Struktura molekularna bariery naskórkowej i jej zaburzenia w
advertisement
Struktura molekularna bariery naskórkowej i jej zaburzenia w wybranych chorobach z grupy rybiej łuski Dominika Śniegórska1, Cezary Kowalewski 2 Katarzyna Wertheim-Tysarowska1 Zakład Genetyki Medycznej, Instytut Matki i Dziecka, Warszawa 2 Klinika Dermatologii i Immunodermatologii, Warszawski Uniwersytet Medyczny, Warszawa 1 Zakład Genetyki Medycznej, Instytut Matki i Dziecka, ul. Kasprzaka 17a, 01-211 Warszawa; tel.: (22) 327 71 77, e-mail: dominika. [email protected] Artykuł otrzymano 7 stycznia 2016 r. Artykuł zaakceptowano 19 lutego 2016 r. Słowa kluczowe: Rybia łuska, MeDOC, rogowacenie, koperta rogowa, bariera naskórkowa, genodermatozy Wykaz skrótów: CE – koperta rogowa, CIE – wrodzona erytrodermia ichtiotyczna, HI – rybia łuska arlekinowa, IV – rybia łuska zwykła, LB – ciałka blaszkowate, LI – rybia łuska blaszkowata, MeDOC – choroby skóry z zaburzeniami rogowacenia, warunkowane genetycznie o dziedziczeniu mendlowskim, NS – zespół Nethertona, XLI – rybia łuska sprzężona z chromosomem X, XLRI – rybia łuska sprzężona z chromosomem X o dziedziczeniu recesywnym Podziękowania: Autorzy pragną serdecznie podziękować Panu Profesorowi Jerzemu Balowi oraz Panu Profesorowi Michałowi Milewskiemu za cenne uwagi i wsparcie merytoryczne. Praca finansowana w ramach środków projektu badawczego Narodowego Centrum Nauki 2014/13/D/NZ5/03304. STRESZCZENIE R ybia łuska to rzadka, heterogenna klinicznie grupa 36 chorób skóry z zaburzeniami rogowacenia, warunkowanych genetycznie o dziedziczeniu mendlowskim (MeDOC, ang. Mendelian Disorders of Cornification). Aktualnie znanych jest 35 genów, których mutacje są przyczyną MeDOC. Kodują one białka zaangażowane w procesy różnicowania się keratynocytów, syntezę i metabolizowanie lipidów oraz naprawę DNA. Pomimo tak dużej heterogenności molekularnej, prowadzącej do zaburzeń funkcji i struktury różnych elementów naskórka, skutek kliniczny defektów w różnych genach jest podobny – nieprawidłowe funkcjonowanie bariery naskórkowej i utrata wody. Zaburzenia w tej podstawowej funkcji ochronnej naskórka prowadzą do aktywowania mechanizmów naprawczych w naskórku, których wynikiem jest m.in. występowanie podstawowego objawu MeDOC - nadmiernego rogowacenia naskórka (hiperkeratozy). W niniejszej pracy przedstawiona została aktualna wiedza dotycząca biochemicznych procesów i molekularnych przyczyn występowania objawów klinicznych na przykładach wybranych chorób z grupy MeDOC. WPROWADZENIE Rybia łuska to heterogenna pod względem klinicznym i genetycznym grupa uogólnionych chorób skóry uwarunkowanych genetycznie (genodermatoz) o dziedziczeniu mendlowskim z zaburzeniami rogowacenia (MeDOC, ang. Mendelian Disorders of Cornification). W zależności od typu choroby ich częstość jest bardzo zróżnicowana i wynosi od 1/250 do 1/200 000, ale są również podtypy MeDOC, w których do tej pory opisano pojedyncze przypadki występowania [1,2]. Do tej pory zidentyfikowano ponad 35 różnych genów, w których obecność mutacji patogennych powoduje występowanie chorób MeDOC [3]. Są to geny kodujące kluczowe białka zaangażowane w procesy różnicowania się największej populacji komórek naskórka, keratynocytów, w tym białka strukturalne, białka połączeń międzykomórkowych oraz białka enzymatyczne odpowiedzialne za proteolizę połączeń międzykomórkowych, a także w procesy syntezy i metabolizowania lipidów czy naprawę DNA [4]. Sposób dziedziczenia chorób z zakresu rybiej łuski jest zróżnicowany: wyróżniane jest zarówno dziedziczenie autosomalne dominujące, recesywne jak i sprzężone z chromosomem X [5]. Klinicznymi objawami, charakterystycznymi dla wszystkich typów rybiej łuski są nadmierne rogowacenie naskórka (hiperkeratoza) i/lub jego złuszczanie, obserwowane na całej lub znacznej części powierzchni skóry chorego [5]. Do chorób z grupy rybiej łuski zaliczanych jest 36 podtypów. W niniejszej pracy przedstawiono molekularne mechanizmy prowadzące do rozwoju objawów klinicznych rybiej łuski na przykładach wybranych chorób z grupy MeDOC. BARIERA NASKÓRKOWA Naskórek jest zewnętrzną warstwą skóry, stanowiącą barierę ochronną pomiędzy organizmem a środowiskiem zewnętrznym. Jednym z podstawowych zadań tej bariery jest regulacja przepuszczalności wody i elektrolitów poprzez utrzymanie homeostazy procesu różnicowania się keratynocytów. Proces różnicowania polega na intensywnym dzieleniu się komórek w warstwie podstawnej naskórka i ich migracji poprzez kolejne warstwy (kolczystą, ziarnistą, jasną) aż do ostatniej warstwy rogowej (Ryc. 1), w której martwe komórki naskórka (korneocyty), pozbawione mitochondriów i jądra komórkowego, ulegają złuszczeniu z powierzchni skóry [6,7]. Podstawowe elementy strukturalne tworzące barierę ochronną w obrębie ostatniej warstwy rogowej to koperta rogowa (CE, ang. cornified envelope) otaczająca każdy korneocyt, kompleksy keratyn i filagryny w obrębie korneocytów, blaszki lipidowe wypełniające przestrzeń między korne- 36www.postepybiochemii.pl Ryc. 1. Schemat budowy naskórka. W naskórku wyróżnianych jest 5 warstw rozpoczynając od błony podstawnej: warstwa podstawna intensywnie dzielących się komórek, warstwa kolczysta, warstwa ziarnista (wypełniona ziarnami keratohialiny), warstwa jasna (występująca w obrębie skóry dłoni i stóp) i ostatnia warstwa rogowa. Po prawej stronie ryciny przedstawiony został schematycznie model „cegły i zaprawy” (ang. bricks and mortar) ilustrujący budowę warstwy rogowej naskórka, gdzie korneocyty, wypełnione kompleksami keratyn i filagryny wraz z kopertą białkową stanowią wytrzymały element strukturalny bariery naskórkowej („cegłę”), a otaczająca je koperta lipidowa wraz z blaszkami lipidowymi wypełniającymi przestrzenie między korneocytami zespalają całość tworząc swojego rodzaju „zaprawę”. ocytami oraz połączenia komórkowe zapewniające ścisłe przyleganie do siebie komórek – korneodesmosomy. W wytworzeniu i utrzymaniu tych elementów biorą udział białka strukturalne (m.in. keratyny, inwolukryna, lorykryna, korneodesmosyna), organelle zwane ciałkami blaszkowatymi (LB, ang. lamellar bodies) biorące udział w transporcie lipidów w obrębie keratynocytów oraz enzymy, które ulegają specyficznej dla danych warstw naskórka syntezie m.in. transglutaminazy, proteazy, inhibitory proteaz, enzymy metabolizujące lipidy. Nieprawidłowości w ich budowie i/lub aktywności prowadzą do hiperplazji naskórka oraz zaburzeń złuszczania i mogą dwojako przyczyniać się do zmian kinetyki procesu różnicowania się komórek naskórka prowadząc do retencji czyli zahamowania złuszczania przy prawidłowym tempie odnowy naskórka lub hiperproliferacji naskórka wynikającej z nadmiernego różnicowania się keratynocytów [8]. Koperta rogowa jest nierozpuszczalną strukturą nadającą korneocytom wytrzymałość mechaniczną i składa się z dwóch podstawowych elementów: 1) koperty białkowej, tworzącej się w miejscu zdegradowanej błony komórkowej korneocytów oraz otaczającej jej 2) koperty lipidowej (pojedynczej warstwy ceramidów), która stanowi szkielet dla odkładania się kolejnych warstw blaszek lipidowych, wypełniających przestrzenie międzykomórkowe [7,9-11]. Integrację z kopertą białkową zapewniają oddziaływania kowalencyjne ceramidowej koperty lipidowej z resztami aminokwasowymi białek strukturalnych korneocytów, głównie inwolukryny. Istotną rolę w tworzeniu wiązań między ceramidami i białkami, a także białkami strukturalnymi wchoPostępy Biochemii 62 (1) 2016 dzącymi w skład CE odgrywa enzym transglutaminaza 1 (TGM1; EC:2.3.2.13) [12,13]. Obecność lipidów w warstwie rogowej naskórka jest kluczowa w utrzymaniu bariery ochronnej i zapobieganiu przed nadmierną utratą wody [7]. W ich skład wchodzą ceramidy, cholesterol i wolne kwasy tłuszczowe, a także niewielkie ilości fosfolipidów, katalizowanych do wolnych kwasów tłuszczowych przez fosfolipazę A2 [14]. Lipidy są syntetyzowane w formie prekursorów i transportowane do ciałek blaszkowatych, a następnie dostarczane do przestrzeni międzykomórkowej poprzez fuzję tych struktur z błoną komórkową [15,16]. Ciałka blaszkowate dostarczają również do przestrzeni międzykomórkowej hydrolazy biorące udział w modyfikacji enzymatycznej lipidów, a także peptydy o działaniu przeciwbakteryjnym, m.in. defensynę2β oraz fragment interleukiny-37. Zaburzenie funkcji tych organelli lub zaburzenie procesu metabolizowania transportowanych składników w przestrzeni międzykomórkowej prowadzi nie tylko do przerwania bariery naskórkowej ale również do osłabienia odpowiedzi immunologicznej i zwiększonego ryzyka infekcji [17,18]. Ostatni etap różnicowania się keratynocytów to proces złuszczania kontrolowany aktywnością dwóch grup enzymów: proteinaz, które biorą udział w degradacji białek strukturalnych korneodesmosomów oraz ich inhibitorów, które zapobiegają przedwczesnej aktywacji proteinaz. Budowa bariery ochronnej naskórka jest zgodna z modelem „cegły i zaprawy” (ang. bricks and mortar), gdzie 37 cytoszkielet keratyn i pozostałych białek strukturalnych korneocytów tworzących kopertę białkową odpowiada wytrzymałym elementom konstrukcji („cegły”), a koperta lipidowa wraz z blaszkami lipidowymi, znajdującymi się w przestrzeni międzykomórkowej, zespalają całość stanowiąc swojego rodzaju „zaprawę” (Ryc. 1) [19]. Chociaż sam model jest uproszczony to ilustruje współzależność obydwu elementów tworzących warstwę rogową, niezbędną do utworzenia i utrzymania bariery naskórkowej. Przestrzenna organizacja korneocytów oraz równolegle ułożonych do nich blaszek lipidowych umożliwiają kontrolowany przepływ wody tworząc jednocześnie ochronną barierę przed zewnętrznymi alergenami, patogenami, czynnikami chemicznymi i fizycznymi [8]. PROCES NAPRAWY BARIERY NASKÓRKOWEJ W prawidłowym naskórku naprawa po przerwaniu bariery ochronnej trwa około 3 dni i można wyróżnić w niej następujące etapy: 1) gwałtowne wydzielanie przechowywanych w warstwie ziarnistej ciałek blaszkowatych w przeciągu pierwszych kilkunastu minut od przerwania bariery; 2) zwiększona synteza i dalsze wydzielanie nowych ciałek blaszkowatych, aktywowane między innymi interleukiną1α (wydzielaną w większej ilości przez keratynocyty) w przeciągu kilku pierwszych godzin oraz 3) zwiększona synteza DNA w komórkach naskórka również pod wpływem wzrostu poziomu cytokin [3]. Kluczowym sygnałem do rozpoczęcia wyrzutu ciałek blaszkowatych jest gwałtowny spadek poziomu jonów Ca2+, będący efektem ucieczki tych jonów razem z wodą po przerwaniu bariery ochronnej [20,21]. Synteza nowych ciałek blaszkowatych jest możliwa dzięki zwiększonej aktywności enzymatycznej białek kluczowych w procesie syntezy cholesterolu, wolnych kwasów tłuszczowych i ceramidów (m. in. reduktazy 3-hydroksy-3-metyloglutarylo-koenzymu A – HGM-CoA, karboksylazy acetylo-koenzymu A, syntazy kwasów tłuszczowych, transferazy serynowo-palmitylowej). Ponadto obserwuje się nadekspresję genów kodujących receptory i transportery pośredniczące w pobieraniu z przestrzeni międzykomórkowej lipoprotein i kwasów tłuszczowych (receptor lipoprotein o niskiej gęstości LDL, receptor lipoprotein o wysokiej gęstości SCARB1, transportery kwasów tłuszczowych: FATP-1, FATP-6), które umożliwiają dodatkowe wykorzystanie lipidów podczas wzmożonej syntezy ciałek blaszkowatych [14]. Jednocześnie, następuje obniżenie syntezy białka regulującego wypływ cholesterolu (CERP/transporter z kasetą wiążącą ATP - ABCA1), odpowiedzialnego za transport cholesterolu i fosfolipidów do przestrzeni pozakomórkowej [21]. Wzmożona aktywność i poziom mRNA enzymów zaangażowanych w syntezę ceramidów (glukocerebrozydaza-β i kwaśna sfingomielinaza) umożliwiają tworzenie dojrzałych i funkcjonalnych blaszek lipidowych [14]. Ważną rolę w inicjowaniu wyżej wymienionych procesów prawdopodobnie odgrywają wydzielane przez keratynocyty cytokiny (interleukiny: IL-1α, IL-1β, IL-6), a także czynniki wzrostu (śródbłonka naczyniowego – VEGF, wzrostu nerwów – NGF), których nadprodukcję, towarzyszącą zaburzeniom bariery ochronnej naskórka, zaobserwowano u myszy [22-24]. Istotną rolę w przywró- ceniu bariery ochronnej przypisuje się również rodzinom receptorów jądrowych dla czynników transkrypcyjnych: receptorom aktywowanym przez proliferatory peroksysomów (PPAR-α, PPAR-β/δ, PPAR-γ) oraz receptorom LXR wątroby (LXR-α, LXR-β). Udowodniono, że ich aktywacja przyczynia się do zwiększenia ekspresji genu ABCA12 (odpowiedzialnego za transport glukozoceramidów do LB), stymulacji wydzielania LB oraz nadprodukcji enzymów uczestniczących w tworzeniu międzykomórkowych blaszek lipidowych [25,26]. W przypadku chorób MeDOC, w których obecność mutacji genetycznej prowadzi do zaburzenia bariery naskórkowej, wspomniane procesy naprawcze trwają nieprzerwanie, przyczyniając się do hiperplazji naskórka. W przypadku niektórych postaci rybiej łuski (np. rybia łuska sprzężona z chromosomem X) dochodzi również do hiperkeratozy wywołanej retencją komórek naskórka czyli zahamowaniem procesu złuszczania przy prawidłowym tempie odnowy naskórka [3]. KLASYFIKACJA Rozpoznanie danego typu MeDOC u pacjenta zależy głównie od charakteru specyficznych objawów klinicznych m.in. układu łusek, fenotypu noworodkowego i towarzyszących dodatkowych zmian skórnych i zaburzeń w funkcjonowaniu innych narządów i organów [8]. W aktualnej klasyfikacji wyróżniane są dwa główne typy rybiej łuski: postać niesyndromiczna (izolowana), w której objawy choroby dotyczą tylko skóry oraz postać syndromiczna, w przypadku której na fenotyp choroby składają się również zmiany w obrębie innych organów i narządów (Tab. 1). Kolejne podtypy są wyróżniane na podstawie częstości występowania, sposobu dziedziczenia (autosomalny bądź sprzężony z chromosomem X), wieku pacjenta, w którym zaobserwowano pierwsze objawy choroby (w momencie urodzenia bądź w późniejszych latach życia) [5]. Obraz kliniczny pacjentów posiadających mutacje w różnych genach jest często bardzo zbliżony i niemożliwy do rozróżnienia bez wykonania skomplikowanych badań laboratoryjnych (m.in. analizy wycinka skóry, badań biochemicznych), w tym badań genetycznych. MECHANIZMY PATOGENEZY W CHOROBACH Z GRUPY RYBIEJ ŁUSKI Aktualna wiedza z zakresu patomechanizmu genodermatoz o dziedziczeniu mendlowskim z zaburzeniami rogowacenia dowodzi, iż zarówno w przypadku zaburzeń w strukturze koperty białkowej („cegły”), jak i nieprawidłowości dotyczących koperty lipidowej i międzykomórkowej macierzy lipidowej („zaprawy”), skutek kliniczny jest podobny, nieprawidłowe funkcjonowanie bariery przepuszczalności i utrata wody [8]. Zaburzenia w tej podstawowej funkcji ochronnej naskórka prowadzą do aktywowania mechanizmów naprawczych w naskórku [27,28], których wynikiem jest m.in. obserwowana w rybiej łusce hiperkeratoza i nadmierne złuszczanie [29-31]. Ten model patogenezy wyjaśnia ograniczone spektrum objawów klinicznych w MeDOC przy tak wysoce heterogennym podłożu genetycznym [3]. 38www.postepybiochemii.pl Tab. 1. Klasyfikacja genetycznych chorób skóry z zaburzeniami rogowacenia (MeDOC) [8]. Typ MeDOC Gen Produkt białkowy Częste rybie łuski FLG Rybia łuska syndromiczna (uogólniona) Rybia łuska niesyndromiczna (uogólniona) Rybia łuska zwykła, IV MeDOC zlokalizowane i pozostałe filagryna STS Rybia łuska recesywna sprzężona sulfataza steroidowa z chromosomem X, RXLI Rybia łuska wrodzona o dziedziczeniu autosomalnym recesywnym, ARCI ABCA12 Rybia łuska arlekinowa, HI transporter 12 z kasetą wiążącą ATP TGM1, Rybia łuska blaszkowata, LI transglutaminaza 1, ABCA12, transporter 12 z kasetą wiążącą ATP, NIPAL4, białko 4 z domeną NIPA-podobną, ALOX12B lipoksygenaza 12R TGM1, Erytrodermia ichtiotyczna wrodzona, CIE transglutaminaza 1, ABCA12, transporter 12 z kasetą wiążącą ATP, NIPAL4, białko 4 z domeną NIPA-podobną, ALOX12B, lipoksygenaza 12R, ALOXE3, lipoksygenaza 3, CYP4F22 cytochrom P450 Rybie łuski keratynopatyczne, KI KRT1, Rybia łuska pęcherzowa, EI keratyna 1, KRT10 keratyna 10 KRT2 Rybia łuska pęcherzowa powierzchowna, SEI keratyna 2 Zespoły sprzężone z chromosomem X STS* Rybia łuska recesywna sprzężona sulfataza steroidowa z chromosomem X, RXLI EBP Zespół Conradi-Hünermann-Happle białko wiążące emopamil MBTPS2 Rybia łuska mieszkowa/łysienie/ proteaza błonowa czynnika światłowstręt transkrypcyjnego Zespoły rybiej łuski o dziedziczeniu autosomalnym SPINK5 Zespół Nethertona, NS inhibitor proteazy serynowej LEKTI1 ST14 Zespół rybiej łuski/hipotrichozy matryptaza ERCC2, Wrodzona trichotiodystrofia podjednostka XPD helikazy kompleksu TFIIH, ERCC3, podjednostka XPB helikazy kompleksu TFIIH, GTF2H5 podjednostka 5 czynnika transkrypcyjnego IIH ALDH3A2 Zespół Sjögren-Larsson dehydroksygenaza aldehydów tłuszczowych PHYH Zespół Refsum dehydrogenaza fitynylo-koenzymu A GBA Choroba Gauchera typu 2 glukocerebrozydaza-β GJB2 Zespół KID zapalenie rogówki/ koneksyna 26 rybia łuska/niedosłuch ATP2C1 Choroba Hailey-Hailey, HHD Ca2+-ATPaza typu 2C ATP2A2 Choroba Dariera Ca2+-ATPaza typu 2 w obrębie ER/SER KRT9 Keratodermia dłoni i podeszw stóp, PPK keratyna 9 *w kontekście zespołów związanych z delecją genu STS oraz genów przyległych RYBIA ŁUSKA Z ZABURZENIAMI METABOLIZMU I TRANSPORTU LIPIDÓW Rybia łuska sprzężona z chromosomem X o dziedziczeniu recesywnym, XLRI Zaburzenia w procesach związanych z dostarczaniem prekursorów lipidów do przestrzeni międzykomórkowej i dalszym ich metabolizmem były pierwszym poznanym patomechanizmem chorób z nadmiernym rogowaceniem [32-34]. Mutacje w genach kluczowych dla prawidłowego funkcjonowania tych procesów powodują przerwanie bariery ochronnej naskórka, co prowadzi do hiperkeratozy u pacjentów z MeDOC [35]. Mutacje w genie STS stanowią bezpośrednią przyczynę zmiany struktury i zaburzenia funkcji blaszek lipidowych w rybiej łusce sprzężonej z chromosomem X o dziedziczeniu recesywnym (XLRI, ang. recessive X-linked ichthyosis). Gen STS zlokalizowany jest na chromosomie Xp22.32 i koduje enzym sulfatazę steroidową (poprzednia nazwa arylsulfataza C; EC:3.1.6.2), która powszechnie występuje w naskórku [14] i jest wydzielana razem z innymi hydro- Postępy Biochemii 62 (1) 2016 39 lazami z LB do przestrzeni międzykomórkowej, gdzie bierze udział w przemianie siarczanu cholesterolu do cholesterolu. Cholesterol jest niezbędny do formowania blaszek lipidowych, a obniżenie poziomu siarczanu cholesterolu warunkuje prawidłową proteolizę korneodesmosomów (połączeń między korneocytami) i złuszczanie komórek z powierzchni skóry [36]. Defekt w genie STS powoduje 10-krotny wzrost stężenia siarczanu cholesterolu i przyczynia się dwutorowo do fenotypu rybiej łuski sprzężonej z chromosomem X o dziedziczeniu recesywnym: następują zmiany w budowie międzykomórkowych blaszek lipidowych oraz zahamowanie degradacji korneodesmosomów [36]. W efekcie patomechanizmy te prowadzą do retencji korneocytów, pogrubienia warstwy rogowej naskórka [37] i zaburzeń bariery ochronnej naskórka. Ponadto, badania wskazują również na rolę siarczanu cholesterolu w różnicowaniu się keratynocytów i tworzeniu koperty rogowej poprzez indukcję ekspresji białek filagryny, transglutaminazy 1, inwolukryny, lorykryny [38,39]. Podejrzewa się, że w XLRI procesy te w wyniku akumulacji siarczanu cholesterolu mogą ulegać nadmiernej aktywacji. Rybia łuska wrodzona o dziedziczeniu autosomalnym recesywnym, ARCI Mutacje w genie ABCA12 (chromosom 2q34), w zależności od lokalizacji i konsekwencji ich występowania, mogą odpowiadać za fenotyp rybiej łuski arlekinowej (HI, ang. harlequin ichthyosis), rybiej łuski blaszkowatej (LI, ang. lamellar ichthyosis) lub wrodzonej erytrodermii ichtiotycznej (CIE, ang. congenital ichthyosiform erythroderma). Wszystkie wymienione podjednostki chorobowe zaliczane są do grupy rybiej łuski wrodzonej o dziedziczeniu autosomalnym recesywnym (ARCI, ang. autosomal recessive congenital ichthyosis). Rybia łuska arlekinowa ma najcięższy przebieg kliniczny spośród wszystkich typów uogólnionych genodermatoz o dziedziczeniu mendlowskim z zaburzeniami rogowacenia. U noworodków z rybią łuską arlekinową występuje hiperkeratoza prowadząca do powstania blaszek lub grubych płytek rogowych porozdzielanych rozpadlinami uwidaczniającymi warstwę skóry właściwej. Charakterystyczne u tych pacjentów jest wywinięcie powieki (ectropion) oraz warg (eclobium) [40]. W związku z ograniczeniami ruchów klatki piersiowej spowodowanymi obecnością nadmiernie zrogowaciałych warstw naskórka, często dochodzi do niewydolności oddechowej i śmierci noworodka. W przypadku rybiej łuski blaszkowatej oraz wrodzonej erytrodermii ichtiotycznej u noworodków występuje charakterystyczny fenotyp dziecka kolodionowego (ang. collodion baby), przejściowy stan, w którym noworodki otoczone są przezroczystą błoną, ulegającą pęknięciu w przeciągu kilku dni i złuszczeniu w pierwszych czterech tygodniach życia. Po tym czasie może nastąpić całkowite (ok. 10–25% przypadków), bądź chwilowe ustąpienie objawów chorobowych, a zazwyczaj następuje rozwinięcie rybiej łuski blaszkowatej lub wrodzonej erytrodermii ichtiotycznej [41]. ABCA12 jest białkowym transporterem, należącym do rodziny transporterów posiadających kasetę wiążącą ATP (ABC, ang. ATP-binding cassette) i bierze udział w transporcie glukozoceramidów do LB [14]. Glukozoceramidy są głównymi lipidami wchodzącymi w skład ciałek blaszkowatych, a ich zaburzony transport wynikający z defektu w genie ABCA12 prowadzi do obniżonej ilości LB, a w efekcie do nieprawidłowości w budowie międzykomórkowych blaszek lipidowych. Mutacje genu ABCA12 typu nonsens, których wynikiem jest powstanie przedwczesnego kodonu STOP lub przesunięcie ramki odczytu w regionie wysoce konserwowanym, prowadzą do utraty funkcji białka i fenotypu rybiej łuski arlekinowej [35]. Natomiast mutacje typu missens, prowadzące do zmiany aminokwasu w łańcuchu białkowym transportera ABCA12, występujące w obu allelach genu w układzie homozygotycznym lub złożonym heterozygotycznym, prowadzą do fenotypu rybiej łuski blaszkowatej lub wrodzonej erytrodermii ichtiotycznej [40,42]. RYBIA ŁUSKA Z ZABURZENIAMI KORNEOCYTÓW Rybia łuska blaszkowata, wrodzona erytrodermia ichtiotyczna W przypadku rybiej łuski blaszkowatej (LI) bądź wrodzonej erytrodermii ichtiotycznej (CIE), których przyczyną są mutacje w genie TGM1 zlokalizowanym na chromosomie 14q11.2, występuje niedobór lub obniżona aktywność enzymu transglutaminazy 1. TGM1 razem z transglutaminazami 3 i 5 są kluczowymi enzymami katalizującymi tworzenie wiązań Nε-(γglutamyl)lizynowych między strukturalnymi białkami keratynocytów: inwolukryną (IVL), lorykryną (LOR) oraz małymi białkami bogatymi w prolinę (SPRs, ang. small proline-rich proteins) [43,44], a także zdegradowanymi filamentami keratynowymi cytoszkieletu [45]. Związane białka są następnie odkładane poniżej błony komórkowej i tworzą wysoce nierozpuszczalną strukturę koperty rogowej. Sygnałem do aktywacji transglutaminaz jest dezintegracja błony komórkowej w warstwie ziarnistej i napływ jonów Ca2+ do wnętrza komórki [46] . Wynikiem obecności patogennych mutacji w TGM1 są zaburzenia funkcji enzymatycznych transglutaminazy 1, czego konsekwencją jest brak możliwości utworzenia prawidłowej koperty białkowej stanowiącej szkielet dla koperty lipidowej i, w efekcie, występowanie pofragmentowanych i skróconych blaszek lipidowych macierzy pozakomórkowej [47]. Analogiczny mechanizm patogenezy występuje w keratodermii z mutacjami genu LOR kodującego lorykrynę (rybia łuska klasyfikowana do MeDOC o zlokalizowanym przebiegu), która jest głównym składnikiem strukturalnym CE [48]. Dodatkowo w przypadku rybiej łuski blaszkowatej i wrodzonej erytrodermii ichtiotycznej warunkowanych mutacjami w genie TGM1, zaburzenie procesu tworzenia koperty lipidowej na powierzchni korneocytów może wynikać z faktu, że nieaktywny enzym TGM1 nie może brać 40www.postepybiochemii.pl udziału w tworzeniu wiązań między ceramidami a białkami koperty rogowej [18,49]. Mutacje w genie TGM1 mogą być również związane z występowaniem fenotypu samo-leczącej postaci dziecka kolodionowego. Badania przeprowadzone u pacjentów z mutacją p.Asp490Gly sugerują, że u płodu, w warunkach podwyższonego ciśnienia hydrostatycznego w macicy, zmutowany enzym TGM1 jest zablokowany w konformacji nieaktywnej przez schelatowane cząsteczki wody. Po porodzie, po uwolnieniu cząsteczek wody enzym przybiera prawdopodobnie częściowo aktywną formę przestrzenną, co może wyjaśniać poprawę stanu zdrowia u noworodków w kolejnych tygodniach życia [50]. Rybie łuski keratynopatyczne Mutacje w genach kodujących keratyny: KRT1, KRT10, KRT9, KRT2e są odpowiedzialne za fenotyp chorób z grupy rybiej łuski określanych terminem „keratynopatycznych” (ang. keratinopatic ichthyoses). Keratyny stanowią główne białko strukturalne keratynocytów i tworzą charakterystyczną sieć filamentów pośrednich w obrębie całej cytoplazmy aż do połączeń międzykomórkowych (desmosomów i hemidesmosomów). Białka te dzielą się na dwie grupy: keratyny kwaśne typu I (np. KRT10, KRT9, KRT14) oraz zasadowe lub obojętne typu II (np. KRT1, KRT2e, KRT5), i ulegają koprodukcji podczas różnicowania komórek naskórka tworząc heterotypowe pary łańcuchów keratynowych typu I i typu II. W początkowych etapach procesu rogowacenia filamenty pośrednie, zbudowane z keratyn 1 oraz 10 (KRT1, KRT10), zastępują istniejący szkielet białek keratyny 5 oraz 14 (KRT5, KRT14). W niektórych obszarach skóry następuje specyficzna nadprodukcja innych keratyn: KRT9 w regionach podeszw stóp i wnętrz dłoni, czy KRT2e w miejscach, gdzie naskórek jest zgrubiały [7]. W dalszych etapach, filamenty keratynowe ulegają agregacji pod wpływem działania białek filagryny. W ten sposób powstaje wysoce uporządkowana i gęsto upakowana sieć kompleksów keratyn i filagryny, a komórka keratynocytu przyjmuje spłaszczony kształt, charakterystyczny dla warstwy rogowej. Geny KRT10 (chromosom 17q21) oraz KRT1 (chromosom 12q13.13) ulegają specyficznej ekspresji w warstwie kolczystej i ziarnistej naskórka. Konsekwencją mutacji w tych genach są prawdopodobnie zaburzenia procesu wydzielania LB do przestrzeni międzykomórkowej [51], co przyczynia się do niedostatecznej ilości i nieprawidłowej organizacji blaszek lipidowych, a także obniżenia poziomu enzymów biorących udział w ich metabolizowaniu. Dodatkowo, obniżony poziom proteolitycznych enzymów w przestrzeni międzykomórkowej może zaburzać proces złuszczania komórek. Nie obserwuje się natomiast nieprawidłowości w budowie szkieletu filamentowego korneocytów [3]. na chromosomie 1q21.3, w którym mapuje się 14 genów kodujących białka wchodzące w skład CE (m.in. inwolukryna, lorykryna) [52]. Produktem białkowym tego genu jest profilagryna, która stanowi główny składnik ziaren keratohialiny, wypełniających komórki keratynocytów w warstwie ziarnistej naskórka (Ryc. 1). Profilagryna składa się z 10-12 polipeptydowych jednostek filagryny, charakteryzujących się wysoką homologią wobec siebie. Podczas różnicowania białko to ulega defosforylacji i obróbce proteolitycznej do filagryny (FLG). FLG charakteryzuje się zdolnością do agregacji cytoszkieletu filamentów pośrednich [53], co przyczynia się do przyjęcia przez komórkę charakterystycznego, spłaszczonego kształtu w dalszym etapie rogowacenia. Białka filagryny razem z keratynami stanowią do 90% masy białkowej obecnej w naskórku [7]. W końcowych etapach rogowacenia FLG ulega degradacji do aminokwasów i kwasów polikarboksylowych [54,55], które wypełniają cytoplazmę korneocytów. Stanowią one czynnik nawilżający pośredniczący w utrzymaniu odpowiedniego uwodnienia warstwy rogowej [56] i obniżeniu pH na powierzchni skóry [57,58]. W związku z tym, produkty degradacji kompleksów keratyn i filagryny stanowią, obok koperty rogowej i międzykomórkowych blaszek lipidowych, podstawowy element utrzymujący barierę naskórkową [45]. Mutacje w FLG powodują brak lub zmniejszoną ilość i nieprawidłową wielkość ziaren keratohialiny, co jest charakterystyczne w obrazie histopatologicznym u pacjentów z fenotypem rybiej łuski zwykłej (IV, ang. ichthyosis vulgaris) [59-61]. Rybia łuska zwykła rozwija się zwykle u osób, które mają mutacje w obu allelach genu FLG. Tym niemniej obecność mutacji tylko w jednym allelu genu może być związana z występowaniem atopowego zapalenia skóry [62]. Dlatego w przypadku genu FLG mówi się o dziedziczeniu autosomalnym dominującym z niepełną penetracją. Ze względu na zachowane prawidłowe pośrednie filamenty keratynowe u pacjentów z rybią łuską zwykłą, sugeruje się że monomery filagryny nie są niezbędne do agregacji keratyn podczas procesu rogowacenia naskórka [3,59,63]. W związku z tym prawdopodobny patomechanizm rybiej łuski zwykłej jest związany z mniejszym uwodnieniem korneocytów oraz wzrostem poziomu pH warstwy rogowej naskórka, co z kolei może prowadzić do aktywacji proteaz serynowych [3,64]. Ponieważ FLG pośredniczy w przyłączaniu keratyn do CE podczas procesu rogowacenia naskórka, to zaburzenie jej prawidłowych funkcji może również prowadzić do powstania nieprawidłowej struktury CE [65]. W proponowanych modelach patogenezy IV następują nieprawidłowości w budowie koperty rogowej, stanowiącej szkielet do utworzenia koperty lipidowej oraz w złuszczaniu korneocytów w warunkach zwiększonej wilgotności i tarcia (np. podczas kąpieli) poprzez utratę zdolności tych komórek do pochłaniania wody [3,65]. Rybia łuska zwykła RYBIA ŁUSKA Z ZABURZENIAMI POŁĄCZEŃ MIĘDZYKOMÓRKOWYCH I PROCESU ZŁUSZCZANIA Przyczyną występowania rybiej łuski zwykłej są mutacje genu FLG, zlokalizowanego w obrębie kompleksu różnicowania naskórka (EDC, ang. epidermal differentiation complex) Prawidłowe złuszczanie korneocytów z powierzchni skóry warunkowane jest działaniem proteaz, które degradują korneodesmosomy, i których aktywność zależy od Postępy Biochemii 62 (1) 2016 41 pH naskórka oraz działania inhibitorów proteaz [67,68]. W przypadku chorób z grupy MeDOC, proces ten jest zawsze zaburzony. Jednym z możliwych mechanizmów prowadzących do nieprawidłowego złuszczania jest zmieniona aktywność niektórych proteaz, spowodowana zwiększonym poziomem pH w warstwie rogowej naskórka u pacjentów z rybią łuską [30]. Zespół Nethertona Obok aktywności proteaz, kluczowe w utrzymaniu prawidłowego procesu złuszczania są ich inhibitory, które zapobiegają przedwczesnej degradacji połączeń międzykomórkowych. Najistotniejszym wydaje się być inhibitor białkowy LEKTI-1 (ang. lymphoepithelial Kazal-type inhibitor), którego cząsteczki jako jedyne spośród pozostałych inhibitorów nie posiadają domeny wiążącej TGM1 i nie są wbudowywane w CE [9,69]. Większa dostępność cząsteczek inhibitora LEKTI-1 sugeruje, że pełni on kluczową rolę w hamowaniu aktywności proteaz [8], a zaburzenia jego aktywności powiązano z patogenezą zespołu Nethertona (NS, ang. Netherton Syndrome). Enzym LEKTI-1 jest kodowany przez gen SPINK5, zlokalizowany na chromosomie 5q32, który ulega ekspresji między innymi w warstwie ziarnistej i rogowej naskórka, gdzie LEKTI1 pełni funkcję inhibitora proteaz serynowych (SP). Mutacje w obu allelach genu SPINK5 powodują zaburzenie funkcji LEKTI-1, co prowadzi do nadmiernej aktywności proteaz serynowych [70] i przedwczesnej degradacji E-kadheryn wchodzących w skład korneodesmosomów [71]. W efekcie warstwa rogowa naskórka jest dużo cieńsza niż w naskórku prawidłowym. Nadmierna aktywność proteaz serynowych powoduje również inaktywację zewnątrzkomórkowych hydrolaz biorących udział w tworzeniu międzykomórkowych blaszek lipidowych [70]. Zarówno zbyt cienka warstwa rogowa jak i zaburzona struktura blaszek lipidowych prowadzą do dysfunkcji bariery naskórkowej. Dodatkowo, niedobór LEKTI-1 przyczynia się do rozwoju zapalenia, gdyż SP aktywują cytokiny inicjujące odpowiedź zapalną typu Th2 oraz IL-1α/β [72], które uruchamiają kaskadę cytokin [73]. Obok objawów ze strony skóry (erytrodermia, obecność łusek, którym często towarzyszy atopia), charakterystyczne dla większości pacjentów z NS są łamliwe włosy o nieprawidłowej budowie, zwane „łodygą bambusa” (ang. trichorrrhexis invaginata/bamboo hair). PROCESY KOMPENSACJI W CHOROBACH RYBIEJ ŁUSKI Pomimo faktu, że znanych jest ponad 35 genów związanych z patogenezą MeDOC, w prostym ujęciu można stwierdzić, że skutki braku lub nieprawidłowej funkcji produktów białkowych kodowanych przez te geny mogą być trojakie: 1) nieprawidłowy skład lipidowy zewnątrzkomórkowych blaszek lipidowych prowadzący do ich rozwarstwienia; 2) niewystarczająca ilość ciałek blaszkowatych (struktury komórkowe, w których gromadzone są lipidy prekursorowe); 3) nieprawidłowa budowa korneocytów dla organizacji blaszek lipidowych [3]. Wynikiem powyższych nieprawidłowości może być zwiększona synteza lipidów naskórka, jego hiperplazja oraz rozwój stanu zapalnego. W efekcie dochodzi także do zaburzeń rogowacenia (i w konsekwencji powstania objawu rybiej łuski), co może być bezpośrednim wynikiem opóźnionej (np. w rybiej łusce sprzężonej z chromosomem X) lub nadmiernej proteolizy korneodesmosomów (np. zespół Nethertona), hiperplazji naskórka bez etapu finalnego różnicowania się korneocytów (np. niektóre przypadki wrodzonej rybiej łuski o dziedziczeniu autosomalnym recesywnym), bądź obniżonego uwodnienia korneocytów (np. rybia łuska zwykła) [3]. Pomimo podobieństw w przebiegu niektórych typów MeDOC, molekularne mechanizmy „naprawcze” prowadzące do hiperkeratynizacji mogą mieć jednak bardzo odmienny przebieg. Tak jest w przypadku dwóch najczęstszych odmian MeDOC: rybiej łuski zwykłej (IV) i rybiej łuski sprzężonej z chromosomem X (XLI). W rybiej łusce zwykłej odwodnione komórki o nieprawidłowej morfologii (na skutek mutacji w genie FLG) ulegają szybszemu złuszczaniu, co indukuje hiperplazję naskórka [74]. W rybiej łusce sprzężonej z chromosomem X w efekcie braku aktywnej sulfatazy steroidowej dochodzi do akumulacji siarczanu cholesterolu i inhibicji proteaz serynowych, co obniża tempo złuszczania korneocytów i sprzyja ich retencji [3]. Wydaje się zatem, że w przypadku rybiej łuski zwykłej, gdzie następuje indukcja hiperplazji naskórka, dochodzi do aktywacji bardziej skomplikowanych szlaków naprawczych. Rzeczywiście, wykazano, że u pacjentów z IV obserwuje się zaburzenie ekspresji aż 3299 genów, głównie związanych z indukcją odpowiedzi prozapalnej, adhezją komórkową, regulacją aktywności cytoszkieletu i ścieżkami sygnalnymi zależnymi od Ca2+. U osób z rybią łuską sprzężoną z chromosomem X badanie ekspresji genów przeprowadzono na mniejszą skalę, ale wykazano, iż tylko 27 z 86 badanych ulega zmienionej ekspresji i tylko 7 genów jest wspólnych dla IV i XLI [75]. Zarówno profil syntezy białek, jak transkrypcji mRNA nie były nigdy badane w większości innych typów MeDOC, dlatego porównanie molekularnych mechanizmów naprawczych w szerszym kontekście nie jest na razie możliwe. Jednakże dostępne dane, m.in. wyniki badań nad profilem lipidowym w różnych typach MeDOC oraz badań na modelach zwierzęcych, dowodzą, że mechanizmy związane z próbą naprawy/kompensacji defektu bariery naskórkowej są znacznie zróżnicowane w poszczególnych chorobach typu MeDOC [76]. PODSUMOWANIE Barierę ochronną w obrębie warstwy rogowej naskórka utrzymują cztery podstawowe elementy strukturalne: koperta rogowa korneocytów zbudowana z białek strukturalnych oraz pojedynczej warstwy lipidów, kompleksy keratyn i filagryny wypełniające korneocyty, blaszki lipidowe w przestrzeni międzykomórkowej oraz korneodesmosomy. Mutacje w genach, których produkty białkowe zapewniają prawidłową syntezę i funkcjonowanie wyżej wymienionych elementów bariery skutkują zaburzeniem procesu 42www.postepybiochemii.pl rogowacenia, co jest charakterystyczne w patomechanizmie chorób z grupy rybiej łuski. W efekcie dochodzi do nieprawidłowości w barierze naskórkowej i uruchomienia procesów kompensacyjnych, których wynikiem są obserwowane u chorych z rybią łuską zaburzenia złuszczania oraz hiperkeratoza. Wrodzone zaburzenia bariery naskórkowej, występujące u chorych na rybia łuskę, u których mechanizmy molekularne zaangażowane w procesy jej „naprawy” utrzymują się przez całe życie pacjenta, stanowią unikatowe modele do badania tychże procesów. Poznanie i zrozumienie szlaków komórkowych odpowiedzialnych za prawidłową funkcję bariery naskórkowej umożliwi nie tylko lepsze zrozumienie biologii naskórka, ale także potencjalne opracowanie terapii personalizowanych dla chorych na genodermatozy o dziedziczeniu mendlowskim z zaburzeniami rogowacenia oraz innych osób z dysfunkcjami bariery naskórkowej, m.in. z tak powszechnymi schorzeniami jak atopowe zapalenie skóry czy łuszczyca. Aktualnie stosowane terapie w chorobach z grupy rybiej łuski polegają na leczeniu objawowym, którego celem jest ograniczenie nadmiernego złuszczania i suchości skóry (m.in. kąpiele z mechanicznym usuwaniem zgrubień naskórka, miejscowa aplikacja środków nawilżających i keratolitycznych, systemiczna terapia ustnie podawanymi lekami keratolitycznymi) [77]. PIŚMIENNICTWO 1. Wells RS (1966) Ichthyosis. Br Med J 2: 1504-1506 2] Bale SJ, Richard G (2001) Autosomal Recessive Congenital Ichthyosis. In: GeneReviews™2001, Pagon RA, Bird TD, Dolan CR i in. (edytorzy), University of Washington, Seattle 1993-2016 3. Schmuth M, Gruber R, Elias PM, Williams ML (2007) Ichthyosis update: towards a function-driven model of pathogenesis of the disorders of cornification and the role of corneocyte proteins in these disorders. Adv Dermatol 23: 231-256 4. Schmuth M, Martinz V, Janecke AR, Fauth C, Schossig A, Zschocke J, Gruber R (2013) Inherited ichthyoses/generalized Mendelian disorders of cornification. Eur J Hum Genet 21: 123-133 5. Oji V, Tadini G, Akiyama M, Blanchet Bardon C, Bodemer C, Bourrat E, Coudiere P, DiGiovanna JJ, Elias P, Fischer J, Fleckman P, Gina M, Harper J, Hashimoto T, Hausser I, Hennies HC, Hohl D, Hovnanian A, Ishida-Yamamoto A, Jacyk WK, Leachman S, Leigh I, Mazereeuw-Hautier J, Milstone L, Morice-Picard F, Paller AS, Richard G, Schmuth M, Shimizu H, Sprecher E, Van Steensel M, Taïeb A, Toro JR, Vabres P, Vahlquist A, Williams M, Traupe H (2010) Revised nomenclature and classification of inherited ichthyoses: results of the First Ichthyosis Consensus Conference in Sorèze 2009. J Am Acad Dermatol 63: 607641 6. Serre G, Mils V, Haftek M, Vincent C, Croute F, Réano A, Ouhayoun JP, Bettinger S, Soleilhavoup JP (1991) Identification of late differentiation antigens of human cornified epithelia, expressed in re-organized desmosomes and bound to cross-linked envelope. J Invest Dermatol 97: 1061-1072 7. Candi E, Schmidt R, Melino G (2005) The cornified envelope: a model of cell death in the skin. Nat Rev Mol Cell Biol 6: 328-340 8. Elias PM, Williams ML, Crumrine D, Schmuth M (2010) Focuses solely on generalized, inherited (Mendelian) disorders of cornification (DOC or MeDOC). Introduction. Curr Probl Dermatol 39: 29 9. Reichert U, Michel S, Schmidt R (1993) The cornified envelope: a key structure of terminally differentiating keratinocytes. In: molecular biology of the skin: the keratinocyte, Darmon M, Blumenberg M (edytorzy) Academic Press, London, 1993: 107 Postępy Biochemii 62 (1) 2016 10.Goldstein AM, Abramovits W (2003) Ceramides and the stratum corneum: structure, function, and new methods to promote repair. Int J Dermatol 42: 256-259 11.Baroni A, Buommino E, De Gregorio V, Ruocco E, Ruocco V, Wolf R (2012) Structure and function of the epidermis related to barrier properties. Clin Dermatol 30: 257-262 12.Marekov LN, Steinert PM (1998) Ceramides are bound to structural proteins of the human foreskin epidermal cornified cell envelope. J Biol Chem 273(28): 17763-17770 13.Nemes Z, Marekov LN, Fésüs L, Steinert PM (1999) A novel function for transglutaminase 1: attachment of long-chain omega-hydroxyceramides to involucrin by ester bond formation. Proc Natl Acad Sci USA 96: 8402-8407 14.Feingold KR (2007) Thematic review series: skin lipids. The role of epidermal lipids in cutaneous permeability barrier homeostasis. J Lipid Res 48: 2531-2546 15.Bouwstra JA, Honeywell-Nguyen PL, Gooris GS, Ponec M (2003) Structure of the skin barrier and its modulation by vesicular formulations. Prog Lipid Res 42: 1-36 16.Madison KC (2003) Barrier function of the skin: ‘la raison d’etre’ of the epidermis. J Invest Dermatol 121: 231-241 17.Oren A, Ganz T, Liu L, Meerloo T (2003) In human epidermis, beta-defensin 2 is packaged in lamellar bodies. Exp Mol Pathol 74: 180-182 18.Braff MH, Di Nardo A, Gallo RL (2005) Keratinocytes store the antimicrobial peptide cathelicidin in lamellar bodies. J Invest Dermatol 124: 394-400 19.Nemes Z, Steinert PM (1999) Bricks and mortar of the epidermal barrier. Exp Mol Med 31: 5-19 20.Menon GK, Elias PM, Lee SH, Feingold KR (1992) Localization of calcium in murine epidermis following disruption and repair of the permeability barrier. Cell Tissue Res 270: 503-512 21.Feingold KR, Denda M (2012) Regulation of permeability barrier homeostasis. Clin Dermatol 30: 263-268 22.Wood LC, Jackson SM, Elias PM, Grunfeld C, Feingold KR (1992) Cutaneous barrier perturbation stimulates cytokine production in the epidermis of mice. J Clin Invest 90: 482-487 23.Wood LC, Stalder AK, Liou A, Campbell IL, Grunfeld C, Elias PM, Feingold KR (1997) Barrier disruption increases gene expression of cytokines and the 55 kD TNF receptor in murine skin. Exp Dermatol 6: 98-104 24.Liou A, Elias PM, Grunfeld C, Feingold KR, Wood LC (1997) Amphiregulin and nerve growth factor expression are regulated by barrier status in murine epidermis. J Invest Dermatol 108: 73-77 25.Schmuth M, Jiang YJ, Dubrac S, Elias PM, Feingold KR (2008) Thematic review series: skin lipids. Peroxisome proliferator-activated receptors and liver X receptors in epidermal biology. J Lipid Res 49: 499-509 26.Man MQ, Choi EH, Schmuth M, Crumrine D, Uchida Y, Elias PM, Holleran WM, Feingold KR (2006) Basis for improved permeability barrier homeostasis induced by PPAR and LXR activators: liposensors stimulate lipid synthesis, lamellar body secretion, and post-secretory lipid processing. J Invest Dermatol 126: 386-392 27.Winge MC, Hoppe T, Berne B, Vahlquist A, Nordenskjöld M, Bradley M, Törmä H (2011) Filaggrin genotype determines functional and molecular alterations in skin of patients with atopic dermatitis and ichthyosis vulgaris. PLoS One 12: e28254 28.Williams ML, Elias PM (1993) From basketweave to barrier. Unifying concepts for the pathogenesis of the disorders of cornification. Arch Dermatol 129: 626-629 29.Traupe H, Judith F, Oji V (2014) Nonsyndromic types of ichthyoses – an uptade. J Dtsch Dermatol Ges 12: 109-121 30.Elias PM (2005) Stratum corneum defensive functions: an integrated view. J Invest Dermatol 125: 183-200 31.Elias PM, Cullander C, Mauro T, Rassner U, Kömüves L, Brown BE, Menon GK (1998) The secretory granular cell: the outermost granular cell as a specialized secretory cell. J Investig Dermatol Symp Proc 3: 87-100 43 32.Williams ML, Elias PM (1981) Stratum corneum lipids in disorders of cornification: increased cholesterol sulfate content of stratum corneum in recessive x-linked ichthyosis. J Clin Invest 68: 1404-1410 33.Epstein EHJ, Williams ML, Elias PM (1981) Steroid sulfatase, X-linked ichthyosis and stratum corneum cell cohesion. Arch Dermatol 117: 761-763 34.Elias PM, Williams ML, Maloney ME, Bonifas JA, Brown BE, Grayson S, Epstein EHJ (1984) Stratum corneum lipids in disorders of cornification. Steroid sulfatase and cholesterol sulfate in normal desquamation and the pathogenesis of recessive X-linked ichthyosis. J Clin Invest 74: 1414-1421 35.Akiyama M (2006) Harlequin ichthyosis and other autosomal recessive congenital ichthyoses: the underlying genetic defects and pathomechanisms. J Dermatol Sci 42: 83-89 36.Elias PM, Crumrine D, Rassner U, Hachem JP, Menon GK, Man W, Choy MH, Leypoldt L, Feingold KR, Williams ML (2004) Basis for abnormal desquamation and permeability barrier dysfunction in RXLI. J Invest Dermatol 122: 314-319 37.Elias PM, Williams ML, Holleran WM, Jiang YJ, Schmuth M (2008) Pathogenesis of permeability barrier abnormalities in the ichthyoses: inherited disorders of lipid metabolism. J Lipid Res 49: 697-714 38.Denning MF, Kazanietz MG, Blumberg PM, Yuspa SH (1995) Cholesterol sulfate activates multiple protein kinase C isoenzymes and induces granular cell differentiation in cultured murine keratinocytes. Cell Growth Differ 6: 1619-1626 39.Hanley K, Wood L, Ng DC, He SS, Lau P, Moser A, Elias PM, Bikle DD, Williams ML, Feingold KR (2001) Cholesterol sulfate stimulates involucrin transcription in keratinocytes by increasing Fra-1, Fra-2, and Jun D. J Lipid Res 42: 390-398 40.Akiyama M, Sugiyama-Nakagiri Y, Sakai K, McMillan JR, Goto M, Arita K, Tsuji-Abe Y, Tabata N, Matsuoka K, Sasaki R, Sawamura D, Shimizu H (2005) Mutations in ABCA12 in harlequin ichthyosis and functional rescue by corrective gene transfer. J Clin Invest 115: 17771784 41.Vahlquist A, Bygum A, Gånemo A, Virtanen M, Hellström-Pigg M, Strauss G, Brandrup F, Fischer J (2010) Genotypic and clinical spectrum of self-improving collodion ichthyosis: ALOX12B, ALOXE3, and TGM1 mutations in Scandinavian patients. J Invest Dermatol 130: 438443 42]Lefèvre C, Audebert S, Jobard F, Bouadjar B, Lakhdar H, Boughdene-Stambouli O, Blanchet-Bardon C, Heilig R, Foglio M, Weissenbach J, Lathrop M, Prud’homme JF, Fischer J (2003) Mutations in the transporter ABCA12 are associated with lamellar ichthyosis type 2. Hum Mol Genet 12: 369-2378 43.Steven AC, Steinert PM (1994) Protein composition of cornified cell envelopes of epidermal keratinocytes. J Cell Sci 107: 693-700 51.Schmuth M, Yosipovitch G, Williams ML, Weber F, Hintner H, Ortiz-Urda S, Rappersberger K, Crumrine D, Feingold KR, Elias PM (2001) Pathogenesis of the permeability barrier abnormality in epidermolytic hyperkeratosis. J Invest Dermatol 117: 837-847 52.South AP, Cabral A, Ives JH, James CH, Mirza G, Marenholz I, Mischke D, Backendorf C, Ragoussis J, Nizetic D (1999) Human epidermal differentiation complex in a single 2.5 Mbp long continuum of overlapping DNA cloned in bacteria integrating physical and transcript maps. J Invest Dermatol 112: 910-918 53.Steinert PM, Cantieri JS, Teller DC, Lonsdale-Eccles JD, Dale BA (1981) Characterization of a class of cationic proteins that specifically interact with intermediate filaments. Proc Natl Acad Sci USA 78: 4097-4101 54.Scott IR, Harding CR, Barrett JG (1982) Histidine-rich protein of the keratohyalin granules. Source of the free amino acids, urocanic acid and pyrrolidone carboxylic acid in the stratum corneum. Biochim Biophys Acta 719: 110-117 55.Rawlings AV, Scott IR, Harding CR, Bowser PA (1994) Stratum corneum moisturization at the molecular level. J Invest Dermatol Nov 103: 731-741 56.Scott IR, Harding CR (1986) Filaggrin breakdown to water binding compounds during development of the rat stratum corneum is controlled by the water activity of the environment. Dev Biol 115: 84-92 57.Rawlings AV, Harding CR (2004) Moisturization and skin barrier function. Dermatol Ther 17: 43-48 58.Elias PM, Choi EH (2005) Interactions among stratum corneum defensive functions. Exp Dermatol 14: 719-726 59.Sybert VP, Dale BA, Holbrook KA (1985) Ichthyosis vulgaris: identification of a defect in synthesis of filaggrin correlated with an absence of keratohyaline granules. J Invest Dermatol 84: 191-194 60.Gruber R, Janecke A, Fauth C, Utermann G, Fritsch P, Schmuth M (2007) Filaggrin mutations p.R501X and c.2282del4 in ichthyosis vulgaris. Eur J Hum Genet 15: 179-184 61.Nomura T, Sandilands A, Akiyama M, Liao H, Evans AT, Sakai K, Ota M, Sugiura H, Yamamoto K, Sato H, Palmer CN, Smith FJ, McLean WH, Shimizu H (2007) Unique mutations in the filaggrin gene in Japanese patients with Ichthyosis vulgaris and atopic dermatitis. J Allergy Clin Immunol 119: 434-440 62.Palmer CN, Irvine AD, Terron-Kwiatkowski A, Zhao Y, Liao H, Lee SP, Goudie DR, Sandilands A, Campbell LE, Smith FJ, O’Regan GM, Watson RM, Cecil JE, Bale SJ, Compton JG, DiGiovanna JJ, Fleckman P, Lewis-Jones S, Arseculeratne G, Sergeant A, Munro CS, El Houate B, McElreavey K, Halkjaer LB, Bisgaard H, Mukhopadhyay S, McLean WH (2006) Common loss-of-function variants of the epidermal barrier protein filaggrin are a major predisposing factor for atopic dermatitis. Nat Genet 38: 441-446 44.Kalinin A, Marekov LN, Steinert PM (2001) Assembly of the epidermal cornified cell envelope. J Cell Sci 114: 3069-3070 63.Fleckman P, Holbrook KA, Dale BA, Sybert VP (1987) Keratinocytes cultured from subjects with ichthyosis vulgaris are phenotypically abnormal. J Invest Dermatol 88: 640-645 45.Akiyama M, Shimizu H (2008) An update on molecular aspects of the non-syndromic ichthyoses. Exp Dermatol 17: 373-382 64.Elias PM, Williams ML, Crumrine D, Schmuth M (2010) Inherited disorders of corneocyte proteins. Curr Probl Dermatol 39: 98-131 46.Segre JA (2006) Epidermal barrier formation and recovery in skin disorders. J Clin Invest 116: 1150-1158 65.Takahashi M, Tezuka T, Katunuma N (1996) Filaggrin linker segment peptide and cystatin alpha are parts of a complex of the cornified envelope of epidermis. Arch Biochem Biophys 329: 123-126 47.Huber M, Rettler I, Bernasconi K, Frenk E, Lavrijsen SP, Ponec M, Bon A, Lautenschlager S, Schorderet DF, Hohl D (1995) Mutations of keratinocyte transglutaminase in lamellar ichthyosis. Science 267: 525-528 48.Schmuth M, Fluhr JW, Crumrine DC, Uchida Y, Hachem JP, Behne M, Moskowitz DG, Christiano AM, Feingold KR, Elias PM (2004) Structural and functional consequences of loricrin mutations in human loricrin keratoderma (Vohwinkel syndrome with ichthyosis). J Invest Dermatol 122: 909-922 49.Nemes Z, Marekov LN, Steinert PM (1999) Involucrin cross-linking by transglutaminase 1. Binding to membranes directs residue specificity. J Biol Chem 274: 11013-11021 50.Raghunath M, Hennies HC, Ahvazi B, Vogel M, Reis A, Steinert PM, Traupe H (2003) Self-healing collodion baby: a dynamic phenotype explained by a particular transglutaminase-1 mutation. J Invest Dermatol 120: 224-228 66.Schmuth M, Crumrine D, Presland RB, Fleckman P, Fritsch PO, Elias PM (2005) Basis for the epidermal functional abnormalities in granular layer-absent (AGL) vs. -present (PGL) ichthyosis vulgaris. J Invest Dermatol 124: A72 67.Caubet C, Jonca N, Brattsand M, Guerrin M, Bernard D, Schmidt R, Egelrud T, Simon M, Serre G (2004) Degradation of corneodesmosome proteins by two serine proteases of the kallikrein family, SCTE/ KLK5/hK5 and SCCE/KLK7/hK7. J Invest Dermatol 122: 1235-1244 68.Egelrud T (2000) Desquamation in the stratum corneum. Acta Derm Venereol Suppl (Stockh) 208: 44–50 69.Zeeuwen PL (2004) Epidermal differentiation: the role of proteases and their inhibitors. Eur J Cell Biol 83(11-12): 761-773 70.Hachem JP, Wagberg F, Schmuth M, Crumrine D, Lissens W, Jayakumar A, Houben E, Mauro TM, Leonardsson G, Brattsand M, Egelrud 44www.postepybiochemii.pl T, Roseeuw D, Clayman GL, Feingold KR, Williams ML, Elias PM (2006) Serine protease activity and residual LEKTI expression determine phenotype in Netherton syndrome. J Invest Dermatol 126: 16091621 71.Descargues P, Deraison C, Prost C, Fraitag S, Mazereeuw-Hautier J, D’Alessio M, Ishida-Yamamoto A, Bodemer C, Zambruno G, Hovnanian A (2006) Corneodesmosomal cadherins are preferential targets of stratum corneum trypsin- and chymotrypsin-like hyperactivity in Netherton syndrome. J Invest Dermatol 126: 1622-1632 72.Briot A, Deraison C, Lacroix M, Bonnart C, Robin A, Besson C, Dubus P, Hovnanian A (2009) Kallikrein 5 induces atopic dermatitis-like lesions through PAR2-mediated thymic stromal lymphopoietin expression in Netherton syndrome. J Exp Med 206: 1135-1147 74.Thyssen JP, Godoy-Gijon E, Elias PM (2013) Ichthyosis vulgaris: the filaggrin mutation disease. Br J Dermatol 168: 1155-1166 75.Hoppe T, Winge MC, Bradley M, Nordenskjöld M, Vahlquist A, Berne B, Törmä H (2012) X-linked recessive ichthyosis: an impaired barrier function evokes limited gene responses before and after moisturizing treatments. Br J Dermatol 167: 514-522 76.Winge MC, Hoppe T, Berne B, Vahlquist A, Nordenskjöld M, Bradley M, Törmä H (2011) Filaggrin genotype determines functional and molecular alterations in skin of patients with atopic dermatitis and ichthyosis vulgaris. PLoS One 6: e28254 77.Rodríguez-Pazos L, Ginarte M, Vega A, Toribio J (2013) Autosomal recessive congenital ichthyosis. Actas Dermosifiliogr 104: 270-284 73.Elias PM (1996) Stratum corneum architecture, metabolic activity and interactivity with subjacent cell layers. Exp Dermatol 5: 191-201 Epidermal barrier – molecular structure and disorders in selected ichthyoses Dominika Śniegórska1*, Cezary Kowalewski2, Katarzyna Wertheim-Tysarowska1 Department of Medical Genetics, Institute of Mother and Child, Kasprzaka 17a, 01-211 Warsaw, Poland Department of Dermatology and Immunodermatology, Medical University of Warsaw, Chalubinskiego 5, 02-004 Warsaw, Poland 1 2 e-mail: [email protected] Key words: Ichthyosis, MeDOC, cornification, cornified envelope, epidermal barrier, genodermatoses ABSTRACT Ichthyosis is a rare, clinically heterogeneous group of 36 skin diseases with Mendelian inheritance, characterized by disorders of cornification (MeDOC, Mendelian Disorders Of Cornification). Currently there are 35 genes known which mutations are a molecular cause of different MeDOC. They encode proteins involved in the processes of keratinocytes differentiation, lipid synthesis and metabolism and DNA repair. Despite of this high molecular heterogeneity that leads to dysfunction and structure disorder of various epidermal components, the secondary effect of mutations in different genes is similar – disruption of the epidermal barrier and elevated transepidermal water loss. Disturbances in this basic epidermal protective function activate the repair mechanisms within the epidermis and lead i.a. to the primary symptom of MeDOC – hyperkeratosis. In this review we presented the current knowledge of biochemical processes and molecular causes of clinical symptoms based on selected examples of MeDOC. Postępy Biochemii 62 (1) 2016 45
