Pamięć metaboliczna - Diagnostyka Laboratoryjna

diagnostyka laboratoryjna Journal of Laboratory Diagnostics
2011 • Volume 47 • Number 3 • 263-268
Artykuł na zaproszenie Redakcji • Invited article
„Pamięć metaboliczna” - epigenetyczne modyfikacje
materiału jądrowego jako przyczyna powikłań cukrzycy
Metabolic memory – the epigenetic modifications of nuclear
material responsible for complications in diabetes
Aldona Dembińska-Kieć
Katedra Biochemii Klinicznej UJ Collegium Medicum, Kraków
Streszczenie
Szerząca się na świecie epidemia otyłości z hiperlipidemią i hiperglikemia
wiedzie do zwiększenia liczby zachorowań na cukrzycę typu 2 i śmiertelności wynikającej z powikłań naczyniowo-sercowych. Identyczne konsekwencje „glukolipotoksyczności” występują także w cukrzycy typu 1. Ostatnie wyniki kontynuacji badań DCCT–EDIC i UKPDS w których skorelowano
normalizację glikemii z zapadalnością/śmiertelnością z powody powikłań
naczyniowo sercowych wykazały ku zaskoczeniu nadal zwiększoną zapadalność na powikłania tego typu, mimo paroletniej normalizacji glikemii
u pacjentów na ściśle monitorowanej terapii. Stwierdzono, że to zjawisko
nazwane „pamięcią metaboliczną” może wynikać z epigenetycznych modyfikacji materiału jądrowego (DNA, białek histonowych, enzymów) w konsekwencji wystąpienia nawet stosunkowo krótkiego okresu hiperglikemii
i tłumaczy część jej odległych następstw m.in. np. komplikacje metaboliczne w życiu dorosłym dzieci matek z cukrzycą ciężarnych, czy brak „twardych wyników” poprawy klinicznej jej normalizacji.
Summary
Obesity and resulted from insulin resistance glucolipotoxicity is characteristic for cardiovascular complications in diabetes type 2. The effects of
glucolipotoicity are also responsible for symptomatology of type 1 diabetes.
The prospective DCCT-EDIC and UKPDS studies outcome correlating the
normalization of hyperglycemia with the cardiovascular complications in
type 1 and type 2 diabetes revealed that early relatively short exposure to
hyperglycemia predisposes to above complication in spite of long- lasting
normalization of glycemia by pharmacotherapy. This phenomenon is referred to as “metabolic memory” being characterized recently as the epigenetic modification (i.e. methylation, acetylation) of the nuclear material,
resulting in the long-lasting changes of the gene expression.
Prof. dr hab. n. med. Aldona Dembińska-Kieć
Prof. dr hab. n. med. Aldona Dembińska-Kieć jest
kierownikiem Katedry Biochemii Klinicznej Collegium
Medicum Uniwersytetu Jagiellońskiego w Krakowie.
Zainteresowania badawcze Pani Profesor koncentrują się wokół zagadnień związanych z problemami
zmian genetycznych w rozwoju zespołu metabolicznego i zaburzeń lipidowych; badań interakcji genów
i składników diety oraz indywidualnej wrażliwości na
składniki pokarmowe; nutrigenomiką; patologią ściany naczyń – angiogenezą, komórkami progenitorowymi w aspekcie ich różnicowania; genetyką zespołów neurodegeneracyjnych; diagnostyką molekularną
chorób o podłożu wirusowym.
Prof. dr hab. A. Dembińska-Kieć jest autorem ponad
260 prac oryginalnych i poglądowych, 4 podręczników
Słowa kluczowe:cukrzyca, pamięć metaboliczna, zmiany epigenetyczne,
powikłania sercowo-naczyniowe
Key words:diabetes, metabolic memory, epigenetics, cardiovascular
complications
i ponad 30 rozdziałów w podręcznikach i monografiach naukowych. Prof. dr hab. Aldona DembińskaKieć jest realizatorem szeregu krajowych i międzynarodowych programów badawczych. Na szczególne
podkreślenie zasługuje ponadto aktywność prof.
A. Dembińskiej – Kieć dotycząca problemów kształcenia przedyplomowym kadr medycznych w zakresie biochemii klinicznej i genetyki.
263
„Pamięć metaboliczna” - epigenetyczne modyfikacje materiału jądrowego jako przyczyna powikłań cukrzycy
Wprowadzenie
Podwyższony poziom glikemii jak i lipemii (z wyższym poziomem wolnych kwasów tłuszczowych (WKT), wzrost bogatych
w triglicerydy (TG) lipoprotein (TRL: trigliceride rich lipoproteins: chylomikrony, VLDL i ich remnantów: IDL, ale i zmodyfikowanych obecnością triglicerydów LDL, czy nawet HDL)
są przyczyną uszkodzenia funkcji komórek śródbłonka odpowiedzialnych za homeostazę krew/naczynia krwionośne/
odczyn immunologiczno-zapalny w cukrzycy i to obu typów.
Nadmiar napływających substratów energetycznych (np.
w cukrzycy) prowadzi do generacji wolnych rodników przez
mitochondria komórek i stresu oksydacyjnego odpowiedzialnego za zjawisko ”glukolipotoksyczności” - odpowiedzi komórek mogącej przy powtarzającym się zjawisku prowadzić
do upośledzenia ich funkcji, tworzenia „kropli lipidowych”,
lipid droplets (LD), apoptozy komórek nie tylko śródbłonka
ale i np. komórek wątroby, mięśni szkieletowych, komórek
beta wysp trzustki. Jest to objawem charakterystycznym dla
cukrzycy [4]. Synteza polioli, produktów końcowych glikacji
(AGE, advanced glycation end products), zmiana poziomu
adipokin-cytokin tkanki tłuszczowej, generacja białek układu
RASS (renin, angiotensynogen, angiotensyn system) nasilają stres oksydacyjny komórek i odpowiedź immunologiczno-zapalną przez aktywację czynników transkrypcyjnych genów (np. NFκB) i dalsza generację cytokin, integryn ( VCAM,
ICAM), czynników wzrostu np. VEGF (vascular endothelial
growth factor), TGF (transforming growth factor), tlenku azotu (NO) generowanego przez indukowalną syntezę (NOS2),
z aktywacją kinaz komórkowych, a zwłaszcza PKCβ (protein kinase Cβ), kinaz typu Janus modyfikujących funkcje jak
i losy komórki [4, 21, 39].
Mikro- i makroangiopatia charakterystyczne zarówno dla
cukrzycy typu 2 (T2D) jak i typu 1 (T1D) obejmują nadciśnienie, retinopatie, nefropatie, neuropatie, kardiomiopatię
z konsekwencjami pod postacią zagrażających życiu incydentów zatorowo/zawałowych serca i mózgu. Przeprowadzone z udziałem znaczącej liczby pacjentów wieloośrodkowe prospektywne, badania kliniczne nad ścisłym reżimem
terapeutycznej normalizacji glikemii w cukrzycy typu 1
(Diabetes Control and Complications Trial- Epidemiology of
Diabetes Intervention and Complications; DCCT-EDIC) i cukrzycy typu 2 (UK Perspective Diabetes Study, UKPDS) wykazały poprawę stanu klinicznego (obniżenie ilości przypadków mikroalbuminurii, białkomoczu, neuropatii, retinopatii),
ale nie odległych komplikacji układu sercowo-naczyniowego
mimo długotrwałego uzyskania normoglikemii. Oznacza to,
że komplikacje mogą ujawniać się o wiele później w wyniku początkowego narażenia organizmu na wyższy poziom
glikemii, mimo następowego, wieloletniego terapeutycznego
uzyskania normoglikemii [1, 6, 19, 26, 28, 29]. Ta obserwacja stała się przyczyną powstania hipotezy tzw. „pamięci
metaboliczej”- przetrwałej po stosunkowo krótkim okresie
hyperglikemii zmian ekspresji genów/białek decydujących
o powstaniu odległych objawów powikłań naczyniowych [6,
12, 22].
264
Szereg badań eksperymentalnych potwierdziło istnienie
tego zjawiska. W badaniach in vitro przejściowa ekspozycja
komórek ludzkiego śródbłonka w hodowli na stężenie 3050mM glukozy indukuje parodniowe zwiększenie ekspresji
genów fibronektyny i kolagenu IV [37], aktywację podjednostki p65 NFκB, aktywację podjednostki p47phox NADPH-oksydazy, PKCβ, generację wolnych rodników (ROS),
wzrost ekspresji integryn CCL2 i VCAM1 [12] mimo powrotu
do zwykłego poziomu glukozy w medium [20]. Równoległe
dodanie leków z grupy sulfonylomoczników (gliklazydu) do
hodowli w okresie podwyższenia stężenia glukozy w medium częściowo zapobiegało tym zmianom [8]. Badania in
vivo potwierdziły obserwacje dotyczące zjawiska „pamięci
komórkowej” na przejściowa hiperglikemię. I tak u psów czy
szczurów z eksperymentalnie wywołaną cukrzycą intensywna terapia dająca w wyniku normalizację glikemii zapobiegała rozwojowi retinopatii cukrzycowej, ale tylko po wdrożeniu
jej do 2 miesięcy, lecz nie później od wystąpienia hiperglikemii [3, 13]. Także przeszczep wysp trzustkowych u szczurów
z eksperymentalną cukrzycą zapobiegał rozwojowi retinopatii ale tylko, gdy przeszczep wykonywany był wcześnie tj.
do 6, ale nie po 12 tygodniach od wystąpienia hiperglikemii,
mimo jej późniejszej normalizacji [16]. U myszy u których
wykonywano hyperglikemiczny klamp trwający tylko trzy godziny stwierdzano ex-vivo w komórkach śródbłonka zwiększenie ekspresji podjednostki p65 NFκB (mierzone poziomem mRNA) trwające do 6 dni po normalizacji glikemii [12].
Postęp w badaniach molekularnych nad wywołaną hiperglikemią zmianami epigenetycznymi materiału jądrowego
komórek pomógł w zrozumieniu mechanizmu przetrwałej
zmiany ekspresji genów mimo normoglikemii [3, 12, 22]. Co
więcej badania te podkreślają rolę udziału oddziaływania
środowiska, w tym węglowodanów diety na nasz genom w
rozwoju powikłań cukrzycy zwłaszcza typu 2 [5].
Kod epigenetyczny a „pamięć metaboliczna”
Zmiany epigenetyczne regulujące ekspresję genów nie dotyczą samej sekwencji DNA, ale polegają na chemicznej modyfikacji (metylacji, acetylacji, ubikwitynacji, geranylgeranylacji, fosforylacji itd.) materiału jądrowego: zarówno DNA jak
i chromatyny (białek histonowych) przy udziale specyficznych enzymów (metylaz DNA, metylaz białek, demetylaz,
acetylaz, deacetylaz itd.) [22]. Ogólnie uważa się, że zwiększenie acetylacji histonów w regionach kontrolujących transkrypcję genów zwiększa ich aktywność, gdy ich metylacja
jest związana z wyciszaniem ekspresji. Jakkolwiek metylacja lizyny 4 (K4) histonu 3 (H3) jest zwykle związana z aktywacją ekspresji. W przeciwieństwie metylacja H3K9 zwykle jest związana z represją transkrypcji i może hamować
acetylację lizyn ogona H3. Metylacja H3K4 nasila acetylację
tego regionu[43]. Metylotransferazy DNA (DNMT1,DNMT3a i DNMT3b) modyfikują aktywność deacetylaz histonów
(HDAC) przez heterochromatynę 1 (HP 1) [2, 15], wskazując
na złożoność kooperacji procesów epigenetycznych kontrolujących ekspresję genów.
A. Dembińska-Kieć
U ssaków metylacja DNA dotyczy głównie cytozyny tzw.
„wysp”- dinukleotydów cytozyna-guanina (CpG) i jest związana z represją ekspresji genów i stabilnością chromosomów.
Hypometylacja DNA jest w ogólności związana ze zwiększoną aktywnością ekspresji genów. Genom ssaków jest
raczej mało zmetylowany, a metylacja wysp CpG regionów
promotorowych jest ważnym czynnikiem regulacji ekspresji
genów istotnych dla rozwoju osobniczego (dojrzewania/remodelingu tkanek) dojrzewania płodu, ale i onkogenezy, czy
starzenia się organizmu [25, 36]. Te zmiany mogą być spowodowane np. obniżeniem poziomu S-adenozylmethioniny
– donora grup metylowych dla reduktazy metylenotetrafolianów (MTHFR), co obserwowano także w cukrzycy u ludzi
[33].
W komórkach progenitorowych CD 34+ krwi pępowinowej
noworodków z niedoborem wagi spowodowanym niedożywieniem ciężarnych matek stwierdzono znaczne zmiany metylacji DNA, w tym także regionu (tzw. locus) zawierającego gen HNF4A, którego polimorfizm jest związany
z podatnością na rozwój cukrzycy [14]. Także u szczurów
w doświadczalnym wewnątrzmacicznym niedorozwoju płodów spowodowanym niską podażą glukozy w diecie stwierdzono spadek metylacji DNA izolowanego z wysp trzustkowych [41]. Badania te przemawiają za udziałem zmian
metylacji DNA regulowanej poziomem glikemii, a co jest
związane ze zmianą ekspresji genów odpowiadających za
podatność na rozwój cukrzycy w wieku dorosłym.
Metylacja DNA jest wynikiem aktywności rodziny DNA
metylotransferaz (DNMT) (ryc. 1). DNMT1 jest metylazą odpowiedzialną za charakterystyczny dla każdej komórki stan
metylacji DNA podczas embriogenezy. DNMT3a i DNMT3b
odpowiadają za „de novo” metylację podczas rozwoju płodu.
DNMT3L prawdopodobnie odpowiada za metylację DNA li-
nii komórek rozrodczych, gdy specyfika najmniej aktywnej
DNMT2 wymaga dalszych badań [31].
Metylacja argininy i lizyny białek histonowych może być
związana zarówno z aktywacją jak i represją (w przewadze) transkrypcji. Może być ona markerem przetrwałych
zmian epigenetycznych w cukrzycy [22]. Zmiana trzeciorzędowej struktury białek histonowych przez mono- di-, czy trimetylację przez równolegle działające metylazy i demetylazy zmienia dostępność enzymów transkrypcyjnych do DNA.
Metylacja argininy histonów jest związana tylko z aktywacją
ekspresji, gdy metylacja lizyny może być związana zarówno
z aktywacją jak i represja transkrypcji. Metylacja lizyn histonu 3 (H3Lys 4, H3Lys36 i H3Lys79) jest związana z aktywacja ekspresji, gdy metylacja H3Lys9, H3Lys27 lub H4Lys20
charakteryzuje raczej obniżenie ekspresji genów [42].
Metyltransferazy: metylotransferaza argininy i metylotransferaza lizyny należą do trzech różnych rodzin białek:
1. rodziny białek metylotransferazy argininy; 2. rodziny metylotransferaz zawierająca tzw. dominę SET i 3. rodzina DOT1, ( NON-SET) - rodzina metylotransferaz bez tej domeny.
Metylotransferazy lizyn z domeną SET wykazują wysoką
specyfikę metylacji lizyn białek histonowych. I tak hiperglikemia aktywuje SET7 - metylotransferazę, która metylując
H3Lys4 wywołuje stałe zmiany ekspresji genów komórek
śródbłonka [3, 12], monocytów [25], komórek wysp trzustki
[9]. Delecja SET7 czy SET9 zapobiegała wywołanej hiperglikemią aktywacji NFκB i ekspresji zależnych od tego czynnika transkrypcyjnego prozapalnych cytokin np. TNF, IL-1β
w komórkach śródbłonka i monocytach [3, 12]. Wartym zauważenia jest fakt, że wyciszenie (przez knock-out) SET7
powoduje obniżenie metylacji H3Lys4m2 i zmianę ekspresji
genów Ins1, Ins2, Slc2a2 odpowiedzialnych za GSIS (glucose-stimulated insulin secretion) w komórkach beta trzustki
[9]. Tak więc modyfikacje aktywności SET7 mogą stać się
w przyszłości obiektem poszukiwań nowych leków w cukrzycy, zwłaszcza że metylotransferaza SET7 bierze udział
w metylacji także i białek niehistonowych, takich jak p53,
p65 (modyfikacja odczynu immunologiczno-zapalnego), czy
metylotransferazy DNA DNMT11 [10,25, 34]. CARMI1: metylotransferaza argininy aktywuje również NFκB drogą metyzacji H3Arg17 monocytów. Natomiast demetylazy białek hi-
Rycina 1.
Powstawanie metylacji DNA.
Rycina 2.
Acetylacja lizyn białek.
265
„Pamięć metaboliczna” - epigenetyczne modyfikacje materiału jądrowego jako przyczyna powikłań cukrzycy
stonowych np. LSD1A (lysine specific histone demethylase
1A) odwracaja metylację lizyn H3Lys4, H3Lys9 modyfikując
zmiany wywołane hiperglikemią [3].
Innym rodzajem modyfikacji epigenetycznej jest acetylacja
- dodanie grup acylowych do lizyn przez acetylazy histonów
(HAT: histone acetyltransferases), dające efekt zbliżony do
metylacji (z przewagą aktywacji ekspresji) (ryc. 2). Hiperglikemia aktywuje hiperacetylację histonów H3 (Lys9, Lys14,
Lys18, Lys56), oraz H4 (Lys5, Lys8, Lys14 i Lys16) w izolowanych monocytach pacjentów z cukrzycą typu 1 i typu 2
co wiąże się z indukują genów TNF i COX2 [27]. Inkubacja
komórek śródbłonka ludzkiego z wysokim stężeniem glukozy w medium indukuje aktywność acetyltransferazy p300
i powoduje aktywację promotora genów endoteliny i fibronektyny, co przemawia za udziałem acetylacji w indukcji stanu zapalnego w śródbłonku [7].
Analiza ludzkiego genomu (GWA) wykazała związek loci regionów 6q21 i 19q13 z cukrzycą. W tych regionach występują
geny deacetylaz histonów: HDAC 2 i Sirt 2. Wyodrębnia się
cztery klasy deacetylaz (Sirtuiny należą do klasy III). Deacetylacja łączy się z wyciszaniem ekspresji genów, różnicowaniem komórek [18]. Także modyfikacja ich aktywności (np.
Sirt2 jest zwana „genem długowieczności”) jest już obiektem
poszukiwań nowych grup leków p-cukrzycowych [17].
Wprawdzie poznano mechanizmy epigenetycznych modyfikacji materiału jądrowego, ale ich udział w regulacji, jak
i rodzaj genów ulegających zmianie w wyniku „glukolipotoksyczności” wczesnych okresów zaburzeń metabolizmu
substratów energetycznych wymaga dalszych badań. Nowe
technologie molekularnej biologii typu „szybkiej przepustowości – tzw. „high thoroughput” pomagają nowej dziedzinie
nauki: nutrigenomice (z nutrigenetyką) w osiągnięciu tego
celu, co jest niezbędne w medycynie prewencyjnej.
Czyli nie tylko polimorfizm (zmiana sekwencji DNA) ale
i zmiany epigenetyczne (np. acetylacja) tzw. „loci” - miejsc
na chromosomach: 4q28.3; 6q25.1; 12q23.3; czy 22q12.3
wytypowane w badaniach GWA (Genom Wide–Association
Study) za miejsca odpowiedzialne za rozwój powikłań cukrzycy, jak i same modyfikacje białek jądra decydują o wystąpieniu choroby i jej odległych powikłań [3].
Metody pomiarów epigenetycznych zmian chromatyny.
Znaczący rozwój wiedzy na ten temat dokonał się po opracowaniu metody immunoprecypitacji chromatyny (ChIP), która pozwala na badanie kooperacji zmodyfikowanych przez
acetylację i metylację białek histonowych z DNA, za pomocą użycia specyficznych dla danej modyfikacji chromatyny
(metylacji, acetylacji) przeciwciał (ryc. 3). nChIP (native ChIP
assay) pozwala na monitorowanie kooperacji (crosslinking)
DNA - białka słabo związane z DNA i jej odmiany (xChIP) za
pomocą których można modyfikować taką kooperację (np.
użycie formaldehydu, czy fotochemicznych metod) pozwa-
Rycina 3.
Schemat możliwości diagnostycznych zmian epigenetycznych, czyli możliwości wykrycia różnic w ekspresji genów przez zmodyfikowane
białka jądrowe (histony, czynniki transkrypcyjne) ze zmodyfikowanym epigenetycznie DNA. ChIP – immunoprecypitacja chromatyny; ChIPchip – wyznakowane fluorescencyjnie zmodyfikowane DNA otrzymane w procesie immunoprecypitacji (ChIP) zawierające badaną sekwencję
bada się następnie metodami np. mikromacierzy (chip), także nowszych generacji, np zawierajacych całe sekwencje badanych genów, a
nawet cały genom ( tilling microarray); PET – ( paired-end ditagged DNA) podwójnie znakowane odcinki badanego DNA otrzymane metodami biologii molekularnej
Badania przyszłościowe: ChIP-PET użycie tej metody o „wysokiej przepustowości” pozwoli stworzyć „bibliotekę” możliwych zmian epigenetycznych materiału jądrowego.
266
A. Dembińska-Kieć
lających na badanie białek niehistonowych, wiążących się
z DNA ze słabszym powinowactwem. Połączenie metod
ChIP z ilościową reakcją polimerazy (Q-PCR) pozwala na
ocenę ilości białka wiążącego się z badaną sekwencją DNA
[38].
Do zmian struktury chromatyny związanych z aktywacją
transkrypcji bywa używany test z DNaza I (DNaseI hypersensitivity test) [35]. Inną z metod charakterystyki białek regionu obszarów genetycznych jest zastosowanie izolowanej
z mikrokoków endonukleazy restrykcyjnej chromosomalnego DNA [40]. Pomocnymi w badaniach nad modyfikacją
chromatyny jest stosowane inhibitorów enzymów związanych z tymi procesami np. trichostatyny A (TSA) hamującej
w niskich stężeniach HDAC [23].
Do badań nad metylacją DNA bywa używana była metoda RFLP z zastosowaniem enzymów restrykcyjnych HpaII
i Msp1. Późniejsze metody opierają się na modyfikacji DNA
dwusiarczanami (qRT-PCR; bisulfite methylation sequencing; denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE), methylation-sensitive single-strand conformation analysis: (MSSSCA); single nucleotide primer extension (SNuPE) [24].
Do ostatnich opracowanych metod pomiaru metylacji DNA
o tzw. „wysokiej przepustowości” (hight thoroughput) należą metody hybrydyzacji oligonukleotydów (mikromacierze)
wykorzystujące fotooptyczne metody pomiaru wiązania białko-DNA, czy specjalne mikromacierze do detekcji zmetylowanego DNA wykorzystujące jako matrycę DNA zmodyfikowane bisulfidami. Metody te są nadal ulepszane [44].
Metody hybrydyzacji in situ pozwalają na detekcję aktywności genów o zmodyfikowanym metylacją promotorach
w nietkniętych preparatach tkankowych, czy w hodowlach
komórkowych [30].
Piśmiennictwo
1. Albers JW, Herman WH, Pop-Busui R et al. Effect of prior intensive insulin treatment during the Diabetes Control and Complications Trial (DCCT) on peripheral neuropathy inn type 1 diabetes
during the Epidemiology of Diabetes Interventions and Complications (EDIC). Study Diabetes Care 2010; 33: 1090-1096.
2. Bachman KE, Rountree MR, Baylin SB. Dnmt3a and Dmnt3b
are transcriptional repressors that exhibit unique localization
properties to heterochromatin. J Biol Chem 2001; 276: 32.28232.287.
3. Brasacchio D, Okabe J, Tikellis C et al. Hyperglycemia induces
a dynamic cooperativity of histone methylase and demethylase
enzymes associated with gene-activating epigenetic marks that
coexist at the lysine tail. Diabetes 2009; 58: 1229-1236.
4. Brownlee M. Biochemistry and molecular cell biology of diabetic
complications. Nature 2001; 414: 813-820.
5. Ceriello A, Ihnat MA, Thrope JE. Clinical review 2: The “metabolic memory” is more than just tight glucose control necessary
to prevent diabetic complications? J Clin Edocrin 2009; 94: 410415.
6. Chalmers J, Cooper ME. UKPDS and the legacy effect. Engl J
Med 2008; 358: 1618-1620.
7. Chen S, Feng B, George B et al. Transcriptional coactivator p300
regulates glucose-induced gene expression in the endothelial
cells. Am J Physiol Endoctinol Metab 2010; 298: E127-E137.
8. Corgnali M, Piconi L Ihnat M, Ceriello A. Evaluation of gliclazide
ability to attenuate the hyperglycemic „memory” induced by high
glucose in isolated human endothelial cells. Diabetes Metab
Res Rev 2008; 24: 301-309.
9. Deering TG, Ogihara T, Trace AP, Maier B, Mirmira RG. Methyltransferase Set 7/9 maintains transcription and euchromatin
structure at islet enriched genes. Diabetes 2009; 58: 185-193.
10. Ea CK, Baltimore D. Regulatuin of NFκB activity thorough lysine
monomethylation, of p65. Proc Natl Acad Sci USA 2009;106:
18972-18977.
11. El-Assaad W, Joly E, Barbeau A et al. Glucolipotoxicity alters
lipid partitioning and causes mitochondrial dysfunction, cholesterol and ceramide deposition and reactive oxygen species production in INS832/13ss cells. Endocrinology 2010; 151: 30613073.
12. El-Osta A, Brasacchio D, Yao D et al. Transient high glucose
causes persistent epigenetic changes and altered gene expression during subsequent normoglycemia. J Exp Med 2008; 205:
2409-2417.
13. Engerman RL, Kern TS. Progression of incipient retinopathy
during good glycemic control. Diabetes 1987; 36: 808-812.
14. Einstein F, Thompson RF, Bhagat TD et al. Cythosine methylation dysregulation in neonates following intrauterine growth restriction. PLoSONE5,e8887(2010)
15. Fuks F, Burges WA, Godin N, Kasai M, Kouzarides T. Dnmt3a
binds deacetylases and is recruited by a sequence-specific repressor to silence transcription. EMBO J 2011; 20: 2536-2544.
16. Hammes HP, Klinzing I, Wiegand S et al Islet transplantation
inhibits diabetic retinopathy in the sucrose-fed diabetic Cohen
rats. Invest Ophtalmol Vis Sci 1993; 2092-2096.
17. Guarente L. Sirtuins as the potential target for metabolic syndrome. Nature 2006; 444: 868-874.
18. Haberland M, Montgomert TL, Olson EN. The many roles of histone deacetylases in development of physiology: implications
for disease and therapy. Nat Rev Genet 2009; 10: 32-42.
19. Holman RR, Paul SK, Bethel MA, Matthews DR, Neil HA. 10year follow-up of intensive glucose control in type 2 diabetes. N
Engl J Med. 2008; 359:1577-1589.
20. Ihnat MA, Thorpe JE, Kamat CD et al. Reactive oxyden species
mediate a cellular memory of high gkucose stress signaling.
Diabetologia 2007; 50: 1523-1531.
21. Kowluru RA. Effect of reinstitution of good glycemic control on
retinal oxidative stress and nitrative stress in diabetic rats. Diabetes 2003; 818-823.
22. Ling C, Groop L. Epigenetics: a molecular link between environmental factors and type 2 diabetes. Diabetes. 2009; 58: 27182725.
23. Liu C, Xu D. Inhibition of histone deacetylases. Methods Mol
Biol 2004; 287: 87-97.
24. Liu L, Wylie RC, Hansen NJ, Andrews LC, Tollefsbol TO. Profiling DNA methylation by bisulfate genomic sequencing: problems and solution. . Methods Mol Biol 2004: 169-180.
25. Liu L, Li Y, Tollefsbol TO. Gene-environment interactions and
epigenetic basis of human diseases. Curr Issues Mol Biol 2008;
10: 25-36
26. Marshall CM, Flyvbjerg A. Prevention and early detection of vascular complications of Daibetes. BNJ 2006; 333: 475-480.
27. Miao F, Gonzalo IG, Lanting L, Natarajan R. In vivo chromatin remodeling events leading to inflammatory gene transcription under diabetic conditions. J Biol Chem 2004; 279: 1809118097.
28. Nathan DM, Cleary PA, Backlund JY et.al. Intensive diabetes
treatment and cardiovascular disease in patients with type 1 diabetes. N Engl J Med 2005; 353: 2643-2653.
29. Nathan DM, Zinman B, Cleary PA, et al. Modern-day clinical
course of the diabetes mellitus type 1 after 20 years duration:
the diabetes control and complications trial/epidemiology of diabetes interventions and complications and Pitsburg epidemiology of diabetes complications experience (1883-2005). Arch.
Int. Med. 2009;169:1307-1316.
267
„Pamięć metaboliczna” - epigenetyczne modyfikacje materiału jądrowego jako przyczyna powikłań cukrzycy
30. Nuovo G.J. Methylation-specific PCR in situ hybridization. Methods Mol Biol 2004; 287: 261-272.
31. Okano M, Bell DW, Haber DA, Li E. Dnmt3a and Dmnt3b are
essential for de novo methylation and mammalian development.
Cell 1999; 99: 247-257.
32. El-Marri O. SIRPH analysis: SNuPE with IP-RP-HPLC for quantitative measurements of DNA methylation at specific CpG sites.
Methods Mol Biol 2004; 287: 195-206.
33. Poirier LA, Brown AT, Fink LM. Blood S-adenosylmethionine
concentrations and lymphocyte methylenotetrahydrofolate reductase activity in diabetes mellitus and diabetic nephropathy.
Metabolism 2001; 30: 1014-1018.
34. Pradhan S, Chin HG, Esteve PQ, Jacobsen SE. SET7/9 mediated methylation ofnonhistone proteins in mammalian cells.
Epigenetics 2009;4;383-387
35. Qianjin L, Richardson B. DNaseI hypersensitivity analysis of
chromatin structure. Methods Mol Biol 2004; 287: 77-86.
36. Reik W, Dean W, Walter J. Epigenetic reprogramming in mammalian development Science 2001; 293:1089-1093.
37. Roy S, Sala R, Cagliero E, Lorenzi M. Overexpressionm of fibronectin induced by diabetes or high glucose: phenomenon with a
memory. Proc Natl Sci USA 1990; 87: 404-408.
38. Ryan AI, Chih-Lin H. Q-PCR in combination with ChIP assay
to detect changes in chromatin acetylation. Methods Mol Biol
2004; 287: 45-52.
39. Sheetz MJ, King GL, Molecular understanding of hyperglycemia’s adverse effects for diabetic complications. JAMA 2002;
288: 2579-2588.
40. Steward N, Sano H. Measuring Changes in chromatin using Micrococcal nuclease Methods Mol Biol 2004; 287:65-76.
41. Thompson RF, Fazzari MJ, Niu H, Barzilai N, Simmons RA, Greally JM. Experimental interuterine growth restriction induces alteration in DNA methylat ion and gene expression in pancreatic
islets of rats. J Biol Chem 2010; 285: 15111-15118.
42. Turner BM. Cellular memory and the histone code. Cell 2002;
111: 285-291.
43. Wang H, Cao R, Xia L, Purification and functional characterization of histone H3-lizine 4- specific methyltransferase. Moll Cell
2001; 8:1207-1217.
44. Yan PS, Wei SH, Huang TH. Methylation-specific oligonucleotide microarray. Methods Mol Biol 2004; 287: 251-260.
Adres do korespondencji:
Katedra Biochemii Klinicznej
Collegium Medicum UJ
ul. Kopernika 15A, 31-501 Kraków
tel. 12 424-87-83
e-mail: [email protected]
268