Uniwersytet Przyrodniczy we Wrocławiu Wydział Biologii i Hodowli

advertisement
Uniwersytet Przyrodniczy we Wrocławiu
Wydział Biologii i Hodowli Zwierząt
Katedra Żywienia Zwierząt i Paszoznawstwa
Iga Sobczyk
WPŁYW WYBRANYCH SUBSTANCJI PRO-, PREI SYNBIOTYCZNYCH NA ZDROWIE ORAZ OBRAZ
HISTOLOGICZNY PRZEWODU POKARMOWEGO SZCZURÓW
THE INFLUENCE OF PRO-, PRE- AND SYNBIOTIC SUBSTANCES
ON HEALTH AND HISTOLOGICAL PICTURE OF
GASTROINTESTINAL TRACK OF RATS
Praca doktorska wykonana pod kierunkiem
dr hab. Agnieszki Szyszkowskiej, prof nadzw. UP
WROCŁAW 2013
Praca doktorska była współfinansowana z Projektu Przedsiębiorczy doktorant inwestycja w innowacyjny rozwój regionu realizowany przez Wydział Rozwoju
Gospodarczego Urzędu Marszałkowskiego Województwa Dolnośląskiego w ramach
Programu Operacyjnego Kapitał Ludzki, Priorytet VIII Regionalne Kadry Gospodarki,
Działanie 8.2 Transfer Wiedzy, Poddziałania 8.2.2 Regionalne Strategie Innowacji.
Zadanie współfinansowane ze środków Unii Europejskiej w ramach Europejskiego Funduszu
Społecznego
2
PODZIĘKOWANIA
Chciałam serdecznie podziekować
Pani dr hab. Agnieszce Szyszkowskiej, prof nadzw. UP
za nieocenioną pomoc, opiekę, życzliwość oraz wsparcie podczas realizacji
pracy.
Wyrazy podziękowania składam Wszystkim, którzy przyczynili się do powstania
niniejszej pracy.
Moją pracę doktorską dedykuję mojemu mężowi i córeczce
Autor
3
Streszczenie
Wpływ wybranych substancji pro-, pre- i synbiotycznych na zdrowie oraz
obraz histologiczny przewodu pokarmowego szczurów
Celem przeprowadzonych badaniach była analiza wpływu wybranych dodatków
paszowych o charakterze probiotycznym, prebiotycznym i synbiotycznym na parametry
żywieniowe szczurów oraz obraz histologiczny jelit i wątroby. Doświadczenia
przeprowadzono na szczurach rasy Wistar, które po przydzieleniu do poszczególnych
grup żywieniowych otrzymywały w paszy wybrane dodatki paszowe.
W każdym z trzech cykli doświadczeń określone zostały przyrosty masy ciała
szczurów, pobranie paszy oraz wykorzystanie paszy na jednostkę przyrostu. We krwi
tych zwierząt zbadano składniki morfologiczne (WBC, RBC, HGB, HCT, PLT, MCV,
MCH, MCHC), a w surowicy krwi poddano analizie składniki biochemiczne (ALT,
AST, GGTP, lipaza, á-amylaza) oraz mineralne (Ca, Mg, P nieorg.). Zważona została
masa
jelit
i
wątroby
oraz
zmierzona
długość
jelit.
Wykonano
pomiary
histomorfometryczne jelit, określono obraz histologiczny jelit i wątroby oraz wykonano
badanie immunohistochemiczne jelit. Otrzymane wyniki poddano jednoczynnikowej
analizie wariancji (ANOVA) przy użyciu programu komputerowego Statistica StatSoft
8. Istotność różnic oceniono przy użyciu testu Duncana dla poziomu istotności P ≤ 0,05
i P ≤ 0,01.
W pierwszym cyklu badań grupy doświadczalne zwierząt otrzymywały w
paszy dodatek probiotyku, inuliny oraz probiotyku z inuliną łącznie. W kolejnym
doświadczeniu wykorzystano w paszy dodatek probiotyku, oligofruktozy oraz
probiotyku z oligofruktozą. Z kolei w ostatnim badaniu szczury karmione były paszą
zawierającą synbiotyki: probiotyk z β-glukanem oraz probiotyk z włóknem jabłkowym.
Najwyższe przyrosty masy ciała przy obniżeniu wykorzystania paszy na
jednostkę przyrostu stwierdzono we wszystkich grupach szczurów otrzymujących w
paszy dodatek synbiotyków (probiotyk z inuliną; probioty z oligofruktozą; probiotyk z
β-glukanem; probiotyk z włóknem jabłkowym).
Zastosowane dodatki zmieniły wysokoistotnie parametry morfologiczne krwi.
Probiotyk, inulina oraz oligofruktoza podwyższyły we krwi zawartość krwinek białych
(WBC) bez wpływu na parametry biochemiczne oraz na zawartość wapnia i fosforu
nieor. w surowicy krwi.
4
Probiotyk z β-glukanem oraz probiotyk z włóknem jabłkowym podwyższyły we
krwi stężenie WBC, RBC, ALT, AST oraz zawartość wapnia nie mając wpływu dla
długość jelita cienkiego.
Pod wpływem zastosowanych synbiotyków wzrosła długość jelita grubego oraz
masa jelit. Probiotyk z β-glukanem obniżył grubość błony śluzowej, podśluzowej oraz
mięśniowej, skrócił długość kosmków jelitowych i głębokość krypt. Przeciwne
parametry histomorfometryczne jelit uzyskano po zastosowaniu w paszy dla szczurów
probiotyku z włóknem jabłkowym. Dodatki paszowe zastosowane w trzech cyklach
doświadczeń, wyłączając probiotyk z β-glukanem, spowodowały wzrost długości
kosmków jelitowych. Wszystkie wykorzystane suplementy wpłynęły na wzrost liczby
komórek kubkowych w ścianie jelita cienkiego oraz grubego.
Obraz histologicznego jelit i wątroby przedstawiał struktury charakterystyczne
dla narządów prawidłowo funkcjonujących bez oznak cytotoksyczności zastosowanych
w paszy dla zwierząt dodatków paszowych. Badania immunohistochemiczne ujawniły
zwiększoną liczebność komórek układu białokrwinkowego (plazmocytów, limfocytów
B) zarówno w błonie śluzowej jelita cienkiego jak i grubego w grupie zwierząt
żywionych dodatkiem synbiotyku, co świadczy o pobudzeniu układu odpornościowego
przez składniki synbiotyku (probiotyk z oligofruktozą).
Słowa kluczowe: szczury, probiotyki, prebiotyki, synbiotyki, jelito, wątroba,
histomorfometria, immunohistochemia
5
Summary
The influence of pro-, pre- and synbiotic substances on health and histological
picture of gastrointestinal track of rats
The aim of conducted study was to analyse an influence of chosen fodder
supplements - probiotic, prebiotic and synbiotic on nutrition's parameters in rats and
histological pictures of intestine and liver. Experiments were conducted on Wistar rats
which were divided into feeding groups diversified with the kind of applied supplement.
In each of three experiments that were conducted body weight gains, individual
feed consumption and feed conversion efficiency (FCR) were determined. In blood
samples morphological parameters were assayed (WBC, RBC, HGB, HCT, PLT, MCV,
MCH, MCHC), moreover in blood serum biochemical parameters (ALT, AST, GGTP,
lipase, á-amylase) and minerals (Ca, Mg, P) were analysed. The weight of the intestine
and liver were determined as well the intestine length. The intestine histomorphometry
was examined as well as intestine and liver histological picture, moreover
immunohistochemical measurement was done. All data are presented as means ± SE.
The results were analysed statistically using 1-way analysis of variance (ANOVA) with
Statistica StatSoft 8 computer software and the Duncan multiple range test. Differences
were considered to be significant at P ≤ 0,05 and P ≤ 0,01.
In the first of experiments the animals from experimental groups received in
fodder supplements of probiotic, inulin and both probiotic with inulin. In the second
experiment in fodders probiotic, oligofructose and both probiotic with oligofructose
were applied. In the last experience the rats were received in fodder a supplements of
probiotic with β-glucan and probiotic with apple's fibre.
The highest body weight gains with simultaneous decrease of feed conversion
efficiency (FCR) were observed in all of rats from groups which were received in
fodder synbiotic supplements (probiotic with inulin, probiotic with oligofructose,
probiotic with β-glucan, probiotic with apple's fibre).
Applied supplements has significantly changed morphological parameters in
blood samples. Probiotic, inulin and oligofructose increased level of white blood cells
(WBC) without influence on biochemical parameters and level of calcium and inorganic
phosphorus in serum blood.
Probiotic with β-glucan and probiotic with apple's fibre increased level of WBC,
RBC, ALT, AST and calcium without influence on length of intestine.
6
The applied synbiotics caused increase of intestinal length and intestinal weight.
Probiotic with β-glucan lowered the thickness of tunica mucosa, tunica submucosa and
tunica muscularis, reduced length of intestinal villi and crypts depth. The opposite data
of histomorphometry parameters were received when fodder was supplemented with
probiotic with apple's fibre. Supplements which were used in three experiments with
exception of probiotic with β-glucan caused increase of intestinal villi length. All
supplements caused growth of number intestinal cells in small and large intestine wall.
The histological picture of intestine and liver was corrected without cytotoxic
effect of applied in feeds additives. The immunohistochemical examination has showed
that synbiotic addition into rats’ feeds influenced on increase of number of immune
system cells (plasmocyte, limphocyte B) in tunica mucosa of small and large intestine.
Supplementation of synbiotic (probiotic with oligofructose) stimulated immune
response.
Key words: rats, probiotic, prebiotic, synbiotic, intestine, liver, histomorphometry
measurement, immunohistochemistry
7
Spis treści
1.WSTĘP…….…………………………………………………………………..………...
11
2. PRZEGLĄD PIŚMIENNICTWA…………………………………………..……..........
13
2.1
Charakterystyka probiotyków……………………………………………….
13
2.2
Charakterystyka prebiotyków.………………………………………………
35
2.3
Charakterystyka synbiotyków………………………………………………
66
3. CEL PRACY……………………………………………………………………………
84
4. MATERIAŁ I METODY BADAŃ DOŚWIADCZALNYCH…………………………
82
4.1 DOŚWIADCZENIE PIERWSZE
4.1.1
Zwierzęta.………………………………………………………………….
85
4.1.2
Pasza i dodatki paszowe…………………………………………………..
85
4.1.3
Układ doświadczenia………………………………………………………
87
4.1.4
Zabiegi i badania…………………………………………………………..
87
4.2 DOŚWIADCZENIE DRUGIE
4.2.1
Zwierzęta.…………………………………………………………………
91
4.2.2
Pasza i dodatki paszowe…………………………………………………..
91
4.2.3
Układ doświadczenia……………………………………………………..
92
4.2.4
Zabiegi i badania………………………………………………………….
92
4.3 DOŚWIADCZENIE TRZECIE
4.3.1
Zwierzęta.………………………………………………………………….
93
4.3.2
Pasza i dodatki paszowe…………………………………………………..
93
4.3.3
Układ doświadczenia……………………………………………………..
94
4.3.4
Zabiegi i badania………………………………………………………….
94
5. WYNIKI I ICH OMÓWIENIE ……………………………………………………….
95
5.1. DOŚWIADCZENIE PIERWSZE
5.1.1 Przyrosty masy ciała zwierząt doświadczalnych ..................................................
95
5.1.2 Pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne.....................................................
98
5.1.3 Zużycie paszy przez zwierzęta doświadczalne na jednostkę przyrostu [g] ..........
100
5.1.4 Składniki morfologiczne krwi zwierząt doświadczalnych ....................................
102
5.1.5 Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych .....................................
104
5.1.6 Wybrane składniki mineralne krwi zwierząt doświadczalnych.............................
107
5.1.7 Długość jelit oraz masa jelit i wątroby zwierząt doświadczalnych………………
108
5.1.8 Morfometria ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych…………………
111
8
5.1.9 Morfometria ściany jelita grubego zwierząt doświadczalnych………………….
116
5.1.10 Obraz histologiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych…..…………..
118
5.1.11 Obraz jelita cienkiego z mikroskopu elektronowego- skaningowego (SEM)
121
zwierząt doświadczalnych ………………………………………………………………...
5.1.12 Obraz jelita cienkiego z mikroskopu transmisyjnego (TEM) zwierząt
123
doświadczalnych …………………………………………………………………………..
5.1.13 Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt doświadczalnych…………………
5.1.14 Obraz jelita grubego z mikroskopu elektronowego - skaningowego (SEM)
zwierząt doświadczalnych………………………………………………………………...
5.1.15 Obraz histologiczny wątroby zwierząt doświadczalnych………………………
125
127
129
5.2. DOŚWIADCZENIE DRUGIE
5.2.1 Przyrosty masy ciała zwierząt doświadczalnych ...................................................
131
5.2.2 Pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne.....................................................
133
5.2.3 Zużycie paszy przez zwierzęta doświadczalne na jednostkę przyrostu [g] ...........
135
5.2.4 Składniki morfologiczne krwi zwierząt doświadczalnych ....................................
137
5.2.5 Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych .....................................
139
5.2.6 Wybrane składniki mineralne krwi zwierząt doświadczalnych..............................
140
5.2.7 Długość jelit oraz masa jelit i wątroby zwierząt doświadczalnych………….….
141
5.2.8 Morfometria ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych………………...
142
5.2.9 Morfometria ściany jelita grubego zwierząt doświadczalnych……………….…
145
5.2.10 Obraz histologiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych………………
147
5.2.11 Obraz jelita cienkiego z mikroskopu elektronowego- skaningowego (SEM)
149
zwierząt doświadczalnych…………………………………………………………………
5.2.12 Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt doświadczalnych ………………..
151
5.2.13 Obraz jelita grubego z mikroskopu elektronowego- skaningowego (SEM)
153
zwierząt doświadczalnych…………………………………………………………………
5.2.14 Obraz immunohistochemiczny jelit zwierząt doświadczalnych...........................
155
5.2.15 Obraz histologiczny wątroby zwierząt doświadczalnych………………...……..
158
5.3. DOŚWIADCZENIE TRZECIE
5.3.1 Przyrosty masy ciała zwierząt doświadczalnych ...................................................
159
5.3.2 Pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne....................................................
161
5.3.3 Zużycie paszy przez zwierzęta doświadczalne na jednostkę przyrostu [g] ...........
162
5.3.4 Składniki morfologiczne krwi zwierząt doświadczalnych ....................................
163
5.3.5 Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych .....................................
164
9
5.3.6 Wybrane składniki mineralne krwi zwierząt doświadczalnych.............................
166
5.3.7 Długość jelit oraz masa jelit i wątroby zwierząt doświadczalnych………………
167
5.3.8 Morfometria ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych…………………
168
5.3.9 Morfometria ściany jelita grubego zwierząt doświadczalnych...………………...
171
5.3.10 Obraz histologiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych……………….
173
5.3.11 Obraz jelita cienkiego z mikroskopu elektronowego- skaningowego (SEM)
175
zwierząt doświadczalnych ………………………………………………………………...
5.3.12 Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt doświadczalnych…………………
177
5.3.13 Obraz jelita grubego z mikroskopu elektronowego - skaningowego (SEM)
179
zwierząt doświadczalnych……………………..…………………….…………………….
5.3.14 Obraz histologiczny wątroby zwierząt doświadczalnych ………………………
181
6. WNIOSKI……………………………………………………………………………….
182
7. SPIS LITERATURY…………………………………………………………………....
183
10
1. WSTĘP
Prawny zakaz stosowania antybiotyków paszowych, obowiązujący w krajach
członkowskich
Unii
Europejskiej
od
1.01.2006
roku
sprawił,
że
wzrosło
zainteresowanie naturalnymi dodatkami paszowymi, których działanie korzystnie
wpływa na zdrowie i produkcyjność zwierząt.
Zdrowie organizmu to przede wszystkim sprawny układ odpornościowy, który
jest w pełnej gotowości do przeciwstawiania się negatywnym czynnikom pochodzącym
ze środowiska zewnętrznego. Stąd oczywisty wniosek, że zamiast osłabiać organizm
stosując substancje farmakologiczne, których celem jest usunięcie powstałych efektów
chorobowych należy skoncentrować się na naturalnym wzmacnianiu sił układu
immunologicznego. Stosując odpowiednie dodatki synbiotyczne możemy wpływać na
wzrost potencjału systemu obronnego, co ma bezpośrednie przełożenie na wzrost
zdrowotności organizmu.
Opierając się na wynikach badań dotyczących zastosowania w dawkach
pokarmowych dla różnych gatunków zwierząt probiotyków, prebiotyków i synbiotyków
postawiono hipotezę, iż wyżej wymienione dodatki paszowe, mogą w sposób naturalny
i pozytywny wpłynąć na budowę i funkcjonowanie wybranych odcinków układu
pokarmowego zwierząt. Większość prac skupiała się do tej pory na parametrach
chemicznych i ekosystemie treści różnych odcinków jelita. Tylko nieliczne badania
wskazują na zmiany zachodzące w budowie ścian wybranych przez badaczy odcinków
jelita.
Trzeba
zaznaczyć,
że
jelita
mają
kluczowe
znaczenie
w
układzie
immunologicznym całego organizmu, co ma bezpośredni wpływ na funkcjonowanie i
jakość produktów otrzymywanych od zwierząt. Uważa się również, że jelito jest
największym narządem odpornościowym organizmu, gdyż w błonie śluzowej jelita
znajduje się ok. 80% wszystkich komórek immunokompetentnych. Z dotychczasowych
badań wynika, że dodatki paszowe o charakterze synbiotycznym korzystnie wpływają
na funkcjonowanie układu odpornościowego organizmu poprzez zwiększenie m.in.
ilości bakterii zakwaszających środowisko jelit (głównie kwasu mlekowego) oraz
aktywację tkanki limfatycznej związanej z błonami śluzowymi. W badaniach
naukowych wykazano, że niedobór synbiotyków jest przyczyną wielu negatywnych
zmian zachodzących w układzie odpornościowym. Podawanie zwierzętom synbiotyków
w naturalnej formie zapewnia korzyści zdrowotne oraz zwiększa wydajność zwierząt.
11
Na stan zdrowia ekosystemu jelitowego, a przez to całego organizmu, wpływa
niewłaściwie
zbilansowana
dieta,
zanieczyszczenia
środowiska
i
paszy
mykotoksynami oraz wiele innych czynników stresogennych.
Zaburzenie homeostazy jelita może powodować pobudzanie nieprawidłowych reakcji
immunologicznych i rozwój reakcji zapalnych osłabiających wydajność organizmu.
Efektem tego są kłopoty z trawieniem i przyswajaniem substancji pokarmowych
zawartych w podawanych paszach. Niestety, rozwój cywilizacji, który negatywnie
wpływa również na zwierzęta jest główną przyczyną zaburzeń ze strony układu
pokarmowego, osłabienia układu odpornościowego, co bezpośrednio wpływa na
produkty otrzymywane od zwierząt (mięso, mleko, jaja).
Prawie 80% kosztów produkcji zwierzęcej związana jest z nakładem
finansowym na odpowiednio dobrane pasze i zbilansowane dawki pokarmowe.
Korzyści jakie wynikają z praktycznego zastosowania dodatków paszowych o
charakterze synbiotycznym w żywieniu zwierząt hodowlanych polegają na zwiększeniu
przyswajania składników pokarmowych zawartych w paszach i regulacji mikroflory
jelitowej. Manifestuje się to podwyższoną zdrowotnością organizmu i ma bezpośredni
wpływ na obniżenie kosztów utrzymania hodowli oraz lepszą jakość produktu finalnego
otrzymywanego od zwierząt.
Poprzez wprowadzanie do pożywienia substancji pokarmowych pochodzenia
naturalnego możemy pozytywnie stymulować i modyfikować procesy życiowe
wewnątrz
każdego
organizmu.
Efektem
takich
działań
jest
zmniejszenie
zachorowalności i eliminacja patogennych szczepów bakterii zasiedlających
ekosystem jelit oraz cały organizm.
Największa liczba mikroorganizmów zlokalizowana jest w końcowych odcinkach
układu pokarmowego. Wydaje się więc oczywiste, że skład flory bakteryjnej w której
odbywa się wiele procesów biochemicznych ma bardzo ważne znaczenie na
funkcjonowanie całego organizmu.
W chwili obecnej opłacalność produkcji zwierzęcej jest na niskim poziomie.
Główną jego przyczyną jest spadek zdrowotności zwierząt, co niestety negatywnie
wpływa nie tylko na zaplecze finansowe hodowcy ale bezpośrednio przekłada się na
nieodpowiednie wykorzystanie składników pokarmowych zawartych w paszy oraz
obniżenie poziomu i jakość produktów otrzymywanych od zwierząt gospodarskich.
Zastosowane dodatki paszowe regulują biologiczną równowagę mikroflory
układu pokarmowego i redukują skłonność do wystąpienia chorób o podłożu
12
bakteryjnym, wirusowym i grzybiczym. Pozytywnie oddziałują
na płodność,
rozrodczość i ogólny dobrostan zwierząt przez co bezpośrednio wpływają na zaplecze
finansowe hodowcy.
2. PRZEGLĄD PIŚMIENNICTWA
2. 1. Charakterystyka probiotyków
Słowo probiotyk pochodzi z języka greckiego „pro bios”, co znaczy „dla życia”.
Zgodnie z definicją przedstawioną w 2002 roku przez Organizację Narodów
Zjednoczonych ds. Wyżywienia i Rolnictwa (FAO) oraz Światową Organizację
Zdrowia (WHO), do probiotyków zaliczymy żywe, niepatogenne mikroorganizmy, w
tym szczepy bakterii Lactobacillus, Bifidobacterium, Streptococcus, Enterococcus oraz
grzyby i drożdże z rodzajów Saccharomyces cerevisiae i Saccharomyces boulardi
[FAO/WHO, 2002]. Mikroorganizmy te po wprowadzeniu do wnętrza organizmu
wywierają pozytywy wpływ na jego zdrowie i funkcjonowanie oraz procesy życiowe, w
efekcie czego wpływają na zmniejszenia ryzyka wystąpienia określonych chorób o
podłożu metabolicznym [Fuller, 1991; Simon i wsp., 2001; Isolauri i wsp., 2001; Cani i
Delzenne, 2009].
W skład probiotyku lub preparatu probiotycznego może wchodzić odpowiednio
wyselekcjonowany pojedynczy szczep bakterii probiotycznych lub mieszanina
mikroorganizmów oraz ich metabolitów. Uważa się, że przyczyniają się one do
stabilizacji populacji mikroorganizmów jelitowych, jak też i aktywności enzymatycznej
w przewodzie pokarmowym danego organizmu, w efekcie czego wpływają pozytywnie
na wzrost i rozwój zwierząt [Fuller i Gibson, 1997; Grela i Semaniuk, 1999]. Obecne
badania naukowe wciąż dążą do szczegółowego poznania korzyści wynikających z
działania łącznego oraz indywidualnego poszczególnych rodzajów, gatunków czy
szczepów bakterii probiotycznych.
Odkrycie i opublikowanie w 1907 roku przez Iliasa Miechnikova [Nowak i wsp.,
2010] zjawiska probiozy - czyli wpływu spożywania fermentowanych napojów
mlecznych na stan mikroflory jelitowej -nie zostało w tamtych czasach odpowiednio
wykorzystane w sposób praktyczny. Najprawdopodobniej po raz pierwszy termin
probiotyk został użyty w roku 1954 przez Ferdinanda Vergio, który w swoim artykule
naukowym porównywał działanie antybiotyków oraz probiotyków na
mikroflorę
jelitową [Nowak i wsp., 2010]. W 1965 roku Lilly i Stillwel [1965] opisali probiotyki,
13
jako ‘’mikroorganizmy stymulujące wzrost innych mikroorganizmów’’. Natomiast w
1974 roku Parker stwierdził, że probiotyki przyczyniają się do zachowania równowagi
mikroflory jelitowej gospodarza, a w 1989 roku Fuller [1989] rozszerzył pojęcie
probiotyków, jako „żywe, mikrobiologiczne uzupełnienie pokarmu”. Schrezenmeir i De
Vrese [2001] zaproponowali, by probiotykiem nazwać „produkt zawierający
wystarczającą
ilość
mikroorganizmów,
które
zmieniają
mikroflorę
układu
pokarmowego gospodarza i w ten sposób wywierają korzystny wpływ na jego
zdrowie’’.
Na przestrzeni lat, wraz z postępem badań nad probiotykami, ich definicja była
wielokrotnie modyfikowana, rozszerzana i uzupełniana o nowe elementy [Parker, 1974;
Fuller, 1989; Schrezenmeir i de Vrese, 2001; Holzapfel i Schillinger, 2002; Saulnier i
wsp., 2009; Nowak i wsp., 2010].
Z danych historycznych wynika, że definicja probiotyków nadal może ulegać
dalszym zmianom i modyfikacjom, gdyż wiele jest jeszcze obszarów badań naukowych,
których celem jest poznanie korzyści wynikających ze stosowania w żywieniu
substancji probiotycznych.
Probiotyki podawane są najczęściej zwierzętom młodym, a stosowane dawki
uzależnione są przede wszystkim od gatunku, wieku zwierzęcia i rodzaju podawanego
probiotyku [Janik i Pieszka, 2008]. W zależności od wspomnianych czynników zmienia
się ilość dodawanego do diety probiotyku. Dla młodych prosiąt dodatek probiotyku
wynosi średnio 1 kg na tonę paszy, dla warchlaków i tuczników 0,2 – 1 kg/t, a dla loch
hodowlanych 1 – 2 kg/t. Cielętom do 4 miesiąca życia dodatek probiotyków do paszy
określono na 0,2 –1 kg/t, a dla bydła opasowego 1 kg/t., natomiast drób (indyki,
brojlery, nioski) w okresie nieśności 0,2 kg/tonę.
W procesie technologicznym często stosuje się otoczkowanie mikroorganizmów
probiotycznych, co wpływa na zwiększenie ich przeżywalności po wprowadzeniu do
układu pokarmowego. Dostępne na rynku preparaty probiotyczne występują w postaci
proszku, zawiesiny, granulatu bądź pasty. W produkcji zwierzęcej za składniki
probiotyków uważane są głównie szczepy bakterii kwasu mlekowego - Lactobacillus
spp.,i Bifidobacterium spp., Leuconostoc spp., Streptococus spp. i Pediococcus spp.,
[Podkówka i Podkówka, 1995] oraz drożdże i pleśnie- Saccharomyces spp., Torulopsis
spp., Aspergillus oryzae [Libudzisz, 2002]. Stosowane są również bakterie tworzące
endospory: Bacillus spp., Clostridium butyricum oraz natywne kultury, pozyskiwane z
przewodu pokarmowego zwierząt, jako względne beztlenowce [Simon i wsp., 2001].
14
Probiotyki dostarcza się zwierzętom wraz z wodą pitną bądź jako dodatek do paszy
pełnoporcjowej lub premiksu [Janik i wsp., 2006].
Technologia
uzyskiwania
mikroorganizmów
używanych
do
produkcji
probiotyków jest objęta ścisłą tajemnicą. Wiadomo jednak, iż materiałem wyjściowym
są szczepy bakteryjne naturalnie zasiedlające przewód pokarmowy zwierząt dla których
dany preparat jest przeznaczony [Janik i Pieszka, 2008]. Uzyskiwany w ten sposób
materiał biologiczny jest najlepiej przystosowany do warunków panujących w
przewodzie pokarmowym określonego gatunku zwierząt, co ułatwia ich kolonizację w
błonie śluzowej jelit.
Probiotyki rejestrowane są na okres jednego roku, ze względu na możliwość
modyfikacji działania niektórych szczepów bakterii w zależności od środowiska i czasu
stosowania. Rejestracja bezterminowa dotyczy preparatów probiotycznych zaliczanych
do grupy konserwantów – stosowanych przy zakiszaniu pasz. Preparaty probiotyczne
muszą być bezpieczne i niepatogenne dla zwierząt, nie mogą produkować toksyn, a
także zanieczyszczać produktów pochodzenia zwierzęcego. Probiotyki dla zwierząt
sporządza się z mikroorganizmów izolowanych ze światła ich przewodu pokarmowego,
ponieważ szczepy bakterii powinny być dostosowane do specyfiki poszczególnych
zwierząt gospodarskich, co ułatwia ich kolonizację w przewodzie pokarmowym.
Aby dany szczep mikroorganizmów mógł być uznany za probiotyczny należy
udowodnić jego przydatność do poprawy parametrów użytkowych oraz musi spełniać
określone kryteria dotyczące stanu zdrowia zwierząt. Substancja probiotyczna powinna
na opakowaniu zawierać szczegółową informację o zastosowanym probiotycznym
szczepie bakterii lub grzybów (tj. rodzaj, gatunek, szczep) oraz informacje dotyczące
minimalnej ilości żywych bakterii probiotycznych do daty końca przydatności do
zużycia.
Według Libudzisz [2002] probiotyki lub preparaty probiotyczne produkowane
dla przemysłu paszowego powinny cechować się następującymi właściwościami:

Muszą posiadać dokładnie zidentyfikowane pochodzenie, gatunek, szczep oraz
przeprowadzone badania in vitro i in vitro na modelach zwierzęcych
potwierdzające ich bezpieczeństwo stosowania i mechanizmy działania.

Muszą mieć wykonane randomizowane, kontrolowane badania z podwójnie
ślepą próbą z placebo na zwierzętach/ludziach lub inne odpowiednio
zaprojektowane badania spełniające międzynarodowe kryteria.
15

Powinny wykazywać odporność na niską wartość pH soku żołądkowego i soli
żółci oraz zdolność do natychmiastowego, dynamicznego namnażania się w
przewodzie
pokarmowym
i
konkurencyjność
wobec
drobnoustrojów
patogennych.
Probiotyki powinny utrzymywać odpowiedni poziom kwasowości (pH) treści

jelitowej oraz zwiększać aktywności enzymów przewodu pokarmowego.

Wymagana jest odporność na działanie temperatury i ciśnienia w procesie
granulowania, a także poziom wilgotności i ewentualnego oddziaływania metali
ciężkich podczas obróbki i magazynowania.
Ten sam autor podaje rodzaje i gatunki drobnoustrojów probiotycznych, które
zestawiono poniżej w tabeli.
Tabela 1. Rodzaje i gatunki drobnoustrojów probiotycznych [Libudzisz, 2002]
Rodzaj
Gatunek
Aspergillus
A. oryzae, A.niger
Bacillus
B. subtilis, B. toyot
Bifidobacterium
B. bifidum, B. pseudolongum, B. adolescentis B. infantis
B. breve, B. animals B. longum, B. thermophilum
B. bifidum, B. pseudolongum
Clostridum
C. butyricum
Enterococcus
E. faecium, E. faecalis
L. bulgaricus, L. acidophilus; L. brevis, L. delbrucekii; L.lactis
Lactobacillus
L.fermentum; L. casei, L. farciminis, L. rhamnosus
L.reuteri, L. helveticus, L. salivarius, L. plantarum, L. sporogenes
L. salivarius, L. plantarum, L. sporogenes
Leuconostoc
L. mesentereides
Pediococcus
P. acidilactici, P. damno sus, P. pentosaceus
Streptococcus
S. thermophilus, S. intermedius, S. infantarius
Saccharomyces
S. cerevisiae, S.boulardi, S. carlsbergensis
Wpływ probiotyków na organizm zwierząt
W ostatnich latach szeroko rozpowszechniane są probiotyki, którym przypisuje
się właściwości zdrowotne i
lecznicze w przypadku ich stosowania u ludzi oraz
zwierząt [Nowak i wsp., 2010; Kapka-Skrzypczak i wsp., 2012]. Odpowiednio dobrane
16
szczepy bakterii probiotycznych, które zasiedlają przewód pokarmowy, w sposób
naturalny uniemożliwiają nadmierny rozwój patogennych mikroorganizmów oraz
zapewniają optymalne trawienie i lepsze wykorzystanie paszy przez zwierzęta [Grela i
Semaniuk, 1999]. Uzupełnienie diety w odpowiednie gatunki bakteryjne o
właściwościach probiotycznych umożliwia utrzymanie odpowiedniego poziomu
homeostazy przewodu pokarmowego, zwiększa tolerancję organizmu na niesprzyjające
bodźce zewnętrzne, wzmaga przyswajalność składników pokarmowych, natomiast w
przypadku potrzeby stosowania antybiotyków w żywieniu chorych przyspiesza okres
rekonwalescencji [Depta, 2001; Śliżewska i wsp., 2006; Libudzisz, 2008; Giang, 2010].
Wysoka aktywność biologiczna probiotyków sprawia, że preparaty zawierające
określone mikroorganizmy są i będą coraz częściej stosowane w profilaktyce oraz
lecznictwie zarówno zwierząt jak i ludzi.
Probiotyki, będące głównie bakteriami kwasu mlekowego, po doustnym podaniu
rozwijają się w przewodzie pokarmowym zwierząt uniemożliwiając rozwój bakterii
chorobotwórczych [Fuller i Gibson, 1997; El-Banna i wsp., 2010]. Redukcję bakterii
patogennych tłumaczy się często ścisłym pokryciem kosmków jelitowych przez
bakterie probiotyczne. Obecność probiotyków w dawce pokarmowej sprzyja lepszemu
wykorzystaniu składników pokarmowych paszy co przekłada się na wyższe przyrosty
masy ciała u tych zwierząt [Aboderini i Oyetano, 2006; Wang i wsp., 2009]. Dzieje się
tak dzięki wytworzeniu przez nie własnych enzymów wspierających działanie
trawienne enzymów pokarmowych zwierząt.
Substancje te poprzez produkcję kwasów organicznych (głównie mlekowego),
obniżają poziom pH treści przewodu pokarmowego, powodując zahamowanie rozwoju
lub ograniczenie wzrostu bakterii chorobotwórczych (głównie z rodzajów Clostridium
sp.,Staphylococcus, Listeria, Escherichia coli, Salmonella sp., Shigella) [Kubik i wsp.,
2006]. Bakterie probiotyczne produkują również nadtlenek wodoru (H2O2) oraz
bakteriocyny o charakterze antybiotycznym (acidofilina, bakteriocyna, laktobacilina i
rusina), które wpływają hamująco na rozwój drobnoustrojów chorobotwórczych.
Bakteriocyny są związkami heterogennymi, różniącymi się budową chemiczną i
właściwościami biochemicznymi oraz odpowiednim zakresem aktywności. Uważane są
one
za
naturalne
substancje
antybiotyczne
o
działaniu
bakteriobójczym
i
bakteriostatycznym [Prost, 1999; Depta, 2001].
W tabeli 2 zestawiono dane dotyczące produkcji bakteriocyn przez odpowiednie
grupy bakterii probiotycznych.
17
Tabela 2. Substancje antybakteryjne (bakteriocyny) probiotyków [Prost, 1999]
Bakteria probiotyczna
Bakteriocyny
Lactobacillus acidophilus
acydolna , acidofilina laktacyna B
Lactobacillus plantarum
plantacyna, plantarycyna, plantarycyna s/k 83
Lactobacillus reuterii
Lactobacillus sake
reuteryna
sakacyna A
laktozyna S
nizyna
Streptococcus
Według Depty [2001] bakterie kwasu mlekowego swój probiotyczny efekt
uzyskują poprzez produkcję czynników antagonistycznych do których należą m.in.:
kwasy organiczne (mlekowy, octowy), niskocząsteczkowe produkty przemiany materii
(diacetyl, kwas-2-pirolino-5-karboksylowy, kwas piroglutaminowy oraz wspomniane
wcześniej bakteriocyny). Natomiast supresyjne działanie probiotyków związane jest z
wytwarzaniem substancji antykancerogennych (chromocyna A3, sarkomycyny,
neokarcinomycyny).
Stosowanie probiotyków w żywieniu zwierząt przyczynia się do zachowania
odpowiedniej równowagi mikro środowiska w przewodzie pokarmowym oraz
łagodzenia stresów przy braku optymalnych warunków środowiskowych, co stwarza
podstawę do ciągłej i wysokiej wydajności zwierząt. Ponadto szczepy probiotyczne u
osobników
młodych
redukują
straty
hodowlane
powodowane
biegunkami,
zmniejszając ich ilość i czas trwania [Taras i wsp., 2006 i 2007], poprawiają
wykorzystanie paszy oraz wzrost przyrostów dziennych i skracają okres tuczu (np. u
tuczników) [Dziuba i Tokarska, 2001].
Dodatek bakterii probiotycznych do dawki pokarmowej dla zwierząt powoduje
szerokie spektrum pozytywnych działań. Poprzez stymulację układu odpornościowego
wzrasta zdrowotność organizmów, co ma korzystny wpływ na wykorzystanie
składników pokarmowych, makroelementów i witamin oraz zmniejszenie stężenia
toksyn w paszach powodując wzrost przyrostów masy ciała i lepszą jakość produktów
finalnych otrzymywanych od zwierząt (mleko, mięso, jaja, skóra).
Probiotyki skutecznie zmniejszają translokacje bakterii jelitowych w obrębie
każdego organizmu. Nasilają one motorykę jelit, utrzymują prawidłową homeostazę
bakteryjną wewnątrz organizmu oraz wspomagają układ odpornościowy, który jest
podstawą prawidłowego funkcjonowania zdrowego organizmu. Bakterie probiotyczne
18
wspomagają specyficzne i niespecyficzne mechanizmy obronne zarówno człowieka, jak
i zwierząt [Fuller, 1989; Gibson i Roberfroid, 1995].
Inną właściwością przypisywaną probiotykom jest obniżenie lub łagodzenie
nietolerancji na laktozę, ponieważ bakterie probiotyczne uwalniają enzym- galaktozydazę w końcowej części przewodu pokarmowego, wspomagają hydrolizę
laktozy w jelitach. Ma to duże znaczenie, gdyż pośród czynników niezakazanych
powodujących nieżyt przewodu pokarmowego dość duże znaczenie przypisuje się
nietolerancji pokarmowej na dwucukry występującej u osobników cierpiących na
niedobór bądź brak enzymów rozszczepiających wspomniane dwucukry [Depta, 2001;
Dziuba i Tokarska, 2001].
Według Zduńczyka [2002] aktywność bakterii probiotycznych eliminuje z paszy
substancje kancerogenne i toksyczne oraz ogranicza rozwój komórek nowotworowych
wskutek wyparcia bakterii produkujących w jelicie grubym amoniak, aminy alifatyczne,
indole, fenole oraz związki siarki. Ponadto, probiotyki obniżają napięcie ścianek jelit
poprzez zahamowanie fermentacji bakteryjnej, której efektem jest powstawanie gazów
(H2, CO2, H2S, CH4) oraz ułatwienie defekacji poprzez osmotyczne zwiększenie masy
stolca.
Probiotyczne preparaty podawane zwierzętom w paszy lub aplikowane oralnie
wykazują korzystny wpływ na ich wzrost, przez stymulujące oddziaływanie na przewód
pokarmowy oraz procesy w nim zachodzące. Właściwie dobrane szczepy probiotyczne
warunkują
lepsze
przyswajanie
substancji pokarmowych
z
paszy,
regulując
równocześnie równowagę mikroflory jelitowej zwierząt [Grela i Semeniuk, 1999;
Depta, 2001]. Efektem ich działania jest także redukcja liczby bakterii patogennych,
które dostają się do wnętrza organizmu razem z wodą i paszą.
Bardzo istotną cechą probiotyków jest to, że jako substancje naturalne nie
powodują skutków ubocznych i nie powodują odkładania się szkodliwych substancji
obcych, dlatego nie potrzebują okresu karencji, a także nie ma niebezpieczeństwa ich
przedawkowania.
Wspólną cechą probiotyków jest biologiczna aktywność oraz naturalne
pochodzenie, co sprawia, że stosowanie preparatów probiotycznych nie jest
kwestionowane, a także cieszy się dużą akceptacją wśród producentów pasz, osób
zajmujących się żywieniem zwierząt, a także wśród lekarzy weterynarii.
19
Żywe kultury drożdży z gatunku Saccharomyces cerevisiae
Poza bakteriami do grupy probiotyków zalicza się także żywe komórki drożdży
z gatunku Saccharomyces cerevisiae. Drożdże stosuje się w żywieniu zwierząt jako
źródło białka – drożdże paszowe oraz w niewielkiej ilości pod postacią żywych kultur
(probiotyk) [Śliżewska i wsp., 2006]. Drożdże mogą być podawane w czystej postaci
lub wchodzić w skład mieszanych preparatów probiotycznych. Największe znaczenie w
żywieniu przeżuwaczy mają drożdże Saccharomyces cerevisiae, gdyż stymulują rozwój
bakterii cellulolitycznych i proteolitycznych, zwiększają w żwaczu rozkład włókna
(ADF), przyczyniają się do wzrostu ilości kwasu propionowego oraz podwyższają
strawność azotu i wykorzystanie energii paszy [Nocek i wsp., 2002; Dobicki i Preś,
2006]. Czynniki te wpływają na lepsze pobranie oraz wykorzystanie paszy, wyższą
syntezę białka bakteryjnego, a przez to wyższą wydajność zwierząt [Gedek, 1994;
Dobicki i Preś, 2006].
Ściany komórkowe drożdży Saccharomyces cerevisiae zbudowane są z
sacharydów, w skład których wchodzą β-D-glukany oraz mannany. Wśród
polisacharydów ściany komórkowej możemy wyróżnić trzy główne grupy. Do
pierwszej z nich zaliczamy polimery mannozy (mannanoproteiny), które stanowią 40%
suchej masy komórek, a do drugiej polimery glukozy (β-glukan), które tworzą 60%
suchej masy ściany komórkowej. β-glukan dzieli się z kolei na 2 podtypy w zależności
od sposobu przyłączenia glukozy. Jeden z nich występuje w ilości do 90% s.m. ściany
komórkowej w formie długich łańcuchów, na które składa się 1500 jednostek β-(1-3)glukozy. Z kolei krótsze łańcuchy tworzą glukopiranozy w układzie wiązań β-(1-6) i
stanowią one 8-18% s.m. ściany komórkowej [Waszkiewicz- Robak, 2006]. Trzecią
grupą polisacharydów ścian komórkowych drożdży są polimery N-acetyloglukozaminy
(zwane chityną) wchodzące w zaledwie 2% suchej masy [Waszkiewicz-Robak, 2006].
Substancje te przyczyniają się do wzmacniania układu immunologicznego oraz
poprawy funkcjonowania układu rozrodczego [Dobicki i Preś, 2006]. Ponadto
stymulują procesy przemiany bakterii celulolitycznych żwacza u przeżuwaczy oraz
działają stabilizująco na pracę jelit poprzez poprawę strawności suchej masy
organicznej oraz redukują nieprawidłową fermentację oraz biegunki.
Pozytywny rezultat stosowania drożdży Saccharomyces cerevisiae wiąże się z
ich wybiórczym wpływem na drobnoustroje bytujące w przewodzie pokarmowym, gdyż
wywierają korzystny wpływ na ilość pożądanych bakterii fermentacji mlekowej, a
20
jednocześnie obniżają poziom bakterii chorobotwórczych [Dobicki i wsp., 2005;
Dobrzański i wsp., 2006].
Pofermentacyjne
drożdże
piwowarskie
(Saccharomyces
cerevisiae)
są
produktem ubocznym procesu warzenia i stanowią 2-3% całkowitej produkcji piwa.
Według Jaehrig i wsp., [2008] w światowej produkcji piwa odpady drożdży stanowią do
48 mln hl/rok. Większość z tych drożdży jest sprzedawana jako pasza dla zwierząt.
Często jednak odpady te nie są zagospodarowane z nieocenioną stratą dla przemysłu
paszowego. W suchej masie drożdży browarnianych znajduje się około 54% białka
ogólnego, trawionego w 90%, 10-15% kwasów nukleinowych wykorzystywanych do
syntezy aminokwasów endogennych [Dobicki i wsp., 2004]. Komórki drożdży
wykorzystywane są jako bioregulatory, które po wprowadzeniu do przewodu
pokarmowego zwierzęcia utrzymują prawidłową równowagę mikroflory zapobiegając
jednocześnie biegunkom i zatruciom toksynami
paszowymi (DON, Zearalenol,
Aflatoksynę B1, Ochrotoksynę A).
Drożdże piwne są doskonałym źródłem białka i aminokwasów, a w szczególności
lizyny, której niedobór powoduje zahamowanie wzrostu i rozwoju zwierząt młodych
[Dobicki i wsp., 2005 i 2007; Yousefi i Karkoodi, 2007]. Witaminy z grupy B zawarte
w drożdżach piwnych warunkują prawidłowy przebieg procesu trawienia i wchłaniania,
co przekłada się na odpowiednie wykorzystanie składników pokarmowych zawartych w
paszach oraz wzrost masy ciała zwierząt gospodarskich [Dobicki i wsp., 2004; Fuchs i
wsp., 2005; Dobrzański i wsp., 2006].
Mechanizmy działania probiotyków
Analizując zarówno biochemiczny jak i biologiczny mechanizm działania
probiotyków należy zwrócić uwagę na różnorodność pełnionych przez nie funkcji w
organizmie ludzi oraz zwierząt. Mikroorganizmy probiotyczne charakteryzują się
przede wszystkim bardzo dobrą adhezją, kolonizacją oraz odpowiednim namnażaniem
się i przeżywalnością w przewodzie pokarmowym gospodarza. Ponadto odporne są na
warunki niskiego pH soku żołądkowego, co powoduje wzrost pożądanej populacji
bakteryjnej w przewodzie pokarmowym oraz wykazują konkurencyjność w stosunku do
patogennej mikroflory jelit.
21
Bakterie probiotyczne wspomagają specyficzne i niespecyficzne mechanizmy
obronne człowieka i zwierząt. Badania przeprowadzone przez Libudzisz [2002]
wykazały, że dzienne wzbogacenie diety w 109-1012 komórek bakterii probiotycznych
powoduje wzrost liczby naturalnych komórek bójczych w surowicy krwi oraz zwiększa
aktywność makrofagów i limfocytów. Stwierdzono ponadto zwiększenie poziomu
interferonu gamma (INFγ) i immunoglobuliny IgA w surowicy krwi. Pojawiły się
również informacje dokumentujące, że immunomodulacyjne działanie bakterii kwasu
mlekowych może dodatkowo zmniejszać reakcje uczuleniowe. Wyjaśnia się to zjawisko
wzrostem produkcji interferonu gamma (INFγ), który przeciwdziała syntezie
immunoglobulin E (IgE) uaktywniających się w reakcjach alergicznych. W badaniach
na zwierzętach wykazano także, że probiotyki mogą hamować rozrost niektórych
komórek nowotworowych [Rafter i wsp., 2004]. Wykazano bowiem, że dla uzyskania
wyraźnych efektów zdrowotnych niezbędne jest minimalne podawanie około 108-109
komórek żywych mikroorganizmów dziennie [Libudzisz, 2008].
Probiotyki działają za pośrednictwem układu limfatycznego, który jest związany
z przewodem pokarmowym (układ GALT, ang. gut-associated lymphoid tissue),
będącego integralną częścią układu limfatycznego związanego z błonami śluzowymi
(układ MALT, ang. mucosa associated lypmhoid tissue). Bakterie probiotyczne
stymulują produkcję podstawowych komórek układu immunologicznego, uszczelniają
barierę jelitową, pośrednicząc w procesie fagocytozy, wpływając na aktywację i
różnicowanie limfocytów [Pickard i wsp., 2004; Zimmermann i wsp., 2001] oraz
aktywują produkcję cytokin regulujących odpowiedź organizmu na patogeny wnikające
do jego wnętrza.
Ponadto stymulują nieswoiste mechanizmy obronne takie jak: produkcja przeciwciał,
dojrzewanie bariery jelitowej, odpowiadają za utrzymanie równowagi cytokinowej
Th1/Th2 przez aktywację regulujących limfocytów T.
Według Lasek, [2002] oraz Lasek i wsp., [2008] błona śluzowa w układzie
pokarmowym
narażona jest na ciągły kontakt z olbrzymią liczbą czynników
zewnętrznych, które wnikając razem z pożywieniem czy wodą mają różny wpływ na
stan śluzówki jelit. Mechanizmy obronne układu pokarmowego funkcjonują bardzo
precyzyjnie. Z jednej strony indukowana jest odpowiedź immunologiczna w stosunku
do czynników chorobotwórczych i patogennych, z drugiej zaś wyciszane są reakcje w
stosunku do fizjologicznej mikroflory, w tym probiotyków.
22
Niepatogenne bakterie jelitowe mają podstawowe znaczenie w dojrzewaniu i
rozwoju układu odpornościowego związanego z błonami śluzowymi jelita (tzw. układu
MALT) w skład, którego wchodzą m.in. limfocyty B i T, komórki fagocytarne oraz
komórki plazmatyczne uwalniające immunoglobuliny IgA. Działanie probiotyku
związane jest z indukcją reakcji immunologicznych przez receptory rozpoznające
charakterystyczne struktury mikroorganizmów patogennych [Marco i wsp., 2006]. W
procesie aktywacji układu immunologicznego podstawową rolę odgrywają receptory z
rodziny TLR (Toll like receptors), które są zlokalizowane na enterocytach (komórkach
jelit) i licznych komórkach układu immunologicznego mających bezpośredni kontakt z
czynnikami patogennymi i drobnoustrojami chorobotwórczymi [Rakoff-Nahoum i wsp.,
2004: Galdeano i wsp., 2007].
Mechanizm działania immunomodulującego bakterii probiotycznych nie jest
jednoznacznie wyjaśniony, ale wiele wskazuje na to, że może być związany z
obecnością w ścianie komórkowej bakterii komponentów o charakterze antygenu, np.
lipopolisacharydy i peptydoglukany. Ich obecność stymuluje leukocyty do produkcji
cytokin sygnalizacyjnych i zapoczątkowania reakcji immunologicznych przeciwko
patogenom pochodzenia bakteryjnego, wirusowego czy grzybiczego [Herich i wsp.,
2002]. Z drugiej strony, przywracając równowagą mikrobiologiczną, bakterie te
ograniczają występowanie stanów nadwrażliwości śluzówki jelit, co łagodzi ewentualne
stany zapalne w przewodzie pokarmowym i biegunki [Galdeano i wsp., 2007; Saulnier i
wsp., 2009].
Immunomodulacyjne działanie bakterii kwasu mlekowego w zakresie różnych
mechanizmów odporności zostało udowodnione w badaniach modelowych na myszach,
w których obserwowano, między innymi, podwyższoną produkcję cytokin, IFN-γ, IL-4,
IL-5, wzrost aktywności makrofagów i limfocytów oraz zwiększoną syntezę
immunoglobulin [Pickard i wsp., 2004]. Uważa się, że probiotyki odpowiedzialne są za
wydzielanie czynników wpływających na modulowanie odpowiedzi immunologicznej
[Iyer i wsp., 2008, Yasuda i wsp., 2008; Thomas i Versalovic, 2010]. Korzystny wpływ
probiotyków na śluzówkę jelit (Ryc. 1) przedstawił na schemacie Saulnier i wsp.,
[2009].
23
Ryc. 1 Działanie probiotyków na poziomie błony śluzowej jelita cienkiego [Saulnier i wsp.,
2009].
Z przeglądu literatury dotyczącej obrazu histologicznego jelit wynika, że
probiotyki mają zdolność do wiązania i degradacji potencjalnych karcynogenów, a
także do indukcji enzymów biorących udział w ich metabolizmie. U zwierząt
monogastrycznych, głównym miejscem działania dodatków paszowych o charakterze
probiotycznym jest rąbek szczoteczkowy jelita cienkiego, który zapobiega przyleganiu
patogenów, toksyn oraz obcych mikroorganizmów do nabłonka ściany jelit.
Pod wpływem stosowania probiotyków występują różnorodne zmiany w błonie
śluzowej jelit [Frias i wsp., 2009; Ross i wsp., 2010], w tym takie, które zmieniają
wchłanianie składników pokarmowych [Lodemann i wsp., 2006].
Zmiany, jakie można zauważyć w obszarze obrazu histologicznego jelita
cienkiego jak i grubego uzależnione są przede wszystkim od składu diety i uznawane są
za jedną z głównych i podstawowych przyczyn zachorowalności u zwierząt. Badania na
modelach zwierzęcych dostarczają coraz więcej dowodów naukowych, które wskazują
na duże znaczenie zarówno probiotyków, prebiotyków jak i synbiotyków w walce ze
zmianami chorobotwórczymi jelit. Jednak dotychczasowe wyniki badań są ciągle
niejednoznaczne i niewystarczające do potwierdzenia hamowania procesów zapalnych
przez te składniki czy suplementy diety [Rafter, 2004; Gibson i Roberfroid, 2008].
Bakterie probiotyczne mają zdolność do wiązania i degradacji potencjalnych
karcynogenów, a także do indukcji enzymów biorących udział w ich metabolizmie
24
przez co wzrasta zainteresowanie probiotykami wykorzystywanymi w celach
profilaktycznych oraz terapeutycznych [Kapka-Skrzypczak i wsp., 2012].
Wyniki licznych badań in vitro i in vivo [Geier i wsp., 2007; Olejnik i wsp.,
2010]
wskazują,
że
substancje
probiotyczne
hamują
rozwój
początkowych
niekorzystnych zmian jakie można zauważyć w obrazie histologicznym jelit u szczurów
i u myszy [Ishida-Fujii i wsp., 2007, Lutgendorff i wsp., 2009].
W badaniach naukowych dotyczących histologii obrazu mikroskopowego jelit i
wątroby coraz częściej wskazuje się na wspólną rolę probiotyków [Rafter, 1995 i 2004],
prebiotyków [Gibson i Roberfroid, 1995; Wollowski i wsp., 2001] oraz synbiotyków
[Gibson i Roberfroid, 2008] w zapobieganiu zmian chorobotwórczych jelit na tle
czynników żywieniowych oraz środowiskowych.
Według najnowszej literatury z zakresu obrazu histologicznego jelit [Verghese i
wsp., 2002; Frence i wsp., 2009; Lutgendorf i wsp., 2009; Ross i wsp., 2010],
najwcześniej rozwijającymi się prekursorami zmian błony śluzowej jelit, jakie można
zauważyć pod mikroskopem to tzw. ogniska nieprawidłowych krypt ACF (z ang.
Aberrant Crypt Foci).
Zastosowanie probiotyków w żywieniu zwierząt
Drób
Zastosowanie szczepów probiotycznych w żywieniu kurcząt rzeźnych [Jin i
wsp., 1996 i 2000], indyków rzeźnych [Capcarová i wsp., 2008] oraz brojlerów [Alkhalf
i wsp., 2010] miało korzystny wpływ na przyrosty masy ciała oraz wykorzystanie
paszy. Wyższe przyrosty (P≤0,01) oraz lepsze wykorzystanie paszy u brojlerów
kurzych potwierdzili również Brzóska i wsp., [1999]. Kaczki otrzymujące w diecie
dodatek probiotyku miały wyższą (P≤0,01) masę ciała, wyższe pobranie paszy i lepsze
wykorzystanie paszy, jednak parametry te nie wpłynęły na masę mięsa poubojowego
[Wang i Zhou, 2007].
Wzrost przyrostów masy ciała po zastosowaniu w mieszankach paszowych
dodatku szczepów probiotycznych stwierdzono u kur [Capcarová i wsp., 2010] oraz
kurcząt brojlerów [Brzóska i wsp., 1999 i 2008]. Wraz ze wzrostem ilości
zastosowanych w paszy (0,5-2,0%) probiotycznych drożdży Saccharomyces cerevisiae
istotnie wzrastała masa ciała kurcząt jak podają w swojej pracy Shareef i Al-Dabbagh
[2009].
25
Suplementacja diety probiotykiem przyczyniła się do rozwoju korzystnej
mikroflory jelit poprzez wzrost liczby lotnych kwasów tłuszczowych (SCFA) w jelicie
krętym, a także obniżenie wartości pH jelita ślepego brojlerów [Jin i wsp., 1997, 1998 i
2000]. Probiotyki korzystnie wpłynęły na liczbę erytrocytów (RBC), poziom
hemoglobiny (HGB) oraz cholesterolu we krwi brojlerów bez wpływu na liczbę
leukocytów (WBC), albumin i globulin [Al-Kassie i wsp., 2008]. Z kolei Četin i Guclu
[2005] stwierdzili wzrost liczby krwinek czerwonych (RBC), wartości hemoglobiny
(HGB), hematokrytu (HCT) oraz immunoglobulin klasy IgG oraz IgM. Niektórzy
autorzy są zdania, że zastosowanie probiotyku u indyków rzeźnych [Capcarová i wsp.,
2008] oraz u brojlerów [Brzóska i wsp., 1999; Alkhalf i wsp., 2010] nie miało wpływu
na zmianę wskaźników hematologicznych krwi. Pod względem wskaźników
biochemicznych zauważono obniżenie stężenia triglicerydów we krwi u kurcząt
[Capcarová i wsp., 2011] oraz cholesterolu u kur [Capcarová i wsp., 2008]. Podawanie
brojlerom w paszy probiotyków wpłynęło stymulująco na tkankę limfoidalną oraz
zwiększenie odporności poprzez wzrost poziomu limfocytów T [Dalloul i wsp., 2003] i
aktywności
bakteriobójczej
heterofilów,
a
także
wzmocnienie
systemu
odpornościowego [Alkhalf i wsp., 2010]. Podawanie kurczętom Lactobacillus
acidophilus i Lactobacillus casei wywołało wzrost poziomu immunoglobuliny IgA w
surowicy krwi bez wpływu na wartość IgG [Huang i wsp., 2004].
Inne badania [Četin i Guclu, 2005; Haghighi i Gong, 2006; Ogawa i Asai, 2006]
wykazały pozytywny wpływ zastosowanych w diecie probiotyków na układ
immunologiczny poprzez zwiększenie poziomu immunoglobulin klasy IgG i IgM w
surowicy krwi, a także immunoglobulin IgA i IgG w treści jelit u kurcząt. Omawiane
substancje wpłynęły znacząco na produkcję przeciwciał u drobiu poprzez wzrost ich
poziomu w surowicy krwi [Panda i wsp., 2000; Haghighi i wsp., 2005; Rowghani i
wsp., 2007], a także zmieniły parametry immunologiczne i hematologiczne krwi [Gill i
wsp., 2001].
W obrazie histologicznym jelita ślepego oraz w błonie podśluzowej wola
zidentyfikowano wyraźną mitozę komórek i wzrost wielkości jąder komórkowych
[Kabir i wsp., 2005] oraz wzrost masy bursy Fabryciusza, która odpowiedzialna jest za
wytwarzanie limfocytów B i leukocytów.
W zależności od potencjału genetycznego, wieku i typu użytkowego ptaków
oraz różnej dawki zastosowanego w diecie szczepu Pedicoccus acidilactis uzyskano
26
odmienny wpływ na układ pokarmowy i odpornościowy [Koenen i wsp., 2004; Lee i
wsp., 2007].
W badaniach Samanya i Yamauchi [2002] oraz Chichlowskiego i wsp., [2007]
probiotyki wpłynęły na wzrost wysokości kosmków jelitowych w jelicie cienkim u
brojlerów i kurcząt oraz u kur niosek [Mahdavi i wsp., 2005]. Ponadto wpłynęły na
złagodzenie
zmian
degeneracyjnych
kosmków
jelitowych
wywołanych
deoxyniwalenolem (DON) [Awad i wsp., 2009].
Probiotyki zastosowane przez Jin i wsp., [2000] w diecie kurcząt rzeźnych nie
miały wpływu na masę jelita cienkiego, jelita grubego i wątroby.
Trzoda chlewna
Probiotykom przypisuje się dodatni wpływ na wzrost masy ciała i przyrosty u
trzody chlewnej [Podkówka i Podkówka, 1995; Rekiel i Kulisiewicz, 1996; Grela i
Semeniuk, 1999; Simon i wsp., 2001; Grela, 2004; Mikołajczak i wsp., 2004].
Pozytywne zmiany w zakresie przyrostów masy ciała u prosiąt, warchlaków i
tuczników żywionych paszą z dodatkiem probiotyków stwierdzili również Rekiel i
Kulisiewicz [1996], Siuta, [2000], Simon i wsp., [2001], Van Heugten i Dorton, [2001],
Bobel i Sokół, [2002], Rekiel, [2002], Taras i wsp., [2005, 2006].
Wpływ zastosowanych w paszy probiotyków odzwierciedla się głównie na
poprawie
strawności
składników
pokarmowych
oraz
pod
względem
cech
produkcyjnych (wyższe przyrosty masy ciała i lepsze wykorzystanie paszy) co
potwierdza wielu autorów [Simnon i wsp., 2001; Bobel i Sokól, 2002; Ross i wsp.,
2010; Wang i wsp., 2009; Kenny i wsp., 2011] przy jednoczesnej redukcji padnięć
[Siuta, 2000; Mokrzycka i Michałowski, 2001]. Prosięta otrzymujące w diecie
probiotyki odznaczały się lepszą żywotnością, wyższą przeżywalnością oraz wzrostem
cech produkcyjnych (P≤0,001) przy zmniejszonej częstotliwości i ostrości biegunek
oraz liczebności padnięć na tym tle [Siuta, 2000].
Po zastosowaniu szczepu Lactobacillus acidophilus uzyskano porównywalne
wartości badanych wskaźników biochemicznych surowicy krwi jak przy stosowaniu
antybiotyków, co świadczy o skuteczności stosowania probiotyków, jako naturalnych
stymulatorów wzrostu [Rekiel, 2002]. Probiotyki obniżyły poziomu poziom
triglicerydów [Rekiel i wsp., 2008] oraz cholesterolu [Rekiel i Gajewska, 2006], a
27
probiotyczne drożdże wpłynęły na wyższy poziom IgG w surowicy krwi badanych
zwierząt [White i wsp., 2002].
Większą zdolność fagocytarną leukocytów (P≤0,05) i wyższe miano przeciwciał
przeciwko Escherichia coli oraz obniżenie poziomu Escherichia coli w kale zwierząt
[Scharek i wsp., 2007] było efektem stosowania dodatku do diety probiotyku. Badania
post mortem przewodu pokarmowego, ujawniły korzystne zmiany mikroflory jelit u
zwierząt
otrzymujących
szczep
bakterii
Pediococcus
acidilactici
MA18/5M.
Stwierdzono wzrost liczebności bakterii fermentacji mlekowej oraz zmniejszenie ilości
bakterii z rodziny Enterobacteriaceae, co najprawdopodobniej może przeciwdziałać
powstawaniu wolnych rodników [Rekiel i wsp., 2008]. Stosowanie w diecie dodatku
probiotyków ograniczyło emisję przez te zwierzęta do środowiska amoniaku [Wang i
wsp., 2009] oraz siarkowodoru [Mokrzycka i Michałowski, 2001; Ushida i wsp., 2003;
Chen i wsp., 2006].
W hodowli trzody chlewnej często występującym problemem są nieżyty
przewodu pokarmowego prosiąt objawiające się biegunką. Powodowane jest to
zaburzeniami mikroflory jelitowej, stresem, spożyciem nieświeżej paszy oraz
przedwczesnym odsadzeniem. Podawanie preparatów probiotycznych w tym okresie
życia prosiąt zwiększa odporność na infekcje bakteryjne przewodu pokarmowego.
Przewaga probiotycznej mikroflory mobilizuje immunologicznie śluzówkę jelit, a na
drodze mechanicznego zasiedlania tworzy naturalną barierę przeciw czynnikom
patogennym. W konsekwencji prowadzi to do zmniejszenia zachorowalności oraz
padnięć prosiąt [Mokrzycka i Michałowski, 2001;Taras i wsp., 2007; Siuta, 2000;
Scharek i wsp., 2007].
Doświadczalnie wykazano, że probiotyki zmniejszyły ryzyko wystąpienia
choroby obrzękowej u prosiąt odsadzonych [Paluch i wsp., 2006] oraz wykazały
właściwości przeciwpasożytnicze [Bautista-Garfias i wsp., 2001].
Podawanie szczepu Bacillus cereus var. toyoi lochom i prosiętom skutkowało
wzrostem komórek T CD8+ w śródbłonku i limfocytów Tγδ oraz limfocytów T CD24+
u prosiąt odsadzonych. Badania te pokazują, że wpływ probiotyku jest szczególnie
ważny do momentu odsadzenia prosiąt [Scharek i wsp., 2007] i jest ważnym
czynnikiem, korzystnie oddziałującym na prosięta w późniejszych etapach. Ponadto
mleko loch, które otrzymywały w diecie aktywne drożdże Saccharomyces cerevisiae,
zawierało istotnie więcej suchej masy, białka ogólnego i gamma globulin [Jurgens i
wsp., 1997].
28
Wzrost zawartości kwasu mlekowego, octowego i propionowego w jelicie
krętym i okrężnicy [Ross i wsp., 2010] oraz większe i lepsze rozwiniecie struktur
morfotycznych jelit to efekt zastosowania w diecie probiotyków [Marinho i wsp., 2007;
Siggers i wsp., 2008; Ross i wsp., 2010].
Przydatność zastosowania probiotyków w żywieniu zwierząt wielokrotnie
została wykazana, choć ze zmiennym skutkiem, w odniesieniu do wskaźników
produkcyjnych. Kritas i Morrison, [2004], Min i wsp., [2004] oraz Taras i wsp., [2007]
nie potwierdzają wpływu zastosowanych probiotyków na przyrosty masy ciała i
wykorzystanie paszy. Nie wykazano wpływu na wartość pH, zawartość we krwi
triglicerydów, bakterii kwasu mlekowego w kale oraz emisję H2S i merkaptanu [Wang i
wsp., 2009].
Przeżuwacze
Pierwsze próby zastosowania bakterii probiotycznych w żywieniu młodego
bydła miały miejsce w latach siedemdziesiątych dwudziestego wieku. Głównym ich
celem było zapobieganie oraz redukcja nieżytów układu pokarmowego objawiających
się biegunką u cieląt [Szyszkowska i wsp., 1984]. W cyklu badań polskich naukowców
[Szyszkowska i wsp., 1984; Kwiatkowski i wsp., 1985] jako probiotyczny stymulator
wzrostu cieląt zastosowano
liofilizowany szczep Streptococcus faecium. Pierwsze
próby wykorzystania tego typu dodatku w żywieniu cieląt nie przyniosło oczekiwanych
korzyści gdyż badacze ci nie stwierdzili pozytywnego wpływu na przyrosty masy ciała
oraz ilość zużytej paszy na jednostkę przyrostu. Zastosowany szczep nie miał wpływu
na ograniczenie częstości występowania biegunek i nie ograniczył zjawiska dysbiozy
przewodu pokarmowego młodych zwierząt.
Wyższą masę ciała cieląt odnotowali Bakr i wsp., [2009] oraz Al-Saiady [2010]
po dodaniu bakterii probiotycznych do paszy standardowej. Pozytywne wyniki na tej
samej
grupie
zwierząt
uzyskali
Jatkauskas
i
Vrotniakiene
[2010],
którzy
suplementowali preparaty mlekozastępcze szczepem Enterococcus faecium M74 i
stwierdzili wzrost masy ciała, przyrostów masy ciała oraz poprawę (P≥0,05)
wykorzystania mleka przy obniżeniu częstotliwości występowania biegunek.
29
Trzeba jednak wspomnieć, że w doświadczeniu na cielętach żywionych paszą z
dodatkiem szczepów Enterococcus faecium, Bacillus subtilis oraz Lactobacillus casei,
Berleć i Traczykowski [2004] nie wykazali wpływu czynnika probiotycznego na
zdrowie oraz zawartość makroelementów w surowicy krwi cieląt.
Badania przeprowadzone na krowach mlecznych potwierdzają pozytywny
wpływ stosowania drożdży piwnych na wzrost wydajności mlecznej, stymulację
przemiany materii oraz stabilizację i regulację flory żwacza i jelit [Schwartz i wsp.,
1994; Kuczaj i wsp., 2010]. Doświadczalnie stwierdzono, że u tej grupy zwierząt żywe
kultury drożdży wspomagają trawienie, zapobiegają zaburzeniom przemiany materii
oraz chorobom metabolicznym (kwasica, ketoza). Wykazano również, że stosowanie w
dawce pokarmowej preparatów zawierających w swoim składzie drożdże piwne
zmniejszyły zanieczyszczenie paszy substancjami szkodliwymi oraz mykotoksynami
(dezoksynivalenol, zearalenon, ochratoksyna A) [Whitlow i wsp., 2000; Dobicki i Preś,
2006]. Żywe komórki drożdży z gatunku Saccharomyces cerevisiae, według
Strusińskiej i wsp., [2003] zwiększyły biodostępność składników mineralnych,
koncentrację mikroelementów (Zn, Fe, Cu), oraz witamin (E, A, β-karoten).
Probiotyczne
drożdże
przyczyniły
się
do
wyższego
poziomu
parametrów
biochemicznych we krwi (białka i glukozy) wpływając tym samym na stan zdrowotny i
wzrost mleczności zwierząt.
Badania nad wzrostem biodostępności pierwiastków po zastosowaniu w diecie
drożdży piwnych prezentowali w swojej pracy przeprowadzonej na owcach
Abdelrahman i Hunaiti [2008], co skutkowało zwiększeniem wydajności mleka
(P≤0,01) i wyższym poziomem suchej masy mleka i tłuszczu mlecznego w 70 dniu
laktacji [Lachowski, 2000]. Dodatek kultur drożdży wpłynął na rozwój brodawek
żwacza oraz na metabolizm azotu w żwaczu. Badania te potwierdzili Dobicki i wsp.,
[2007], Mašek i wsp., [2008], Bruno i wsp., [2009]. Należy wspomnieć, że w badaniach
Bruno i wsp., [2009] dodatek żywych kultur Saccharomyces cerevisiae (30g/dzień) nie
miał wpływu na pobranie paszy i kondycję krów rasy holsztyńsko-fryzyjskiej.
Po wprowadzeniu krowom [Wang i wsp., 2001] oraz kozom mlecznym [Abd ElGhani, 2004] do dawki pokarmowej kultur Saccharomyces cerevisiae istotnie wzrosła
ich mleczność, zawartość energii, białka, suchej masy i masy nietłuszczowej mleka w
porównaniu do grupy kontrolnej. Według Hadjipanayiotou i wsp., [1997] podawanie
kultur drożdżowych mlecznym owcom i krowom nie miało wpływu na wzrost
mleczności oraz skład chemiczny mleka.
30
Dodatek drożdżowy pozytywnie wpłynął na użytkowość tuczną jagniąt,
przyrosty dobowe i wykorzystanie paszy oraz użytkowość rzeźną z wyszczególnieniem
wyższej masy udźca i większej powierzchni oka polędwicy [Milewski, 2009].
Dodatek probiotycznych drożdży piwnych znacząco zredukował emisję
siarkowodoru i merkaptanu do środowiska, obniżył wartość pH gnojowicy oraz
podniósł wydajność mleczną przy niższym pobraniu suchej masy paszy (P≤0,05) i
lepszym wykorzystaniu paszy u bawołów [Gujjar i wsp., 2006].
Zwierzęta laboratoryjne
Według licznych autorów [Shu i wsp., 1999; Dock i wsp., 2004; Urdaneta i wsp.,
2007; Alves de Azerědo i wsp., 2010] zastosowanie w diecie u szczurów
probiotycznych szczepów bakterii nie wpłynęło na końcową masę i przyrosty masy
ciała tych zwierząt. Wzrost masy ciała po wykorzystaniu w diecie u tych zwierząt
szczepu Lactobacillus plantarum wykazał Aboderin i Oyetayo [2006]. Dodatek
probiotycznych szczepów bakterii w diecie u szczurów [Alves de Azerědo i wsp., 2010;
De Azeredo i wsp., 2010] nie miał wpływu na wielkość spożycia paszy.
Istnieją doświadczenia w których szczury otrzymujące w paszy dodatek szczepu
probiotycznego odnotowały niższą masą ciała [Tanida i wsp., 2008], przeciwnie do
wyników badań uzyskanych przez Aboderin i Oyetayo [2006], w których stwierdzono
istotne (P≤0,05) zwiększenie masy ciała i przyrostów masy ciała u szczurów
otrzymujących w diecie probiotyk. Stosowanie bakterii Lactobacillus i Bifidobacterium
w diecie u myszy nie wpłynęło na końcową masę i przyrosty masy ciała tych zwierząt
[El-Jakee i wsp., 2010].
Z kolei istotne zwiększenie masy ciała myszy stwierdzono w innych badaniach [Gill i
wsp., 2001, Shu i Gill, 2002; Wagner i wsp., 2009].
Według Chaucheyras-Durant i Durant [2010] najlepsze probiotyki wykorzystywane
jako dodatki paszowe w żywieniu zwierząt monogastrycznych to drożdże z gatunku
Saccharomyces cereviviae i Saccharonyces boulardi oraz bakterie probiotyczne
(Lactobacillus spp., Enterococcus spp., Pediococcus spp., Bacillus spp.), których
zastosowanie ma istotny wpływ na wyższe przyrosty masy ciała tych zwierząt.
31
Podawanie w paszy dla szczurów dodatku probiotyków wpłynęło (P≤0,05) na
zmianę wartości wskaźnika hematokrytowego (HCT), wzrost liczby płytek krwi (PLT),
leukocytów (WBC) [Nara i wsp., 2009; De Azeredo i wsp., 2010] oraz stężenia RBC,
PCV i HGB [Aboderin i Oyetayo, 2006], a obniżenie stężenia ALT-u [Adawi i wsp.,
2001]. Badania przeprowadzone przez [Aboderin i Oyetayo, 2006] wykazały
immunostymulujące właściwości probiotyku, wzrost wartości PCV, HGB, RBC oraz
podwyższenie liczby leukocytów i limfocytów w surowicy krwi szczurów.
Według Usman’a i Hosono’a [2001] probiotyki obniżyły poziom lipidów w surowicy
krwi szczurów oraz supresje resorpcji kwasów żółciowych, co w konsekwencji
potwierdza ich hypocholesterolemiczny efekt działania. Stwierdzono też wzrost
zawartość sodu (P≤0,05), magnezu i potasu (P≥0,05) w surowicy krwi [Urdaneta i
wsp., 2007] bez wpływu na stężenie wapnia, amylazy i lipazy [Nara i wsp., 2009].
Zdolność przylegania szczepów probiotycznych do błony śluzowej jelita
szczurów oraz wzmożoną konkurencyjność wobec szczepów chorobotwórczych
wykazały badania opublikowane przez Adawi i wsp., [1997], Mangel i wsp., [2006]
oraz Laudanno i wsp., [2008].
Probiotyczne bakterie Laktobacillus wzmocniły odpowiedz immunologiczną
związaną z procesem zapalenia błony śluzowej jelit u szczurów [Frias i wsp., 2009]
oraz zapobiegły zmianom morfologicznym błony śluzowej jelit pod wpływem
czynników uszkadzających. Probiotyki ograniczyły również ilości krypt (P<0,05) w
dystalnej części jelita grubego w grupie szczurów otrzymujących szczep Bacillus
polyfermenticus SCD, według Lee i wsp., [2007] sugeruje to skuteczność w terapii
antynowotworowej.
Peran i wsp., [2005, 2006] i Geier i wsp., [2007] wskazują na możliwość
wykorzystania szczepów Bifidobacterium lactis, Lactobacillus casei i Lactobacillus
acidophilus jako potencjalnych środków wspomagających leczenie nieswoistego
zapalenia jelita grubego (IBD- z ang. - inflammatory bowel disease) oraz szczepu
Lactobacillus paracasei w profilaktyce leczenia otyłości [Tanida i wsp., 2008].
Szczep Bifidobacterium lactis najskuteczniej zredukował u szczurów biegunki, a także
podniósł poziom glutationu (P<0,05), który jest istotnym antyoksydantem korzystnie
wpływającym na kondycję jelit, a jego poziom obniżył się na skutek stresu
oksydacyjnego [Peran i wsp., 2006].
Probiotyki pozytywnie wpłynęły na masę jelit [Dock i wsp., 2004; Fåk i wsp.,
2008], objętość błony śluzowej [Dock i wsp., 2004] oraz długość kosmków jelitowych i
32
głębokość krypt jelitowych [Buts i wsp., 1994, Ichikawa i wsp., 1999; Dock i wsp.,
2004; Zareie i wsp., 2006; Geier i wsp., 2007]. Wykazano również znaczący wzrost
proliferacji enterocytów (jejunum) [Mogilner i wsp., 2007] oraz redukcję występowania
przewlekłych zapaleń okrężnicy, wrzodów żołądka i trzustki [Sushma i wsp., 2009].
Probiotyczne Bifidobacterie mogą być wykorzystywane w zapobieganiu bakteryjnym
translokacjom (BT) pod wpływem czynników uszkadzających organizm.
Według wielu autorów [Zimmermana i wsp., 2001; Dock i wsp., 2004; Juśkiewicz i
wsp., 2007; Urdaneta i wsp., 2007] zastosowanie probiotyku w diecie dla szczurów nie
wpłynęły na długość jelita cienkiego i grubego oraz masę wątroby [Dock i wsp., 2004;
Urdaneta i wsp., 2007; Fåk i wsp., 2008]. Zareie i wsp., [2006] nie stwierdzili zmian w
głębokość krypt jelitowych w jelicie cienkim u szczurów oraz długość kosmków
jelitowych w jelicie cienkim u myszy [Allori i wsp., 2000].
Hamowanie procesu karcynogenezy w obrazie histologicznym jelit wykazano
przy zastosowaniu bakteryjnych szczepów Lactic acid bacterium, Lactobacillus
acidophilus, L. gasseri, L. confusus, Streptococcus thermophilus, Bifidobacterium
breve, B. longum [Goldin i Gorbach 1980; Pool- Zoobel i wsp., 1996] oraz
Lactobacillus bulgaricus i Streptococcus thermophilus [Wollowski i wsp., 2001].
Gallaher i Khil, [1999] oraz Juśkiewicz i wsp., [2007] potwierdzają skuteczność diety
zawierającej zarówno probiotyki jak i prebiotyki w profilaktyce zmian komórkowych
obrazu histologicznego jelit. Szczepy bakterii probiotycznych wykazały zdolność do
obniżania aktywności enzymów bakteryjnych, które stymulują karcynogenezę komórek
nabłonka jelit [Nowak i wsp., 2010]. Ponadto, po zastosowaniu w diecie probiotyków
stwierdzono lepiej rozwinięte obszary i struktury morfologiczne błony śluzowej jelit
[Adawi i wsp., 1997: Le Leu i wsp., 2005; Mangel i wsp., 2006; Peran i wsp., 2006;
Zareie i wsp., 2006; Geier i wsp., 2007; Laudanno i wsp., 2008; Frias i wsp., 2009;
Sushma i wsp., 2009; Ross i wsp., 2010].
Myszy otrzymujące w diecie szczepy probiotyczne Lactobacillus rhamnosus
HN001, Lactobacillus i Bifidobacterium wykazały istotne (P≤0,05) zwiększenie masy
ciała [Gill i wsp., 2001; Shu i Gill, 2002; Wagner i wsp., 2009].
Z kolei El-Jakee i wsp., [2010] podali, że szczepy Lactobacillus i Bifidobacterium nie
miały wpływu na końcową masę, przyrosty masy ciała oraz spożycie paszy u tych
zwierząt.
Pozytywny wpływ zastosowanego dodatku probiotyku do diety dla mysz na
parametry morfologiczne krwi odnotowali Gill i wsp., [2001] oraz Medici i wsp.,
33
[2004].Według Zhou i wsp., [2000] zastosowanie w paszy dodatku Lactobacillus
rhamnosus, L. acidophilus oraz Bifidobacterium lactis nie wpłynęło na poziom RBC,
HGB, HCT we krwi u myszy.
Probiotyki
wpłynęły
na
wzrost
aktywności
enzymów
jelitowych
wspomagających trawienie białek i obniżenie indeksu glikemicznego [Urdaneta i wsp.,
2007] oraz aktywność fagocytarną makrofagów otrzewnowych [Ishida-Fujii i wsp.,
2007] bez wpływu na poziom cytotoksyczności komórek NK (z ang. Natural Killer)
oraz immunglobuliny IgA [Ishida-Fujii i wsp., 2007]. Szczep probiotyczny
Enterococcus faecium w diecie u myszy [Maia i wsp., 2001] spowodował istotne
zmniejszenie rozwoju Salmonella thypimurium, Clostridium oraz Bacterioides spp. w
przewodzie pokarmowym badanych zwierząt.
Wagner i wsp., [2009] donoszą, że Lactobacillus i Bifidobakterie mogą stanowić
utrudnienie w zasiedleniu przewodu pokarmowego myszy przez Camphylobacter jejuni.
Suplementacja diety probiotykami okazała się nieskuteczna w przypadku ograniczenia
oporności Salmonelli, mimo to prowadziła do skuteczniejszej walki z infekcją i
szybszego wyzdrowienia. Według Lutgendorff i wsp., [2009] dodatek probiotyków
zwiększył poziom glutationu (GSH) w błonie śluzowej (P≤0,001) i zastymulował jego
produkcję w jelicie, osłabiając oksydacyjne uszkodzenia w błonie śluzowej ochraniając
komórki przed uszkodzeniem ze strony toksyn. Probiotyki zastosowane w dawce
pokarmowej nie miały wpływu na długość kosmków jelitowych w jelicie cienkim
myszy [Allori i wsp., 2000] oraz zmianę masy narządów wewnętrznych w tym wątroby
i jelit [Urdaneta i wsp., 2007]. Suplementacja diety szczepami Bifidobacterium,
Lactobacillus, Streptococcus thermophilus u mysz z niealkoholowym stłuszczeniem
wątroby obniżyło zapalenie i stłuszczenie tego narządu oraz usprawniło jego funkcję [Li
i wsp., 2003].
34
2.2 Charakterystyka prebiotyków
Zarówno samą koncepcję, jak i świadome stosowanie prebiotyków w diecie
wprowadzono znaczniej później niż w przypadku probiotyków [Hamilton-Miller,
2004]. Prebiotyki po raz pierwszy w literaturze zostały zdefiniowane przez Gibsona i
Roberfroid’a w 1995 roku [Gibson i Roberfroid, 1995] jako „nieprzyswajalne składniki
pokarmowe, które korzystnie wpływają na gospodarza poprzez selektywną stymulację
wzrostu i/lub działania określonej liczby bakterii w jelicie grubym, a tym samym
poprawiając zdrowie gospodarza’’.
Aktualna definicja określa prebiotyki jako niestrawne składniki pożywienia,
które korzystnie wpływają na gospodarza przez selektywną stymulację wzrostu i/lub
modyfikację aktywności metabolicznej jednego lub określonej liczby gatunków bakterii
obecnych w okrężnicy [Roberfroid, 1999; Ohimain i Ofongo, 2012]. Po wprowadzeniu
do wnętrza organizmu prebiotyki wykazują odporność na enzymy, procesy trawienne i
wchłanianie zachodzące w górnym odcinku układu pokarmowego oraz podlegają
procesowi fermentacji w dolnym odcinku układu pokarmowego gospodarza. Prebiotyki
zostały zaklasyfikowane jako składniki odżywcze jelit (z ang. specific colonic nutrient)
[Roberfroid, 2005; Wang, 2009].
Podstawową kwestią zawartą w obydwu powyższych definicjach jest fakt, że
prebiotyki posiadają selektywny wpływ na mikroflorę jelitową, co w rezultacie
poprawia zdrowie organizmu, który je przyjmuje razem z pożywieniem [Gibson i wsp.,
2004].
Według Libudzisz [2002] aby dane składniki żywności mogły zostać uznane
jako prebiotyki muszą spełniać określone wymagania:

nie mogą ulegać wchłanianiu i trawieniu przez enzymy trawienne ssaków,

powinny stymulować wzrost i aktywność pożądanych bakterii w przewodzie
pokarmowym, głównie Bifidobakterii,

produkty ich rozkładu przez bakterie jelitowe powinny obniżać pH treści
pokarmowej,

muszą mieć znaną i udokumentowaną budowę chemiczną oraz powinny być
łatwe do uzyskania w skali przemysłowej.
Zwiększenie ilości prebiotyków w dawce pokarmowej zmienia rodzaj oraz
liczebność mikroorganizmów w jelitach. Wpływa to na wzrost i jakość pożytecznej
mikroflory jak i ograniczenie ilości bakterii patogennych oraz produktów ich przemiany
35
materii, co w efekcie stymuluje odporność organizmu [Grela i Semeniuk, 2006] i
wydzielanie immunoglobulin klasy IgA [Roberfroid i wsp., 2010].
Działanie substancji prebiotycznych oraz wpływ na stan śluzówki jelit
przedstawiono poniżej (Ryc. 3).
Rycina 3. Działanie prebiotyków na poziomie błony śluzowej jelita [Saulnier i wsp.,
2009].
Ca2+ - wapń, GLP-1 glukagonopodobny peptyd 1, Gpr41 -proteina związana z receptorem 41; SCFA –
krótko łańcuchowe kwasy tłuszczowe.
Gibson i Roberfroid [2008] wyszczególniają dwie kategorie tzw. substancji
odżywczych dla jelit. Za główną substancję uważane jest włókno pokarmowe (z ang.
DF - dietary fibers), które wchodzi w skład niestrawnych węglowodanów i podlega
częściowej lub całkowitej fermentacji przez poszczególne mikroorganizmy jelitowe.
Kolejną grupą są specyficzne substancje odżywcze (np. fruktany), które dostarczają
substratów metabolicznych oraz prekursorów biosyntezy i kofaktorów jako związków
niezbędnych do katalizowania określonych reakcji chemicznych dla poszczególnej
grupy mikroorganizmów.
Reasumując powyższe informacje można stwierdzić, że prebiotyki wpływają
znacząco na modyfikację mikroflory jelitowej, obniżają poziom pH w jelitach,
przyczyniają się do wzrostu absorbcji związków mineralnych oraz produkcji witamin,
wpływają na metabolizm lipidów oraz węglowodanów, zapobiegają infekcjom,
36
biegunkom i zaparciom oraz redukują ryzyko powstania zmian nowotworowych [Wang,
2009; Roberfroid i wsp., 2010].
Substancje prebiotyczne stymulują wzrost pałeczek kwasu mlekowego, głównie z
rodzaju Bifidobacterium, przez co uważane są za tzw. czynnik bifidogenny stymulujący
rozrost kolonii bakterii w jelicie. Mechanizm efektu bifidogennego jest związany z
selektywną fermentacją fruktanów przez Bifidobakterie, które syntetyzują αfruktozydazę, enzym rozkładający wiązania α-1,2-glikozydowe inuliny i oligofruktozy.
Wprowadzenie lub zwiększenie prebiotyków w diecie korzystnie wpływa na
selektywne pobudzanie wzrostu i aktywności wybranych szczepów bakterii jelitowych
oraz hamowanie rozwoju i namnażania patogenów flory jelitowej przez zmniejszenie
przylegania tych mikrobów do ścianek nabłonka jelitowego [Kleessen i wsp., 2001;
Roberfroid, 2007, Saulnier i wsp., 2007; Charalampopoulos i Rastall, 2012]. Wskutek
blokowania
adhezji
mikroorganizmów
oraz
receptorów
patogennych
na
prebiotyki
powierzchni
wpływają
na
śluzówki
wzrost
jelit
dla
wskaźników
produkcyjnych zwierząt oraz podnoszą zdrowotność organizmu. Prebiotyki ulegając
fermentacji w jelitach mają wpływ na wartość pH oraz ilość wytworzonych kwasów
SCFAs, które w 95% ulegają szybkiemu wchłanianiu przez nabłonek jelit [Roberfroid i
wsp., 2010].
Według niektórych autorów [Seifert i Watzl, 2007] mechanizmy, za
pośrednictwem których prebiotyki wywierają pożądany wpływ na organizm gospodarza
nie zostały jeszcze w pełni poznane. Jak dotąd można jedynie przypuszczać, że
prebiotyki w tym oligosacharydy, są częściowo absorbowane w przewodzie
pokarmowym w niezmienionej postaci, co może prowadzić do ich bezpośredniego lub
miejscowego kontaktu z komórkami układu odpornościowego organizmu i wywoływać
efekt uważany powszechnie za immunomodulacyjny.
Od kilku lat, zarówno naukowcy jak i lekarze dostrzegli istotną rolę oraz
potrzebę utrzymywania odpowiedniej homeostazy środowiska mikroflory jelitowej ze
względów medycznych oraz żywieniowych.
37
Podział prebiotyków
Prebiotyki, w tym błonnik pokarmowy i fruktany należą do substancji, które tak
jak wspomniano na wstępie nie ulegają trawieniu w przewodzie pokarmowym ze
względu na brak w soku żołądkowym, trzustkowym i jelitowym enzymów
hydrolizujących wiązania β (2~1) glikozydowe. Substancje te jednak ulegają częściowej
hydrolizie w środowisku kwaśnym.
Prebiotyki należą do węglowodanów i są klasyfikowane według ich masy
cząsteczkowej oraz stopnia polimeryzacji DP (liczby monosacharydów budujących
jednostkę) do monosacharydów (tagatoza), oligosacharydów i polisacharydów.
Wśród
oligosacharydów
możemy
wyróżnić
krótkołańcuchowe
fruktooligosacharydy FOS - (oligofruktoza), ketozę oraz mannano-oligosacharydy
(MOS).
Inne
substancje
stosowane
w
paszy
jako
oligosacharydy
to
galaktooligosacharydy (GOS), transgalakto-oligosacharydy (TOS), sojo-oligosacharydy
(SOS), izomalto-oligosacharydy (IMO) i xylo-oligosacharydy (XOS) [Roberfroid,
2007]. Do tej grupy należy również laktuloza i palatynoza. Aktualnie, obiecującą
alternatywą do syntezy nowych oligosacharydów są oligoglukany, oligochitosany i
oligogalakturany.
Prebiotycznym
działaniem
wyróżniają
się
między
innymi
niestrawne
oligosacharydy (NDO-s, z ang. non-digestible oligosaccharides), stanowiące grupę
krótkołańcuchowych cukrów złożonych, których zróżnicowana budowa chemiczna
powoduje, że nie są hydrolizowane w układzie trawiennym człowieka, a także zwierząt
monogastrycznych, a metabolizm ich zachodzi dopiero w okrężnicy pod wpływem
bytujących tam drobnoustrojów [Wang, 2009]. W przemyśle paszowym sacharydy te
mają bardzo długą historię stosowania i są uznawane za bezpieczne. Konfiguracja
cząsteczki węgla decyduje o tym czy dany cukier wykazuje czy też nie aktywność
hydrolityczną na enzymy trawienne gospodarza. Główną kategorią podziału
niestrawnych oligosacharydów jest obecność fruktozy, galaktozy, glukozy lub xylozy
[Mussatto i wsp., 2009].
Z
kolei
długołańcuchowe
do
polisacharydów
zaliczamy
fruktooligosacharydy
(inulina),
skrobię
oporną
glukany,
chemicznie,
glukomannany,
polidekstrozę oraz niskocukrowe alkohole (laktitol, sorbitol, maltitol, ksylitol).
Do prebiotyków możemy zaliczyć również nieskrobiowe polisacharydy
(pektyny, celulozy, hemicelulozy, gumę guar, xylan), oligosacharydy z rodziny rafinoz
38
(ORR) oraz oligosacharydy sojowe (rafinoza, stachioza, werbaskoza) [Smiricky i wsp.,
2002] i stachylozę.
Błonnik pokarmowy, zwany też włóknem pokarmowym stanowi element
żywności
pochodzenia
roślinnego
o
charakterze
polisacharydowym
i
niepolisacharydowym, który występuje w naturze pod wieloma postaciami. Definicja
błonnika charakteryzuje go jako kompleks heterogennych składników ścian
komórkowych roślin, nie podlegających procesowi trawienia pod wpływem enzymów
pokarmowych.
Ze względu na zdolność rozpuszczania błonnika możemy wyróżnić frakcję
rozpuszczalną i nierozpuszczalną w wodzie. Jest to bardzo istotny podział gdyż
decyduje on o dalszym wpływie tych substancji na parametry procesu trawienia [Gibson
i Roberfroid, 2008].
Błonnik rozpuszczalny w wodzie zwiększa swoją objętość i tworzy rodzaj
substancji, która wyglądem i konsystencją przypomina galaretowaty żel. Do tej frakcji
możemy zaliczyć pektyny, które występują przeważnie w owocach miąższowych
(jabłka, marchew, czereśnie, gruszki, morele) oraz cytrusach i owocach jagodowych.
Najwięcej pektyn znajduje się w porzeczkach, a najskuteczniejszy błonnik pektynowy
pochodzi z jabłek i owsa.
Błonnik, który nie podlega rozpuszczeniu w wodzie posiada zdolność do
pochłaniania wody, przez co pęcznieje, zwiększa swoją objętość i w sposób
mechaniczny drażni i stymuluje do ruchu i biologicznej funkcji ścianę jelit. Ten rodzaj
błonnika to przede wszystkim celulozy, które występują głównie w otrębach pszennych
oraz w roślinach kapustnych, korzennych, szparagach, łupinach fasoli, ryżu, kukurydzy,
orzechach. Najwięcej celulozy zawierają nasiona lnu oraz bawełny. Duże ilości tego
rodzaju substancji znajdują się również w pełnych ziarnach zbóż. Ten rodzaj błonnika
pomaga eliminować z organizmu toksyny, metale ciężkie, kwasy żółciowe i niektóre
azotyny, które należą do substancji powodujących rozwój nowotworów. Wpływ włókna
pokarmowego na wzrost parametrów zdrowotnych oraz immunologicznych dokładnie
został opisany przez Brownlee [2011].
W ostatnich latach wzrosło zainteresowanie wzbogacaniem diety błonnikiem
jabłkowym ze względu na jego cenne biologiczne właściwości oraz znaczną ilość
pektyn.
Pektyny, jako polisacharydy o zmiennym składzie otrzymywane są ze ściany
komórkowej roślin wyższych. Pod względem chemicznym są polisacharydami o
39
strukturze liniowej utworzonej z cząsteczek kwasu galakturonowego, połączonych
wiązaniami α-1,4-glikozydowymi, w znacznej części zestryfikowanych grupami
metylowymi (Ryc. 4) [Aprikian i wsp., 2003]. Kwasy poligalakturonowe (tzw. kwasy
pektynowe) zawierają w swoim łańcuchu od kilkuset do ok. 1000 cząsteczek kwasu
galakturonowego. Wolne grupy kwasowe mogą być częściowo lub w pełni
zneutralizowane za pomocą jonów sodu, potasu lub amonu. Stopień polimeryzacji
kwasu galakturonowego decyduje o właściwościach żelujących pektyny, natomiast
stopień estryfikacji określa szybkość żelowania oraz temperaturę żelowania pektyny.
Omawiana
grupa
polisacharydów
jest
dobrze
rozpuszczalna
w
wodzie,
a
nierozpuszczalna w rozpuszczalnikach organicznych.
Ryc. 3 Wzór chemiczny pektyny [Aprikian i wsp., 2003].
Dieta bogata we włókno jabłkowe, w którego składzie dominują pektyny,
powoduje głównie wzrost koncentracji kwasów SCFAs w jelicie ślepym w
szczególności kwasu masłowego i izomasłowego oraz wzrost koncentracji poliamin w
tym diaminy-kadaweryny w treści jelitowej u szczurów [Rao i wsp., 1998; Aprikian i
wsp., 2003].
Stwierdzono również wpływ zastosowanych w diecie pektyn na wzrost ilości kwasu
octowego w jelicie szczurów [Sembries i wsp., 2006] oraz wpływ na wzrost liczby
Bacterioides
[Sembries
i
wsp.,
2003],
Eubacteria,
Clostridia,
Lactobacilli,
Enterobacteria i Streptococci w treści jelitowej u myszy [Tamura i wsp., 2007].
Pektyny powodują znaczący rozrost kolonii bifidobacterii i lactobacilli oraz wzrost
metabolizmu cholesterolu, w tym koprostanolu. Wraz ze wzrostem liczby kolonii
fusobacterium w treści jelitowej wzrasta stężenie poliamin o właściwościach
biologicznych i terapeutycznych. Wielu autorów [Brown i wsp., 1979; Aprikian i wsp.,
2003; Sembries i wsp., 2003; Tamura i wsp., 2007] zwraca uwagę na prozdrowotne
40
właściwości po zastosowaniu w diecie pektyn, w tym na działanie immunomodulujące
[Brownlee, 2011].
Zastosowanie dodatku pektyn do diety szczurów wpłynęło (P≤0,01) na
obniżenie masy i przyrostów masy ciała oraz pobrania suchej masy paszy.
Współczynniki strawności poszczególnych składników pokarmowych były (P≤0,01)
niższe u osobników otrzymujących w diecie dodatek pektyn [Pirman i wsp., 2009].
Pektyny obniżyły głównie strawność białka oraz aminokwasów, co potwierdziły
badania wykonane na świniach [Mosenthin i wsp., 1994; Zhu i wsp., 2005; LibaoMercado i wsp., 2006]. Doświadczenie wykonane przez Pirmana i wsp., [2007]
wykazało, że zastosowanie dodatku pektyn obniżyło masę ciała i przyrosty masy ciała
szczurów oraz pobranie i wykorzystanie suchej masy paszy w tym eksperymencie.
Odnotowano również obniżenie wartości pH oraz wzrost stężenia kwasów SCFA w
treści jelita ślepego (cecum), które stymulują wzrost śluzówki jelit, proliferację
komórek i wydzielania jelitowego hormonu GLP-1 odpowiedzialnego za wzrost
długości kosmków i głębokości krypt jelitowych.
Pod wpływem zastosowanych pektyn wzrosła masa jelita cienkiego i grubego oraz
długość kosmków jelitowych w jelicie cienkim i głębokość krypt jelitowych (zarówno
w jelicie cienkim jak i grubym). Stwierdzono również, że zastosowane pektyny
przyczyniły się do obniżenia masy okrężnicy szczurów. Wzrost długości kosmków
jelitowych i głębokości kryp po zastosowaniu dodatku pektyn obserwowali również inni
autorzy [Brown i wsp., 1979; Fukunaga i wsp., 2003], którzy wykonali swoje
obserwacje wcześniej niż wyżej wspomniani Pirman i wsp., [2007].
Wielu autorów [McCullough i wsp., 1998; Barcelo i wsp., 2000; Brownlee i
wsp., 2003 i 2005] w swych doświadczeniach odnotowało wpływ dodatku do diety
pektyn na stymulację procesu bakteryjnej fermentacji w jelitach u zwierząt
monogastrycznych.
Przeprowadzone przez Bindelle i wsp., [2008] eksperymenty wskazały na istotną
rolę włókna pokarmowego jako czynnika żywieniowego warunkującego zdrowotność
trzody chlewnej. Trzeba zaznaczyć, że pozytywny wpływ zastosowanych w diecie
szczurów pektyn odnotował Kirat i wsp., [2009] w badaniach immunohistochemicznych
jelit.
41
Charakterystyka fruktooligosacharydów (inulina, oligofruktoza)
Do najczęściej stosowanych oligosacharydów w żywieniu zwierząt należą
pochodne fruktozy – fruktooligosacharydy FOS (inulina i oligofruktoza) oraz pochodne
glukozy – mannanooligosacharydy (MOS). Fruktany występują pospolicie w wakuolach
roślin należących do rodzin: Compositae, Campanulance, Liliacea i Iridiacea. W stanie
naturalnym występują w cebuli, czosnku, bulwach karczochów, dalii i cykorii. Znaleźć
je można również w porach, szparagach, pomidorach, topinamburze, bananach oraz
agawie [Kaur i Gupta, 2002; Gibson i wsp., 2004; Cieślik i Gębusiak, 2011], a w
postaci oligosacharydów – również w mleku kobiecym. Udowadnia to fakt, że w
przewodzie pokarmowym noworodków karmionych piersią populacja bifidobakterii jest
10-krotnie większa niż u dzieci karmionych mieszankami sztucznymi. Według LaraWiloslada i wsp., [2006] wśród wszystkich ssaków mleko kobiece ma najwyższą
zawartość oligosacharydów szacowaną na poziomie 0,7-1,2 g/100ml.
Fruktany są polisacharydami zbudowanymi z jednostek β-D-fruktozy i jednej,
na ogół na końcu łańcucha, cząsteczki glukozy, tworząc rzadko spotykane w przyrodzie
łańcuchy składające się z pięcioczłonowych pierścieni furanozowych [Roberfroid i
Slavin,
2000].
Najprostszymi
fruktanami
są
trisacharydy:
kestoza,
nystoza,
fruktozylonystoza oraz oligosacharydy o wiązaniach mieszanych [Kubik i wsp., 2006].
Według Zduńczyka [2002], na skalę przemysłową
wytwarza się 12 klas
oligosacharydów, w tym galakto-oligosacharydy (GOS), frukto-oligosacharydy (FOS),
mannano-oligosacharydy (MOS) oraz laktozę. Praktyczny termin frukto-oligosachrydy
jest używany dla krótkołańcuchowych fruktanów zawierających od dwóch do czterech
jednostek fruktozylowych połączonych wiązaniami β- (2,1)-glikozydowymi [Kubik i
wsp., 2006].
Uważa się, że niektóre szczepy bakterii z rodzajów Pseudomonas sp.,
Xanthomonas sp., Bacillus sp., Streptococcus sp., Zymomonas sp. wytwarzają liniowe
fruktany
z
serii
6-kestozy
o
nazwie
lewan.
Zdolność
wytwarzania
fruktooligosacharydów wykazuje również wiele szczepów z rodzajów Aspergillus i
Aureobasidium.
Fruktooligosacharydy, w tym inulina i oligofruktoza są węglowodanami, które
nie są rozpuszczalne w 80% etanolu oraz nie ulegają rozkładowi pod wpływem
enzymów trawiennych. Rozpuszczalne są natomiast w wodzie, a poziom słodkości
42
uzależniony jest od budowy chemicznej, stopnia polimeryzacji DP (z ang. degree of
polimeryzation) łańcucha węglowego oraz od stosunku mono i disacharydów.
Roberfroid i Salvin [2000] stwierdzili, że poziom słodkości spada wraz z
wydłużaniem łańcucha oligosacharydowego. Fruktooligosacharydy w porównaniu do
sacharozy charakteryzują się niższą kalorycznością oraz słodkością.
Według Gibsona i Roberfroid’a [2008] zarówno fruktooligosacharydy (FOS) jak
i oligofruktozę uważa się za synonimy i opisuje jako mieszaninę oligomerów o
maksymalnym stopniu polimeryzacji DPmax 10. Na skalę przemysłową możemy
wyróżnić dwie metody pozyskiwania tych substancji. Pierwsza z nich polega na reakcji
transgalaktozydacji cukru przez enzym β-fruktofuranozydazę pochodzącą z Aspergillus
Niger, a otrzymany produkt charakteryzuje się stopniem polimeryzacji od 2 do 4.
Druga metoda to enzymatyczna hydroliza inuliny pod wpływem enzymu endoinulinazy
i otrzymany produkt charakteryzuje się stopniem polimeryzacji DP 2-7. Wartość
kaloryczna oligofruktozy oraz inuliny to 1,1-1,7 kcal/g [Roberfroid, 1999].
Fruktooligosacharydy są wykorzystywane w jelitach jako źródło węgla przez
Bifidobacterium spp. (bez B.bifidum), Bacterioides fragilis, Peptostreptococcus spp.,
oraz Klebsiella pneumoniae, a nie są metabolizowane przez E.coli, Clostridium
perfringens, Eubacterium oraz Fusarium spp. Z tego względu Zduńczyk [2002] uważa,
że frukto-oligosacharydy uznawane są za modelowe substancje prebiotyczne,
najbardziej przydatne do stymulacji pożytecznej mikroflory jelitowej.
Inulina
Inulinę odkrył aptekarz Valentine von Rose, w Berlinie, w 1804 roku, izolując
ją z korzeni omanu Radix Inulae (Inula helenium L.) i nazwał ją alantyną (alantin).
Ostatecznie przyjęła się nazwa Thomsona – inulina (inulin), zaproponowana w 1818
roku (cytat za Gibson i Roberfroid, 2008).
Inulina pochodzenia naturalnego należy do najlepiej poznanej grupy fruktanów,
które różnią się między sobą ciężarem cząsteczkowym, budową wewnętrzną oraz
rodzajem wiązań pomiędzy resztami fruktozy. Głównym źródłem inuliny jest kłącze
topinamburu (Heliantus tuberosus L.), korzeń cykorii (Cichorium intybu L.), mniszka
(Taraxacum offi cinale Web), omanu (Inula helenium L.) oraz agawa (Agape azul
tequilana).
43
Na skalę przemysłową pozyskuje się ją zazwyczaj z cykorii oraz topinamburu.
Inulina jest mieszaniną oligomerów i polimerów zmiennej liczby molekularnych
łańcuchów fruktozy połączonych wiązaniem β(2-1) [González-Tomás i wsp., 2009] o
masie cząsteczkowej ok. 5 kDa, co odpowiada masie 30–35 reszt cukrowych.
Inulina jest białym proszkiem bez smaku, przypominającym wyglądem zewnętrznym
skrobię, nie daje jednak zabarwienia z jodem, rozpuszcza się łatwo w gorącej wodzie
wypadając z roztworu w niskich temperaturach (ta właściwość ułatwia jej
otrzymywanie). Pod wpływem działania kwasów lub enzymu –inulinazy zostaje
rozłożona całkowicie do fruktozy.
Stopień polimeryzacji inuliny pochodzenia roślinnego waha się od 2 do 60 i
uzależniony jest przede wszystkim od gatunku, wieku i warunków pogodowych w
jakich rosła dana roślina. Molekuły ze stopniem polimeryzacji 2-10 ulegają fermentacji
poprzez naturalną mikroflorę jelitową w stosunku o połowę szybszym niż molekuły ze
stopniem polimeryzacji wyższym niż 10. Inulina pochodząca z różnych części roślin
wykazuje odmienny stopień polimeryzacji określany jako DP, [Van Loo i wsp., 1995;
López- Molina i wsp., 2005]. Średni zakres stopnia polimeryzacji dla inuliny wynosi od
10-ciu do 65-ciu [Niness, 1999; Roberfroid, 2000].
Tabela 3. Zawartość oraz stopień polimeryzacji inuliny w różnych roślinach [Van Loo i
wsp., 1995].
Roślina
Zawartość
inuliny g/100g
Karczoch zwyczajny (Cynara scolymus)
2-7
Banan (Musa cavendishii)
Jęczmień (Hordeum vulgare)
Cykoria podróznik (Cichorium intybus)
1
0,5-1
15-20
Mniszek lekarski(Taraxacum officinale)
Czosnek pospolity (Allium sativum)
Słonecznik bulwiasty
(Helianthus tuberosus)
12-15
16
44
DP ≥ 5 = 95%
DP ≥ 40 = 87%
DP < 5 = 100%
DP < 5 = 100%
DP < 40 = 83%
DP 2–65
DP ≥ 40 = 917%
1-7,5
20
DP ≥ 5 = 75%
DP < 40 = 94%
DP 2–50
DP ≥ 40 = 6%
DP 2–12
DP ≥ 5 = 75%
1-4
DP > 5 = 50%
17-20,5
Cebula (Allium cepa)
Wężymord czarny (Scorzonera
hispanica)
Pszenica (Triticum aestivum)
Stopień polimeryzacji DP
Inulina pochodzenia bakteryjnego posiada bardzo wysoki stopień DP 10.000100.00, a cząsteczka inuliny jest mocno rozgałęziona. Długość łańcucha węglowego
cząsteczki inuliny wpływa na określone właściwości prebiotyczne [Van Loo, 2004].
Zawartość inuliny w wybranych roślinach oraz stopień polimeryzacji łańcucha
węglowego cząsteczki przedstawiono w tabeli poniżej.
Oligofruktoza
Oligofruktoza otrzymywana jest głównie z inuliny na drodze częściowej
hydrolizy enzymatycznej [Kubik i wsp., 2006]. Oligofruktoza jest substancją wysoko
rozpuszczalną w wodzie, a jej stopień polimeryzacji jest mniejszy od dziesięciu
(DP<10).Molekuły z wyższym stopniem polimeryzacji (DP>10) ulegają fermentacji
wolniej niż łańcuchy węglowe krótsze. Średni zakres stopnia polimeryzacji dla
oligofruktozy wynosi od 2 do 10 [Ninees, 1999; Roberfroid, 2000]. Zwraca się ponadto
uwagę na fakt, iż szybko fermentujące prebiotyki mają zazwyczaj niski stopień
polimeryzacji DP [Gibson i Roberfroid, 2008].
Działanie na organizm
Prebiotyki, takie jak inulina i oligofruktoza, są oporne na działanie enzymów
trawiennych przewodu pokarmowego gospodarza, ulegają selektywnej i szybkiej
fermentacji w jelitach do gazów metabolicznych oraz krótkołańcuchowych kwasów
tłuszczowych (z ang. SCFA-schort chain fatty acid) [Reid i wsp., 2008; Wang, 2009] i
są głównym źródłem energii dla mikroorganizmów zasiedlających nabłonek jelit [Vrese
i Marteau, 2007; Huebner i wsp., 2007]. Wspomniane kwasy SCFA (masłowy,
mlekowy, propionowy i octowy) wpływają na metabolizm ogólnoustrojowy organizmu.
Wykazują one korzystne działanie w przypadku biegunki, gdyż stymulują zwrotne
wchłanianie wody i sodu, bezpośrednio pobudzają perystaltykę jelit na drodze
chemicznej oraz wiążą wodę, przyczyniając się do zwiększenia objętości stolca oraz
jego rozmiękczenia, co ma istotne znaczenie w przypadku zaparć. Poprzez zakwaszenie
środowiska jelit kwasy SCFA zwiększają rozpuszczalność soli wapniowych i
magnezowych oraz powodują wzrost wchłaniania wapnia, magnezu i żelaza [Kaur i
45
Gupta, 2002; Laparra i wsp., 2008; Gibson i Roberfroid, 2008] oraz innych związków
mineralnych [Coudray i wsp., 1997].
Omawiane kwasy SCFA powodują również spadek przepuszczalności komórek
jelitowych- kolonocytów dla bakterii patogennych. Zdolne są one również do poprawy
parametrów morfologicznych śluzówki jelit poprzez wzrost produkcji mucyn oraz
spadek translokacji bakteryjnych przez receptory komórek immunologicznych
związanych z układem GALT [Lomax i Calder, 2008]. Sakata i wsp., [1995] stwierdzili,
że kwasy SCFA odżywiają oraz nasilają proliferację komórek nabłonka jelit, które
otrzymują w ten sposób około 70% energii szczególnie istotnej w przypadku uszkodzeń
śluzówki jelita, jakie ma miejsce w stanach zapalnych jelita grubego spowodowanego
czynnikami
środowiskowymi
i
niekorzystnymi
dla
zwierząt
substancjami
i
mykotoksynami zawartymi w paszach [Butler i wsp., 2007].
Poprzez produkcję kwasów SCFAs, prebiotyki obniżają wartość pH stolca, a
tym samym ilość toksycznych metabolitów (szczególnie amoniaku). Regulują absorpcję
lipidów
i
cholesterolu
przez
co
wykazują
hipocholesterolemiczne [Cieslik i Topolska,
właściwości
hipoglikemiczne
i
2009]. Substancje o działaniu
prebiotycznym wpływają na odpowiednie wchłanianie węglowodanów przez co
zmniejsza się ich poziom w surowicy krwi [Gibson i Roberfroid, 1995; Bengmark,
1998; Gibson, 2004; Wang, 2009].
Z przeglądu literatury dotyczącej wpływu frukto-oligosacharydów na liczbę
enterobacterium z rodziny Enterobacteriaceae otrzymano rozbieżne wyniki. Po
zastosowaniu tej substancji u szczurów stwierdzono zarówno wzrost [Ten Bruggencate i
wsp., 2003], jak i spadek liczby tych bakterii [Azorín-Ortuño i wsp., 2009].
Metabolizm inuliny jest związany z dziesięciokrotną stymulacją populacji
bakterii Lactobacillus w treści jelita cienkiego. Bakterie te obniżają wartość pH treści
jelitowej i stwarzają niekorzystne warunki do rozwoju patogennej flory jelitowej
[McBain i wsp., 2001]. Inulina i oligofruktoza stymulują specyficzne szczepy bakterii
jelitowych oraz hamują namnażanie patogennej flory jelitowej, w wyniku czego
korzystnie wpływają na zdrowie gospodarza [Osman i wsp., 2006; Roberfroid, 2007;
Gibson i Roberfroid, 2008]. Substancje te podnoszą poziom białka wiążącego wapń
(CaBP) w jelicie grubym [Ohta i wsp., 1998] oraz wpływają na wzrost mineralizacji
kości i zawartości wapnia w kościach udowych [Ohta i wsp., 1998; Scholz-Ahrens i
wsp., 2001].
46
Proces absorbcji wapnia w jelitach przebiega zarówno aktywnie jak i pasywnie
oraz
podlega
regulacji
hormonalnej
przez
parathormon,
kalcytoninę
i
somatotropinę. Aktywna absorbcja uzależniona jest przede wszystkim od podaży
witaminy D oraz stopnia rozpuszczenia wapnia i ma miejsce głównie w jelicie cienkim.
Stwierdzono naukowo, że proces ten u szczurów jest większy w jelicie krętym (ileum)
niż w dwunastnicy. Transport pasywny wapnia zachodzi na całej długości jelit poprzez
dyfuzyjny gradient stężeń, a poziom jego wchłaniania jest zbliżony zarówno w jelicie
kretym (ileum), co w dwunastnicy szczurów. Według Karczmarewicz i wsp., [2002]
pod wpływem oligosacharydów zwiększa się przepływ krwi w krążeniu jelitowym oraz
wchłanianie wapnia na drodze transportu pasywnego. Oligosacharydy stymulują
ekspresję białka wiążącego wapń (CaBP) w efekcie tego procesu dochodzi do wzrostu
wchłaniania tego pierwiastka na drodze transportu aktywnego [Ohta i wsp., 1998;
Jenkins i wsp., 1999; Scholz- Ahrens i wsp., 2002].
Jednak Wang i wsp., [2009] w doświadczeniu przeprowadzonym na szczurach nie
stwierdzili wzrostu absorbcji Ca i Zn po zastosowaniu dodatku FOS w diecie u tych
zwierząt.
Godne uwagi jest doświadczenie przeprowadzone przez Beynen i wsp., [2002].
Autorzy ci stwierdzili, że oligofruktoza zastosowana w diecie u psów znacząco
wpłynęła na wzrost absorbcji wapnia i magnezu ale nie miała wpływu na wartość pH
mas kałowych. Stwierdzono, że na poziom wchłaniania wapnia wpłynęła przede
wszystkim zmiana składu bakteryjnej mikroflory jelitowej, a nie obniżenie wartości pH
jakie zazwyczaj ma miejsce przy podaży w diecie prebiotyków, w tym oligofruktozy.
Trzeba zaznaczyć, że wzrost absorbcji wapnia w jelitach nie jest równoznaczny
ze wzrostem stężenia tego makroelementu w surowicy krwi, co potwierdzają badania
wielu autorów [Baba i wsp., 1996; Ohta i wsp., 1994; Delzenne i wsp., 1995; Lopez i
wsp., 2000 i 2007; Younes i wsp., 2001]. Według Ohty i wsp., [1994] dieta, w której
była wyższa zawartoścć wapnia i fosforu w obecności dodatku oligofruktozy
spowodowała spadek koncentracji wapnia w surowicy krwi szczurów.
Zastosowanie prebiotyków w diecie powoduje również wzrost absorbcji
magnezu w jelicie cienkim i okrężnicy, która odbywa się na zasadzie transportu
aktywnego i pasywnego. Zjawisko wzrostu absorbcji omawianego związku mineralnego
potwierdza wiele badań przeprowadzonych na trzodzie chlewnej [Yasuda i wsp., 2006],
psach [Beynen i wsp., 2002] i szczurach [Ohta i wsp., 1994; Delzenne i wsp., 1995;
Ohta i wsp., 1995; Baba i wsp., 1996; Coudray i wsp., 2005]. Jednak eksperyment
47
przeprowadzony przez Vanhoof i DeSchrijver [1996] nie wykazał wzrostu absorbcji
tego pierwiastka po zastosowaniu inuliny w diecie szczurów i świń.
Prebiotyki wpływają również na wzrost absorbcji w jelitach innych związków
mineralnych, w tym żelaza [Ohta i wsp., 1998], cynku [Delzenne i wsp., 1995] i miedzi
[Coundray i wsp., 2005]. Uważa się, że pod wpływem podaży w diecie
fruktooligosacharydów, dochodzi do przerostu błony śluzowej jelit, co również może
zwiększać wchłanianie związków mineralnych.
Udowodniono, że za gęstość minerału kostnego (z ang. bone mineral density –
BMD) w 70-80% odpowiedzialne są czynniki genetyczne. Karczmarewicz i wsp.,
[2002] stwierdzili, że niekorzystny układ alleliczny genu receptora witaminy D
powoduje obniżoną masę kostną związaną z przyspieszeniem utraty kości, którą można
odpowiednio modyfikować przez dodatek wapnia do diety. Autorzy ci zwracają uwagę
na zwiększenie biodostępności związków mineralnych, głównie wapnia poprzez
zastosowanie
w
diecie
oligosacharydów,
co
potwierdzają
liczne
badania
przeprowadzone na szczurach przez Ohta i wsp., [1995, 1998, 1998, 1999]. ScholzAhrens i wsp., [2001] zaobserwowali wzrost zawartości mineralnej kości (z ang. bone
mineral content- BMC) szczurów pod wpływem zastosowania w diecie dodatku
oligofruktozy.
Fruktany wykazują ochronne działanie na komórki ściany jelit przez blokowanie
miejsc, do których mogą dołączyć się patogeny. Immunologiczny efekt stosowania
prebiotyków tłumaczy się przede wszystkim wzrostem liczby laktobacilli i
bifidobacterii oraz kwasów SCFA, w szczególności kwasu masłowego, który z jednej
strony jest głównym źródłem energii dla komórek nabłonka jelit, a z drugiej osłabia
ekspresje cytokin. Kwas masłowy metabolizowany jest do glutaminy, która z kolei
może łatwo syntezować amid azotowy i przetransportować go w organizmie w miejsce,
gdzie jest aktualnie potrzebny do syntezy białek odpornościowych oraz pobudza wzrost
tkanki limfoidalnej [Macfarlane i wsp., 2008]. Uważa się także, że SCFA redukują
apoptozę oraz mogą stanowić czynnik chroniący organizm przed procesem
karcynogenezy poprzez wzrost produkcji immunoglobulin, cytokin, limfocytów i kępek
Payera.
Według Taper i wsp., [1998] omawiane fruktany przyczyniają się do
zahamowania rozwoju nowotworu oraz zmniejszenia zmienionych krypt jelita grubego
u zwierząt laboratoryjnych. Natomiast Osman i wsp., [2006] stwierdzili, że fruktany
mają także działanie immunostymulujące, co wyraża się korzystnym wpływem ma
48
rozwój i czynność systemu immunologicznego błony śluzowej jelita. Efekt ten jest
prawdopodobnie związany ze stymulującym oddziaływaniem Bifidobakterii na
produkcję przez makrofagii cytokin (interleukina IL-6, TNF), aktywność limfocytów i
metabolizm innych komórek czy reaktywnych związków antybakteryjnych (NO, H2O2).
Dowiedziono również, że inulina hamuje produkcję sialomucyn o działaniu
nowotworowym, a pobudza wydzielanie sulfomucyn o działaniu terapeutycznym.
Pod wpływem zastosowania w diecie fruktanów następuje stymulacja syntezy
przeciwciał (głównie IgA) przez limfocyty B oraz aktywność cytotoksyczną komórek
NK. Komórki te są najważniejszą grupą komórek układu odpornościowego
odpowiedzialną za zjawisko naturalnej cytotoksyczności gdyż uczestniczą we
wczesnych fazach odpowiedzi nieswoistej oraz nadzorze immunologicznym [Waltz i
wsp., 2005].
Drzymała - Czyż i wsp., [2011] stwierdzili, że w dostępnej literaturze naukowej
nie
ma
doświadczeń,
które
dotyczą
wpływu
inuliny
na
parametry
immunohistochemiczne jelit u szczurów z zaindukowanym zapaleniem tego narządu.
Badacze ci podjęli próbę zbadania wpływu inuliny na wspomniany wyżej parametr
jednak efekty ich badań nie zostały jeszcze opublikowane.
Zastosowanie fruktooligosacharydów, inuliny i oligofruktozy w żywieniu różnych
gatunków zwierząt
Drób
Zastosowanie dodatku fruktanów w żywieniu drobiu miało wpływ na modyfikację
składu mikroflory układu pokarmowego poprzez wzrost liczby Bifidobacterium i
Lactobacillus oraz obniżenie liczby bakterii patogennych (E.coli) w treści jelita
cienkiego i jelita ślepego [Xu i wsp., 2003]. Pod wpływem zastosowanych w paszy
fruktanów wzrosła aktywność enzymów jelitowych. Fruktooligosacharydy oraz inulina
korzystnie zmieniły parametry histo-morfometryczne wpływając pozytywnie na długość
kosmków jelitowych (w jelicie czczym i biodrowym), głębokość krypt jelitowych [Xu i
wsp., 2003; Rehman i wsp., 2006; Awad i wsp., 2006 i 2009] oraz masę jelit
[Juśkiewicz i wsp., 2007]. Z badań przeprowadzonych na indykach przez Juśkiewicza i
wsp., [2006] wynika, że dodatek fruktooligosacharydów (0,5%; 1,0% i 2%) nie zmienił
masy i długości jelita cienkiego oraz grubego.
49
Wykazano również korzystny wpływ fruktanów, inuliny i oligofruktozy na
parametry produkcyjne kur nieśnych w tym wydajność nieśną, masę wyprodukowanych
jaj oraz obniżenie całkowitej zawartości cholesterolu w żółtkach jaj [Chen i wsp., 2005 i
2005]. Zaobserwowano istotny wzrost wytrzymałości mechanicznej skorupy jaja oraz
dostępności składników mineralnych, co przełożyło się na wyższy poziom wapnia i
fosforu w kości piszczelowej kur [Chen i Chen, 2004]. Dodatek do paszy
fruktooligosacharydów [Xu i wsp., 2003] oraz inuliny [Xu i wsp., 2003] poprawił
ogólne wskaźniki produkcyjne, w tym przyrosty masy ciała, spożycie paszy i
wykorzystanie paszy u drobiu.
Terada i wsp., [1994] w swoich badaniach wykazali, że zastosowanie dodatku do
paszy oligosacharydów nie wpływa na poprawę wydajności i parametrów
produkcyjnych kurcząt. Natomiast zastosowanie inuliny w ilości 0,3% diety wpłynęło
niekorzystnie na kurczęta, gdyż obniżyło masę ciała i pobranie paszy oraz podwyższyło
wskaźnik zużycia paszy na jednostkę przyrostu [Józefiak i wsp., 2008]. Również Wang
i Zhou [2007] przy podawaniu w paszy dla kaczek prebiotyku stwierdzili, że nie
wpłynął on pozytywnie na masę ciała, pobranie paszy i wykorzystanie paszy oraz
jakość mięsną tuszek. Wyniki te sugerują brak skuteczności tego rodzaju dodatków
prebiotycznych, jako potencjalnych czynników stymulujących wzrost tych zwierząt.
Z eksperymentu Juśkiewicza i wsp., [2002] wynika, że zastosowanie dodatku FOS
w ilości 0,4% diety nie miało wpływu na masę ciała ale nieznacznie zmieniło profil i
koncentrację kwasów SCFA w jelicie.
Według Juśkiewicza i wsp., [2006] suplementacja diety FOS (05%; 1,0% i 2%)
wpłynęła na obniżenie wartości pH oraz zwiększenie ilości SCFA w jelicie ślepym bez
istotnego wpływu na parametry produkcyjne oraz aktywność enzymów bakteryjnych (α
i β-glukozydazy,α i β-galaktozydazy oraz β-glukoronidazy). W późniejszych badaniach
Juśkiewicz i wsp., [2007] stwierdzili, że dodatek FOS działał niekorzystnie gdyż
zmienił parametry jelit przez co spowodował biegunkę i niską zawartość kwasów SCFA
w treści jelita ślepego.
Istnieje jednak wiele publikacji, w których autorzy wskazali wiele pozytywnych
aspektów stosowania prebiotyków w mieszankach paszowych dla drobiu ze względów
żywieniowych oraz zdrowotnych.
50
Trzoda chlewna
Dodatek inuliny do dawki pokarmowej dla trzody chlewnej wpłynął korzystnie
przede wszystkim na modyfikację wartości pH jelit [Loh i wsp., 2006; Pierce i wsp.,
2006; Lynch i wsp., 2007], składu mikroflory jelit [Xu i wsp., 2002] oraz parametrów
morfologicznych jelit, w tym zwiększeniu wysokości kosmków jelitowych w jelicie
cienkim
[Pierce
i
wsp.,
fruktooligosacharydów
2006].
stwierdzono
Po
zastosowaniu
większe
przyrosty
w
żywieniu
masy
ciała
tuczników
i
lepsze
wykorzystanie paszy oraz wzrost aktywności enzymatycznej w jelitach [Xu i wsp.,
2002].
Wzrost spożycia paszy przy zastosowaniu dodatku inuliny do diety dla trzody
chlewnej wykazano w badaniach przeprowadzonych przez Farnworth i wsp., [1992],
Houdijk i wsp., [1998], Estrada i wsp., [2001] oraz He i wsp., [2002]. W badaniach na
prosiętach oraz tucznikach również wykazano korzystny wpływ dodatku fruktanów na
spożycie i wykorzystanie paszy oraz przyrosty masy ciała [Grela i Pastuszak, 2001; Xu
i wsp., 2002]. Dodatek inuliny do paszy w eksperymencie Yasuda i wsp., [2006]
wpłynął na wzrost zdrowotności warchlaków poprzez wzrost koncentracji hemoglobiny
(HGB) we krwi i większą zawartość rozpuszczalnego żelaza w treści pokarmowej jelit
tych zwierząt. Pozytywny wpływ zastosowania w diecie świń dodatku fruktanów
potwierdziły badania wielu autorów [Houdijk i wsp., 1999; Mikkelsen i wsp., 2004;
Loh i wsp., 2006; Rideout i wsp., 2004; Byrne i wsp., 2008; Kjos i wsp., 2010].
Suplementacja diety inuliną nie wpłynęła na strawność białka w doświadczeniach
wykonanych przez Vanhoof i De Schrijver [1996] oraz Rideout i Fan [2004]. Efekt
bifidogenny po wprowadzeniu fruktanów do paszy rosnących świń został stwierdzony
przez Mølbak i wsp., [2007]. Inulina i oligofruktoza pełni rolę czynnika redukującego
liczbę patogennych enterobakterii oraz pasożytów w jelitach [Rideout i wsp., 2004;
Mountzouris i wsp., 2006; Byrne i wsp., 2008].
Mieszanki
paszowe
dla
trzody
chlewnej
zawierające
dodatek
fruktooligosacharydów [Russell i wsp., 1996] lub inuliny [Jensen i wsp., 1995; Jensen,
2006] przyczyniły się do redukcji ilości szkodliwych odorów, jakie powstają podczas
bakteryjnego rozkładu aminokwasów w jelitach, w tym skatolu, indolu, krezolu.
51
Przeżuwacze
Zastosowanie dodatku inuliny do diety dla cieląt wpłynęło pozytywnie na
przyrosty masy ciała bez wpływu na pobranie paszy i wykorzystanie paszy na jednostkę
przyrostu. Inulina obniżyła poziom glukozy, mocznika oraz cholesterolu całkowitego
bez istotnego wpływu na zawartość aminotransferazy asparaginianowej (AST).
Substancja prebiotyczna zmieniła również stężenie takich parametrów krwi jak RBC,
WBC, HGB bez wpływu na poziom hematokrytu (HCT). U cieląt otrzymujących
dodatek inuliny odnotowano wzrost stężenia gammaglobulin w surowicy krwi. Płyn
żwaczowy cieląt otrzymujących wspomniany dodatek charakteryzował się wyższym
stężeniem amoniaku i lotnych kwasów tłuszczowych [Król, 2011].
Zastosowanie oligosacharydów mannozy wpłynęło na zmianę stężenia glukozy,
mocznika, cholesterolu całkowitego oraz liczbę krwinek białych (WBC), hemoglobiny
(HGB) i hematokrytu (HCT) w surowicy krwi badanych cieląt. Pozytywne zmiany
odnotowano w stosunku do liczby bakterii oraz zawartości lotnych kwasów
tłuszczowych w płynie żwaczowym u cieląt grupy doświadczalnej [Król, 2011].
Zwierzęta laboratoryjne
Na podstawie dostępnej literatury można stwierdzić, że w wielu badaniach [Levrat i
wsp., 1991; Kleessen i wsp., 2001; Van De Viele i wsp., 2007; Juśkiewicz i wsp., 2009;
Azorín-Ortuño i wsp., 2009] zastosowanie inuliny w diecie u szczurów nie wpłynęło na
przyrosty masy ciała. Są również badania [Levrat i wsp., 1991], w których wykazano,
że dodatek inuliny w ilości 5% i 10% oraz 20% diety istotnie pogorszył przyrosty masy
ciała szczurów, ale według Bosscher i wsp., [2005] oraz Zaky, [2009] inulina
zastosowana w ilości 5%, 10% oraz 15% diety poprawiła zarówno przyrosty masy ciała
szczurów jak i spożycie paszy. Suplementacja diety szczurów inuliną w ilości od 4% do
10% diety nie miała wpływu na pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne
[Juśkiewicz i Zduńczyk, 2004; Juśkiewicz i wsp., 2009; Vanhoof i De Schrijver, 1996;
Żary-Sikorska i Juśkiewicz, 2007; Gråsten i wsp., 2002; Van Loo, 2004]. Spożywanie
przez szczury paszy zawierającej w swoim składzie dodatek fruktooligosacharydów
52
wpłynęło na wzrost końcowej masy ciała i przyrostów masy ciała oraz istotne obniżenie
spożycia paszy [Gallaher i wsp., 1996].
Dodatek do paszy inuliny nie miał wpływu na zmianę stężenia parametrów
morfologicznych krwi, co stwierdzono w wielu eksperymentach żywieniowych
[Juśkiewicza i wsp., 2005, 2009; Azorín-Ortuňo i wsp., 2009; López-Molina i wsp.,
2005; Van De Viele i wsp., 2007]. Z kolei Cieślik i Topolska [2009] oraz Kaur i Gupta,
[2002] wykazali pozytywny wpływ dodatku do diety fruktooligosacharydów na
metabolizm tłuszczu, poziom cholesterolu i trójglicerydów [Fiordaliso i wsp., 1995;
Kim i Shin, 1998; Delzenne i Kok, 1998 i 1999] oraz glukozy w surowicy krwi [Kok i
wsp.,1998; Kopeć i Cieślik, 2005].
Inulina i oligofruktoza zastosowane w dietach tej grupy zwierząt wpłynęły na
znaczny wzrost absorbcji Ca [Delzenne i wsp., 1995; Ohta i wsp., 1994; Ohta i wsp.,
1995; i wsp., 1995; Coundray i wsp., 1997; Lopez i wsp., 2000; Scholz-Ahrens i wsp.,
2002; Kaur i Gupta, 2002; Abrams i wsp., 2007; Laparra i wsp., 2008; Lobo i wsp.,
2009], Mg [Delzenne i wsp., 1995; Ohta i wsp., 1994 i 1995; Younes i wsp., 2001;
Scholz-Ahrens i Schrezenmeir, 2002; Lopez i wsp., 2000; Weaver, 2005; Krejpcio i
wsp., 2009], Fe [Delzenne i wsp., 1995; Lopez i wsp., 2000; Azorín-Ortuňo i wsp.,
2009; Van de Wiele i wsp., 2007] oraz Zn [Delzenne i wsp., 1995; Fiordaliso i wsp.,
1995; Kok i wsp., 1998; Bosscher i wsp., 2005; Lobo i wsp., 2009] i Cu [Lopez i wsp.,
2000].
Baba i wsp., [1996] oraz Lopez i wsp., [2000] nie stwierdzili wpływu
zastosowanej w diecie u szczurów oligofruktozy na wzrost jelitowej absorbcji wapnia
oraz magnezu.
Wzrost absorbcji jelitowej zapobiega deficytowi mineralnemu towarzyszącemu
procesowi osteoporozy oraz anemii [Abrams i wsp., 2007]. Stwierdzono również, że
podawanie fruktanów może zwiększyć mineralizację kości [Scholz-Ahrens i wsp.,
2001]. Józefiak i wsp., [2005] stwierdzili wzrost stężenia kwasów SCFA w treści jelita
ślepego po zastosowaniu w diecie u szczurów inuliny.
Według Kruger i wsp., [2003] biodostępność wapnia była znacząco wyższa u
szczurów, które otrzymywały w diecie długołańcuchową inulinę w porównaniu do
krótkołańcuchowej oligofruktozy. Z kolei produkcja biomasy oraz kwasu mlekowego i
octowego była wyższa w przypadku oligofruktozy. Tłumaczy się ten fakt tym, że
krótsze łańcuchy ulegają szybszej fermentacji przez Bifidobakterie, a długie łańcuchy
cząsteczki inuliny wydłużają czas fermentacji w jelicie grubym [Perrin i wsp., 2002].
53
Zastosowanie oligofruktozy w diecie u szczurów obniżyło wartość pH jelit oraz
aktywność enzymu mieloperoksydazy (MPO), który organizm uwalnia podczas reakcji
zapalnych m.in. podczas powstawania chorób układu krążenia. Przeciwzapalny efekt
zastosowanej oligofruktozy tłumaczy się głównie wpływem na wzrost kolonii
lactobacilli [Cherbut i wsp., 2003].
Uważana za długołańcuchowy polimer fruktozy inulina, z pozytywnym efektem
stosowana była u szczurów m.in. w obniżaniu mediatorów zapalnych, aktywności
enzymu MPO oraz produkcji leukotrienów LTB4, które regulują funkcje granulocytów
obojętnochłonnych i kwasochłonnych. Fruktan ten poprzez swoje biologiczne działanie
obniża ekspresję induokowanej syntazy tlenku azotu (iNOS), który jest cząsteczką
regulującą odpowiedź immunologiczną oraz wywołuje hipotensję podczas szoku
septycznego stresu oksydacyjnego [Videla i wsp., 2001]. Włącznie do diety inuliny
obniżyło strawność białka u szczurów [Levrat i wsp., 1993].
Suplementacja diety inuliną wpłynęła na zwiększenie masy jelit [Bielecka i
wsp., 2002; Gråsten i wsp., 2002; Zduńczyk i wsp., 2004; Juśkiewicz i wsp., 2009] oraz
ich długości. W obrazie histologicznym jelit stwierdzono zmiany dotyczące wysokości
kosmków jelitowych [Pierce i wsp., 2006; Lynch i wsp., 2007; Rehman i wsp., 2007],
głębokości krypt [Rehman i wsp., 2007] oraz liczby komórek nabłonkowych
przypadających na poszczególne kosmki.
Substancje prebiotyczne poprzez swoje działanie przyczyniają się do
ograniczenia zmian patologicznych tkanek jelit oraz zmniejszenia występowania
aberracji krypt (ACF) jelita cienkiego i grubego u szczurów [ Gibson i Roberfroid,
1995; Taper i wsp., 1998; Taper i Roberfroid, 1999; Verghese i wsp., 2002; Lobo i
wsp., 2009].
Ponadto hamują apoptozę i proliferację komórek nabłonka jelit [Pool-Zoobel i wsp.,
2007]. Inulina redukuje powstawanie szkodliwych form amoniaku, które zakwaszając
silnie treść pokarmową uważane są za czynnik uszkadzający błonę śluzową i nabłonek
jelitowy oraz przyczyniają się do nekrozy śluzówki jelitowej [Pool-Zobel i Sauer,
2007].
Lara-Wiloslada i wsp., [2006] są zdania, że wzrost produkcji kwasów SCFAs po
zastosowaniu w diecie u szczurów fruktooligosacharydów pozytywnie wpłynął na obraz
histologiczny
jelit.
Krótkołańcuchowe
fruktany
SC-FOS
(chort-chain
fructooligosaccharides), uważane są za efektywniejsze w redukcji czynników zapalnych
jelit niż pozostałe fruktany [Lara-Wiloslada i wsp., 2006]. Wzrost produkcji kwasu
54
masłowego, mas kałowych, wzrost ilości Bifidobakterii oraz wzmożona proliferacja
komórkowa w obrębie jelit przy braku zmian patologicznych w obrazie histologicznym
szczurów to efekt dodatku do diety inuliny [Rowland i wsp., 1998]. Substancja ta
zastosowana w diecie u szczurów obniżyła ryzyko wystąpienia nowotworu jelita
grubego poprzez zmianę wartości pH treści pokarmowej jelita, zwiększenie procesu
fermentacji i produkcji kwasów SCFA oraz proliferacji komórek jelit co potwierdziło
wielu autorów [Kleessen i wsp., 2001; Poulson i wsp., 2002; Verghese i wsp., 2002;
Jurgoński i wsp., 2008].
Inulina i oligofruktoza wykazały działanie przeciwzapalne oraz stymulujące
układ immunologiczny u szczurów [Osman i wsp., 2006; Drzymała-Czyż i wsp., 2011],
zredukowały proliferację i aktywność komórek nowotworowych okrężnicy (colon) oraz
ekspresję głównych enzymów odpowiedzialnych za proces nowotworowy u szczurów z
wywołanym przez azoxymetan nowotworem [Femia i wsp., 2002; Van Loo i wsp.,
1999]. Według Delgado i wsp., [2011] sposób działania prebiotyków w procesie
zapobiegania zmianom o przebiegu nowotworowym jelit jest jak dotąd mało poznany.
Pod wpływem zastosowanej w diecie inuliny wzrosła aktywność enzymów
bakteryjnych: β-glukozydazy, β-glukoronidazy i ureazy, które uważane są za produkt
toksyczny wpływający kancerogennie i mutagennie na okrężnicę szczurów [Zhang i
Lupton, 1994].
Istnieją publikacje, w których zastosowana inulina obniżyła aktywność enzymu
β-glukuronidazy [Rowland i wsp., 1998] oraz takie, w których nie miała wpływu na
jego aktywność [Rao i wsp., 1998; Rao, 2001; Gråsten i wsp., 2002]. Żary-Sikorska i
Juśkiewicz [2007] po zastosowaniu dodatku fruktooligosacharydów oraz inuliny
stwierdzili zmiany w aktywności enzymatycznej mikroflory jelitowej szczurów.
Pierwszy dodatek paszowy istotnie obniżył stężenie β-glukozydazy, a inulina obniżyła
aktywność β-galaktozydazy oraz β-glukoronidazy, której obecność, według autorów jest
wyznacznikiem aktywności mikroorganizmów patogennych w organizmie.
55
Charakterystyka β-glukanów
Pod względem budowy należą one do polisacharydów i występują m.in. w
ścianach komórkowych wielu mikroorganizmów, w tym z gatunku Saccharomyces
cerevisiae. Tada i wsp., [2008], Steve i wsp., [2009] oraz Wang [2009] twierdzą, że
uzyskuje się go z różnych naturalnych źródeł np.: wyższych grzybów, bakterii lub zbóż,
ale najlepszym źródłem do jego uzyskiwania są zwykle drożdże piwne.
Beta-glukany wchodzą w skład polisacharydów nieskrobiowych, zaliczane są do
hemiceluloz
będących
długołańcuchowymi
polimerami
glukozy.
Poszczególne
cząsteczki glukopiranozy mogą być połączone w sposób liniowy wiązaniami (1-3)/(14)-β-glikozydowymi. Z takim układem wiązań spotykamy się w przypadku zbóż. U
bakterii, drożdży i innych grzybów dodatkowo do rdzenia głównego cząsteczki
przyłączone są różnej długości łańcuchy boczne wiązaniem (1-6)-β-glikozydowym. W
zależności od źródła pochodzenia β-glukany różnią się strukturą chemiczną, masą
cząsteczkową oraz sposobem i liczbą odgałęzień łańcuchów bocznych, co z kolei
wpływa na ich aktywność biologiczną.
β-glukan drożdżowy zaliczany jest do glukanów drobnocząsteczkowych, gdyż
prawie 85% wiązań stanowią łańcuchy liniowe, pozostałe 15% tworzą wiązania
rozgałęzione. Struktura ściany komórkowej drożdży, z której izolowane są β-glukany
czyni je mało podatnymi na rozpuszczanie w wodzie. Jest to wynikiem obecności
chityny, która stanowi około 1-2% masy ściany komórkowej i tworzy kompleksy z
glukanami (3-9% masy ściany komórkowej). Dodatkowo znajdująca się na powierzchni
zewnętrznej ściany komórkowej warstwa mannanoprotein utrudnia pozyskiwanie tej
formy β-glukanu [Waszkiewicz-Robak, 2006]. Lepszą rozpuszczalność tych związków
można uzyskać poprzez ich modyfikację chemiczną. Ponadto lepsza rozpuszczalność
charakteryzuje związki o mniejszym stopniu rozgałęzień. Ważne jest także, aby
polisacharydy te były odizolowane od mannanoprotein bez użycia agresywnych
kwasów i zasad w procesie hydrolizy, były w niezmienionej, naturalnej formie
gwarantującej wysoką aktywność biologiczną.
Efekt prebiotyczny po zastosowaniu
β-glukanów może być tłumaczony
powinowactwem niektórych receptorów drobnoustrojów (Salmonella i E. coli)
względem mannozy, która tworząc trwałe połączenia z mikroorganizmami sprzyja
obniżeniu liczebności patogennych drobnoustrojów jelitowych [Waszkiewicz-Robak,
2006]. W tabeli nr 4 przedstawiono klasyfikację β-glukanów.
56
Tabela 4. Klasyfikacja β-glukanów [Waszkiewicz-Robak, 2006]
Pochodzenie
Nazwa βglukanu
Źródło β-glukanu
Lentinian
Lentinus edodes
(1-3)/(1-6)-β
commune
(1-3)/(1-6)-β
Sclerotium glucanicum
(1-3)/(1-6)-β
Sclerotium Rolfsii
(1-3)/(1-6)-β
Sclerotinia
(1-3)-β
Grifolan
Grifola frondosa
(1-3)-β
Krestin
Cariolus versicolor
(1-3)-β
Pleuran
Pleurotus ostreatus
(1-3)/(1-4)/(1-6)-β
Poria cocos
(1-6)-β
Skleroglucan
Pachyman
Kurdlan
Bakterie
cząsteczce
Schizophyllan
Schizofilan
Grzyby
Typ wiązań w
Laminarin
Exopolisaccharide
(EPS)
Agrobacterium sp.,
Alcaligenes faecalis
(1-3)-β
Laminaria digitata
(1-3)/(1-6)-β
Sorangium cellulosum
(1-4)/(1-6)-β
jęczmień (3-11% s.m.)
owies (3-7% s.m.)
Zboża
β-glukan
żyto (1,5-6% s.m.)
zbożowy
(1-3)/(1-4)-β
ryż (2% s.m.)
pszenica (0,8% s.m.)
sorgo (0,2-0,5% s.m.)
(1-3)/(1-4)/(1-6)-β
S.cerevisiae
Drożdże
β-glukan
S.carlsbergensis
(1-3)/(1-6)-β
drożdżowy
S.Uvarum
S.astorianus
β-glukan pochodzący z drożdży Saccharomyces cerevisiae należy do substancji,
która wykazuje pozytywny efekt immunomodulacyjny zarówno w organizmie
zwierzęcym jak i ludzkim [Delaney i wsp., 2003; Hiss i wsp., 2003; Chae, 2006].
Stymuluje on przede wszystkim podstawowe komórki systemu odpornościowego zwane
makrofagami [Compton i wsp., 1996; Hunter i Washburn, 1998; Brown i Gordonm
57
2001; Hunter i wsp., 2002]. Komórki te tworzą tzw. pierwszą linię obronną organizmu,
która pochłania i niszczy nieporządane
mikroorganizmy, bakterie i komórki obce
dostające się do wnętrza organizmu. Mechanizm działania β-glukanów opiera się
głównie na regulacji procesu metabolizmu tłuszczów w organizmie oraz specyficznym
pobudzaniu komórek immunokompetentnych (np.: makrofagów, limfocytów B i T, na
których znajdują się swoiste dla nich receptory). Stosowanie dodatku β-glukanów do
diety przyczynia się do redukcji ryzyka hipoglikemii, alergii oraz chorób
nowotworowych.
Efektem działania β-glukanu jest podniesiony stan gotowości organizmu na obronę
przeciwko różnego rodzaju infekcjom: wirusowym, bakteryjnym, grzybiczym czy
pasożytniczym [Milewski i wsp., 2007].
Zainteresowanie β-glukanem jako dodatkiem do dawek pokarmowych dla
zwierząt wzrosło, gdy udowodniono korzystny jego wpływ na dobrostan i zdrowie
zwierząt. Poprzez wzmocnienie układu odpornościowego ograniczył on częstotliwość
zachorowań [Mantovani i wsp., 2008; Hso-Chi Chung i wsp., 2009], wykazał wysoką
aktywność przeciwutleniającą Toklu i wsp., 2006; Sener i wsp., 2007; Ju –Woon Lee i
wsp., 2009], polepszył przyswajanie składników pokarmowych zawartych w paszy i
wpłynął na poprawę zdrowia [Li i wsp., 2005]. Wielu autorów [Brown i Gordon, 2001;
Modesto i wsp., 2009] jest zgodnych z twierdzeniem, że makrofagi odgrywają
podstawową rolę w odporności przeciwzakaźnej, w usuwaniu nieprawidłowych lub
obumarłych komórek oraz obcych substancji dostających się do wnętrza organizmu.
Makrofagi zwane są także komórkami żernymi. Ich rolą jest pochłanianie obcego
elementu
np.
wirusa,
bakterii
i
jego
niszczenie
w procesie
trawienia
wewnątrzkomórkowego oraz wyzwalanie dalszej odpowiedzi immunologicznej
następującej po strawieniu antygenu.
Cząsteczki β-glukanu, ze względu na swoją budowę, idealnie pasują do
receptorów znajdujących się na makrofagach (komórkach odpornościowych) i dlatego
β-glukan jest stosowany jako preparat wspomagający leczenie chorób powiązanych ze
spadkiem odporności organizmu oraz zapobieganiem ponownym infekcjom [Compton i
wsp., 1996, Hunter i wsp., 2002; Kivela i wsp., 2009]. Mechanizm aktywacji
makrofagów przez β-glukan rozpoczyna się od połączenia substancji czynnych z
receptorami
na
makrofagach.
Można
porównać
obrazowo
β-glukan
wysokoenergetycznej odżywki dla makrofagów, która wzmacnia ich działanie.
58
do
Gedek [2001] oraz Dobicki i wsp., [2005] potwierdzają w swoich badaniach na
krowach mlecznych właściwości β-glukanów, które absorbują mikotoksyny grzybów
polowych i magazynowych zawartych w paszach.
Skutkiem działania β-glukanu jest silniejsza naturalna zdolność organizmu do
obrony, która jest niezwykle istotna właśnie w przypadku chorób infekcyjnych
obciążających system immunologiczny każdego organizmu [Jamas i wsp., 2002]. βglukan neutralizuje wolne rodniki, które poprzez skutki swego działania są jedną z
przyczyn powstawania zaburzeń i chorób metabolicznych [Hongtao i wsp., 2009].
Do substancji prebiotycznych zalicza się również mannano-oligosacharydy
(MOS), które są złożonymi węglowodanami wyizolowanymi ze ściany komórkowej
drożdży z gatunku Saccharomyces cerevisiae. Substancje te posiadają cenne mannany i
β-glukany.
Według Abel i Czop, [1992], Tokunaka i wsp., [2000] i Pelizon i wsp., [2005]
mechanizm działania β-glukanu polega na wzajemnym jego oddziaływaniu ze
swoistymi receptorami, znajdującymi się na powierzchni makrofagów, komórek NK
(Natural Killer), limfocytów B i T oraz innych komórek immunokompetentnych.
Komórki te identyfikują specyficzną strukturę powierzchni tych cząstek jako obcą
(antygen) i uruchamiają nieswoistą odpowiedz immunologiczną za pomocą czynników
swoistych przeciwciał. Ponadto β-glukan aktywuje dopełniacz oraz pobudza
wytwarzanie interleukin: IL-1, IL-6, IL-10, IL-12 i TNF-α. Efektem tego jest
podwyższony stan gotowości układu odpornościowego do obrony organizmu przeciwko
różnym czynnikom patogennym znajdującym się w paszy.
Zastosowanie β-glukanu w żywieniu różnych gatunków zwierząt
Drób
Zastosowanie w mieszankach paszowych dla drobiu dodatku β-glukanu [Chae i
wsp., 2006; Moralez-Lopez i wsp., 2009; Cox i wsp., 2010; Elrayeh i Yildiz, 2012], nie
miało wpływu na przyrosty masy ciała, a nawet spowodowało jej istotne obniżenie u
brojlerów [Józefiak i wsp., 2008].
Preparaty, w których składzie znajdowały się drożdże piwne zawierające βglukan wpłynęły na przywrócenie równowagi bakteryjnej przewodu pokarmowego,
zahamowały rozwój mikroorganizmów patogennych, przez co wzrosła zdrowotność
[Linge, 2005] i przyrosty masy ciała drobiu [Mikulski i wsp., 2008].
59
Dodatek β-glukanu do dawki pokarmowej dla brojlerów wpłynął pozytywnie na
system odpornościowy [Hahn i wsp., 2006; Eicher i wsp., 2006; Chae i wsp., 2006],
przyrosty masy ciała i aktywność komórek układu immunologicznego [Cheng i wsp.,
2004]. β-glukan zneutralizował wpływu substancji toksycznych i mykotoksyn
zawartych w paszy dla brojlerów, indyków i kur [Devegowda i wsp., 1996; Raju i
Devegowda, 2000; Smulikowska i wsp., 2005]. Manoj i Devegowda [2001] również
potwierdził w badaniach in-vitro wiążące właściwości drożdży Saccharomyces
cerevisiae. Badania przeprowadzone przez Huff i wsp., [2006] na kurczętach wykazały,
że dodatek β-glukanu u osobników zainfekowanych E.coli zapobiegł obniżeniu masy
ciała i pogorszeniu zużycia i wykorzystania paszy oraz ograniczył upadki młodych
zwierząt.
Również glukomannany, będące elementem ściany komórkowej drożdży,
zastosowane łącznie z mykotoksynami w paszy u brojlerów wpłynęły korzystnie na
końcową masę ciała zwierząt i obniżenie śmiertelności [Kamalzadeh i wsp., 2009]. W
innych badaniach na brojlerach β-glukan zmniejszył upadki zwierząt [Huff i wsp.,
2006].
Zastosowanie drożdży Saccharomyces cerevisiae zwierających w swoim
składzie β-glukan, zarówno w żywieniu drobiu [Asli i wsp., 2007, Yousefi i Karkoodi,
2007] jak i kurcząt [Çelik i wsp., 2007] nie miało wpływu na przyrosty dobowe masy
ciała tych zwierząt. Według Józefiaka i wsp., [2008] dodatek do paszy dla brojlerów βglukanu istotnie (P≤0,05) obniżył masę ciała zwierząt doświadczalnych.
Trzoda chlewna
W stosowanych dawkach pokarmowych dla trzody chlewnej udział drożdży
paszowych suszonych, zawierających w swoim składzie β-glukan mieści się w
przedziale od 2 do 5% [Skomiał, 2001]. Zastosowanie nawet niewielkiego dodatku βglukanu w ilości 0,025% i 0,05% lub 0,04% do paszy dla odsadzonych prosiąt
poprawiło
przyrosty
masy
ciała,
wykorzystanie
paszy
oraz
wpłynęło
immunomodulująco [Schoenherr i wsp., 1994; Dritz i wsp., 1995]. U dorosłych świń
dodatek β-glukanu również poprawił przyrosty masy ciała oraz naturalne mechanizmy
obronne organizmu [Li i wsp., 2005 i 2006; Hahn i wsp., 2006]. U prosiąt oraz loch
karmiących, dawka pokarmowa zawierająca dodatek od 3% do 4% β-glukanu wpłynęła
na wzrost wykorzystania składników pokarmowych zawartych w paszy, co przełożyło
60
się na wyższe przyrosty masy ciała i spadek częstotliwości zachorowań u prosiąt
[Jurgens i wsp., 1997].
Schoenherr i wsp., [1994] oraz Dritz i wsp., [1995] są zdania, że wskaźniki
wydajności produkcji trzody chlewnej uzależnione są od ilości lub stężenia β-glukanu
zastosowanego w diecie u tych zwierząt. Autorzy ci są zdania, że optymalny poziom βglukanu w mieszance paszowej, po którym możemy zaobserwować wzrost masy ciała i
wyższe przyrosty to zastosowanie tego dodatku w ilości od 0,025% do 0,05% lub
stężeniu od 250-500 mg/kg paszy. Suplementacja paszy β-glukanem wynosząca
powyżej 1.000mg/kg paszy obniżyła przyrosty zwierząt [Schoenherr i wsp., 1994].
Dodatek drożdży Saccharomyces cerevisiae do mieszanki dla loch ciężarnych,
prosiąt ssących i odsadzonych wpłynął korzystnie na przyrosty masy ciała tych zwierząt
[Schoenherr i wsp.,1994; Dritz i wsp., 1995; Jurgens i wsp., 1997; Eicher i wsp., 2006].
Zastosowanie β-glukanu w dawce pokarmowej dla świń [Hiss i Sauerwein, 2003] i
prosiąt [Hester i wsp., 2012] oraz drożdży Saccharomyces cerevisiae dla tuczników nie
miało wpływu na przyrosty masy ciała tych zwierząt [Rekiel i wsp., 2008].
W doświadczeniu przeprowadzonym przez Hiss i Sauerwein [2003] przy
zastosowaniu w paszy dodatku β-glukanu w ilości 0,015 i 0,03% nie wykazano wpływu
na przyrosty masy ciała i parametry morfologiczne oraz immunologiczne. Hester i wsp.,
[2012] również nie potwierdzili wpływu β-glukanu na przyrosty masy ciała, długość i
masę jelit oraz długość kosmków jelitowych i głębokość krypt jelitowych.
Zastosowany dodatek nie miał wpływu na rozwój parametrów jelitowych oraz
immunologicznych u 3 tygodniowych prosiąt.
Warchlaki żywione mieszankami zawierającymi 1-2,5% dodatek drożdży
piwnych charakteryzowały się lepszym wykorzystaniem paszy oraz obniżyła się liczba
padnięć i wybrakowań [Fuchs i wsp., 2011]. Suplementacja drożdżami piwnymi paszy
dla loch prośny i karmiących pozytywnie wpłynął na parametry odchowu prosiąt.
Drożdże Saccharomyces cerevisiae wprowadzone do mieszanki dla loch ciężarnych,
prosiąt ssących i odsadzonych wpłynęły korzystnie na przyrosty masy ciała tych
zwierząt [Schoenherr i wsp., 1994; Dritz i wsp., 1995; Jurgens i wsp., 1997; Hiss i
Sauerwien, 2003].
Zastosowanie β-glukanu w ilości 0,015 i 0,03% w dawce pokarmowej dla
rosnących świń nie miało wpływu na przyrosty masy ciała [Hiss i Sauerwien, 2003].
Również dodatek drożdży Saccharomyces cerevisiae w paszy u tuczników nie wpłynęło
na przyrosty masy ciała tych zwierząt [Rekiel i wsp., 2008].
61
Wprowadzenie do dawki pokarmowej drożdży Saccharomyces cerevisia i βglukanów spowodowało wyższe tempo wzrostu, lepsze wykorzystanie paszy i
podwyższenie zdrowotność oraz ograniczało namnażanie bakterii E. coli i Clostridium
sp., co ograniczało występowanie biegunek [Fuchs i wsp., 2011]. Pozytywny wpływ
zastosowania w dawce pokarmowej drożdży oraz produktów ich frakcjonowania w
żywieniu świń potwierdza wielu badaczy [Zimmermann i wsp., 2001; Hahn i wsp.,
2006, Li i wsp., 2006; Fuchs i wsp., 2007; Fuchs i wsp., 2011].U rosnących świń
pozytywny wpływ zastosowanego dodatku drożdży stwierdza się przede wszystkim
poprzez wyższe tempo wzrostu [Schoenherr i wsp., 1994; Dritz i wsp. 1995; Fuchs i
wsp., 2005 i 2011] oraz wzrost liczby komórek kubkowych w kryptach i kosmkach
jelita cienkiego oraz zwiększenie wydzielania mucyn [Rekiel i wsp., 2008].
Przeżuwacze
Zastosowanie dodatku drożdży piwnych Saccharomyces cerevisiae do dawki
pokarmowej dla krów wykazało szerokie spektrum pozytywnych działań m. in. poprzez
wpływ
na
stymulację
wzrostu
bakterii
żwaczowych
(celulolitycznych
i
proteolitycznych), które są odpowiedzialne za metabolizm azotu i włókna ADF oraz
odpowiednie wykorzystanie energii z paszy. Wielu autorów jest zdania, że
zastosowanie drożdży piwnych w żywieniu krów mlecznych zmienia korzystnie skład
mleka [Skórko-Sajko i wsp., 1993; Dobicki i wsp., 2006 i 2007; Kinal i wsp., 2007]
oraz stymuluje układ odpornościowy organizmu [Dobicki i wsp., 1994].
W dawkach pokarmowych dla krów w okresie laktacji zastosowanie ścian
komórkowych drożdży Saccharomyces cerevisiae podwyższyło wydajność mleczną
tych zwierząt. Mleko charakteryzowało się wyższą zawartością suchej masy, białka,
tłuszczu i laktozy [Nocek i wsp., 2002; Lehloenya i wsp., 2008; Sretenowiĉ i wsp.,
2011] oraz składników mineralnych [Strusińska i wsp., 2004].
Dobicki i wsp., [2007] przy stosowaniu tego rodzaju dodatków stwierdzili
obniżenie (P≥0,01) liczby komórek somatycznych w mleku (LKS), których wysoki
poziom świadczy o infekcji wymienia. W tym samym doświadczeniu Dobicki i wsp.,
[2007] odnotowali wzrost liczby krwinek białych (WBC), krwinek czerwonych (RBC),
aminotransferazy alaninowej (ALT) oraz immunoglobulin klasy IgG w surowicy krwi,
62
co świadczy o korzystnej stymulacji układu immunologicznego krów. Zastosowany
dodatek nie miał wpływu na wskaźniki morfologiczne (PLT, MCV, MCH, MCHC) i
biochemiczne (AST, mocznik, cholesterol, białko, albuminy, globuliny, glukoza).
W innym eksperymencie Dobicki i wsp., [2006] przetestowali w żywieniu krów
mlecznych dodatek preparatu z suszonych drożdży piwnych Saccharomyces cerevisiae
zawierający w swoim składzie mannanooligosacharydy (MOS).
Użyty w badaniach dodatek miał wpływ na wzrost mleczności, zmianę składu mleka
oraz obniżenie ilości komórek somatycznych w mleku, co może świadczyć o stymulacji
układu immunologicznego. W płynie żwaczowym stwierdzono wzrost populacji
bakterii żwaczowych u krów otrzymujących w dawce pokarmowej wspomniany
dodatek mannanooligosacharydów. Wzrost mleczności u krów po zastosowaniu
dodatku drożdży piwnych odnotowano również w doświadczeniu Korniewicza i wsp.,
[2005].
Eksperyment Dolezala i wsp., [2005] na bydle mlecznym wykazał korzystny
wpływ
suplemenacji
Saccharomyces
cerevisiae
(P≤0,01)
na
produkcję
krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych (SCFA), wartość pH treści żwacza,
wykorzystanie amoniaku i populację pierwotniaków.
Zastosowanie mannano-
oligosacharydów w żywieniu cieląt wywarło korzystny wpływ na wzrost masy ciała,
wyższe przyrosty masy ciała oraz lepsze wykorzystania paszy na jednostkę przyrostu.
Nukleotydy drożdżowe wchodzące w skład preparatów mleko zastępczych dla
cieląt miały pozytywny wpływ na zwiększenie masy ciała, przyrostów masy ciała oraz
obniżyło wykorzystanie paszy na jednostkę przyrostu. Wpłynęło również na parametry
morfologiczne (krwinki białe-WBC, krwinki czerwone- RBC) i biochemiczne (poziom
glukozy, mocznika, stężenie cholesterolu całkowitego) oraz wzrost stężenia
gammaglobulin w surowicy krwi. Pod wpływem zastosowanych nukleotydów
drożdżowych nie zmieniło się stężenie hemoglobiny i hematokrytu oraz poziom
aminotransferazy
asparaginianowej
(AST).
W
płynie
żwaczowym
u
cieląt
otrzymujących preparat mlekozastępczy suplementowany nukleotydami drożdżowymi
wzrosła ilość lotnych kwasów tłuszczowych oraz liczba bakterii [Król, 2011].
Wyższa masa ciała oraz większe przyrosty dzienne to efekt zastosowania u
jagniąt [Milewski, 2009] dodatku suszonych drożdży Saccharomyces cerevisiae
zawierających w swoim składzie β-glukan oraz u cieląt preparatu zawierającego w
swoim składzie β-glukan [Szymańska-Czerwińska i Bednarek, 2007]. Według
Dobrzańskiego i wsp., [2006] drożdże paszowe w żywieniu zwierząt stosuje się od
63
ponad stu lat, gdyż uważane są za źródło dobrze trawionego białka, które
charakteryzuje się bogatym składem aminokwasowym w tym lizyny, leucyny, treoniny
i waliny.
W doświadczeniu przeprowadzonym przez Mordak i wsp., [2008] po
zastosowaniu suszonych drożdży piwnych Saccharomyces cerevisiae w żywieniu krów
mlecznych w okresie okołoporodowym nie stwierdzili zatrzymania błon płodowych i
zalegania poporodowego. Choroby metaboliczne oraz procesy zapalane gruczołu
mlekowego i macicy były znacznie niższe w porównaniu do grupy kontrolnej.
Odnotowano również obniżenie liczby komórek somatycznych w mleku, co świadczy o
pozytywnym wpływie żywienia na parametry procesu immunomodulacji.
Zastosowanie β-glukanu w żywieniu jagniąt ssących miało pozytywny wpływ na
cechy użytkowości mięsnej. Odnotowano wyższe tempo wzrostu i przyrosty dobowe
masy ciała oraz wzrost aktywności lizozymu (50%) i gamma-globulin (30%) [Milewski
i
wsp.,
2007].
Iniekcja
z
roztworem
β-glukanu
wykazała
właściwości
immunomodulujące w zapobieganiu zapalenia gruczołu mlekowego u owiec (mastitis)
[Waller i Coldits, 1999].
W badaniach przeprowadzonych przez Wójcik i wsp., [2007] na owcach,
wykazano pozytywny efekt działania β-glukanu, na wybrane wskaźniki nieswoistej
odporności komórkowej zależnej od limfocytów i granulocytów oraz wzrost
wewnątrzkomórkowej aktywności bio-bójczej fagocytów (PKA) i aktywności
proliferacyjnej limfocytów krwi (MTT).
W grupie jagniąt ssących parametry nieswoistej odporności humoralnej
[Milewski i wsp, 2007] wykazały wyższe wartości w grupie doświadczalnej
otrzymującej dodatek β-glukanu w paszy. Milewski [2009] wykazał (P≤0,05) wyższą
masę ciała oraz większe przyrosty dzienne jagniąt ssących po zastosowaniu dodatku
suszonych drożdży Saccharomyces cerevisiae zawierających w swoim składzie βglukan.
64
Zwierzęta laboratoryjne
Beta-glukan zastosowany w dawce pokarmowej u szczurów nie miał wpływu na
masę ciała, przyrosty i spożycie paszy [Delaney i wsp., 2003; Jonker i wsp., 2009].
Dawka pokarmowa z dodatkiem β-glukanu wpłynęła na neutralizację toksyn
zawartych w paszy szczurów [Toklu i wsp., 2006]. W badaniach przeprowadzonych
przez Toklu i wsp., [2006], Sener i wsp., [2007] oraz Ju –Woon Lee i wsp., [2009]
wykazano, że właściwości antyoksydacyjne β-glukanu przyczyniły się do złagodzenia
wpływu substancji szkodliwych na narządy wewnętrzne. Z eksperymentu wykonanego
przez Babicěk i wsp., [2007] wynika, że zastosowanie β-glukanu nie spowodowało
istotnych zmian w parametrach morfologicznych i biochemicznych krwi, śmiertelności
zwierząt oraz zmianach histopatologicznych w narządach wewnętrznych, co świadczy o
braku efektu toksycznego podawanych stężeń β-glukanu. W badaniach Jonker i wsp.,
[2009] dodatek β-glukanu w diecie dla szczurów spowodował spadek poziomu
cholesterolu i lipidów we krwi natomiast w badaniach Delaney i wsp., [2003] wzrosła
zawartość krwinek białych oraz ilość limfocytów we krwi, a pozostałe parametry krwi
(bazofile, neutrofile i monocyty) nie uległy zmianie. Badania histologiczne nie
wykazały zmian w budowie i funkcjonowaniu narządów wewnętrznych, co świadczy o
braku efektu toksycznego zastosowanych dawek.
W doświadczeniach przeprowadzonych na myszach zaobserwowano efekt
cytoochronny na komórki i narządy wewnętrzne oraz właściwości antyoksydacyjne
[Toklu i wsp., 2006]. β-glukan stosowany w dawce pokarmowej obniżył toksyczny
wpływ aminopentanu na parametry morfologiczne i biochemiczne krwi i zneutralizował
wprowadzane toksyny [Toklu i wsp., 2006; Ju-Woon Lee i wsp., 2009; Oliveira i wsp.,
2009; Masuda i wsp., 2009]. Ponadto β-glukan wykazał zróżnicowany wpływ na
aktywność komórek fagocytarnych, w zależności od drogi jego aplikacji, co
zaobserwował Sakurai i wsp., [1992] u myszy. Makrofagi tych zwierząt, po dożylnym
wprowadzeniu β-glukanu, zwiększyły swoją aktywność fagocytarną, produkcję H2O2 i
interleukiny I (IL-1) w porównaniu do zwierząt grupy kontrolnej. Natomiast w grupie
myszy traktowanych β-glukanem dootrzewnowo takiego zjawiska nie odnotowano.
Trzeba zaznaczyć, że właściwości prozdrowotne z udziałem β-glukanu w dawce
pokarmowej przeprowadzone na szczurach potwierdziło wielu autorów [Delaney i wsp.,
2003; Toklu i wsp., 2006; Babicěk i wsp., 2007; Sener i wsp., 2007; Jonker i wsp.,
2009].
65
2.3 Charakterystyka synbiotyków
Koncepcja synbiotyków jest stosunkowo nowa [Pool-Zobel i Sauer, 2007].
Połączenie probiotyku i prebiotyku w jednym produkcie stwarza szansę wzmocnienia
prozdrowotnych właściwości każdej z tych dwóch substancji. Zastosowanie w diecie
łącznie probiotyku z prebiotykiem powoduje korzystniejszy efekt zdrowotny niż w
przypadku zastosowania każdej substancji osobno. Pozytywne wyniki badań
doświadczalnych oraz wynikająca z nich potrzeba stosowania tego rodzaju dodatków
powodują wzrost liczby publikacji dotyczących wpływu synbiotyków na zdrowie i
funkcjonowanie organizmów [Brzóska i wsp., 2007; Reid, 2008].
Celem stosowania w żywieniu zwierząt oraz ludzi synbiotyków jest przede
wszystkim
poprawa
przeżywalności
i
kolonizacji
szczepów
probiotycznych
wprowadzonych do wnętrza organizmu [Gibson i Roberfroid, 1995; Asahara i wsp.,
2001; Roller i wsp., 2004; Awad i wsp., 2009; El-Banna i wsp., 2010].
Probiotyki, będące elementem synbiotyku, wpływają przede wszystkim na
utrzymanie odpowiedniego poziomu biocenozy jelit. W sposób naturalny przywracają
stan równowagi mikro środowiska jelitowego w momencie wystąpienia czynników
zakłócających (stres, patogeny, zanieczyszczenia paszy) oraz uszczelniają barierę
jelitową. Odpowiedzialne są za produkcję jelitowego śluzu, pobudzają aktywność
makrofagów, komórek NK (z ang. natural killer) oraz plazmocytów i limfocytów B do
produkcji przeciwciał (IgA i IgM). Probiotyki stymulują powstawanie limfocytów T
przeciwzapalnych, które produkują mediatory w reakcjach zapalnych oraz obniżają
poziom prozapalnych cytokin i modulują powierzchnię komórek dendrytycznych.
Komensalne bakterie jelitowe uważane są za stałe i niezbędne źródło pobudzania
nieswoistej odporności organizmu.
Drugi składnik synbiotyku czyli prebiotyk korzystnie wpływa na wzrost i
przeżywalność bakterii probiotycznych [Gibson, 2003; Roberfroid, 2007]. Poprzez
odpowiednie dostosowanie określonego podłoża do metabolizmu probiotyków, szczepy
probiotyczne mają wyższą szansę na kolonizację przewodu pokarmowego i większą
zdolność konkurowania z dostającymi się do treści jelita patogenami [Maitin i Rastall,
2002].
Synbiotyk, poprzez swoje naturalne działanie wpływa na utrzymanie w jelitach
środowiska kwaśnego, wytwarzanie nadtlenku wodoru, co uniemożliwia rozwój
patogenów bakteryjnych i wirusowych, a tym samym adhezję bakterii do ścian jelit.
66
W wielu eksperymentach synbiotyk wykazywał działanie stymulujące układ
immunologiczny [Roller i wsp., 2004; Van Loo, 2004; Lasek i wsp., 2008; Frence i
wsp., 2009; Rafter i wsp., 2010]. Wzmacnianie systemu odpornościowego odbywa się
na drodze modyfikacji humoralnej i komórkowej oraz regulacji odporności wrodzonej
[Romański, 2007] i odporności nieswoistej [Isolauri i wsp., 2001].
Wyniki wielu badań naukowych [Maitin i wsp., 2002; Rafter i wsp., 2010;
Roberfroid i wsp., 2010] dowodzą, że synbiotyki hamują rozwój chorobotwórczych
szczepów bakterii, utrzymują niskie pH w jelitach i sprzyjają zachowaniu równowagi w
składzie mikroflory jelitowej, co pozytywnie wpływa na wzrost i rozwój młodych
zwierząt.
Poprzez swoje działanie regulują motorykę przewodu pokarmowego, stymulują
układ immunologiczny - odporność komórkową i humoralną, obniżając zdolność
przylegania czynników patogennych do ścianek jelit [Ochmański i Barabasz, 1999;
Bednarek i Szymańska-Czerwińska, 2008] oraz przyczyniają się do obniżenia ryzyka
wystąpienia nowotworów jelit [Juśkiewicz i wsp., 2007; Rautonen i wsp., 2008; Wang,
2009]. Wymienione czynniki w sposób korzystny wpływają na zdrowie i procesy
biologiczne zachodzące w całym organizmie.
Z innych doświadczeń [Zduńczyk i wsp., 2004; Juśkiewicz i wsp., 2007]
wynika, że po zastosowaniu w diecie synbiotyków hamowane są procesy gnilne w
jelicie grubym, które są odpowiedzialne za powstawanie związków rakotwórczych i
procesów zapalnych ściany jelita przewodu pokarmowego. Składniki synbiotyku mają
wpływ na obniżenie aktywności enzymów jelitowych (β-glukozydazy, β-galaktozydazy
oraz β-glukoronidazy), których obecność, według Żary-Sikorskiej i Juśkiewicza [2007]
jest wyznacznikiem aktywności mikroorganizmów patogennych w organizmie.
Lopez i wsp., [2007] oraz Butler i wsp., [2007] zwracają uwagę, iż synbiotyki
przyczyniają się do usprawnienia wchłaniania związków mineralnych (wapnia,
magnezu, żelaza) oraz syntezy witamin (B1, B2, B12), które są niezbędne do
prawidłowego funkcjonowania i wzrostu każdego organizmu. Ponadto stwierdzono, że
proliferacja komórek nabłonka jelita grubego, zwiększona międzykomórkowa bierna
dyfuzja jonów oraz zmiana parametrów morfometrycznych jelit są efektem stosowania
dodatków paszowych o charakterze synbiotycznym. W pomiarach morfometrycznych
jelit długość kosmków jest wyznacznikiem ich aktywności, a krypty jelitowe
odpowiedzialne są za wytwarzanie kosmków oraz są rezerwuarem komórek o
charakterze totipotencjalnym, komórek macierzystych i przejściowych. Głębsze krypty
67
odpowiadają za skuteczniejszą wymianę komórek nabłonka jelitowego w odpowiedzi
na jego stopniowe złuszczanie czy stany zapalne.
Natomiast skrócenie kosmków przy większej głębokości krypt osłabia absorpcję
składników pokarmowych, zwiększa sekrecję w przewodzie pokarmowym i obniża
wskaźniki produkcyjne zwierząt [Xu i wsp., 2003].
Potencjał prozdrowotny stosowania synbiotyków związany jest ze zdolnością do
obniżania ekspresji wielu czynników zapalnych. Składniki te mogą stanowić ochronę
przed karcynogenami pochodzącymi z paszy i wody, a będącymi pierwszymi
mediatorami procesu zapalnego w błonie śluzowej jelit. Skuteczność stosowania
synbiotyków została potwierdzona wielokrotnie w procesach redukcji początkowych
zmian nowotworowych jelit [Rowland i wsp., 1998].
Z wielu doświadczeń [Rowland i wsp., 1998; Femia i wsp., 2002; Gibson i
Roberfroid, 2008] wynika, że synbiotyk lepiej chroni przed działaniem związków i
czynników nowotworowych niż podawanie każdej z tych substancji wchodzących w
jego skład osobno. Dobrym przykładem jest doświadczenie Rowland’a i wsp., [1998],
którzy stwierdzili, że zastosowanie w diecie u szczurów połączenia probiotyku z
prebiotykiem w postaci synbiotyku było bardziej efektywne w redukcji komórek
nowotworowych jelita niż zastosowanie każdej z tych substancji osobno. Zatem łączne
stosowanie tych dodatków zwiększa ich skuteczność działania na organizm gospodarza.
Wpływ synbiotyku na mikroflorę jelitową
Podczas życia płodowego przewód pokarmowy organizmu uważany jest za
jałowy i pozbawiony flory jelitowej, która istotnie wpływa na podstawowe mechanizmy
immunologiczne. Jedynym czynnikiem obronnym nowo narodzonego organizmu są
immunoglobuliny matczyne dostarczone przez łożysko oraz różne mikroorganizmy,
które dostały się podczas porodu. Możemy wśród nich wyróżnić trzy podstawowe
grupy, których obecność lub brak decyduje nie tylko o zdrowiu noworodka, ale i
każdego
organizmu.
Pierwszą
grupę
stanowią
mikroorganizmy
pożyteczne
(Lactobacillus, Bifidobacterium), które hamują rozwój czynników szkodliwych i
patogennych. Kolejna grupa to mikroorganizmy potencjalnie szkodliwe (E.coli)
ujawniające swoją obecność w momencie osłabienia organizmu. Ostatnia grupa to
organizmy bezwzględnie szkodliwe (Clostridium) produkujące substancje toksyczne lub
68
kancerogenne, których obecność zaburza homeostazę ekosystemu jelit oraz wpływa
negatywnie na zdrowie i funkcjonowanie całego organizmu.
Na kształtowanie się flory jelitowej w pierwszych dniach życia wpływa wiele
czynników. Warty zwrócenia uwagi jest fakt, że za najważniejszy czynnik
determinujący skład i funkcjonowanie ekosystemu organizmu uważa się odżywianie. W
mleku matki obok cennych oligosacharydów, które stymulują rozwój pożytecznych
bakterii jelitowych stwierdzono występowanie humoralnych mediatorów układu
obronnego w tym immunoglobulinę wydzielniczą IgAs, cytokiny oraz czynniki wzrostu
(Il-1, Il-6, Il-8, G-SCF, M-SCF, TNF-α i TFNβ). Układ odpornościowy młodego
organizmu od chwili urodzenia nabywa zdolność wytwarza immunoglobuliny IgA i w
tym procesie największe znaczenie odgrywa układ odpornościowy jelita (GALT).
Brak równowagi mikrobiologicznej organizmu przyczynia się bezpośrednio do
szerokiego spektrum chorób wynikających z rozwoju cywilizacji, zanieczyszczenia
środowiska i innych czynników, które negatywnie wpływają na zdrowie i
funkcjonowanie zarówno ludzi jak i zwierząt.
Według Gibsona i wsp., [2004] mikroflora jelitowa odgrywa bardzo ważną rolę
pod względem żywieniowym, gdyż zapobiega kolonizacji potencjalnie patogenicznych
mikroorganizmów oraz jest ważnym źródłem energii dla komórek ściany jelita
pochodzącej z procesu fermentacji węglowodanów do kwasów SCFA, w tym kwasu
masłowego. Poprzez interakcje pomiędzy komórkami nabłonka jelitowego, a systemem
odpornościowym związanym z jelitami (GALT) ma miejsce zjawisko różnicowania
komórek ściany jelita, ekspresji genów i receptorów oraz modulacja procesów
metabolicznych.
Główna rola mikroflory jelitowej polega na zapobieganiu zjawiska dysbiozy
oraz redukcji wystąpienia ryzyka jednostek chorobowych (zaparcia, biegunki,
nowotwory jelit, atopowe zapalenia, alergia, otyłość, autyzm) [Gibson i Roberfroid,
2008].
Z badań przeprowadzonych przez Maitin i Rastall, [2002], Pool-Zobel i wsp.,
[2007] oraz Frence i wsp., [2009] wynika, że dobierając odpowiednio skład
probiotyków i prebiotyków można wpływać na ilościowy i jakościowy skład
krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych (SCFAs) powstałych w jelicie grubym
podczas procesu fermentacji. Te z kolei są włączane w metabolizm ogólnoustrojowy
lub wykorzystywane jako główne źródło energii dla kolonocytów [Roberfroid, 2000;
69
Cummings i wsp., 2001]. Kwasy SCFA lub ich sole, wykazują działanie na geny
regulujące rozrost komórek jelit [Blottiere i wsp., 1999].
Głównym źródłem energii dla komórek nabłonka okrężnicy są maślany, które wpływają
na rozrost komórek uwalniając czynniki wzrostu lub peptydy żołądkowo - jelitowe (np.
gastrynę), albo za pomocą stymulacji przepływu krwi przez jelita [Blottiere i wsp.,
1999].
Synbiotyki stanowią barierę dla antygenów pochodzących z diety i szkodliwych
substancji występujących w treści przewodu pokarmowego oraz regulują motorykę jelit
zapobiegając biegunkom o podłożu bakteryjnym lub wirusowym. Substancje
synbiotyczne przyczyniają się do rozwoju korzystnych bakterii jelitowych oraz
zapobiegają nawrotom infekcji grzybiczych i bakteryjnych błon śluzowych organizmu.
Nieodpowiednie funkcjonowanie układu odpornościowego zaburza mikro środowisko
jelitowe i przyczynia się do występowania chorób układu pokarmowego, w tym
nieprawidłowej motoryki jelit objawiającej się biegunką. Wystąpienie niewłaściwej,
fizjologicznej pracy jelit ma negatywny wpływ na skład flory bakteryjnej oraz na
barierę mikrobiologiczną występującą w obrębie tkanki limfatycznej błony śluzowej
jelita cienkiego, co ma pośrednio wpływ na cały układ odpornościowy oraz na
prawidłowe wchłanianie składników pokarmowych niezbędnych do prawidłowego
rozwoju każdego organizmu.
Zdrowy organizm to przede wszystkim sprawny układ pokarmowy oraz system
obronny, który obniża ryzyko zachorowania, wystąpienia chorób bakteryjnych,
wirusowych i pasożytniczych, przez co w sposób naturalny przyczynia się do szybszego
wzrostu osobników młodocianych.
Układ immunologiczny jelit oraz wpływ synbiotyków na parametry odpornościowe
organizmu
Nieodpowiednie funkcjonowanie układu odpornościowego (infekcje, alergie)
zaburza mikro środowisko jelitowe i przyczynia się do występowania chorób układu
pokarmowego, których efektem jest nieprawidłowa motoryka jelit w postaci biegunek
lub zaparć. Stosowanie w żywieniu dodatku synbiotyków zapobiega występowaniu
niewłaściwej pracy jelit, która ma negatywny wpływ na skład flory bakteryjnej oraz na
barierę mikrobiologiczną występującą w obrębie tkanki limfatycznej błony śluzowej
jelita cienkiego.
70
Synbiotyki należą do substancji, które poprzez swoje naturalne działanie
bezpośrednio
wpływają
na
układ
odpornościowy
warunkując
podwyższenie
zdrowotności. Synbiotyki odpowiedzialne są za prawidłowe wchłanianie składników
pokarmowych i związków mineralnych oraz produkcję niektórych witamin przez co
mają istotny wpływ na prawidłowy wzrost i funkcjonowanie organizmu.
Największym narządem odpornościowym organizmu jest jelito, gdyż w błonie
śluzowej jelita znajduje się ok. 80% wszystkich komórek immunokompetentnych
(immunoglobulin) i 50% wszystkich limfocytów. Ponadto ilość wydzielonej na
powierzchni układu pokarmowego immunoglobuliny (IgA) oraz liczba limfocytów są
najwyższe w porównaniu do pozostałych narządów limfoidalnych. Romański [2007]
zwraca uwagę, że na skuteczne funkcjonowanie układu immunologicznego jelit wpływa
przede wszystkim bariera mechaniczna w postaci nabłonka jelitowego i warstwy śluzu,
które uważane są za mechanizm odporności wrodzonej. Układ immunologiczny
przewodu pokarmowego posiada zdolność do odróżniania czynników patogennych od
naturalnie występującej flory i fauny organizmu oraz neutralizuje antygenty uznane za
szkodliwe, przez co modyfikuje procesy immunologiczne w całym organizmie.
Na zaburzenie funkcjonowania i równowagi pomiędzy układem pokarmowym, a
obronnym wpływ mają przede wszystkim liczne błędy żywieniowe i powstałe na tym
tle choroby metaboliczne [Romański, 2007].
W celu zwalczania czynników chorobotwórczych i patogennych dostających się
do wnętrza organizmu wykształcony został złożony system tkanki limfatycznej
związanej z błoną śluzową i podśluzową układu pokarmowego MALT (z ang. mucosalassociated-lymphoid-tisues), a w szczególności w obrębie błony śluzowej jelit-układu
GALT (z ang. gut associated lymphoid tissue). Do układu GALT należy ponad 70%
komórek limfatycznych całego układu pokarmowego. W przewodzie pokarmowym
dochodzi do kontaktu układu immunologicznego jelit (GALT) z jelitowym układem
nerwowym ENS (z ang. enteric nervous system), który jest odpowiedzialny za motorykę
jelit oraz zachodzące w nim procesy absorpcyjne i wydzielnicze [Górska i wsp., 2009].
Najważniejszym zadaniem układu MALT, a tym samym układu GALT jest
rozpoznawanie i odróżnianie inwazyjnych patogenów od nieszkodliwych oraz
substancji niezbędnych do prawidłowego funkcjonowania organizmu [Santor, 2008]
oraz wydzielanie na powierzchni błony śluzowej jelit przeciwciał IgA-zwanych
przeciwciałami wydzielniczymi (IgAs). Główną funkcją przeciwciał IgAs jest
71
wychwytywanie obcych antygenów i blokowanie im przejścia przez błonę śluzową w
głębsze warstwy ściany jelita.
W układzie MALT możemy wyróżnić zarówno komórki będące elementem
odporności wrodzonej, jak i nabytej [Górska i wsp., 2009].
Z kolei w skład układu GALT wchodzą skupiska grudek limfatycznych,
zorganizowane kompleksy komórkowe (kępki Peyera i samotne grudki chłonne) oraz
rozproszone komórki zlokalizowane zarówno w blaszce właściwej jelita (limfocyty T i
B,
makrofagi,
komórki
dendrytyczne)
jak
i
w
okolicach
nabłonka
(limfocyty śródnabłonkowe). Najbardziej aktywne immunologicznie są kępki Peyera,
grudki limfatyczne i limfocyty występujące między komórkami nabłonkowymi oraz
pod błoną właściwą jelit. Kępki Peyera to grudki limfatyczne skupione, które zawierają
limfocyty B i T. Razem z samotnymi grudkami chłonnymi są miejscem indukcji
odpowiedzi immunologicznej na antygeny zewnętrzne. Odgrywają one rolę w
rozpoznawaniu
i
wytwarzaniu
odpowiedzi
immunologicznej
na
antygeny
chorobotwórczych mikroorganizmów, które mogą pojawić się w tej części przewodu
pokarmowego.
Według Gibsona i Roberfroida [2008] mikroorganizmy jelitowe, nabłonek
cylindryczny oraz układ odpornościowy związany z błoną śluzową tworzą wysoce
zintegrowany ekosystem jelitowy określany jako GES (z ang. gastrointestinal
ekosystem). Multipotencjalne komórki nabłonka ulegają szybkiemu różnicowaniu w
enterocyty, komórki Gobleta, komórki Panetha, komórki M oraz komórki endokrynne.
Komórki Panetha wydzielają substancje antybakteryjne (lizoym, defensyny, sekrecyjna
fosfolipaza A2). Komórki Gobleta to wyspecjalizowane enterocyty, które wydzielają
glikokaliks przez co tworzą kolejną i skuteczną linię obronną organizmu.
Uważa się, że enterocyty to kluczowe i podstawowe komórki nabłonkowe jelit,
które odpowiedzialne są za wchłanianie substancji odżywczych oraz biorą udział w
miejscowym mechanizmie obronnym. Wytwarzają liczne kationowe białka o działaniu
przeciwbakteryjnym, w tym mucyny, lizozym, katelicydyny i defensyny, które według
Fric [2007] hamują rozwój mikrobów oraz ich przyleganie do nabłonka jelitowego. W
ścianie jelita produkowane są również interleukiny (IL-1α, IL-1β, IL-6, IL-8, IL-10),
TNFα, TNGβ oraz niektóre chemokiny (MIP-3α, TARC).
W blaszce właściwej śluzówki znajduje się sieć naczyń limfatycznych oraz
występują plazmocyty (produkujące przeciwciała), T-limfocyty (CD4+ T-helperwoe) i
makrofagi.
Plazmocyty
wydzielają
immunoglobuliny
72
IgA.
W
badaniach
doświadczalnych na zwierzętach stwierdzonio, że pod wpływem dodatków paszowych
o charakterze synbiotycznym enterocyty krypt jelitowych zwiększają lub zmniejszają
aktywność proliferacyjną. Zmianie ulega ich aktywność wydzielnicza, np. produkcja
śluzu i czynników bakteriobójczych.
Zdolność wytwarzania peptydów antybakteryjnych (katelicydyna) posiadają także
komórki pośrednie krypt jelitowych oraz enterocyty [Rekiel i wsp., 2008].
Komórki
nabłonkowe
(komórki
M)
odpowiedzialne
są
za
odnowę
mikrokosmków, transport cząsteczek i mikroorganizmów ze światła jelit do głębszych
warstw nabłonka. Funkcja immunologiczna komórek M polega na wychwytywaniu
antygenów jakie wprowadzane są do wnętrza organizmu i przekazywaniu ich
komórkom prezentującym antygen (limfocytom T i B) oraz ściśle z nimi związanymi
komórkami APC (z ang. antygen presenting cells) lub komórkami dendrytycznymi DP
(z ang. dendric cells).
Powierzchnia błon śluzowych jelit jest miejscem pierwszego kontaktu z dużą
ilością antygenów oraz miejscem wnikania drobnoustrojów, które są wprowadzane
m.in. razem z paszą do wnętrza organizmu. Z dotychczasowych badań [Mikkelsen i
wsp., 2004; Pickard i wsp., 2004] wynika, że dodatki paszowe o charakterze
synbiotycznym korzystnie wpływają na działanie układu odpornościowego oraz
immunomodulację organizmu poprzez zwiększenie m.in. ilości bakterii zakwaszających
środowisko (głównie kwasu mlekowego) oraz aktywację tkanki limfatycznej związanej
z błonami śluzowymi (tzw. układ GALT).
Badania przeprowadzone przez Isolaurii i wsp., [2001] wskazują, że efekt ten
jest związany ze stymulującym wpływem bakterii probiotycznych na mechanizm
odporności nieswoistej (zwiększone namnażanie makrofagów i ich aktywności
fagocytarnej oraz syntezy komórek NK. Efekt probiotycznych bakterii uwidacznia się
również w zmianie mechanizmu odporności swoistej, w tym komórkowej (pobudzanie
makrofagów do produkcji cytokin aktywizujących limfocyty Tc) i humoralnej
(pobudzanie limfocytów B do syntezy różnego rodzaju przeciwciał antybakteryjnych, a
przede wszystkim IgA w jelitach).
Immunoglobuliny typu IgA odgrywają rolę w mechanizmach odpornościowych
w obrębie błon śluzowych przewodu pokarmowego i zapobiegają kolonizacji
patogenów, stymulując układ immunologiczny. Socha i wsp., [2002] zaobserwowali
aktywację limfocytów T, wzrost syntezy IgA, IgG i pobudzenie aktywności
73
makrofagów przy stosowaniu synbiotyków. Oprócz tego stwierdzono pobudzenie
odpowiedzi typu humoralnego i komórkowego.
Korzystne działanie synbiotyków polega na modulowaniu ogólnej lub
miejscowej odpowiedzi immunologicznej, m.in. poprzez pobudzenie syntezy IgA, IgG
oraz aktywacje limfocytów T i makrofagów, zmniejszaniu przepuszczalności błony
śluzowej jelit, eliminowaniu bakterii patogennych oraz degradacji antygenów.
Immunoglobulina typu IgM eliminuje patogeny we wczesnych stadiach odporności
zależnej od limfocytów B, zanim zostaną wyprodukowane wystarczające ilości IgG.
Uważa się, że IgM stanowią pierwszą linię obrony immunologicznej i zapobiegają
przenikaniu antygenów do światła jelit [Fiocchi, 1998; Santor, 2008].
Birkedal-Hansen [1993] oraz Kam i wsp., [1995] zwrócili uwagę, że główną rolę
w patogenezie powstawania chorób układu pokarmowego, a przez to całego organizmu,
pełnią procesy immunologiczne, w których zaangażowane są mechanizmy odpowiedzi
komórkowej i humoralnej.
Dokładne
poznanie
mechanizmów
działania
synbiotyków
na
układ
immunologiczny jelit umożliwi zapobieganie chorobom, które są efektem wnikania
antygenów do wnętrza organizmu oraz zaburzenia prawidłowych procesów trawienia i
wchłaniania składników pokarmowych.
Reid i wsp., [2003] stwierdzili, że nie ma doniesień o ewentualnym
niepożądanym działaniu substancji synbiotycznych. Według tych autorów substancje te
stymulują osiedlanie się żywych mikroorganizmów oraz wzrost i metabolizm
poszczególnych szczepów bakterii redukując tym samym obecność bakterii
chorobotwórczych, wirusów i czynników patogennych, które powodują wzrost
chorobotwórczości.
Prawidłowo funkcjonujący układ immunologiczny warunkuje odpowiedni
wzrost i rozwój organizmu oraz utrzymuje wysoki poziom zdrowotności. Brak
równowagi mikrobiologicznej przyczynia się bezpośrednio do szerokiego spektrum
chorób wynikających przede wszystkim z rozwoju cywilizacji, zanieczyszczenia
środowiska oraz innych negatywnych czynników, które niekorzystnie wpływają
zarówno na ludzi jak i zwierzęta.
74
Zastosowanie synbiotyków w żywieniu zwierząt
Drób
Mieszanki paszowe dla brojlerów zawierające w swoim składzie synbiotyki
miały korzystny wpływ na masę ciała oraz przyrosty masy ciała, co potwierdzają
doświadczenia przeprowadzone przez Zhang i Doyle [2006], Brzóska, [2007], Mohnl i
wsp., [2007], Awad i wsp., [2008 i 2009], El-Banna i wsp., [2010], Abdel-Raheem i
Abd-Allah [2011]. Janocha i wsp., [2010] zastosowali w paszy u brojlerów dodatek
synbiotyku (Bacillus subtilis z drożdżami Sachcaromyces cerevisiae) i uzyskali wzrost
masy ciała oraz wzrost europejskiego wskaźnika chowu drobiu (IEWW). Brzóska i
wsp., [2008] stwierdzili, że dodatek do paszy synbiotyku nie miał wpływu na masę ciała
i przyrosty brojlerów. Dodatek β-glukanu i pro-biotycznych szczepów Bacillus
poprawił podstawowe parametry produkcyjne brojlerów [An i wsp., 2008]. Przeciwne
wyniki z zastosowaniem probiotyku z β-glukanem otrzymali w doświadczeniu na
drobiu Milczarek i wsp., [2012], w którym zastosowany dodatek synbiotyku nie miał
wpływu na masę ciała kurcząt brojlerów.
Zastosowanie dodatku Lactobacillus plantarum i Lactobacillus rhamnosus z
oligosacharydem mannanu istotnie zwiększyło spożycie paszy u brojlerów [Brzóska i
wsp., 2007]. Awad i wsp., [2009] z kolei potwierdzili wpływ dodatku do paszy
synbiotyków na wzrost końcowej masy ciała (P≤0,05) i wydajność tuszek. Brzóska
[2007] po zastosowaniu synbiotyku u kurcząt rzeźnych odnotował wyższy (P<0,01)
europejski wskaźnik produkcji (EWW), który jest stosowany w celach porównawczych
efektów produkcyjnych zwierząt. Na możliwość wykorzystania w żywieniu drobiu
substancji synbiotycznych jako naturalnych immunomodulatorów wskazali w swych
badaniach Roller i wsp., [2004].
Dodatek Enterococcus faecium z inuliną do mieszanki paszowej dla brojlerów
miał korzystny wpływ na wzrost (P≤0,05) masy ciała i przyrostów masy ciała oraz
lepsze wykorzystanie paszy w tym doświadczeniu. Odnotowano wzrost wskaźnika
EPEF (z ang. European Production Efficiency Factor), który informuje o wzroście
wydajności produkcji zwierzęcej [Awad i wsp., 2008].
Połączenie w diecie u indyków Lactobacillus spp. z laktozą poprawiło przyrosty
masy ciała oraz wykorzystanie paszy u osobników zainfekowanych szczepem
Salmonella [Vicente i wsp., 2007]. Poprawę przyrostów masy ciała i wykorzystania
75
paszy przy obniżeniu częstości występowania biegunek i upadków zwierząt
stwierdzono po zastosowaniu B.subtilis z frukto-oligosacharydami [Li i wsp., 2008].
Zhang i Doyle [2006] w przeprowadzonym doświadczeniu żywieniowym
zastosowali u kurcząt probiotyczne szczepy Lactobacillus i Streptococcus z
prebiotykami (frukto-oligosacharydami i laktozą). Stwierdzili oni, że zastosowanie
dodatku synbiotyków miało istotny wpływ na wzrost masy ciała i przyrosty masy ciała
niż zastosowanie każdej z tych substancji osobno. Pozytywny wpływ stosowania
synbiotyków w żywieniu drobiu szeroko opisali w swojej publikacji Ohimain i Ofongo
[2012].
Dodatni wpływ zastosowanych w diecie u drobiu synbiotyków na wzrost
parametrów produkcyjnych potwierdziło w swoich badaniach wielu autorów [Awad i
wsp., 2009; Revolledo i wsp., 2009; Vandeplas i wsp., 2009].
Suplementacja paszy produktem synbiotycznym miała porównywalny wpływ na
parametry produkcji jak zastosowanie antybiotycznego promotora wzrostu AGP (z ang.
Antibiotic Growth Promoters), który poprawił wydajność produkcji oraz zahamował
rozwój chorób w stadzie brojlerów [Mohnl i wsp., 2007].
Dodatek do paszy probiotyków miał wpływ na wzrost długości kosmki jelitowe
u niosek po zastosowaniu Bacillus subtilis var. natto [Samanaya i Yamauchi, 2002] oraz
u brojlerów po zastosowaniu Eubacterium sp. [Awad i wsp., 2006]. Jednak przy
połączeniu probiotyku z prebiotykiem wykazało korzystniejszy efekt dotyczący
parametrów morfometrycznych, w tym wzrostu długości kosmków jelitowych [Bailey i
wsp., 1991; Fukata i wsp., 1999].
Caspary [1992] na podstawie przeprowadzonych badań stwierdził, że wzrost
długości kosmków jelitowych powoduje wzrost powierzchni chłonnej jelit zdolnej do
większej absorbcji związków odżywczych i składników mineralnych.
Zastosowanie w paszy dodatku frukto-oligosacharydów u drobiu wpłynęło na
wzrost długości kosmków jelitowych i wzrost stosunku długości kosmków do
głębokości krypt
w dwunastnicy. W kolejnym odcinku jelita cienkiego (czczego)
zaobserwowano obniżenie długości kosmków i głębokości krypt oraz wzajemnego
stosunku obydwu parametrów. Z kolei w jelicie krętym odnotowano obniżenie długości
kosmków i głębokości krypt, a wzrost stosunku obydwu parametrów. Doświadczenie to
pokazało wpływ prebiotyku na poszczególne odcinki końcowego układu pokarmowego
[Awad i wsp., 2011] oraz połącznie prebiotyku z probiotykiem na parametry
fizjologiczne jelit u brojlerów [Awad i wsp., 2008].
76
Jednak połączenie fruktanów z probiotykami nie zawsze przynosi oczekiwane korzyści
jak w przypadku doświadczenia Awad i wsp., [2011], co zauważyli we wcześniejszych
badaniach Bolognani i wsp., [2001]. Zastosowanie u kur w paszy dodatku inuliny miało
wpływ na wzrost liczby Bifidobacterii w treści jelit [Rada i wsp., 2003], a połączenie
inuliny z probiotykiem zmieniło korzystnie parametry ekosystemu jelit u brojlerów
[Awad i wsp., 2008]. Robeiro i wsp., [2007] oraz Silva i wsp., [2010] w swoich
badaniach na brojlerach stwierdzili, że
dodatek synbiotyków wpłynął na zmianę
parametrów histomorfometrycznych jelit, w tym długość kosmków, głębokość krypt
jelitowych oraz stosunek długości kosmków do głębokości krypt.
Według Brzóski i wsp., [2008] stosowanie preparatów probiotycznych i
prebiotycznych poprawia efektywność zootechniczną produkcji i może być substytutem
zakazanych do stosowania antybiotyków paszowych (AGP).
Trzoda chlewna
Zastosowanie w paszy u świń dodatku synbiotyku miało pozytywny wpływ na
wzrost masy ciała, przyrostów oraz wykorzystanie paszy, co potwierdzili w swoich
badaniach Nemcová i wsp., [1999], Estrada i wsp., [2001], Herich i wsp., [2002]. Inne
eksperymenty wskazują również na wzrost masy ciała oraz przyrostów masy ciała u
świń żywionych paszą zawierającą w swoim składzie dodatek synbiotyku [Nemcová i
wsp., 1999; Estrada i wsp., 2001; Herich i wsp., 2002].
W doświadczeniu na prosiętach dodatek do paszy synbiotyku (różne szczepy
probiotyczne z oligofruktozą) miał wpływ na wzrost masy ciała i przyrostów bez
wpływu na pobranie i wykorzystanie paszy. Zastosowanie tego rodzaju dodatku nie
wpłynęło na zmianę parametrów hematologicznych krwi (krwinki białe -WBC, krwinki
czerwone - RBC, poziomu hemoglobiny - HGB, hematokryt - HCT oraz limfocyty,
monocyty i neutrofile) za wyjątkiem obniżenia ilości płytek krwi (PLT) [Shim i wsp.,
2005].
Pod wpływem zastosowanego przez Shim i wsp., [2005] w mieszance paszowej
synbiotyku
odnotowano
podwyższenie
strawności
większości
składników
pokarmowych i mineralnych. Suplementacja diety tym dodatkiem paszowym zmieniła
77
skład mikroflory jelitowej, wzrosła liczba szczepów Lactobacillus, a obniżeniu uległ
poziom patogennych szczepów E.coli.
Dodatek Bifodobacterium longum z oligofruktozą obniżył poziom śmiertelności
młodych świń oraz wpłynął na rozwój bakterii jelitowych, w tym wzrost Lactobacillus i
Bifidobacterium [Nemcová i wsp., 1999]. Herich i wsp., [2002] stwierdzili, że
zastosowanie w żywieniu tej grupy zwierząt dodatku synbiotyków powoduje korzystną
zmianę parametrów immunologicznych, w tym wzrost liczby limfocytów T i B.
Uzupełnienie dawki pokarmowej loch karmiących synbiotykami składającymi
się z
Lactobacillus paracasei z oligofruktozą wpłynęło pozytywnie na parametry
immunologiczne we krwi (krwinki białe, fagocyty, leukocyty, neutrofile) u
odsadzonych prosiąt [Herich i wsp., 2002].
Według Smirnov i wsp., [2005] dodatek synbiotyku miał istotny wpływ na
liczbę oraz zagęszczenie komórek kubkowych w kosmkach jelitowych oraz wzrost
ilości wydzielonego śluzu. W doświadczeniu na prosiętach Budiño i wsp., [2005]
zastosowali dodatek synbiotyku, a uzyskane wyniki potwierdziły pozytywny wpływ
tych substancji na morfometrię ściany jelita cienkiego oraz wzrost zagęszczenia
kosmków jelitowych w dwunastnicy.
Prosięta z zastosowanym w diecie synbiotykiem charakteryzowały się większą
wysokością mikrokosmków, natomiast większe ich zagęszczenie było w grupie
zwierząt z probiotykiem.
Według Marinho i wsp., [2007] dodatek synbiotyków wpłynął na zmianę
parametrów histomorfometrycznych jelit, w tym długość kosmków, głębokość krypt
jelitowych oraz stosunek długości kosmków do głębokości krypt. Wymienione
parametry jelit miały wpływ na lepsze wykorzystanie składników pokarmowych
zawartych w paszy i wyższą zdrowotność zwierząt.
Zastosowanie w paszy u świń szczepu Lactobacillus paracasei z maltodekstryną
istotnie obniżyło poziom kolonizacji jelita czczego przez niekorzystne szczepy E. coli.
Z kolei połącznie Lactobacillus paracasei z frukto-oligosacharydami spowodowało
wzrost kolonii Lactobacillus spp. i Bifidobacterium spp. oraz obniżyło liczbę
patogennych bakterii Clostridium i Enterobacterium [Bomba i wsp., 2002].
78
Zwierzęta laboratoryjne
Z badań Liong i Shah [2007] wynika, że dodatek do paszy szczurów
Lactobacillus casei z maltodextryną i frukto-oligosacharydami (FOS) nie miał wpływu
na pobranie paszy oraz wykorzystanie paszy na jednostkę przyrostu. Również Yang i
wsp., [2005] nie zaobserwowali zmian w pobraniu paszy po zastosowaniu w diecie
szczurów synbiotyku.
Gallaher i wsp., [1996] podawali w paszy dla szczurów szczepy Bifidobacterium
oraz Lactobacillus acidophilus z frukto-oliogosacharydami w obecności związku
karcerogennego. W tym eksperymencie dodatek FOS oraz jego połączenie z
Bifidobacterium wpłynęło na wzrost końcowej masy ciała i przyrosty szczurów oraz
istotne obniżenie spożycia paszy. Z kolei połączenie FOS z Lactobacillus acidophilus
nie miało wpływu na końcową masę ciała szczurów oraz pobranie przez nie paszy.
Geier i wsp., [2007] po zastosowaniu w paszy Lactobacillus fermentum BR 11 z fruktooligosacharydami odnotowali spadek masy ciała i pobrania paszy u szczurów z
wywołanym zapaleniem okrężnicy. Podobne wyniki po zastosowaniu u szczurów
synbiotyku otrzymali Yang i wsp., [2005].
W badaniach Bieleckiej i wsp., [2002] stwierdzono w jelitach wzrost kolonii
szczepów probiotycznych po zastosowaniu w diecie u szczurów dodatku synbiotyku
zawierającego w swoim składzie Bifidobacterium strains z oligofruktozą.
Należy stwierdzić, że zarówno probiotyki [Goldin i Gorbach, 1996] jak i
prebiotyki zastosowane w diecie u szczurów miały wpływ na zahamowanie powstałego
procesu nowotworowego jelit. W tym miejscu warto przytoczyć badania Rowland i
wsp., [1998], którzy wykazali, że połączenie Bifidobacterium longum z inuliną okazało
się skuteczniejsze w redukcji początkowych zmian nowotworowych jelit niż wpływ
każdej z tych substancji osobno.
Jednak nie zawsze połączenie obydwu substancji w diecie daje spodziewany i
korzystny efekt, co wykazały badania przeprowadzone przez Bolognani i wsp., [2001].
Autorzy ci nie potwierdzili wpływu dodatku do diety probiotyku z inuliną w procesie
redukcji początkowych zmian nowotworowych u szczurów z doświadczalnie
wywołanym przez azoxymetan (AOM) schorzeniem jelit. Roller i wsp., [2004] donoszą,
że zastosowanie w diecie u szczurów synbiotyku (Lactobacillus rhamnosus i
Bifidobacterium lactis z inuliną) ograniczyło aktywność komórek NK w kępkach
Payer’a. Zahamowania procesu zapalnego jelit nie stwierdzono w przypadku
79
zastosowania probiotyku i inuliny oddzielnie. Również Gallaher i wsp., [1996] są
zdania, że zastosowanie w diecie u szczurów dodatku probiotyku oraz synbiotyku
zredukowało ogniska nieprawidłowych krypt jelitowych, które uważane są za początki
zwiastujące potencjalny rozwój nowotworu jelit.
W swojej pracy Roller i wsp., [2004] przedstawili istotny wpływ stosowania
probiotyków,
prebiotyków
i
synbiotyków
w
procesie
hamowania
zmian
nowotworowych jelit oraz stymulacji układu immunologicznego w obrębie jelit
(GALT).
U szczurów żywionych dietą z dodatkiem synbiotyku (L. rhamnosus i B. lactis z
inuliną i oligofruktozą) stwierdzono zwiększoną produkcję immunoglobuliny klasy IgA
w jelitach [Rowland i wsp., 1998]. Również kombinacja Lactobacillus rhamnosus i
Bifidobacterium lactis z maltodekstryną zastosowana jako komponent paszowy miała
istotny wpływ na wzrost poziom immunoglobulin klasy IgA. Stwierdzono, że jelitowa
IgAs wykazuje zdolność zapobiegania adhezji antygenów do nabłonka jelita
[Romański, 2007]. Działanie zastosowanego synbiotyku zaobserwowano zarówno w
sekrecyjnym jak i komórkowym mechanizmie immunologicznym jelit.
Femia i wsp., [2002] po zastosowaniu w dawce pokarmowej dla szczurów
synbiotyku [inuliny i oligofruktozy (1:1) oraz bakterii probiotycznych: Lactobacillus
rhamnosus GG i Bifidobacterium lactis] wykazali szerokie spektrum prozdrowotnego
działania m.in. na układ pokarmowy oraz immunologiczny. Połączenie właściwości
probiotyku z inuliną było przedmiotem badań Maitin i Rastall [2002], Pool-Zobel i
wsp., [2007] oraz Frence i wsp., [2009], w których potwierdzono wpływ synbiotyków w
redukcji ryzyka wystąpienia nowotworów jelit.
Wykorzystanie w żywieniu probiotycznego szczepu
Bifidobacterium z
oligofruktozą zredukowało występowanie ognisk nieprawidłowych krypt jelitowych u
szczurów [Gallaher, Khil, 1999]. Podobne wyniki otrzymali Rowland i wsp., [1998] po
zastosowaniu w diecie u szczurów dodatku Bifidobacterium longum z inuliną.
Aryana i McGrew, [2007] w swym eksperymencie badali krótko (DP=5),
średnio (DP=10) i długołańcuchową inulinę (DP=23) oraz oligofruktozę w połączeniu z
probiotycznym szczepem Lactobacillus casei. Autorzy ci stwierdzili, że długość
łańcucha węglowego miała istotny wpływ na właściwości synbiotyczne.
Produkcja biomasy oraz kwasu mlekowego i octowego była wyższa pod wpływem
krótkołańcuchowej oligofruktozy, która szybciej niż inulina uległa fermentacji przez
Bifidobakterie [Perrin i wsp., 2002], co potwierdziły wyniki innych doświadczeń
80
Kruger i wsp., [2003] oraz Aryana i McGrew [2007]. Połączenie probiotyku z
fruktooligosacharydami było lepszym substratem do jelitowej produkcji kwasu
octowego przez Lactobacillus casei niż probiotyku z maltodextryną [Liong i Shah,
2007].
Badania Kruger i wsp., [2003] wykazały wzrost dostępności Ca u szczurów
otrzymujących w diecie długołańcuchowy fruktan (inulinę) w porównaniu do
krótkołańcuchowej oligofruktozy. Połączenie Lactobacillus plantarum z inuliną lub
maltodekstrozą istotnie wpłynęło na wzrost absorpcji magnezu u szczurów
[Kłobukowski i wsp., 2008]. Liong i Shah, [2006] po zastosowaniu w paszy dla
szczurów bakterii probiotycznych Lactobacillus casei z prebiotykiem (maltodextryna i
frukto-oligosacharydy) odnotowali pozytywny wpływ tych substancji na profil lipidów i
cholesterolu we krwi. Stwierdzono również wzrost liczby Bifidobacterium w
mikroflorze jelit i produkcji kwasów SCFAs obniżających wartość pH treści jelit.
Zastosowanie w paszy dla szczurów dodatku Lactobacillus rhamnosus KY z
celobiozą miało pozytywny wpływ na zmianę składu mikroflory jelitowej oraz
parametrów krwi (zawartość lipidów, cholesterolu, fosfolipidów), co stwierdzili w
swoich badaniach Umeki i wsp., [2005].
Dodatki paszowe o charakterze synbiotycznym (Lactobacillus lactis z mieszaniną
maltodekstryny i frukto-oligosacharydów) znalazły również zastosowanie w regulacji
poziomu cholesterolu i trójglicerydów we krwi u szczurów [Liong i Shah, 2006].
Według badań Juśkiewicz i wsp., [2007] zastosowanie szczepu probiotycznego
Pediococcus acidilactici nie miało wpływu na ogólny metabolizm jelit, za wyjątkiem
zmiany profilu kwasów SCFAs, który był korzystniejszy w przypadku zastosowania
samego probiotyku, niż w postaci połączenia probiotyku z frukto-oligosacharydami.
Suplementacja paszy prebiotykiem (FOS) zmieniła masę jelita ślepego i obniżyła
aktywności enzymów bakteryjnych. Według Yang i wsp., [2005] zastosowanie w paszy
dodatku synbiotyków miało wpływ na wzrost liczby szczepów Bifidobacterium i
Lactobacillus oraz wzrost aktywności enzymów trawiennych (lipaza, sacharaza, laktaza,
izo-maltaza) w jelitach u szczurów.
W badaniach dotyczących obrazu histologicznego jelit po zastosowaniu w diecie
synbiotyków stwierdzono istotny wzrost długości kosmków jelitowych oraz
zwiększenie liczby krypt jelitowych odpowiedzialnych za namnażanie komórek
nabłonkowych oraz produkcję czynników odporności przeciwbakteryjnej [Romański,
2007; Rekiel i wsp., 2008].
81
Zastosowanie w paszy u szczurów dodatku Bifidobacterium longum z inuliną
obniżyło występowanie zmian patologicznych w obrazie histologicznym jelita
cienkiego i grubego [Rowland i wsp., 1998], a zastosowanie samego probiotyku
obniżyło charakter zapalny zaistniałych zmian. Pozytywne działanie synbiotyku w
redukowaniu zmian patologicznych jelit wykazano u mysz [Frence i wsp., 2009].
U myszy zainfekowanych patogenem Salmonella enterica serovar Typhimurium
zastosowanie w dawce pokarmowej szczepu probiotycznego Bifidobacter breve z
galakto-oligosacharydami (GOS) miało wpływ na re-kolonizację jelita przez pożyteczne
mikroorganizmy oraz zmniejszyło istotnie ilość translokacji jelitowych przez bakterie
patogenne. W przypadku stosowania w diecie samego prebiotyku (GOS) takich
wyników nie stwierdzono [Asahara i wsp., 2001].
Synbiotyk dodany do paszy przyczynił się do zmiany aktywności metabolicznej
jelita poprzez obniżenie wartości pH i wzrost produkcji kwasów organicznych oraz
okazał się skutecznym czynnikiem w walce z antybiotyko-opornym szczepem
Salmonella. Suplementacja diety u myszy Lactobacillus ssp. z dekstranem wysoko
istotnie
zwiększyła
aktywność
limfocytów
NK
odpowiedzialnych
za
tzw.
cytotoksyczność naturalną, która nie wymaga pobudzenia mechanizmów swoistych w
postaci przeciwciał [Ogawa i Asai, 2006].
W eksperymencie przeprowadzonym przez Marinho i wsp., [2007] zastosowanie
w dawce dla zwierząt synbiotyku (Saccharomyces cerevisiae z ksylo-oligosacharydem)
nie miało pozytywnego wpływu na populację bakterii jelitowych w okrężnicy oraz na
stężenie kwasów SCFA co, jak wyjaśniali autorzy, może wynikać z doboru
niewłaściwej kombinacji probiotyku z prebiotykiem.
Synbiotyki wykazały u szczurów działanie przeciwpasożytnicze wobec zoonozy
wywołanej przez Toxoplasma gondii. Wyniki badań wskazały, że dexametazon w
połączeniu z synbiotykiem podniósł istotnie poziom INF-γ oraz nie stwierdzono
obecności cyst tego pierwotniaka w mózgu [Ribeiro i wsp., 2011].
Geier i wsp., [2007] po zastosowaniu Lactobacillus fermentum BR 11 z fruktooligosacharydami odnotowali wzrost masy jelita ślepego oraz okrężnicy bez wpływu na
zmiany w obrazie histologicznym jelit. Zarówno zastosowana dawka FOS, jak i
synbiotyku nie zredukowały klinicznych, biochemicznych ani histologicznych zmian
przy wywołanym farmakologicznie zapaleniu okrężnicy. Przeciwne wyniki do badań
Geier i wsp., [2007] otrzymali Osman i wsp., [2006], którzy w diecie szczurów
stosowali oligofruktozę oraz inulinę w połączeniu z Bifidobacterium infantis, co
82
wpłynęło znacząco na poprawę zdrowotności zwierząt. Zastosowane substancje
synbiotyczne wykazały efekt przeciwzapalny przy wywołanym sztucznie zapaleniu
okrężnicy poprzez obniżenie aktywności jelitowej enzymu myleoperoxydazy (MPO)
oraz cytokin (IL-Iβ) bez wpływu na poziom TNL-α, IL-10, oraz TGF-β.
Według kilku autorów badań [Buddungton i wsp., 2002; Gallaher i wsp., 1996;
Gallaher i Khil, 1999; Kleessen i wsp., 2001] zastosowanie szczepów probiotycznych
osobno lub w połączeniu z oligosacharydami modyfikuje populację mikroflory jelitowej
oraz zmniejsza niekorzystne zmiany morfologiczne jelit.
83
3. CEL PRACY
Celem
niniejszej
pracy
przeprowadzonej
na
szczurach,
zwierzętach
modelowych, była ocena wpływu zastosowanych dodatków paszowych o charakterze
probiotycznym, prebiotycznym i synbiotycznym na następujące parametry:
 przyrosty masy ciała zwierząt,
 pobranie paszy oraz wykorzystanie paszy przez zwierzęta na jednostkę
przyrostu,
 wskaźniki morfologiczne, biochemiczne i mineralne we krwi,
 morfometrię ściany jelita cienkiego i grubego,
 obraz histologiczny jelit i wątroby,
 obraz z mikroskopu transmisyjnego jelita cienkiego
 obraz z mikroskopu skaningowego jelita cienkiego i jelita grubego
 parametry immunohistochemiczne jelita cienkiego i grubego.
84
4. MATERIAŁ I METODY BADAŃ DOŚWIADCZALNYCH
W ramach badań własnych przeprowadzono trzy cykle doświadczeń.
Doświadczenie pierwsze uzyskało akceptację II Lokalnej Komisji Etycznej ds.
Doświadczeń na Zwierzętach we Wrocławiu o numerze 30/2009, a doświadczenia
drugie i trzecie uzyskały akceptację o numerze 67/2010.
4.1 Doświadczenie pierwsze
4.1.1 Zwierzęta
Badania zostały przeprowadzone w wiwarium Katedry Żywienia Zwierząt i
Paszoznawstwa
Uniwersytetu
Przyrodniczego
we
Wrocławiu.
Doświadczenie
wykonano na rosnących szczurach (samicach) szczepu Wistar pochodzących z Centrum
Medycyny Doświadczalnej i Klinicznej w Warszawie. Zwierzęta w wieku 4 tygodni i
początkowej masie ciała około 100 g losowo przydzielono do czterech grup
doświadczalnych, po 12 sztuk w każdej grupie. Wszystkie zwierzęta przez pierwszy
tydzień poddane zostały aklimatyzacji do warunków laboratoryjnych. W pomieszczeniu
gdzie przebywały szczury zastosowano wymuszony obieg powietrza i stałe parametry
otoczenia tj. temp. 20±2ºC, wilgotność powietrza 55-65%, oświetlenie światłem
sztucznym przy zastosowaniu 12-godzinnego cyklu świetlnego. Okres doświadczalny
trwał 42 dni.
4.1.2 Pasza i dodatki paszowe
Zwierzęta karmione były paszą ad libidum w postaci granulatu przy stałym
dostępnie do wody przez okres doświadczalny wynoszący 42 dni. Szczury z grupy
kontrolnej (I) karmione były granulatem paszy standardowej, natomiast poszczególne
grupy doświadczalne otrzymywały różne dodatki o charakterze probiotycznym,
prebiotycznym i synbiotycznym.
Receptura
mieszanek
została
opracowana
w
oparciu
o
wymagania
międzynarodowych norm w zakresie żywienia zwierząt laboratoryjnych [Zduńczyk,
2009]. Codziennie kontrolowane było spożycie zadawanej mieszanki, której ilość w
85
początkowym okresie doświadczenia wyniosła 20g/szczura/dzień. Wszystkie pasze były
izobiałkowe, a ich skład był dostosowany do norm i zapotrzebowania zwierząt
laboratoryjnych.
Tabela 5. Skład komponentowy mieszanek paszowych pierwszego doświadczenia
(w g/kg)
Grupy żywieniowe
Wyszczególnienie
I -Kontrolna
II -Probiotyk
III -Inulina
IV -Synbiotyk
Pszenica
Kukurydza
Śruta sojowa
Olej sojowy
Mączka rybna
Mieszanka
mineralna 1
Mieszanka
witaminowa 2
Probiotyk
Prebiotyk
Suma
411,00
300,00
200,00
45,00
5,00
29,00
410,9979
300,00
200,00
45,00
5,00
29,00
396,00
300,00
200,00
45,00
5,00
29,00
395,9979
300,00
200,00
45,00
5,00
29,00
10,00
10,00
10,00
10,00
------------1000,00
0,0021
------1000,00
------15,00
100,00
0,0021
15,00
1000,00
AIN-93G-MX, według Reeves (1997), 1000 g premiksu mineralnego zawiera: KHPO4-322.0g, CaCO3300,0g, NaCl-167,0g, MgSO4-102,0g,CaHPO4-75,0g, FeC6P5O7-27,5g, MnSO4-5,1g, KJ-0,8g, CuSO40,3g, ZnCl2-0,25g, CoCl2-0,05g.
2
AIN-93G-VM, według Reeves (1997), 1000 g premiksu witaminowego zawiera: wit. D3-545000 IU,
wit. K-1.0g, wit. B12-30μg, chlorek choliny-10.0g, kwas foliowy-1,01g, biotyna-0,03g, inozytol 10,0g,
PABA-10.0g, wit. A-1250000 IU, wit. B6-1,5g, wit. E-2,5g, wit. B1-5,0g, wit. C-25g, wit. PP-5,0g, wit.
B2-2.5g, pantotenian wapnia -25,0g.
1
Analiza chemiczna składu pasz
Pasze wchodzące w skład mieszanek przed ich wykorzystaniem zostały poddane
analizie chemicznej wykonanej w Laboratorium Katedry Żywienia Zwierząt i
Paszoznawstwa Uniwersytetu Przyrodniczego we Wrocławiu. W paszy określona
została zawartość podstawowych składników pokarmowych (suchej masy, białka
surowego, tłuszczu surowego, włókna surowego, popiołu surowego, związków
bezazotowych wyciągowych (BAW) oraz składników mineralnych (Ca, P, Mg), według
metod podanych w AOAC (1990).
86
Analiza składu chemicznego pasz
Tabela 6. Zawartość składników pokarmowych w mieszankach paszowych
Grupa
S.M
I
II
III
IV
89,79
89,87
89,69
89,80
Popiół
surowy
Białko
ogólne
5,99
6,01
5,95
6,02
19,89
19,27
19,45
19,10
w % s.m
Włókno
surowe
3,96
3,98
4,07
4,10
Tłuszcz
surowy
BAW
Ca
5,92
5,95
5,86
6,01
64,34
64,51
64,72
64,69
6,99
6,84
6,82
6,88
g/kg
P.
nieorg.
5,81
5,70
5,69
5,83
Mg
1,73
1,69
1,68
1,70
4.1.3 Układ doświadczenia
I
Grupa kontrolna- pasza bez dodatków doświadczalnych
II Grupa doświadczalna – pasza zawierająca dodatek probiotyku1 w ilości 0,00214g
/1kg paszy
III Grupa doświadczalna – pasza zawierająca dodatek inuliny2 w ilości 15g /kg paszy
IV Grupa doświadczalna – pasza zawierająca dodatek probiotyku1 w ilości 0,00214g
/1kg paszy oraz inuliny2 w ilości 15g/kg paszy
Standaryzowany biopreparat BIOGEN-PROBIOTYK jako produkt handlowy zawierał 11,7 x
1012 żywych mikroorganizmów w jednym gramie biopreparatu. Probiotyk w swoim składzie zawierał:
Bifidobacterium bifidum, Enterococcus faecium, Lactobacillus acidophillus, Pediccocus acidilactici.
2
inulina - Mieszanina polisacharydów otrzymywana przez ekstrakcję z kłączy cykorii, Zawierała w
swoim składzie <90% inuliny oraz 5-10% fruktozy, glukozy i sacharozy.
1
4.1.4 Zabiegi i badania
Spożycie pasz przez zwierzęta kontrolowane było codziennie. Ważenia zwierząt
odbywały się raz w tygodniu. Dane te posłużyły do wyliczenia zużycia paszy na
jednostkę przyrostu.
Po pozytywnym zaopiniowaniu badań przez II Lokalną Komisję Etyczną ds.
Doświadczeń na Zwierzętach we Wrocławiu nr 30/2009, w ostatnim dniu
doświadczenia szczury poddano eutanazji. Proces usypiania zwierząt został wykonany
przez lekarza weterynarii. W ostatnim dniu doświadczenia zwierzęta miały dostęp tylko
do wody w celu częściowego opróżnienia końcowego odcinka układu pokarmowego.
W pierwszej kolejności szczurom podano domięśniowo środki znieczulające w
postaci ketaminy (35mg/kg masy ciała) oraz xylazyny (15mg/kg masy ciała), a
następnie użyty został środek usypiający morbital w ilości 1ml/kg masy ciała.
Bezpośrednio po uśpieniu zwierząt pobrana została od nich krew z serca w celu
87
oznaczenia parametrów morfologicznych i biochemicznych oraz wycinki jelit i
wątroby, które przygotowano według określonych procedur do badań histologicznych
pod mikroskopem. Uśpione zwierzęta zostały przekazane firmie utylizacyjnej.
Analizy składu krwi pełnej i osocza przeprowadzone zostały w Laboratorium
Biochemicznym Katedry Higieny Środowiska i Dobrostanu Zwierząt Uniwersytetu
Przyrodniczego we Wrocławiu. Morfologię krwi (WBC, RBC, HGB, HCT, PLT oraz
MCV, MCH i MCHC) przeprowadzono za pomocą analizatora hematologicznego ABC
VET firmy Horiba ABX, natomiast parametry biochemiczne krwi oznaczone zostały
przy pomocy analizatora biochemicznego Pentra 400 firmy Horiba ABX. ASPAT i
ALAT oznaczono przy użyciu metody enzymatycznej (detekcja UV), do GGTP
wykorzystany został kinetyczny test fotometryczny zmodyfikowany. Alfa-amylazę
oznaczono za pomocą enzymatycznego testu fotometrycznego, a do oznaczenia stężenia
lipazy wykorzystano enzymatyczny test kalorymetryczny.
W trakcie przeprowadzania dysekcji zmierzona została m.in. długość jelita
cienkiego i grubego oraz zważona masa wspólna jelit i wątroby. Następnie pobrano
wycinek środkowej części jelita czczego oraz prawego płata wątroby do badań
histologicznych. Wycinki jelit poddane zostały analizie histomorfometrycznej,
natomiast wycinki wątroby poddano analizie histopatologicznej w celu wykluczenia
efektu cytotoksycznego zastosowanych w paszy substancji.
Przygotowanie materiału biologicznego do badań histologicznych
Barwienie HiE
Materiał biologiczny (jelita i wątroby) po pobraniu utrwalono w 10%
buforowanej fosforanami formalinie, a następnie zatopiono w parafinie. Bloczki
parafinowe pokrojono na skrawki 5 μm na mikrotomie Zeiss Microm HM 340 E.
Przygotowane preparaty odparafinowano w ksylenie, a następnie przeprowadzono przez
szereg alkoholowy 100% -70 %, następnie wypłukano w wodzie bieżącej. Skrawki
barwiono Hematoksyliną (Shandon) przez 3 min, po wypłukaniu w wodzie bieżącej (10
min), umieszczono preparaty w eozynie (Shandon) na 10 min. Skrawki ponownie
odwodniono i zamknięto w DPX-ie. Preparaty analizowano w mikroskopie świetlnym
Axio Imager A1, firmy Zeiss.
88
Analiza morfometryczna
Przygotowane preparaty histologiczne jelita cienkiego oraz jelita grubego
poddane zostały analizie w mikroskopie świetlnym Axio Imager A1 w celu określenia
profilu histomorfometrycznego badanych wycinków jelit.
Analiza morfometryczna ściany układu pokarmowego dotyczyła pomiarów
grubości błony śluzowej, podśluzowej i mięśniowej oraz wysokości kosmków
jelitowych, a także krypt jelitowych.
Ponadto zbadano obecność poszczególnych elementów strukturalnych (enterocyty,
komórki kubkowe, komórki Panetha) oraz figur mitotycznych będących efektem
podziałów mitotycznych komórek jelit.
Analiza obrazu jelita cienkiego w mikroskopie transmisyjnym
(TEM -Transmission Elektron Microscope)
Analizę wykonano w Pracowni Mikroskopii Elektronowej Uniwersytetu
Przyrodniczego we Wrocławiu. Ultrastrukturę badanego materiału po uprzednim
przygotowaniu
według
określonych
procedur
analizowano
w skaningowym
mikroskopie transmisyjnym.
Materiał utrwalono przy użyciu 2,5% aldehydu glutarowego z buforem
fosforanowym o pH 7,4 przez 20 minut. Następnie preparaty zostały przepłukane
buforem fosforanowym przez 15minut. Materiał został odwodniony we wzrastającym
szeregu alkoholowym od 30- 100% po 10 minut w każdym stężeniu po czym alkohol
został odciągnięty. Materiał poddano przepajaniu w roztworze agar /aceton (50/50)
przez dwanaście godzin a następnie przepojony materiał zatopiono w agarze. Bloczki
poddano procesowi polimeryzacji w temp. 60°C przez dwadzieścia cztery godziny. Tak
przygotowane próby pokrojono na ultramikrotomie Utramicrotom MT- X Arizona USA
próby
zostały
skontrastowane
octanem
uranylu
i
odczynnikiem
Reynoldsa.
Obserwowane przy wykorzystaniu przystawki transmisyjnej w skaningowym
mikroskopie elektronowym EVO LS15 Zeiss.
89
Analiza obrazu jelita cienkiego i jelita grubego w elektronowym mikroskopie
skaningowym (SEM- Scanning Electron Microscope)
Analizę wykonano w Pracowni Mikroskopii Elektronowej Uniwersytetu
Przyrodniczego we Wrocławiu. Materiał przeznaczony do badania w skaningowym
mikroskopie elektronowym został pokrojony na fragmenty wielkości 0,5 cm x 0,5 cm
oraz utrwalany w 2,5% aldehydzie glutarowym na buforze fosforanowym o pH 7,4.
Następie próbki wypłukano w buforze fosforanowym, po czym odwodniono w szeregu
acetonowym (od 50%-100%). Materiał został wysuszony, naklejony na stoliki i
napylony złotem z użyciem napylarki Scancoat 6 (Edwards, Londyn, Anglia).
Ultrastrukturę
badanego
materiału
analizowano
w skaningowym
mikroskopie
elektronowym Evo LS 15 firmy Zeiss.
Obliczenia statystyczne
Otrzymane wyniki poddano jednoczynnikowej analizie wariancji (ANOVA)
przy użyciu programu komputerowego Statistica StatSoft 8. Istotność różnic oceniono
przy użyciu testu Duncana dla poziomu istotności P ≤ 0,05 i P ≤ 0,01. Wyliczono
również odchylenie standardowe dla każdego parametru w obrębie poszczególnych
grup.
90
4.2 Doświadczenie drugie
4.2.1 Zwierzęta
W doświadczeniu drugim, szczury w wieku 4 tygodni i początkowej masie ciała
około 100 g losowo przydzielono do czterech grup doświadczalnych, po 12 sztuk w
każdej grupie. Pozostałe procedury przebiegały tak, jak w doświadczeniu pierwszym.
4.2.2 Pasza i dodatki paszowe
Skład komponentowy mieszanki grupy kontrolnej i z zawartością probiotyku był
identyczny jak w doświadczeniu pierwszym.
Tabela 7. Skład komponentowy mieszanek paszowych drugiego doświadczenia
(w g/kg)
Grupy żywieniowe
Wyszczególnienie
I -Kontrolna
II -Probiotyk III-Oligofruktoza IV -Synbiotyk
Pszenica
Kukurydza
Śruta sojowa
Olej sojowy
Mączka rybna
Mieszanka
mineralna1
Mieszanka
witaminowa2
Probiotyk
Prebiotyk
Suma
411,00
300,00
200,00
45,00
5,00
29,00
410,9979
300,00
200,00
45,00
5,00
29,00
361,00
300,00
200,00
45,00
5,00
29,00
360,9979
300,00
200,00
45,00
5,00
29,00
10,00
10,00
10,00
10,00
------------1000,00
0,0021
------1000,00
------50,00
1000,00
0,0021
50,00
1000,00
AIN-93G-MX, według Reeves (1997), 1000 g premiksu mineralnego zawiera: KHPO4-322.0g, CaCO3300,0g, NaCl-167,0g, MgSO4-102,0g,CaHPO4-75,0g, FeC6P5O7-27,5g, MnSO4-5,1g, KJ-0,8g, CuSO40,3g, ZnCl2-0,25g, CoCl2-0,05g.
1
AIN-93G-VM, według Reeves (1997), 1000 g premiksu witaminowego zawiera: wit. D3-545000 IU,
wit. K-1.0g, wit. B12-30μg, chlorek choliny-10.0g, kwas foliowy-1,01g, biotyna-0,03g, inozytol 10,0g,
PABA-10.0g, wit. A-1250000 IU, wit. B6-1,5g, wit. E-2,5g, wit. B1-5,0g, wit. C-25g, wit. PP-5,0g, wit.
B2-2.5g, pantotenian wapnia -25,0g.
2
91
Analiza chemiczna składu pasz
Analiza składu paszy w doświadczeniu drugim została wykonana metodyką
podaną w doświadczeniu pierwszym.
Tabela 8. Zawartość składników pokarmowych w mieszankach paszowych
Grupa
I
II
III
IV
S.M
89,98
89,91
89,96
89,83
Popiół
surowy
Białko
ogólne
5,94
5,84
5,09
4,55
19,07
19,01
19,26
18,95
w % s.m
Włókn
o
surowe
3,79
3,81
3,57
3,86
Tłuszcz
surowy
BAW
Ca
g/kg
P.
nieorg.
Mg
5,69
5,72
5,79
5,88
65,61
65,62
66,29
66,83
7,46
7,56
7,37
7,51
6,75
6,65
6,39
6,51
1,70
1,72
1,71
1,70
4.2.3 Układ doświadczenia
I
Grupa kontrolna – pasza bez dodatków doświadczalnych
II Grupa doświadczalna – pasza zawierająca dodatek probiotyku1 w ilości 0,00214g
/1kg paszy
III Grupa doświadczalna – pasza zawierająca dodatek oligofruktozy2 w ilości g /kg
paszy
IV Grupa doświadczalna – pasza zawierająca dodatek probiotyku1 w ilości 0,00214g
/1kg paszy oraz oligofruktozy2 w ilości 50g/kg paszy
1
Standaryzowany biopreparat BIOGEN-PROBIOTYK jako produkt handlowy zawierał 11,7 x
1012 żywych mikroorganizmów w jednym gramie biopreparatu. Probiotyk w swoim składzie zawierał:
Bifidobacterium bifidum, Enterococcus faecium, Lactobacillus acidophillus, Pediccocus acidilactici.
2
oligofrutkoza – preparat
4.2.4 Zabiegi i badania
Wszystkie omówione zabiegi i badania wykonano tak, jak opisano w doświadczeniu
pierwszym.
Analiza immunohistochemiczna
Wycinki jelit utrwalano w buforowanej fosforanami formalinie, a następnie
zatopiono w parafinie. Bloczki parafinowe pocięto na skrawki 3 µm na mikrotomie Zeiss
Microm HM 340E i przygotowano preparaty. Następnie odparafinowano, uwodniono
skrawki i umieszczono w łaźni wodnej w celu odkrycia antygenu. Po 40 min na szkiełka
naniesiono 3% wodę utlenioną (5 min)- zablokowanie aktywności endogennej
92
peroksydazy. Następnie płukano w buforze TBS o pH 7,6. Pierwotne przeciwciało Ki67
inkubowano przez 1 h, po czy zastosowano zestaw En Vision z firmy DAKO.
Po wypłukaniu skrawki podbarwiono Hematoksyliną Mayera i odwodniono w
wzrastającym szeregu alkoholowym, po czym zamknięto w DPX-ie.
4.3 Doświadczenie trzecie
4.3.1 Zwierzęta
Doświadczenie trzecie przeprowadzono na zwierzętach starszych. W chwili
rozpoczęcia badań szczury były w wieku 6 tygodni i ich masa ciała wynosiła średnio
180 g. Zwierzęta losowo przydzielono do trzech grup doświadczalnych, po 12 sztuk w
każdej grupie. W tym eksperymencie przedłużono okres doświadczalny do 60 dni.
Pozostałe procedury przebiegały tak, jak w doświadczeniu pierwszym.
4.3.2 Pasza i dodatki paszowe
Tabela 9. Skład komponentowy mieszanek paszowych trzeciego doświadczenia
(w g/kg)
Grupy żywieniowe
Wyszczególnienie
II - Probiotyk z βIII - Probiotyk z
I - Kontrolna
glukanem
włóknem jabłkowym
Pszenica
411,00
400,9979
360,9979
Kukurydza
300,00
300,00
300,00
Śruta sojowa
200,00
200,00
200,00
Olej sojowy
45,00
45,00
45,00
Mączka rybna
5,00
5,00
5,00
Mieszanka
29,00
29,00
29,00
mineralna 1
Mieszanka
10,00
10,00
10,00
witaminowa2
Probiotyk
------0,0021
0,0021
Prebiotyk
------10,00
50,00
Suma
1000,00
1000,00
1000,00
AIN-93G-MX, według Reeves (1997), 1000 g premiksu mineralnego zawiera: KHPO4-322.0g, CaCO3300,0g, NaCl-167,0g, MgSO4-102,0g,CaHPO4-75,0g, FeC6P5O7-27,5g, MnSO4-5,1g, KJ-0,8g, CuSO40,3g, ZnCl2-0,25g, CoCl2-0,05g.
1
AIN-93G-VM, według Reeves (1997), 1000 g premiksu witaminowego zawiera: wit. D3-545000 IU,
wit. K-1.0g, wit. B12-30μg, chlorek choliny-10.0g, kwas foliowy-1,01g, biotyna-0,03g, inozytol 10,0g,
PABA-10.0g, wit. A-1250000 IU, wit. B6-1,5g, wit. E-2,5g, wit. B1-5,0g, wit. C-25g, wit. PP-5,0g, wit.
B2-2.5g, pantotenian wapnia -25,0g.
2
93
Analiza składu chemicznego pasz
Analiza składu pasz w doświadczeniu trzecim została wykonana metodyką
podana w doświadczeniu pierwszym.
Tabela 10. Zawartość składników pokarmowych w mieszankach paszowych
Grupa
I
II
III
S.M
89,73
89,69
89,80
Popiół
surowy
Białko
ogólne
% s.m
Włókn
o
surowe
Tłuszcz
surowy
BAW
Ca
g/kg
P
nieorg.
Mg
5,98
6,02
5,96
19,02
19,19
18,93
3,87
4,05
5,92
5,55
5,31
5,38
65,58
65,43
63,81
7,30
7,57
7,33
6,28
6,33
6,21
1,73
1,74
1,72
4.3.3 Układ doświadczenia
I Grupa kontrolna – pasza bez dodatków doświadczalnych
II Grupa doświadczalna – pasza zawierająca dodatek probiotyku1 w ilości 0,00214g
/1kg paszy oraz β-glukan2 w ilości 1%/1kg paszy
III Grupa doświadczalna – pasza zawierająca dodatek probiotyku1 i włókna
jabłkowego3 w ilości 50g /kg paszy
Standaryzowany biopreparat BIOGEN-PROBIOTYK jako produkt handlowy zawierał 11,7 x
1012 żywych mikroorganizmów w jednym gramie biopreparatu. Probiotyk w swoim składzie
zawierał: Bifidobacterium bifidum, Enterococcus faecium, Lactobacillus acidophillus,
Pediccocus acidilactici.
2
β-glukan – preparat Biolex BETA XP, firmy Inter Yeast pochodził ze ściany komórkowej
drożdży Saccharomyces cerevisiae
3
włókno jabłkowe - błonnik jabłkowy: frakcja nierozpuszczalna (%) - 48,27; frakcja
rozpuszczalna (%) - 10,04; błonnik całkowity (%) - 58,31
1
4.3.4 Zabiegi i badania
Wszystkie omówione zabiegi i badania wykonano tak, jak opisano w
doświadczeniu pierwszym. Analizę obrazu jelita cienkiego i jelita grubego w
elektronowym mikroskopie skaningowym (SEM- Scanning Electron Microscope)
wykonano metodyką podaną w doświadczeniu pierwszym.
94
5. 1. WYNIKI I ICH OMÓWIENIE
Doświadczenie I
5.1.1
Przyrosty masy ciała zwierząt doświadczalnych
W pierwszych czternastu dniach doświadczenia przyrosty dzienne masy ciała
szczurów (tabela 11) wahały się od 3,35 g (grupa I) do 3,64 g (grupa III). Różnic
statystycznych w przyrostach masy ciała zwierząt w tym okresie nie stwierdzono.
W następnym okresie, trwającym od 14 do 28 dnia doświadczenia, najniższe
przyrosty stwierdzono w grupie III (inulina) - 2,06 g, a najwyższe 2,47 g w grupie IV
(synbiotyk). Pomiędzy tymi grupami stwierdzono różnice statystycznie istotne (P≤0,05).
W ostatnich dwóch tygodniach doświadczenia najwyższe przyrosty masy ciała
(1,56 g) odnotowano w grupie z dodatkiem w paszy synbiotyku i były one
wysokoistotnie (P≤ 0,01) wyższe niż w grupach pozostałych.
W całym okresie doświadczalnym różnice wysokoistotne (P≤0,01) w przyrostach
masy ciała stwierdzono pomiędzy grupą IV (synbiotyk), a pozostałymi. Szczury w
całym okresie doświadczalnym uzyskały średnie przyrosty dzienne wynoszące: 2,29 g
(grupa I), 2,34 g (grupa II), 2,30 g (grupa III) i 2,54 g (grupa IV). Pomiędzy grupą
otrzymującą w paszy synbiotyk, a pozostałymi odnotowano różnice wysokoistotne w
przyrostach masy ciała w całym okresie doświadczalnym.
Wyniki badań własnych nad stosowaniem w dawce pokarmowej zwierząt
probiotyku są zgodne z doświadczeniami przeprowadzonymi na szczurach [Shu i wsp.,
1999; Zhou i wsp., 2000; Dock i wsp., 2004; Alves de Azeredo i wsp., 2010], gdzie
zastosowanie probiotycznych szczepów bakterii Lactobacillus i Bifidobacterium nie
wpłynęło na końcową masę i przyrosty masy ciała tych zwierząt.
Dodatek probiotyku w dawce pokarmowej nie wpłynął również na przyrosty
masy ciała u myszy [El-Jakee i wsp., 2010], kurcząt brojlerów [Mahdavi i wsp., 2005;
Estrada i wsp., 2001; Klocek i wsp., 2011] oraz trzody chlewnej [Min i wsp., 2004;
Taras i wsp., 2007].
Natomiast w badaniach przeprowadzonych na szczurach przez Tanida i wsp.,
[2008] po zastosowaniu w paszy dodatku szczepów probiotycznych stwierdzono niższą
masę ciała zwierząt.
95
Tabela 11. Średnie masy ciała oraz przyrosty masy ciała szczurów w poszczególnych okresach
doświadczalnych
Wyszczególnienie
Grupy żywieniowe
I - Kontrolna
II - Probiotyk
III - Inulina
IV - Synbiotyk
Średnia masa ciała
119,43
117,50
118,00
116,62
- początkowa (g)
SD 1,71
SD 8,01
SD 0,77
SD 6,63
Średnia masa ciała
166,37
167,62
167,00
164,12
w 14 dniu
SD 2,43
SD 12,09
SD 1,18
SD 8,63
Średnia masa ciała
197,28
196,37
195,83
202,13
w 28 dniu
SD 5,35
SD 9,85
SD 0,58
SD 11,16
Średnia masa ciała
215,85
214,71
214,49
224,00
w 42 dniu
SD 2,81
SD 10,04
SD 2,46
SD 6,57
I okres doświadczalny
doświadczenia (g)
II okres doświadczalny
doświadczenia
III okres doświadczalny
doświadczenia (g)
Średnie dzienne przyrosty masy ciała szczurów
I Okres doświadczalny
g
3,35
3,58
3,64
3,39
SD 0,22
SD 0,38
SD 0,37
SD 0,31
2,30ab
2,30ab
2,06a
2,47b
SD 0,33
SD 0,23
SD 0,05
SD 0,27
1,28A
1,31A
1,33A
1,56B
SD 0,19
SD 0,06
SD 0,20
SD 0,13
2,29A
2,34A
2,30A
2,54B
SD 0,09
SD 0,15
SD 0,05
SD 0,15
II Okres doświadczalny
g
III Okres doświadczalny
g
Cały okres doświadczalny
g
SD - odchylenie standardowe,
a, b - różnice istotne statystycznie (P≤ 0,05); A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
Wyniki
badań
własnych
dotyczące
przyrostów
masy
ciała
zwierząt
otrzymujących w diecie dodatek inuliny są zgodne z wynikami innych doświadczeń
przeprowadzonych na szczurach, gdzie po zastosowaniu w diecie inuliny w ilości 4%
diety [Juśkiewicz i Zduńczyk, 2004] oraz 5% diety [Levrat i wsp., 1991; Kleessen i
96
wsp., 2001; Zduńczyk i wsp., 2006] nie zauważono wpływu tej substancji na wzrost
masy ciała. Podobne wyniki z zastosowaniem inuliny w paszy
przeznaczonej dla
szczurów uzyskali Juśkiewicz i wsp., [2005], López-Molina i wsp., [2005], Van De
Viele i wsp., [2007], Juśkiewicz i wsp., [2009], Azorin-Ortuňo i wsp., [2009].
Inne doświadczenia, przeprowadzone na szczurach, u których stosowano inulinę
w paszy w ilości 6% diety [Vanhoof i De Schrijver, 1996], 8,3% diety [Żary-Sikorska i
Juśkiewicz, 2007] i 10% diety [Levrat i wsp., 1991; Gråsten i wsp., 2002; Van Loo,
2004; Younes i wsp., 2005] również nie potwierdzają wpływu zastosowanego dodatku
na dzienne przyrosty masy ciała oraz końcową masę ciała zwierząt.
Z kolei Józefiak i wsp., [2005] stwierdzili, że dodatek inuliny w ilości 5% i 10%
diety oraz 20% diety [Levrat i wsp., 1991] spowodował istotne obniżenie masy ciała
szczurów. W badaniach na kurczęcych brojlerach Józefiak i wsp., [2008] stwierdzili, że
dodatek inuliny w ilości 0,3% diety obniżył masę ciała tych zwierząt [Józefiak i wsp.,
2008]. Autorzy ci sugerują brak skuteczności dodatków prebiotycznych jako
potencjalnych czynników stymulujących wzrost kurcząt brojlerów.
Otrzymane wyniki badań własnych są odmienne od rezultatów doświadczeń
przeprowadzonych przez Bosscher i wsp., [2006] oraz Zaky [2009], gdzie inulina
zastosowana w ilości 5%, 10% oraz 15% diety [Zaky, 2009] poprawiła przyrosty masy
ciała szczurów. Również u drobiu dodatek do paszy inuliny w ilości 1% diety poprawił
przyrosty masy ciała [Xu i wsp., 2003].
W dostępnej literaturze jest mało badań nad wpływem dodatku do paszy
synbiotyków na przyrosty masy ciała zwierząt. W badaniach własnych, zastosowanie
synbiotyku wpłynęło (P≤0,01) na poprawę przyrostów masy ciała zwierząt
doświadczalnych o 10,92% w stosunku do grupy kontrolnej. Również Awad i wsp.,
[2009] po dodaniu synbiotyku (szczepy probiotyczne z suszoną cykorią) w paszy dla
brojlerów uzyskali wyższe przyrosty masy ciała tych zwierząt.
Odmienne wyniki uzyskano w doświadczeniach przeprowadzonych na brojlerach
po dodaniu do paszy probiotyku z MOS oraz probiotyku z inuliną i FOS [Klocek i wsp.,
2011], w których wykazano, że wykorzystane synbiotyki nie miały istotnego wpływu na
przyrosty lub końcową masę ciała tych zwierząt. Są również badania [Yang i wsp.,
2005], w których po zastosowaniu w paszy szczepów probiotycznych z inuliną
stwierdzono istotne obniżenie masy ciała zwierząt.
97
5.1.2
Pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne
W pierwszych czternastu dniach doświadczenia najwyższym pobraniem paszy
(tabela 12) charakteryzowała się I i II grupa zwierząt (odpowiednio 17,14 g i 16,83 g), a
najniższym grupa III (15,41 g). Różnice w pobraniu paszy pomiędzy tymi grupami
zwierząt okazały się istotne statystycznie (P≤0,05).
W następnych czternastu dniach doświadczenia najwyższe dzienne pobranie
paszy przez szczury wykazano w grupie kontrolnej (19,83 g), a najniższe w grupie z
dodatkiem w paszy inuliny (16,26 g). Pomiędzy tymi grupami wykazano różnice
wysokoistotne statystycznie (P≤0,01). Najniższe pobranie paszy przez szczury grupy III
skutkowało najniższymi przyrostami masy ciała zwierząt tej grupy w tym okresie.
W ostatnich czternastu dniach doświadczenia niższe dzienne spożycie paszy
wykazano w grupach II (16,89 g) i III (16,86 g) w stosunku do grupy kontrolnej (18,29
g). Te różnice okazały się istotne (P≤0,05) statystycznie.
W
całym
okresie
doświadczalnym
najwyższym
pobraniem
karmy
charakteryzowała się grupa kontrolna zwierząt (18,43 g). Pozostałe grupy zwierząt
pobierały do 5% paszy mniej, ale różnic statystycznych nie stwierdzono.
Tabela 12. Średnie dzienne pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne
Wyszczególnienie
(g/sztukę/dzień)
Grupy żywieniowe
I - Kontrolna
II - Probiotyk
II - Inulina
IV - Synbiotyk
17,14b
16,8b
15,4a
16,46ab
SD 0,88
SD 0,80
SD 1,90
SD 0,25
19,83B
18,44AB
16,26A
18,06AB
SD 1,00
SD 1,00
SD 2,52
SD 0,98
18,29b
16,89a
16,86a
18,07ab
SD 1,24
SD 1,42
SD 0,93
SD 1,37
18,43
17,41
17,25
17,51
SD 1,07
SD 0,96
SD 0,86
SD 0,76
I Okres doświadczalny
g
II Okres doświadczalny
g
III Okres doświadczalny
g
Cały okres doświadczalny
g
SD - odchylenie standardowe,
a, b - różnice istotne statystycznie (P≤ 0,05);
A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
98
Własne wyniki badań są zgodne z danymi doświadczalnymi uzyskanymi przez
innych badaczy [Shu i wsp., 1999; 2000; Zhou i wsp., 2000; Alves de Azerědo i wsp.,
2010; De Azeredo i wsp., 2010]. Autorzy ci stosowali probiotyczne szczepy bakterii
Lactobacillus i Bifidobacterium oraz Zymomonas mobilis i nie wpłynęły one na spożycie
paszy u szczurów. Dawka pokarmowa zawierająca w swoim składzie probiotyczne
szczepy bakterii nie miała również wpływu na spożycie paszy u mysz [El-Jakee i
wsp.,2010], drobiu [Klocek i wsp., 2011] oraz trzody chlewnej [Kornegay i Risley,
1996]; Kritas i Morrison, 2004; Min i wsp., 2004; Taras i wsp., 2007].
Z kolei Zhou i wsp., [2000] badając wpływ dodatku Lactobacillus rhamnosus
HN001, Lactobacillus acidophilus HN017 i Bifidobacterium lactis HN019 do diety dla
myszy wykazali zmniejszenie pobrania paszy, jednak różnic tych nie potwierdzono
statystycznie.
Trzeba również zaznaczyć, że wzrost spożycia paszy, która zawierała dodatek
probiotyków potwierdzono w doświadczeniach przeprowadzonych na szczurach i
myszach [Gill i wsp., 2001; Shu i Gill, 2002], kurczętach rzeźnych [Jin i wsp., 1998],
oraz prosiętach, warchlakach i tucznikach [Siuta, 2000; Simon i wsp., 2001; Rekiel,
2002].
Wyniki badań własnych, dotyczące spożycia przez szczury paszy zawierającej
dodatek inuliny są zgodne z wynikami wielu doświadczeń. Po zastosowaniu w diecie u
szczurów inuliny w ilości 4% diety [Juśkiewicz i Zduńczyk, 2004], 5% diety
[Juśkiewicz i wsp., 2005; Juśkiewicz i wsp., 2009], 6% diety [Vanhoof i De Schrijver,
1996] oraz 8,3% diety [Żary-Sikorska i Juśkiewicz, 2007] i 10% diety [Younes i wsp.,
2001; Gråsten i wsp., 2002;Van Loo, 2004] nie odnotowano wpływu zastosowanego
dodatku na pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne. Gråsten i wsp., [2002],
Józefiak i wsp., [2005], Zduńczyk i wsp., [2006] oraz Lobo i wsp., [2009] również nie
potwierdzają pozytywnego wpływu zastosowania dodatku inuliny w ilości 5% i 10%
diety szczurów na pobranie paszy. Podobne wyniki z zastosowaniem inuliny w ilości 5%
diety uzyskano w badaniach przeprowadzonych przez Kleessen i wsp., [2001], Gråsten
[2002], Kim i wsp., [2002], Lopez-Molina i wsp., [2005], Van De Viele i wsp., [2007],
Juśkiewicz i wsp., [2009], Azorin-Ortuňo i wsp., [2009] oraz inuliny w ilości 5% i 10%
diety [Levrat i wsp., 1991; Zduńczyk i wsp., 2006].
Wyższy (>10%) udział inuliny w diecie według Levrat i wsp., [1991]
spowodował istotne obniżenie spożycie paszy u szczurów. Dodatek inuliny w ilości
0,3% diety obniżył pobranie paszy u brojlerów [Józefiak i wsp., 2008].
99
Wyniki badań własnych są odmienne od danych pochodzących z doświadczeń
przeprowadzonych przez Bosscher i wsp., [2005] oraz Zaky [2009], gdzie inulina
zastosowana w ilości 5%, 10% oraz 15% [Zaky, 2009] diety poprawiła spożycie paszy u
szczurów. Suplementacja paszy inuliną poprawiła również spożycie paszy u drobiu [Xu i
wsp., 2003] oraz trzody chlewnej [He i wsp., 2002; Xu i wsp., 2002].
Yang i wsp., [2005] po dodaniu synbiotyku (probiotyku z inuliną) do paszy
przeznaczonej dla szczurów nie stwierdzili wpływu na spożycie paszy przez te
zwierzęta, co pozostaje w zgodzie z wynikami badań własnych odnośnie całego okresu
doświadczalnego.
5.1.3
Zużycie paszy przez zwierzęta doświadczalne na 1 g przyrostu masy
ciała
W pierwszych dwóch tygodniach doświadczenia najlepszym wykorzystaniem
paszy wynoszącym 4,2 g i 4,03 g/ 1g przyrostu odznaczały się zwierzęta z grupy III
(inulina) oraz IV (synbiotyk), i grupy te różniły się istotnie (P≤0,05) od grupy
kontrolnej, gdzie zużycie to wyniosło 5,11 g / 1g przyrostu (tabela 13).
W następnym okresie trwającym od czternastego do dwudziestego ósmego dnia
doświadczenia najwyższym zużyciem paszy na 1 g przyrostu charakteryzowała się
doświadczalna grupa zwierząt i różniła się ona istotnie (P≤0,05) od grupy szczurów
pobierających paszę z synbiotykiem.
Tabela 13. Zużycie paszy [g] na 1g przyrostu masy ciała szczurów
Wyszczególnienie
Grupy żywieniowe
I - Kontrolna
II - Probiotyk
III - Inulina
IV Synbiotyk
5,11b
SD 0,12
4,75ab
SD 0,57
4,20a
SD 0,90
4,03a
SD 1,03
8,70b
SD 0,96
8,12ab
SD 1,23
7,90ab
SD 1,19
7,39a
SD 0,68
12,96AB
SD 1,55
12,95AB
SD 2,42
11,64A
SD 1,29
7,47AB
SD 0,51
7,53B
SD 0,43
6,91A
SD 0,16
I okres doświadczalny
g
II okres doświadczalny
g
III okres doświadczalny
g
14,65B
SD 2,53
Cały okres doświadczalny
g
8,03B
SD 0,42
SD - odchylenie standardowe,
a, b - różnice istotne statystycznie (P≤ 0,05); A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
100
Podobne tendencje stwierdzono w ostatnich czternastu dniach doświadczenia,
przy czym pomiędzy wyżej wymienionymi grupami odnotowano różnice wysokoistotne
(P≤0,01).
W
całym
okresie
doświadczalnym
najlepszym
wykorzystaniem
paszy
charakteryzowały się szczury z grupy IV (synbiotyk), a najgorszym z grupy kontrolnej
szczurów i z dodatkiem w paszy inuliny. Różnice odnośnie tego parametru okazały się
wysokoistotne
(P≤0,01). Wykorzystanie paszy pozostawało na ogół w związku z
wielkością pobrania paszy i przyrostami zwierząt.
Według Klocek i wsp., [2011] zastosowanie u kurcząt brojlerów w mieszance
paszowej dodatku probiotyku zawierającego w swoim składzie Bacillus subtilis nie
miało istotnego wpływu na wskaźniki wykorzystania paszy.
Dla kurcząt zastosowanie w dawce pokarmowej probiotycznych szczepów
bakterii Bifidobacterium bifidum oraz Lactobacillus. plantarum, L. plantarum K, L.
acidophilus i L. fermentum wpłynęło na obniżenie zużycia paszy na jednostkę przyrostu
[Jin i wsp., 1998 i 2000; Brzóska i wsp., 1999].
Houng i wsp., [2010] oraz Ross i wsp., [2010] po zastosowaniu dodatku
probiotyku w mieszance paszowej dla odsadzonych prosiąt, odnotowali lepsze (P≤0,05)
wykorzystanie paszy na jednostkę przyrostu przez te zwierzęta. Przydatność stosowania
dodatku do paszy probiotyków w żywieniu młodych świń w odniesieniu do
wykorzystania paszy potwierdzają badania wykonane przez Rekiel i Kulisiewicz,
[1996], Simon i wsp., [2001] oraz Mikołajczak i wsp., [2004].
Wzrost wykorzystania paszy po zastosowaniu w niej dodatku probiotyków
zanotowano również w doświadczeniach na drobiu [Jin i wsp., 1998].
Istnieją jednak publikacje [Min i wsp., 2004; Taras i wsp., 2007] w których stwierdzono,
że suplementacja diety szczepami probiotycznymi nie poprawiła wykorzystania paszy na
jednostkę przyrostu u świń.
Wyniki badań własnych, dotyczące zużycia paszy na jednostkę przyrostu u
szczurów otrzymujących w paszy dodatek inuliny są zgodne z rezultatami doświadczeń
innych naukowców [Kleessen i wsp., 2001; Gråsten i wsp., 2002; Zduńczyk i wsp.,
2006; Lobo i wsp., 2009], którzy nie potwierdzają pozytywnego wpływu zastosowania
dodatku inuliny w ilości 5% i 10% diety szczurów na zużycie paszy na jednostkę
przyrostu.
Wyniki badań własnych są sprzeczne z doświadczeniami innych badaczy, którzy
zastosowali w paszy dla szczurów dodatek inuliny w ilości 5% diety [Lobo i wsp., 2009]
oraz 7,35% diety [Zaky, 2009] i odnotowali najwyższe zużycie paszy na jednostkę
101
przyrostu. Również Józefiak i wsp., [2008] stwierdzili, że dodatek inuliny ilości 0,3%
diety istotnie pogorszył zużycie paszy u brojlerów. Trzeba jednak zaznaczyć, że dodatek
inuliny w ilości 1% diety poprawił wykorzystanie paszy u drobiu [Xu i wsp., 2003] oraz
u tuczników [Xu i wsp., 2002].
Awad i wsp., [2009] wykazali, że zastosowanie w paszy dla brojlerów
synbiotyków poprawiło zużycie paszy na jednostkę przyrostu. Według Klocek i wsp.,
[2011] dodatek synbiotyku do paszy dla brojlerów nie miał istotnego wpływu na
wykorzystanie paszy przez tę grupę zwierząt.
5.1.4 Składniki morfologiczne krwi zwierząt doświadczalnych
W badaniach dotyczących składników morfologicznych krwi (tabela 14),
stwierdzono pomiędzy grupami różnice wysokoistotne (P≤0,01) w odniesieniu do
stężenia krwinek białych (WBC), krwinek czerwonych (RBC), płytek krwi (PLT) oraz
średniej masy hemoglobiny (MCH). W otrzymanych wynikach krwi zauważono również
istotne zmiany (P≤0,05) w parametrach dotyczących wskaźnika hematokrytowego
(HCT) oraz średniej objętości krwinki czerwonej (MCV).
Analizując liczbę krwinek białych (WBC) można stwierdzić wzrost (P≤0,01) tej
wartości w grupach otrzymujących dodatek probiotyku (5,21 G/l), inuliny (4,10 G/l)
oraz probiotyku z inuliną (5,49 G/l) w porównaniu do grupy kontrolnej (2,15 G/l).
Najniższa zawartość erytrocytów (RBC) (P≥0,01) wystąpiła w grupie II (3,80T/l), w
porównaniu
do
grupy
kontrolnej
(8,04T/l)
oraz
pozostałych
dwóch
grup
doświadczalnych III (8,47T/l) i IV (8,38T/l). Odnotowano również wysokoistotny
(P≤0,01) wzrost ilości płytek krwi (PLT) w grupie doświadczalnej II (1261 G/l), w
stosunku do grup - kontrolnej (784 G/l), z inuliną (865 G/l) i synbiotykiem (973G/l).
Różnice wysokoistotne dotyczące średniej masy hemoglobiny (MCH) wystąpiły
pomiędzy osobnikami z grupy II (2,60 fmol) w porównaniu do osobników z grupy
kontrolnej (1,14 fmol) oraz pozostałych dwóch grup doświadczalnych III (1,13 fmol) i
IV (1,14 fmol).
Różnice
istotne
(P≤0,05)
wystąpiły
w
stężeniu
we
krwi
wskaźnika
hematokrytowego (HCT) pomiędzy grupą zwierząt żywionych paszą z dodatkiem
probiotyku (0,19 l/l), a grupą kontrolną (0,43 l/l) oraz pozostałymi grupami
doświadczalnymi III (0,46 l/l) i IV (0,45 l/l). W grupie szczurów otrzymujących w paszy
probiotyk wartość hematokrytu była poniżej wartości referencyjnych.
102
Istotny statystycznie (P≤0,05) spadek dotyczący średniej objętości krwinki czerwonej
(MCV) zaobserwowano w grupie zwierząt żywionych paszą z dodatkiem probiotyku
(42,66 fl) w odniesieniu do grupy kontrolnej (54,66 fl) oraz grup doświadczalnych II i
IV.
Tabela 14. Składniki morfologiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Parametr
WBC
[G/l]
RBC
[T/l]
HGB
[mmol/l]
HCT
[l/l]
PLT
[G/l]
MCV
[fl]
MCH
[fmol]
MCHC
[mmol/l]
Wart.
ref.1, 2
6,0012,60
7,009,75
6,209,94
0,300,50
2001300
45-70
1,121,37
11,8026,70
Grupy żywieniowe
I - Kontrolna
II - Probiotyk
III - Inulina
2,15A
SD 1,28
8,04B
SD 0,32
9,23
SD 0,66
0,43b
SD 0,02
784A
SD 48,90
54,66b
SD 0,57
1,14A
SD 0,04
20,96
SD 0,56
5,21B
SD 1,90
3,80A
SD 0,95
8,33
SD 1,30
0,19a
SD 0,24
1261B
SD 61,25
49,00a
SD 3,20
2,60B
SD 0,57
20,96
SD 0,83
4,10B
SD 0,40
8,47B
SD 0,13
9,63
SD 0,20
0,46b
SD 0,86
865A
SD 52,00
54,33b
SD 0,57
1,13A
SD 0,02
20,83
SD 0,35
IVSynbiotyk
5,49B
SD 1,31
8,38B
SD 0,23
9,55
SD 0,59
0,45b
SD 0,02
973A
SD 48,14
54,75b
SD 1,70
1,14A
SD 0,04
20,90
SD 0,49
SD - odchylenie standardowe,
a, b - różnice istotne statystycznie (P≤0,05); A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
1
Reference values for laboratory animals. 2010. Research Animal Resources, University of Minnesota.
http://www.ahc.umn.edy/rar/refvalues.html
2
Sharp E., La Regina M., 2000: The rat laboratory. CRC Press. (red. Suckow M.).
Parametry morfologiczne krwi:
WBC- krwinki białe, RBC- krwinki czerwone, HGB- hemoglobina, HCT (PCV)hematokryt, PLT- płytki krwi, MCV- wskaźnik średniej objętości krwinki czerwonej,
MCH- wskaźnik średniej masy hemoglobiny w erytrocytach, MCHC- średnie stężenie
hemoglobiny w erytrocytach.
Otrzymane wartości dotyczące ilości hemoglobiny (HGB) oraz średniego stężenia
hemoglobiny w cząsteczce (MCHC) nie różniły się statystycznie (P≥0,05) między
grupami i mieściły się w granicach norm fizjologicznych [Sharp, La Regina, 2000].
Wyniki badań własnych są zgodne z wynikami otrzymanymi na szczurach,
którym podawanie w paszy dodatku probiotyku Lactobacillus plantarum wpłynęło
istotnie (P≤0,05) na obniżenie wartości wskaźnika hematokrytowego (HCT), wzrost
liczby płytek krwi (PLT) oraz zwiększenie średniej liczby leukocytów (WBC) [Nara i
wsp., 2009; De Azerêdo i wsp., 2010].
103
Probiotyki wpłynęły na wzrost stężenia hemoglobiny (HGB) [Aboderin i Oyetayo,
2006], co nie potwierdzono w badaniach własnych. Pozytywny wpływ zastosowanego
dodatku probiotyku do diety u myszy na parametry morfologiczne krwi odnotowali
także Gill i wsp., [1998, 2000] oraz Medici i wsp., [2004]. Wyniki badań własnych
przedstawiają korzystny wpływ zastosowanego probiotyku, w przeciwieństwie do
wyników doświadczenia na myszach w którym zastosowanie dodatku Lactobacillus
rhamnosus, L. acidophilus oraz Bifidobacterium lactis nie wpłynęło na poziom RBC,
HGB, HCT we krwi u tych zwierząt [Zhou i wsp., 2000].
Po zastosowaniu szczepu Enterococcus faeciu Strompfová i wsp., [2006]
odnotowali wzrost liczby leukocytów, krwinek czerwonych oraz hemoglobiny i wapnia
w surowicy krwi. Zastosowanie szczepu Aspergillus Niger u brojlerów miało wpływ na
wzrost poziomu hemoglobiny (HGB) oraz liczbę erytrocytów (RBC) bez wpływu na
liczbę leukocytów (WBC) i pozostałe parametry krwi [Al-Kassie i wsp., 2008]. Z kolei u
indyków [Capcarová i wsp., 2008] oraz u brojlerów [Alkhalf i wsp., 2010] probiotyki
nie zmieniły parametrów hematologicznych krwi, w tym RBC, WBC i HCT. Po
zastosowaniu w paszy u indyków probiotyków zawierających szczepy Lactobacillus
acidophilus, Lactobacillus casei, Enterotococcus faecium, Bifidobacterium thermophilus
[Četin i Guclu, 2005] poziom WBC, RBC, HGB, HCT był istotnie wyższy niż po
zastosowaniu w paszy u świń szczepu Enterococcus faecium [Strompfová i wsp., 2006].
Wyniki doświadczeń przeprowadzonych przez Juśkiewicz i wsp., [2005, 2009],
Azorín-Ortuňo i wsp., [2009], López-Molina i wsp., [2005] nie potwierdziły wpływu
dodatku do diety dla szczurów inuliny (5%) na zmianę stężenia parametrów
morfologicznych krwi.
Zastosowanie prebiotyków u krów mlecznych spowodowało wzrost liczby WBC,
RBC, ALT, bez wpływu na pozostałe wskaźniki morfologiczne (PLT, MCV, MCH,
MCHC) [Dobicki i wsp., 2007]. U jagniąt zastosowanie dodatku prebiotyku wpłynęło na
wzrost we krwi WBC, RBC i HGB [Milewski, 2009].
5.1.5 Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Średnie wartości poszczególnych składników biochemicznych we krwi szczurów
wraz z ich wartościami referencyjnymi przedstawiono w tabeli 15.
W badaniach własnych nie stwierdzono różnic istotnych statystycznie w
parametrach biochemicznych krwi dotyczących stężenia aminotransferazy alaninowej
104
(ALT),
aminotransferazy
asparaginianowej
(AST),
gamma-glutamylotransferazy
(GGTP) oraz lipazy i ά-amylazy.
Tabela 15. Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Parametr
ALT
[U/l]
AST
[U/l]
GGTP
[U/l]
Lipaza
[U/l]
ά -amylaza
[U/l]
Wart.
refer.1, 2
52 -224
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk
III - Inulina
134,95
164,02
SD 20,87
SD 22,37
545,10
501,75
SD 30,16
SD 23,53
3,95
6,08
SD 0,24
SD 1,10
27,66
27,15
SD 8,27
SD 10,40
1036,60
1098,03
SD 88,81
SD 66,89
I - Kontrolna
191,34
SD 26,25
535,32
SD 40,62
4,58
SD 1,01
38,52
SD 11,00
1057,58
SD 60,72
457-808
2,0-6,80
20-45
1000 –
1230
IV - Synbiotyk
104,4
SD 10,94
549,07
SD 28,98
4,15
SD 0,87
33,96
SD 9,11
1063,57
SD 72,01
SD – odchylenie standardowe
1
Reference values for laboratory animals. 2010. Research Animal Resources, University of Minnesota.
http://www.ahc.umn.edy/rar/refvalues.html
2
Bernardi i wsp., [1996], Coparative Haematology International
ALT- aminotransferaza asparaginianowa, AST- aminotransferaza alaninowa, GGTPgamma-glutamylotransferaza, Lipaza, ά –amylaza
W grupach doświadczalnych wskaźniki biochemiczne w surowicy krwi,
określające przemiany białkowo-energetyczne, były mało zróżnicowane oraz nie
wykazały różnic statystycznych w porównaniu do parametrów z grupy kontrolnej
zwierząt.
Według
hematologicznych
Gibsona
krwi
i
Roberfroid’a
świadczy
o
[2008]
prawidłowym
brak
zmian
parametrów
funkcjonowaniu
układu
krwionośnego, braku stanów zapalnych i anemii oraz o właściwościach prozdrowotnych
zastosowanych substancji.
Wyniki
badań
własnych
dotyczące
analizy
podstawowych
składników
biochemicznych we krwi u szczurów po zastosowaniem probiotyków są zgodne z
wynikami innych doświadczeń przeprowadzonych na szczurach [Shu i Gill, 2002; Nara i
wsp., 2009].
W doświadczeniu wykonanym przez Nara i wsp., [2009] nie stwierdzono
wpływu czynnika probiotycznego w paszy na stężenie ά - amylazy i lipazy we krwi u
szczurów, co jest zgodne w wynikami badań własnych. Odmienne wyniki uzyskali
Adawi i wsp., [2001] po zastosowaniem probiotycznych szczepów Lactobacillus i
Bifidobacterium, które wpłynęły na obniżenie stężenia ALT-u we krwi u szczurów.
105
Suplementacja diety świń szczepami probiotycznymi nie wpłynęła na zmianę
parametrów hematologicznych krwi [Chen i wsp., 2006; Ross i wsp., 2010]. Również w
doświadczeniu na cielętach żywionych paszą z dodatkiem probiotyków (Enterococcus
faecium, Bacillus subtilis oraz Lactobacillus casei), Berleć i Traczykowski [2004] nie
wykazali wpływu czynnika probiotycznego na wartość parametrów krwi.
Z kolei Rekiel [2008] po zastosowaniu probiotyku w paszy dla tuczników
stwierdził wzrost aktywności aminotransferaz: AST i ALT.
Wyniki badań własnych są zgodne w wynikami doświadczeń przeprowadzonych
przez Juśkiewicz i wsp., [2005, 2009], Azorín-Ortuňo i wsp. [2009], Lopez-Molina i
wsp., [2005] oraz Van De Viele i wsp., [2007] gdzie nie potwierdzono wpływu dodatku
do diety inuliny (5%) na zmiany stężenie parametrów wątrobowych (ALT, AST) w
surowicy krwi. Dodatek inuliny w diecie u myszy, tak jak w badaniach własnych
również nie miał wpływu na aktywności enzymów wątrobowych (ALT, AST) [Bakr i
wsp., 2009]. Według badań przeprowadzonych przez Zaky [2009] dodatek inuliny w
diecie u szczurów (15%) wpłynął (P≥0,05) na obniżenie poziom ALT oraz
podwyższenie stężenie AST w surowicy krwi u zwierząt, które otrzymywały
wspomniany dodatek paszowy.
Doświadczenia przeprowadzone przez Delzenne i Kok, [1998], Kaur i Gupta
[2002] oraz Daubioul i wsp., [2005] potwierdzają pozytywne działanie inuliny (5%
diety) poprzez obniżenie poziom triacylogliceroli, które akumulują się w wątrobie i
obniżają stężenie aminotransferazy asparaginowej (AST) i alaninowej (ALT).
Zastosowanie prebiotyków u krów mlecznych spowodowało wzrost stężenia ALT, bez
wpływu na pozostałe wskaźniki biochemiczne (AST, mocznik, cholesterol, białko,
albuminy, globuliny, glukoza) [Dobicki i wsp., 2007].
Badania Yang i wsp., [2005], wskazują na istotnie wyższą aktywność lipazy u
szczurów otrzymujących w diecie dodatek synbiotyku (bakterie probiotyczne z inuliną).
Natomiast Liong i Shah [2005] oraz Umeki i wsp., [2004] w swoich opracowaniach
donoszą, że zastosowanie w paszy u szczurów synbiotyków pozytywnie wpłynęło na
biochemiczne parametry krwi.
106
5.1.6 Wybrane składniki mineralne krwi zwierząt doświadczalnych
Średnie wartości wybranych składników mineralnych we krwi szczurów wraz z ich
wartościami referencyjnymi przedstawiono w tabeli 16.
Tabela 16. Składniki mineralne krwi zwierząt doświadczalnych
Parametr Wart.
refer1.
Wapń
[mmol/]
Magnez
[mmol/]
Fosfor nie
org.
[mmol/]
I - Kontrolna
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk
III - Inulina
2,152,65
1,001,50
2,50
SD 0,13
1,41b
SD 0,12
2,29
SD 0,16
1,23ab
SD 0,08
2,17
SD 0,27
1,12a
SD 0,24
IV Synbiotyk
2,22
SD 0,76
1,14a
SD 0,17
2,204,50
3,69
SD 0,65
3,54
SD 0,60
3,42
SD 0,27
3,49
SD 0,40
SD - odchylenie standardowe, a, b - różnice istotne statystycznie (P≤0,05)
1
Bernardi i wsp., [1996], Coparative Haematology International
Analizując zawartość poszczególnych składników mineralnych w surowicy krwi
u szczurów stwierdzono, że stężenie wapnia i fosforu nieorganicznego u wszystkich
zwierząt doświadczalnych było na zbliżonym poziomie i nie różniło się statystycznie w
porównaniu
do
grupy
kontrolnej.
Stężenie
magnezu
w
grupach
zwierząt
doświadczalnych III (1,12 mmol/l) i IV (1,14 mmol/l) było statystycznie niższe (P≤0,05)
w porównaniu do grupy kontrolnej (1,41 mmol/l).
Nara i wsp., [2009] w doświadczeniu na szczurach, podobnie jak w niniejszej
pracy, nie stwierdzili istotnych różnic w średniej zawartości wapnia we krwi badanych
zwierząt, które otrzymywały w diecie dodatek probiotyku. Berleć i Traczykowski [2004]
nie wykazali wpływu bakterii probiotycznych Enterococcus faecium, Bacillus subtilis
oraz Lactobacillus casei, na zawartość wapnia, magnezu i fosforu nieorganicznego w
surowicy krwi cieląt. W eksperymencie przeprowadzonym przez Capcarová i wsp.,
[2008] probiotyki nie wpłynęły na wzrost stężenia wapnia, ale spowodowały wzrost
stężenia fosforu nieorganicznego we krwi u indyków.
Wyniki badań własnych dotyczące wpływu inuliny na zawartość wapnia i
fosforu nieorganicznego we krwi u szczurów są zgodne z wynikami innych badaczy
prowadzących badania na szczurach [Younes i wsp., 2001; Bosscher i wsp., 2005;
Juśkiewicz i wsp., 2005, 2009; Azorín-Ortuňo i wsp., 2009; López-Molina i wsp., 2005;
Van De Viele i wsp., 2007], którzy nie potwierdzają wpływu zastosowanego dodatku na
zmianę stężenia tych parametrów. Również Levrat i wsp., [1991] nie stwierdzili różnic
107
w stężeniu wapnia i fosforu oraz magnezu w surowicy krwi u szczurów przy
zastosowaniu dodatku inuliny w ilości 5%, 10% i 20% diety.
Według Krejpcio i wsp., [2009] suplementacja diety inuliną (10%) zwiększyła
biodostępność magnezu u szczurów, a 20% dodatek inuliny obniżył stężenie wapnia we
krwi u szczurów w eksperymencie przeprowadzonym przez Levrat i wsp., [1991].
Otrzymane wyniki badań własnych są odmienne od doświadczeń przeprowadzonych na
szczurach przez innych badaczy [Scholz – Ahrens i wsp., 2001, Bosscher i wsp., 2005,
Coudray i wsp., 2005, Cieślik i Kopeć, 2005; Krejpcio i wsp., 2009; Lobo i wsp., 2009],
którzy stwierdzili, że dodatek fruktanów, w tym inuliny, wskazuje na tendencję
zwiększania poziomu wapnia oraz magnezu we krwi badanych zwierząt. Według Levrat
i wsp., [1991] wraz ze wzrostem poziomu inuliny w diecie (5%, 10%, 20%) wzrasta
powierzchnia chłonna jelit, co w efekcie polepsza mineralną absorpcję [Younes i wsp.,
2001]. Krejpcio i wsp., [2009] w swych badaniach wykazali, że zastosowanie inuliny nie
wpłynęło na zmianę stężenia magnezu w surowicy krwi u szczurów.
5.1.7 Długość jelit oraz masa jelit i wątroby zwierząt doświadczalnych
W badaniach własnych dotyczących pomiarów histomorfometrycznych jelit
(tabela 17), odnotowano wysokoistotne zmiany dotyczące zwiększenia długości jelita
cienkiego w grupach zwierząt otrzymujących w paszy dodatek probiotyku (110,80 cm),
inuliny (110,00 cm) oraz synbiotyku (111,50 cm) w stosunku do osobników
nieotrzymujących w diecie żadnych dodatków (103,20 cm).
Długość jelita grubego w grupie doświadczalnej III (16,12 cm) była
wysokoistotnie niższa niż w grupie kontrolnej (17,10 cm) i z dodatkiem synbiotyku
(17,20 cm). Zastosowanie w paszy dodatku probiotyku nie wpłynęło na zmianę długości
jelita grubego w porównaniu do długości jelit u osobników z grupy kontrolnej.
Dock i wsp., [2004] po zastosowaniu w paszy u szczurów probiotyku nie
stwierdzili zmian dotyczących długości jelita cienkiego oraz grubego. Raschka i Daniel
[2005], nie stwierdzili zastosowania w dawce pokarmowej szczurów inuliny w ilości
10% na całkowitą długość jelita cienkiego i grubego, co pozostaje w sprzeczności do
badań własnych.
108
Tabela 17. Długość jelit oraz masa jelit i wątroby zwierząt doświadczalnych
Grupy żywieniowe
Parametr
Długość jelita
cienkiego [cm]
Długość jelita
grubego [cm]
Łączna masa
jelit [g]
Masa jelit [g]/
100 g masy
szczura
Masa wątroby
[g]
Masa wątroby
[g]/
100 g masy
szczura
I - Kontrolna
103,20A
SD 2,50
17,10B
SD 6,32
9,54A
SD 1,24
II - Probiotyk
110,80B
SD 5,02
16,42AB
SD 2,71
12,50B
SD 0,80
III - Inulina
110,00B
SD 3,21
16,12A
SD 6,02
13,36B
SD 2,66
IV-Synbiotyk
111,50B
SD 2,41
17,20B
SD 3,16
13,65B
SD 2,92
4,40A
SD 0,92
5,43B
SD 0,88
5,75B
SD1,89
5,81B
SD 1,59
6,75
SD 0,93
7,00
SD 1,29
6,77
SD3,06
7,16
SD 1,04
3,11
SD 0,37
3,24
SD 0,53
3,13
SD0,58
3,27
SD 0,49
SD - odchylenie standardowe,
A,B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
W doświadczeniu Chen i wsp., [2005] dodatek inuliny (1% diety) u drobiu
wpłynął na wydłużenie jelit ale tylko u samic, natomiast u samców długość jelit nie
uległa zmianie.
Podczas analizy pomiarów łącznej masy jelit stwierdzono różnice (P≤0,01)
pomiędzy zwierzętami grup doświadczalnych II (12,50 g), III (13,36 g) i IV (13,65 g), a
grupą kontrolną (9,54 g).
Wyniki badań własnych są zgodne z doświadczeniem przeprowadzonym na
szczurach przez Fåk i wsp., [2008], w którym zastosowanie probiotyku wpłynęło
(P≤0,01) na zwiększenie masy jelit.
Przeciwnie
niż
w
badaniach
własnych,
w
kilku
doświadczeniach
przeprowadzonych na szczurach [Zimmermana i wsp., 2001; Dock i wsp., 2004;
Juśkiewicz i wsp., 2007; Urdaneta i wsp., 2007] zastosowanie w paszy dodatku bakterii
probiotycznych, nie miało wpływu na masę jelit. Również u kurcząt rzeźnych nie
stwierdzono różnic w masie jelita cienkiego po dodaniu do paszy probiotyków [Jin i
wsp., 1998].
Wyniki badań własnych z użyciem w diecie szczurów inuliny są zgodne z
danymi prezentowanymi w doświadczeniach wielu autorów [Verghese i wsp., 2002;
Bielecka i wsp., 2002; Gråsten i wsp., 2002; Zduńczyk i wsp., 2004; Raschka i Daniel,
2005], gdzie odnotowano istotny wzrost masy jelit po dodaniu do paszy tej substancji.
Po zastosowaniu w diecie u szczurów inuliny w ilości 4% diety [Juśkiewicz i Zduńczyk,
109
2004], 5% diety [Juśkiewicz i wsp., 2005, 2009; Lobo i wsp., 2009], 8,3% diety [ŻarySikorska i Juśkiewicz, 2007] oraz 10% diety [Gråsten i wsp., 2002; Lobo i wsp., 2009]
również odnotowano wzrost masy jelit. Levrat i wsp., [1991] w swojej publikacji
stwierdzili, że wraz ze wzrostem poziomu inuliny w diecie u szczurów (5%, 10%, 20%)
wzrastała masa jelita cienkiego, co według autorów przekłada się na wzrost powierzchni
chłonnej jelit.
Zdaniem Raschka i Daniel [2005] dodatek inuliny w ilości 10% diety wpłynął istotnie
(P≤0,01) na wzrost masy nie tylko jelita czczego ale również jelita grubego u szczurów
doświadczalnych, bez wpływu na całkowitą masę jelita cienkiego. Przeciwne wyniki
uzyskał Zduńczyk i wsp., [2004], który stwierdził, że dodatek inuliny zarówno w ilości
5% i 10% diety zmniejszył ogólną masę jelit u szczurów.
Zarówno w badaniach własnych jak i w doświadczeniach na szczurach po
zastosowaniu do diety dodatku Bifidobacterium longum z inuliną [Rowland i wsp.,
1998] oraz Lactobacillus rhamnosus KY z celobiozą [Umeki i wsp., 2004], odnotowano
istotne zwiększenie masy jelit. Tego efektu nie potwierdzają badania przeprowadzone na
szczurach przez Abdelali i wsp., [1995] oraz Juśkiewicz i wsp., [2007].
W eksperymencie własnym masa jelit w przeliczeniu na 100 g masy ciała szczura
w grupach doświadczalnych II (5,43 g), III (5,75 g) oraz IV (5,81 g) różniła się
wysokoistotnie w stosunku do grupy kontrolnej (4,40 g).
Masa wątroby oraz masa tego narządu w przeliczeniu na 100g masy ciała
szczurów nie wykazywała istotnych zmian pomiędzy zwierzętami badanych grup.
Zastosowanie w diecie u szczurów dodatku probiotyków, zarówno w badaniach
własnych jak i w innych opublikowanych pracach [Dock i wsp., 2004; Urdaneta i wsp.,
2007] nie miało wpływu na masę wątroby. Podobne wyniki uzyskali Jin i wsp., [1998]
po dodaniu probiotyku do mieszanki treściwej przeznaczonej dla kurcząt rzeźnych.
W badaniach przeprowadzonych przez Fåk i wsp., [2008] zastosowany w diecie
u szczurów probiotyk, przeciwnie niż w badaniach własnych, wpłynął istotnie na wzrost
masy wątroby.
Wyniki badań własnych dotyczące wpływu dodatku do diety inuliny na masę
wątroby są zgodne z wynikami Lobo i wsp., [2009], którzy zastosowali u szczurów
inulinę w ilości 5% i 10% diety, i nie stwierdzili różnic istotnych w masie wyżej
wymienianego narządu.
W dostępnej literaturze nie znaleziono badań nad wpływem synbiotyków na masę
wątroby zarówno u szczurów, jak również innych gatunków zwierząt.
110
5.1.8 Morfometria ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Wyniki
pomiarów
histomorfometrycznych
dotyczące
grubości
błon
komórkowych ściany jelita cienkiego przedstawiono w tabeli 18.
Tabela 18. Elementy strukturalne ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Wyszczególnienie
Grubość błony
śluzowej (цm)
Grubość błony
podśluzowej
(цm)
Grubość błony
mięśniowej
(цm)
Długość
kosmków
jelitowych (цm)
Głębokość krypt
jelitowych (цm)
Stosunek
wysokości
kosmków do
głębokość krypt
I - Kontrolna
398,47b
SD 59,29
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk
III - Inulina
a
377,84
368,19a
SD 78,94
SD 67,73
IV- Synbiotyk
380,33a
SD 48,66
35,04A
SD 9,06
42,74B
SD 12,02
40,38AB
SD 26,72
46,39B
SD19,92
69,39A
SD 15,43
72,63A
SD 17,57
75,98B
SD 21,10
78,30B
SD 16,28
205,24A
SD 68,61
243,53B
SD 38,50
229,74B
SD 86,23
255,56B
SD 12,90
177,30B
SD 48,26
120,95A
SD 34,76
111,09A
SD 28,19
119,76A
SD 17,03
1,13A
SD 1,02
2,04B
SD 0,83
2,10B
SD 1,20
2,32B
SD 0,65
SD - odchylenie standardowe,
a,b - różnice istotne statystycznie (P≤ 0,05),
A,B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
Zastosowane w doświadczeniu dodatki (probiotyk, inulina i synbiotyk) obniżyły
istotnie (P≤0,05) grubość błony śluzowej w stosunku do grupy kontrolnej (odpowiednio:
II-377,84 цm; III- 368,19 цm; IV- 380,33 цm vs 398,47 цm). Różnice wysokoistotne
dotyczące grubości błony podśluzowej wystąpiły pomiędzy grupą zwierząt żywionych
paszą z dodatkiem
probiotyku (42,74 цm) oraz synbiotyku (46,39 цm), a grupą
kontrolną (35,04 цm). Grubość błony mięśniowej ściany jelita cienkiego w grupie
zwierząt otrzymujących w paszy dodatek inuliny (75,98 цm) oraz synbiotyku (78,30 цm)
różniła się wysokoistotnie w porównaniu z grupą kontrolną (69,39 цm) i probiotykiem
(72, 63 цm).
Długość kosmków jelitowych była wysokoistotnie niższa u zwierząt grupy
kontrolnej (205,24 цm), a grupami doświadczalnymi II (243,53 цm), III (229,74 цm)
oraz IV (255,56 цm). Natomiast głębokość krypt jelitowych we wszystkich grupach
zwierząt doświadczalnych była wysokoistotnie niższa w porównaniu do grupy
111
kontrolnej. Wzajemny stosunek wysokości kosmków jelitowych do głębokości krypt
jelitowych we wszystkich grupach doświadczalnych (II-2,04, III - 2,10 i IV - 2,32) był
wyższy i różnił się wysokoistotnie w porównaniu do grupy kontrolnej (1,13).
Badania własne wykazały pozytywny wpływ zastosowanego w paszy dodatku
probiotyku
na
wzrost
(P≤0,01)
długości
kosmków
jelitowych
u
zwierząt
doświadczalnych. Podobne wyniki po dodaniu do diety szczurów probiotyków otrzymali
Buts i wsp.,[1994], Ichikawa i wsp., [1999], Dock i wsp., [2004] oraz Zareie i wsp.,
[2006].
Podając w paszy dodatek probiotyków stwierdzono wzrost (P≤0,01) długości
kosmków jelitowych w jelicie cienkim u brojleów [Chichlowski i wsp., 2007], kur
niosek [Mahdavi i wsp., 2005] oraz tuczników i prosiąt [Fuller, 1991; Sakata i wsp.,
1995].
Z literatury wynika, że niektóre szczepy bakterii probiotycznych nie miały wpływu na
długość kosmków jelitowych w jelicie cienkim myszy [Allori i wsp., 2000] oraz prosiąt
[Marinho i wsp., 2007].
Zastosowanie w badaniach własnych dodatku do paszy dla szczurów inuliny
skutkowało wysokoistotnym (P≤0,01) wydłużeniem
kosmków jelitowych. Podobne
wyniki uzyskali Rehman i wsp., [2007] dodając inulinę do diety dla kurcząt. Dodatek
inuliny w paszy dla warchlaków [Pierce i wsp., 2006] oraz tuczników w ilości 1,25%
dawki [Lynch i wsp., 2007] oraz 3% [Loh i wsp., 2006] istotnie wpłynął na zwiększenie
wysokości kosmków jelitowych w jelicie czczym i podwyższeniu stosunku wysokości
kosmków do głębokości krypt [Pierce i wsp., 2006].
Z kolei wprowadzenie inuliny do paszy dla brojlerów [Xu i wsp., 2003; Rehman
i wsp., 2007] spowodowało wzrost długości kosmków jelitowych w jelicie czczym i
głębokości krypt jelitowych w tej części jelita, przeciwnie do wyników otrzymanych
przez Adawi i wsp., [2009].
Wyniki badań własnych, po zastosowaniu w paszy dla szczurów inuliny są
odmienne od wyników, jakie uzyskali Rehman i wsp., [2007] w których dodatek inuliny
do diety zwiększył głębokości krypt jelitowych. Inulina będąca dodatkiem do paszy dla
warchlaków korzystnie wpłynęła na zwiększenie stosunku wysokości kosmków do
głębokości krypt w dwunastnicy i jelicie czczym [Pierce i wsp., 2006]. Z kolei
substancja ta w doświadczeniach przeprowadzonych przez Xu i wsp., [2003] oraz
Rehman i wsp., [2007] spowodowała wzrost głębokości krypt jelitowych bez wpływu na
stosunek długości kosmków jelitowych do głębokości krypt.
112
Wyniki badań własnych są zbieżne z danymi otrzymanymi w doświadczeniu
przeprowadzonym na brojlerach przez Adawi i wsp., [2009], w którym po zastosowaniu
dodatku inuliny odnotowano (P≤0,01) spłycenie głębokości krypt jelitowych w jelicie
czczym i krętym, bez wpływu na ich głębokość w dwunastnicy. W tej samej pracy
odnotowano jednak skrócenie długości kosmków jelitowych w jelicie czczym i krętym,
a ich wzrost odnotowano w dwunastnicy. Wzajemny stosunek długości kosmków do
głębokości krypt był istotnie wyższy w dwunastnicy i jelicie krętym, a niższy w jelicie
czczym. Xu i wsp., [2003] oraz Rehman i wsp., [2007] odnotowali wzrost głębokości
krypt jelitowych w jelicie czczym u brojlerów.
Według Kleessen i wsp., [2003] suplementacja diety synbiotykiem w postaci
połącznia probiotyku (Bifidobacterium longum; Bacterioides vulgatus) z inuliną
przyczyniła się do wzrostu długości kosmków jelitowych w jelicie czczym u szczurów.
Dodatek synbiotyku (E. faecium z inuliną) do paszy dla brojlerów [Awad i wsp., 2008]
poprawił ogólne parametry morfometryczne jelit, w tym wzrost długości kosmków
jelitowych. Odmienne wyniki uzyskali Adawi i wsp., [2009] po zastosowanie dodatku
synbiotyku w paszy u brojlerów. W tym doświadczeniu nie wykazano wpływu
synbiotyku na długość kosmków, głębokość krypt oraz ich wzajemny stosunek w jelicie
cienkim.
W badaniach własnych dodatek probiotyku do paszy dla szczurów wpłynął
(P≤0,01) na spłycenie głębokości krypt jelitowych w jelicie cienkim w porównaniu do
grupy kontrolnej. Dane pochodzące z badań własnych są odmienne od wyników
doświadczeń wykonanych na szczurach przez Buts i wsp., [1994], Ichikawa i wsp.,
[1999] i Dock i wsp., [2004] oraz na myszach [Allori i wsp., 2000].
Kleessen i wsp., [2003] oraz Zareie i wsp., [2006] nie stwierdzili zmian w
głębokość krypt jelitowych w jelicie cienkim u szczurów po zastosowaniu w diecie
probiotyku. W doświadczeniach na trzodzie chlewnej, zastosowanie w paszy dla prosiąt
dodatku probiotyków nie wpłynęło na głębokość krypt jelitowych oraz stosunek
długości kosmków jelitowych do głębokości krypt jelitowych [Marniho i wsp., 2007].
Przeciwne wyniki uzyskali Fuller [1991] oraz Sakata i wsp., [1995] po zastosowaniu
szczepów probiotycznych w diecie prosiąt.
Rehman i wsp. [2007] po wprowadzeniu do mieszanki paszowej inuliny w ilości 1%
stwierdzili korzystny jej wpływ na głębokości krypt jelitowych u kurcząt, bez wpływu
na stosunek długości kosmków do głębokości krypt.
113
Wybrane elementy komórkowe ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Wyniki analizy wybranych elementów komórkowych ściany jelita cienkiego
dotyczących ilości enterocytów, komórek kubkowych, komórek mitozy, plazmocytów
oraz komórek Panetha przedstawiono w tabeli 19.
Tabela 19. Wybrane elementy komórkowe ściany jelita cienkiego zwierząt
doświadczalnych
Grupy żywieniowe
Elementy
komórkowe
(szt.)
Enterocyty
Komórki
kubkowe
Komórki mitozy
Plazmocyty
Komórki
Panetha
Stosunek
enterocytów do
komórek
kubkowych
I - Kontrolna
II - Probiotyk
III - Inulina
IV- Synbiotyk
158,25C
SD 21,58
40,00A
SD 9,29
0,75A
SD 0,95
5,25B
SD 3,18
20,50A
SD 5,06
135,00B
SD 17,05
43,00B
SD 8,00
2,33B
SD 0,57
2,00A
SD 1,00
25,87B
SD 4,95
100,33AB
SD 11,30
47,33C
SD 7,57
94,66A
SD 15,01
49,58C
SD 9,20
0
0
5,00B
SD 2,64
27,30B
SD 2,52
4,56B
SD 1,52
32,75B
SD 2,64
3,36B
SD 0,10
3,10A
SD 0,05
2,32A
SD 0,09
2,21A
SD 0,08
SD - odchylenie standardowe
A,B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
W ścianie jelita cienkiego, pomiędzy grupami zwierząt, zauważono różnice
wysoko- istotne statystycznie w ilości enterocytów. Odnotowana ilość enterocytów we
wszystkich grupach doświadczalnych [II – 135, III – 100,33 oraz IV – 94,66] była niższa
(P≤0,01) w stosunku do grupy kontrolnej (158,25). Najniższą ilość enterocytów
odnotowano w grupie zwierząt z dodatkiem w paszy synbiotyku, a najwyższą w grupie
kontrolnej. Wyniki badań własnych wykazują zmiany w ilości enterocytów krypt
jelitowych, które według wyników McCullogh i wsp., [1998] pod wpływem dodatków
paszowych zmieniają aktywność proliferacyjną oraz wydzielniczą (produkcja śluzu i
czynników bakteriobójczych).
Najniższą
ilością
komórek
kubkowych
w
ścianie
jelita
cienkiego
charakteryzowała się grupa zwierząt kontrolnych (40,00), a najwyższą grupy z
dodatkiem synbiotyku (49,50) oraz inuliny (47,33). Różnice te okazały się
wysokoistotne (P≤0,01). Również probiotyk miał wpływ na wysokoistotny wzrost
114
komórek kubkowych w stosunku do grupy kontrolnej, ale ich ilość była istotnie niższa
(P≤0,01) niż w grupach z inuliną i synbiotykiem. Wyniki te są zgodne z badaniami
przeprowadzonymi na prosiętach [Fuller, 1991] oraz kurach nioskach [Mahdavi i wsp.,
2005] gdzie również potwierdzono wzrost liczby komórek kubkowych w jelicie cienkim
badanych zwierząt przy stosowaniu w paszy tego typu dodatków.
W grupie drugiej zwierząt suplementacja diety probiotykiem wpłynęła
wysokoistotnie (P≤0,01) na występowanie komórek podziału mitotycznego w ścianie
jelita cienkiego u osobników, które otrzymywały wspomniany dodatek, w porównaniu
do grupy kontrolnej bez dodatków. Wzrost ilości komórek mitozy w błonie śluzowej
jelita cienkiego oraz wola [Yousefi i Karkoodi, 2007] po zastosowaniu w paszy
probiotyków odnotowano u brojlerów [Kabir i wsp., 2005] oraz u kurcząt rzeźnych
[Samanya i Yamauchi, 2002].
Najniższą wartością plazmocytów charakteryzowały się zwierzęta spożywające
pasze z dodatkiem substancji probiotycznej (2,00) i liczba ta różniła się wysokoistotnie
od pozostałych grup zwierząt. Trzeba zaznaczyć, że główną funkcją plazmocytów jest
produkcja i wydzielanie przeciwciał.
Przeprowadzone
badania
histomorfometryczne
dotyczące
występowania
komórek Panetha wykazały wysokoistotne wyższą ich zawartość w grupach
doświadczalnych w porównaniu do grupy kontrolnej zwierząt. Ponieważ komórki te
biorą
udział
w
reakcjach
obronnych
jelit
oraz
uczestniczą
w
fagocytozie
mikroorganizmów ich wyższe wartości świadczą o pozytywnym oddziaływaniu
zastosowanych dodatków na organizm zwierząt.
W grupach zwierząt, które otrzymywały w paszy dodatek probiotyku (3,10),
inuliny (2,32) oraz synbiotyku (2,21) stwierdzono (P≤0,01) obniżenie proporcji
pomiędzy komórkami enterocytów, a komórkami kubkowymi w porównaniu do grupy
kontrolnej (3,36).
115
5.1.9 Morfometria ściany jelita grubego zwierząt doświadczalnych
Badania
histomorfometryczne
ściany
jelita
grubego
wykazały
różnice
wysokoistotne statystycznie w grubości poszczególnych błon ściany jelita grubego
(tabela 20).
Tabela 20. Grubość błon komórkowych oraz elementy strukturalne ściany jelita grubego
zwierząt doświadczalnych
Wyszczególnienie
Grubość błony
śluzowej (цm)
Grubość błony
podśluzowej
(цm)
Grubość błony
mięśniowej
(цm)
Głębokość krypt
jelitowych (цm)
Ilość komórek
kubkowych
Grupy żywieniowe
I - Kontrolna
142,75A
SD 8,10
II - Probiotyk
186,61AB
SD 26,15
III - Inulina
192,11AB
SD18,04
IV - Synbiotyk
235,89B
SD 25,31
63,5A
SD 10,92
101,74B
SD 19,57
136,84B
SD 24,40
164,62B
SD 18,85
119,81A
SD 35,62
113,72A
SD 33,47
190,40B
SD 20,52
182,58B
SD 35,39
74,00A
SD 12,47
2,50A
SD 1,29
70,73A
SD 20,87
3,00B
SD 2,70
98,14B
SD 29,38
4,95C
SD 3,30
117,90 B
SD 38,52
7,25D
SD 1,70
SD - odchylenie standardowe, A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
Grubość błony śluzowej jelita grubego osobników żywionych paszą zawierającą
dodatek synbiotyku (235,89 цm) była najwyższa i różniła się wysokoistotnie (P≤0,01)
w porównaniu do grupy kontrolnej (142,75 цm). Zarówno probiotyk jak i inulina
podwyższyły grubość błony śluzowej jelita grubego w stosunku do grupy kontrolnej
zwierząt, ale różnic statystycznych nie stwierdzono.
Grubość błony podśluzowej w grupach zwierząt otrzymujących w paszy dodatek
probiotyku (101,74 цm), inuliny (136,84 цm) oraz synbiotyku (164,62 цm) różniła się
wysokoistotnie w porównaniu do grupy kontrolnej szczurów (63,51 цm).
Analizując wpływ zastosowanych dodatków paszowych na grubość błony
mięśniowej można stwierdzić (P≤0,01), że dodatek do paszy inuliny (190,40 цm) oraz
synbiotyku (182,58 цm) wpłynął na wzrost grubości analizowanej błony w
porównaniu do grupy kontrolnej (119,81 цm) i z dodatkiem probiotyku (113,72 цm).
Głębokość krypt jelitowych była wyższa w grupie doświadczalnej III (98,14 цm)
i IV (117,90 цm) i różniła się istotnie w stosunku do głębokości krypt w grupie II (70,
73 цm) oraz kontrolnej zwierząt (74,00 цm).
116
Ilość komórek kubkowych w ścianie jelita grubego różniła się wysokoistotnie
pomiędzy wszystkimi grupami szczurów. Najniższą ilość tych komórek odnotowano w
grupie kontrolnej zwierząt (2,50) i wzrastała ona systematycznie od grupy z
probiotykiem (3,00), inuliną (4,95) aby uzyskać najwyższa wartość w grupie
otrzymującej synbiotyk (7,25).
Podawanie szczurom probiotyku zawierającego szczep Lactobacillus według
wielu autorów [Adawi i wsp., 1997, Mangel i wsp.,2006; Peran i wsp., 2006; Geier i
wsp., 2007; Laudanno i wsp., 2008; Frias i wsp., 2009] wpływało na zmiany w budowie
ściany jelita.
Z badań Lobo i wsp., [2009] wynika, że dodatek inuliny w ilości 5% i 10%
diety zwiększył głębokość krypt jelitowych w jelicie cienkim oraz grubym oraz
zmniejszył [Raschka i Daniel, 2005] występowanie ich deformacji w jelicie grubym.
Podawanie synbiotyku w postaci probiotyku Bifidobacterium longum z inuliną w
ilości 5% [Rowland i wsp., 1998] oraz 10% diety [Femia i wsp., 2002] wpłynęło
pozytywnie na parametry morfometryczne w jelicie grubym u szczurów, w tym na
wzrost aktywności proliferacyjnej błony śluzowej. Podobny efekty po zastosowaniu w
paszy dodatku synbiotyków zaobserwowano u szczurów [Le-Leu i wsp., 2005; Osman i
wsp., 2006] oraz u brojlerów [Bailey i wsp., 1991].
117
5.1.10 Obraz histologiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Obraz histologiczny jelita cienkiego przedstawia struktury charakterystyczne dla
narządu prawidłowo funkcjonującego. Ściana jelita cienkiego jest zbudowana z
wyraźnie oddzielonych od siebie warstw: błony śluzowej, błony podśluzowej i błony
mięśniowej. Błona śluzowa dzieli się na trzy warstwy w których wyróżniamy blaszkę
mięśniową błony śluzowej, blaszkę właściwą błony śluzowej oraz nabłonek. W błonie
śluzowej widoczne są dobrze rozwinięte kosmki jelitowe, pokryte nabłonkiem
jednowarstwowym cylindrycznym z mikrokosmkami. Komórki nabłonka wpuklają się
do błony śluzowej wytwarzając gruczoły jelitowe. W obrębie nabłonka gruczołów jelita
cienkiego można spotkać komórki wykazujące figury podziału mitotycznego oraz
rozproszone pojedynczo lub w niewielkich grupach komórki endokrynowe należące do
układu komórek APUD (z ang. amine precursors uptake, decarboxylation) (Ryc. 4,
Ryc. 8).
Błona mięśniowa zwierząt otrzymujących w paszy dodatek probiotyku
zbudowana z komórek mięśni gładkich, które tworzą dwie wyraźne warstwy: warstwę
wewnętrzną (okrężną) oraz warstwę zewnętrzną (podłużną) otoczoną przez nabłonek
jednowarstwowy płaski otrzewnej. Pomiędzy kosmkami jelitowymi występują komórki
kubkowe wydzielające śluz. Zarówno błona podśluzowa jak i mięśniowa wyraźnie
grubsza w porównaniu do zwierząt grupy kontrolnej (Ryc. 5, Ryc. 9).
W grupie eksperymentalnej zwierząt otrzymujących w paszy dodatek inuliny
błona śluzowa uformowana jest w postaci kosmków jelitowych, które przyjmują formę
palczastych wyniosłości. Kosmki jelitowe pokryte są nabłonkiem jednowarstwowym
walcowym, który wpukla się w głąb blaszki właściwej tworząc cewkowate gruczoły. W
nabłonku zlokalizowano kilka typów komórek jelitowych: enterocyty, komórki
śluzogenne (kubkowe), komórki dokrewne oraz komórki migrujące. Występują liczne
fałdy okrężne i palczaste kosmki jelitowe. Widoczne enterocyty na nabłonku, komórki
migrujące
(limfocyty
B,
neutrofile)
oraz
fragment
rozszerzonego
naczynia
limfatycznego. Komórki kubkowe oraz komórki Panetha występują liczniej niż w
grupie kontrolnej zwierząt (Ryc. 6, Ryc. 10).
Blaszka właściwa błony śluzowej zwierząt otrzymujących w paszy dodatek
synbiotyku utworzona jest z tkanki łącznej wiotkiej, która wypełnia przestrzenie
pomiędzy
gruczołami
jelitowymi.
Stwierdzono
także
obecność
komórek
plazmatycznych, fibroblastów i makrofagów. Błona podśluzowa zbudowana z tkanki
łącznej luźnej, z licznymi naczyniami krwionośnymi i chłonnymi. Na dnie gruczołów
jelitowych widoczne są komórki ziarniste (Panetha), których obecność związana jest ze
118
śluzówkowym układem odpornościowym. Blaszka mięśniowa błony śluzowej oddziela
błonę śluzową od błony podśluzowej, która utworzona jest przez warstwę włóknistosprężystej tkanki łącznej zawierającej naczynia krwionośne, nerwy oraz pojedyncze
grudki chłonne. Komórki kubkowe oraz komórki Panetha występują liczniej niż w
grupie kontrolnej zwierząt. Zaobserwowana ilość plazmocytów porównywalna z grupą
szczurów nie otrzymującą w paszy żadnych dodatków (Ryc. 7, Ryc. 11).
Obraz histologiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
d
c
c
e
b
a
a
b
Rycina 4. Przekrój podłużny przez ścianę jelita
cienkiego zwierząt grupy kontrolnej. Wyraźnie widoczna
błona mięśniowa (a), podśluzowa (b) oraz śluzowa z
licznymi fałdami i kosmkami jelitowymi (c). H i E, pow.
40x.
Rycina 5. Przekrój podłużny przez ścianę jelita
cienkiego zwierząt otrzymujących w paszy
probiotyk. Warstwa zewnętrza (a) i wewnętrzna (b)
błony mięśniowej, błona podśluzowa (c) oraz
śluzowa z kosmkami (d) i licznymi komórkami
kubkowymi (e). H i E, pow. 100x.
b
d
a
a
c
c
b
Rycina 6. Przekrój podłużny przez ścianę jelita
cienkiego zwierząt otrzymujących w paszy dodatek
inuliny. Wyraźnie widoczne kosmki jelitowe (a),
nieliczne komórki kubkowe (b), naczynie limfatyczne
(c). H i E, pow. 40x.
119
Rycina 7. Przekrój podłużny przez ścianę jelita
cienkiego zwierząt otrzymujących w paszy dodatek
syniotyku. Kosmki jelitowe (a), gruczoły jelitowe
(b), komórki kubkowe (c), komórki Panetha (d). H i
E, pow. 40x.
Wyniki badań własnych są zgodne z doświadczeniami, w których zastosowany dodatek
inuliny [Zaky, 2009] oraz probiotyków [Dock i wsp., 2004; Zareie i wsp., 2006; Alves
de Azerědo i wsp., 2010] nie miał wpływu na zmianę obrazu histologicznego jelit
szczurów.
120
5.1.11 Obraz jelita cienkiego z mikroskopu elektronowego- skaningowego (SEM)
zwierząt doświadczalnych
a
b
Rycina 8. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt grupy kontrolnej z mikroskopu skaningowego.
Widoczna struktura kosmków jelitowych (a) z elementami śluzu (b).
c
a
c
b
b
Rycina 9. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt otrzymujących w paszy probiotyk. Widoczne
szczyty kosmków jelitowych (a) z obecnością wynaczynionych erytrocytów (b) oraz limfocytów (c).
121
a
b
Rycina 10. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt otrzymujących w paszy inulinę z mikroskopu
skaningowego. Kosmki jelitowe (a) powleczone wydzieliną komórek kubkowych (b).
a
Rycina 11. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt otrzymujących w paszy synbiotyk z mikroskopu
skaningowego. Regularny i prawidłowy kształt kosmków jelitowych pokrytych mikrokosmkami (a).
122
5.1.12 Obraz jelita cienkiego z mikroskopu transmisyjnego (TEM) zwierząt
doświadczalnych
Badania komórek nabłonka kosmków jelitowych w transmisyjnym mikroskopie
elektronowym (TEM) wykazały we wszystkich grupach prawidłowo rozwinięty
nabłonek pokryty od strony światła jelita licznymi mikrokosmkami. Najistotniejsze
zmiany dotyczą części apikalnej (szczytowej) komórki, w tym rozmieszczenia i
rozmiarom mikrokosmków.
Tuż pod strefą mikrokosmków występuje strefa brzeżna, w której są obecne
jedynie drobne pęcherzyki endocytarne, brak jest natomiast pozostałych organelli
komórkowych. Strefa ta jest wyznaczona poprzez najbardziej apikalnie obecne
połączenia typu desmosomy. Powyżej nich (bliżej powierzchni komórki) występują
tylko połączenia zwierające, uniemożliwiające przedostawanie się treści pokarmowej
pomiędzy enterocytami. Poniżej strefy brzegowej, liczne mitochondria towarzyszą
siateczce plazmatycznej wraz z diktiosomem oraz pęcherzykami lizosomalnymi i
egzocytarnymi (Ryc. 12).
W grupie z probiotykiem (Ryc. 13) oraz inuliną (Ryc. 14) obserwuje się w
pojedynczych komórkach nieco niższe ale jednocześnie nieco grubsze mikrokosmki.
W grupie z synbiotykiem (Ryc. 15), kosmki jelitowe wykazują największą
długość przy nieco mniejszym stopniu występowania na jednostkę powierzchni.
Świadczy to o zachowaniu zdolności do prawidłowego wchłaniania oraz utrzymaniu
zwiększonej powierzchni wchłaniania w obrębie pojedynczej komórki w stosunku do
grupy zwierząt otrzymujących w paszy dodatek probiotyku i inuliny.
123
a
a
Rycina 12. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego
zwierząt
grupy
kontrolnej
z
mikroskopu
transmisyjnego. Widoczna struktura mikrokosmków
jelitowych (a)
Rycina 13. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego
zwierząt otrzymujących w paszy probiotyk z
mikroskopu transmisyjnego. Widoczna struktura
mikrokosmków jelitowych (a).
a
a
Rycina 14. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego
zwierząt otrzymujących w paszy inulinę z mikroskopu
transmisyjnego. Mikrokosmki jelitowe (a).
124
Rycina 15. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego
zwierząt otrzymujących w paszy synbiotyk z
mikroskopu transmisyjnego. Mikrokosmki jelitowe
(a).
5.1.13 Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt doświadczalnych
Obraz histologiczny jelita grubego przedstawia struktury charakterystyczne dla
narządu prawidłowo funkcjonującego. Wyraźnie zaznaczone są trzy warstwy ściany
jelita: błona mięśniowa, błona podśluzowa oraz błona śluzowa wysłana nabłonkiem
jednowarstwowym walcowym z licznymi kryptami jelitowymi w których znajdują się
komórki kubkowe. Błona mięśniowa jelita grubego zbudowana jest podobnie jak w
pozostałych odcinkach przewodu pokarmowego, przy czym występują tutaj fałdy
okrężne nie zawierające elementów mięśniowych (Ryc. 16, Ryc. 20).
Błona śluzowa zbudowana jest z tkanki łącznej siateczkowatej pokrytej
nabłonkiem jednowarstwowym walcowatym. Komórki nabłonka wpuklając się w głąb
błony śluzowej tworzą cewkowate krypty jelitowe. W nabłonku występują licznie
enterocyty, a w obrębie krypt dodatkowo lokalizują się komórki macierzyste i
endokrynowe. W nabłonku krypt spotyka się komórki w trakcie podziału mitotycznego,
co ma znaczenie dla odnowy nabłonka (nie zaznaczono na rycinie) oraz widoczne są
liczne komórki kubkowe (Ryc. 17, Ryc. 21).
W błonie śluzowej znajdują się długie proste gruczoły cewkowate zbudowane z
nabłonka walcowatego. Nabłonek zbudowany z kilku typów komórek: walcowatych
odpowiedzialnych za resorpcję, kubkowych - produkujących śluz, macierzystych
(regeneracja) i wydzielniczych (hormony peptydowe). Krypty jelitowe nie zawierają
komórek z ziarnistościami kwasochłonnymi. Natomiast w blaszce właściwej błony
śluzowej sporadycznie występują pojedyncze grudki limfatyczne z limfocytami i
makrofagami oraz komórki kubkowe i granulocyty kwasochłonne (Ryc. 18, Ryc. 22).
W błonie śluzowej jelita grubego zwierząt otrzymujących w paszy dodatek
synbiotyku zlokalizowano liczne grudki chłonne samotne, które łącząc się ze sobą
przekraczają granicę blaszki mięśniowej i przechodzą do warstwy błony podśluzowej.
Mikrokosmki jelitowe tworzą na powierzchni jelita rąbek szczoteczkowy (tzw. rąbek
wchłaniający) (Ryc. 19, Ryc. 23).
125
d
d
a
c
b
a
b
Rycina 16. Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt
grupy kontrolnej. Przekrój podłużny przez ścianę jelita.
Widoczna błona mięśniowa (a), podśluzowa (b), śluzowa
z kryptami jelitowymi (c), liczne naczynia krwionośne (d).
H i E, pow. 10x.
Rycina 17. Obraz histologiczny jelita grubego
zwierząt otrzymujących w paszy probiotyk. Błona
śluzowa (a) oraz liczne komórki kubkowe (b). H i
E, pow. 40x.
b
c
a
d
a
c
a
a
b
Rycina 18. Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt
otrzymujących w paszy inulinę. Widoczne krypty jelitowe
(a), komórki kubkowe (b), limfocyty (c), makrofagi (d). H
i E, pow. 40x.
126
Rycina 19. Obraz histologiczny jelita grubego
zwierząt otrzymujących w paszy synbiotyk. Grudki
chłonne zlane ze sobą (a), które wpuklają się do
błony śluzowej (b), rąbek szczoteczkowy (c). H i E,
pow. 40x.
5.1.14 Obraz jelita grubego z mikroskopu elektronowego - skaningowego (SEM)
zwierząt doświadczalnych.
a
b
Rycina 20. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt grupy kontrolnej z mikroskopu skaningowego.
Wejście do krypt jelitowych (a), liczne mikrokosmki jelitowe (b).
a
c
b
Rycina 21. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt otrzymujących w paszy probiotyk z mikroskopu
skaningowego. Powierzchnia jelit silnie pokryta śluzem (a), wejście do krypt jelitowych (b), liczne komórki
złuszczone (c).
127
b
a
Rycina 22. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt otrzymujących w paszy inulinę z mikroskopu
skaningowego. Silnie pofałdowana powierzchnia błony śluzowej (a) z elementami śluzu (b).
a
Rycina 23. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt otrzymujących w paszy synbiotyk z mikroskopu
skaningowego. Nieznaczne pofałdowania błona śluzowa (a), szczyty komórek kubkowych (b).
128
5.1.15 Obraz histologiczny wątroby zwierząt doświadczalnych
Opis histologiczny wątroby jest wspólny dla wszystkich grup doświadczalnych
zwierząt, u których nie stwierdzono żadnych zmian w budowie i funkcjonowaniu tego
narządu. W ogólnym obrazie histologicznym wątroby nie stwierdzono oznak
cytotoksyczności po zastosowaniu w dawce pokarmowej u szczurów dodatków
paszowych.
Na rycinach widoczna jest prawidłowa struktura zarówno gruczołu jak i
łącznotkankowych elementów wątroby (Ryc. 24). Uwidoczniono regularny układ
zrazików wątrobowych z zaznaczonymi żyłami środkowymi (Ryc. 25). Przestrzenie
wrotne mają zachowaną prawidłową architekturę triady wątrobowej. Tkanka łączna
zrazikowa jest bez cech rozrostu. W obrazie histologicznym nie stwierdzono cech
związanych z zastojem czy też przekrwieniem (Ryc. 26).
Wątroba posiada łącznotkankowy zrąb, który podtrzymuje naczynia krwionośne,
limfatyczne, nerwy i przewody żółciowe. Miąższ zbudowany głównie z hepatocytów.
Przewody żółciowe są umiarkowanie wypełnione żółcią. Widoczne są również
makrofagi obecne pomiędzy komórkami śródbłonka naczyniowego oraz tętnica
międzyzrazikowa, żyła międzyzrazikowa i przewód żółciowy międzyzrazikowy, zwane
triadą wątrobową (Ryc. 27).
Wyniki badań własnych dotyczących obrazu histologicznego jelita cienkiego,
jelita grubego oraz wątroby zwierząt doświadczalnych przedstawiają struktury
charakterystyczne dla narządów prawidłowo funkcjonujących.
Wyniki badań własnych są zgodne z doświadczeniami, w których zastosowany
dodatek inuliny [Zaky, 2009] oraz probiotyków [Dock i wsp., 2004; Zareie i wsp.,
2006; Alves de Azerêdo i wsp., 2010] nie miał wpływu na zmianę obrazu
histologicznego wątroby u szczurów.
129
a
b
b
a
Rycina 24. Obraz histologiczny wątroby zwierząt
grupy kontrolnej. Tkanka łączna zrazikowa jest bez
cech rozrostu. Liczne komórki wątrobowe- hepatocyty
(a), żyła centralna (b). HiE, pow.100x
Rycina 25. Obraz histologiczny wątroby zwierząt
grupy otrzymującej w paszy probiotyk. Regularny
układ zrazików wątrobowych z żyłą centralna (a),
hepatocyty (b). HiE, pow. 100x.
b
c
a
a
b
Rycina 26. Obraz histologiczny wątroby zwierząt
grupy otrzymującej w paszy inulinę. Hepatocyty (a),
żyła centralna (b), fragment żyły międzypłacikowej
(c). HiE, pow. 40x.
130
Rycina 27. Obraz histologiczny wątroby zwierząt
grupy otrzymującej w paszy synbiotyk. Widoczne
makrofagi pomiędzy komórkami śródbłonka (a),
triada wątrobowa (b). HiE, pow. 40x.
5.2 WYNIKI I ICH OMÓWIENIE
Doświadczenie II
5.2.1 Przyrosty masy ciała zwierząt doświadczalnych
W pierwszych czternastu dniach doświadczenia przyrosty dzienne masy ciała
szczurów (tabela 21) wahały się od 2,40 g (grupa I) do 3,40 g (grupa III). Grupy
doświadczalne zwierząt uzyskały w tym okresie przyrosty wysokoistotnie wyższe
(P≤0,01) niż szczury grupy kontrolnej.
W następnym okresie, trwającym od 14 do 28 dnia doświadczenia, przyrosty
masy ciała w grupach doświadczalnych II (2,90 g), III (3,10 g) oraz IV (2,95 g) nie
różniły się statystycznie w porównaniu do grupy kontrolnej (2,88 g).
W ostatnich dwóch tygodniach doświadczenia najwyższe przyrosty masy ciała
(2,45 g) odnotowano w grupie z dodatkiem w paszy synbiotyku i były one
wysokoistotnie wyższe (P≤0,01) niż w pozostałych grupach szczurów.
W całym okresie doświadczalnym różnice wysokoistotne (P≤0,01) w
przyrostach masy ciała stwierdzono pomiędzy grupami doświadczalnymi II (2,43 g), III
(2,66 g) i IV (3,01 g), a grupą kontrolną (2,02 g). Wykazano, że dodatek do paszy
synbiotyku spowodował wyższe przyrosty masy ciała szczurów niż dodatek probiotyku,
ponieważ różnice w przyrostach pomiędzy zwierzętami tych grup okazały się
wysokoistotne (P≤0,01).
Otrzymane wyniki badań własnych dotyczące zastosowania w paszy
probiotycznych szczepów bakterii są przeciwne do wyników, w których nie
stwierdzono zmiany masy ciała u szczurów [Shu i wsp., 1999; Zhou i wsp., 2000; Dock
i wsp., 2004; Alves de Azerědo i wsp., 2010], a nawet odnotowano jej obniżenie u
myszy [Tanida i wsp., 2008].
Wyniki tej części badań własnych potwierdziły pozytywny wpływ suplementacji
paszy szczepami probiotycznymi na wzrost masy ciała, co jest zgodne z innymi
doświadczeniami przeprowadzonymi na szczurach [Aboderin i Oyetayo, 2006] oraz
myszach [Gill i wsp., 2001; Shu i Gill, 2002; Wagner i wsp., 2009], w których
stwierdzono zwiększone przyrosty masy ciała. Trzeba zaznaczyć, że w doświadczeniu I,
gdzie stosowano ten sam zestaw bakterii probiotycznych choć wykazano wzrost masy
ciała w stosunku do grupy kontrolnej to nie został on potwierdzony statystycznie.
131
Tabela 21. Średnie masy ciała oraz przyrosty masy ciała szczurów w poszczególnych okresach
doświadczalnych
Grupy żywieniowe
Wyszczególnienie
I - Kontrola
Średnia masa ciała -
II - Probiotyk
III -Oligofruktoza
IV-Synbiotyk
94,50
94,83
94,50
94,76
SD 4,03
SD 3,28
SD 5,28
SD 4,15
Średnia masa ciała
128,16A
141,00B
142,17B
140,17B
w 14 dniu
SD 6,17
SD 3,56
SD 8,30
SD 7,44
Średnia masa ciała
168,66A
181,67AB
185,16 AB
188,50B
w 28 dniu
SD 10,44
SD 7,60
SD8,64
SD 6,15
Średnia masa ciała
182,33A
197,00B
206,17BC
220,83C
w 42 dniu
SD 9,07
SD 8,24
SD 10,53
SD 3,43
2,40A
3,30B
3,40B
3,39B
SD 0,53
SD 0,40
SD 0,70
SD 0,21
2,88
2,90
3,10
2,95
SD 0,47
SD 0,54
SD 0,54
SD 0,14
0,97A
1,09 AB
1,50 B
2,45C
SD 0,22
SD 0,13
SD 0,24
SD 0,40
2,02A
2,43B
2,66 BC
3,01C
SD 0,57
SD 0,20
SD 0,32
SD 0,13
początkowa (g)
I okres doświadczalny
doświadczenia (g)
II okres doświadczalny
doświadczenia (g)
III okres doświadczalny
doświadczenia (g)
Średnie dzienne przyrosty masy ciała szczurów
I Okres doświadczalny
g
II Okres doświadczalny
g
III Okres doświadczalny
g
Cały okres doświadczalny
g
SD - odchylenie standardowe,
A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
Pozytywny wpływ probiotyków na wzrost masy ciała i przyrosty masy ciała
zwierząt potwierdzono w doświadczeniach na drobiu [Jin i wsp., 1998; Jin i wsp., 2000;
Brzóska i wsp., 1999 i 2008; Alkhalf i wsp., 2010] oraz trzodzie chlewnej [Taras i wsp.,
2005, 2006, 2007; Chen i wsp., 2006; Marinho i wsp., 2007; Scharek i wsp., 2007;
Wang i wsp., 2009; Kenny i wsp., 2010; Ross i wsp., 2010].
132
Otrzymane wyniki badań własnych dotyczące zastosowania probiotyków są
przeciwne do wyników otrzymanych na myszach [El-Jakee i wsp., 2010], drobiu
[Estrada i wsp., 2001; Chen i wsp., 2003; Mahdavi i wsp., 2005; Klocek i wsp., 2011]
oraz trzodzie chlewnej [Kritas i Morrison, 2004; Min i wsp., 2004; Taras i wsp., 2007].
Z wielu eksperymentów wynika, że zastosowanie w paszy dodatku fruktanów, w
tym oligofruktozy nie miało wpływu na końcową masę ciała oraz przyrosty u szczurów
[Ohta i wsp., 1998; Juśkiewicz i wsp., 2005] oraz [Le Blay i wsp., 1999; Kleessen i
wsp., 2001; Lobo i wsp., 2009; Krejpcio i wsp., 2009] i mysz [Taper i wsp., 1998;
Taper, Roberfroid, 1999, 2000a, 2002, Wang i wsp., 2009].
W badaniach własnych dodatek do diety oligofruktozy wpłynął na wzrost masy
ciała i przyrostów szczurów. Podobne wyniki otrzymano w badaniach na szczurach
[Campbell i wsp., 1997] i prosiętach [Houdijk i wsp., 1997; Estrada i wsp., 2001].
W doświadczeniach wykonanych na prosiętach oraz tucznikach również zauważono, że
dodatek fruktanów zwiększył przyrosty masy ciała tych zwierząt [Grela i Pastuszek,
2001; Lipiński, 2007; Świątkiewicz i Świątkiewicz, 2008 i 2009].
Wyniki badań własnych przedstawiają korzystny wpływ
zastosowanego
synbiotyku na wzrost masy ciała szczurów. Innego zdania są Roller i wsp., [2004],
którzy stwierdzili, że suplementacja paszy probiotykierm, prebiotykiem oraz
synbiotykiem (Lactobacillus rhamnosus, Bifidobacterium lactis Bb12 z inuliną i
oligofruktozą) nie miała wpływu na przyrosty masy ciała szczurów.
Natomiast zastosowanie w paszy dodatku synbiotyku (FOS z Bifidobacterium
longum) wpłynęło pozytywnie na przyrosty masy ciała prosiąt [Estrada i wsp., 2001].
5.2.2 Pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne
W pierwszych czternastu dniach doświadczenia najwyższe pobranie paszy
stwierdzono w grupie I (21,95 g), a najniższe w grupie III (19,86 g) i IV (19,90 g).
Różnice w pobraniu paszy pomiędzy tymi grupami zwierząt okazały się wysokoistotne
statystycznie (P≤0,01) [tabela 22].
W następnych czternastu dniach doświadczenia najwyższe dzienne pobranie
paszy przez szczury wykazano również w grupie kontrolnej (17,16 g) oraz w grupie II
(17,15 g), a najniższe w grupie z dodatkiem w paszy synbiotyku (15,51 g). Pomiędzy
tymi grupami wykazano różnice istotne statystycznie (P≤0,05). Najniższe pobranie
133
paszy przez szczury grupy IV nie miało wpływu na przyrosty masy ciała zwierząt tej
grupy w tym okresie.
W ostatnich czternastu dniach doświadczenia najniższe dzienne spożycie paszy
wykazano w grupach zwierząt otrzymujących w paszy dodatek synbiotyku (14,01 g), a
najwyższe w grupie z probiotykiem (15,11 g) i wartości te okazały się statystycznie
istotne (P≤0,05).
W
całym
okresie
doświadczalnym
najwyższym
pobraniem
karmy
charakteryzowała się kontrolna grupa zwierząt (18,73 g) i grupa doświadczalna II
(18,22 g), w porównaniu do grup III (17,69 g ) oraz IV (17,21 g).
Tabela 22. Średnie dzienne pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne
Grupy żywieniowe
Wyszczególnienie
(g/osobnika/dzień)
I - Kontrolna
II - Probiotyk
III- Oligofruktoza IV - Synbiotyk
21,95C
20,75B
19,86A
19,90A
SD 0,23
SD 0,38
SD 0,36
SD 0,73
17,16b
17,15b
16,50a b
15,51a
SD 0,73
SD 0,60
SD 0,84
SD 0,87
14,3ab
15,11b
14,38ab
14,0a
SD 0,47
SD 0,97
SD 0,68
SD 1,09
18,73 C
18,22C
17,69B
17,21A
SD 0,33
SD 0,12
SD 0,31
SD 0,19
I Okres doświadczalny
g
II Okres doświadczalny
g
III Okres doświadczalny
g
Całe doświadczenie
g
SD - odchylenie standardowe,
a, b - różnice istotne statystycznie (p≤ 0,05); A, B, C - różnice wysokoistotne statystycznie (p≤0,01)
Wyniki badań własnych są zgodne z doświadczeniami innych badaczy [Shu i
wsp., 1999; Zhou i wsp., 2000; Alves de Azerědo i wsp., 2010; De Azeredo i wsp.,
2010] w których zastosowanie probiotycznych szczepów bakterii Lactobacillus i
Bifidobacterium oraz Zymomonas mobilis nie wpłynęło na spożycie paszy u szczurów.
Trzeba jednak wspomnieć, ze istotnego wzrostu pobrania paszy nie potwierdzili Klocek
i wsp., [2011] w doświadczeniu przeprowadzonym na brojlerach.
134
Otrzymane wyniki badań własnych oraz wspomnianych wyżej autorów są
odmienne od danych podanych z doświadczenia przeprowadzonego na myszach u
których probiotyk zwiększył pobranie paszy [Gill i wsp., 2001; Shu i Gill, 2002]oraz
zmniejszył pobranie (P>0,05) [Zhou i wsp., 2000].
Wyniki badań własnych są również odmienne od przeprowadzonych na drobiu,
gdzie stwierdzono wzrost spożycia paszy po zastosowaniu dodatku probiotyku [Jin i
wsp., 1998].
Otrzymane wyniki badań własnych dotyczące wpływu zastosowanego
probiotyku na spożycie paszy przez szczury są odmienne od wyników otrzymanych na
prosiętach, warchlakach, tucznikach [Rekiel i Kulisiewicz, 1996; Siuta, 2000;Simon i
wsp., 2001; Rekiel, 2002] oraz lochach [Marinho i wsp., 2007], i ich potomstwa [Taras i
wsp., 2005, 2006], gdzie stwierdzono obniżenie pobrania paszy przez te zwierzęta.
Z kolei badania Kritas i Morrison, [2004], Min i wsp., [2004] oraz Taras i wsp.,
[2007] nie potwierdzają tych efektów po zastosowaniu w diecie u świń probiotyków.
Trzeba jednak wspomnieć, że istotnego wzrostu pobrania paszy nie potwierdzili
Klocek i wsp., [2011] w doświadczeniu przeprowadzonym na brojlerach.
Oligofruktoza zastosowana w diecie u szczurów nie miała wpływu na pobranie
paszy przez szczury [Ohta i wsp., 1998; Kleessen i wsp., 2001; Juśkiewicz i wsp.,
2005], a według Buddington i wsp., [2002] obniżyła pobrania paszy u myszy.
Roller i wsp., [2004] stwierdzili, że suplementacja paszy probiotykiem,
prebiotykiem oraz synbiotykiem (Lactobacillus rhamnosus, Bifidobacterium lactis
Bb12 z inuliną i oligofruktozą) nie miała wpływu pobranie paszy przez szczury.
Z Badań Estrada i wsp., [2001] wynika, że zastosowanie synbiotyku (FOS z
Bifidobacterium longu) u prosiąt wpłynęło pozytywnie na pobranie i wykorzystanie
paszy u prosiąt.
5.2.3 Zużycie paszy przez zwierzęta doświadczalne na jednostkę przyrostu [g]
W pierwszych dwóch tygodniach doświadczenia najlepszym wykorzystaniem
odznaczały się zwierzęta z grup doświadczalnych II (6,31 g/g), III (6,01 g/g) oraz IV
(6,05 g/g). Grupy te różniły się wysokoistotnie (P≤0,01) od grupy kontrolnej, gdzie
zużycie to wyniosło 9,27 g/ 1g przyrostu (tabela 23).
135
W następnym okresie trwającym od czternastego do dwudziestego ósmego dnia
doświadczenia niższym zużyciem paszy charakteryzowały się grupy doświadczalna III
(5,39 g/g) oraz IV (5,25 g/g) w porównaniu do grup kontrolnej (5,93 g/g) i II (5,96
g/g). Różnice pomiędzy tymi grupami okazały się wysokoistotne (P≤0,01).
W ostatnich dwóch tygodniach doświadczenia najlepsze wykorzystanie paszy
było w grupie zwierząt, które otrzymywały w diecie dodatek synbiotyku (5,60 g/g) w
porównaniu do grupy kontrolnej (15,00 g/g) i z udziałem w dawce probiotyku (13,55
g/g). Istotność różnic pomiędzy poszczególnymi grupami zaznaczono w tabeli 23.
Podczas całego okresu doświadczalnego, najlepszym (P≤0,01) wykorzystaniem
paszy charakteryzowała się grupa doświadczalna IV (5,94 g/g) w stosunku do grupy
kontrolnej (8,98 g/g) oraz II (7,53 g/g).
Tabela 23. Zużycie paszy [g] na 1 g przyrostu masy ciała szczurów
Wyszczególnienie
Grupy żywieniowe
I - Kontrolna
I okres doświadczalny
g
II - Probiotyk
III-Oligofruktoza
IV - Synbiotyk
9,27B
SD 1,34
6,3A
SD 0,30
6,01A
SD 1,24
6,05A
SD 0,35
5,93B
SD 0,22
5,96B
SD 0,57
5,39A
SD 0,31
5,25A
SD 0,44
15,00C
SD 2,42
13,55C
SD 0,33
9,76B
SD 0,81
5,60A
SD 0,84
Cały okres doświadczalny
g
8,98C
SD 0,44
7,53B
SD 0,59
6,74AB
SD 0,82
5,94A
SD 0,23
II okres doświadczalny
g
III okres doświadczalny
g
SD - odchylenie standardowe,
A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
W badaniach własnych tego cyklu dodatek do paszy dla szczurów probiotyków
poprawił istotnie wykorzystanie paszy przez te zwierzęta w stosunku do grupy
kontrolnej, natomiast w doświadczeniu pierwszym wykorzystanie paszy przy tym
dodatku również poprawiło się ale istotności statystycznej nie potwierdzono. Wzrost
wykorzystania paszy u drobiu, po zastosowaniu w niej dodatku probiotyków zanotowali
również Jin i wsp., [1998].
136
Według Klocek i wsp., [2011] zastosowanie u kurcząt brojlerów w mieszance
paszowej dodatku probiotyku zawierającego w swoim składzie Bacillus subtilis nie
miało istotnego wpływu na wskaźniki wykorzystania paszy.
U kurcząt zastosowanie probiotycznych szczepów bakterii
Bifidobacterium
bifidum oraz Lactobacillus. plantarum, L. plantarum K, L. acidophilus, L. fermentum
wpłynęło na obniżenie zużycia paszy na jednostkę przyrostu [Jin i wsp., 1998, 2000;
Brzóska i wsp., 1999].
Giang [2010] oraz Ross i wsp., [2010] po zastosowaniu dodatku probiotyku w
mieszance
paszowej
dla
odsadzonych
prosiąt,
odnotowali
lepsze
(P≤0,05)
wykorzystanie paszy na jednostkę przyrostu przez te zwierzęta, co pozostaje w zgodzie
z badaniami własnymi. Przydatność stosowania dodatku do paszy probiotyków w
żywieniu młodych świń w odniesieniu do wykorzystania paszy potwierdzają badania
wykonane przez Rekiel i Kulisiewicz [1996], Simon i wsp., [2001] oraz Mikołajczak i
wsp., [2004].
Wyniki licznych doświadczeń [Rekiel i Kulisiewicz, 1996; Siuta, 2000; Simon i
wsp., 2001; Rekiel, 2002] potwierdzają pozytywne zmiany w zakresie pogorszenia
wykorzystania paszy na jednostkę przyrostu u prosiąt, warchlaków i tuczników, które
otrzymywały paszę z dodatkiem probiotyków. Zastosowanie dodatku probiotyków do
paszy dla trzody chlewnej pozytywnie wpływa na lepsze wykorzystanie paszy przez te
zwierzęta [Alkhalf i wsp., 2010; Simon, 2010].
Badania przeprowadzone przez Kritas i Morrison, [2004], Min i wsp., [2004]
oraz Taras i wsp., [2007] również nie potwierdzają poprawy wykorzystania paszy po
zastosowaniu w diecie u świń probiotyków.
5.2.4 Składniki morfologiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Średnie wartości poszczególnych składników morfologicznych krwi szczurów
wraz z ich wartościami referencyjnymi przedstawiono w tabeli 24.
Porównując zawartość krwinek białych (WBC) zarówno w grupie kontrolnej
(3,18 G/l) jak i w grupach doświadczalnych II (5,75 G/l), III (5,55 G/l) i IV (5,59 G/l)
stwierdzono, że stężenie tego parametru jest poniżej wartości referencyjnych (6,99-
137
12,00 G/l). Odnośnie tego parametru wystąpiły różnice wysokoistotne pomiędzy
grupami doświadczalnymi, a grupą kontrolną szczurów.
Analizując liczbę erytrocytów (RBC) stwierdzono różnice (P≤0,01) pomiędzy
grupami zwierząt otrzymującymi paszę suplementowaną probiotykiem (8,15 T/l) oraz
synbiotykiem (8,77 T/l) w porównaniu do grupy bez dodatków (6,50 T/l).
Najwyższa średnia masa hemoglobiny (MCH) wystąpiła u osobników
otrzymujących w paszy dodatek synbiotyku (1,19 fmol) w porównaniu do osobników
pozostałych grup (I - 1,13 fmol; II - 1,14 fmol; III – 1,13 fmol).
Wartości dotyczące ilości hemoglobiny w cząsteczce (HGB), wskaźnika
hematokrytu (HCT), ilości płytek krwi (PLT), średniej masy hemoglobiny (MCV) oraz
średniego stężenia hemoglobiny w krwinkach czerwonych (MCHC) nie różniły się
statystycznie między grupami i mieściły się w granicach norm fizjologicznych [Sharp,
La Regina, 2000].
Tabela 24. Składniki morfologiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Parametr
WBC
[G/l]
RBC
[T/l]
HGB
[mmol
/l]
HCT
[l/l]
PLT
[G/l]
MCV
[fl]
MCH
[fmol]
MCH
C
[mmol
/l]
Wartość
1,2
refer.
Grupy żywieniowe
6,0012,00
7,008,50
I - Kontrolna
3,18A
SD 0,47
6,50A
SD 0,48
II - Probiotyk
5,75B
SD 1,02
8,15B
SD 0,69
III -Oligofruktoza
5,55B
SD 2,82
7,72AB
SD 1,93
IV- Synbiotyk
5,59B
SD 0,80
8,77B
SD 0,75
6,209,94
9,90
SD 0,82
10,03
SD 0,80
9,65
SD 0,94
9,43
SD 0,83
0,300,50
7501200
1,121,37
0,483
SD 0,02
847,50
SD 96,39
54,25
SD 2,87
1,13A
SD 0,01
0,492
SD 0,06
853,75
SD 104,39
55,45
SD 2,58
1,14A
SD 0,03
0,449
SD 0,10
913,25
SD 142,71
54,70
SD 0,95
1,13A
SD 0,02
0,490
SD 0,12
903,54
SD 191,23
57,25
SD 0,95
1,19B
SD 0,03
11,8026,70
20,80
SD 0,28
20,72
SD 0,67
20,30
SD 0,25
20,83
SD 0,27
45-70
SD - odchylenie standardowe,
A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
1
Reference values for laboratory animals. 2010. Research Animal Resources, University of Minnesota.
http://www.ahc.umn.edy/rar/refvalues.html
2
Sharp E., La Regina M., 2000: The rat laboratory. CRC Press. (red. Suckow M.).
138
Parametry morfologiczne krwi:
WBC- krwinki białe, RBC- krwinki czerwone, HGB- hemoglobina, HCT (PCV)hematokryt, PLT- płytki krwi, MCV- wskaźnik średniej objętości krwinki czerwonej,
MCH- wskaźnik średniej masy hemoglobiny w erytrocytach, MCHC- średnie stężenie
hemoglobiny w erytrocytach
Wyniki badań własnych są rozbieżne w stosunku do wyników otrzymanych na
szczurach przez Nara i wsp., [2009] oraz De Azeredo i wsp., [2010], gdzie podawanie w
paszy dodatku probiotyku Lactobacillus plantarum wpłynęło istotnie (P≤0,05) na
zmianę wartości wskaźnika hematokrytowego (HCT), wzrost liczby płytek krwi (PLT)
oraz (HGB) [Aboderin i Oyetayo, 2006]. W badaniach własnych oraz badaniach w.w.
autorów odnotowano zwiększenie średniej liczby leukocytów (WBC). Zastosowanie
dodatku Lactobacillus rhamnosus, L. acidophilus oraz Bifidobacterium lactis w diecie u
mysz nie wpłynęło na poziom RBC, HGB, HCT we krwi u tych zwierząt [Zhou i wsp.,
2000].
U indyków [Capcarová i wsp., 2008] oraz u brojlerów [Alkhalf i wsp., 2010]
probiotyki nie zmieniły parametrów hematologicznych krwi, w tym RBC, WBC i HCT.
Po zastosowaniu w paszy u indyków probiotyków zawierających szczepy Lactobacillus
acidophilus,
Lactobacillus
casei,
Enterotococcus
faecium,
Bifidobacterium
thermophilus [Ćetin i Guclu, 2005] poziom WBC, RBC, HGB, HCT był istotnie
wyższy.
W dostępnej literaturze nie znaleziono publikacji dotyczących wpływu
oligofruktozy oraz synbiotyku (probiotyku z oligofruktozą) na badane parametry krwi
szczurów.
5.2.5 Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Średnie wartości poszczególnych składników biochemicznych w surowicy krwi
szczurów wraz z ich wartościami referencyjnymi przedstawiono w tabeli 25.
W badaniach własnych nie stwierdzono różnic istotnych statystycznie w
parametrach biochemicznych krwi dotyczących stężenia aminotransferazy alaninowej
(ALT), aminotransferazy asparaginowej (AST), gamma-glutamylotransferazy (GGTP)
oraz lipazy i ά-amylazy.
139
W grupach doświadczalnych wskaźniki biochemiczne w surowicy krwi, określające
przemiany białkowo-energetyczne, były mało zróżnicowane oraz nie wykazały różnic
statystycznych w porównaniu do parametrów z grupy kontrolnej.
Tabela 25. Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Parame
tr
ALT
[U/l]
AST
[U/l]
GGTP
[U/l]
Lipaza
[U/l]
Wart.
referen1, I –Kontrolna
2
.
59,95
52 -224
SD 9,72
227,52
457-808
SD 46,01
2,0-6,8
4,75
SD 1,31
20-45
21,25
SD 3,71
1000830,00
1280
SD 112
Grypy żywieniowe
II- Probiotyk
III - Oligofruktoza IV - Synbiotyk
58,02
SD 8,54
239,28
SD 69,41
5,15
SD 1,16
20,63
SD 4,23
759,25
SD 101
ΆAmylaz
a [U/l]
SD – odchylenie standardowe
64,25
SD 7,68
201,75
SD 38,07
5,38
SD 1,16
19,93
SD 3,80
740,25
SD 119
53,75
SD 8,79
320,75
SD 58,49
4,95
SD 1,87
22,03
SD 2,12
855,75
SD 128
1
Reference values for laboratory animals. 2010. Research Animal Resources, University of Minnesota.
http://www.ahc.umn.edy/rar/refvalues.html
2
Bernardi i wsp., [1996], Coparative Haematology International
Wyniki badań własnych są zgodne z doświadczeniami przeprowadzonymi na
szczurach, w których zastosowanie w diecie probiotyków [Nara i wsp., 2009] i
oligofruktozy [Krejpcio i wsp., 2009] nie miało wpływu na zmianę parametrów
biochemicznych surowicy krwi zwierząt.
5.2.6 Wybrane składniki mineralne krwi zwierząt doświadczalnych
Średnie wartości wybranych składników mineralnych w surowicy krwi
szczurów przedstawiono w tabeli 26.
Analizując
doświadczalnych
stężenie
magnezu
w
surowicy
krwi
szczurów
z
grup
II (0,93 mmol/l), III (0,86 mmol/l) oraz IV (0,87 mmol/l)
stwierdzono różnice wysokoistotne (P≤0,01) statystycznie w porównaniu do stężenia
tego parametru u osobników z grupy kontrolnej (1,24 mmol/l).
140
Badając stężenie wapnia oraz fosforu nieorganicznego w surowicy krwi u
szczurów można stwierdzić, że zawartość tych składników mineralnych u wszystkich
zwierząt doświadczalnych było na zbliżonym poziomie i nie różniło się statystycznie w
porównaniu do grupy kontrolnej.
Tabela 26. Składniki mineralne krwi zwierząt doświadczalnych
Parametr
Wapń
[mmol/l]
Magnez
[mmol/l]
Fosfor
nie org.
[mmol/l]
Wart.
refer.1
2,152,65
1,001,50
I - Kontrolna
2,51
SD 0,15
1,24B
SD 0,05
2,204,50
3,06
SD 0,44
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk III-Oligofruktoza IV- Synbiotyk
2,45
2,47
2,50
SD 0,10
SD 0,06
SD 0,20
0,93A
0,86A
0,87B
SD 0,16
SD 0,10
SD 0,07
2,72
SD 0,48
2,87
SD 0,28
2,81
SD 0,12
SD - odchylenie standardowe,
A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
1
Bernardi i wsp., [1996], Coparative Haematology International
Badania przeprowadzone na szczurach przez Nara i wsp., [2009] nie
potwierdziły wpływu czynnika probiotycznego na zmianę stężenia wapnia w surowicy
krwi zwierząt. Podobne wyniki uzyskano w badaniach własnych, w których również nie
stwierdzono wpływu probiotyków na stężenie wapnia w surowicy krwi szczurów.
Zastosowanie dodatku oligofruktozy nie wpłynęło na zmianę stężenia magnezu
w surowicy krwi u szczurów [Krejpcio i wsp., 2009], co jest przeciwne do wyników
badań własnych.
5.2.7 Długość jelit oraz masa jelit i wątroby
W badaniach własnych dotyczących pomiarów histomorfometrycznych jelit (tabela
27), odnotowano wysokoistotne zmiany (P≤0,01 dotyczące zwiększenia długości jelita
cienkiego w grupie zwierząt otrzymujących w paszy dodatek synbiotyku (123,06 cm) w
stosunku do szczurów nie otrzymujących w paszy żadnych dodatków (109,85 cm) oraz
zwierząt pobierających z paszą probiotyk (111,55 cm).
Długość jelita grubego w grupie doświadczalnej III (13,96 cm) oraz IV (14,55 cm)
była wysokoistotnie wyższa niż u zwierząt z grupy kontrolnej (12,50 cm) oraz grupy z
probiotykiem (12,90 cm).
141
Zastosowanie w paszy szczurów dodatku probiotyku, oligofruktozy oraz synbiotyku
zwiększyło (P≤0,01) masę jelit w porównaniu do grupy kontrolnej (10,48 g; 10,59 g;
12,92 g vs 9,31 g), która nie otrzymywała w paszy żadnych dodatków. Masa wątroby
nie różniła się statystycznie pomiędzy grupami zwierząt.
Podawane w paszy dodatki doświadczalne nie miały wpływu na masę wątroby zwierząt.
Tabela 27. Długość jelit oraz masa jelit i wątroby zwierząt doświadczalnych
Parametr
I - Kontrolna
Długość jelita
cienkiego [cm]
Długość jelita
grubego [cm]
Łączna masa
jelit [g]
Masa wątroby
[g]
109,85A
SD 6,77
12,50A
SD 3,30
9,32A
SD 1,76
6,63
SD 1,52
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk
III Oligofruktoza
A
111,55
115,48AB
SD 7,75
SD 7,14
12,90A
13,96B
SD 2,52
SD 3,89
10,48B
10,59B
SD 1,00
SD 2,98
6,78
6,68
SD 1,42
SD 1,03
IV - Synbiotyk
123,06B
SD 10,08
14,55B
SD 2,63
12,93C
SD 2,80
6,80
SD 1,66
D - odchylenie standardowe, A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
Zastosowanie w badaniach własnych dodatku probiotyków nie miało wpływu na
zmianę długości jelita cienkiego oraz grubego. Analogiczne wyniki po zastosowaniu w
paszy probiotyków uzyskano w badaniach przeprowadzonych na szczurach przez Dock
i wsp., [2004] oraz Juśkiewicz i wsp., [2007].
Juśkiewicz i wsp., [2005] stwierdzili wzrost masy jelit po zastosowaniu u
szczurów dodatku oligofruktozy, analogicznie jak w wynikach badań własnych.
W dostępnej literaturze naukowej nie znaleziono badań nad wpływem
zastosowanego w badaniach własnych synbiotyku na wyżej wymienione parametry u
szczurów.
5.2.8 Morfometria ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Zastosowanie w paszy dodatku synbiotyku zwiększyło (P≤0,01) grubość błony
śluzowej jelita cienkiego (453,60 цm) w porównaniu do pozostałych grup zwierząt (I 410,23 цm, II- 426,18 цm, III – 420,46 цm) (tabela 28). Grubość błony podśluzowej u
szczurów otrzymujących w paszy synbiotyk (38,82 цm) różniła się wysokoistotnie w
stosunku do grupy II (30,51 цm) kontrolnej (31, 23 цm).
142
Szczury otrzymujące w paszy dodatek oligofruktozy oraz synbiotyku charakteryzowały
się wysokoistotnie (P≤0,01) grubszą błoną mięśniową w porównaniu do osobników
grupy kontrolnej, a także z dodatkiem probiotyku (odpowiednio – 75,28 цm i 79,88 цm
vs 72,47 цm i 70,92 цm).
Tabela 28. Elementy strukturalne ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Wyszczególnienie
Grubość
błony
śluzowej (цm)
Grubość
błony
podśluzowej
(цm)
Grubość
błony
mięśniowej
(цm)
Długość
kosmków
jelitowych
(цm)
Głębokość
krypt
jelitowych
(цm)
I- Kontrolna
Grupy żywieniowe
II- Probiotyk III- Oligofruktoza
IV- Synbiotyk
410,23A
SD62,85
426,18A
SD 83,15
420,46A
SD 77,34
453,6B
SD 69,98
31,23A
SD 8,98
30,51A
SD 12,81
33,02AB
SD 10,16
38,82B
SD 16,35
72,47A
SD 18.57
70,92A
SD 21,25
75,28B
SD 24,34
79,88B
SD 25.92
215,02A
SD 98,67
233,42B
SD 53,27
231,74B
SD 47,12
268,47D
SD 78,39
133,41A
SD 48,26
136,75A
SD 52,16
135,16A
SD 56,11
140,52B
SD 64,14
SD - odchylenie standardowe, A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
Najniższą wysokością kosmków jelitowych charakteryzowała się grupa
kontrolna (215,02 цm) i grupa ta różniła się wysokoistotnie odnośnie tego parametru od
szczurów pozostałych grup. Wysokoistotne różnice dotyczące długości kosmków
jelitowych odnotowano również pomiędzy grupami doświadczalnymi II (233,42 цm) i
III (231,74 цm), a IV (268,47 цm).
Krypty jelitowe miały najwyższą głębokość w grupie zwierząt z dodatkiem
synbiotyku (140,53 цm) w porównaniu do pozostałych grup zwierząt (I- 133,41 цm; II
– 136,75 цm i III – 135,16 цm). Różnice te okazały się wysokoistotne (P≤0,01).
143
Wybrane elementy komórkowe ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Wyniki analizy wybranych elementów komórkowych ściany jelita cienkiego
dotyczących ilości enterocytów, komórek kubkowych, komórek mitozy, plazmocytów
oraz komórek Panetha przedstawiono w tabeli 29.
W ścianie jelita cienkiego stwierdzono różnice wysokoistotne statystycznie
(P≤,01) dotyczące ilości zaobserwowanych enterocytów w grupach doświadczalnych III
(139,15) i IV (127,15) w porównaniu do grupy kontrolnej (98,46) i grupy II (101,12).
Liczba komórek kubkowych w grupach szczurów
otrzymujących w paszy
dodatek oligofruktozy oraz synbiotyku różniła się wysokoistotnie w porównaniu do
ilości tych komórek w grupach kontrolnej (52,12) i z zawartością probiotyku (54,24). W
wynikach badań własnych odnotowano wzrost (P≤0,01) liczby komórek kubkowych w
ścianie jelita cienkiego po dodaniu do paszy badanych dodatków.
Przeprowadzone
badania
histomorfometryczne
dotyczące
występowania
komórek Panetha wykazały wysokoistotne różnice pomiędzy grupą IV (28,19), a
pozostałymi grupami zwierząt (I – 23,18; II – 24,01; III – 24,23). Komórki te biorą
udział w reakcjach obronnych jelit oraz uczestniczą w fagocytozie mikroorganizmów.
Tabela 29. Wybrane elementy komórkowe ściany jelita cienkiego zwierząt
doświadczalnych
Elementy
komórkowe
(szt.)
Enterocyty
Komórki
kubkowe
Komórki
mitozy
Plazmocyty
Komórki
Panetha
Stosunek
enterocytów
do komórek
kubkowych
I - Kontrolna
98,46A
SD 11,58
52,12A
SD 8,02
1,25 A
SD 0,46
4,15A
SD 2,16
23,18A
SD 6,26
1,39A
SD 0,08
Grupy żywieniowe
III II - Probiotyk
Oligofruktoza
101,12A
139,15B
SD 26,40
SD 22,18
A
54,24
62,46B
SD 9,75
SD 10,12
IV- Synbiotyk
0
0
4,00A
SD 1,00
24,01A
SD 5,75
6,25B
SD 2,64
24,23A
SD 2,52
127,15B
SD 20,21
64,28B
SD 10,46
3,50B
SD 1,25
6,50B
SD 1,52
28,19B
SD 10,12
1,35A
SD 0,07
2,15B
SD 0,04
1,95B
SD 0,06
SD - odchylenie standardowe, A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
144
W grupie zwierząt, która otrzymywała w paszy dodatek oligofruktozy oraz
synbiotyku stwierdzono (P≤0,01) wzrost proporcji pomiędzy komórkami enterocytów, a
komórkami kubkowymi w porównaniu do grupy kontrolnej (1,39) oraz z probiotykiem
(1,35). Otrzymane wyniki sugerują na polepszenie procesu wchłaniania jelitowego na
poziomie komórkowym, co potwierdzają wyniki dotyczące wyższych przyrostów masy
ciała szczurów otrzymujących w diecie wspomniane dodatki paszowe.
5.2.9 Morfometria ściany jelita grubego zwierząt doświadczalnych
Grubość błony śluzowej jelita grubego (tabela 30) osobników żywionych paszą
zawierającą dodatek synbiotyku (218,13 цm) była największa i różniła się
wysokoistotnie (P≤0,01) w porównaniu do grupy kontrolnej (159,17 цm) oraz z
dodatkiem probiotyku (165,64 цm).
Tabela 30. Grubość błon komórkowych oraz elementy strukturalne ściany jelita
grubego zwierząt doświadczalnych
Wyszczególnienie
Grubość
błony
śluzowej
(цm)
Grubość
błony
podśluzowej
(цm)
Grubość
błony
mięśniowej
(цm)
Głębokość
krypt
jelitowych
(цm)
Ilość
komórek
kubkowych
Grupy żywieniowe
I - Kontrolna
II - Probiotyk
159,17A
SD 29,22
165,64A
SD 20,18
208,65AB
SD 26,98
218,13B
SD 35,98
86,22B
SD 9,67
80,15A
SD 19,57
98,81C
SD 15,42
103,23C
SD 18,85
140,18
SD 50,88
138,74
SD 41,11
144,89
SD 53,02
149,01
SD 65,18
85,55A
SD 42,47
89,15A
SD 38,17
82,13A
SD 41,11
101,23B
SD 59,42
6,25A
SD 2,02
5,98A
SD 3,15
9,79B
SD 4,28
10,32 B
SD 5,04
SD - odchylenie standardowe,
A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
145
III-Oligofruktoza IV - Synbiotyk
Największą grubość błony podśluzowej odnotowano w grupach zwierząt
otrzymujących w paszy dodatek oligofruktozy (98,81 цm) oraz synbiotyku (103,23
цm), a najmniejszą w grupie z dodatkiem probiotyku (80,15 цm). Istotność różnic
zaznaczono w tabeli 30.
Grubość błony mięśniowej we wszystkich grupach szczurów była na zbliżonym
poziomie i nie różniła się statystycznie pomiędzy sobą.
Głębokość krypt jelitowych w grupie zwierząt otrzymującej w paszy dodatek
synbiotyku była najwyższa i różniła się wysokoistotnie (P≤0,01)
w stosunku do
głębokości krypt w grupach pozostałych.
Statystycznie wyższą (P≤0,01) ilość komórek kubkowych w ścianie jelita
grubego odnotowano w grupie szczurów otrzymujących w paszy dodatek oligofruktozy
(9,79) oraz synbiotyku (10,32) w porównaniu do grupy kontrolnej (6,25) i grupy z
probiotykiem (5,98).
Podawanie szczurom bakterii probiotycznych, zarówno w badaniach własnych
jak i pracach wielu autorów [Peran i wsp., 2006; Geier i wsp., 2007; Frias i wsp., 2009]
wpłynęło na zmiany budowy ściany jelit zwierząt doświadczalnych.
146
5.2.10 Obraz histologiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Obraz histologiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych jest zgodny z
opisem podanym w doświadczeniu pierwszym. We wszystkich grupach zwierząt nie
stwierdzono zmian w budowie i funkcjonowaniu jelit.
U zwierząt grupy kontrolnej wyraźnie widoczna dwuwarstwowa błona mięśniowa oraz błona podśluzowa zbudowana z tkanki łącznej zawierającej naczynia krwionośne i nerwy. Błona śluzowa dzieli się na trzy warstwy: blaszkę mięśniową błony śluzowej, blaszkę właściwą błony śluzowej oraz nabłonek. W błonie śluzowej występują
liczne kosmki i gruczoły jelitowe oraz komórki kubkowe i enterocyty. Mikrokosmki
tworzą na powierzchni komórki tzw. rąbek szczoteczkowy (wchłaniający) (Ryc. 28,
Ryc. 32).
U szczurów otrzymujących dodatek probiotyku zauważono wzrost grubości błony podśluzowej oraz wydłużenie kosmków jelitowych (Ryc. 29, Ryc. 33).
W obrazie histologicznym zauważono wzrost liczby enterocytów, komórek
kubkowych, komórek Panetha i plazmocytów u osobników otrzymujących w diecie
dodatek oligofruktozy (Ryc. 30, Ryc. 34), co potwierdzono statystycznie w pomiarach
histomorfometrycznych.
W nabłonku błony śluzowej jelita występują licznie enterocyty, które są komórkami podłużnymi, jądra komórkowe umieszczone są w podstawnej części komórki,
poszczególne enterocyty łączą się obwódkami zamykającymi. Enterocyty biorą udział
w procesie wchłaniania z jelita cienkiego do krwi, za pomocą rąbka szczoteczkowego,
który pokrywa je od strony światła jelita. Zauważalny jest wzrost długości kosmków
jelitowych i głębokości krypt u osobników otrzymujących paszę suplementowaną
synbiotykiem (Ryc. 31, Ryc. 35).
147
d
c
d
c
c
a
b
b
b
a
a
a
Rycina 28. Obraz jelita cienkiego zwierząt grupy
kontrolnej. Przekrój podłużny przez ścianę jelita
cienkiego. Wyraźnie widoczna błona mięśniowa
(a), podśluzowa (b) oraz śluzowa (c) z kosmkami i
gruczołami jelitowymi (d). HiE, pow. 40x.
Rycina 29. Obraz jelita cienkiego zwierząt grupy
doświadczalnej otrzymującej w paszy dodatek
probiotyku. Kosmki jelitowe (a), komórki kubkowe (b),
enterocyty (c), rąbek szczoteczkowy (d), HiE, pow.
40x.
a
b
a
a
a
b
Rycina 30. Obraz jelita cienkiego grupy
doświadczalnej otrzymującej w paszy dodatek
oligofruktozy. Komórki Panetha (a), komórki
kubkowe (b). HiE, pow. 40x.
148
Rycina
31. Obraz jelita cienkiego grupy
doświadczalnej otrzymującej w paszy dodatek
synbiotyku. Kosmki jelitowe (a), a w nich komórki
Panteha (b). HiE, pow. 40x.
5.2.11 Obraz jelita cienkiego z mikroskopu elektronowego- skaningowego (SEM)
zwierząt doświadczalnych
b
a
Rycina 32. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt grupy kontrolnej z mikroskopu skaningowego.
Widoczna struktura kosmków jelitowych (a), limfocyty (b).
b
a
Rycina 33. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt grupy doświadczalnej otrzymującej w paszy
probiotyk z mikroskopu skaningowego. Widoczna struktura kosmków jelitowych (a) z elementami śluzu oraz
limfocyty (b).
149
a
Rycina 34. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt otrzymujących w paszy oligofruktozę z mikroskopu
skaningowego. Widoczna struktura kosmków jelitowych (a).
a
b
Rycina 35. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt otrzymujących w paszy probiotyk z oligofruktozą z
mikroskopu skaningowego. Widoczna struktura kosmków jelitowych (a) powleczone śluzem i komórkami
złuszczonymi (b).
150
5.2.12 Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt doświadczalnych
Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt doświadczalnych jest zgodny z opisem podanym w doświadczeniu pierwszym. We wszystkich grupach zwierząt nie
stwierdzono zmian w budowie i funkcjonowaniu jelit.
Błona śluzowa jelita grubego wysłana nabłonkiem jednowarstwowym.
Mikrokosmki znacznie krótsze (Ryc. 36, Ryc. 40). Nabłonek wpukla się w blaszkę
właściwą błony śluzowej, tworząc zagłębienia w kształcie cewek, które nie mają
komórek z ziarnistościami kwasochłonnymi. Tkanka podśluzowa zbudowana jest z
tkanki łącznej luźnej, w obrębie której znajdują się sploty naczyniowe oraz sploty
nerwów (Ryc. 37, Ryc. 41).
W błonie mięśniowej występują dwa pokłady komórek mięśniowych gładkich
(wewnętrzny i zewnętrzny). Błona śluzowa oraz podśluzowa jelita grubego szczurów
otrzymujących w paszy dodatek oligofruktozy (Ryc. 38, Ryc. 42) oraz synbiotyku (Ryc.
39, Ryc. 43) jest wyraźnie grubsza w porównaniu do grupy bez dodatków, co wykazano
w badaniach histomorfometrycznych. Głębsze krypy jelitowe oraz większa ilość
komórek kubkowych stwierdzono w obrazie histologicznym u szczurów, których pasza
suplementowana była synbiotykiem.
151
c
b b
aa
b
dd
a
Rycina 36. Obraz histologiczny jelita grubego
zwierząt grupy kontrolnej. Przekrój podłużny z
wyraźnie zaznaczoną błoną mięśniową (a),
podśluzową (b) oraz śluzową (c). Sploty naczyniowe
tkanki podśluzowej (d). HiE, pow. 40x.
Rycina 37. Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt
otrzymujących w paszy probiotyk. Krypty jelitowe (a)
i komórki kubkowe (b). HiE, pow. 40x.
b
b
a
a
aa
Rycina 38. Obraz histologiczny jelita grubego
zwierząt otrzymujących w paszy oligofruktozę.
Krypty jelitowe (a), komórki kubkowe (b). HiE, pow.
10x.
152
Rycina 39. Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt
otrzymujących w paszy synbiotyk. Liczne komórki
kubkowe (a). HiE, pow. 100x.
5.2.13 Obraz jelita grubego z mikroskopu elektronowego - skaningowego (SEM)
zwierząt doświadczalnych
a
Rycina 40. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt grupy kontrolnej z mikroskopu skaningowego.
Powierzchnia jelit silnie pokryta śluzem (a).
b
a
Rycina 41. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt grupy doświadczalnej otrzymującej w paszy probiotyk
z mikroskopu skaningowego. Wejście do krypt jelitowych (a), liczne komórki złuszczone (b).
153
a
Rycina 42. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt otrzymujących oligofrutkozę z mikroskopu
skaningowego. Wejście do krypt jelitowych (a).
a
Rycina 43. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt otrzymujących probiotyk z oligofruktozą z
mikroskopu skaningowego. Wejście do krypt jelitowych (a).
154
5.2.14 Obraz immunohistochemiczny jelit zwierząt doświadczalnych
Badania immunocytochemiczne ujawniły zwiększoną liczebność komórek
układu białokrwinkowego (plazmocytów, limfocytów B) zarówno w jelicie grubym jak
i cienkim w obrębie błony śluzowej w grupie żywionej synbiotykiem w porównaniu do
grupy kontrolnej, co potwierdza wyniki uzyskane w badaniu histologicznym. Świadczy
to o pobudzeniu układu odpornościowego przez składniki synbiotyku, co ujawnia się
poprzez wzrost syntezy przeciwciał. Jest to szczególnie istotne w jelicie grubym, gdzie
obecne bakterie mogą stanowić zagrożenie dla organizmu, a syntezowane tutaj
przeciwciała tworzą swoistą barierę zapobiegające inwazji w głąb ciała. Komórki
plazmatyczne układają się najczęściej wokół gruczołów jelitowych lub krypt
jelitowych. Rzadko tworzą skupiska przypominające grudki chłonne. Zazwyczaj w
niewielkiej odległości od nich występują makrofagi. Pozostałe limfocyty spotkać można
zarówno w tkance łącznej błony śluzowej jak i w obrębie nabłonka jelitowego jako
komórki migrujące. Obraz immunohistochemiczny jelita cienkiego i jelita grubego
przedstawiono na rycinach 44-51.
155
Obraz immunohistochemiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Rycina 44. Obraz jelita cienkiego szczurów grupy
kontrolnej. Przekrój poprzeczny przez ścianę jelita czczego.
Widoczne trzy błony (mięśniowa, śluzowa i podśluzowa) z
pozostałością treści pokarmowej. HiE, pow. 100x.
Rycina 45. Obraz jelita cienkiego zwierząt otrzymujących
w paszy probiotyk. Kosmki jelitowe i krypty jelitowe z
elementami komórkowymi. HiE, pow. 100x.
Rycina 46. Obraz jelita cienkiego szczurów otrzymujących
w paszy oligofruktozę. Kosmki i gruczoły jelitowe. HiE,
pow. 100x.
Rycina 47. Obraz jelita cienkiego szczurów otrzymujących
w paszy synbiotyk. Liczne komórki kubkowe. HiE, pow.
100x.
156
Obraz immunohistochemiczny jelita grubego zwierząt doświadczalnych
Rycina 48. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt
grupy kontrolnej. Prawidłowa budowa ściany jelita. HiE,
pow. 100x.
Rycina 49. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt
otrzymujących w paszy probiotyk. HiE, pow. 100x.
Rycina 50. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt
otrzymujących w paszy oligofruktozę. HiE, pow. 100x.
Rycina 51. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt
otrzymujących w paszy synbiotyk. HiE, pow. 100x.
157
5.2.15 Obraz histologiczny wątroby zwierząt doświadczalnych
b
a
a
Rycina 53. Obraz histologiczny wątroby szczurów
otrzymujących w paszy probiotyk. Komórki zapalne
limfocytów (a). HiE, pow. 100x.
Rycina 52. Obraz histologiczny wątroby szczurów
grupy kontrolnej. Żyła centralna (a), hepatocyty (b).
HiE, pow. 100x.
a
a
Rycina 54. Obraz histologiczny wątroby szczurów
otrzymujących w paszy oligofruktozy. Triada
wątrobowa (a). HiE, pow. 100x.
Rycina 55. Obraz histologiczny wątroby szczurów
otrzymujących w paszy synbiotyk. Triada wątrobowa
(a). HiE, pow. 100x.
Obraz histologiczny wątroby zgodny z opisem podanym w doświadczeniu pierwszym.
158
5.3 WYNIKI I ICH OMÓWIENIE
Doświadczenie III
5.3.1 Przyrosty masy ciała zwierząt doświadczalnych
W pierwszym okresie doświadczalnym przyrosty masy ciała szczurów (tabela
31) wahały się od 1,33 g (grupa I) do 1,76 g (grupa III). Najwyższe przyrosty (P≤0,01)
uzyskały zwierzęta z grupy III, które otrzymywały w paszy dodatek probiotyku z
włóknem jabłkowym.
W drugim okresie doświadczalnym odnotowano wysokoistotne zmiany
dotyczące przyrostów masy ciała szczurów, które wystąpiły pomiędzy grupami
doświadczalnymi II (0,86 g) i III (0,84 g), a grupą kontrolną (0,74g).
Dla całego okresu doświadczalnego stwierdzono różnice wysokoistotne
statystycznie dotyczące przyrostów masy ciała zwierząt, pomiędzy grupami
doświadczalnymi (probiotyk z z β-glukanem – 1,29g; probiotyk z włóknem jabłkowym
– 1,32 g), a grupą kontrolną (1,11 g).
Tabela 31. Przyrosty masy ciała zwierząt doświadczalnych
Wyszczególnienie
I - Kontrolna
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk + β
glukan
178,57
SD 9,59
Średnia początkowa
183,83
masa ciała- (g)
SD 4,85
I okres doświadczalny
Średnia masa ciała
229,16A
szczurów w 34 dniu
SD 5,28
doświadczenia (g)
II okres doświadczalny
Średnia masa ciała
szczurów
250,27
w 60 dniu
SD 6,87
doświadczenia
Średnie dzienne przyrosty masy ciała szczurów
I Okres doświadczalny
g
1,33A
SD 0,39
II Okres doświadczalny
g
0,74A
SD 0,15
Cały okres doświadczenia
g
1,11A
SD 0,18
III - Probiotyk +
włókno jabłkowe
182,29
SD 6,03
233,85AB
SD 8,84
242,0B
SD 10,13
256,28
SD 9,29
261,36
SD 10,30
1,63AB
SD 0,16
1,76B
SD 0,45
0,86B
SD 0,15
0,84B
SD 0,23
1,29B
SD 0,14
1,32B
SD 0,24
SD – odchylenie standardowe; A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
159
W badaniach własnych dodatek do paszy szczurów probiotyku z β-glukanem
oraz probiotyku z włóknem jabłkowym miał korzystny (P≤0,01) wpływ na przyrosty
masy ciała zwierząt drugiego okresu doświadczalnego (od 35 do 60 dnia eksperymentu)
jak również całego cyklu badawczego.
W wielu doświadczeniach przeprowadzonych na szczurach zastosowanie w
paszy dodatku samego probiotyku [Shu i wsp., 1999; Zhou i wsp., 2000; Dock i wsp.,
2004; Alves de Azerêdo i wsp., 2010] oraz dodatku samego β-glukanu [Delaney i wsp.,
2003; Babiček i wsp., 2007; Jonker i wsp., 2009] nie miało wpływu na przyrosty masy
ciała tych zwierząt podczas okresu doświadczalnego.
Wyniki badań własnych sugerują, że połączenie probiotyku z β-glukanem okazało
się korzystniejsze niż, jak to wynika z przedstawionych powyżej publikacji
zastosowanie w paszy każdej z tych substancji osobno.
W dostępnej literaturze nie znaleziono wielu danych dotyczących badań nad
stosowaniem w dawkach pokarmowych u zwierząt dodatku probiotyku z β-glukanem.
Dodatek β-glukanu i probiotycznych szczepów Bacillus amyloliquefaciens poprawił
podstawowe parametry produkcyjne brojlerów [An i wsp., 2008] podobnie jak w
otrzymanych na szczurach wynikach badań własnych. Przeciwne wyniki z
zastosowaniem probiotyku z β-glukanem otrzymali w doświadczeniu na drobiu
Milczarek i wsp., [2012], w którym zastosowany dodatek synbiotyku nie miał wpływu
na masę ciała kurcząt brojlerów. Mátéová i wsp., [2008] po zastosowaniu dodatku
synbiotyku stwierdzili wzrost przyrostów masy ciała u kurcząt przeciwnie do wyników
Liong i Shah [2006], którzy zaobserwowali obniżenie przyrostów masy ciała u
szczurów otrzymujących dodatek synbiotyku (bakterii probiotycznych z inuliną i
oligofruktozą).
Wyniki badań własnych wskazują, że zastosowanie w paszy u szczurów dodatku
probiotyku z włóknem jabłkowym korzystnie (P≤0,01) wpłynęło na przyrosty masy
ciała podczas całego okresu doświadczalnego.
Z publikacji naukowych wynika, że suplementacja diety u szczurów szczepami
probiotycznymi spowodowała wzrost masy ciała [Aboderin i Oyetayo, 2006] lub jej
obniżenie [Tanida i wsp., 2008] bądź nie miała wpływu na zmianę masy ciała [Dock i
wsp., 2004; Alves de Azerêdo i wsp., 2010]. Zastosowanie w paszy dodatku samego
włókna jabłkowego [Aprikian i wsp., 2003; Pirman i wsp., 2007, 2009] miało istotny
wpływ na zmniejszenie przyrostów masy ciała szczurów, przeciwnie do otrzymanych
wyników badań własnych, w których włókno jabłkowe podano łącznie z probiotykiem.
160
Gallaher i wsp., [1996] stwierdzili, że zastosowanie dla szczurów paszy
zawierającej w swoim składzie dodatek synbiotyków korzystnie wpłynęło na masę ciała
oraz przyrosty masy ciała zwierząt, co potwierdzono w badaniach własnych. Przeciwne
wyniki badań, przeprowadzonych na tej samej grupie zwierząt, otrzymali Yang i wsp.,
[2005], Liong i Shah [2006] oraz Geier i wsp., [2007].
5.3.2 Pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne
W pierwszym okresie doświadczalnym najwyższe pobranie paszy (tabela 32)
stwierdzono w grupach II (18,48 g) i III (18,64 g), a najniższe w grupie I (17,85 g).
Różnice w pobraniu paszy pomiędzy tymi grupami zwierząt okazały się istotne
statystycznie (P≤0,05).
W następnym okresie doświadczalnym najwyższe (P≤0,01) pobranie paszy
przez szczury wykazano w grupie III (21,98 g), a najniższe w grupie kontrolnej (20,79
g).
W całym okresie doświadczalnym najwyższym (P≤0,01) pobraniem karmy
charakteryzowała się grupa III (19,67g), a najniższym grupa kontrolna (18,54 g).
Biorąc pod uwagę cały okres doświadczalny dodatek do paszy probiotyku z βglukanem nie miał wpływu na pobranie paszy przez szczury w porównaniu do grupy
kontrolnej.
Tabela 32. Pobranie paszy przez zwierzęta doświadczalne
Wyszczególnienie
I Okres doświadczalna
g
II Okres doświadczalny
g
Całe doświadczenie
g
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk + β
glukan
III - Probiotyk +
włókno jabłkowe
17,85a
SD 0,62
18,48b
SD 0,31
18,64b
SD 0,42
20,79A
SD 1,22
21,40AB
SD 0,69
21,98B
SD 0,71
18,54A
SD 0,83
18,98AB
SD 0,58
19,67B
SD 0,64
I - Kontrolna
SD - odchylenie standardowe;
a, b – różnice istotne statystycznie (P≤0,05);
A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
161
Suplementacja paszy probiotykiem z β-glukanem nie wpłynęła na pobranie
paszy przez szczury, co również wykazali inni autorzy z zastosowaniem u szczurów
dodatku probiotyku [Alves de Azerêdo i wsp., 2010; De Azeredo i wsp., 2010] oraz βglukanu [Delaney i wsp., 2003; Babiček i wsp., 2007; Jonker i wsp., 2009].
Zastosowanie w badaniach własnych probiotyku
w połączeniu z włóknem
jabłkowym wpłynęło na wzrost (P≤0,01) pobrania paszy przez szczury podczas całego
doświadczenia.
Natomiast w badaniach wykonanych na szczurach przez Aprikian i wsp., [2003] oraz
Pirman i wsp., [2007, 2009] suplementacja paszy tylko włóknem jabłkowym nie miała
wpływu na pobranie paszy.
Wyniki niektórych eksperymentów wskazują, że zastosowanie synbiotyku
wpłynęło (P≤0,01) na wyższe pobranie paszy przez kurczęta [Brzóska i wsp., 2008;
Abdel-Raheem i Abd-Allah, 2011].
Istnieją także wyniki doświadczeń Taherpour i wsp., [2009], w których dodatek
synbiotyku wysokoistotnie ograniczył pobranie paszy przez brojlery.
5.3.3 Zużycie paszy przez zwierzęta doświadczalne na jednostkę przyrostu [g]
W pierwszym okresie doświadczalnym najlepszym wykorzystaniem paszy
wynoszącym 11,10 g/1g przyrostu odznaczała się grupa III, która różniła się
wysokoistotnie od grupy kontrolnej, w której wykorzystanie to wyniosło 15,18 g / 1g
przyrostu.
Tabela 33. Wykorzystanie paszy przez zwierzęta doświadczalne na jednostkę przyrostu
[g]
I - Kontrolna
Grupy żywieniowe
II – Probiotyk + β glukan
III - Probiotyk +
włókno jabłkowe
15,18B
SD 4,83
11,48AB
SD 1,18
11,10A
SD 2,18
25,59A
SD 4,29
25,62A
SD 5,34
22,50B
SD 8,06
Cały okres doświadczalny
g
17,35B
SD 3,08
15,65A
SD 2,39
15,18A
SD 2,60
Wyszczególnienie
I okres doświadczalny
g
II okres doświadczalny
g
SD - odchylenie standardowe;
A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
162
W
drugim
okresie
doświadczalnym
lepszym
wykorzystaniem
paszy
charakteryzowała się grupa III zwierząt (22,50 g/1g) i różniła się ona wysokoistotnie w
porównaniu do grupy II (25,62 g/1g) i kontrolnej (25,59 g/1g).
W
całym
okresie
doświadczalnym najlepszym
wykorzystaniem paszy
charakteryzowały się zwierzęta grupy doświadczalnej II (15,65 g/1g) oraz III (15,18
g/1g) w porównaniu do grupy kontrolnej szczurów (17,35 g/1g). Różnice odnośnie tego
parametru okazały się wysokoistotne (P≤0,01).
Wyniki badań własnych dotyczące zastosowania w paszy dodatku probiotyku z
β – glukanem wskazują na lepsze (P≤0,01) wykorzystania paszy przez szczury na
jednostkę przyrostu. Połączenie obydwu substancji w dawce pokarmowej wywołuje
korzystniejszy efekt żywieniowy niż użycie każdej z nich osobno. W doświadczeniach
na szczurach nie stwierdzono zmian w wykorzystaniu paszy zawierającej w swoim
składzie dodatek samego probiotyku [Dock i wsp., 2004] oraz samego β – glukanu
[Delaney i wsp., 2003; Babiček i wsp., 2007; Jonker i wsp., 2009]. Wyniki badań
własnych dotyczące zastosowania w paszy dla szczurów dodatku probiotyku z włóknem
jabłkowym wskazują również na lepsze (P≤0,01) wykorzystanie paszy na jednostkę
przyrostu. Podobne wyniki otrzymali Aprikian i wsp., [2003] po zastosowaniu w paszy
dla szczurów dodatku włókna jabłkowego.
5.3.4 Składniki morfologiczne we krwi zwierząt doświadczalnych
Średnie wartości poszczególnych składników morfologicznych krwi szczurów
wraz z ich wartościami referencyjnymi przedstawiono w tabeli 34.
W badaniach dotyczących składników morfologicznych krwi stwierdzono
różnice wysokoistotne (P≤0,01) pomiędzy grupami doświadczalnymi, a kontrolną w
odniesieniu do stężenia krwinek białych (WBC) [odpowiednio 4,58 G/l (gr II) I 4,85
G/l (gr III) vs 2,13 G/l (gr I) i czerwonych (RBC) [8,46 T/l (gr II) I 8,23 T/l (gr III) vs
7,10 T/l (gr (I)].
Najniższe stężenie płytek krwi (PLT) odnotowano w grupie III (775,67 G/l), a
najwyższe w grupie II (898,70 G/l). Odnośnie tego parametru wykazano różnice
wysoko- istotne pomiędzy badanymi grupami szczurów.
W badaniach morfologicznych krwi szczurów, otrzymane wartości dotyczące
poziomu hemoglobiny (HGB), hematokrytu (HCT), wskaźnika średniej objętości
krwinki czerwonej (MCV), średniej masy hemoglobiny w erytrocytach (MCH) oraz
163
średniego stężenia hemoglobiny w erytrocytach (MCHC) nie różniły się statystycznie
pomiędzy grupami i mieściły się w granicach norm fizjologicznych lub na granicy tych
norm [Sharp, La Regina, 2000].
Tabela 34. Składniki morfologiczne we krwi zwierząt doświadczalnych
Parametr
WBC
[G/l]
RBC
[T/l]
HGB
[mmol/l]
HCT
[l/l]
PLT
[G/l]
MCV
[fl]
MCH
[fmol]
MCHC
[mmol/l]
Wartość
refer.1, 2
6-12
7,008,50
6,209,94
0,300,50
7501200
45-70
1,121,37
11,8026,70
I - Kontrolna
2,13A
SD 0,39
7,10A
SD 0,86
9,23
SD 0,98
0,39
SD 0,02
828,00B
SD 35,13
43,17
SD 1,25
1,15
SD 0,03
23,33
SD 0,85
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk + β glukan
4,58B
SD 0,98
8,46B
SD 0,28
9,07
SD 0,44
0,38
SD 0,04
898,70C
SD 20,11
49,33
SD 1,03
1,17
SD 0,06
23,62
SD 0,68
III – Probiotyk +
włókno jabłkowe
4,85B
SD 0,87
8,23B
SD 0,35
8,68
SD 0,82
0,36
SD 0,03
775,67A
SD 24,90
48,83
SD 1,40
1,16
SD 0,04
24,02
SD 0,91
SD – odchylenie standardowe; A, B, C - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
1
Reference values for laboratory animals. 2010. Research Animal Resources, University of Minnesota.
http://www.ahc.umn.edy/rar/refvalues.html
2
Sharp, La Regina, 2000
Parametry morfologiczne krwi:
WBC - krwinki białe, RBC - krwinki czerwone, HGB - hemoglobina HCT (PCV)- hematokryt,
PLT- płytki krwi, MCV- wskaźnik średniej objętości krwinki czerwonej, MCH- wskaźnik
średniej masy hemoglobiny w erytrocytach, MCHC- średnie stężenie hemoglobiny w
erytrocytach
W dostępnej literaturze znaleziono tylko jedna pracę opisującą wpływ
synbiotyków na składniki morfologiczne krwi [Fleige i wsp., 2007]. Stwierdzono w
niej, że synbiotyk (Enterococcus faecium z laktulozą) istotnie obniżył ilość płytek krwi
bez wpływu na pozostałe składniki.
5.3.5 Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Średnie wartości poszczególnych składników biochemicznych w surowicy krwi
szczurów wraz z ich wartościami referencyjnymi przedstawiono w tabeli 35.
W badaniach biochemicznych krwi stwierdzono różnice wysokoistotne
statystycznie dotyczące aktywności enzymatycznej aminotransferazy alaninowej (ALT),
164
aminotransferazy asparaginianowej (AST) oraz lipazy pomiędzy grupa kontrolną, a
grupami doświadczalnymi.
Wyższe stężenie ALT było w grupach doświadczalnych II (125,17 U/l) i III
(142,18 U/l) w porównaniu do grupy kontrolnej (91,92 U/l), ale wszystkie wartości
mieściły się w granicach norm fizjologicznych.
Również stężenie AST było statystycznie wyższe w grupach doświadczalnych II
(220,75 U/l) i III (230,03 U/l) w stosunku do stężenia tego parametru krwi u osobników
z grupy kontrolnej (189,68 U/l). We wszystkich grupach zwierząt określone wartości
AST były znacznie niższe niż podane wartości referencyjne.
Zawartość gamma-glutamylo-transferazy (GGTP) w surowicy krwi we
wszystkich grupach doświadczalnych mieściła się w granicach norm fizjologicznych.
Zwierzęta
grup
doświadczalnych
II
(13,16
U/l)
i
III
(10,22
U/l)
charakteryzowały się wyższym stężeniem lipazy w porównaniu do grupy kontrolnej
(4,78 U/l). Jednak wszystkie te wartości były niższe niż dane zawarte w opracowaniach
dotyczących wartości referencyjnych.
Najwyższe stężenie ά-amylazy odnotowano w grupie doświadczalnej
II
(1600,75 U/l), a najniższe w grupie kontrolnej (704,42 U/l). Pomiędzy wszystkimi
grupami zwierząt odnotowano różnice wysokoistotne odnośnie tego składnika krwi.
Trzeba zaznaczyć, że stężenie ά-amylazy w grupie kontrolnej było znacznie poniżej
norm fizjologicznych.
Tabela 35. Składniki biochemiczne krwi zwierząt doświadczalnych
Parametr
Wartości
refer.1, 2
I - Kontrolna
ALT
52 -224
[U/l]
AST
457-808
[U/l]
GGTP
2,0-6,80
[U/l]
Lipaza
20-45
[U/l]
ά-amylaza
100[U/l]
1230
91,92A
SD 12,50
189,68A
SD 27,68
3,93
SD 1,53
4,78A
SD 0,35
704,42A
SD 38,73
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk + βIII - Probiotyk +
glukan
włókno jabłkowe
125,17B
142,18B
SD 10,06
SD 15,64
B
220,75
230,03B
SD 29,74
SD 31,07
3,71
4,01
SD 1,16
SD 0,89
13,16B
10,22B
SD 2,06
SD 1,84
C
1600,75
1337,07 B
SD 89,75
SD 68,49
SD – odchylenie standardowe;
A, B, C - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
1
Reference values for laboratory animals. 2010. Research Animal Resources, University of Minnesota.
http://www.ahc.umn.edy/rar/refvalues.html
2
Bernardi i wsp., [1996], Coparative Haematology International
165
ALT- aminotransferaza asparaginianowae, AST- aminotransferaza alaninowa, GGTPgamma-glutamylotransferaza, Lipaza, ά –amylaza
Według Mátéová i wsp., [2008] zastosowanie dodatku do paszy synbiotyku nie
miało wpływu na stężenie ALT oraz AST w surowicy krwi brojlerów. Również dodatek
do
paszy
probiotycznych
drożdży
Saccharomyces
cerevisiae
z
mannano-
oligosacharydami nie wywarło wpływu na zmianę stężenia ALT, AST w surowicy krwi
tego samego gatunku zwierząt [Abdel-Raheem i Abd-Allah, 2011]. Wyniki powyższych
eksperymentów pozostają w sprzeczności do danych uzyskanych w badaniach
własnych. W eksperymencie przeprowadzonym na szczurach przez Yang i wsp., [2005]
stwierdzono istotnie wyższą aktywność lipazy u zwierząt otrzymujących w diecie
dodatek synbiotyku, podobnie jak w wynikach badań własnych.
5.3.6 Składniki mineralne we krwi u zwierząt doświadczalnych
Zastosowanie w paszy dodatku synbiotyków w przypadku szczurów grupy
doświadczalnej II oraz III skutkowało istotnie wyższym poziomem wapnia w surowicy
krwi u szczurów w porównaniu do szczurów grupy (I) bez dodatków (tabela 36).
Wyższe stężenie magnezu w surowicy krwi odnotowano w grupach
doświadczalnych II (1,03 mmol/l) i III (1,17 mmol/l) jednak różnic statystycznych w
porównaniu do grupy kontrolnej (0,98 mmol/l) nie potwierdzono.
Tabela 36. Składniki mineralne we krwi u zwierząt doświadczalnych
Parametr
Grupy żywieniowe
Wart.
refer.1
II - Probiotyk + βglukan
2,45b
SD 0,13
1,03
SD 0,19
I -Kontrolna
Wapń
[mmol/l]
Magnez
[mmol/l]
Fosfor nie
org.
[mmol/l]
a
2,152,65
1,001,50
2,10
SD 0,22
0,98
SD 0,10
2,204,50
1,77
SD 0,36
a
a
2,04
SD 0,58
SD – odchylenie standardowe;
a, b - różnice istotne statystycznie (P≤0,05)
1
Bernardi i wsp., [1996], Coparative Haematology International
166
III - Probiotyk +
włókno jabłkowe
2,39b
SD 0,11
1,17
SD 0,18
b
2,78
SD 0,89
Wyższe (P≤0,05) stężenie fosforu nieorganicznego stwierdzono u zwierząt w
grupie doświadczalnej III (2,78 mmol/l) w porównaniu do grupy kontrolnej I (1,77
mmol/l) i grupy II (2,04 mmol/l).
Wyniki eksperymentów przeprowadzonych na brojlerach przez niektórych
badaczy [Mátéová i wsp., 2008; Abdel-Raheem i Abd-Allah, 2011] nie wykazują by
synbiotyki wpływały na zmianę stężenia Ca i P w surowicy krwi, co pozostaje w
sprzeczności do wyników badań własnych.
5.3.7 Długość jelit oraz masa jelit i wątroby zwierząt doświadczalnych
W badaniach własnych (tabela 37) dotyczących pomiarów morfometrycznych
jelit nie odnotowano zmian dotyczących długości jelita cienkiego w grupach
doświadczalnych II (117,14 cm) i III (116,30 cm) w stosunku do grupy kontrolnej
zwierząt (113,66 cm).
Długość jelita grubego w grupach doświadczalnych II (16,39 cm) oraz III (17,08
cm) była wysokoistotnie wyższa niż w grupie kontrolnej (14,35 cm). Przeciwne wyniki
otrzymano po zastosowaniu w paszy dodatku samego probiotyku u szczurów [Dock i
wsp., 2004] oraz tylko β-glukanu [Elrayeh i Yildiz, 2011] lub preparatu drożdżowego
[Ivković i wsp., 2012] u brojlerów.
Podczas analizy dokonanych pomiarów stwierdzono różnice wysokoistotne
(P≤0,01)
dotyczące
masy
jelit
pomiędzy
zwierzętami
wszystkich
grup
doświadczalnych. Najniższą masą jelit charakteryzowała się grupa kontrolna (11,40 g),
a najwyższą grupa III (15,28 g). Trzeba wspomnieć, że według Milczarek i wsp., [2012]
zastosowanie synbiotyku (probiotyku z β-glukanem) istotnie obniżyło masę przewodu
pokarmowego.
Natomiast suplementacja paszy włóknem jabłkowym miała istotny wpływ na
zwiększenie masy jelit u szczurów [Aprikian i wsp., 2003], analogicznie jak w
doświadczeniu własnym, w którym jednym z dodatków również było włókno jabłkowe.
W przeprowadzonych badaniach własnych zastosowanie synbiotyku nie miało
wpływu na zmianę masy wątroby.
Z przeglądu literatury wynika, że synbiotyki zastosowane w dawce pokarmowej
mogą wpływać na zwiększenie masy wątroby [Brzóska, 2007], obniżenie [El Banna i
wsp., 2010; Awad i wsp., 2009] lub nie zmieniać masy tego narządu [Abdel-Raheem i
Abd-Allah, 2011].
167
Tabela 37. Długość jelit oraz masa jelit i wątroby zwierząt doświadczalnych
Parametr
Długość jelita
cienkiego [cm]
Długość jelita
grubego [cm]
Masa jelit [g]
Masa wątroby
I - Kontrolna
113,66
SD 3,23
14,35A
SD 2,27
11,40A
SD 3,76
7,38
SD 1,43
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk +βglukan
117,14
SD 5,41
16,39B
SD 3,38
13,35B
SD 2,64
7,88
SD 1,17
III - Probiotyk +
włókno jabłkowe
116,30
SD 3,88
17,08B
SD 1,85
15,28C
SD 3,43
7,62
SD 0,80
SD – odchylenie standardowe;
A, B, C - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
5.3.8 Morfometria ściany jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Pomiary histomorfometryczne ściany jelita cienkiego wykazały różnice
statystyczne
(P≤0,01) dotyczące grubości błony śluzowej i mięśniowej pomiędzy
wszystkimi grupami zwierząt (tabela 38).
Grubość błony śluzowej niższa była u zwierząt grupy II (163,19 µm), a
najwyższa w grupie III (248,83 µm).
Zmiany w grubości błony śluzowej jelita cienkiego po podaniu w preparatach
mleko zastępczych dla prosiąt tego typu dodatków paszowych wykazali także w swych
badaniach Kotuni i wsp., [2004].
Grubość błony podśluzowej w grupie zwierząt żywionych paszą z dodatkiem
probiotyku z włóknem jabłkowym (61,63 µm) była wysokoistotnie wyższa w
porównaniu do szczurów grupy kontrolnej (47,17 µm) oraz grupy II (45,22 µm).
Grubość błony mięśniowej była najniższa (P≤0,01) w grupie II (52,47 µm) a
najwyższa w grupie III (114,72 µm). Pośrednią wartość tego parametru odnotowano w
grupie kontrolnej (80,27µm). Trzeba zaznaczyć, że dodatek synbiotyku w postaci
połączenia probiotyku z β-glukanem spowodował wysokoistotne obniżenie grubości
błony śluzowej oraz błony mięśniowej zarówno w porównaniu do grupy kontrolnej, jak
również do grupy zwierząt, która otrzymywała dodatek probiotyku z włóknem
jabłkowym.
Długość kosmków jelitowych uległa obniżeniu (P≤0,01) w grupie szczurów
otrzymujących w paszy dodatek probiotyku z β-glukanem (147,57 µm) w porównaniu
168
do grupy kontrolnej (208,07 µm). U zwierząt otrzymujących w paszy dodatek
probiotyku z włóknem jabłkowym stwierdzono wzrost (P≤0,01) długości kosmków
jelitowych (231,72 µm) w stosunku do pozostałych grup szczurów. Z badań Fleige i
wsp., [2007] wynika, że po zastosowaniu synbiotyku (Enterococcus faecium z laktozą)
w preparatach mlekozastępczych dla cieląt stwierdzono wzrost długości kosmków
jelitowych w jelicie czczym oraz obniżenie w jelicie krętym. Natomiast Awad i wsp.,
[2009] stwierdzili, że synbiotyk dodawany do paszy spowodował wzrost długości
kosmków jelitowych w dwunastnicy i jelicie krętym u brojlerów.
Głębokość krypt jelitowych w grupach doświadczalnych była wysokoistotnie
niższa (II) - 144, 36 µm lub wyższa (III) - 355,22 µm w porównaniu do grupy
kontrolnej (I) - 276,49 µm. Wyniki badań własnych dotyczące zastosowania w diecie
rozpuszczalnej
frakcji
włókna
pokarmowego
są
zgodne
z
doświadczeniem
przeprowadzonym na szczurach przez Pirman i wsp., [2007], gdzie zaobserwowano
wzrost długości kosmków jelitowych i głębokości krypt jelitowych w jelicie grubym.
Wzajemny stosunek wysokości kosmków jelitowych do głębokości krypt
jelitowych był wyższy w grupach doświadczalnych, ale różnic statystycznych nie
potwierdzono.
Tabela 38. Wyniki pomiarów histomorfometrycznych ściany jelita cienkiego zwierząt
doświadczalnych
Grupy żywieniowe
Parametr
213,60B
SD 33,11
47,17A
SD 5,49
80,27B
SD 16,76
208,07B
SD 27,86
276,49B
SD 21,19
II - Probiotyk + ßglukan
163,19A
SD 21,83
45,22A
SD 6,13
52,47A
SD 1,95
147,57A
SD 12,66
144,36A
SD 28,56
III - Probiotyk
+włókno jabłkowe
248,83C
SD 25,52
61,63B
SD 9,69
114,72C
SD 22,98
231,72C
SD 24,36
355,22 C
SD 117,41
0,62
SD 0,98
1,01
SD 0,83
0,63
SD 1,24
I - Kontrolna
Grubość błony
śluzowej (µm)
Grubość błony
podśluzowej (µm)
Grubość błony
mięśniowej (µm)
Długość kosmków
jelitowych(µm)
Głębokość krypt
jelitowych(µm)
Długość kosmków
jelitowych/
Głębokość krypt
jelitowych
SD – odchylenie standardowe; A, B, C - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
169
Wybrane elementy komórkowe ściany jelita cienkiego
Wyniki analizy wybranych elementów komórkowych ściany jelita cienkiego
dotyczące ilości enterocytów, komórek kubkowych, komórek mitozy, plazmocytów
oraz komórek Panetha przedstawiono w tabeli 39.
Tabela 39. Wybrane elementy komórkowe ściany jelita cienkiego zwierząt
doświadczalnych
48,00A
SD 12,80
75,90A
SD 14,04
3,25A
SD 2,21
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk +
β-glukan
92,50B
SD 20,47
81,45B
SD 19,05
4,75B
SD 4,15
Plazmocyt
0
0
Komórki Panetha
11,63
SD 4,82
0,62A
SD 0,09
10,97
SD 4,92
1,02B
SD 0,08
Wyszczególnienie
Enterocyty
Komórki kubkowe
Komórki mitozy
Enterocyty/ k-ki
kubkowe
I - Kontrolna
III - Probiotyk +
włókno jabłkowe
86,30B
SD 11,50
112,26C
SD 28,17
6,25C
SD 4,10
7,00
SD 5,65
11,32
SD 3,56
0,98B
SD 0,11
SD – odchylenie standardowe; A, B - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
W ścianie jelita cienkiego zauważono wysokoistotny wzrost ilości enterocytów,
które odnotowano u zwierząt w grupach doświadczalnych II (92,50) oraz III (86,30) w
stosunku do grupy kontrolnej (48,00).
Stwierdzono różnice wysokoistotne pomiędzy liczbą komórek kubkowych w
ścianie jelita cienkiego pomiędzy wszystkimi grupami zwierząt. Najwyższą liczbę tych
komórek odnotowano w grupie III (112,26), a najniższą w grupie kontrolnej (75,90).
Ilość komórek podziału mitotycznego różniła się wysokoistotnie w grupach
doświadczalnych II (4,75) oraz III (6,25) w porównaniu do grupy kontrolnej (3,25).
Plazmocyty w ścianie jelita cienkiego odnotowano tylko w grupie III. W
pozostałych grupach nie zlokalizowano tego typu komórek
w preparatach
histologicznych. Liczba komórek Panetha w ścianie jelita cienkiego we wszystkich
grupach zwierząt była na zbliżonym poziomie i nie różniła się statystycznie.
W grupach doświadczalnych zwierząt, które otrzymywały dodatki synbiotyczne
(probiotyk z β-glukanem oraz probiotyk z włóknem jabłkowym) stwierdzono (P≤0,01)
wzrost proporcji pomiędzy komórkami enterocytów, a komórkami kubkowymi w
170
porównaniu do grupy kontrolnej. Otrzymane wyniki sugerują polepszenie procesu
wchłaniania jelitowego na poziomie komórkowym.
5.3.9 Morfometria ściany jelita grubego zwierząt doświadczalnych
Grubość błony śluzowej jelita grubego (tabela 40) osobników żywionych paszą
zawierającą dodatek probiotyku z β-glukanem (194,70 µm) oraz probiotyku z włóknem
jabłkowym (179,71 µm) nie różniła się statystycznie w porównaniu do grupy kontrolnej
(172,93 µm).
Badania
histomorfometryczne
ściany
jelita grubego
wykazały
różnice
wysokoistotne statystycznie w grubości błony podśluzowej oraz mięśniowej.
Grubość błony podśluzowej jelita grubego zwierząt była najniższa w grupie
doświadczalnej II (39,41 µm), a najwyższa w grupie doświadczalnej III (72,57 µm).
Pomiędzy tymi grupami szczurów odnotowano różnice wysokoistotne odnośnie tego
parametru. Najmniejsza grubość błony mięśniowej jelita grubego wystąpiła w grupie
szczurów bez dodatków (130,19 µm), a największa w grupie zwierząt otrzymujących
dodatek probiotyku z włóknem jabłkowym (197,25 µm).
Tabela 40. Pomiary histomorfometryczne ściany jelita grubego zwierząt
doświadczalnych
Wyszczególnienie
Grubość błony
śluzowej (цm)
Grubość błony
podśluzowej (цm)
Grubość błony
mięśniowej(цm)
Głębokość krypt
jelitowych
Ilość komórek
kubkowych
I - Kontrolna
172,93
SD 32,71
64,91AB
SD 27,22
130,19A
SD 23,78
74,39
SD 19,36
106,41A
SD 24,48
Grupy żywieniowe
II - Probiotyk + ßglukan
194,70
SD 45,70
39,41A
SD 2,93
172,70AB
SD 25,11
78,54
SD 23,17
141,83B
SD 61,59
III - Probiotyk +
włókno jabłkowe
179,71
SD 49,10
72,57B
SD 23,79
197,25B
SD 58,02
57,18
SD 24,84
174,91C
SD 60,16
SD – odchylenie standardowe;
A, B, C - różnice wysokoistotne statystycznie (P≤0,01)
Głębokość krypt jelitowych w grupach doświadczalnych II (78,54 µm) oraz III
(57,18 µm) nie różniła się istotnie w stosunku do grupy kontrolnej (74,39 µm). Z badań
przeprowadzonych przez Fleige i wsp., [2007] wynika, że po dodaniu do preparatów
171
mlekozastępczych dla cieląt synbiotyku (Enterococcus faecium z laktozą) nastąpiło w
jelicie grubym obniżenie głębokość krypt jelitowych w jelicie ślepym.
W badaniach własnych stwierdzono również obniżenie głębokości krypt
jelitowych przy podawaniu szczurom probiotyku z włóknem jabłkowym choć różnic
statystycznych nie wykazano.
Średnia ilość komórek kubkowych w ścianie jelita grubego u osobników grup
doświadczalnych II (141,83) i III (174,91) różniła się wysokoistotnie w stosunku do
grupy kontrolnej (106,41).
W dostępnej literaturze brak jest danych dotyczących wpływu synbiotyków na
koncentrację komórek kubkowych w jelicie grubym.
172
5.3.10 Obraz histologiczny jelita cienkiego zwierząt doświadczalnych
Obraz ten przedstawia struktury charakterystyczne dla narządu prawidłowo
funkcjonującego.
Ściana jelita cienkiego zwierząt grupy kontrolnej zbudowana jest z wyraźnie
oddzielonych od siebie warstw: błony śluzowej, błony podśluzowej i błony mięśniowej.
W skład błony śluzowej wchodzi blaszka mięśniowa błony śluzowej, blaszka właściwa
błony śluzowej oraz nabłonek. W błonie śluzowej widoczne są prawidłowo rozwinięte
kosmki
jelitowe,
pokryte
nabłonkiem
jednowarstwowym
cylindrycznym
z
mikrokosmkami oraz gruczoły jelitowe (Ryc.56, Ryc. 60).
W blaszce właściwej błony śluzowej zwierząt grupy otrzymującej w paszy
dodatek probiotyku z β-glukanem zauważalne są komórki układu immunologicznego
(makrofagi i limfocyty) tworzące grudki chłonne. Komórki grudek chłonnych wykazują
różną gęstość optyczną jądra i cytoplazmy, co świadczy o prowadzeniu intensywnych
procesów związanych z odpowiedzią immunologiczną. Nie stwierdzono obecności
plazmocytów i granulocytów. Obraz enterocytów jest prawidłowy. Dobrze rozwinięte i
wykształcone są gruczoły jelitowe. W strefie nabłonka powierzchniowego oraz
nabłonka gruczołowego obecne są liczne komórki śluzowe. Stwierdzono krótsze
kosmki jelitowe i płytsze krypty jelitowe u szczurów otrzymujących paszę
suplementowaną probiotykiem z β-glukanem. U tych osobników występuje delaminacja
kosmków jelitowych oraz widoczna jest degradacja nabłonka jelit połączona z lokalnym
pobudzeniem układu immunologicznego. U tej grupy zwierząt wystąpił najwyższy
stosunek długości kosmków do głębokości krypt, co może świadczyć o lepszym
wykorzystaniu składników pokarmowych paszy (Ryc. 57, Ryc. 61, Ryc. 62).
Błona śluzowa, podśluzowa i mięśniowa
jelita cienkiego szczurów
otrzymujących w paszy dodatek probiotyku z włóknem jabłkowym jest zauważanie
grubsza w porównaniu do szczurów grupy kontrolnej (Ryc. 58, Ryc. 63). Występują
grudki chłonne skupione oraz plazmocyty, co świadczy o nadpobudzeniu układu
immunologicznego jelit. (Ryc. 59).
W grupach doświadczalnych otrzymujących w paszy probiotyk z β-glukanem
oraz probiotyk z włóknem jabłkowym zaobserwowano wzrost liczby enterocytów oraz
większą liczbę komórek podziału mitotycznego w porównaniu do grupy bez dodatków.
173
b
c
a
b
a
Rycina 56. Obraz histologiczny jelita cienkiego
zwierząt grupy kontrolnej. Błona mięśniowa (a),
podśluzowa (b), śluzowa z kosmkami i kryptami
jelitowymi (c), HiE. pow.100x
Rycina 57. Obraz histologiczny jelita cienkiego
zwierząt otrzymujących probiotyk z β-glukanem.
Kosmki jelitowe (a), komórki kubkowe (b). HiE.
pow.100x
c
b
a
b
Rycina 58. Obraz histologiczny jelita cienkiego
zwierząt otrzymujących probiotyk z włóknem
jabłkowym. Plazmocyty (a), makrofagi (b). HiE.
pow.100x
174
a
Rycina 59. Obraz histologiczny jelita cienkiego
zwierząt otrzymujących probiotyk z włóknem
jabłkowym. Limfocyty (a), enterocyty (b), gruczoły
jelitowe (c). HiE. pow.100x
5.3.11 Obraz jelita cienkiego z mikroskopu elektronowego - skaningowego zwierząt
doświadczalnych
a
Rycina 60. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt grupy kontrolnej z mikroskopu skaningowego. Szczyty
kosmków jelitowych (a).
a
Rycina 61. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt otrzymujących probiotyk z β-glukanem z mikroskopu
skaningowego. Szczyty kosmków jelitowych (a).
175
a
b
Rycina 62. Obraz mikroskopowy zwierząt otrzymujących dodatek probiotyku z β-glukanem z mikroskopu
skaningowego. Powierzchnia kosmków jelitowych, a na nich komórki złuszczone (a), erytrocyt (b).
a
Rycina 63. Obraz mikroskopowy jelita cienkiego zwierząt otrzymujących probiotyk z włóknem jabłkowym z
mikroskopu skaningowego. Komórki złuszczone (a).
176
5.3.12 Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt doświadczalnych
W grupie kontrolnej szczurów błona śluzowa jelita grubego wysłana jest
nabłonkiem jednowarstwowym walcowym z licznymi komórkami kubkowymi. W
nabłonku krypt spotyka się komórki w trakcie podziału mitotycznego, co ma znaczenie
dla odnowy nabłonka. W blaszce właściwej błony śluzowej sporadycznie występują
pojedyncze grudki limfatyczne z limfocytami i makrofagami oraz granulocyty
kwasochłonne (Ryc. 64, Ryc. 68).
Krypty jelitowe nie zawierają komórek z ziarnistościami kwasochłonnymi. Błona
mięśniowa jelita grubego zbudowana jest podobnie jak w pozostałych odcinkach
przewodu pokarmowego, przy czym występują tutaj fałdy okrężne błony śluzowej nie
zawierające elementów mięśniowych (Ryc. 65).
W grupie doświadczalnej II (probiotyk z β- glukanem) naczynia krwionośne
wypełnione są krwią, co świadczy o silnym przekrwieniu oraz występują nacieki
umiarkowanego stopnia o charakterze limfocytarnym. Widoczne są pojedyncze
komórki tuczne i eozynofile mieszczące się w granicach fizjologicznej normy.
Zaobserwowano akumulację komórek o charakterze limfocytarnym w warstwie
podśluzowej i śluzowej jelita. Występują pojedyncze limfocyty naciekające przestrzenie
między kryptami jelitowymi. Taki obraz jest typowy dla grudek chłonnych rozsianych
w obrębie błony śluzowej narządów rurowych. Biorąc pod uwagę fakt dodatkowego
przekrwienia, można wysunąć wniosek, że zastosowanie synbiotyku składającego się z
probiotyku i β-glukanu wywołało nasilenie odpowiedzi immunologicznej w badanym
narządzie (Ryc. 66, Ryc. 69).
W grupie doświadczalnej III (probiotyk z włóknem jabłkowym) stwierdzono
liczne nacieki plazmocytów oraz komórki kubkowe wypełnione dużą ilością
wydzieliny. Zaobserwowano dużą liczbę figur mitotycznych, które mogą świadczyć o
pobudzeniu immunologicznym. Stwierdzono również dużą ilość śluzu (agregaty
komórek kubkowych), a także sporadycznie spotyka się eozynofile i plazmocyty.
Zaobserwowano również bardzo dużą ilość figur mitotycznych odpowiedzialnych za
podziały mitotyczne komórek. W jelicie grubym u osobników otrzymujących w paszy
probiotyk z włóknem jabłkowym wykazano wzrost ilości komórek kubkowych (Ryc.
67, Ryc. 70, Ryc. 71).
177
a
a
b
Rycina 64. Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt
grupy kontrolnej. Krypty jelitowe (a), komórki
kubkowe (b). HiE. pow. 40x.
Rycina 65. Obraz histologiczny jelita grubego
zwierząt grupy kontrolnej. Krypty jelitowe (a). HiE.
pow. 40x.
b
a
a
Rycina 66. Obraz histologiczny jelita grubego zwierząt
otrzymujących probiotyk z β-glukanem. Naczynie
krwionośne (a). Figury mitotyczne (b). HiE. pow. 40x.
178
Rycina 67. Obraz histologiczny jelita grubego
zwierząt otrzymujących probiotyk z włóknem
jabłkowym. Krypty jelitowe (a). HiE. pow. 40x.
5.3.11 Obraz jelita grubego z mikroskopu elektronowego - skaningowego (SEM)
zwierząt doświadczalnych
a
Rycina 68. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt grupy kontrolnej z mikroskopu skaningowego.
Gładka powierzchnia błony surowiczej(a).
a
Rycina 69. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt otrzymujących w paszy probiotyk z β-glukanem
z mikroskopu skaningowego. Mikrokosmki jelitowe pokryte śluzem (a).
179
b
a
Rycina 70. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt otrzymujących w paszy probiotyk z włóknem
jabłkowym. Mikrokosmki jelitowe (a), śluz (b).
a
Rycina 71. Obraz mikroskopowy jelita grubego zwierząt otrzymujących w paszy dodatek probiotyku z włóknem
jabłkowym. Mikrokosmki jelitowe (a).
180
5.3.14 Obraz histologiczny wątroby zwierząt doświadczalnych
Obraz histologiczny wątroby zgodny z opisem podanym w doświadczeniu pierwszym.
a
b
a
Rycina 72. Obraz histologiczny wątroby zwierząt
grupy kontrolnej. Komórki wątrobowe - hepatocyty
(a), triada wątrobowa (b). HiE, pow. 40x.
b
Rycina 73. Obraz histologiczny wątroby zwierząt
otrzymujących w paszy probiotyk z β-glukanem.
Komórki wątrobowe - hepatocyty (a), fragment żyły
(b). HiE, pow. 10x.
b
a
a
Rycina 74. Obraz histologiczny wątroby zwierząt
otrzymujących w paszy probiotyk z β-glukanem.
Komórki wątrobowe - hepatocyty (a). HiE, pow. 20x.
181
Rycina 75. Obraz histologiczny wątroby zwierząt
otrzymujących probiotyk z włóknem jabłkowym.
Hepatocyty (a), triada wątrobowa (b). HiE, pow. 20x.
6. WNIOSKI
Rezultaty uzyskane w niniejszych badaniach upoważniają do sformułowania następujących
wniosków:
1. Zastosowane w doświadczeniach synbiotyki spowodowały wzrost przyrostów masy
ciała szczurów. Podobny wynik odnotowano w przypadku stosowania w dawkach
pokarmowych oligofruktozy.
2. Synbiotyki zastosowane w badaniach spowodowały niższe zużycie paszy na jednostkę
przyrostu.
3. Dodatki doświadczalne podawane w paszy dla szczurów wywarły wzrost białych
krwinek we krwi zwierząt.
4. U młodych osobników (Doświadczenie I i II) probiotyki i prebiotyki nie różnicują
wskaźników biochemicznych w surowicy krwi.
5. Prebiotyki (inulina i oligofruktoza) oraz synbiotyki zawierające te prebiotyki
powodują wzrost długości jelita cienkiego.
6. Wszystkie zastosowane dodatki doświadczalne do paszy dla szczurów wywołały
wzrost łącznej masy jelit zwierząt.
7. Trzy z zastosowanych synbiotyków (probiotyk + inulina), probiotyk + oligofruktoza,
probiotyk + włókno jabłkowe) spowodowały wzrost grubości błony podśluzowej jelita
cienkiego.
8. Prebiotyki (inulina i oligofruktoza) oraz synbiotyki mające w swoim składzie w/w
prebiotyki powodują wzrost grubości błony mięśniowej jelita cienkiego.
9. Synbiotyk zawierający w swoim składzie β-glukan powoduje spadek grubości błony
śluzowej, mięśniowej oraz obniża długość kosmków jelitowych oraz głębokość krypt
jelitowych.
10. Probiotyk podany w dawce pokarmowej zwierząt doświadczalnych wywarł wzrost
długości kosmków jelitowych jelita cienkiego. Podobny efekt uzyskano przy
stosowaniu w pokarmie dodatku inuliny, oligofruktozy oraz synbiotyków (oprócz
probiotyku z β-glukanem).
11. Inulina i oligofruktoza oraz synbiotyki zawierające te prebiotyki powodowały wzrost
grubości błony podśluzowej jelita grubego u szczurów.
12. Prebiotyki i synbiotyki wywołały wzrost ilości komórek kubkowych jelita grubego
zwierząt doświadczalnych.
182
7. SPIS LITERATURY
1) Abd El-Ghani A. A., 2004: Influence of diet supplementation with yeast culture
(Saccharomyces cerevisiae) on performance of Zaraibi goats. Small Ruminant
Research, 52, 223-229
2) Abdel-Raheem S. M., Abd-Allah S. M. S., 2011: The Effect of Single or Combined
Dietary Supplementation of Mannan Oligosacharide and Probiotics on Performance
and Slaughter Characteristics of Broilers. International Journal of Poultry Science, 10,
11, 854-862
3) Abdelrahman M. M., Hunaiti D. A., 2008: The effect of dietary yeast and protected
methionine on performanceand trace minerals status of growing Awassi lambs.
Livestock Science, 115, 235–241
4) Abel G., Czop J. K., 1992: Stimulation of human monocyte beta-glucan receptors by
glucan particles induces production of TNF-alpha and IL-1 beta. International Journal
of Immunopharmacology, 14, 8, 1363-73
5) Aboderin F., Oyetayo V., 2006: Haematological studies of rats fed differentn doses of
probiotic, Lactobacillus plantarum, isolated from fermenting corn slurry. Pakistan
Journal of Nutrition, 5, 2, 102 – 105
6) Abrams S., Griffin I., Hawthorne K., Ellis K., 2007: Effect of prebiotic
supplementation and calcium intake on body mass index. Journal of Pediatrics, 151, 3,
293 - 298
7) Adawi D., Ahrné S., Molin G., 2001: Effects of different probiotic strains of
Lactobacillus and Bifidobacterium on bacterial translocation and liver injury in an
acute liver injury model. International Journal Food Microbiology, 8, 70, 3, 213-20
8) Adawi D., Kasravi F.B., Molin G., Jeppsson B., 1997: Effect of Lactobacillus
supplementatation with and without arginine on liver damage and bacterial
translocation in an acute liver injury model in the rat. Hepathology, 25, 3, 642-647
9) Al – Kassie G., Al – Juma Y., Jameel Y., 2008: Effect of probiotic (Aspergillus niger)
and prebiotic (Taraxacum officinale) on blood picture and biochemical properties of
broiler chicks. International Journal of Poultry Science, 7, 12, 1182 – 1184
10) Alkhalf A., Alhaj M., Al – Homidan I., 2010: Influence of probiotic supplementation
on blood parameters and growth performance in broiler chickens. Saudi Journal of
Biological Science, 17, 219 – 225
11) Allori C., Auguero G., Ruiz H., Nader O., Perdigon G., 2000: Gut mucosa
morphology and micrflora changes in malnourished mice after renutrition with milk
and administration of Lactobacillus casei. Journal of Food Protection, 63, 83 – 90
183
12) Al-Saiady M. Y., 2010. Effect of probiotic bacteria on immunoglobulin G
concentration and other blood components of newborn calves. Journal of Animal and
Veterinary Advances, 9, 3, 604-609
13) Alves de Azerêdo G., Stamford T., de Souza E., Veras F., de Almeida E. R., de Araujo
J. M., 2010: In vivo assessment of possible probiotic properties of Zymomonas
mobilis in Wistar rat model. Electronic Journal of Biotechnology, 13, 2, 1 – 7
14) An B. K., Cho B. L., You S. J., Paik H. D., Chang H. I., Kim S. W., Yun C. W., Kang
C.W., 2008: Growth performance and antibody response of broiler chicks fed yeast
derived [beta]-glucan and single-strain probiotics. Asian Australian Journal Animal,
21, 1027-1032
15) Taherpour K., Moravej H., Shivazad M., Adibmoradi M., Yakhchali B., 2009: Effects
of dietary probiotic, prebiotic and butyric acid glycerides on performance and serum
composition on broiler chickens. African Journal of Biotechnology, 8, 10, 2329-2334
16) Mátéová S., Ńály J., Tućková M., Końĉová J.; Nemcová R., Gaálová M., Baranová D.,
2008. Effect of probiotics, prebiotics and herb oil on performance and metabolic
parameters of broiler chickens. Medycyna Weterynaryjna, 64, 294-297
17) AOAC 1990. Official Methods of Analysis. Association of Official Analytical
Chemists, Arlington,Va, 15th Edition
18) Aprikian O., Duclos V., Guyot S., Besson C., Manach C., Bernalier A., Morand C.,
Rémésy C., Demigné C., 2003: Apple pectin and a polyphenol-rich apple concentrate
are more effective together than separately on cecal fermentations and plasma lipids in
rats. The Journal of Nutrition, 133,1860-1865
19) Aryana K., J., McGrew P., 2007: Quality attributes of yogurt with Lactobacillus casei
and various prebiotics. LWT-Food Science and Technology, 40, 1808–1814
20) Asahara T., Nomoto K., Shimizu K., Watanuki M., Tanaka R., 2001: Increased
resistance of mice to Salmonella enterica serovar Typhimurium infection by synbiotic
administration of Bifidobacteria and transgalactosylated oligosaccharides. Journal of
Applied Microbiology, 91, 6, 985-96
21) Asli M. M., Hosseini S. A., Lotfollahian H., Shariatmadari F., 2007: Effect of
probiotics, yeast, vitamin E and vitamin C supplements on performance and immune
response of laying hen during high environmental temperature. International Journal
of Poultry Science, 6, 12, 895-900
22) Awad W. A., Ghareeb K., Böhm J., 2011: Evaluation of the chicory inulin efficacy
on ameliorating the intestinal morphology and modulating the intestinal
electrophysiological properties in broiler chickens. Journal of Animal Physiology and
Animal Nutrition, 95, 1, 65-72
23) Awad W. A., Böhm J., Razzazi-Fazeli E., Ghareeb K., Zentek J., 2006: Effect of
addition of a probiotic microorganism to broiler diets contaminated with
deoxynivalenol on performance and histological alterations of intestinal villi of broiler
chickens. Poultry Science, 85, 974-979
184
24) Awad W. A., Ghareeb K., Abdel-Raheem S., Böhm J., 2009: Effects of dietary
inclusion of probiotic and synbiotic on growth performance, organ weights, and
intestinal histomorphology of broiler chickens. Poultry Science, 88, 49-55
25) Awad, W. A.; Ghareeb, K.; Bo¨hm, J., 2008: Intestinal structure and function of
broiler chickens on diets supplemented with a synbiotic containing Enterococcus
faecium and oligosaccharides. International Journal of Molecular Science, 9, 2205–
2216
26) Azorín-Ortuño M., Urbán C., Cerón J. J., Tecles F., Allende A., Tomás-Barberán F.
A., Espín J. C., 2009: Effect of low inulin doses with different polymerisation degree
on lipid metabolism, mineral absorption, and intestinal microbiota in rats with fatsupplemented diet. Food Chemistry, 113, 1058–1065
27) Baba S., Ohta A., Ohtsuki M., Takizawa T., Adachi T, Hara H., 1996:
Fructooligosaccharides stimulate the absorption of magnesium from the hindgut in
rats. Nutrition Research, 16, 657- 66
28) Babicěk K., Cechová R., Simon R., Harwood M., 2007: Toxicological assessment of a
particulate yeast (1,3/1,6)- β-D-glucan in rats. Food and Chemical Toxicology, 45,
1719–1730
29) Bailey J. S., Blankenship L. C., Cox N. A., 1991: Effect of fructooligosaccharide on
Salmonella colonization of the chicken intestine. Poultry Science, 70, 2433-2438
30) Bakr H. A., Said E. M., Abd El-Tawab M. M., Hassan M. S., 2009: The impact of
probiotic (Biovet®) on some clinical, hematological and biochemical parameters in
buffalo-calves. Veterinary Medical Journal, 19, 1, 1-10
31) Barcelo A., Claustre J., Moro F., Chayvialle J. A., Cuber J. C., Plaisancie P., 2000:
Mucin secretion is modulated by luminal factors in the isolated vascularly perfused rat
colon. Gut, 46, 2, 218–224
32) Bautista-Garfias C. R., Ixta-Rodriguez O., Martinez-Gomez F., Lopez M. G., AguilarFigueroa B. R., 2001: Effect of viable or dead Lactobacillus casei organisms
administered orally to mice on resistance against Trichinella spiralis infection.
Parasite, 8, 226–228
33) Bednarek D., Szymańska – Czerwińska M., 2008: Wpływ prebiotyków na procesy
immunologiczne u zwierząt. Medycyna Weterynaryjna, 64, 3, 262-264
34) Bengmark S., 1998: Ecological control of the gastrointestinal tract. The role of
probiotic flora. Gut, 42, 2–7
35) Berleć K., Traczykowski A., 2004: Wpływ wybranych probiotyków na kształtowanie
sie makroelementów w surowicy krwi cieląt. Zeszyty Naukowe Akademii Rolniczej
we Wrocławiu, 501, 19 – 23
36) Bernardi C., Monetal D., Brughera M., Di Salvo M., Lamparelli D, Mazué G.,
Iatropoulos M. J., 1996: Haematology and clinical chemistry in rats: Comparison of
different blood collection sites. Comparative Haematology International, 6, 3, 160-166
185
37) Beynen A. C., Baas J. C., Hoekemeijer P. E., Kappert H. J., Bakker M. H., Koopman
J. P., Lemmens A. G., 2002: Faecal bacterial profile, nitrogen excretion and mineral
absorption in healthy dogs fed supplemental oligofructose. Journal of Animal
Physiology and Animal Nutrition, 86, 9, 298-305
38) Bielecka M., Biedzycka E., Majkowska A., Juśkiewicz J., Wróblewska M., 2002:
Effect of non - digestible oligosaccharides on gut microecosystem in rats. Food
Research International, 35, 139 – 144
39) Bindelle J., Leterme P., Buldgen A., 2008: Nutritional and environmental
consequences of dietary fibre in pig nutrition: a review. Biotechnology Agronomic
Society Environmental, 12, 1, 69-80
40) Birkedal-Hansen H., 1993: Role of cytokines and inflammatory mediators in tissue
destruction. Journal Periodont Research, 28, 500 -510
41) Blottiere H., Cherbut C., Le Blay G., Michel C., 1999: Prolonged intake of fructo –
Oligosaccharides Inductes a Short – Term Elevation of Lactic Acid – Producting
Bacteria and a Persistent Increase in Cecal Butyrate in Rats. American Society for
Nutritional Sciences, 2231 – 2235
42) Bobel B., Sokół J., 2002: Probiotyki w żywieniu tuczników. Trzoda Chlewna, 40, 1,
46 – 48
43) Bolognani F., Rumney C. J., Pool-Zobel B. L., Rowland I. R., 2001: Effect of
lactobacilli, bifidobacteria and inulin on the formation of aberrant crypt foci in rats.
European Journal of Nutrition, 40, 293–300
44) Bomba A., Nemcová R., Gancarcíková S., Herich R., Guba P., Mudronová D., 2002:
Improvement of the probiotic effect of microorganisms by their combination with
maltodextrins, fructooligosaccharides and polyunsaturated fatty acids. British Journal
of Nutrition, 88, S1, S95 S99
45) Bosscher D., Van Loo J., Franck A., 2005: Inulin and oligofructose as functional
ingredients to improve bone mineralization. International Dairy Journal, 16, 10921097
46) Brown G. D., Gordon S., 2001: Immune recognition. A new receptor for beta-glucans.
Nature, 6, 413, 36 -7
47) Brown R. C., Kelleher J., Losowsky M. S., 1979: The effect of pectin on the structure
and function of the rat small intestine. British Journal of Nutrition, 42, 3, 357–365
48) Brownlee I. A., 2011: The physiological roles of dietry Fibre. Food Hydrocolloids, 25,
238-250
49) Brownlee I. A., Allen A., Pearson J. P., Dettmar P. W., Havler M. E., Atherton M. R.,
Onsøyen E., 2005: Alginate as a source of dietary fiber. Critical Reviews in Food
Science and Nutrition, 45, 6, 497–510
50) Brownlee I. A., Havler M. E., Dettmar P. W., Allen A., Pearson J. P., 2003: Colonic
mucus:secretion and turnover in relation to dietary fibre intake. Proceedings of the
Nutrition Society, 62, 1, 245–249
186
51) Bruno R., Rutigliano H., Cerri R., Robinson P., Santos J., 2009: Effect of feeding
Saccharomyces Cerevisiae on performance of dairy cows during summer heat stress.
Animal Feed Science and Technology, 150, 3, 175-186
52) Brzóska F., 2007: Efektywność kwasów organicznych i synbiotyku w żywieniu
kurcząt rzeźnych. Medycyna Weterynaryjna, 63, 7, 831–835
53) Brzóska F., Brzybowski R., Stecka K., Pieszka M., 1999: Nutritive efficacy of selected
probiotic microorganisms in chicken broilers. Roczniki Nauk Zootechnicznych, 26, 4,
291-301
54) Brzóska F., Buluchevskij S., Stecka K., Śliwiński B., 2007: The effects of lactic acid
bacteria and mannan oligosaccharide, with or without fumaric acid, on chicken
performance, slaughter yield and digestive tract microflora. Journal of Animal Feed
Science, 16, 241–251
55) Brzóska F., Śliwiński B., Stecka K., Wawrzyński M., 2008: Efektywność bakterii
probiotycznych, kwasu fumarowego i prebiotyku w żywieniu kurcząt rzeźnych.
Roczniki Naukowe Zootechniki, 35, 2, 173-185
56) Buddington K. K., Donahoo J. B., Buddington R. K., 2002: Dietary oligofructose and
inulin protect mice from enteric and systemic pathogens and tumor inducers. The
Journal of Nutrition, 132, 472–477
57) Budiño F. E .L., Thomaz M.C., Kronka R. N., Nakaghi L. S. O., Tucci F. M., Fraga A.
L., Scandolera A. J., Huaynate R. A. R., 2005: Effect of probiotic and prebiotic
inclusion in weaned piglet diets on structure and ultra-structure of small intestine.
Brazilian Archives of Biology and Technology, 48, 6, 921-929
58) Butler G. M., Giffard R. N., Howard P. M., Stanley G., 2007: Prebiotic and Synbiotic
fructooligosaccharides administration fails to reduce the severity of experimental
colitis in rats. Diseases Colon and Rectum, 50, 1061-1069
59) Buts J., Keyser N., Raedemaker L., 1994: Saccharomyces boulardii enhances rat
intestinal enzyme expression endoluminal release of polyamines. Pediatric Research,
36, 522 – 527
60) Byrne D.V., Thamsborg S. M., Hansen L. L., 2008: A sensory description of boar taint
and the effects of crude and dried chicory roots (Cichorum intybus L.) and inulin
feeding in male and female pork. Meat Science, 79, 252–269
61) Cani P. D., Delzenne N. M., 2009: The Role of the Gut Microbiota in Energy
Metabolism and Metabolic Disease. Current Pharmaceutical Design, 15, 1546-1558
62) Capcarová M. Chmelnicka L., Kolesárová A., Massyni P., Kovacik J., 2010: Effect of
Enterococcus faecium M 74 strain on selected blood and production parameters of
laying hens. British Poultry Science, 51, 5, 614-620
187
63) Capcarová M., Hasick P., Kolesarova A., Kacaniova M., Mihok M. Pal G., 2011: The
effect of selected microbial strains on internal milieu of broiler chickens after peroral
administration. Research in Veterinary Science, 91, 132-137
64) Capcarová M., Kolesarovó A., Massanyi P., Kovacik J., 2008: Selected Blood
Biochemical and Haematological Parameters in Turkeys after an Experimental
Probiotic Enterococcus faecium M – 74 Strain Administration. International Journal of
Poultry Science, 7, 12, 1194 – 1199
65) Caspary W. F., 1992: Physiology and pathophysiology of intestinal absorption. The
American Journal of Clinical Nutrition, 55, 2995-3085
66) Çelik K., Mutluay M., Uzatici A., 2007: Effect of probiotic and organic acid od
performance and organ weights in broiler chicken. Archiva Zootechnica, 10, 51-56
67) Ĉetin N., Guclu B., 2005: The effects of probiotics and mannanooligosaccharide on
some haematological parameters in turkey. Journal Veterinary Medicine Physiology
Pathology Clinical Medicine, 52, 263 – 267
68) Chae B. J., Lohakare J. D., Moon W. K., Lee S. L., Park Y. H., Hahn T. W., 2006:
Effect of supplementation of b-glucan on the growth performance and immuny in
broilers. Research in Veterinary Science, 80, 3, 291-298
69) Charalampopoulos D., Rastall R. A., 2012: Prebiotics in foods. Current Opinion in
Biotechnology, 3, 2, 187-91
70) Chaucheyras-Durant, F., Durant, H., 2010. Probiotics in animal nutrition and health.
Beneficial Microbes, 1, 3-9
71) Chen Y. C., Chen T. C., 2004: Mineral utilization in layers as influenced by dietary
oligofructose and inulin. International Journal of Poultry Science, 3, 442–445
72) Chen Y. C., Nakthong C., Chen T. C., 2005: Effect of chicory fructans on egg
cholesterol in commercial laying hen. International Journal of Poultry Science, 4, 109114
73) Chen Y. C., Nakthong C., Chen T. C., 2005: Improvement of laying hen performance
by dietary prebiotic chicory oligofructose and inulin. International Journal of Poultry
Science, 4, 103-108
74) Chen Y. J., Min B. J., Cho J. H., Kwon O. S., Son K. S., Kim H. J., Kim I. H., 2006:
Effects of dietary Bacillus-based probiotic on growth performance, nutrients
digestibility, blood characteristics and fecal noxious gas content in finishing pigs.
Asian-Australian Journal of Animal Science, 19, 4, 587–59
75) Cheng Y. H., Lee D. N., Wen C. M., Weng C. F., 2004: Effects of β-glucan on
lymphocyte proliferation, macrophage chemotaxis and specific immune responses
broiler. Asian Australian Journal of Animal Science, 17, 1145-1149
188
76) Cherbut C., Michel C., Lecannu G., 2003: The prebiotic characteristics of
Fructooligosaccharides are necessary for reduction of TNBS-induced colitis in rats.
The Journal of Nutrition, 133, 21–27
77) Chichlowski M., Croom W. J., Edens F. W., Mc Bride B. W., Qiu R., Chiang C. C.,
Daniel L. R., Havenstein G. B., Koci M. D., 2007: Microarchitecture and spatial
relationship between bacteria and ileal, cecal, and colonic epithelium in chicks fed a
direct-fed Microbial, PrimaLac and Salinomycin. Poultry Science, 86, 1121–1132
78) Cieślik E, Gębusia A., 2011: Żywność funkcjonalna z dodatkiem fruktanów. Żywność
Nauka Technologia Jakość, 2, 27-37
79) Cieślik E. i Topolska K., 2009: Effect of inulin-type fructans on body weight gain and
selected biochemical parameters at calcium hypoalimentation in rats. Polish Journal of
Food and Nutrition Sciences, 59, 2, 163-168
80) Compton R., Williams D., Browder W., 1996: The beneficial effect of enhanced
macrophage function on the healing of bowel anastomoses. American Surgery, 62, 1,
14-20
81) Coudray C, Feillet-Coudray C., Tressol J.C. et al., 2005: Stimulatory effect of inulin
on intestinal absorption of calcium and magnesium in rats is modulated by dietary
calcium intakes Short- and long-term balance studies. European Journal of Nutrition,
44, 5, 293-302
82) Coudray C., Bellanger, J., Castíglia-Delavaud, C., Vermorel, V., Rayssiguier, Y. 1997:
Effect of soluble or partly soluble dietary fibres supplementation on absorption and
balance of calcium, magnesium, iron, and zinc in healthy young men. European
Journal of Clinical Nutrition, 51, 375–380
83) Cox C. M., Stuard L. H., Kim S., McElroy A.P., Bedford M.R., Dalloul R.A., 2010:
Performance and immune responses to dietary beta-glucan in broiler chicks. Poultry
Science, 89, 9, 1924-33
84) Cummings J.H., Macfarlane G.T., Englyst H.N., 2001: Prebiotic digestion and
fermentation. American Journal of Clinical Nutrition, 73, Supl., 425 - 420S
85) Dalloul R. A., Lillehoj H. S.,Shellem T. A., Doerr J. A., 2003: Enhanced mucosal
immunity aganist Eimeria acervulina in broilers fed Lactobacillus – based probiotic.
Poultry Science, 82, 62 – 66
86) De Azeredo G., Stamford T., de Souza E., Veras F., Araujo J., 2010: In vivo
assessment of possible probiotic properties of Zymomonas mobilis in Wistar rat
model. Electronic Journal of Biotechnology, 13, 2, 1 – 7
87) Delaney B., Carlson T., Frazer S., Zheng T., Hess R., Ostergren K., Kierzek K.,
Haworth J., Knutson N., Junker K., Jonker D., 2003: Evaluation of the toxicity of
concentrated barley β-glucan in a 28-day feeding study in Wistar rats. Food and
Chemical Toxicology, 41, 477 - 487
189
88) Delgado G. T. C., Tamashiro W. M. D. S. C., Junior M. R. M., Moreno Y. M. F.,
Pastore G.M., 2011: The putative effects of prebiotics as immunomodulatory agents.
Food Research International, 44, 10, 3167–3173
89) Delzenne N. M., Kok N., 1998: Effect of non-digestible fermentable carbohydrates on
hepatic fatty acid metabolism. Biochemica Society Transactions, 26, 228-230
90) Delzenne N., Aertssens, J., Verplaetse, H., Roccaro, M., Roberfroid, M., 1995: Effect
of fermentable fructo-oligosaccharides on mineral, nitrogen, and energy digestive
balance in the rat. Life of Science, 57, 1579–87
91) Delzenne N.M., Kok N.N., 1999: Biochemical basis of oligofructose – inducted
hypolipidemia in animal models. The Journal of Nutrition, 129, 3, 1467S -1470S
92) Depta A., 2001. Probiotyki – właściwości i ich rola, i znaczenie oraz możliwości
stosowania w profilaktyce i leczeniu schorzeń przewodu pokarmowego u prosiąt.
Trzoda chlewna, 39, 7,98–100
93) Devegowda G., Arvind B. R., Morton M. G., 1996: Saccharomyces cerevisiae and
mannanooligosacharides to counteract aflatoxicosis in broilers. Proc. Australian
Poultry Science Symphosium in Sydney 8, 103–106
94) Dobicki A., Preś J., Zachwieja A., Kwaśnicki R., 2006: Saccharomyces cerevisiae
preparations in the feeding of cows and their effect on milk yield and composition as
well as rumen microorganisms. Electronic Journal of Polish Agricultural Universities
(EJPAU), 9, 4,48
1. Dobicki A., Preś J., 2006: Drożdże piwne w żywieniu cieląt i krów mlecznych. Bydło,
7, 24-27
2. Dobicki A., Preś J., Fuchs B., Łuczak W., 2004: Znaczenie drożdży piwnych w
żywieniu bydła i trzody chlewnej. Przegląd hodowlany, 2, 5-10
3. Dobicki A., Preś J., Łuczak W., Szyrner A., 2005: Wpływ dodatku suszonych drożdży
piwnych na przyrosty masy ciała, wskaźniki fizjologiczno-biochemiczne krwi i rozwój
drobnoustrojów żwacza cieląt. Medycyna Weterynaryjna, 61, 946-949
4. Dobicki A., Preś J., Zachwieja A., Mordak R., Jakus W., 2007: Wpływ preparatów
drożdżowych na wybrane parametry biochemiczne krwi i skład mleka krów.
Medycyna Weterynaryjna, 63, 8, 955-959
5. Dobrzański Z., Dolińska B., Chojnacka K., Opaliński S., Ryszka F., 2006: Znaczenie
drożdży w żywieniu zwierząt gospodarczych. Medicina Veterinaria, 5, 2, 49-66
6. Dock D. B., Aguilar-Nascimento J. E., Latorraca M. Q., 2004: Probiotics enhance the
recovery of gut atrophy in experimental malnutrition. Biocell, 28, 2, 143-150
95) Dolezal P., Dolezal J., Trinacty J., 2005: The effect of Saccharomyces cerevisiae on
ruminal fermentation in dairy cows. Czech Journal of Animal Science, 50, 11, 503–
510
190
96) Dritz S. S., Shi J., Kielian T. L., Goodband R. D., Nelsen J. L., Tokach M. D.,
Chengappa M.M., Smith J.E., Blecha F., 1995.: Influence of dietary β-glucan on
growth performance, nonspecific immunity, and resistance to Streptococcus suis
infection in wealing pigs. Journal of Animal Sciences, 73, 3341-3350
97) Drzymała-Czyż S., Banasiewicz T., Tubacka M., Majewski P., Biczysko M.,
Kościński T., Drews M., Walkowiak J., 2011: Inulin supplementation in rat model of
pouchitis. Acta Biochemica Polonica, 58, 3, 381–384
98) Dziuba M, Tokarska G., 2001: Wybrane zagadnienia z zakresu działania probiotyków.
Trzoda Chlewna, 39, 11, 81-83
99) Eicher S. D., Mc Kee C. A., Carroll J. A., Pajor E. A., 2006: Supplemental witamin C
yeast cell wall β-glucan as growth enhancers in newborn pigs and as
immunomodulators after an endotoxin challenge after wealing. Journal of Animal
Sciences, 84, 2352-2360
100) El - Banna H. A., El - Zorba H. Y., Atitta T. A., Abd Elatif A., 2010: Effect of
probiotic, prebiotic and synbiotic on broiler performance. World Applied Science, 11,
388–393
101) El-Jakee J., Moussa M., Nada S. A., Mohamed Kh. F., Ashgan M. H., Mohamed M.
L., 2010: Influence of Probiotics Mixture on Salmonella typhimurium in Mice.
International Journal of Microbiological Research, 1, 2, 50-61
102) Elrayeh A. S., Yildiz G., 2012: Eff ects of inulin and β-glucan supplementation in
broiler diets on growth performance, serum cholesterol, intestinal length, and immune
system. Turkey Journal Veterinary of Animal Sciences, 36, 4, 388-394
103) Estrada A., Drew M. D., van Kessel A., 2001: Effect of the dietary supplementation
of fructooligosaccharides and Bifidobacterium longum to early-weaned pigs on
performance and fecal bacterial populations. Canadian Journal of Animal Sciences,
81, 141–148
104) Fåk F., Ahrné S., Linderoth A., Molin G., Jeppsson B., Westrőm B. 2008: Age –
related Effects of probiotic bacterium Lactobacillus plantarum 299v on gastroinestinal
function in suckling rats. Digestive Diseases and Sciences, 53, 664 – 671
105) FAO/WHO 2002: Guidelines for the Evaluation of Probiotics in Food, Report of a
Joint FAO/WHO Working Group on Drafting Guidelines for the Evaluation of
Probiotics in Food. London, Ontario, Kanada,
106) Farnworth E. R., Modler H. W., Jones J. D., Cave N., Yamazaki H., Rao A. V.,
1992: Feeding Jerusalem artichoke flour rich in fructooligosaccharides to weanling
pigs. Canadian Journal of Animal Sciences, 72, 977–980
107) Femia A., Luceri C., Dolara P., Giannini A., Biggeri A., Salvadori M., Clune Y.,
Collins K., Paglierani M., Caderni G., 2002: Antitumorigenic activity of the prebiotic
inulin enriched with oligofructose in combination with the probiotics Lactobacillus
rhamnosus and Bifidobacterium lactis on azoxymethaneinduced colon carcinogenesis
in rats. Carcinogenesis, 23, 1953–1960
191
108) Fiocchi C., 1998: Inflammatory bowel disease: Etiology and pathogenesis.
Gastroenterology, 115, 182 - 205
109) Fiordaliso M., Kok N., Desager J. P., Goethals F., Deboyser D., Roberfroid M.,
Delzenne N., 1995: Dietary oligofructose lowers triglycerides, phospholipids and
cholesterol in serum and very low density lipoproteins in rats. Lipids, 30, 163-167
110) Fleige S., Preißinger W., Meyer H. H. D., Pfaffl M.W., 2007: Effect of lactulose on
growth performance and intestinal morphology of pre-ruminant calves using a milk
replacer containing Enterococcus faecium. Animal, 1, 367–373
111) Frence J., Kos B., Svetec I., Zgaga Z., Beganović J., Leboń A., Ńuńković J., 2009:
Synbiotic effect of Lactobacillus helveticus M92 and prebiotics on the intestinal
microflora and immune system of mice. Journal of Dairy Research, 76, 98-104
112) Frias R., Ouwenhand A., Spillmann T., Vankerckhoven V., Hewicker-Trautwein M.,
Salminen S., Gueimonde M., 2009: Effect of clinical and probiotic Lactobacillus
rhamnosus strains on intestinal permeability and bacterial translocation in healthy and
colitic rats. Food Research International, 42, 636-640
113) Fuchs B., Frericks J., Szuba-Trznadel A., Ragaller V., Lira R., 2011: Wpływ
preparatów złożonych z mannanów i β-D-1-3/1-6-glukanów na wskaźniki
produkcyjne i fizjologiczne prosiąt w okresie okołoodsadzeniowym. Zeszyty
Naukowe UP we Wrocławiu, Biologia i Hodowla Zwierząt, LXII, 580, 131–141
114) Fuchs B., Preś J., Szuba-Trznadel A., Zawadzki A., 2005: Zastosowanie suszonych
drożdży piwnych w żywieniu warchlaków jako substytutu antybiotyku. Acta
Scientiarum Polonorum, Zootechnica, 4, 2, 51-58
115) Fuchs B., Rząsa A., Szuba-Trznadel A., Haremza D., 2007: Preparat drożdży
piwnych podawany lochom prośnym i karmiącym jako czynnik stymulujący
produkcyjności zdrowotność prosiąt. Acta Scientiarum Polonorum, Zootechnica, 6, 4,
17–28
116) Fukata T., Sasai K., Miyamoto T., Baba E., 1999: Inhibitory effects of competitive
exclusion and fructooligosaccharide, singly and in combination, on Salmonella
colonization of chicks. Journal of Food Protection, 62, 229–233
117) Fukunaga T., Sasaki M., Araki Y., Okamoto T., Yasuoka T., Tsujikawa T., et al.,
2003: Effect of soluble fiber pectin on intestinal cell proliferation, fecal short chain
fatty acid production and microbial population. Digestion, 67, 42–9
118) Fuller R., 1989: Probiotics in man and animals. Journal of Applied Bacteriology, 66,
5, 365–78
119) Fuller R., 1991: Probiotics in human medicine. Gut, 32, 439-442
120) Fuller R., Gibson G. R., 1997: Modification of the intestinal microflora using
probiotics and prebiotics. Scandynawian Journal of Gastroenterology, 32, 28–31
192
121) Galdeano C. M., de Moreno de Le Blanc A., Vinderola G., Bonet M. E., Perdigon G.,
2007: Proposed model: mechanisms of immunomodulation induced by probiotic
bacteria. Clinical Vaccine Immunology, 14, 485-492
122) Gallaher D. D., Khil, J., 1999: The effect of synbiotics on colon carcinogenesis in
rats. The Journal of Nutrition, 129, 1483–1487
123) Gallaher D. D., Stallings W. H., Blessing L. L., Bush, F. F., Brady L. J., 1996:
Probiotics, cecal microflora and aberrant crypts in the rat colon. The Journal of
Nutrition, 126, 1362-1371
124) Gedek B., 1994: Probiotika. Űbersicht Z. Tierernähr, 1, 134 -140
125) Gedek B., 2001: Erhohter Mytoxin belastung mit Hefenbegegen. Krafifutter,4, 1-2
126) Geier M. S., Butler R. N., Giffard P. M., Howarth G. S., 2007: Lactobacillus
fermentum BR11, a potential new probiotic, alleviates symptoms of colitis induced by
dextran sulfate sodium (DDS) in rats. International Journal of Food Microbiology,114,
267-274
127) Giang H. H., 2010: Impact of Bacteria and Yeast with Probiotic Properties on
Performance, Digestibility, Health Status and Gut Environment of Growing Pigs in
Vietnam, Doctoral Thesis Swedish University of Agricultural Sciences Uppsala, Acta
Universitatis agriculturae Sueciae
128) Gibson G. R., Roberfroid M. B., 1995: Dietary modulation of the human colonic
microbiota. Introducing the concept of prebiotics. The Journal of Nutrition, 125, 1401
-1412
129) Gibson G. R, 2003: Prebiotics.
Gastroenterology, 18, 287- 298
Best
Practice
and
Research.
Clinical
130) Gibson G. R., Probert H. M., Van Loo J., Rastall R. A., Roberfroid R. B., 2004:
Dietary modulation of the human colonic microbiota: updating the concept of
prebiotics. Nutrition Research Reviews, 17, 259-275
131) Gibson G. R., Roberfroid M. B., 2008: Editors, Handbook of Prebiotics, CRC Press
2008
132) Simon O., 2010: An interdisciplinary study on the mode of action ofprobiotics in
pigs. Journal of Animal and Feed Sciences, 19, 230–243
133) Gill H. S., Shu Q., Lin H., Rutherfurd K. J., Cross M. L., 2001: Protection against
translocating Salmonella typhimurium infection in mice by feeding the immuneenhancing probiotic Lactobacillus rhamnosus strain HN.001. Medical Microbiology
and Immunology, 190, 97-104
134) Goldin B. R., Gorbach S. L., 1980: Effect of Lactobacillus acidophi-lus dietary
supplements on 1, 2-dimethylhydrazine dihydrochloride-induced intestinal cancer in
rats. Journal of the National Cancer Institute, 64, 263–265
193
135) González-Tomás L., Bayarri S., Costell E., 2009: Inulin-enriched dairy desserts:
Physicochemical and sensory aspects. Journal of Dairy Science, 92, 4188 – 4199
136) Górska S., Jarząb A., Gamian A., 2009: Bakterie probiotyczne w przewodzie
pokarmowym człowieka jako czynnik stymulujący układ odpornościowy. Postępy
Higieny Medycyny Doświadczalnej, 63, 653-667
137) Gråsten S. M., Pajarib A. M., Liukkonenc K. H., Karppinenc S., Mykkanena H. M.,
2002: Fibers with different solubility characteristics alter similarly the metabolic
activity if intestinal micro biota in rats fed cereal brans and inulin. Nutrion Research,
22, 1435 – 1444
138) Grela E., 2004: Optymalizacja żywienia świń z wykorzystaniem nowej generacji
dodatków paszowych. Prace i Materiały Zootechniczne, 15, 53-63
139) Grela E., Pastuszak J., 2001. Oligosacharydy w żywieniu świń. Trzoda Chlewna, 5,
69 – 72
140) Grela E., Semeniuk V., 2006: Konsekwencje wycofania antybiotykowych
stymulatorów wzrostu z żywienia zwierząt. Medycyna Weterynaryjna, 62, 5, 502– 507
141) Grela R., Semeniuk V., 1999. Probiotyki w produkcji zwierzęcej. Medycyna
Weterynaryjna, 55, 222 – 228
142) Gujjar S. R., Ahmad M., Javid S. R., 2006: Effect of Biovet and probiotic (BMtechnology) on milk production in lactating bufalloes. The Pakistan Veterinary
Journal, 26, 4, 201-203
143) Hadjipanayiotou M., Antoniou I., Photiou A., 1997: Effects of the inclusion of yeast
culture on the performance of dairy ewes and goats and the degradation of feedstuffs.
Livestock Production Scince, 48, 129-134
144) Haghighi H. R., Gong J., Gyles C. L., Hayes M. A., Sanei B., Parvizi P., GisaviH.,
Chambers J. R., Sharif S., 2005: Modulation of Antibody-Mediated Immune Response
by Probiotics in Chickens. Clinical and Vaccine Immunology, 12, 1387-1392
145) Haghighi H., Gong J., 2006: Probiotic stimulate production of natural antibodies in
chickens. Clinical and Vaccine Immunology, 13, 975 – 980
146) Hahn T. W., Lohakare J. D., Lee S. L., Moon W. K., Chae B. J., 2006: Effect of
supplementation of b-glucan on growth performance, nutrient digestibility and
immunity in weaning pigs. Journal of Animal Science, 84, 1422-1428
147) Hamilton-Miller J. M. T., 2004: Probiotics and prebiotics in the elderly. Postgraduate
Medical Journal, 80, 447-451
148) He G., Baidoo S. K., Yang Q., Golz D.,Tungland B., 2002: Evaluation of chicory
inulin extracts as feed additive for early-weaned pigs. Journal of Animal Science, 80,
Suppl. 1, 81
194
149) Herich R., Revajova V., Levkut M., Bomba A., Nemcova R., Guba P., Gancarcikova
S., 2002: The effect of Lactobacillus paracasei and Raftilose P95 upon the nonspecific immune response of piglets. Food Agricultural Immunology, 14, 171-179
150) Hester S. N., Comstock S. S, Thorum S. C, Monaco M. H, Pence B. D, Woods J. A,
Donovan S. M., 2012: Intestinal and systemic immune development and response to
vaccination are unaffected by dietary (1,3/1,6)-β-D-glucan supplementation in
neonatal piglets. Clinical and Vaccine Immunology, 19, 9, 1499-508
151) Hiss S., Sauerwein H., 2003: Influence of dietary b-glucan on growth performance,
lymphocyte proliferation, specific immune response and haptoglobin plasma
concentration in pigs. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition, 87, 2-11
152) Holzapfel W. H., Schillinger U., 2002: Introduction to pre and probiotiocs. Food
Research International, 35, 109-116
153) Hongtao B., Xiuzhen N., Xiaoyu L., Jeff I., Guihua T., Yifa Z., Jimin Z., 2009: A
novel water-soluble β-(1-6)-D-glucan isolated from the fruit bodies of Bulgaria
inquinans (Fries). Carbohydrate Research, 344, 1254–1258
154) Houdijk J. G. M., Bosch M. W., Tamminga S., Verstegen M.W.A., Berenpas E.J.,
Knoop H.,1999: Apparent ileal and total tract nutrient digestion by pigs as affected by
dietary non-digestible oligosaccharides. Journal of Anim Science, 77, 148–158
155) Houdijk J., Bosch M., Verstegen M., Berenpas E., 1998: Effects of dietary
oligosaccharides on the growth performance and faecal characteristics of young
growing pigs. Animal Feed Science and Technology, 71, 35 – 48
156) Hso-Chi Chaung, Tzou-Chi Huang, Jou-Hui Yu, Mei-Li Wu, Wen-Bin Chung, 2009:
Immunomodulatory effects of beta-glucan on porcine alveolar macrophages and bone
marrow haematopoietic cell-derived dendritic cells. Veterinary Immunology and
Immunopathology, 131, 147-157
157) Huang M., Choi Y., Li S., Piao X., Ren J., 2004: Effect of Lactobacilli and
acidophilic fungus on the production performance and immune responses in broiler
chickens. Poultry Science, 83, 5, 788 – 795
158) Huebner J., Wehling R. L., Hutkins R. W., 2007: Functional activity of commercial
prebiotics. International Dairy Journal, 17, 770–775
159) Huff G. R., Farnell M. B., Huff W. E., Rath N. C., Solis F. de los Santos., Donoghue
A. M., 2006: Effect of dietary yeast extract on hematological parameters, heterophil
function and bacterial clearance in turkey poults challenged with E. coli and subjected
to transport. European Symposium on Poultry Nutrition
160) Huff G. R., Huff W. E., Rath N. C., Tellez G., 2006: Limited treatment with β-1,3/
1,6-glucan improves production values of broiler chickens challenged with
Escherichia coli. Poultry Science, 85, 613-618
161) Hunter K. W., Gault R. A., Berner M. D., 2002: Preparation of microparticulate betaglucanfrom Saccharomyces cerevisiae for use in immunepotentiation. Letters in
Applied Microbiology, 35, 267–272
195
162) Hunter K. W., Washburn R., 1998: Efficacy of topical antimicrobial acid and
immunostimulatory -Glucan in Animal Models of Cutaneous Infection. Applied
Research Grant
163) Ichikawa H., Kuroiwa T., Inagaki A., Shineha R., Nishihira T., Satomi S., Sakata T.
1999. Probiotic bacteria stimulate gut epithelial cell proliferation in rat. Digestive
Diseases and Sciences, 44, 2119 – 2123
164) Ishida-Fujii K., Sato R., Goto R., Tang X. P., Kuboki H., Hirano S. I., Sato M., 2007:
Prevention of pathogenic Escherichia coli infection in mice and stimulation of
macrophage activation in rats by an oral administration of probiotic Lactobacillus
casei I-5. Biosciences. Biotechnology. Biochemistry. 71, 4, 866-873
165) Isolaurii E., Sütas Y., Kankaanpää P., Arvilommi H., Salminen S., 2001: Probiotics:
Effects on immunity. American Journal of Clinical Nutrition, 73, 444S-450S
166) Ivković M., Perić L., Ņikić D., Cvetković D., Glamoćić D., Spring P., 2012: Effects
of a novel carbohydrate fraction on broiler performance and intestinal function. South
African Journal of Animal Science, 42, 2, 131-138
167) Iyer C., Kosters A., Sethi G., Kunnumakkara A. B., Aggarwal B. B., Versalovic J.,
2008: Probiotic Lactobacillus reuteri promotes TNF induced apoptosis in human
myeloid leukemia-derived cells by modulation of NF-kappaB and MAPK signalling.
Cell Microbiology, 10, 1442-1452
168) Jaehrig S. C., Rohn S., Kroh L. W., Wildenauer F. X., Lisdat F., Fleischer L. G.,
Kurz T., 2008: Antioxidative effect of (1-3), (1-6)-β-G-glucan from Saccharomyces
cerevisiae grown on different media. Food Science and Technology, 41, 868-877
169) Jamas S., Easson D., Ostroff G., 2002: Underivatilized aqueous soluble beta (1,3)
glucan, composition and method of making same. U.S. Patent Application
20020032170, 2002, 14,
170) Janik A., Koska M., Paluch U., Pieszka M., Barowicz T., 2006 : Probiotyki w
żywieniu prosiąt. Wiadomości Zootechniczne, R. XLIV, 1, 3-9
171) Janik A., Pieszka M., 2008: Znaczenie probiotyków, prebiotyków, zakwaszaczy i
ziół w żywieniu prosiąt. Hodowla Trzody Chlewnej, 1, 6-12
172) Janocha A., Milczarek A., Osek M., Turyk Z., 2010: Efektywność bakterii
probiotycznych i prebiotyku w zywieniu kurcząt brojlerów. Acta Scientarum
Polonorum, Zootechnica, 9, 1, 21–30
173) Jatkauskas J., Vrotniakiene V., 2010: Effects of probiotic dietary supplementation on
diarrhoea patterns, faecal microbiota and performance of early weaned calves.
Veterinarni Medicina, 55, 494-503
174) Jenkins D. J. A., Kendall C. W. C, Vuksan V., 1999: Inulin, oligofructose and
intestinal function. The Journal of Nutrition, 129, 1431S-1433S
196
175) Jensen B. B., 2006:. Prevention of boar taint in pig production. Factors affecting the
level of skatole. Acta Veterinaria Scandinavica, 48, S6
176) Jensen M. T., Cox R. P., Jensen B. B., 1995. Microbial production of skatole in the
hind gut of pigs given different diets and its relation to skatole deposition in backfat.
Animal Sciences, 6, 293–304
177) Jin L. Z., Ho Y. W, Abdullah N, Jalaludin S., 1996:. Influence of dried Bacillus
subtilis and lactobacilli cultures on intestinal microflora and performance in broilers.
Asian-australas. Journal of Animal Sciences, 9, 397-404
178) Jin L. Z., Y. W. Ho, Abdullah N., Jalaludin S., 1997: Probiotics in poultry: Modes
of action. World’s Poultry Science Journal, 53, 352–368
179) Jin L. Z., Y. W. Ho, Abdullah N., Jalaludin S., 2000: Digestive and bacteria enzyme
activities in broilers fed diets supplemented with Lactobacillus cultures. Poultry
Science, 79, 886–891
180) Jin L. Z., Y. W. Ho, Abdullah N., Jalaludin S., 1998: Growth performance, intestinal
microbial populations and serum cholesterol of broilers fed diets containing
Lactobacillus cultures. Poultry Science, 77, 259–1265
181) Jin L., Ho Y., Abdullah N., Ali M., Jalaludin S., 1998: Effects of adherent
Lactobacillus cultures on growth, weight of organs and intestinal microflora and
volatile fatty acids in broilers. Animal Feed Science Technology, 70, 197 – 209
182) Jonker D., Hasselwander O., Tervilä-Wilo A., Tenning P. P., 2009: 28day oral
toxicity study in rats with high purity β-glucan (Glucagel). Food and Chemical
Toxicology, 48, 422–428
183) Józefiak D., Kaczmarek M., Rutkowski A., 2008: A note on the effects of selected
prebiotics on the performance and ileal microbiota of broiler chickens. Journal of
Animal and Feed Science, 17, 392–397
184) Józefiak D., Krejpcio Z., Trojanowska K., Wójciak R.W., Tubacka M., 2005: Effect
of dietary inulin on microbial ecosystem and concentrations of volatile fatty acids in
rat’s caecum. Journal of Animal and Feed Science, 14, 171-178
185) Jurgens M. H., Rikabi R. A., Zimmerman D. R., 1997: The effect of dietary active
dry yeast supplement on perfor of sows during gestation-lactation and their pigs.
Journal of Animal and Feed Science,75, 3, 593-7
186) Jurgoński A., Juskiewicz J., Zduńczyk Z., 2008: Compartive effect of dietary levels
of celulose and fructooligosaccharides on fermentative in the cecum of rats. Journal of
Animal and Feed Science, 17, 88- 99
187) Juśkiewicz J., Jankowski J., Zduńczyk Z., Mikulski D., 2006: Performance and
gastrointestinal tract metabolism of turkeys fed diets with different contents of
fructooligosaccharides. Poultry Science, 85, 886-891
197
188) Juśkiewicz J., Semaskaite A., Zduńczyk Z., Wróblewska M., Gruņauskas R.,
Juśkiewicz M., 2007: Minor effect of the dietary combination of probiotic
Pediococcus acidilactici with fructooligosaccharides or polysaccharidases on
beneficial changes in the cecum of rats. Nutrition Research, 27, 133–139
189) Juśkiewicz J., Wróblewska M., Jarosławska J., Baliński P., Matuseviĉius P.,
Zduńczyk P., Biedrzycka E., Zduńczyk Z., 2009: 1 Effects of inulin supplemented to
cellulose-free or cellulose-rich diets on caecal environment and biochemical blood
parameters in rats. Journal of Animal and Feed Sciences, 18, 709–722
190) Juśkiewicz J., Zduńczyk Z., 2004: Effects of cellulose, carboxymethylocellulose and
inulin fed to rats as single supplements or in combination on their caecal parameters.
Compparative Biochemistry and Physiology – Part A, Molecilar and integrative
physiology,139, 4, 513–519
191) Juśkiewicz J., Zduńczyk Z., Jankowski J., Król B., 2002: Caecal metabolism in
young turkey fed diets supplemented with oligosaccharides. Archive Geflugelkunde,
66, 206-210
192) Juśkiewicz J., Zduńczyk Z., Wróblewska M., 2005: The effect of the administration
of cellulose and fructans with different degree of polymerization to rats on cecal
fermentation and biochemical indicators in the serum. Czech Journal of Animal
Science, 50, 273–280
193) Ju-Woon Lee M., Eui-Hong Byun K., Nak-Yun Sung N., Hanumantha R., Balaji
Raghavendran N., Eui-Baek Byun M., Jae-Hun Kim Z., Jong-il Choi, Myung-Gon S.,
Myung-Woo B., 2009: Effect of gamma irradiation on the efficacy of β-glucan against
acetaminophen inducted toxicity in mice. Chemico-Biological Interaction, 180, 98-105
194) Kabir S., Rahman M., Hosain M., Akand M., 2005: Viability of probiotics in
balancing intestinal flora and effecting histological changes of crop and caecal tissues
of broilers. Biotechnology, 4, 4, 325 – 330
195) Kam L., Pizarro T., Cominelli F., 1995: Cytokines and chemokines in inflammatory
bowel disease. Current Opinion in Gastroenterology, 11, 305-309
196) Kamalzadeh A., Hosseini A., Mordai S., 2009: Effect of Yeast Glucomannan on
performance of broiler chickens. International Journal of Agruculture and Biology,
11, 1, 49-53
197) Kapka-Skrzypczak L., Niedźwiecka J., Wojtyła A., Kruszewski M., 2012: Probiotyki
i prebiotyki jako aktywny składnik żywności funkcjonalnej. Pediatric Endocrinology,
Diabetes and Metabolism, 18, 2, 79-83
198) Karczmarewicz E., Skorupa E., Lorenc R. S., 2002: Wpływ probiotyków i
prebiotyków na gospodarkĘ wapniowo-fosforanową i metabolizm kostny. Pediatria
Współczesna. Gastroenterologia, Hepatologia i Żywienie Dziecka, 4, 1, 63-69
199) Kaur N., Gupta H., 2002: Applications of inulin and oligofructose in health and
nutrition. Journal of Bioscience, 27, 703–714
198
200) Kenny M., Smidt H., Mengheri E., Miller B., 2011: Probiotics – do they have a role
in the pig industry? Animal, 5, 3,462–470
201) Kinal S., Korniewicz A., Rząsa A., Korniewicz D., Białoń K., Lubojemska B., 2007:
Effect of Saccharomyces cerevisiae yeast metabolites on colostrum quality and
passive immunity transfer in calves. Bulletin of the Veterinary Institute in Pulawy, 51,
1, 97-103
202) Kirat D., Kondo K., Shimada R., Kato S., 2009: Dietary pectin up-regulates
monocaboxylate transporter1 in the rat gastrointestinal tract. Experimental Physiology,
94, 4, 422–433
203) Kivelä R. L., Nystrőm L., Salovaara N. H., Sontag-Strohm T., 2009: Role of
oxidative cleavage and acid hydrolysis of oat beta-glucan in modeled beverage
conditions. Journal of Cereal Science, 50, 2, 190-197
204) Kjos N. P., Øverland M., Fauske A. K., Sørum H., 2010: Feeding chicory inulin to
entire male pigs during the last period before slaughter reduces skatole in digesta and
backfat. Livestock Science, 134, 143–145
205) Kleessen B., Hartmann L., Blaut M., 2001: Oligofructose and long-chain inulin:
influence on the gut microbial ecology of rats associated with a human faecal flora.
British Journal of Nutrition, 86, 2, 291–300
206) Kleessen B., Hartmann L., Blaut M., 2003: Fructans in the diet cause alterations of
intestinal mucosal architecture, released mucins and mucosa-associated bifidobacteria
in gnotobiotic rats. British Journal of Nutrition, 89, 5, 597-606
207) Kłobukowski J., Modzelewska-Kapituła M., Kornacki K., 2009:Calcium
bioavailability from diets based on white chees containing probiotiocs or synbiotics in
short-time study in rats. Pakistan Journal of Nutrition, 8, 7, 933-936
208) Koenen M. E., J. Karmer, R. van der Hulst, L. Heres, S.H. Jeurissen and W.J.
Boersma, 2004. Immunomodulation by probiotic lactobacilli in layer and meat-type
chickens. British Poultry Science, 45, 355-366
209) Kok N., Roberfroid M., Delzenne N., 1998: Systemic effects of nondigestible
fructoooligosaccharides in rats. W: Functional properties of non-digestible
carbohydrates, INRA, Nantes, 123-125
210) Kopeć A., Cieślik E., 2005: The effect of fructans on glucose level in experimental
rats. Polish Journal of Nutrition, 14, 55, 207–210
211) Korniewicz A., Kinal S., Karniewicz D., Białoñ K., 2005: Wpływ dodatku
paszowego Diamond VXP yeast culture na produkcję i skład mleka krów. Acta
Scientarum Polonorum. Zootechnica, 4, 81-94
212) Krejpcio Z., Wójciak R., Staniek H., Wiśniewska J., 2009: Wpływ suplementacji
diety fruktanami typu inuliny i chromem III na wskaźniki gospodarki magnezem u
szczura. Żywność. Nauka. Technologia. Jakość. 4, 65, 175-182
199
213) Kritas S. K., Morrison R. B., 2004: Can probiotics substitute for subtherapeutic
antibiotics? A field evaluation in a large pig nursery. Proceedings of the 18th IPVS
Congress, Hamburg, Germany, 2
214) Król B., 2011: Effect of mannanooligosaccharides, inulin and yeast nucleotides
added to calf milkreplacers on rumen microflora, level of serum immunoglobulin and
health condition of calves. Electronic Journal of Polish Agricultural Universities
(EJPAU) 14, 2. http://www.ejpau.media.pl/volume14/issue2/abs-18.html
215) Kruger M. C., Brown K. E., Collett G., Layton L., Schollum L. M., 2003: The effect
of fructooligosaccharides with various degrees of polymerization on calcium
bioavailability in the growing rat. Experimental Biology and Medicine, 228, 6, 683–
688
216) Kubik C., Piasecka K., Anyszka A., Bielecki S., 2006: Polifruktany i
fruktooligosacharydy (FOS) – występowanie, otrzymywanie i zastosowanie.
Biotechnologia, 2, 73, 103–116
217) Kuczaj M., Dobicki A., Preś J., Zachwieja A., Jakus W., 2010: An influence of
driedbrewer’s yeast (Saccharomyces cerevisiae) addition before and after calving on
yield and chemical composition of milk and biochemical indices of blod in the first
100 days of lactation. Electronic Journal of Polish Agricultural Universities (EJPAU)
13, 3. http://www.ejpau.media.pl/volume13/issue3/abs-12.html
218) Kwiatkowski T., Szyszkowska A., Pres J., 1985: LBC bacterial preparation in the
prophylaxis of diarrhoea in calves. Roczniki Naukowe Zootechniki. Monografie i
Rozprawy, 23, 75-81
219) Lachowski W., 2000: Wyniki zastosowania preparatu drożdżowego YEA-SACC 1026
w żywieniu owiec. Folia Universitatis Agriculturae Stentinensis. Zootechnica, 210, 39,
91-98
220) Laparra R., Glahn R., Miller D., 2008: Effect of inulin and probiotic bacteria on iron
availability in beans (Phaseolus vulgaris L.). Proceedings of the Nutrition Society, 6772
221) Lara-Villosladaa F., Debrasb E., Nietoc A., Conchad A., Ga´lveze J., Lo´pezHuertasa E., Bozaa J., Obledb C., Xaus J., 2006: Oligosaccharides isolated from goat
milk reduce intestinal inflammation in a rat model of dextran sodium sulfate-induced
colitis. Clinical Nutrition, 25, 477–488
222) Lasek W. Gołąb J., Jakubisiak M., Lasek W., Stokłosa T., 2008: Immunologia.
Wydawnictwo Naukowe PWN,Warszawa, 343–375
223) Lasek W., 2002: Tkanka limfatyczna związana z błoną sluzową jelita.
Gastroenterologia Polska, 9, 2, 139-145
224) Laudanno O. M., Cesolari J. A., Godoy A., Sutich E., Sorangone S., Catalano J.,
San Miguel P., 2008: Bioflora probiotic in immunomodulation and prophylaxis of
intestinal bacterial translocation in rats. Digestive Diseases and Sciences, 53, 26672670
200
225) Le Leu R.K., Brown I.B., Hu Y., Bird A.R., Jackson M., Esterman A., Young G.P.,
2005. A synbiotic combination of resistant starch and Bifidobacterium lactis facilitates
apoptotic deletion of carcinogen-damaged cells in rat colon. The Journal of Nutrition.
135, 996–1001
226) Lee N. K., Park J. S., Park E., Paik H. D., 2007: Adherence and anticarcinogenic
effects of Bacillus polyfermenticus SCD in the large intestine. Letters in Applied
Microbiology, 44, 3, 274-278
227) Lee S., Lillehoj H. S., Dalloul R. A., Park D. W., Hong Y. H., Lin J. J., 2007:
Influence of Pediococcus-based probiotic on coccidiosis in broliler chickens. Poultry
Science, 86, 63-66
228) Lehloenya K. V., Stein D. R., Allen D. T., Selk G. E., Jones D. A., Aleman M. M.,
Rehberger T. G., Mertz K. J., Spicer L. J., 2008: Effects of feeding yeast and
propionibacteria to dairy cows on milk yield and components, and reproduction.
Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition, 92, 2, 190-202
229) Levrat A. M., Rémésy C., Demigné C., 1991: High propionic acid fermentation, and
mineral accumulation in the cecum of rats adapted to different levels of inulin. The
Journal of Nutrition, 121, 1730–1737
230) Levrat M A, Remesy C., Demigne C., 1993: Influence of inulin on urea and
ammonia in the rat caecum: consequences on nitrogen excretion. Journal of
Nutritional Biochemistry, 4 351–356
231) Li J., Li D. F., Xing J. J., Cheng Z. B., Lai C. H., 2006. Effects of β-glucan extracted
from Saccharomyces cerevisiae on growth performance, and immunological and
somatotropic responses of pigs challenged with Escherichia coli lipopolysaccharide.
Journal of Animal Science, 84, 2374–2381
232) Li J., Xing J., Li D., Wang X., Zahao L., Lu S., Huang D., 2005: Effects of β-glucan
extracted from Saccharomyces cerevisae on humoral and cellular immunity in weaned
pig. Archives of Animal Nutrition, 59, 5, 303-312
233) Li X., Qiang L., Liu Xu G.H., 2008: Effects of supplementation of
fructooligosaccharide and/or Bacillus subtilis to diets on performance and on intestinal
microflora in broilers. Archive fur Tierzucht, 51, 64-70
234) Li Z., Yang S., Lin H., Huang J., Watkins P. A., Moser A. B., Desimone C., Song X.
Y., Diehl A. M., 2003: Probiotics and antibodies to TNF inhibit inflammatory actvity
and improve nonalcoholic fatty liver disease. Hepatology, 37,343–350
235) Libao-Mercado A. J., Yin Y., van Eys J., de Lange C. F. M. 2006: True ileal amino
acid digestibility and endogenous ilealamino acid losses in growing pigs fed wheat
shorts- or casein-based diets. Journal of Animal Science, 84, 6, 1351–1361
236) Libudzisz Z., 2002: Probiotyki i prebiotyki w fermentowanych napojach mlecznych.
Pediatria Współczesna. Gastroenterologia, Hepatologia i Żywienie Dziecka, 4, 1,19-25
201
237) Libudzisz Z., 2008: Mikroflora jelitowa, rola probiotyków w żywieniu. Żywność dla
zdrowia, 8, 3-4
238) Lilly D.M., Stillwell R.H., 1965: Probiotics: Growth promoting factors produced by
microorganisms. Science, 147, 747-748
239) Linge P., 2005: The use of probiotics and yeast derivatives in India. World Poultry,
21, 10, 12-15
240) Liong M. T, Shah N. P., 2006: Effects of a Lactobacillus casei Synbiotic on Serum
Lipoprotein, Intestinal Microflora, and Organic Acids in Rats. Journal of Dairy
Science, 89,1390 – 1399
241) Liong M. T., Shah N. P., 2005: Optimization of Cholesterol Removal by Probiotics
in the Presence of Prebiotics by Using a Response Surface Method.Applied nad
Environmental Microbiology, 71, 4, 1745 - 1753
242) Liong M. T., Shah N. P., 2007: Sorbitol, maltodextrin, inulin and Bifidobacterium
infantis modify serum lipid profiles, intestinal microbial population and organic acids
concentration in rats. International Journal od Probiotic and Prebiotic, 1, 121-130
243) Lipiński K., 2007: Znaczenie dodatków prebiotycznych w żywieniu prosiąt. Trzoda
chlewna, 11, 71 – 74
244) Lobo A. R., Fihlo J. M., Alvares E. P., Cocato M. L., Colli C., 2009. Effects of
dietary lipid compositionand inulin – type fructans on mineral availability on growing
rats. Nutrition, 25, 2, 216 – 225
245) Lodemann U., Hubener K., Jansen N., Martens H., 2006: Effect of Enterococcus
faecium NCIMB 10415 as probiotic supplement on intestinal transport andbarrier
function of piglets. Animal Nutrition, 60, 35-48
246) Loh G., Eberhard M., Brunner R. M., Hennig U., Kuhla S., Kleessen B., Metges C.
C., 2006: Inulin alters the intestinal microbiota and short-chain fatty
acidconcentrations in growing pigs regardless of their basal diet. The Journal of
Nutrition, 136, 1198 - 1202
247) Lomax A. R., Calder P. C., 2008: Prebiotics, immune function, infection and
inflammation: a review of the evidence. British Journal of Nutrition, 1-26
248) Lopez G., Ross G., Perez-Conesa D., 2007: Effect of probiotics, prebiotics and
synbiotics follow-up infant formulas on large intestine morphology and bone
mineralization in rats. Food Science and Technology International, 13, 1, 69 – 77
249) Lopez H.W., Coudray C., Levrat-Verny M.A., Feillet-Coudray C., Demigné C.,
Rémésy C., 2000: Fructooligosaccharides enhance mineral apparent absorption and
counteract the deleterious effects of phytic acid on mineral homeostasis in rats. Journal
of Nutritional Biochemistry, 11, 500-508
250) López-Molina D., Navarro-Martínez M. D., Rojas-Melgarejo F. R., Hiner A. N. P.,
Chazarra S., Rodríguez-López J. N., 2005: Molecular properties and prebiotic effect of
inulin obtained from artichoke (Cynara scolymus L.). Phytochemistry, 66, 1476–1484
202
251) Lupton J. R., Kurtz P. P., 1993: Relationship of colonic luminal short-chain fatty
acids and pH to in vivo cell proliferation in rats. The Journal of Nutrition, 123, 1522–
1530
252) Lutgendorff F., Nijmeijer R.M., Sandstro¨m P. A., Trulsson L. M., Magnusson K. E.,
Timmerman H. M., van Minnen L. M., Rijkers G. T., Gooszen H. G., Akkermans L.
M. A., SÖderholm J. D., 2009: Probiotics Prevent Intestinal Barrier Dysfunction in
Acute Pancreatitis in Rats via Induction of Ileal Mucosal Glutathione Biosynthesis.
Public Library of Science, 4, 2, 1-13
253) Lynch M. B., Sweeney T., Callan J. J., Flynn B., O’Doherty J. V., 2007: The effect
of high and low dietary crude protein and inulin supplementation on nutrient
digestibility, nitrogen excretion, intestinal microflora and manure ammonia emissions
from finisher pigs. Animal Nutrition, 1, 1112-1121
254) Macfarlane, G. T., Steed, H., and Macfarlane, S., 2008: Bacterial metabolism and
health-related effects of galacto-oligosaccharides and other prebiotics. Journal of
Applied Microbiolpgy, 104, 305-344
255) Mahdavi A. H., Rahmani H. R., Pourreza J., 2005: Effect of probiotic supplements
on egg quality and laying hens performance. International Journal of Poultry Science,
4, 4, 488- 492
256) Maia O., Duarte R., Silva A. 2001. Evaluation of the components of commercial
probiotic in gnotobiotic mice experimentally challenged with Salmonella enterica
subsp. Enterica ser. Typhimurium. Veterinary Microbiology, 79, 2, 183 – 189
257) Maitin V., Rastall R., 2002: Pebiotics and synbiotics: toward the next generation.
Cur. Opinion in Biotechnol, 13, 490-96
258) Mangel P., Lennhernas P., Wang M., Olsson C., Ahrne S., Molin G., Thorlacius H.,
Jeppsson B., 2006: Adhesive capability of Lactobacillus plantarum 299v is important
for preventing bacterial translocation in endotoxemic rats. Acta Pathologica,
Microbiologica et Immunologica Scandinavica, 114, 611-618
259) Manoj K.B., Devegowda G., 2001: Use of esterified glucomannan to reduce the
effects of T-2 toxin in laying hens. Proc. World Mycotoxin Forum, 14-15 May
Noordwijk, Holland. p. 71
260) Mantovani M. S., Bellini M. F., Angeli J. P., Oliveira R. J., Silva A. F., Ribeiro L.
R., 2008: B-glucans in promoting heath: Prevention against mutation and cancer.
Mutation Research, 658, 154-161
261) Marco M. L., Pavan S., Kleerebezem M., 2006: Towards understanding molecular
modes of probiotic action. Current Opinion in Biotechnology, 17, 204–10 .
262) Marinho M. C., Pinho M. A., Mascarenhas R. D., Silva F. C., Lordelo M. M.,
Cunha L. F., Freire J. P. M., 2007: Effect of prebiotic or probiotic supplementation
and ileo rectal anastomosis on intestinal morphology of weaned piglets. Livestock
Science, 108, 240–243
203
263) Marinho M. C., Lordelo M. M., Cunha L. F., Freire J. P. B., 2007: Microbial activity
In the gut of piglets: I. Effect of prebiotic and probiotic supplementation. Livestock
Science, 108, 236-239
264) Mańek T., Mikulec Ņ., Valpotić H., Antuna N., Mikulec N., Stojević Z., Filipović
N., Pahović S., 2008: Influence of Live Yeast Culture (Saccharomyces cerevisiae) on
Milk Production and Composition, and Blood Biochemistry of Grazing Dairy Ewes
during the Milking Perio. Acta Veterinaria. Brno, 77, 547-554
265) Mańek T., Mikulec Ņ., Valpotić H., Kuńće L., Mikulec N., Antunac N., 2008: The
influence of live yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) on the performance of grazing
dairy sheep in late lactation. Veterinarski Arhives., 78, 2, 95-104
266) Masuda Y., Munechika I., Miyata A., Mizuno S., Nanba H., 2009: Maitake β-glucan
enhances therapeutic effect and reduces myelosupression and nephrotoxicity of
cisplatin in mice. International Immunopharmacology, 9, 620–626
267) McBain A.J., MacFarlane G.T., 2001: Modulation of genotoxic enzyme activities by
non-digestible oligosaccharide metabolism in in-vitro human gut bacterial ecosystems.
Journal of Medicine Microbiology, 50, 9, 833-842
268) McCullough J.S., Ratcliffe B., Mandir N., Carr K.E., Goodlad R.A. 1998. Dietary
fibre and intestinal microflora: Effects on intestinal morphometry and crypt branching.
Gut, 42, 6, 799–806
269) Medici M., Vinderola C., Perdigon G. 2004. Gut mucosal immunomodulation by
probiotic fresh chees. International Dairy Journal, 14, 7, 611 – 618
270) Miecznikow E., 1907: O naturze ludzkiej - Zarys filozofii optymistycznej
(tłumaczenie F. Wermiński). Wyd. Biblioteka Naukowa, Warszawa
271) Mikkelsen L. L., Bach Knudsen K. E., Jensen B., B., 2004: In vitro fermentation of
fructo-oligosaccharides and trans-galactooligosaccharides by adapted and unadapted
bacterial populations from the gastrointestinal tract of piglets. Anim Feed Science and
Technology, 116, 225–238
272) Mikkelsen L. L., Jensen B.B., 2004: Effect of fructo-oligosaccharides and
transgalacto-oligosaccharides on microbial populations and microbial activities in the
gastrointestinal tract of piglets post-weaning. Anim Feed Science and
Technology,117,107–19
273) Mikołajczak J., Jarzynowska A., El-Essa 2004: Wpływ preparatu probiotycznego na
tempo wzrostu i stan zdrowotny prosiąt. Roczniki Naukowe Zootechniki, Supl., 20,
115-119
274) Mikulski D., Kozłowski K., Jankowski J., Blok J., Sobolewski Z., 2008:
Efektywność odchowu indyków żywionych paszą z dodatkiem ekstraktu z drożdży
Saccharomyces cerevisiae. Medycyna Weterynaryjna, 64, 11, 1331 – 1334
204
275) Milczarek A., Osek M., Olkowski B., Klocek B., 2012: Wpływ dodatku probiotyku,
prebiotyku lub synbiotyku na masę i pH przewodu pokarmowego kurcząt
brojlerówżywionych dietami z udziałem różnych zbóż. Roczniki Naukowe
Zootechniki, 39, 1, 119–128
276) Milewski S., 2009: Wpływ preparatów z Saccharomyces cerevisiae na cechy
użytkowości mięsnej oraz wskaźniki hematologiczne jagniąt ssących. Medycyna
Weterynaryjna, 65, 1, 51-54
277) Milewski S., Wójcik R., Małaczewska J., Trapkowska S., Siwicki A., 2007: Wpływ
b-1,3/1,6-D-glukanu na cechy użytkowości mięsnej oraz nieswoiste humoralne
mechanizmy obronne jagniąt. Medycyna Weterynaryjna, 63, 360 -363
278) Min B. J., Kwon O. S., Son K. S., Cho J. H., Lee W. B., Kim J. H., Park B. C., Kim
I. H., 2004: The effect of Bacillus and active yeast complex supplementation on the
performance, fecal Bacillus counts and ammonia nitrogen concentrations in weaned
pigs. Journal of Animal Science, 82, (Suppl. 1), 26
279) Modesto M., D'Aimmo R., Ilaria S., Paolo T., De Filippi S., Casini L., Mazzoni M.,
Bosi P., Biavati B., 2009: A novel strategy to select Bifidobacterium strain and
prebiotic as natural growth promoters in newly weaned pigs. Livestock Science, 122,
248-253
280) Mogilner J. G., Srugo I., Lurie M., Shaoul R., Coran A G., Shiloni E., Sukhotnik I.,
2007: Effect of probiotics on intestinal regrowth and bacterial translocation after
massive small bowel resection in a rat. Journal of Pediatric Surgery, 42, 8, 1365-1371
281) Mohnl M., Acosta Y., Aragon A. Acosta Ojeda, Rodriguez Sanchez B., Pasteiner S.,
2007: Effect of symbiotic feed additives in comparism to antibiotic growth promoter
on performance and health status of broilers. Poultry Science, 86, Suppl. 1,217
282) Mokrzycka A., Michałowski P., 2001: Rola i znaczenie probiotyków w żywieniu
trzody chlewnej. Trzoda Chlewna, 39, 6, 90 – 92
283) Mølbak L., Thomsen L. E., Jensen T. K.,Knudsen K. E. B., Boye M., 2007:
Increased amount of Bifidobacterium thermacidophilum and Megasphaera elsdenii in
the colonic microbiota of pigs fed a swine dysentery preventive diet containing
chicory roots and sweet lupine. Journal of Applied Microbiology, 103, 1853–1867
284) Morales-Lopez R., Auclair E., Garcia F., Esteve-Garcia E., Brufau J., 2009: Use of
yeast cell walls; 1,3/1,6-glucans and mannoproteins in broiler. Poultry Science, 88,
601-607
285) Mordak R., Zachwieja A., Preś J., Dobicki A., Jakus W., 2008: Wpływ dodatku
drożdży piwnych w diecie na stan zdrowia krów w aspekcie obserwacji klinicznych.
Materiały Międzynarodowej Konferencji Nauk. „Problemy w rozrodzie i hodowli
bydła mięsnego” Polanica Zdrój 27-28 06, 128 – 131
286) Mosenthin R., Sauer W. C., Ahrens F. 1994. Dietary pectin’s effect on ileal and fecal
amino acid digestibility and exocrine pancreatic secretion in growing pigs. The
Journal of Nutrition 124, 8, 1222–1229
205
287) Mountzouris K. C., Xypoleas I., Kouseris I., Fegeros K., 2006: Nutrient digestibility,
faecal physicochemical characteristics and bacterial glycolytic activity of growing pigs
fed a diet supplemented with oligofructose or trans-galactooligosaccharides. Livestock
Science, 105, 168–175
288) Mussatto S. I., Aguilar C. N., Rodrigues L. R., Teixiera J. A., 2009:
Fructooligosaccharides and β-fructofuranosidase production by Aspergillus japonicas
immobilized on lignocellulosic materials. Journal of Molecular Catalysis B:
Enzymatic. 59, 76-81
289) Nara L., Horst M., Marques R., Dietsel C., Matzke B., Caetano C., Simoes F.,
Andrade A., Labao W., Vaz L., Portela M., Braga J., Melo P. 2009: Effects of
Probiotic supplementation on markers of acute pancreatitis in rats. Current
Therapeutic Research, 70, 2, 137 – 148
290) Nemcova´ R., Bomba A., Gancarcˇikova´ S., Herich R., Guba P., 1999: Study on the
effect of Lactobacillus paracasei and fructooligosaccharides on the faecal microflora
in weanling piglets. Berl Munch Tierarztl Wochenschr, 112, 225–228
291) Niness K. R., 1999: Inulin and oligofructose: What a they? The Journal of Nutrition,
129, 75, 14023
292) Nocek J.E., Kautz W.P., Leedle J.A.Z., Allman J.G., 2002: Ruminal supplementation
of direct-fed microbials on diurnal pH variation and in situ digestionin dairy cattle.
Journal of Dairy Science, 85, 429 - 433
293) Nowak A., Śliżewska K., Libudzisz Z., Socha J., 2010: Probiotyki – efekty
zdrowotne. Żywność. Nauka. Technologia. Jakość, 4, 71, 20-36
294) Nowak A., Śliżewska K., Libudzisz Z., 2010: Probiotyki – historia i mechanizmy
działania. Żywność. Nauka. Technologia. Jakość, 4, 71, 5-19
295) Ochmański W., Barabasz W., 1999: Probiotyki oraz ich terapeutyczne właściwości.
Przegląd Lekarski, 56, 3211 - 3215
296) Ogawa T., Asai Y., 2006: Oral immune adjuvant activity of Lactobacillus casei
subp. casei in dextran fed layer chicken. British Journal of Nutrition, 95, 430 – 434
297) Ohama H., Ikeda H., Moroyoshi H., 2006: Health foods and foods with health claims
in Japan. Toxicolology, 221, 95 – 111
298) Ohimain E. I., Ofongo R. T. S., 2012: The Effect of Probiotic and Prebiotic Feed
Supplementation on Chicken Health and Gut Microflora. A Review. International
Journal of Animal and Veterinary Advances, 4, 2, 135-143
299) Ohta A., Ohtsuki M., Baba S., Takizawa T., Adachi T., Kimura S.,1995: Effects of
fructooligosaccharides on the absorption of iron, calcium and magnesium in irondeficient anemic rats. Journal of Nutritional Science and Vitaminolology, 41, 281–291
206
300) Ohta A., Baba S., Takizawa T., Adachi T., 1994: Effects of fructooligosaccharides
on the absorption of magnesium in the magnesium-deficient rat model. Journal of
Nutritional Science and Vitaminolology, 40,171 – 80
301) Ohta A., Motohashi Y., Ohtsuki M., Hirayama M., Adachi T., Sakuma K., 1998:
Dietary fructooligosaccharides change the concentration of calbindin-D9k differently
in the mucosa of the small and large intestine of rats. The Journal of Nutrition,
128,934-939
302) Ohta A., Ohtsuki M., Hosono A. i wsp., 1998: Dietary fructooligosaccharides
prevent osteopenia after gastrectomy in rats. The Journal of Nutrition,128, 106-110
303) Ohta A., Ohtsuki M., Takizawa T., Inaba H., Adachi T., Kimura S., 1994: Effects of
fructooligosaccharides on the absorption of magnesium and calcium by cecectomized
rats. International Journal forf Vitamin and Nutrition Research, 64, 316- 23
304) Ohta A., Sakai K., Takasaki M., Uehara M., Tokunaga T., Adachi T., 1999: Dietary
heme iron does not prevent postgastrectomy anemia but fructooligosaccharides
improve bioavailability of heme iron in rats. Int J Vitam Nutr Res, 69,348- 55
305) Ohta A., Ohtsuki M., Uehara M., Hosono S., Hirayama M., Adachi T, Hara H., 1998:
Dietary fructooligosaccharides prevent post gastrectomy anemia and osteopenia in
rats. The Journal of Nutrition, 128, 485– 490
306) Ohya T., Marubashi T., Ito H., 2000: Significance of fecal volatile fatty acids in
shedding of Escherichia coli Escherichia coli O157 from calves: experimental
infection and preliminary use of a probiotic product. The Journal of Veterinary
MedicalScience, 62,1151-1155
307) Olejnik A., Tomczyk J., Kowalska K., Grajek W., 2010: Rola naturalnych
składników diety w chemioprewencji nowotworów jelita grubego. Postepy Higieny
Medycyny Doświadczalnej, 64, 175-187
308) Oliveira R. J., Salles M.J., da Silva A. F., Kanno T. Y., Lourenço A. C., Freiria G.
A., Matiazi H. J., Ribeiro L. R., Mantovani M. S., 2009: Effects of the polysaccharide
beta-glucan on clastogenicity and teratogenicity caused by acute exposure to
cyclophosphamide in mice. Regulatory Toxicology and Pharmacology, 53, 3, 164-73
309) Osman N., Adawi D., Molin G., Ahrne S., Berggren A., Jeppsson B., 2006:
Bifidobacterium infantis strains with and without a combination of oligofructose and
inulin (OFI) attenuate inflammation in DSS-induced colitis in rats. BMC
Gastroenterol., 28, 6-31
310) Paluch U., Janik A., Koska M., Pieszka M., Barowicz T., 2006: Probiotyki w
żywieniu prosiat. Wiadomości Zootechniczne, R XLIV, 1, 3 – 9
311) Panda A. K., Reddy M. R., Rao S. V. R., Raju M.V.L.N., Praharaj N. K., 2000:
Growth, carcass characteristics, immunocompetence and response to Escherichia coli
of broilers fed diets with various levels of probiotic. Archiv fur Geflugelkunde., 64,
152-156
207
312) Parker R., 1974: Probiotics, the other half of antibiotic story. Animal Nutrition and
Health, 29, 4-8
313) Pelizon A. C., Kaneno R., Soares A. M., Meira D. A., Satori A., 2005:
Immunomodulatory activities associated with β-glucan derived from Saccharomyces
cerevisiae. Physiology Research, 54, 557 - 564
314) Peran L, Camuesco D, Comalada M, Nieto A, Concha A., Adrio J. L., Olivares
M., Xaus J., Zarzuelo A., Galvez J., 2006: Lactobacillus fermentum, a probiotic
capable to release glutathione, prevents colonic inflammation in the TNBS model of
rat colitis. International Journal of Colorectal Disease., 21, 8, 737–746
315) Peran L., Camuesco D., Comalada M., Bailon E., Henriksson A., Xaus J., Zarzuelo
A., Galvez J., 2006: A comparative study of the preventative effects exerted by three
probiotics, Bifidobacterium lactis, Lactobacillus casei and Lactobacillus acidophilus,
in the TNBS model of rat colitis. Journal of Applied Microbiology, 103, 836-844
316) Peran L., Camuesco D., Comalada M., Nieto A., Concha A., Dı´az-Ropero M. P.,
Olivares M., Xaus J., Zarzuelo A., Galvez J., 2005: Preventive effects of a probiotic,
Lactobacillus salivarius ssp. Salivarius, in the TNBS model of rat colitis. World
Journal of Gastroenterology, 7, 11, 33, 5185–5192
317) Perrin S., Fougnies C., Grill J. P., Jacobs H., Schneider F., 2002: Fermentation of
chicory fructo-oligosaccharides in mixtures of different degrees of polymerization by
three strains of bifidobacteria. Canadian Journal of Microbiology, 48, 8, 759–763
318) Pickard K., Bremmer A., Gordon J., Macdonald T., 2004: Microbial-gut interactions
in health and disease. Immune responses. Best Practice and Research. Clinical
Gastroenterology, 18, 271-285
319) Pierce K. M., Sweeney T., Brophy P. O., Callan J. J., Fitzpatri E., McCarthy P.,
O’Doherty J. V., 2006: The effect of lactose and inulin on intestinal morphology,
selected microbial populations and volatile fatty acid concentration sinthe gastrointestinal tractoftheweanling pig. Animal Science, 82, 311–318
320) Pirman T., Patureau Mirand P., Oreśnik A., Salobomir J., 2009: Effects of dietary
pectin on protein digestion and metabolism in growing rats. Acta argiculturae
Slovenica, 94, 2, 111–119
321) Pirman T., Ribeyre M.C., Mosoni L., Rémond D., Vrecl M., Salobir J., Patureau
Mirand P. 2007. Dietary pectin stimulates protein metabolism in the digestive tract.
Nutrition, 23, 1, 69–75
322) Podkówka W., Podkówka Z.,1995: Probiotyki. Dodatki paszowe dla świń. Praca
zbiorowa pod re-dakcją M. Kotarbińskiej i E. Greli. Instytut Fizjologii i Żywienia
Zwierząt PAN, 75-86
323) Pool-Zobel B. L., Neudecker C., Domizlaff I., Ji S., Schillinger U., Rumney C.,
Moretti M., Vilarini I., Scassellati-Sforzolini R., Rowland I., 1996: Lactobacillus- and
bifidobacterium-mediated antigenotoxicity in the colon of rats. Nutrition and Cancer,
26, 3, 365-380
208
324) Pool-Zobel B. L., Sauer J., 2007: Overview of experimental data on reduction of
colorectal cancer risk by inulin-type fructans. The Journal of Nutrition, 137, 25802584
325) Pool-Zobel B.L., van Loo J., Rowland I.R., Roberfroid M.B., 2007: Experimental
evidences on the potential of prebiotic fructans to reduce the risk of colon cancer.
British Journal of Nutrition, 87, Suppl. 2, S273–S281
326) Poulson M., Molock A. M., Jacobsen B. L., 2002: Different effects of short and longchained fructans on large intestinal physiology and carcinogen – inducted aberrant
crypt foci in rats. The Nutrition Cancer, 42, 194-205
327) Prost E. 1999. Probiotyki. Medycyna Weterynaryjna, 55, 2, 75 – 83
328) Rada V., Duskova D., Marounek M., Petr J., 2003: Enrichment of Bifidobacteria in
the hen caeca by dietary inulin. Folia-Microbiologica, 46, 73–75
329) Rafter J, Bennett M, Caderni G, Clune Y, Hughes R, Karlsson P. C., Klinder A.,
O'Riordan M., O'Sullivan G. C., Pool-Zobel B., Rechkemmer G., Roller M., Rowland
I., Salvadori M., Thijs H., Van Loo J., Watzl B., Collins J K., 2007: Dietary synbiotics
reduce cancer risk factors in polypectomized and colon cancer patients. The American
Journal of Clinical Nutrition, 85, 2, 488-96
330) Rafter J., 1995: The role of lactic acid bacteria in colon cancer prevention.
Scandinavian Journal of Gastroenterology, 30, 497–502
331) Rafter J., 2004: The effects of probiotics on colon cancer development. Nutrition
Research Reviews, 17, 277–284
332) Rafter J., Bennett M., Caderni G., Clune Y., Hughes R., Karlsson P. C., Klinde A.,
O'Riordan M., O'Sullivan G. C., Pool-Zobel B., Rechkemmer G., Roller M., Rowland
I., Salvadori M., Thijs H., Van Loo J., Watzl B., Collins J. K., 2010: Dietary
synbiotics reduce cancer risk factors in polypectomized and colon cancer patients.
American Journal ofClinical Nutrition, 85, 2, 488-496
333) Raju M. V. L. N., Devegowda G., 2000: Influence of modified glucomannan on
performance and organ morphology, serum biochemistry and hematology in broilers
exposed to individual and combined mycotoxicosis (Aflatoxin, Ochratoxin and T-2
toxin). British Poultry Science, 41, 640-650
334) Raju, M. V. L. N., Devegowda G., 2002: Esterifed glucomannan in broiler chicken
diets contaminated with aflatoxin, ochratoxin and T-2 toxin: Evaluation of its binding
ability (in vitro) and Efficacy as immunomodulator. Asian-Australian Journal of
Animal Science, 15, 1051-1056
335) Rakoff-Nahoum S., Paglino J., Eslami-Varzaneh F., 2004: Recognition of
commensal microflora by toll-like receptors is required for intestinal homeostasis.
Cell, 118, 229–41
209
336) Rao C. V., Chou D., Simi B., Ku H., Reddy B. S., 1998: Prevention of colonic
aberrant crypt foci and modulation of large bowel microbial activity by dietary coffee
fiber, inulin and pectin. Carcinogenesis, 19, 1815–1819
337) Rao V. A., 2001: The prebiotic properties of oligofructose at low intake levels.
Nutrition Research, 21, 843–848
338) Raschka L., Daniel H., 2005: Mechanisms underlying the effects on inulin-type
fructans on calcium absorbtion in he large intestine of rats. Bone, 37, 728-735
339) Rautonen N., Tiihonen K., Suomalainen T., Tynkkynen S., 2008: Effect of prebiotic
supplementation on a probiotic bacteria mixture: comparison between a rat model and
clinical trials. British Journal of Nutrition, 826-31
340) Reeves P. G., 1997: Components of the AIN-93 diets as improvements in the AIN76A diet. The Journal of Nutrition, 127, 838S– 841S.
341) Reference values for laboratory animals. 2010: Research Animal Resources,
University of Minnesota. http://www.ahc.umn.edy/rar/refvalues.html
342) Rehman H., Bo¨hm J. Zentek J., 2006: Effects of diets with sucrose and inulin on the
microbial fermentation in the gastrointestinal tract of broilers. Proceedings of the
Society of Nutritional Physiology, Go¨ ttingen, Germany, 155-15
343) Rehman H., Rosenkranz C., Bo¨hm J., Zentek J., 2007: Dietary inulin affects the
morphology but not the sodium-dependent glucose and glutamine transport in the
jejunum of broilers. Poultry Science, 86, 118–122
344) Reid G., 2008: Probiotics and prebiotics- progress and challenges. International
Dairy Journal, 18, 969-75
345) Reid G., Sanders M.E., Gaskins H. R., Gibson G. R., Mercenier A., Rastall R.,
Roberfroid M., Rowland I., Cherbut C., Klaenhammer T. R., 2003: New scientific
paradigms for probiotics and prebiotics. Journal of Clinical Gastroenterology, 37, 105118
346) Rekiel A., 2002: Wykorzystanie dodatków paszowych mogących efektywnie
zastąpić antybiotykowe stymulatory wzrostu. Wykorzystanie genetycznych i poza
genetycznych metod zmierzających do poprawy jakości produkowanej wieprzowiny.
Mat. Konf., IZ ZZD Pawłowice, 6.11.2002, 51-63
347) Rekiel A., Bielecki W., Cichowicz M., Więcek J., Kulisiewicz J., 2008: Wpływ
wybranych dodatków paszowych na stan histologiczny błony śluzowej jelit
tuczników. Medycyna Weterynaryjna, 64, 3, 339-343
348) Rekiel A., Gajewska J., 2006: Zmiana mikroflory jelitowej tuczników pod wpływem
wybranych czynników żywieniowych. Medycyna Weterynaryjna, 62, 8, 925-930
349) Rekiel A., Kulisiewicz J., 1996: Zastosowanie dodatków zakwaszających i
probiotycznych w wychowie prosiąt. Medycyna Weterynaryjna, 52, 266-269
210
350) Revolledo L., Ferreira C .S. A., Ferreira A. J. P., 2009: Prevention of Salmonella
typhimurium colonization and organ invasion by combination treatment in broiler
chicks. Poultry Science, 88, 734–743
351) Ribeiro C. M., Costa V. M., Gomes M. I., Golim M. A., Modolo J. R., Langoni H.,
2011: Effects of synbiotic-based Bifidobacterium animalis in female rats
experimentally infected with Toxoplasma gondii. Comparative Immunology,
Microbiology and Infectious Diseases, 34, 2, 111-114
352) Rideout T. C., Fan M. Z., Cant J. P., Wagner-Riddle C., Stonehouse P., 2004:
Excretion of major odor-causing and acidifying compounds in response to dietary
supplementation of chicory inulin in growing pigs. Journal of Animal Science, 82,
1678–1684
353) Rideout T. C., Fan M. Z., 2004: Nutrient utilisation in response to dietary
supplementation of chicory inulin in growing pigs. Journal of the Science of Food and
Agriculture, 84, 1005–1012
354) Robeiro A. M. L., Vogt L. K., Canal C. W., Cordoso M. R. I., Streck A. F., Bessa M.
C., 2007: Effects of prebiotics and probiotics on the colonization and immune
response of broiler chickens challenged with Salmonella enteritidis. Brazilian Journal
of Poultry Science, 9, 3, 193-200
355) Roberfroid M. B., 2000: Chicory fructooligosaccharides and the gastrointestinal
tract. Nutrition, 16, 677-679
356) Roberfroid M. B., 2005: Introducing inulin-type fructans. British Journal of
Nutrition, 93, Suppl 1, S13–25
357) Roberfroid M. B., Inulin-type fructans: functional food ingredients, CRC Press 2005.
358) Roberfroid M. D, 2007. Prebiotics: the concept revisited. The Journal of Nutition,
137, 830–837
359) Roberfroid M. D., Gibson G. R., Hoyles L., McCartney A. L., Rastall R., Rowland I.,
Wolvers D., Watzl B., Szajewska B., Stahl B., Guarner F., Respondek R., Whelan K.,
Coxam V., Davicco M-J., Le´otoing L., Wittrant Y., Delzenne N. M., Cani P. D.,
Neyrinck A. M., Meheust A., 2010: Prebiotic effects: metabolic and health benefits.
British Journal of Nutrition, 104, 2, S14-S52
360) Roberfroid M. B., 1993. Dietary fiber, inulin, and oligofructose: a review comparing
their physiological effects. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 33, 103–
148
361) Roberfroid M. B., Slavin J., 2000: Nondigestible oligosaccharides Critical Reviews
in Food Science and Nutrition, 40, 461-480
362) Roberfroid, M. B., 1999: Concepts in functional foods: the case of inulin and
oligofructose. The Journal of Nutrition, 129 1398S–401S
211
363) Roller M., Rechkemmer G., Watzi B., 2004. Prebiotic inulin enriched with
Oligofructose in combination with the probiotics Lactobacillus rhamnosus and
Bifidobacterium lactis modulates intestinal immune functions in rats. The Journal of
Nutrition, 134, 153-156
364) Romański K., 2007: Podstawy immunologii przewodu pokarmowego. Medycyna
Weterynaryjna, 63, 7, 768-772
365) Ross G. R., Gusils C., Oliszewski R., Colombo de Holgado S., González S.N., 2010:
Effects of probiotic administration in swine. Journal of Bioscience and
Bioengineering, 109, 6, 545–549
366) Ross. G. R., Gusils C., Oliszewski R., Colombo de Holgado S., Gonzales S. N.,
2010: Effect of probotic administration on swin. Journal of Bioscence and
Bioengineering, 109, 6, 545-549
367) Rowghani E., Arab M., Akbarian A., 2007: Effects of a Probiotic and Other Feed
Additives on Performance and Immune Response of Broiler Chicks. International
Journal of Poultry Science, 6, 261-265
368) Rowland I. R., Rumney C. J., Coutts J. T., Lievense L. C., 1998: Effect of
Bifidobacterium longum and inulin on gut bacterial metabolism and carcinogeninduced crypt foci in rats. Carcinogenesis, 2, 281–285
369) Russell T. J., Kerley M. S., Allee G. L., 1996: Effect of fructooligosaccharides on
growth performance of the weaned pig. Journal of Animal Science, 74, Suppl. 1, 61
370) Sakata T., Adachi M., Hashida M., Sato N., Kojima T., 1995: Effect of n-butyric acid
on epithelial cell proliferation of pig colonic mucosa in short-term culture. Deutsche
Tierärztliche Wochenschrift, 102, 163-164
371) Sakurai T. K., Hashimoto I., Suzuki N., Ohno S., Oikawa A., Masuda A., Yadomae
T., 1992: Enhancement of murine alveolar macrophage functions by orally
administered β-glucan. International Journal of Immunopharmacology, 14, 821– 830
372) Samanya M., Yamauchi K., 2002: Histological alterations of intestinal villi in
chickens fed dried Bacillus subtilis var. Natto. Comparative Biochemistry and
Physiology, 133, 95–104
373) Samli H.E., Senkoylu N., Koc F., Kanter M., Agma. A., 2007: Effects of
Enterococcus faecium and dried whey on broiler performance, gut histomprphology
and microbiota. Archives of Animal Nutrition, 61, 42-49
374) Santor R., 2008: Microbial influence in inflamantory bowel disease, Gastro., 577–94
375) Saulnier D. M. A., Spinler J. K., Gibson G. R., Versalovi J., 2009: Mechanisms of
probiosis and prebiosis: considerations for enhanced functional foods. Current
Opinion in Biotechnology, 20, 135–141
376) Saulnier D. M., Molenaar D., de Vos W. M., Gibson G. R., Kolida S., 2007:
Identification of prebiotic fructooligosaccharide metabolism in Lactobacillus
212
plantarum WCFS1 through microarrays. Applied and Environmental Microbiology,
73, 1753-1765
377) Scharek L., Altherr B. J., Tölke C., Schmidt M. F. G., 2007: Influence of the
probiotic Bacillus cereus var. toyoi on the intestinal immunity of piglets. Veterinary
Immunology and Immunopathology, 120, 136-147
378) Schoenherr W. D., Pollmann D. S, Coalson J. A., 1994: Titration of Macro Gardson
growth performance of nursery pigs. J.Anim.Sci., 72, Suppl. 2, 57
379) Scholz-Ahrens K.E., Schaafsma G., Heuvel E.G.H., Schrezenmeier J., 2001: Effects
of prebiotics on mineral metabolism, Am. J. Clin. Nutr., 73, 459S - 464S
380) Scholz-Ahrens, K. E., Açi, Y., Schrezenmei, J., 2002: Effect of inulin, oligofructose
and dietary calcium on repeated calcium and phosphorus balances, bone
mineralization, and trabecular structure in ovariectomized rats. British Journal of
Nutrition, 88, 365–377
381) Schrezenmeir J., de Vrese M., 2001: Probiotics, prebiotics and synbioticsapproaching a definition. The American Journal of Clinical Nutrition, 73, 361S-364S
382) Schrezenmier J., Vrese M. D., 2001: Probiotics and synbiotics approaching a
definition. The American Journal of Clinical Nutrition, 73, 305-3645
383) Schwartz D.L., Muller L.D., Rogers G.W., Varga G.A., 1994: Effect of yeast culture
on performance of lactating dairy cows. A field study. Journal of Dairy Science, 77,
3073–3080
384) Seifert S., Watzl B., 2007: Inulin and oligofructose: review of experimental data on
immune modulation. The Journal of Nutrition, 137, 2563S–2567S
385) Sembries S., Dongowski G, Jacobasch G, Mehrlander K, Will F, Dietrich ., 2003:
Effects of dietary fibre-rich juice colloids from apple pomace extraction juices on
intestinal fermentation products and microbiota in rats. British Journal of Nutrition,
90, 607-615
386) Sembries S., Dongowski G, Mehrlander K, Will F, Dietrich H., 2006: Physiological
effects of extraction juices from apple, grape, and red beet pomaces in rats. Journal of
Agricultural and Food Chemistry, 54, 10269-10280
387) Sener G., Toklu H.Z., Cetinel S., 2007: β-Glucan protects against chronic nicotineinducted oxidative damage in rat kidney and bladder. Environmental Toxicology and
Pharmacology, 23, 25 - 32
388) Shah N. P., 2007: Functional cultures and health benefits – A review. International
Dairy Journal, 17, 1262-1277
389) Shareef A.M., AL - Dabbagh A. S. A., 2009: Effect of probiotic (Saccharomyces
serevisisiae) on performance of broiler chicks. Iraqi Journal of Veterinary Sciences,
23, 1, 23-29
390) Sharp E., La Regina M., 2000: The rat laboratory. CRC Press. (red. Suckow M.).
213
391) Shu Q., Gill H. S., 2002. Immune protection mediated by the probiotic Lactobacillus
rhamnossus HN001 (DR20™) against Escherichia coli O157:H& infection in mice.
FEMS Imynology and Medical Microbiology, 34, 59-64
392) Shu Q., Zhou J., Rutherfurd S., Kay J., Birtles M. J., Prasad J., Gopal P. K., Gill H.
S., 1999:
Probiotic lactic acid bacteria (Lactobacillus acidophilus HN017,
Lactobacillus rhamnosus HN001 and Bifidobacterium lactis HN019) have no adverse
effects on the health of mice. International Dairy Journal, 9, 11, 831-836
393) Siggers R. H., Siggers J., Boye M., Thymann T., Mølbak L., Leser T., Jensen B.B.,
Sangild P.T., 2008: Early administration of probiotics alters bacterial colonization and
limits diet-induced gut dysfunction severity of necrotizing enterocolitis in preterm
pigs. The Journal of Nutrition, 138, 1437–1444
394) Silva V.K., Della Torre Da Silva J., Gravena R.A., Marques R.H., Hada F.H.,
Barbosa de Moraes V.M., 2010: Yeast extract and prebiotic in pre-initial phase diet for
broiler chickens raised under different temperatures. Revista Brasiliera de Zootecnia,
39, 1, 165-174
395) Simon O., Jadamus A., Vahjen W., 2001: Probiotic feed additives effectiveness and
expected modes of action. Journal of Animal and Feed Sciences, 10, 1, suppl., 51-67
396) Siuta A., 2000: Wpływ krajowego preparatu probiotycznego na wskaźniki odchowu
prosiąt. Rocz. Nauk. Zoot., Supl., 6, 213-217
397) Skomiał J., W., 2001: Żywienie zwierząt i paszoznawstwo. Wyd. Nauk. PWN,
Warszawa, 3, 227-228
398) Skórko-Sajko H., Sajko J., Zalewski W., 1993. The effect of Yea-Sacc in the ration
for dairy cows on production and composition of milk. J. Anim. Feed. Sci., 2,159–167
399) Śliżewska K., Biernasiak J., Libudzisz Z., 2006: Probiotyki jako alternatywa dla
antybiotyków. Zeszyty Naukowe Politechniki Łódzkiej, Chemia spożywcza i
Biotechnologia, 984, 70, 79-91
400) Smiricky M. R., Grieshop C. M., Albin D. M., Wubben J. E., Gabert V. M., Fahey G.
C. Jr., 2002: The influence of soy oligosaccharides on apparent and true ileal amino
acid digestibilities and fecal consistency in growing pigs. Journal of Animal Sciences,
80, 2433 - 2441
401) Smirnov A., Perez R., Amit-Romach E., Sklan D., Uni Z.: Mucin Dynamics and
microbial populations in chicken Small intestine are changed by dietary probiotic and
antibiotic growth promoter supplementation. The Journal of Nutrition, 2005, 135,
187–192
402) Socha J., Stolarczyk A., Socha P., 2002: Miejsce bifidobakterii w profiaktyce i
leczeniu wybranych chorób wieku dziecięcego. Pediatr Współcz Gastroenterol
Hepatol Żywienie Dziecka, 4, 43 -47
214
403) Sretenović Li., Petrović M. P., Aleksić S., Pantelić V., Katić V., Bogdanović V.,
Beskorovajni R., 2008: Influence of yeats,probiotic and enzymes in rations on dairy
cows performances during transition. Biotechnology in Animal Husbandry, 24, 33-43
404) Steve W., Cui Ć., Wang Q., 2009: Cell wall polysaccharides in cereals: chemical
structures and functional properties. Structural Chemistry, 20, 291–297
405) Strompfová V., Marcináková M., Simonová M., Gancarcíková S., Jonecová Z.,
Sciranková L., Koscová J., Buleca V., Cobanová K., Lauková A., 2006: Enterococcus
faecium EK13-an enterocin a-producing strain with probiotic character and its effect
in piglets. Anaerobe, 12, 5-6, 242-248
406) Strusińska D., Iwańska S., Mierzejewska J., Skok A., 2003: Wpływ dodatków
mineralno-witaminowych i drożdży na poziom wybranych wskaźników
biochemicznych w surowicy krwi krów. Medycyna Weterynaryjna, 59, 323-326
407) Strusińska D., Mierzejewska J., Skok A., 2004. Concentration of mineral
components β-carotene, vitamins A and E in cow colostrums and milk when using
mineral-vitamin supplements (in Polish). Medycyna Weterynaryjna, 60, 202-206
408) Sushma M., Sujatha D., Spandana K., Bharathi K., Prasad K., 2009: Effect of
probiotic dairy product,. Prebiotic honey and their combination on different types of
ulcers in albino rats. Pharmacologyonline, 1, 944 – 968
409) Świątkiewicz S., Świątkiewicz M., 2008: Zastosowanie fruktanów o właściwościach
prebiotycznych w żywieniu zwierząt gospodarskich. Medycyna weterynaryjna, 64,
8,987 - 990
410) Świątkiewicz S., Świątkiewicz M., 2009: Wpływ wybranych dodatków paszowych
na gospodarkę mineralną drobiu. Medycyna Weterynaryjna, 65,1, 25 – 28
411) Szymańska-Czerwińska M., Bednarek D., 2007: Wpływ dodatku prebiotyków na
aktywność interleukiny 1 i zmiany w subpopulacjach leukocytów cieląt. Med. Wet.,
412) Szyszkowska A., Pres J., Jamroz D., Tolpa S., 1984: Different growth promoters in
concentrate feeds for calves. Roczniki Naukowe Zootechniki. Monografie i Rozprawy
22, 53–61
413) Szyszkowska A., Pres J., Jamroz D., Wertelecki T.,1998: Effect of Zn-bacitracin,
salinomycin, monensin and avoparcin on the growth and nutrient availability in calves.
Prace i Materialy Zootechniczne, 52, 97–104
414) Tada R., Asuka T., Haruyo I., 2008: Structural characterisation and biological
activities of a unique type β-D-glucan obtained from Aureobasidium pullulans. J.
Glycoconj., 25, 851–861
415) Tamura M., Nakagawa H., Tsushida T., Hirayama K., Itoh K., 2007: Effect of pectin
enhancement on plasma quercetin and fecal flora in rutin-supplemented mice. Journal
of Food Science, 72, 9S648-51
416) Tanida M., Shen J., Maeda K., Horii Y., Yamano T., Fukushima Y., Nagai K., 2008:
High-fat diet induced obesity is attenuated by probiotic strain Lactobacillus paracasei
ST11(NCC2461) in rats. Obesity Research and Clinical Practice, 2, 159-169
215
417) Taper H. S., Lemort C., Roberfroid M. B.,1998 : Inhibition effect of dietary inulin
and oligofructose on the growth of transplantable mouse tumor. Anticancer Research,
18, 4123 – 4126
418) Taper H. S., Roberfroid M., 1999: Influence of inulin and oligofructose on breast
cancer and tumor growth. The Journal of Nutrition, 129, supl.7S, 1488S-1491S
419) Taras D., Vahjen W., Macha M.,Simon O., 2006: Performance, diarrhea incidence,
and occurrence of Escherichia coli virulence genes during long-term administration of
a probiotic Enterococcus faecium strain to sows and piglets. Journal of Animal
Science, 84, 3, 608-617
420) Taras D., Vahjen W., Macha M., Simon O., 2005: Response of performance
characteristics and fecal consistency to long-lasting dietary supplementation with the
probiotic strain Bacillus cereus var. toyoi to sows and piglets. Archives of Animal
Nutrition, 59, 6, 405-417
421) Taras D., Vajhen W., Simon O., 2007: Probiotics in pigs- modulation of their
intestinal distribution and their impact on health and performance. Livestock Sciences,
108, 229-231
422) Ten Bruggencate S. J. M., Bovee-oudenhoven I. M. J., Letink-Wissing M. L. G., Van
Der Meer R., 2003: Dietary fructo-oligosaccharides dose-dependently increase
translocation of salmonella in rats. The Journal of Nutrition, 133, 2313-2318
423) Terada A.H., Hera J., Sakamoto N., Sato S., Takagi T., Mitsuoka R., Mino K., Hara
I., Fujimori T., 1994: Effects of dietary supplementation with lactosucrose (4G-β-Dgalactosylsucrose) on fecal flora, cecal metabolites, and performance in broiler
chickens. Poultry Science, 73, 1663-1672
424) Thomas T., Versalovic J., 2010: Probiotics-host communication. Modulation of
signaling pathways in the intestine. Gut Microbes, 1, 3, 148-163
425) Toklu H. Z., Sehirli A. O., Velioğlu-Oğünç A., Cetinel S., Sener G., 2006:
Acetaminophen-inducted toxicity is prevented by β-D-glucan treament in mice.
European Journal of Pharmacology, 543, 133 - 140
426) Toklu H. Z., Sener G., Jahovic N., Uslu B., Arbak S., Yeðen B.C., 2006: Beta-glucan
protects against burn-induced oxidative organ damage in rats.
International
Immunopharmacology, 6, 156-69
427) Tokunaka K., Ohno N., Adach Y., Tanaka S., Tamura H., Yadomae T., 2000:
Immuno pharmacological and immunotoxicological activities of a water-soluble (13)-beta-D-glucan, CSBG from Candida spp. International Journal of
Immunopharmacology, 22, 383 - 394
428) Umeki M., Oue K., Mochizuki S., Shirai Y., Sakai K., 2004: Effect of Lactobacillus
rhamnosus KY-3 and cellobiose as synbiotics on lipid metabolism in rats. Journal
Nutrition Sciences Vitaminol., 50, 5, 330-334.
216
429) Urdaneta E., Barrenetxe J., Aranguren P., Irigoyen A., Marzo F., Ibanez F., 2007:
Intestinal beneficial effects of kefir – supplemented diet in rats. Nutrition Research,
27, 653 – 658
430) Ushida K., Hashizume K., Miyazaki K., Kojima Y., Takakuwa S., 2003: Isolation of
Bacillus spp. as a volatile sulfur-degrading bacterium and its application to reduce the
fecal odor of pig. Asian-Australas Journal of Animal Science, 16, 12, 1795–1798
431) Usman B., Hosono A. 2001. Hypocholesterolemic effect of Lactobacillus gasseri
SBT0270 in rats fed a cholesterol – enriched diet. Journal Dairy, 60, 617 – 624
432) Van de Wiele T., Boon N., Possemiers S., Jacobs H., Verstraete W., 2007: Inulin
type fructans of longer degree of polymerization exert more pronounced in vitro
prebiotic effects. Journal of Applied Microbiology, 102, 452–460
433) Van Heugten E., Dorton K. L., 2001: Effects of live yeast siupplementation on
weanling pig performance, Annual Swine Report, North Carolina State Univ. USA,1-4
434) Van Loo J., 2004: The specificity of the interaction with intestinal fermentation by
prebiotics determines their physiological efficacy. Nutrition Research Reviews, 17,
89–98
435) Van Loo J., Cummings J., Delzenne N., Englyst H., Franck A., Hopkins M., Kok N.,
Macfarlane G., Newton D., Quigley M., Roberfroid R., Vliet T., Heuvel E., 1999:
Functional food properties of non-digestible oligosaccharides: A consensus report
from the ENDO project (DGXII AIRII-CT94-1095). British Journal of Nutrition, 81,
121–132
436) Van Loo, J., Coussement P., De Leenheer L., Hoebregs H., Smits G.,1995: On the
presence of inulin and oligofructose as natural ingredients in the Western diet, Critical
Reviews in Food Science and Nutrition, 35, 525–552
437) Vandeplas S., Dubois Dauphin, R., Thiry, C., Beckers, Y., Welling, G.W., Thonart,
P.,Théwis, A., 2009. Efficiency of a Lactobacillus plantarum-xylanase combination on
growth performances, microflora populations, and nutrient digestibilities of broilers
infected with Salmonella typhimurium. Poultry Science, 88, 1643–1654
438) Vanhoof K., De Schrijver R., 1996: Availability of minerals in rats and pigs fed
non-purified diets containing inulin. Nutrition Research, 16,1017–22
439) Vanhoof K., De Schrijver R., 1996: Nitrogen metabolism in rats and pigs fed inulin.
Nutrition Research 16, 1035–1039
440) Verghese M., Rao D.R., Chawan C.B., Shackelford L., 2002: Dietary Inulin
Suppresses Azoxymethane-Induced Preneoplastic Aberrant Crypt Foci in Mature
Fisher 344 Rats.The Journal of Nutrition, 132, 2804-2808
441) Vicente J., Wolfenden A., Torres-Rodriguez A., Higgins S., Tellez G., Hargis B. M.,
2007:. Effect of a Lactobacillus-based probiotic and dietary lactose prebiotic on turkey
poult performance with or without Salmonella enteritidis challenge. The Journal of
Applied Poultry Research., 16, 1, 361–364
217
442) Videla S., Vilaseca J., Antolín M., García-Lafuente A., Guarner F., Crespo E.,
Casalots J., Salas A., Malagelada J. R., 2001: Dietary inulin improves distal colitis
induced by dextran sodium sulfate in the rat. American Journal of Gastroenterology,
96, 5, 1486–93
443) Vrese M., Marteau P., 2007: Probiotics and Prebiotics: Effectson Diarrhea. The
Journal of Nutrition, 137, 803S-811S
444) Wagner R. D., Johnson S.J., Rubin D.K., 2009: Probiotic bacteria are antagonistic to
Salmonella enterica and Camphylobacter jejuni and influence host lymphocyte
responses in human microbiota – associated immunodeficient and immunocompetent
mice. Molecular Nutrition and Food Research, 53, 377-388
445) Waller K.P., Coldits I.G., 1999: Effect of intramammary infusion of beta-1,3-glucan
or interleukin 2 on leukocyte subpopulations in mammary glans of sheep. American
Journal of Veterinary Research, 60, 6, 703-707
446) Waltz B., Girrbach S., Roller M., 2005: Inulin,
immunomodulation. British Journal of Nutrition, 93, S49-S55
oligofructose
and
447) Wang A. N., Yu H. F., Gao X., Li X. J., Qiao S. Y., 2009: Influence of
Lactobacillus fermentum I5007 on the intestinal and systemic immune responses of
healthy and E. coli challenged piglets. Antonie van Leeuwenhoek – International
Journal of General and Molecular Microbiology, 96, 89–98
448) Wang J., Zhang L., 2009: Structure and chain conformation of five water-soluble
derivatives of a β-D-glucan isolated from Ganoderma lucidum, Carbohydrate
Research, 344, 105–112
449) Wang J., Zhou H., 2007: Comparison of the effects of Chinese herbs, probiotics and
prebiotics with those of antibiotics in diets on the performance of meat ducks. Journal
of Animal and Feed Sciences, 16, 96–103
450) Wang Y., 2009: Prebiotics: Present and future in food science and technology, Food
Research Inter., 42, 8-12
451) Wang Y., Cho J.H., Chen Y.J., Yoo J.S., Huang Y., Kim H.J., Kim I.H., 2009: The
effect of probiotic BioPlus 2B® on growth performance, dry matter and nitrogen
digestability and slurry noxious gas emission in growing pigs. Livestock Sciences,
120, 35-42
452) Wang Z., Eastridge M. L., Qin X., 2001: Effects on forage neutral detergent fiber and
yeast culture on performance of cows during early lactation. Journal Dairy Science,
84, 204-212
453) Waszkiewicz-Robak B.,
2006: Właściwości funkcjonalne i prozdrowotne
preparatów β-glukanów i suszonych pofermentacyjnych drożdży piwowarskich
Saccharomyces cerevisiae. Rozprawy Naukowe i Monografie. Wydawnictwo SGGW
454) Kocek B., Osek M., Milczarek A., Olkowski B, Janocha A., 2011. Wpływ
probiotyku, prebiotyku i synbiotyku na wskaźniki produkcyjne i jakość mięsa kurcząt
brojlerów żywionych dietami na bazie dwóch zbóż (kukurydza/pszenica,
218
pszenica/pszenżyto). Zeszyty Naukowe UP we Wrocławiu, Biologia i Hodowal
Zwierząt, LXII, 580: 243–253
455) Watzl B., Girrbach S., Roller M., 2005: Inulin, oligofructose
immunomodulation. Brititish Journal of Nutrition, 93, Suppl. 1, S49 - S55
and
456) Weaver C. M., 2005: Inulin, oligofructose and bone health: Experimental approaches
and mechanisms. British Journal of Nutrition, 93, S99–S103
457) White L. A., Newman M. C., Cromwell G. L., Lindemann M. D., 2002: Brewers
dried yeast as a source of mannan oligosaccharides for weanling pigs. Journal of
Animal Science, 80, 2619-2628
458) Whitlow L., Diaz D. E., Hopkins B. A., Hagler W. M., 2000: Mycotoxins and milk
safety: the potential to block transfer to milk, Biotechnology in the Feed Industry, Ed.
Lyons, T.P. and Jacques, K.A, Nottingham Univ. Press, Loughborough, Leics, UK.,
391-408
459) Wójcik R., Magaczewska J., Trawkowska S., Siwicki A., 2007: Wpływ β-1,3/1,6-Dglukanu na nieswoiste komórkowe mechanizmy obronne jagniąt. Medycyna
Weterynaryjna, 63, 1, 84 - 89
460) Wollowski I., Rechkemmer G., Pool-Zoobel B. L., 2001:Protective role of probiotics
and prebiotics in colon cancer. American Journal of Clinical Nutrition, 73, 451S-455S
461) Xu Z. R., Hu C. H., Xia M. S., Zhan X. A., Wang M. Q., 2003 Effects of dietary
fructooligosaccharide on digestive enzyme activities, intestinal microflora and
morphology of male broilers. Poultry Science, 82, 1030 - 1036
462) Xu Z.R., Hu C.H., Wang M.Q., 2002: Effects of fructooligosaccharide on conversion
of L-tryptophan to skatole and indole by mixed populations of pig fecal bacteria.
Journal of General and Applied Microbiology, 48, 83-89
463) Yang S. C., Chen J. Y., Shang H. F., Cheng T. Y., Tsou S. C., Chen J. R., 2005.
Effect of synbiotics on intestinal microflora and digestive enzyme activities in rats.
World Journal of Gastroenterology, 11,47, 7413-7417
464) Yasuda E., Serata M., Sako T., 2008: Suppressive effect on activation of
macrophages by Lactobacillus casei strain Shirota genes determining the synthesis of
cell wall-associated polysaccharides. Applied and Environmental Microbiology, 74,
4746-4755
465) Yasuda K., Roneker K., Miller D., Welch R., Xin G.L., 2006 : Supplemental Dietary
Inulin Affects the Bioavailability of Iron in Corn and Soybean Meal to Young Pig.
American Society for Nutrition. The Journal of Nutrition, 136, 3033 - 3038
466) Younes H., Coudray C., Bellanger J., Demigné C., Rayssiguier Y., Rémésy C.,
2001: Effects of two fermentable carbohydrates (inulin and resistant starch) and their
combination on calcium and magnesium balance in rats. British Journal of Nutrition,
86, 1–8
219
467) Yousefi M., Karkoodi K., 2007: Effect of probiotic Thepax® and Saccharomyces
cerevisiae supplementation on performance and egg quality of laying hens.
International Journal of Poultry Science, 6, 1, 52-54
468) Zaky E. A., 2009: Physiological Response to Diets Fortified with Jerusalem
Artichoke Tubers (Helianthus tuberosus L.) Powder by Diabetic Rats. AmericanEurasian Journal of Agricultural Environmental Science, 5, 5, 682-688
469) Zareie M., Johnson-Henry K., Jury J, Yang P. C., Ngan B. Y., McKay D. M.,
Soderholm J. D.,Perdue M. H., Sherman P. M., 2006: Probiotics prevent bacterial
translocation and improve intestinal barrier function in rats following chronic
psychological stress. Gut, 55, 1553-1560
470) Żary – Sikorska E., Juśkiewicz J., 2007: Wpływ fruktanów o różnym stopniu
polimeryzacji łańcucha węglowodanowego na procesy fermentacyjne w końcowym
odcinku przewodu pokarmowego u szczurów doświadczalnych. Żywność. Nauka.
Technologia. Jakość, 5, 54, 385 – 391
471) Zduńczyk Z., 2002: Probiotyki i prebiotyki oddziaływania lokalne i systemowe,
Przemysł Spożywczy 2002, 4, 6-8
472) Zduńczyk Z., 2009. Żywienie zwierząt i paszoznawstwo. Tom II. Żywienie szczurów
laboratoryjnych, 20, 514.
473) Zduńczyk Z., Juśkiewicz J., Wróblewska M., Król B., 2004: Physiological effects of
lactulose and inulin in the cecum of rats. Archives of Animal Nutrition, 58, 89–98
474) Zhang G., Ma L., Doyle M. P., 2006: Effect of Probiotics, Prebiotics and Symbiotics
on Weight Increase of Chickens (Gallus domesticus). Retrieved from:
http//www.ugacfs.org/research/pdf/poultry
475) Zhang J., Lupton J. R., 1994: Dietary fibers stimulate colonic cell proliferation by
different mechanisms at different sites. Nutrition and Cancer, 22, 267–276
476) Zhou J. S., Shu Q., Rutherfurd K.J., Prasad J., Birtles M.J, Gopal P.K, Gill H. S.,
2000: Safety assessment of potential probiotic lactic acid bacterial strains
Lactobacillus rhamnosus HN001, Lb. Acidophilus HN017, and Bifidobacterium lactis
HN019 in BALB/C mice. International Journal of Food Microbiology, 56, 87–96
477) Zhu C. L., Rademacher M., de Lange C. F. M., 2005: Increasing dietary pectin level
reduces utilization of digestible threonine intake, but not lysine intake, for body
protein deposition in growing pigs. Journal of Animal Science, 83, 5, 1044–1053
478) Zimmermann B., Bauer E., Mosenthin P., 2001: Pro and prebiotics in pigs nutrition potential modulators of gut health? Journal of Animal Feed Science, 10, 47-56
220
Download
Random flashcards
123

2 Cards oauth2_google_0a87d737-559d-4799-9194-d76e8d2e5390

bvbzbx

2 Cards oauth2_google_e1804830-50f6-410f-8885-745c7a100970

Create flashcards