environm 35: 245-258
62.Reid DE, Ferguson BJ, Hayashi S, Lin Y-H, Gresshoff PM (2011) Molecular mechanisms controlling legume autoregulation of nodulation.
Ann Bot 108: 789-795
63.Suzuki A, Hara H, Kinoue T, Abe M, Uchiumi T, Kucho K-I, Higashi S,
Hirsch AM, Arima S (2008) Split-root study of autoregulation of nodulation in the model legume Lotus japonicus. J Plant Res 121: 245-249
64.Nishimura R, Hayashi M, Wu G-J, Kouchi H, Imaizumi-Anraku H,
Murakami Y, Kawasaki S, Akao S, Ohmori M, Nagasawa M, Harada
K, Kawaguchi M (2002) HAR1 mediates systemic regulation of symbiotic organ development. Nature 420: 426-429
65.Nontachaiyapoom S, Scott PT, Men AE, Kinkema M, Schenk PM,
Gresshoff PM (2007) Promoters of orthologous Glycine max and Lotus japonicus nodulation autoregulation genes interchangeably drive
phloem-specific expression in transgenic plants. Mol Plant-Microbe
Interact 20: 769-780
66.Miyazawa H, Oka-Kira E, Sato N, Takahashi H, Wu G-J, Sato S, Hayashi M, Betsuyaku S, Nakazono M, Tabata S, Harada K, Sawa S,
Fukuda H, Kawaguchi M (2010) The receptor-like kinase KLAVIER
mediates systemic regulation of nodulation and non-symbiotic shoot
development in Lotus japonicus. Development 137: 4317-4325
67.Krusell L, Sato N, Fukuhara I, Koch BEV, Grossmann C, Okamoto S,
Oka-Kira E, Otsubo Y, Aubert G, Nakagawa T, Sato S, Tabata S, Duc G,
Parniske M, Wang TL, Kawaguchi M, Stougaard J (2011) The Clavata2
genes of pea and Lotus japonicus affect autoregulation of nodulation.
Plant J 65: 861-871
68.Okamoto S, Ohnishi E, Sato S, Takahashi H, Nakazono M, Tabata S,
Kawaguchi M (2009) Nod factor/nitrate-induced CLE genes that drive
HAR1-mediated systemic regulation of nodulation. Plant Cell Physiol
50: 67-77
Postępy Biochemii 60 (3) 2014
69.Mortier V, Den Herder G, Whitford R, Van De Velde W, Rombauts S,
D’haeseleer K, Holsters M, Goormachtig S (2010) CLE peptides control
Medicago truncatula nodulation locally and systemically. Plant Physiol
153: 222-237
70.Reid DE, Ferguson BJ, Gresshoff PM (2011) Inoculation- and nitrate-induced CLE peptides of soybean control NARK-dependent nodule
formation. Mol Plant-Microbe Interact 24: 606-618
71.Lin Y-H, Ferguson BJ, Kereszt A, Gresshoff PM (2010) Suppression
of hypernodulation in soybean by a leaf-extracted, NARK- and Nod
factor-dependent, low molecular mass fraction. New Phytol 185: 10741086
72.Liljegren SJ (2012) Organ abscission: exit strategies require signals and
moving traffic. Curr Opin Plant Biol 15: 670-676
73.Niederhuth CE, Cho SK, Seitz K, Walker JC (2013) Letting go is never
easy: Abscission and receptor-like protein kinases. J Integrat Plant Biol
55: 1251-1263
74.Jinn T-L, Stone JM, Walker JC (2000) HAESA, an Arabidopsis leucine-rich repeat receptor kinase, controls floral organ abscission. Gen Dev
14: 108-117
75.Butenko MA, Patterson SE, Grini PE, Stenvik G-E, Amundsen SS,
Mandal A, Aalen RB (2003) INFLORESCENCE DEFICIENT IN ABSCISSION Controls floral organ abscission in Arabidopsis and identifies
a novel family of putative ligands in plants. Plant Cell 15: 2296-2307
76.Stenvik G-E, Tandstad NM, Guo Y, Shi C-L, Kristiansen W, Holmgren
A, Clark SE, Aalen RB, Butenko MA (2008) The EPIP Peptide of INFLORESCENCE DEFICIENT IN ABSCISSION is sufficient to induce
abscission in Arabidopsis through the receptor-like kinases HAESA and
HAESA-LIKE2. Plant Cell 20: 1805-1817
77.Cho SK, Larue CT, Chevalier D, Wang H, Jinn T-L, Zhang S, Walker JC
(2008) Regulation of floral organ abscission in Arabidopsis thaliana. Proc
Natl Acad Sci USA 105: 15629-15634
78.Kumpf RP, Shi C-L, Larrieu A, Sto IM, Butenko MA, Péret B, Riiser
ES, Bennett MJ, Aalen RB (2013) Floral organ abscission peptide IDA
and its HAE/HSL2 receptors control cell separation during lateral root
emergence. Proc Natl Acad Sci USA 110: 5235-5240
79.Ohyama K, Ogawa M, Matsubayashi Y (2008) Identification of a biologically active, small, secreted peptide in Arabidopsis by in silico gene
screening, followed by LC-MS-based structure analysis. Plant J 55:
152-160
80.Roberts I, Smith S, De Rybel B, Van Den Broeke J, Smet W, De Cokere
S, Mispelaere M, De Smet I, Beeckman T (2013) The CEP family in land
plants: evolutionary analyses, expression studies, and role in Arabidopsis shoot development. J Exp Bot 64: 5371-5381
81.Delay C, Imin N, Djordjevic MA (2013) CEP genes regulate root and
shoot development in response to environmental cues and are specific
to seed plants. J Exp Bot 64: 5383-5394
82.Pearce G (2011) Systemin, hydroxyproline-rich systemin and the induction of protease inhibitors. Curr Prot Pept Sci 12: 399-408
83.Berger B, Baldwin IT (2007) The hydroxyproline-rich glycopeptide
systemin precursor NapreproHypSys does not play a central role in
Nicotiana attenuata’s anti-herbivore defense responses. Plant Cell Environ 30: 1450-1464
84.Berger B, Baldwin IT (2009) Silencing the hydroxyproline-rich glycopeptide systemin precursor in two accessions of Nicotiana attenuata
alters flower morphology and rates of self-pollination. Plant Physiol
149: 1690-1700
85.Lorbiecke R, Sauter M (2002) Comparative analysis of PSK peptide
growth factor precursor homologs. Plant Sci 163: 321-332
86.Srivastava R, Liu J-X, Howell SH (2008) Proteolytic processing of a precursor protein for a growth-promoting peptide by a subtilisin serine
protease in Arabidopsis. Plant J 56: 219-227
87.Komori R, Amano Y, Ogawa-Ohnishi M, Matsubayashi Y (2009) Identification of tyrosylprotein sulfotransferase in Arabidopsis. Proc Natl
Acad Sci USA 106: 15067-15072
88.Matsubayashi Y, Ogawa M, Morita A, Sakagami Y (2002) An LRR
receptor kinase involved in perception of a peptide plant hormone,
phytosulfokine. Science 296: 1470-1472
353
89.Shinohara H, Ogawa M, Sakagami Y, Matsubayashi Y (2007) Identification of ligand binding site of phytosulfokine receptor by on-column
photoaffinity labeling. J Biol Chem 282: 124-131
96.Meng L, Buchanan BB, Feldman LJ, Luan S (2012) CLE-like (CLEL)
peptides control the pattern of root growth and lateral root development in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci USA 109: 1760-1765
90.Matsubayashi Y, Ogawa M, Kihara H, Niwa M, Sakagami Y (2006)
Disruption and overexpression of Arabidopsis phytosulfokine receptor
gene affects cellular longevity and potential for growth. Plant Physiol
142: 45-53
97.Whitford R, Fernandez A, Tejos R, Pérez AC, Kleine-Vehn J, Vanneste
S, Drozdzecki A, Leitner J, Abas L, Aerts M, Hoogewijs K, Baster P, De
Groodt R, Lin Y-C, Storme V, Van De Peer Y, Beeckman T, Madder A,
Devreese B, Luschnig C, Friml J, Hilson P (2012) GOLVEN secretory
peptides regulate auxin carrier turnover during plant gravitropic responses. Dev Cell 22: 678-685
91.Amano Y, Tsubouchi H, Shinohara H, Ogawa M, Matsubayashi Y
(2007) Tyrosine-sulfated glycopeptide involved in cellular proliferation and expansion in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci USA 104: 1833318338
92.Kwezi L, Ruzvidzo O, Wheeler JI, Govender K, Iacuone S, Thompson
PE, Gehring C, Irving HR (2011) The phytosulfokine (PSK) receptor is
capable of guanylate cyclase activity and enabling cyclic GMP-dependent signaling in plants. J Biol Chem 286: 22580-22588
93.Hartmann J, Fischer C, Dietrich P, Sauter M (2014) Kinase activity and
calmodulin binding are essential for growth signaling by the phytosulfokine receptor PSKR1. Plant J 78: 192-202
94.Mosher S, Seybold H, Rodriguez P, Stahl M, Davies KA, Dayaratne
S, Morillo SA, Wierzba M, Favery B, Keller H, Tax FE, Kemmerling
B (2013) The tyrosine-sulfated peptide receptors PSKR1 and PSY1R
modify the immunity of Arabidopsis to biotrophic and necrotrophic
pathogens in an antagonistic manner. Plant J 73: 469-482
98.Fernandez A, Drozdzecki A, Hoogewijs K, Nguyen A, Beeckman T,
Madder A, Hilson P (2013) Transcriptional and functional classification of the GOLVEN/ROOT GROWTH FACTOR/CLE-like signaling
peptides reveals their role in lateral root and hair formation. Plant Physiol 161: 954-970
99.Fernandez A, Hilson P, Beeckman T (2013) GOLVEN peptides as important regulatory signalling molecules of plant development. J Exp
Bot 64: 5263-5268
100. Zhou W, Wei L, Xu J, Zhai Q, Jiang H, Chen R, Chen Q, Sun J, Chu J,
Zhu L, Liu C-M, Li C (2010) Arabidopsis tyrosylprotein sulfotransferase acts in the auxin/PLETHORA pathway in regulating postembryonic maintenance of the root stem cell niche. Plant Cell 22: 3692-3709
95.Matsuzaki Y, Ogawa-Ohnishi M, Mori A, Matsubayashi Y (2010) Secreted peptide signals required for maintenance of root stem cell niche
in Arabidopsis. Science 329: 1065-1067
Plant signaling peptides
Small post-translationally modified peptides
Anna Gorzelańczyk*, Stanisław Kowalczyk
Nicolaus Copernicus University, Faculty of Biology and Environmental Protection, Department of Biochemistry, 7 Gagarina St., 87-100 Toruń,
Poland
*
e-mail: [email protected]
Key words: signaling peptides, intercellular signaling, receptor protein kinases, Arabidopsis thaliana
ABSTRACT
Recent genetic, bioinformatic and biochemical analyses have revealed that many secretory peptides are important components in intercellular
signaling that coordinate and specify cellular functions in plants. The signaling peptides discovered in plants thus far can be considered to fall
into two broad groups. Peptides from the first group are undergo post-translational modification, such as proline hydroxylation, hydroxyproline arabinosylation or tyrosine sulfation. Peptides from the second group are defined as cysteine-rich peptides (CRPs). The Cys-rich peptides
are larger and they contain 4 to 16 cysteine residues. In parallel with the discovery of plant signal peptides, specific receptors for such peptide
signals are identified. So far, the receptors for plant peptides that have been identified are members of the receptor-like kinases (RLKs) and
the receptor-like proteins (RLPs) families, and most of them contain leucine-rich repeat (LRR) extracellular domain. The present review presents the recent progress in research on small post-translationally modified signal peptides. Recent findings indicate that these peptides are
involved in various aspects of plant growth regulation including meristem organization, primary root development, lateral root initiation,
vasculature development, organ abscission, and root nodulation.
354
www.postepybiochemii.pl
Download