monitorowania środowiska - bioMérieux Polska Sp. z oo
advertisement
WODA RA TU RA PO WI ER ZC HNI E POWIETRZ E A AP PRAKTYCZNY PRZEWODNIK MONITOROWANIA ŚRODOWISKA W SZPITALACH Współpraca i recenzja: Profesor GL French, MD FRCPath DipHIC Honorowy Konsultant Mikrobiologii Guy’s & Thomas’s Hospital Profesor wizytujący King’s College, London, UK 3 PRZEDMOWA Środowisko szpitali i instytucji ochrony zdrowia postrzegane jest jako źródło zakażeń szpitalnych od ponad wieku. Już w 1860 roku Florence Nightingale pisała: „większą część opieki nad pacjentem stanowi utrzymywanie czystości w szpitalu”. Mimo, że rygorystyczne przestrzeganie zasad higieny i dbałość o czystość środowiska szpitalnego pozostają niezbędne w salach operacyjnych i gabinetach zabiegowych, to standardy ogólnej higieny szpitalnej zostały obniżone wraz z wprowadzeniem do lecznictwa antybiotyków, które dały złudne poczucie bezpieczeństwa i wiarę w możliwość zwalczenia każdej infekcji. Tym niemniej, zakażenia zwiększają ryzyko zagrażające bezpieczeństwu pacjenta - zwłaszcza wobec stale wzrastającej złożoności nowoczesnej medycyny, rosnącej podatności pacjentów z racji skrajnych przedziałów wiekowych, immunosupresji, rozległych zabiegów operacyjnych i długotrwałej intensywnej opieki medycznej oraz pojawianie się patogenów wielolekoopornych (MDR). Rozprzestrzenianie się genów oporności między szczepami, a także między gatunkami bakterii, oraz powszechne występowanie na całym świecie wysoce opornych szczepów MDR, jest obecnie największym zagrożeniem dla zdrowia publicznego i testuje naszą zdolność zwalczania zakażeń szpitalnych i umiejętność zapewnienia bezpieczeństwa i skuteczności opieki zdrowotnej (Boucher et al, 2009; European Commission, 2011; World Economic Forum Report, 2014). Zapobieganie zakażeniom krzyżowym między pacjentami jest ważne nie tylko ze względu na zmniejszenie liczby zakażeń, lecz także ogranicza rozprzestrzenianie się wieloopornych bakterii i genów oporności. Wszystkie elementy środowiska szpitalnego: powietrze, woda, aparatura medyczna i suche powierzchnie są potencjalnym siedliskiem drobnoustrojów i źródłem zakażenia. W niniejszym praktycznym przewodniku omówiono różne rodzaje środowiskowej transmisji zakażeń szpitalnych oraz sposoby zapobiegania im i ich zwalczania, a także przegląd rekomendowanych metod mikrobiologicznego badania środowiska szpitalnego. Profesor GL French, MD FRCPath DipHIC 1 2 SPIS TREŚCI WPROWADZENIE ..........................................................................................................................................4 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIETRZE..........6 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ WODĘ........................ 14 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ .................................................... 17 APARATURĘ MEDYCZNĄ PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ ....................................................20 SUCHE POWIERZCHNIE ORGANIZACJA I ZARZĄDZANIE ...............................................................30 POBIERANIE PRÓBEK ŚRODOWISKOWYCH...................32 PIŚMIENNICTWO......................................................................................................................................38 3 WPROWADZENIE Środowisko szpitalne może być zanieczyszczone rozmaitymi środowiskowymi bakteriami oraz drobnoustrojami chorobotwórczymi, przeniesionymi przez skolonizowanych lub zakażonych pacjentów lub na rękach personelu. Zakażenie może rozwinąć się po bezpośrednim przeniesieniu drobnoustroju np. do rany lub w inne miejsce na ciele pacjenta. Alternatywnie, etapem poprzedzającym zakażenie jest kolonizacja skóry i błon śluzowych pacjenta; do infekcji dochodzi w przypadku przełamania zdolności obronnych organizmu przez drobnoustrój. Drogi przenoszenia drobnoustrojów są złożone i często obejmują także środowisko szpitalne, zarówno w sposób bezpośredni, jak i pośredni. Środowiskowymi źródłami zakażenia mogą być: Powietrze Woda Sprzęt i aparatura medyczna Powierzchnie Żywność i napoje 4 Rycina 1. Potencjalne drogi transmisji zakażeń szpitalnych, obejmujące środowisko [wg Otter et al., 2011] Zanieczyszczone powierzchnie i sprzęt Skolonizowany lub zakażony pacjent Zanieczyszczone ręce personelu Pacjent podatny na zakażenie Zanieczyszczone powietrze Bezpośredni kontakt między pacjentami 5 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIETRZE Drobnoustroje obecne w powietrzu dostają się do organizmu człowieka bezpośrednio: są wdychane lub np. osiadają na powierzchni ran, lub za pośrednictwem narzędzi i aparatury, na które biernie opadają i następnie są przenoszone na pacjentów. Niektóre patogeny powodujące kolonizację i zakażenia pacjentów są z większym prawdopodobieństwem przenoszone wraz z powietrzem z uwagi na odporność na wysychanie, przeżywanie w cząsteczkach kurzu i kroplach wilgoci. Drobnoustroje najczęściej przenoszone drogą powietrzną: • Staphylococcus aureus • Gronkowce koagulazo-ujemne (CoNS) • Streptococcus pyogenes • Acinetobacter spp. • Mycobacterium tuberculosis (TB) • Norowirus • Wirus grypy • Koronawirus zespołu niewydolności oddechowej Środkowego Wschodu (MERS-CoV) • Przetrwalniki Clostridium • Legionella spp. • Aspergillus spp. Staphylococcus aureus Szczepy meticylino-wrażliwe (MSSA) i meticylino-oporne (MRSA) są najczęstszą przyczyną zakażeń ran operacyjnych, skóry i tkanek miękkich. MSSA kolonizuje błonę śluzową nosa i skórę krocza oraz innych okolic ciała u około 30% zdrowych osób. Do środowiska dostaje się wraz z drobinami złuszczającego się naskórka, jest przenoszony przez powietrze i doskonale przeżywa w cząstkach kurzu i pyłu. Ruch powietrza wznosi te cząstki i może spowodować przeniesienie komórek S. aureus na powierzchnię ran pacjentów i sprzęt medyczny. MRSA jest przenoszony rzadziej, lecz rozprzestrzenia się z łatwością wśród chorych. Przeważnie jest przenoszony z zakażonych lub skolonizowanych pacjentów za pośrednictwem rąk personelu, lecz także drogą powietrzną w skażonym środowisku. 6 Gronkowce koagulazo-ujemne (CoNS) Są to drobnoustroje o niskiej wirulencji, kolonizujące skórę zdrowego człowieka. Występują także w powietrzu i mogą dostawać się do ran i osiadać na sprzęcie medycznym, powodując zakażenia związane z wszczepieniem protez, głównie podczas operacji ortopedycznych i kardiochirurgicznych. Streptococcus pyogenes Drobnoustrój kolonizuje błonę śluzową gardła u około 5% zdrowych osób. Powoduje zakażenia ran operacyjnych, skóry i tkanek miękkich podobnie jak S. aureus. ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ Zapobieganie zakażeniom polega na systematycznym stosowaniu standardowych środków higieny i utrzymywania czystości (CDC, 2003; WHO, 2008), aby nie doszło do zanieczyszczenia powierzchni. Kontrola czystości powietrza w pomieszczeniach wysokiego ryzyka, jak sale operacyjne, wymaga przestrzegania czyszczenia pomieszczeń oraz częstej wymiany i filtracji powietrza (patrz ramka poniżej). W chirurgii z wszczepieniem protez dodatkowe zabezpieczenie ran i narzędzi przed CoNS stanowi ultra czyste powietrze z nawiewu pionowego, tzw. stropu laminarnego nad polem operacyjnym lub stosowanie kabin operacyjnych z nawiewem laminarnym. KONTROLA PRZENOSZENIA ZAKAŻEŃ DROGĄ POWIETRZNĄ W SALACH OPERACYJNYCH I INNYCH POMIESZCZENIACH WYSOKIEGO RYZYKA (Dharan & Pittet, 2002; Hoffman et al, 2002; CDC 2003) Przenoszeniu drobnoustrojów drogą powietrzną zapobiega: • Systematyczna wymiana powietrza, filtracja powietrza i redukcja ruchów powietrza. • Ograniczenie personelu do minimum podczas operacji. • Właściwa relacja ciśnień utrzymywanych między pomieszczeniami w celu zachowania przepływu powietrza od sal aseptycznych, jak sale operacyjne, sale intensywnej opieki medycznej, gabinety zabiegowe (relatywnie wyższe ciśnienie) w stronę pomieszczeń septycznych z podciśnieniem. • Wymiana powietrza z częstotliwością zależną od przeznaczenia pomieszczenia i związanego z nim standardu czystości: np. w salach pacjentów wymianę powietrza zaleca się 6 razy na godzinę, w salach OIOM - 10 razy na godzinę, w salach operacyjnych chirurgii jednego dnia - 15 razy na godzinę i w salach operacyjnych ogólnych - 25 razy na godzinę. • Stosowanie stropów laminarnych (ultra czysta wentylacja, UCV) podczas operacji z wszczepieniem implantów. 7 Mimo, że nie ma jednolitych norm dotyczących pobierania próbek powietrza oraz częstotliwości tych badań, liczne autorytety zalecają monitorowanie czystości powietrza w przypadku: • Sal operacyjnych oddanych do użytku; • Sal w nowych lub remontowanych budynkach (Hoffman et al, 2002); • Jako kontrola jakości sprzątania i czyszczenia JAKOŚĆ POWIETRZA POLA OPERACYJNEGO • Pusta sala operacyjna: < 35 komórek drobnoustrojów (cfu)/m3, przy czym < 1 komórka Clostridium perfringens i S. aureus / m3 • Podczas operacji, całkowita liczba: <180 cfu / m3 (uśrednione w czasie 5 minut) (Konsensus z: Dharan & Pitted, 2002; Hoffman et al, 2002; CDC, 2003) Acinetobacter spp. (Peleg et al, 2008; Tacconelli et al, 2014) Pałeczki Gram-ujemne są mniej odporne na wysychanie niż bakterie Gramdodatnie, i generalnie nie są przenoszone droga powietrzną. Wyjątkiem jest Acinetobacter spp. – niefermentujące Gram-ujemne ziarniako-pałeczki szeroko rozpowszechnione w środowisku, w wodzie i w glebie, kolonizujące błony śluzowe u około 25% zdrowych osób. Acinetobacter baumanii jest najczęściej izolowanym, a także najszybciej nabywającym geny oporności gatunkiem. Jest odpowiedzialny za liczne epidemie szpitalne, w ostatnich latach wywoływane coraz częściej przez szczepy MDR. Powoduje ciężkie i trudne do wyleczenia zakażenia u pacjentów w immunosupresji, zwłaszcza na oddziałach intensywnej terapii. Pałeczki Acinetobacter spp. mogą przeżywać tygodniami i miesiącami na suchych powierzchniach i są przenoszone z cząsteczkami kurzu, na zanieczyszczonych narzędziach i aparaturze oraz wraz z aerozolem wytwarzanym przez skażone nawilżacze powietrza. Szczepy powodujące epidemie szpitalne mają źródło w zanieczyszczonym środowisku szpitalnym lub zostają przeniesione poprzez ręce ze skóry skolonizowanych pacjentów. Epidemię może wywołać pojedynczy szczep epidemiczny, lub liczne różne izolaty tworzące kompleks o mieszanej, epidemicznej i endemicznej epidemiologii. Blisko 50% wszystkich izolatów A. baumanii pochodzi z dróg oddechowych pacjentów; coraz częściej są to szczepy oporne na karbapenemy (Munoz-Price et al, 2013). 8 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIETRZE ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ Kontrola środowiskowa polega na: • Rygorystycznym przestrzeganiu procedur mycia i dezynfekcji rąk • Skutecznym czyszczeniu pomieszczeń • Izolacji skolonizowanych i zakażonych pacjentów. Skrajnie oporne szczepy Acinetobacters spp. wywołują zakażenia bardzo trudne lub wręcz niemożliwe do wyleczenia. Obecność w szpitalu tego rodzaju patogenów MDR wymaga zastosowania podwyższonych środków kontroli w celu ograniczenia rozprzestrzeniania się szczepów w oddziałach szpitalnych wysokiego ryzyka. Oznacza to wysoki reżim sanitarny i ścisłe przestrzeganie procedur, częstsze i dokładniejsze czyszczenie pomieszczeń, szybkie wykrywanie skolonizowanych nosicieli poprzez badania przesiewowe oraz izolację skolonizowanych i zakażonych chorych w salach z podciśnieniem i filtrowaniem powietrza. Trudno jest zapobiegać zakażeniom endemicznym, za które często odpowiada intensywnie skażone środowisko szpitala. Identyfikacji i eliminowaniu źródeł i dróg przenoszenia szpitalnych szczepów bakterii służy typowanie genetyczne izolatów pochodzących od chorych i ze środowiska. Regularne czyszczenie pomieszczeń zapobiega wystąpieniu zakażeń epidemicznych, natomiast czasowe zamykanie „skażonych” sal podczas czyszczenia może pomóc w ograniczeniu zakażeń endemicznych (Tacconelli et al, 2014). Prątki gruźlicy Najczęstszą postacią gruźlicy (TB) jest gruźlica płuc. Pacjenci, którzy wydalają prątki M. tuberculosis wraz z plwociną, mają tzw. gruźlicę czynną i są zakaźni dla otoczenia. Chorzy z gruźlicą płuc są często hospitalizowani i stanowią wówczas źródło zakażenia drogą powietrznokropelkową dla innych chorych, personelu i odwiedzających. Szczególnie podatni na zakażenie są pacjenci w immunosupresji, łącznie z chorymi z HIV/AIDS. Liczne pozycje piśmiennictwa dotyczą epidemii szpitalnych oraz wskazują na niebezpieczeństwo związane z zakażeniami wieloopornymi prątkami gruźlicy (MDR-TB) w instytucjach opieki zdrowotnej. ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ (Hannan et al, 2000; CDC, 2005; NICE, 2011) • Identyfikacja zakażonych pacjentów: jest podstawą profilaktyki, ponieważ chodzący niezdiagnozowani pacjenci z czynną gruźlicą mogą przyczynić się do rozprzestrzenienia prątków gruźlicy po całej placówce. • Izolacja zakażonych pacjentów do czasu, gdy staną się niezakaźni, łącznie ze stosowaniem specjalnych masek, ograniczających wydzielanie prątków do otoczenia. • Ocena ryzyka wystąpienia oporności na antybiotyki i zakażenia HIV w przypadku wszystkich chorych z TB. Wobec pacjentów ze zdiagnozowaną lub podejrzewaną MDR-TB należy stosować specjalny reżim sanitarny (patrz str. 10). 9 • Izolacja pacjentów, z podejrzeniem czynnej gruźlicy płuc, szczególnie odizolowanie ich od chorych w immunosupresji. Powinni oni przebywać w izolatkach z podciśnieniem lub wentylacją z ujściem na zewnątrz budynku. Zabiegi związane z generowaniem aerozolu, jak bronchoskopia, pobieranie indukowanej plwociny lub nebulizacja, powinny być wykonywane w odpowiednio wentylowanym pomieszczeniu. • Stosowanie masek (z filtrami cząsteczkowymi), odzieży ochronnej i osłon twarzy zaleca się personelowi opiekującemu się chorymi ze zdiagnozowaną lub podejrzewaną TB, oraz podczas wykonywania procedur generujących aerozole, podczas których ryzyko zakażenia TB jest wysokie. • Chorzy hospitalizowani z czynną gruźlicą płuc powinni zakładać maseczki chirurgiczne podczas opuszczania swoich sal, do czasu upływu dwóch tygodni od rozpoczęcia leczenia. GRUŹLICA WIELOLEKOOPORNA MDR-TB jest poważnym, często nie poddającym się leczeniu lekami przeciwprątkowymi zakażeniem, które wymaga stosowania specjalnych środków zapobiegających jego rozprzestrzenieniu. • Pomieszczenia z podciśnieniem i stale monitorowanym przepływem powietrza, dla pacjentów ze zdiagnozowaną lub podejrzewaną MDR-TB, do czasu, gdy przestaną prątkować. • Maski FFP3 dla personelu i odwiedzających, przez cały czas prątkowania pacjenta. Maski powinny odpowiadać wymogom określonym przez Health and Safety Executive (Inspektorat Zdrowia i Bezpieczeństwa Pracy Wielkiej Brytanii) (2013). Personel opiekujący się takimi chorymi powinien być przeszkolony w używaniu masek FFP3. Zespół niewydolności oddechowej Środkowego Wschodu (MERS) i inne zakażenia wirusowe dróg oddechowych W kwietniu 2012 roku opisano na Środkowym Wschodzie pierwsze przypadki ostrego, często kończącego się śmiercią zakażenia dróg oddechowych, wywołanego nowym koronawirusem (Co-V). Rezerwuarem wirusa są nietoperze, lecz w przenoszeniu zakażenia na człowieka mogą uczestniczyć wielbłądy. Dotychczas wiedza na temat epidemiologii MERS jest ograniczona. Mimo różnic, wirus jest podobny do koronawirusa odpowiedzialnego za światową epidemię zespołu ostrej niewydolności oddechowej (SARS) w latach 2002-3. Doświadczenia nabyte podczas epidemii SARS przydały się, gdy pojawiły się epidemiczne zakażenia MERS. Zabezpieczenie przed zakażeniem polega głównie na ochronie dróg oddechowych, lecz transmisja wirusa zachodzi także poprzez kropelki przenoszone na rękach oraz przez zanieczyszczone środowisko. Ograniczenie epidemii osiągano dzięki stosowaniu standardowych procedur profilaktyki i kontroli zakażeń (IPC), zwracając szczególną uwagę na mycie rąk (Shaw, 2006). 10 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIETRZE Wirus MERS wydaje się być mniej ekspansywny od wirusa SARS, lecz powoduje zakażenia obarczone wyższą śmiertelnością (40 – 50%). Przenosi się drogą powietrzno-kropelkową. Transmisję wirusa obserwowano wśród członków rodzin osób chorych i wśród pracowników służby zdrowia opiekujących się chorymi. Jednakże nieznany jest dokładny sposób zakażenia oraz nie ma żadnych dowodów na utrwaloną transmisję wirusa na ludzi, którzy nie stykali się bezpośrednio z chorymi. Dotychczas nie wywołał epidemii o większym zasięgu. Dokładny rezerwuar i droga szerzenia się tego wirusa nie zostały jak dotąd poznane. MERS stanowi aktualne zagrożenie, lecz w każdej chwili mogą pojawić się inne groźne zakażenia wirusowe dróg oddechowych mogące przybrać postać pandemii, jak SARS, lub ptasia czy świńska grypa. Zapobieganie przenoszeniu drogą powietrzną oraz ograniczenie innych źródeł środowiskowych wirusów odpowiedzialnych za ciężkie zakażenia, polega na wdrożeniu tych samych zasad postępowania, jak w przypadku MERS. ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ Nie ma leku przeciwwirusowego skutecznego wobec MERS, zatem głównym środkiem ochrony jest wprowadzenie ścisłych standardów IPC i stosowanie ich przez cały czas. Szczegółowe, aktualne wytyczne i rekomendacje dotyczące prewencji i postępowania podczas opieki nad przypadkami podejrzanymi i potwierdzonymi uwzględniające zmienną epidemiologię, diagnostykę i leczenie MERS znajdują się na stronach WHO (World Health Organisation), CDC (Centers for Disease Prevention and Control) i PHE (Public Health England). Zasady kontroli zakażeń są następujące: • Przeszkoleni pracownicy opieki medycznej powinni być wyczuleni na możliwość pojawienia się chorych podejrzanych o zakażenie MERS, szczególnie w przypadku osób przybyłych ze Środkowego Wschodu. • Ścisłe przestrzeganie w praktyce standardów IPC przez wszystkie osoby personelu, przez cały czas (niezależnie od obecności pacjentów z potwierdzonym lub podejrzanym MERS), łącznie z personelem niemedycznym, jak sprzątaczki i sanitariusze. • Należy wykrywać potencjalne przypadki zachorowań, zgłaszać je do lokalnych władz sanitarnych i postępować z chorymi zgodnie z lokalnymi przepisami i zaleceniami. Materiał do badania powinien być pobierany i opracowywany zgodnie z przepisami lokalnych organów zarządzających zdrowiem publicznym oraz procedurami laboratoryjnymi. • Podwyższone środki ochrony (podciśnienie w izolatce oraz stosowanie przez personel środków ochrony osobistej [PPE, niezbędne maski FFP3]) muszą być stosowane przez uprzednio właściwie przeszkolony personel opiekujący się pacjentem z potwierdzonym lub podejrzanym MERS. • Najbardziej prawdopodobny scenariusz to niespodziewane przyjęcie na oddział intensywnej opieki medycznej pacjenta z niewydolnością oddechową o nieznanej etiologii. Personel oddziału powinien być wyczulony na takie przypadki, zaznajomiony z ryzykiem i właściwym działaniem w zakresie IPC, musi być wyposażony w odpowiednie maski i umieć ich używać. 11 Aspergillus Zarodniki grzybów Aspergillus spp. powszechnie występują w przyrodzie; ich stężenie w powietrzu bardzo wzrasta w okolicy rozbiórek i budów domów. Zarodniki zwykle nie stanowią zagrożenia dla zdrowych osób, lecz u chorych w immunosupresji, zwłaszcza w neutropenii, mogą wywołać ciężkie zakażenia ogólnoustrojowe. Prowadzone w szpitalu prace budowlane wiążą się z ryzykiem zakażenia dla pacjentów, głównie oddziałów onkologicznych, hematologicznych oraz intensywnej terapii. Nie stwierdzono prostego związku między liczbą zarodników Aspergillus w powietrzu a wystąpieniem zakażeń inwazyjnych, także u pacjentów w neutropenii. W przypadku niektórych epidemii szpitalnych zaobserwowano związek z prowadzoną w pobliżu budową lub remontem. Do opieki nad pacjentem dochodzą wówczas działania polegające na zmniejszeniu ekspozycji na pył poprzez jak najbardziej szczelne oddzielenie pomieszczeń z chorymi (osłonę lub zamknięcie), odpylanie i nawilżanie terenu budowy. ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ PODCZAS BUDOWY LUB REMONTU • Pacjenci po przeszczepie szpiku kostnego rutynowo są chronieni przed zakażeniami przenoszonymi drogą powietrzną, łącznie z infekcjami wywołanymi przez grzyby Aspergillus, gdyż przebywają w szczelnie zamykanych izolatkach z podwyższonym ciśnieniem, wyposażonych w wysoce wydajne filtry cząsteczkowe HEPA. • Pozostali pacjenci w immunosupresji zwykle przebywają w mniej chronionym otoczeniu. Jeżeli stężenie zarodników jest wysokie, zagrożeni chorzy są przenoszeni do innych pomieszczeń na czas budowy lub remontu. • Ogólne rekomendacje mające na celu zmniejszenie ryzyka ekspozycji na zarodniki Aspergillus na miejscu budowy są następujące (CDC, 2003; UK Department of Health Estates and Facilities, 2013): - Planowanie działań od samego początku z zaangażowaniem zespołu ds. IPC - Wprowadzenie programu kontroli zanieczyszczenia przed rozpoczęciem prac budowlanych. - Zamykanie i uszczelnianie okien w pomieszczeniach wrażliwych pacjentów. - Całkowite oddzielenie sali pacjentów od miejsca prac barierami sięgającymi od podłogi do sufitu. - Zwilżanie terenu prac w celu redukcji zapylenia. - Stosowanie odkurzaczy z filtrami HEPA. Norovirus Norowirus jest przyczyną wysoce zakaźnych, zwykle pozaszpitalnych biegunek epidemicznych, przebiegających z wymiotami. W szpitalach dzięki szybkiej transmisji wywołuje duże epidemie, zarówno wśród pacjentów jak i personelu, co doprowadza nawet do zamknięcia oddziałów. 12 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIETRZE Główną drogą przenoszenia jest droga człowiek-człowiek, za pośrednictwem zanieczyszczonych rąk. Ponadto, wymioty mogą wystąpić nagle i często są bardzo gwałtowne, co sprzyja skażeniu otoczenia i szybkiemu rozprzestrzenieniu wirusa. Wirus ma zdolność przeżycia w środowisku od kilku godzin do kilku tygodni i dlatego środowisko odgrywa ważną rolę w pośredniej transmisji zakażenia. Wykazano, że wirus może zostać przeniesiony w powietrzu podczas wymiotów i wywołać zakażenie u osób z najbliższego otoczenia (Marks, 2000, 2003). Tym niemniej, powietrze jest mniej istotną drogą przenoszenia wirusów pokarmowych i nie wymaga stosowania specjalnych środków ochrony, poza izolowaniem lub kohortowaniem zakażonych chorych (Harris, 2013). ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ Profilaktyka i kontrola zakażeń norowirusowych w szpitalu opiera się na czterech kluczowych działaniach (CDC Guidelines, 2011): • Wypisywanie objawowych pacjentów (o ile to możliwe) oraz odsunięcie od pracy z chorymi zakażonego personelu. • Niezbędna ścisła izolacja kontaktowa pacjentów do 48 godzin po ustąpieniu objawów. • Ograniczenie ruchu pacjentów. • Częsta dezynfekcja rąk i czyszczenie pomieszczeń. Przetrwalniki Clostridium Formy przetrwalnikowe Clostridium są wydalane z kałem i mogą przeżywać w środowisku miesiącami, a nawet latami. Przenoszenie spor Clostridium difficile, drobnoustroju odpowiedzialnego za biegunki i rzekomobłoniaste zapalenie jelit, zachodzi głównie na drodze bezpośredniego kontaktu człowiekczłowiek drogą fekalno-oralną. Spory Clostridium perfringens teoretycznie mogą zostać przeniesione od operowanego pacjenta z zainfekowaną raną, poprzez powietrze nad polem operacyjnym do otwartych ran chirurgicznych innych pacjentów i wywołać u nich gangrenę, lecz jest to mało prawdopodobne w nowoczesnej chirurgii. Pacjentów ze zgorzelą gazową umieszcza się na końcu listy operacyjnej i dokładnie czyści się po nich salę. ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ Podstawowym środkiem ochrony przed sporami Clostridium jest izolacja kontaktowa chorych oraz podwyższona higiena rąk (przede wszystkim mycie) i czyszczenie pomieszczeń. Standardowe środki ochrony stosowane w salach operacyjnych, jak wymiana i filtracja powietrza oraz czyszczenie sal są wystarczające, aby zapobiec egzogennym zakażeniom Clostridium perfringens. 13 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ WODĘ Zanieczyszczenie drobnoustrojami wody w szpitalach może prowadzić do epidemii zakażeń: • Legionella, która pochodzi z zanieczyszczonej instalacji wodnej lub z systemu klimatyzacji. • Pseudomonas; zakażenia związane ze sprzętem i aparaturą medyczną (patrz strona 17), zwłaszcza z endoskopami optycznymi (nieskuteczna dezynfekcja) lub z basenami do hydroterapii. • Gram-ujemne pałeczki oportunistyczne, ich źródłem w różnych oddziałach może być woda z kranu oraz nawilżacze powietrza.. Legionella Choroba legionistów jest potencjalnie śmiertelnym zapaleniem płuc wywołanym przez pałeczki Legionella. Jest najlepiej poznaną i najcięższą postacią kliniczną legionelozy. Każdy może zarazić się, jednak wyższe ryzyko występuje u osób powyżej 45 roku życia, u palaczy, osób nadużywających alkoholu, z przewlekłymi chorobami dróg oddechowych i nerek, u diabetyków, osób z chorobami płuc i serca oraz z defektami odporności. Pałeczki Legionella często zanieczyszczają instalację wodociągową wewnątrz szpitala, w tym wieże chłodnicze, kondensatory ewaporacyjne, rury dostarczające ciepłą i zimną wodę oraz baseny kąpielowe, zwłaszcza takie, w których woda nie jest wymieniana tylko podlega recyrkulacji. Chętnie bytują tam, gdzie powstają osady, kamień i tworzy się biofilm. Pałeczki Legionella przeżywają w niskiej temperaturze, namnażają się w zakresie 20-45°C i giną w wyższej temperaturze. W optymalnej temperaturze namnażają się w wodzie w wielkich ilościach i powodują zakażenia osób inhalujących wysoce skażony aerozol. Często ma to miejsce w przypadku korzystania z długo nie używanych pryszniców lub kranów, gdy bakterie namnożą się w wodzie stojącej w doprowadzających do nich rurach. Zakażenia związane z klimatyzacją w szpitalach zwykle występują epidemicznie, zwłaszcza, że narażeni na nie są pacjenci ze współistniejącymi chorobami podstawowymi. 14 ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ (WHO, 2007) Inhalacyjny charakter zakażeń pałeczkami Legionella sprawia, że pod szczególną kontrolą powinny znaleźć się wszystkie urządzenia, wytwarzające aerozol wodno-powietrzny. Zmniejszeniu ryzyka epidemii o etiologii Legionella służy instalacja bezpiecznego systemu dostarczania wody, oraz odpowiednia eksploatacja i konserwacja, zapobiegająca namnażaniu się pałeczek Legionella. Szpital powinien podporządkować się ogólnokrajowym przepisom, zawierającym szczegółowe wymagania, dotyczące kontroli zakażeń Legionella. Zasady kontroli i zapobiegania namnażania się pałeczek Legionella są następujące: • Szpitale powinny opracować politykę postępowania wobec Legionella – przy zaangażowaniu zespołu złożonego z lekarzy, pielęgniarek, mikrobiologa i przedstawiciela zespołu profilaktyki i kontroli zakażeń (IPC), w celu oceny ryzyka zanieczyszczenia, wprowadzenia programów zmniejszających to ryzyko, obejmujących monitorowanie stopnia skażenia, szybką identyfikację zakażonych pacjentów oraz przeprowadzenie dochodzenia epidemiologicznego w przypadku wystąpienia epidemii. • Wyznaczenie osoby odpowiedzialnej przed właściwymi władzami za zarządzanie systemem kontroli i zastosowanymi środkami ochrony. • Nadzór techniczny wewnętrznej instalacji wodociągowej powinien obejmować następujące działania: - eliminację zastoju wody poprzez likwidację wszystkich tzw. „ślepych” odcinków instalacji - dostarczanie zimnej wody o temperaturze poniżej 25°C, najlepiej poniżej 20°C - utrzymywanie temperatury wody gorącej na poziomie wystarczającym do zabicia komórek Legionella, jednocześnie niepowodującym poparzenia, tj. powyżej 50°C; zwykle zaleca się temperaturę 60°C - zapobieganie procesom korozji, tworzenia kamienia i biofilmu - regularne płukanie kranów i pryszniców niezależnie od ich używania - monitorowanie stężenia Legionella i wprowadzanie dodatkowych cykli dezynfekcji w celu utrzymania liczby bakterii na niskim poziomie. Wielooporne pałeczki Gram-ujemne (CDC, 2003; Tacconelli et al, 2014) Liczne gatunki Gram-ujemnych, oportunistycznych pałeczek bytują i namnażają się w wilgotnych rezerwuarach w środowisku szpitalnym, jakim jest instalacja wodno-kanalizacyjna, armatura, maszyny do lodu, łaźnie wodne, baseny do hydroterapii, itp., skąd bakterie mogą być przeniesione na inne elementy otoczenia i bezpośrednio na pacjentów. Takimi wodnymi drobnoustrojami są pałeczki niefermentujące z rodzaju Pseudomonas, Acinetobacter, Flavobacterium, oraz Serratia. Bakterie te są naturalnie oporne na wiele antybiotyków, a ponadto mają zdolność łatwego nabywania nowych genów oporności. 15 ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ Wielooporne pałeczki Gram-ujemne mogą zanieczyszczać i przeżywać w jałowych roztworach lub zbiornikach czystej wody używanej do aparatury medycznej. Epidemiczne zakażenia szpitalne wieloopornymi szczepami bakterii występują po podaniu pacjentom niesterylnych płynów infuzyjnych lub w wyniku nieskutecznego procesu dekontaminacji i dezynfekcji sprzętu, takiego jak aparatura do monitorowania ciśnienia krwi, endoskopy, ssaki, nawilżacze, nebulizatory i odciągacze pokarmu. W podobny sposób może dojść do zanieczyszczenia wieloopornymi pałeczkami Klebsiella, Serratia i Enterobacter, zimnych produktów spożywczych oraz mieszanin do żywienia pozajelitowego. Gram-ujemne pałeczki niefermentujące są stosunkowo odporne na działanie środków dezynfekcyjnych i czynników bakteriostatycznych. Zanieczyszczenie płynów dezynfekcyjnych, preparatów i leków konfekcjonowanych do wielokrotnego użytku może prowadzić do epidemicznych zakażeń wieloopornymi bakteriami; przykładem jest pooperacyjne wewnętrzne zapalenie oka o etiologii Pseudomonas aeruginosa lub Burkholderia cepacia, związane z zanieczyszczonymi kroplami do oczu (CDC, 1996; Lalitha et al, 2014). ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ Profilaktyka i kontrola zakażeń Gram-ujemnymi pałeczkami MDR polega na eliminacji wilgotnych źródeł środowiskowych poprzez stosowanie standardowych środków: • Preparaty dezynfekcyjne powinny być świeżo sporządzone, rozlane do wysterylizowanych butelek; optymalnie, gdyby jedna była przeznaczona do użytku w otoczeniu jednego pacjenta. • Urządzenia zawierające wodę (maszyny do lodu, łaźnie wodne, nawilżacze) powinny być regularnie czyszczone i napełniane świeżą wodą. W miarę możliwości, można do wody dodać środka dezynfekcyjnego, aby zahamować rozwój bakterii. • Specjalne instrukcje określają sposób badania zanieczyszczenia mikrobiologicznego poszczególnych urządzeń, jak: - baseny rehabilitacyjne (strona 34) - podgrzewacze do mleka (NICE 2010) - woda do dializ (strona 35) - giętkie endoskopy optyczne (strona 17) • W innych przypadkach podstawowym działaniem jest mycie i dezynfekcja sprzętu lub urządzenia pomiędzy używaniem go dla kolejnych pacjentów. • Duże sprzęty, jak wentylatory czy inkubatory, należy poddawać dodatkowej dezynfekcji nadtlenkiem wodoru w specjalnych komorach. 16 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ APARATURĘ MEDYCZNĄ W szpitalach epidemiczne zakażenia często są związane ze sprzętem i aparaturą medyczną, głównie z używaniem endoskopów optycznych. W miarę możliwości elementy aparatury mające kontakt z pacjentem powinny być wymienialne lub jednorazowego użytku. W przypadku sprzętu wielorazowego użytku należy opracować i ściśle przestrzegać procedury dekontaminacji i dezynfekcji. Sprzęt medyczny powinien być myty i dezynfekowany przez przeszkolone osoby, w odpowiednich certyfikowanych i audytowanych jednostkach. Endoskopy optyczne Giętkie endoskopy optyczne są przykładem urządzeń medycznych, które są wprowadzane do ciała pacjenta i mają styczność zarówno z miejscami jałowymi, jak i niejałowymi; endoskop zanieczyszczony mikrobiologicznie może spowodować zakażenie. Endoskopy optyczne są wrażliwe na wysoką temperaturę i mogą być dezynfekowane tylko metodą chemiczną. Nie jest ona tak skuteczna, jak autoklawowanie, i zdarza się, że endoskop pozostaje skażony a jego użycie wywoła u pacjenta zakażenie wieloopornymi pałeczkami Gram-ujemnymi związanymi ze środowiskiem wodnym, jak Pseudomonas spp. Zdarzają się epidemie wywołane przez środowiskowe gatunki Mycobacterium spp., zanieczyszczające punkty czerpalne wody i stosunkowo odporne na działanie preparatów dezynfekcyjnych. Gdy w szpitalu pojawią się przypadki zakażeń tymi drobnoustrojami, należy upewnić się, czy dekontaminacja endoskopów jest skuteczna, a sam sprzęt bezpieczny. ZAPOBIEGANIE I KONTROLA ZAKAŻEŃ (Department of Health, England, 2013; BSG Report, 2014; ASG & SHEA 2011) Dekontaminacja endoskopów optycznych jest specjalistyczną procedurą, którą powinien wykonywać tylko przeszkolony personel w akredytowanych, przeznaczonych do tego jednostkach. Procedurę tę należy dostosować do lokalnych wymogów sanitarnych, oraz przestrzegać zaleceń producenta w kwestii obsługi automatycznych myjni 17 (AWD), używanych do mycia i dezynfekcji różnego typu endoskopów oraz stosowanych w nich środków chemicznych. Umyte endoskopy giętkie są dezynfekowane w myjni AWD specjalnym chemicznym roztworem, w następnych cyklach płukane i suszone. Stosuje się także działanie enzymatyczne w celu usunięcia biofilmu. Skuteczna dezynfekcja zależy od: • Prawidłowej obsługi AWD • Używania właściwego preparatu dezynfekcyjnego, w odpowiednim stężeniu i czasie ekspozycji • Używania czystej wody do końcowego płukania. Poniżej zebrano ogólne zasady kontroli zakażeń; lokalne wymogi mogą być bardziej szczegółowe: • Kontrola skuteczności procesu mycia i dezynfekcji oraz bezpieczeństwa przechowywania i transportu • W przypadku stwierdzenia nieskuteczności procesu lub wystąpienia zakażeń związanych z badaniami endoskopowymi, należy wycofać z użytkowania zanieczyszczone endoskopy, określić rodzaj, źródło i drogi przenoszenia drobnoustroju powodującego zakażenia, oraz usunąć usterkę AWD. • Najskuteczniejszą metodą sterylizacji jest działanie wysoką temperaturą przy podwyższonym ciśnieniu w autoklawie (sprzęt odporny na wysoką temperaturę, jak metalowe narzędzia chirurgiczne czy sztywne endoskopy). • Giętkie endoskopy optyczne są wrażliwe na wysoką temperaturę i nie mogą być autoklawowane; stosuje się wobec nich dezynfekcję wysokiego stopnia zamiast sterylizacji. Nowoczesne myjnie AWD przeprowadzają dezynfekcję chemiczną wysokiego stopnia za pomocą kwasu nadoctowego, a następnie wykonują cykle płukania wodą. • Woda do płukania endoskopów żołądkowo-jelitowych (które mają kontakt z błonami śluzowymi, wydzielinami i wydalinami, lecz nie są wprowadzane w jałowe przestrzenie ciała) – wystarczająca jest o jakości wody pitnej. • Woda do płukania endoskopów wprowadzanych do jałowych jam ciała (np. artroskopów) musi mieć wysoki standard czystości. • Po końcowym płukaniu wodą w AWD w świetle endoskopu może zostać niewielka liczba bakterii. Nie powinno to stanowić zagrożenia dla pacjenta – ani ryzyka infekcji, ani ryzyka błędnej diagnozy na skutek zanieczyszczenia pobieranej za pomocą endoskopu próbki (wycinka lub aspiratu). 18 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ APARATURĘ MEDYCZNĄ Monitorowanie czystości mikrobiologicznej AWD: • Raz w tygodniu test jakości wody z końcowego płukania. Polega na określeniu liczby zdolnych do życia komórek bakterii (total bacterial viable count, TVC), wyrażonej w jednostkach tworzących kolonie (colony forming unit, cfu) na 100 mL. • Kwartalne i coroczne testy z przedłużoną inkubacją, która pozwoli wykryć obecność wszystkich kontaminujących mykobakterii. Za bezpieczny poziom TVC zwykle uznaje się < 10 cfu / 100 ml. Za bezpieczny poziom mykobakterii zwykle uznaje się brak mykobakterii w 200 ml wody. W przypadku wzrostu TVC do 100 cfu w 100 ml wody, należy wykonać cykl samo-dezynfekcji AWD. Jeżeli poziom TVC pozostaje wysoki, (w próbce wody pobranej z myjni liczba bakterii wynosi >100 cfu / 100 ml) myjnię należy wycofać z użytkowania i poddać przeglądowi w celu wykrycia usterki. Regularne badania mikrobiologiczne wykryją nieznaczne wahania małej liczby bakterii oraz pozwolą na szybkie działanie w przypadku wystąpienia tendencji zwyżkowej. Po uzyskaniu nieprawidłowych wyników badań, należy pobrać do badania próbki wody użytej do końcowego płukania (wodę doprowadzaną do myjni oraz ze zbiornika wewnątrz myjni). Ponadto należy zbadać, i w razie potrzeby wymienić, filtry, przewody i pompy. Środki dezynfekcyjne – strona 27. 19 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIERZCHNIE SUCHE Do niedawna kontrola infekcji skupiała się na zakażeniach florą endogenną pacjentów, która uważana była za główne źródło krzyżowych zakażeń szpitalnych, przenoszona poprzez ręce personelu z zakażonych lub skolonizowanych chorych. Obecnie za ważne źródło infekcji uważa się zanieczyszczone szpitalne środowisko, leki oraz wodę. Ostatnio zwrócono uwagę na rolę suchych elementów środowiska szpitalnego jako potencjalnego nośnika drobnoustrojów MDR, odpowiedzialnych za zakażenia (Boyce, 2007; Otter et al, 2011, 2013. Weber et al, 2010, 2013; Gebel et al, 2013; Tacconelli et al, 2014). WZRASTA LICZBA DOWODÓW NA WAŻNĄ ROLĘ ŚRODOWISKA SZPITALNEGO W WYWOŁYWANIU ZAKAŻEŃ: (Carling et al, 2013) Groźne szpitalne patogeny są zdolne do długiego przeżycia w suchym środowisku szpitalnym Najważniejsze szpitalne patogeny, meticylino-oporne i meticylino-wrażliwe szczepy Staphylococcus aureus (MRSA, MSSA),wankomycynooporne i wrażliwe Enterococcus spp. (VRE, VSE), Clostridium difficile, Acinetobacter spp. i norowirusy, mogą miesiącami przeżywać na suchych powierzchniach (Tabela 1). Bakterie Gram-ujemne inne niż Acinetobacter są mniej wytrzymałe na wysychanie, lecz pałeczki Pseudomonas aeruginosa i Klebsiella spp. zdolne są do długiego przetrwania w suchym środowisku i wywołania zakażeń krzyżowych. 20 Tabla 1. Przeżywanie patogenów szpitalnych na suchych powierzchniach. [na podstawie Otter et al, 2013] Drobnoustrój Czas przeżycia Clostridium difficile (spory) > 5 miesięcy Acinetobacter spp. od 3 dni do 11 miesięcy Enterococcus spp. łącznie z VRE od 5 dni do >46 miesięcy Pseudomonas aeruginosa od 6 godzin do 16 miesięcy Klebsiella spp. od 2 godzin do >30 miesięcy Staphylococcus aureus łącznie z MRSA od 7 dni do >12 miesięcy Norowirusy (i koci kaliciwirus) Od 8 godzin do >2 tygodni Powierzchnie w szpitalu, otaczające zakażonych i skolonizowanych pacjentów, są często, nawet w dużym stopniu, zanieczyszczone szpitalnymi szczepami bakterii. (Weber et al, 2013) Częstość występowania patogenów szpitalnych w próbkach środowiskowych, pobranych w sali zakażonego lub skolonizowanego danym patogenem pacjenta, oceniono na 1-64% w przypadku MRSA, 7-70% dla VRE, 3-74% dla C. difficile i 3-50% dla Acinetobacter spp. W niektórych doniesieniach opisano występowanie w jednej sali kilku szczepów danego patogenu, np. MRSA; ponadto były to szczepy inne, niż szczep kolonizujący pacjenta aktualnie tam przebywającego. Świadczy to o zdolności długiego przeżycia drobnoustrojów w środowisku, w tym przypadku szczepów pochodzących od dawniej hospitalizowanych chorych. Kontakt personelu z powierzchniami lub sprzętem medycznym prowadzi do zanieczyszczenia rąk i/lub rękawiczek Badania wykazały, że zanieczyszczenie rąk personelu po pobycie w izolatce jest podobne zarówno w przypadku bezpośredniego kontaktu z pacjentem jak i w przypadku kontaktu z tzw. strefą pacjenta, czyli najbliższym otoczeniem (Tabla 2). 21 Tabla 2. Transfer patogenów szpitalnych z powierzchni na ręce personelu służby zdrowia. [na podstawie Otter et al, 2013] Bezpośredni kontakt z pacjentem Kontakt wyłącznie z otoczeniem 52% z 44 osób przeniosło VRE na rękach lub rękawiczkach 45% z 50 osób przeniosło MRSA na rękawiczkach 45% z 50 osób przeniosło MRSA na rękawiczkach 50% z 30 osób przeniosło Clostridium difficile na rękawiczkach 50% z 30 osób przeniosło Clostridium difficile na rękawiczkach Przestrzeganie higieny rąk: 80% Przestrzeganie higieny rąk: 50% Rycina 2. Najczęstsze źródła i drogi transmisji patogenów szpitalnych i potencjalne strategie dezynfekcji środowiska. [na podstawie Donskey, 2013] Zidentyfikowany pacjent skolonizowany lub zakażony Ekspozycja Powierzchnie w izolatce Przenośne wyposażenie i sprzęt 4 Niezidentyfikowany nosiciel Skóra, pościel i ubranie Pacjent skolonizowany lub zakażony szczepem szpitalnym jest źródłem rozprzestrzeniania się takiego szczepu poprzez swoją skórę, odzież i najbliższe otoczenie. Inni wrażliwi chorzy mogą nabyć patogen przez bezpośredni kontakt z powierzchnią lub aparaturą, lub za pośrednictwem rąk personelu. Określono cztery źródła patogenów szpitalnych i potencjalne strategie dezynfekcji środowiska, mające na celu przerwanie drogi transmisji: 1 zanieczyszczone powierzchnie mimo czyszczenia izolatki stwarzają ryzyko przeniesienia szczepu szpitalnego na kolejnego pacjenta leżącego w tej izolatce (działanie interwencyjne: zwiększenie skuteczności czyszczenia i dezynfekcji sali po poprzednim pacjencie); 22 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIERZCHNIE SUCHE Ryzyko zanieczyszczenia rąk personelu zależy od stopnia kontaminacji środowiska. Najczęściej dotykane powierzchnie są najsilniej zanieczyszczone. Takie same obserwacje opisał Morgan i wsp. (Crit Care Med., 2012): szczep A. baumanii MDR został przeniesiony podczas jednego z trzech kontaktów personelu ze skolonizowanym pacjentem. Zanieczyszczenie środowiska bakteriami MDR jest najbardziej prognostycznym czynnikiem dla przeniesienia zanieczyszczenia na pracownika służy zdrowia. Istnieje także silny związek między kolonizacją lub zakażeniem pacjenta a kontaminacją otoczenia pacjenta przez A. baumanii (Munoz-Price et al, 2013). Mimo, że transfer patogenów szpitalnych między pacjentami najczęściej zachodzi za pośrednictwem rąk personelu, to zanieczyszczone powierzchnie i przedmioty stanowią istotną bezpośrednią lub pośrednią drogę przenoszenia (Rycina 2). 1 2 Ręce personelu medycznego Pacjent podatny na zakażenie 3 zanieczyszczone powierzchnie w izolatce stwarzają ryzyko zanieczyszczenia rąk personelu (działanie interwencyjne: codzienna dezynfekcja powierzchni i przedmiotów najczęściej dotykanych); 3 zanieczyszczenie przenośnego sprzętu i wyposażenia (działanie interwencyjne: dezynfekcja sprzętu pomiędzy użyciem go między jednym a drugim pacjentem lub używanie w izolatkach jednorazowych elementów wyposażenia); 4 zanieczyszczenie powierzchni w salach niezidentyfikowanych nosicieli szczepów szpitalnych (działanie interwencyjne: zwiększenie skuteczności czyszczenia i dezynfekcji wszystkich sal na oddziałach wysokiego ryzyka lub w całym szpitalu). 2 23 Pacjent przyjmowany do sali, w której uprzednio leżał chory skolonizowany lub zakażony patogenem szpitalnym jest narażony na większe ryzyko kolonizacji lub zakażenia tym drobnoustrojem Dotyczy to MRSA, VRE, C. difficile, P. aeruginosa i Acinetobacter (Rycina 3) i jest ważnym dowodem na rolę zanieczyszczonych powierzchni w szpitalnych zakażeniach krzyżowych. Rycina 3. Wykres przedstawiający wzrost ryzyka związanego z poprzednim pacjentem. [na podstawie Otter et al, 2013] MRSA VRE P. aeruginosa VRE (2 tygodnie)* VRE** C. difficile A. baumannii 0 1 2 3 4 Różny stopień ryzyka * Każdy pacjent skolonizowany lub zakażony VRE przebywający wciągu 2 tygodni przed przyjęciem pacjenta, dla którego było oceniane ryzyko. ** Pacjent bezpośrednio poprzedzający tego, dla którego oceniano ryzyko, był skolonizowany lub zakażony VRE. 24 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIERZCHNIE SUCHE Zwiększenie skuteczności sprzątania sal pacjentów i czyszczenia izolatek prowadzi do zmniejszenia liczby zakażeń Prowadzone badania wykazały, że mycie pomieszczeń szpitalnych za pomocą podchlorynu powoduje zmniejszenie częstości zakażeń C. difficile, zaś częstsze i bardziej skuteczne czyszczenie wiąże się z redukcją zakażeń MRSA i VRE. (Donskey et al., 2013). Podobnie, w przypadku poprawy skuteczności czyszczenia izolatek po pobycie skolonizowanych pacjentów, a przed przyjęciem nowych, nie skolonizowanych, zaobserwowano zmniejszenie liczby zakażeń u nowych pacjentów. Passaretti i wsp. używali par nadtlenku wodoru (HPV) do dezynfekcji izolatek po pacjentach skolonizowanych lub zakażonych szczepami bakterii MDR: • Dekontaminacja za pomocą HPV redukuje stopień zanieczyszczenia bakteriami MDR o 35%. • Pacjenci przyjęci do sal dekontaminowanych HPV znacznie rzadziej nabywali szczepy MDR (redukcja o 64%) niż pacjenci położeni w salach dezynfekowanych konwencjonalnymi metodami. • Występuje znaczna 80% redukcja ryzyka nabycia VRE od poprzedniego pacjenta i tylko nieznaczna redukcja ryzyka nabycia MRSA, C. difficile i Gram-ujemnych pałeczek MDR. STRATEGIE REDUKCJI I KONTROLI ZANIECZYSZCZENIA SUCHYCH POWIERZCHNI Poprawa jakości sprzątania Liczne badania wykazały, że jakość sprzątania w szpitalach często jest obniżana poniżej akceptowanych standardów i wówczas w wyniku konwencjonalnego procesu czyszczenia stopień skażenia mikrobiologicznego powierzchni zostaje zredukowany jedynie o 50% (Otter et al, 2011; Weber et al, 2013). Wyższa jakość sprzątania może spowodować spadek liczby zakażeń: • 66% redukcja stopnia kolonizacji VRE w przypadku podniesienia jakości codziennego czyszczenia otoczenia o 75% (Hayden et al, 1996). • 50% i 28% redukcja kolonizacji, odpowiednio MRSA i VRE w wyniku poprawy sprzątania o 80% (Datta et al, 2011). 25 Programy edukacyjne prowadzą do zwiększenia efektywności czyszczenia otoczenia chorych, a tym samym do ograniczenia kontaminacji środowiska, a w niektórych przypadkach pośrednio do zmniejszenia liczby zakażeń (Donskey, 2013). Ze względu na rolę, jaką zanieczyszczenie środowiska odgrywa w zakażeniach szpitalnych, Centers for Disease Control and Prevention (CDC) opracowało zestaw narzędzi, pomagających szpitalom postępować zgodnie z wytycznymi zawartymi w praktycznym przewodniku CDC z 2004 i poprawiać jakość sprzątania (patrz poniżej). PRAKTYCZNY ZESTAW NARZĘDZI CDC Zestaw narzędzi został opracowany jako przewodnik wdrożeniowy przez Centers for Disease Control and Prevention (CDC) (Guh & Carling, 2010) aby pomóc szpitalom we wdrażaniu rekomendacji CDC z 2003 roku dotyczących „wprowadzenia w życie procedur czyszczenia i dezynfekcji powierzchni znajdujących się w najbliższym otoczeniu pacjenta, które często są dotykane, zarówno przez pacjenta, jak i personel medyczny” (Sehulster et al, 2004). Zestaw narzędzi to plan działania na dwóch poziomach dekontaminacji izolatki po pobycie pacjenta: • Poziom I - składa się z podstawowych działań optymalizujących dezynfekcję i mycie, procedur, materiałów edukacyjnych i szkoleniowych dla personelu. • Poziom 2 - wszystkie elementy poziomu 1 plus obiektywne monitorowanie wykonania praktycznego, poprzez ocenę „czystości” (pomiar obciążenia biologicznego na powierzchniach) lub ocenę „sprzątania” (ocena, czy sprzątanie jest dobrze wykonane): - Obciążenie biologiczne można ocenić poprzez pomiar bioluminescencji adenozyno-trójfosforanu (ATP) w wymazie lub odcisku pobranym z badanej powierzchni. Tym niemniej, dotąd nie przyjęto ogólnie akceptowanych standardów sprzątania i czystości (Carling, 2013). - Sprzątanie może być na bieżąco kontrolowane poprzez praktyczną obserwację oraz przy pomocy markerów fluorescencyjnych. Badanie zanieczyszczenia środowiska Pobieranie próbek do badania mikrobiologicznego Nie zaleca się rutynowego pobierania próbek do badania mikrobiologicznego z powierzchni w pomieszczeniach szpitalnych. Badania wykonuje się w celu: • Identyfikacji środowiskowego źródła epidemii; • Potwierdzenia skuteczności procedur dezynfekcji i mycia; • Monitorowania zgodności sposobu sprzątania z odpowiednimi procedurami. 26 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIERZCHNIE SUCHE • Wymazy pozwalają zidentyfikować patogeny i orientacyjnie ocenić ich ilość. Pobranie wymazów i posiew ich na podłoża agarowe wymaga więcej czasu niż użycie płytek kontaktowych (patrz poniżej). Metoda ta jest głównie stosowana w badaniach efektywności sprzątania oraz do identyfikacji poszczególnych patogenów, co ułatwia poznanie epidemiologii zakażeń podczas epidemii. • Bezpośrednia metoda płytek odciskowych wykorzystuje dwustronne płytki typu „dip slides” lub okrągłe płytki kontaktowe pokryte warstwą podłoża agarowego do bezpośredniego pobierania próbki środowiskowej z powierzchni. Liczba kolonii uzyskanych na powierzchni agarowej wskazuje na stopień obciążenia mikrobiologicznego. Inne metody oceny kontaminacji środowiska i skuteczności sprzątania • Żel fluorescencyjny jest stosowany do kontroli dokładności procesu mycia. Żel jest nanoszony w sposób niewidoczny dla osoby sprzątającej w celu zaznaczenia miejsc, które powinny być umyte. Po sprzątaniu widać w świetle ultrafioletowym, czy żel został usunięty, a tym samym mycie dokładnie wykonane. Metoda ta jest stosowana podczas praktycznych szkoleń personelu sprzątającego. • Technologia bioluminescencji adenozynotrójfosforanu (ATP) pozwala wykryć obecność materii organicznej, w tym zarówno żywych, jak i martwych komórek drobnoustrojów na powierzchniach. Półautomatyczny system, powszechnie używany do monitorowania zanieczyszczenia powierzchni w przemyśle spożywczym, został niedawno zaadaptowany do badania czystości w obiektach służby zdrowia. Tym niemniej, z powodu ogólnie niższego stopnia zanieczyszczenia w szpitalu oraz detekcji także martwych drobnoustrojów, czułość i swoistość tej metody wynosi około 57%. Ma ona ograniczone zastosowanie do oceny kontaminacji środowiska szpitalnego (Mulvet et al, 2011), jedynie może być stosowana do monitorowania skuteczności sprzątania. Środki dezynfekcyjne Na potrzeby dezynfekcji i sterylizacji, narzędzia i sprzęt medyczny pod względem ryzyka zakażenia można podzielić na krytyczny, półkrytyczny i niekrytyczny (CDC, Rutala & Weber, 2008). 27 Sprzęt krytyczny jest wprowadzany do jałowych tkanek; są to narzędzia chirurgiczne, cewniki naczyniowe i moczowe, oraz implanty. W przypadku kontaminacji takie przedmioty stanowią wysokie ryzyko zakażenia pacjenta. Powinny one być jałowe, jednorazowego użytku; jeżeli są do wielokrotnego użytku, wówczas wymagają sterylizacji (autoklawowania) przed kolejnym użyciem. Narzędzia i sprzęt wrażliwy na wysoką temperaturę, jak giętkie endoskopy optyczne, powinien być poddawany dezynfekcji chemicznej wysokiego stopnia; ze względu na potencjalne ryzyko związane z tą metodą, procedura dezynfekcji powinna być szczegółowo opisana, a jej wykonywanie dokładnie monitorowane (patrz strona 17-18). Sprzęt półkrytyczny ma kontakt z błonami śluzowymi lub z uszkodzoną skórą; jest to sprzęt używany podczas znieczulania oraz do terapii respiratorowej, niektóre endoskopy, ostrza laryngoskopów i cystoskopy. Są one poddawane po umyciu dezynfekcji chemicznej wysokiego stopnia (zabija wirusy i bakterie, lecz pozostawia spory). Sprzęt niekrytyczny ma kontakt wyłącznie z nienaruszoną skórą, bez kontaktu z błonami śluzowymi; są to baseny, mankiety aparatów do mierzenia ciśnienia, stetoskopy, kule inwalidzkie i komputery. Przedmioty te mogą być czyszczone standardowymi preparatami myjącymi i przecierane środkiem dezynfekcyjnym. Częste używanie wielorazowych mankietów i opasek od ciśnieniomierzy zwiększa częstość krzyżowego przenoszenia patogenów szpitalnych MDR. Powierzchnie w szpitalu, takie jak podłogi czy blaty stolików przyłóżkowych, są sklasyfikowane jako niekrytyczne. Przeważa pogląd, że wystarczające jest mycie ich detergentem (Ruden & Daschner, 2002), jednak niektórzy badacze zalecają także stosowanie preparatów dezynfekcyjnych (Rutala & Weber, 2002, 2008). Ryzyko transmisji bakterii MDR spowodowało wprowadzenie specjalnych procedur dezynfekcji łóżek, na których leżeli skolonizowani lub zakażeni pacjenci, polegającej na dekontaminacji za pomocą gorącej pary wodnej lub nadtlenku wodoru. Pojawiają się coraz liczniejsze dowody świadczące o roli czyszczenia izolatek po pacjentach skolonizowanych bakteriami MDR i czyszczenia oddziału lub otoczenia łóżka pacjenta w trakcie lub po epidemii zakażeń C. difficile lub norowirusami. Ponadto, wraz ze wzrostem świadomości na temat roli środowiska szpitalnego w transmisji zakażeń, rutynowa dezynfekcja podłóg i innych powierzchni jest coraz częstszą praktyką, mimo, że nie ma wielu dowodów, że działania te zmniejszą liczbę infekcji. 28 PRZENOSZENIE ZAKAŻEŃ PRZEZ POWIERZCHNIE SUCHE Najczęściej używane preparaty do dezynfekcji powierzchni zawierają fenole i czwartorzędowe zasady amoniowe, lecz związki te nie są aktywne wobec drobnoustrojów wytwarzających przetrwalniki, jak C. difficile, ani wobec wirusów, np. norowirusów. Często stosowane są podchloryny, które zabijają wirusy, lecz wykazują zmienną aktywność wobec spor. Trwają badania nad preparatami działającymi na spory. Dezynfekcja powinna być integralną częścią profilaktyki i kontroli zakażeń, z określonymi standardami i kontrolami (Gebel et al, 2013). Niezbędne jest: • Określenie podstawowych zasad czyszczenia i dezynfekcji. • Wprowadzenie tych zasad w życie: opisanie procedur poszczególnych działań, przeprowadzenie szkoleń oraz odpowiednich audytów. • Opracowanie procedur testowania skuteczności działania preparatów dezynfekcyjnych w różnych sytuacjach. Powierzchnie w szpitalu - materiały i wykonanie Efektywność sprzątania w szpitalu zależy w dużej mierze od materiałów, z jakich wykonane są myte i dezynfekowane powierzchnie, meble i inne przedmioty. Ważne jest, czy materiały te są odporne na zanieczyszczenie i łatwe do umycia. Nowoczesne materiały, używane do produkcji sprzętów szpitalnych mają powłokę antybakteryjną, która redukuje zanieczyszczenie powierzchni. Mimo to nie wykazano ich bezpośredniego wpływu na odsetek zakażeń. Jednakże w jednym z ostatnio przeprowadzonych badań zaobserwowano, że zastosowanie w sali szpitalnej powierzchni pokrytych miedzią spowodowało zmniejszenie liczby zakażeń szpitalnych o ponad 50% (Salgado et al, 2013). Nowe technologie dekontaminacji powierzchni Z powodu problemów związanych z konwencjonalnymi sposobami sprzątania i dezynfekcji sal po pacjentach, wprowadzono szereg nowych metod dekontaminacji. Jedną z nich jest automatyczny system wykorzystujący promieniowanie UV i pary nadtlenku wodoru (H2O2) (Otter et al, 2013). Automatyka eliminuje niedoskonałości związane z ludzką pracą, a system jest przedstawiany jako „dezynfekcja bezdotykowa” (NTD). Stosowanie H2O2 jest skuteczne zarówno w zmniejszeniu ryzyka kolonizacji pacjenta szczepami MDR, jak i kontaminacji otoczenia (Passaretti et al, 2013; Mitchell et al, 2014). Ograniczenia zastosowania H2O2 wynikają z wysokich kosztów oraz konieczności opróżnienia i zamknięcia sali na czas dezynfekcji. 29 ORGANIZACJA I ZARZĄDZANIE Środowisko placówek służby zdrowia jest podatne na zanieczyszczenie potencjalnie chorobotwórczymi drobnoustrojami, z których wiele to wielooporne szczepy bakterii (MDR). Sytuacja ta jest pod nadzorem Zespołu Zakażeń Szpitalnych (ZZS), który składa raporty bezpośrednio do zarządu szpitala, lub za pośrednictwem działu zarządzania ryzykiem lub działu organizacji pracy klinicznej. Skład ZZS jest interdyscyplinarny, w jego skład wchodzą: mikrobiolog, pielęgniarka, lekarz, kierownik administracji, apteki i centralnej sterylizatorni (Rycina 4). W dużych szpitalach zaleca się wydzielenie osobnego podzespołu ZZS ds. dekontaminacji. Szkolenia i ćwiczenia praktyczne powinny uświadomić personelowi problemy związane z zakażeniami szpitalnymi i wielką rolę higieny otoczenia chorych w profilaktyce i kontroli zakażeń. Przeprowadzone audyty wykazują skuteczność takich szkoleń. Należy spisać i na bieżąco aktualizować zasady działania w każdej dziedzinie związanej z kontrolą zakażeń, oparte na opublikowanych wytycznych i przepisach. Zgodność wykonania z zasadami powinna być audytowana. System nadzoru powinien umożliwić szybkie wykrycie zakażenia szpitalnego i możliwości wystąpienia epidemii. W przypadku spodziewanego rozprzestrzenienia zakażeń epidemicznych, należy zidentyfikować źródła i drogi szerzenia zakażeń, określić czynnik etiologiczny, i w razie potrzeby wykonać typowanie (np. genetyczne). Wykrycie grupy podobnych przypadków zakażeń wymaga zbadania, czy nie jest to epidemia, i podjęcia odpowiednich działań interwencyjnych, aby do niej nie doszło. Dochodzenie epidemiczne powinno wskazać możliwe źródła środowiskowe. Należy wówczas pobrać odpowiednie próbki ze środowiska. Zaraz po tym, gdy incydent zakażeń mających związek ze środowiskiem zostanie zidentyfikowany i objęty kontrolą, należy wprowadzić zmiany w zasadach działania i praktyce nadzoru nad zakażeniami, które zapobiegną powtórzeniu podobnej sytuacji. 30 Rycina 4. Przykład powiązań jednostek organizacyjnych szpitala podczas dochodzenia epidemiologicznego. Zarząd Szpitala Dział Zarządzania Ryzykiem Dział Organizacji Pracy Klinicznej Zespół Zakażeń Szpitalnych Serwis sprzątający Dział gospodarczy Dział techniczny Centralna sterylizatornia Lekarze Przedstawiciele jednostek organizacyjnych i zawodów Pielęgniarki Mikrobiolog Blok operacyjny Apteka Pracownia endoskopowa 31 POBIERANIE PRÓBEK ŚRODOWISKOWYCH DO BADANIA MIKROBIOLOGICZNEGO Podczas badań mikrobiologicznych środowiska należy uwzględnić rodzaj i cel pobierania próbek, oraz jaki wynik chcemy uzyskać – ilościowy czy jakościowy. Niezbędna jest wiedza, jak interpretować wyniki badań i jakie działania podjąć po ich uzyskaniu. Interpretacja może sprawiać trudności z powodu braku standardów definiujących zanieczyszczenie mikrobiologiczne. Badanie czystości powietrza Próbki powietrza pobiera się zazwyczaj w celu oceny czystości powietrza w obszarach chronionych, jak sale operacyjne, izolatki z podwyższonym ciśnieniem, sterylne boksy w aptece itp. Przed pobieraniem próbek należy określić: • Rodzaj szukanego drobnoustroju; • Rodzaj użytego podłoża do hodowli; • Objętość badanego powietrza; • Sposób wyrażenia wyniku: jakościowy czy ilościowy; • Jakie działania, w zależności od wyniku, zostaną podjęte. Sposób pobierania próbek może być bierny lub czynny: • Bierne pobieranie próbek powietrza polega na ekspozycji w badanym pomieszczeniu otwartych płytek Petriego z podłożem agarowym przez określony czas (zwykle 30 minut, rzadziej do 4 godzin). Płytki po ekspozycji są przechowywane w temp. 1-8°C do czasu poddania właściwej inkubacji tego samego dnia lub najpóźniej w ciągu 24 godzin od pobrania. Inkubację należy prowadzić w temp. 30±1°C przez 3 dni w przypadku bakterii oraz 22,5±2,5°C przez 5 dni w przypadku drożdżaków i pleśni. Wynik jest obliczany na podstawie liczby kolonii drobnoustrojów uzyskanych w określonym czasie. Należy kontrolować czynniki mające wpływ na wynik, jak ruchy powietrza i aktywność ludzi. • Aktywne pobieranie próbek powietrza wykonuje się przy pomocy automatycznych próbników, które pobierają określoną objętość powietrza bezpośrednio na podłoże agarowe lub na filtr. Na podstawie liczby uzyskanych kolonii można dokładnie obliczyć liczbę komórek drobnoustrojów na jednostkę objętości powietrza. Użycie próbnika zapewnia standaryzację badań i śledzenie procesu uzyskiwania wyników. 32 Można oceniać liczbę komórek drobnoustrojów ogółem i/lub stosując odpowiednie selektywne podłoża, liczbę drożdżaków i pleśni. Próbnik powietrza (SAMPL’AIR™) Normy czystości mikrobiologicznej powietrza Nie ma standardowych zaakceptowanych norm dla próbek powietrza pobieranych metodą aktywną. CDC rekomenduje badanie liczby zarodników grzybów pleśniowych podczas kontroli występowania aspergillozy. Pobieranie próbek zaleca się także do oceny skuteczności filtracji powietrza. Ramka poniżej zawiera konsensus określający wartości satysfakcjonujące. Odbiegające od nich wyniki wymagają podjęcia natychmiastowych działań. JAKOŚC POWIETRZA POLA OPERACYJNEGO (AKTYWNE POBIERANIE PRÓBEK) Badanie wykonane przy uruchamianiu lub po remoncie bloku operacyjnego • Liczba kolonii drobnoustrojów tlenowych < 10 cfu / m3 Badanie w pustych salach • Liczba kolonii drobnoustrojów tlenowych < 35 cfu / m3 Badanie podczas operacji chrurgicznych • Liczba kolonii drobnoustrojów tlenowych < 180 cfu / m3 Badanie czystości wody W większości krajów ustawowe wymagania dotyczące badania jakości wody dotyczą jedynie wody pitnej. Jednakże, wytyczne na temat badania wody znajdują się w niektórych dokumentach dotyczących dobrej praktyki: • Ogólne wytyczne (CDC, 2003; Tacconelli et al, 2014); • Kontrola Legionella (UK Health and Safety Executive, 2000; World Health Organization, 2007); • Woda do płukania endoskopów (Department of Health, England, 2013; BSG Report, 2014; ASG & SHEA, 2011); • Baseny rekreacyjne i baseny do hydroterapii (WHO, 2006; HPE, 2008; Pool Water Treatment Advisory Group, 2009); • Woda do dializ (UK Renal Association, 2009). Wszystkie informacje zostały zebrane przez Public Health England (PHE, Agencja wykonawcza Ministerstwa Zdrowia UK, 2013). 33 Próbki wody należy pobrać aseptycznie, do jałowych butelek. Zwykle w trakcie badania do próbki wody dodaje się czynnik neutralizujący działanie środków dezynfekcyjnych (włącznie ze związkami chloru), które mogłyby zahamować wzrost drobnoustrojów obecnych w próbce. Neutralizator należy dobrać odpowiednio do używanego preparatu dezynfekcyjnego i wykonać badanie wg szczegółowych rekomendacji. Pobieranie próbek wody (należy zapoznać się z wytycznymi zawartymi w dokumentach wymienionych powyżej) Woda z kranu • Badanie jakości wody przepływającej przez kran: kran przed pobraniem próbki wody nie powinien być czyszczony ani dezynfekowany; należy pobrać pierwszą porcję wody. • Badanie jakości wody przed kranem: należy wyczyścić i zdezynfekować kran roztworem podchlorynu sodu (1% roztwór chloru aktywnego) i odkręcić wodę na 2-3 minuty przed pobraniem próbki. Próbkę pobrać aseptycznie do jałowej butelki o pojemności 1000 lub 500 ml, zawierającej neutralizator (20 mg/l tiosiarczanu sodu). Baseny do hydroterapii Zwykle pobiera się próbkę wody (lub kilka próbek z dużego basenu) w miejscu, gdzie ruch wody jest najmniejszy, jak najdalej od dopływu i odpływu wody. Próbki wody należy także pobrać ze zbiornika przelewowego i z filtra oraz pobrać wymazy z wnętrza i z tyłu każdego wpustu wody, jak również z pokrywy basenu, jeżeli taka jest używana. • Należy przetrzeć z zewnątrz alkoholem jałową butelkę o pojemności 500 ml, zawierającą neutralizator (120 mg/l tiosiarczanu sodu). • Aseptycznie otworzyć butelkę, zanurzyć w basenie i nabrać wody. • Zamknąć butelkę i potrząsnąć, aby wymieszać neutralizator. Jeżeli trzeba wykonać badanie w kierunku Legionella, należy w ten sam sposób pobrać dodatkowy 1 litr wody. Badanie wody w kierunku Legionella UWAGA: Podczas badania wody w kierunku Legionella, należy pamiętać o ryzyku zakażenia i stosować odpowiednie środki ochrony. Pobieranie próbek wody jest jednym z elementów oceny ryzyka i przeglądu całej instalacji wodnej. Wodę należy pobierać z miejsc, w których pałeczki Legionella mogły się namnożyć, takich jak cieplejsze odcinki rur z zimną wodą, chłodniejsze fragmenty rur z ciepłą wodą oraz z miejsc zastoju wody. 34 POBIERANIE PRÓBEK ŚRODOWISKOWYCH DO BADANIA MIKROBIOLOGICZNEGO Woda z basenów i z kranów (próbki przed płukaniem), patrz powyżej. Woda z pryszniców, należy pobrać 1 litr w następujący sposób: • Przed odkręceniem kurka nastawić temperaturę na wartość środkową w bateriach zwyczajnych lub na zazwyczaj używaną temperaturę w bateriach termostatycznych (35˚C do 43˚C). • Odłączyć sitko prysznica i do jałowej butelki z neutralizatorem pobrać wodę. • Zakręcić butelkę i wymieszać wodę z neutralizatorem. Podczas rutynowego badania wody w ramach konserwacji instalacji wodnej i zapobiegania zakażeniom przenoszonym drogą wodną, należy używać podłoży agarowych lub płytek dwustronnych typu „dip slides”, umożliwiających wyhodowanie Legionella. Woda i płyny do dializ Próbki wody należy pobrać z miejsc, gdzie możliwe jest największe stężenie bakterii, tj. próbkę wody powracającej z pętli dystrybucji oraz po filtracji końcowej. W ramach kontroli sanitarnej należy zbadać także próbkę wody surowej przed zbiornikiem oraz próbki z urządzeń po różnych etapach uzdatniania wody: za kolejnymi filtrami, po zmiękczaczu oraz za układem odwróconej osmozy. Jeżeli próbka wody jest pobierana z kranu używanego wyłącznie do tego celu, należy zdezynfekować jego wylot, jak opisano powyżej. Próbki należy pobierać aseptycznie, do jałowych, apirogennych butelek. Woda do płukania automatycznej myjni-dezynfektora AWD Do badania na obecność bakterii, łącznie z mykobakteriami, należy aseptycznie pobrać z odpowiedniego portu dwie próbki wody, po 100 ml, używanej do końcowego płukania podczas ostatniego cyklu. Postępowanie z próbkami wody Próbki wody, poza próbkami w kierunku Legionella, należy przed wysłaniem do laboratorium przechowywać w temp. 1-8°C, wysłać je najlepiej tego samego dnia, lecz nie później niż 24 godziny od pobrania. Próbki wody do badania w kierunku Legionella należy przechowywać w temperaturze otoczenia (około 20˚C), w ciemności i dostarczyć do laboratorium jak najszybciej, najlepiej tego samego dnia, lecz nie później niż w ciągu 24 godzin. Ilościowe badanie wody wykonuje się zwykle metodą filtracji określonej objętości wody przez filtry o średnicy porów <0,45 µm. Filtry umieszcza się na odpowiednich selektywnych i nieselektywnych podłożach agarowych, które inkubuje się w temp. 28-32˚C. Uzyskane kolonie są zliczane po inkubacji przez 48 godzin, a także po 5 dniach. Test wykonuje się w duplikacie. Kwartalne badania wody do płukania z myjni AWD w kierunku mykobakterii wykonywane są podobnie metodą filtracji, przy czym inkubacja podłoży wzrostowych trwa do 28 dni. 35 Normy czystości mikrobiologicznej wody Obecność drobnoustrojów w wodzie w liczbie nie przekraczającej normy nie wymaga podejmowania żadnych działań. Woda z basenów do hydroterapii Badana co tydzień • E. coli • Bakterie typu coli w 37°C • Pseudomonas aeruginosa • Bakterie tlenowe ogółem 0 cfu / 100 mL 0 cfu / 100 mL 0 cfu / 100 mL 0-10 cfu / mL Woda wodociągowa w kierunku Legionella Badana w ramach programu kontroli i zapobiegania zakażeniom oraz podczas podejrzenia epidemii • Legionella spp. 0-100 cfu / L Woda z kranu w oddziałach pacjentów z grup ryzyka Badana w ramach programu kontroli i zapobiegania zakażeniom oraz podczas podejrzenia epidemii • Pseudomonas aeruginosa i inne gatunki Pseudomonas 0 cfu / 100 mL Płyn dializacyjny i woda używana do przygotowania tego płynu Badana co miesiąc • Bakterie tlenowe ogółem • Endotoksyny /mL 0-50 cfu / mL < 0,125 EU / mL Woda do ostatniego płukania myjni - dezynfektora endoskopów Badana co miesiąc • Bakterie tlenowe ogółem • Endotoksyny /mL Badana co tydzień < 10 cfu / 100 mL < 0,03 EU / mL • Bakterie tlenowe ogółem < 1 cfu / 100 mL Badana kwartalnie • Prątki saprofityczne 0 cfu / 200 mL cfu = colony forming unit, jednostki, czyli komórki, tworzące kolonie; EU = jednostki endotoksyny [Szczegóły na temat przekroczenia poziomów alarmowych i podejmowanych działań dostępne w: PHE 2013] 36 Pobieranie próbek z powierzchni Pobieranie próbek z suchych powierzchni wymaga użycia jałowego płynu do ich zwilżenia, jak sól fizjologiczna lub zbuforowana woda peptonowa. Należy także zastosować odpowiedni neutralizator, jeżeli na badanej powierzchni mogą występować pozostałości środka dezynfekcyjnego. • Ilościowe pobieranie próbek można wykonać metodą wymazów z określonej powierzchni (przy użyciu jałowego szablonu), w wystandaryzowany sposób, aby uzyskać porównywalne wyniki podczas badania różnych miejsc oraz podczas badania tych samych miejsc w różnym czasie. Do badania ilościowego służą także agarowe płytki kontaktowe. • Jakościowe badanie próbek jest niezbędne podczas dochodzenia epidemiologicznego i szukania źródła infekcji. Wówczas większa zbadana powierzchnia daje większą możliwość znalezienia patogenu. • Wymazy można pobierać wymazówkami z bawełnianym wacikiem, a w przypadku większych powierzchni – jałową gąbką; metoda ta zapewnia bardziej wydajny odzysk drobnoustrojów. • Drobnoustroje zostają następnie wypłukane z wymazówki lub gąbki do roztworu fizjologicznego i przeniesione na odpowiednie podłoże agarowe (np. agar tryptozo-sojowy lub agar Sabouraud z chloramfenikolem). • Po inkubacji (zwykle 30+/-1˚C przez 3 dni dla bakterii i 22,5+/-2,5˚C przez 5 dni dla grzybów pleśniowych i drożdżaków) kolonie są zliczane, a obciążenie biologiczne obliczane jako liczba komórek (cfu) na jednostkę powierzchni. Kolonie na płytkach kontaktowych lub dwustronnych typu „dip slides” są bezpośrednio zliczane, a wynik obliczany podobnie, w oparciu o powierzchnię płytki. • Nie istnieją normy zanieczyszczenia mikrobiologicznego powierzchni w instytucjach ochrony zdrowia. Zwykle prowadzi się jakościowe badania mikrobiologiczne w przypadku wystąpienia zakażeń epidemicznych lub w ramach kontroli skuteczności sprzątania, lub do celów badań naukowych. • Podczas epidemii o określonej etiologii bardzo przydatne do badania zanieczyszczenia powierzchni są podłoża chromogenne, wybiórcze w stosunku do poszczególnych wieloopornych patogenów szpitalnych, jak VRE, MRSA, pałeczki ESBL+, pałeczki wytwarzające karbapenemazy, P. aeruginosa i C. difficile. Aplikator i płytki kontaktowe do wystandaryzowanego pobierania próbek z powierzchni (Count-Tact®) 37 PIŚMIENNICTWO Ogólne Boucher HW, Talbot GH, Bradley JS et al. Bad Bugs, No Drugs: No ESKAPE! An Update from the Infectious Diseases Society of America. Clinical Infectious Diseases 2009; 48:1–12. European Commission. Communication from the Commission to the European Parliament and the Council. Action plan against the rising threats from Antimicrobial Resistance. Brussels 15th November 2011. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Guidelines for Environmental Infection Control in Health-Care Facilities. Recommendations of CDC and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC). MMWR 2003;52(RR10):1-42. www.cdc.gov/ncidod/hip/ enviro/guide.htm Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Guidelines for preventing health-careassociated pneumonia, 2003: recommendations of CDC and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC). MMWR 2004;53(RR03):1-36. Global Risks 2014, Ninth Report. World Economic Forum. 2014 Nightingale F. Notes on nursing: what it is and what it is not. New York 1860. Appleton And Company. Tacconelli E, Cataldo MA, Dancer SJ et al. ESCMID guidelines for the management of the infection control measures to reduce transmission of multidrug-resistant Gram-negative bacteria in hospitalized patients. Clin Microbiol Infect 2014; 20 (Suppl. 1): 1–55. World Health Organisation (WHO). WHO Guidelines on Hand Hygiene in Health Care. First Global Patient Safety Challenge Clean Care is Safer Care. Geneva 2009. Powietrze Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Guidelines for Preventing the Transmission of Mycobacterium tuberculosis in Health-Care Settings, 2005. MMWR 2005; 54(No. RR-17). Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Interim Infection Prevention and Control Recommendations for Hospitalized Patients with Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus (MERS-CoV). May 2014. http://www.cdc.gov/coronavirus/mers/infection-prevention-control.html Centers for Diseases Control and Prevention (CDC). Guideline for the prevention and control of norovirus gastroenteritis outbreaks in healthcare settings. MacCannell T, Umscheid CA, 2; Rajender K. Agarwal RK et al. and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC).410:21 27/10/2014. http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/norovirus/Norovirus-Guideline-2011.pdf 38 Department of Health (England. Health Technical Memorandum HTM 03-01). Heating and ventilation systems: specialised ventilation for healthcare premises. Department of Health, Estates and Facilities (England). Health Building Note HBN 00-09. Infection control in the built environment. 2013. Dharan S, Pittet D. Environmental controls in operating theatres. J Hosp Infect. 2002 Jun; 51(2):79-84. French GL. Prevention of hospital acquired Aspergillosis infection during demolition and building work. Hospital Engineering and Facilities Management 2005; 2:31-36. Hannan MM, Azadian BS, Gazzard BG et al. Hospital infection control in an era of HIV infection and multi-drug resistant tuberculosis. J Hosp Infect 2000;44:5-11. Harris JP, Lopman BA, Cooper BS, et al. Does spatial proximity drive norovirus transmission during outbreaks in hospitals? BMJ Open 2013;3:e003060 doi:10.1136/bmjopen-2013-003060 Health and Safety Executive UK (HSE). Respiratory protective equipment at work. A practical guide. HSG53. Fourth edition, 2013. Health and Safety Executive (UK) (HSE). Legionnaires’ disease. The control of legionella bacteria in water systems. London, 2013. Health Protection England. A guide to the FFP3 respirator. London, August 2013. Hoffman PN, Williams J, Stacey AM et al. Microbiological commissioning and monitoring of operating theater suites. A report of a working party of the Hospital Infection Society. Journal of Hospital Infection 2002; 52:1-28. Humphreys H. Microbes in the air - when to count! (The role of air sampling in hospitals) [Editorial]. J. Med. Microbiol 1992; 37:81-82. Marks PJ, Vipond IB, Carlisle D et al. Evidence for airborne transmission of Norwalk-like virus (NLV) in a hotel restaurant. Epidemiol Infect 2000;124:481–487. Marks PJ, Vipond IB, Regan FM, Wedgwood K, Fey RE, Caul EO. A school outbreak of Norwalklike virus: evidence for airborne transmission. Epidemiol Infect. 2003;131:727-736. McDonald LC, Walker M, Carson L et al. Outbreak of Acinetobacter spp. bloodstream infections in a nursery associated with contaminated aerosols and air conditioners. Pediatr Infect Dis J. 1998; 17:716-22. Munoz-Price LS, Fajardo-Aquino Y, Arheart KL, Cleary T, DePascale D, Pizano L, Namias N, Rivera JI, O’Hara JA, Doi Y. Aerosolization of Acinetobacter baumannii in a trauma ICU. Crit Care Med. 2013; 41:1915-8. National Institute for Health and Care Excellence. Tuberculosis: Clinical diagnosis and management of tuberculosis, and measures for its prevention and control. NICE guidelines [CG117]. March 2011. Otter JA, French GL. Survival of nosocomial bacteria and spores on surfaces and inactivation by hydrogen peroxide vapor. J Clin Microbiol 2009; 47:205-7. Peleg AY, Seifert H, Paterson DL. Acinetobacter baumannii: emergence of a successful pathogen. Clin Microbiol Rev 2008; 21: 538–582. Public Health England. Middle East respiratory syndrome coronavirus (MERS-CoV). Infection Control Advice. 28 June 2013. Shaw K. The 2003 SARS outbreak and its impact on infection control practices. Public Health 2006; 120:8-14. World Health Organization. Essential environmental health standards in health care. Adams J, Bartram J, Chartier Y (Eds). Geneva 2008. 39 Woda Berrouane, YF et al. Outbreak of severe Pseudomonas aeruginosa infections caused by a contaminated drain in a whirlpool bathtub. Clinical Infectious Diseases 2000; 31:1331-7. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Outbreaks of postoperative bacterial endophthalmitis caused by intrinsically contaminated ophthalmic solutions—Thailand, 1992, and Canada, 1993. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 1996;45:491–494. Department of Health Estates and Facilities Division (2006). The control of Legionella, hygiene, safe hot water, cold water and drinking water systems. Department of Health, HTM 04-01. Department of Health England. Decontamination of flexible endoscopes: Testing methods. London 2013. Department of Health England. Decontamination of flexible endoscopes: Operational management. London 2013. Department of Health (England). Health Technical Memorandum 04-01 Addendum: Pseudomonas aeruginosa – advice for augmented care units. London, 2013. Department of Health (England). Water sources and potential Pseudomonas aeruginosa contamination of taps and water systems. Advice for augmented care units. London, March 2012. Health and Safety Executive (UK). Legionnaires’ disease. The control of legionella bacteria in water systems. Approved Code of Practice and guidance on regulations. L8 (Fourth edition) Published 2013. Health Protection Agency (England) (HPA). Investigation of Pseudomonas aeruginosa on biofilms in water tap assemblies from neonatal units in Northern Ireland. London, May 2012. Health Protection Agency (England) (HPE). Management of spa pools: controlling the risks of infection. London, 2008. Kelsey M. Pseudomonas in augmented care: should we worry? J Antimicrob Chemother 2013; 68(12):2697-700. Lalitha L, Das M, Purva PS et al. Postoperative endophthalmitis due to Burkholderia cepacia complex from contaminated anaesthetic eye drops. Br J Ophthalmol 98(11):1498-502. Medical Devices Agency. Device Bulletin DB(NI)2002/05. Decontamination of endoscopes. December 2002. National Institute for Health and Clinical Excellence (NICE). Clinical guideline CG93. Donor milk banks: the operation of donor milk bank services. London, February 2010. Public Health England (PHE). Examining food, water and environmental samples from healthcare environments . Microbiological Guidelines: London, June 2013. Report of a working party of the British Society of Gastroenterology (BSG) Endoscopy Committee. BSG guidance on for decontamination of equipment for gastrointestinal endoscopy. June 2014. The American Society for Gastrointestinal Endoscopy and the Society for Healthcare Epidemiology of America. Multisociety guideline on reprocessing flexible gastrointestinal endoscopes: 2011. Gastrointestinal Endoscopy 2011;73:1075-1084. UK Renal Association. 2009. Renal Association Guidelines – Haemodialysis. Available at: http:// www.renal.org. World Health Organization (WHO). Water Safety in Buildings. Geneva, March 2011. World Health Organization (WHO). Legionella and the prevention of legionellosis. Geneva 2007. Powierzchnie suche Boyce JM. Environmental contamination makes an important contribution to hospital infection. J Hosp Infect 2007; 65(2):50–54. Carling P. Methods for assessing the adequacy of practice and improving room disinfection. American Journal of Infection Control 2013; 41:S20-S25. Donskey CJ. Does improving surface cleaning and disinfection reduce health care-associated infections? American Journal of Infection Control 2013;41:S12-S19. Gebel J, Exner M, French G et al. The role of surface disinfection in infection prevention. GMS Hygiene and Infection Control 2013; 8:1-12. 40 PIŚMIENNICTWO Guh A, Carling P and the Environmental Evaluation Workgroup. Options for evaluating environmental cleaning. http://www.cdc.gov/HAI/pdfs/toolkits/Environ- Cleaning-Eval-Toolkit12-2-2010.pdf. Kramer A, Schwebke I, Kampf G. How long do nosocomial pathogens persist on inanimate surfaces? A systematic review. BMC Infect Dis 2006; 6:130. Mitchell BG, Digney W, Locket P, Dancer SJ. Controlling methicillin resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in a hospital and the role of hydrogen peroxide decontamination: an interrupted time series analysis. BMJ Open 2014; 4:e004522. Morgan DJ, Rogawski E, Thom KA, Johnson JK, Perencevich EN, Shardell M, Leekha S, Harris AD. Transfer of multidrug-resistant bacteria to healthcare workers’ gloves and gowns after patient contact increases with environmental contamination. Crit Care Med. 2012;40:1045-51. Munoz-Price LS, Namias N, Cleary T, Fajardo-Aquino Y, Depascale D, Arheart KL, Rivera JI, Doi Y. Acinetobacter baumannii: association between environmental contamination of patient rooms and occupant status. Infect Control Hosp Epidemiol. 2013;34:517-20 Mulvey D, Redding P, Robertson C, Woodall C, Kingsmore P, Bedwell D, Dancer SJ. Finding a benchmark for monitoring hospital cleanliness. J Hosp Infect 2011; 77:25-30. Otter JA, Yezli S, French GL. The role played by contaminated surfaces in the transmission of nosocomial pathogens. Infect Control Hosp Epidemiol 2011; 32:687–699. Otter JA, Yezli S, Perl TM, Barbut F, French GL. The role of ‘no-touch’ automated room disinfection systems in infection prevention and control. J Hosp Infect 2013; 83:1–13. Otter JA, Yezli S, Salkeld JAG, French GL. Evidence that contaminated surfaces contribute to the transmission of hospital pathogens and an overview of strategies to address contaminated surfaces in hospital settings. Am J Infect Control 2013; 41 (suppl 5):S6–S11. Passaretti CL, Otter JO, Reich NG, Myers J, Shepard J, Ross T, Carroll KC, Lipsett P, Perl TM. An evaluation of environmental decontamination with hydrogen peroxide vapor for reducing the risk of patient acquisition of multidrug-resistant organisms. Clinical Infectious Diseases 2013; 56(1):27–35. Ruden H, Daschner F. Should we routinely disinfect floors? J. Hosp. Infect. 2002; 51:309. Rutala WA, Weber DJ and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC). CDC Guideline for Disinfection and Sterilization in Healthcare Facilities, 2008. Rutala WA, Weber DJ. Should we routinely disinfect floors? Reply to Professor F. Daschner. J. Hosp. Infect. 2002; 51:309-11. Salgado CD, Sepkowitz KA, John JF, et al. Copper surfaces reduced the rate of healthcareacquired infections in the intensive care unit. Infect Control Hosp Epidemiol. 2013; 34:479–486. Sehulster LM, Chinn RYW, Arduino MJ, Carpenter J, Donlan R, Ashford D, Besser R, Fields B, McNeil MM, Whitney C, Wong S, Juranek D, Cleveland J. Guidelines for environmental infection control in health-care facilities. Recommendations from CDC and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC). Chicago IL; American Society for Healthcare Engineering/ American Hospital Association 2004. Weber DJ, Anderson D, Rutala WA. The Role of the Surface Environment in Healthcare-Associated Infections. Curr Opin Infect Dis. 2013; 26(4):338-344. Weber DJ, Rutala WA, Miller MB, et al. Role of hospital surfaces in the transmission of emerging healthcare-associated pathogens: norovirus, Clostridium difficile, and Acinetobacter species. Am J Infect Control 2010; 38:S25–S33. Rekomendacje pobierania próbek na badania bakteriologiczne Department of Health England. Decontamination of flexible endoscopes: Testing methods. London 2013. Tacconelli E, Cataldo MA, Dancer SJ et al. ESCMID guidelines for the management of the infection control measures to reduce transmission of multidrug-resistant Gram-negative bacteria in hospitalized patients. Clin Microbiol Infect 2014; 20 (Suppl. 1): 1–55. UK Renal Association. 2009. Renal Association Guidelines – Haemodialysis. Available at: http://www.renal.org. World Health Organisation (WHO). Guidelines for safe recreational water environments. Volume 2: Swimming pools and similar environments. Geneva 2006. World Health Organization (WHO). Legionella and the prevention of legionellosis. Geneva 2007. 41 07-15 / 9301112/010/PL/A / Niniejszy dokument nie ma mocy prawnej. bioMérieux zastrzega sobie prawo wprowadzenia zmian w specyfikacjach bez wcześniejszego powiadomienia. / BIOMERIEUX, niebieskie logo, COUNT-TACT i SAMPL’AIR są używanymi, zarejestrowanymi i/lub będącymi w trakcie rejestracji znakami towarowymi należącymi do bioMérieux S.A. lub jednego z jego podmiotów zależnych lub jednej z jego firm / bioMérieux S.A. 673 620 399 RCS Lyon / Wydrukowano we Francji / théra • RCS Lyon B 398 160 242. Other educational booklets are available. Consult your local bioMérieux representative. Więcej informacji na temat protokołów monitorowania środowiska na www.biomerieux-culturemedia.com ™ bioMérieux Polska Sp. z o.o. ul. Gen. Józefa Zajaczka 9 01-518 Warszawa Tel. : +48 22 569 85 00 Fax : +48 22 569 85 54 www.biomerieux.pl www.biomerieux.com
