Rola metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej w
advertisement
diagnostyka laboratoryjna Journal of Laboratory Diagnostics Diagn Lab 2015; 51(2): 131-138 Praca poglądowa • Review Article Rola metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej w mechanizmach uszkodzeń narządowych w przebiegu sepsy The role of matrix metalloproteinases in the mechanisms of organ damage in sepsis Jarosław Kuna1, Anna Kuna2, Marcin Dziedzic3, Agnieszka Grafka1, Maciej Łopucki4, Barbara Pęksa1, Andrzej Borzęcki5 Centrum Onkologii Ziemi Lubelskiej im. św. Jana z Dukli w Lublinie Klinika Diagnostyki i Mikrochirurgii Jaskry, Uniwersytet Medyczny w Lublinie 3 Katedra Diagnostyki Laboratoryjnej, Uniwersytet Medyczny w Lublinie 4 I Katedra i Klinika Ginekologii Onkologicznej i Ginekologii, Uniwersytet Medyczny w Lublinie 5 Katedra i Zakład Higieny, Uniwersytet Medyczny w Lublinie 1 2 Streszczenie Poznanie mechanizmów rozwoju niewydolności wielonarządowej stanowi główny temat badań prowadzonych w wielu renomowanych ośrodkach europejskich. Do dnia dzisiejszego nie udało się poznać wszystkich mechanizmów odpowiedzialnych za rozwój sepsy, ani opracować w pełni skutecznej metody leczenia. Obiecującym wydaje się być zahamowanie aktywności enzymów, które w bezpośrednim stopniu są odpowiedzialne za inicjację kaskad uszkodzenia komórkowego. Dotyczy to głównie metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej czyli enzymów uczestniczących w degradacji białek błon podstawowych i macierzy zewnątrzkomórkowej oraz w regulacji aktywności cytokin i chemokin. Summary Understanding the mechanisms of the development of multi-organ damage constitutes the main subject of research in many renowned European centers. Until today, we failed to know neither all the mechanisms responsible for the development of sepsis nor to develop a fully effective treatment. A promising appears to be the inhibition of enzymes that are responsible for initiating the cascade of cellular damage. This applies mainly matrix metalloproteinases – enzymes involved in the degradation of basement membrane proteins and extracellular matrix and in regulating the activity of cytokines and chemokines. Słowa kluczowe: melatoproteinazy, ośrodkowy układ nerwowy, sepsa, układ sercowo-naczyniowy Key words: metalloproteinases, central nervous system, sepsis, cardiovascular system Wprowadzenie Charakterystyka sepsy Sepsa, choć znana medycynie od wieków, ciągle jest poważnym wyzwaniem dla badaczy i lekarzy klinicystów. Według klasycznego założenia sepsa utożsamiana była z zakażeniem krwi – bakteriemią. Należy podkreślić, iż aktualnie do rozpoznania sepsy nie jest niezbędne stwierdzenie obecności drobnoustrojów we krwi lecz w większości przypadków dochodzi do rozsiewu drobnoustrojów drogą układu krwionośnego [1]. Zwiększająca się liczba ciężkich przypadków zakażeń krwi i związana z tym duża śmiertelność przyczyniły się do ustalenia przez American College of Chest Physicians wspólnie z Society of Care Medicine ścisłych kryteriów rozpoznawania sepsy oraz jej definicji [1]. Według ogólnie przyjętego poglądu, sepsę należy rozumieć jako stan kliniczny chorego manifestujący się układową odpowiedzią zapalną indukowaną zakażeniem wywołanym przez każdy czynnik miejscowy lub uogólniony, infekcyjny lub nieinfekcyjny (uraz mechaniczny, cieplny, ostre zapalenie trzustki) [1, 2]. Zaskakuje fakt, iż do dnia dzisiejszego nie udało się poznać wszystkich mechanizmów odpowiedzialnych za rozwój sepsy, ani opracować w pełni skutecznej metody leczenia. Leczenie ciężkiej sepsy jest długotrwałe i obarczone dużym ryzykiem niepowodzenia. Ponadto, nie istnieje szczepionka, która zabezpieczałaby przed wystąpieniem sepsy. Szczepienia mogą jedynie zmniejszyć częstość infekcji patogenami, które mogą doprowadzić do sepsy [1, 2]. Obecnie rozpoznanie sepsy stawia się na podstawie stwierdzenia objawów zespół uogólnionej reakcji zapalnej. Następnym etapem jest potwierdzenie obecności specyficznego patogenu 131 www.diagnostykalaboratoryjna.eu w badaniach mikrobiologicznych. W procesie diagnostycznym nie ma specyficznego markera laboratoryjnego potwierdzającego sepsę. Wobec mało charakterystycznych, szczególnie w pierwszej fazie choroby, objawów klinicznych zastosowanie w diagnostyce znajduje oznaczenie stężeń białka C – reaktywnego (CRP) i prokalcytoniny (PCT). Jednak ze względu na niewystarczającą czułość oraz swoistość są jedynie pomocne w ocenie stopnia nasilenia, szybkości zmian stanu zapalnego jak również ciężkości sepsy z towarzyszącą niewydolnością wielonarządową. W wykrywaniu procesu zapalnego i ocenie skuteczności leczenia stosuje się również oznaczanie liczby leukocytów, czy stężenia IL-6 [1]. Spośród wybranych parametrów biochemicznych oceniających dysfunkcję narządową wykorzystuje się ocenę parametrów nerkowych, wątrobowych, hemostazy jak również gazometrię krwi żylnej i tętniczej wraz ze stężeniem mleczanów w surowicy krwi. Znaczącą rolę w diagnozowaniu sepsy odgrywają również badania obrazowe, mające na celu zlokalizowanie ogniska zakażenia. W zależności od przypuszczalnej etiologii wykonuje się RTG płuc, USG (głównie jamy brzusznej) oraz tomografię komputerową [2]. Budowa i metabolizm metaloproteinaz Metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej (MMP; matrix metalloproteinases) to grupa enzymów uczestniczących w degradacji białek błon podstawowych i macierzy zewnątrzkomórkowej oraz regulacji aktywności cytokin i chemokin [3]. Enzymy te funkcjonują w neutralnym lub lekko zasadowym pH i wymagają jonów wapnia oraz cynku w centrum katalitycznym do aktywności enzymatycznej [4, 5]. Przemiany macierzy zewnątrzkomórkowej wpływają na różne procesy fizjologiczne i patologiczne, takie jak: rozwój, formowanie tkanek, rozrost oraz różnicowanie komórek, a także naciekanie i tworzenie przerzutów nowotworowych [6, 7, 8]. Do tej pory zidentyfikowano 28 metaloproteinaz, z których 22 występują u człowieka [7, 9]. Ze względu na podobieństwo sekwencji aminokwasów oraz powinowactwo do określonych substratów MMP podzielono na grupy (tabela I) w skład których wchodzą: kolagenozy (MMP-1, MMP-8, MMP-13, MMP-18) zawierające dodatkowo domenę hemopeksyny oraz elastyczny łącznik. Ich substratami są kolageny typu I, II, III, V. Żelatynazy (MMP-2, MMP-9) degradujące kolagen typu IV, V, VII, IX, fibrynopektynę, elastynę i działające synergistycznie z kolagenozami przez degradację denaturowanego kolagenu. MMP-2 trawi ponadto kolagen typu I, II i III oraz jest szybko ekspresjonowana w tkankach [9]. Natomiast MMP-9 jest indukowana w warunkach wymagających przebudowy tkanki [8]. Stromielizyny (MMP-3, MMP-10, MMP-11) o dużej swoistości, degradują kolagen błony podstawnej oraz proteoglikany i glikoproteiny macierzy, a także jak w przypadku MMP-3 aktywują wiele zymogenów MMP. Kolejną grupą zaliczaną do MMP są elastazy (MMP-7, MMP-26, MMP-12), MMP typu błonowego (MMP-14, MMP-15, MMP-16, MMP-17, MMP-24, MMP-25) oraz niesklasyfikowane MMP, których efekt biologiczny wciąż jest nieznany (MMP-19, MMP-20, MMP-21, MMP-23) [10]. Należy zwrócić uwagę, że w miarę pogłębiania wiedzy na temat aktywności tych enzymów przynależność do poszczególnych grup może zostać na nowo ustalona. 132 W warunkach fizjologicznych aktywności MMP są kontrolowane na trzech głównych poziomach: transkrypcji genów MMP, aktywacji w odpowiedzi na czynnik wzrostu, cytokin, modyfikację środowiska macierzy pozakomórkowej (ECM; extracellular matrix) oraz naturalnych inhibitorów metaloproteinaz (TIMP; tissue inhibitors of metalloproteinases). Do chwili obecnej poznano 4 tkankowe inhibitory MMP: TIMP-1, TIMP-2, TIMP-3 oraz TIMP-4. Są to białka o masie cząsteczkowej 21-30 kDa, zbudowane z dwóch podstawowych domen. Domenę N-końcową tworzy odcinek polipeptydowy (homologiczny u wszystkich 4 inhibitorów), który oddziałuje z centrum aktywnym enzymów i blokuje ich aktywność. [11, 12]. Inhibicja ma charakter odwracalny. Ponadto, TIMP produkowane są przez komórki, które wytwarzają MMP w stosunku 1:1 [11]. Oprócz TIMP inhibitorami metaloproteinaz są także α2makroglobluliny. Jednak inhibicja przy udziale α2-makrogloblulin ma charakter nieodwracalny, a utworzony kompleks usuwany jest na drodze endocytozy. Należy podkreślić, iż stężenia TIMP w zajętych tkankach są podwyższone, ale nie kompensują zawyżonej aktywności enzymów [13, 14, 15]. Wydzielanie MMP jest inicjowane przez różne czynniki m.in.: czynnik aktywujący płytki krwi (PDGF; platelet-derived growth factor), IL-1, TNF-α oraz fagocytozę, a hamowane przez transformujący czynnik wzrostu β (TGF-β; transforming growth factor β) oraz glikokortykosteroidy. MMP wydzielane w nieaktywnej formie zymogenu (pro-metaloproteinaz), ulegają aktywacji poprzez zmianę konformacji cząsteczki oraz odłączenie fragmentu N-terminalnego, odsłaniając tym samym miejsce aktywne z atomem cynku. Aktywacja w środowisku zewnątrzpochodnym następuje poprzez proteazy serynowe (proteinaza, plazmina), niskie pH, wysoką temperaturę otoczenia, obecność tlenku azotu (NO) jak również specyficzne czynniki chemiczne tj. jony metali, oksydanty, detergenty, proteazy. MMP mogą się aktywować także wzajemnie, jak to ma miejsce w przypadku MMP-3, której aktywność może być warunkowana aktywnością MMP-1 [16]. Unikalnym przykładem aktywacji jest proenzym MMP-2. Jest on aktywowany przy udziale trójskładnikowego kompleksu MT1-MMP (MMP-14), pro-MMP-2 oraz TIMP-2 – tkankowego inhibitora metaloproteinaz. Zlokalizowana w błonie MT1-MMP łączy się z N-końcową domeną TIMP-2. Z kolei C-końcowa domena związanego inhibitora działa jako receptor dla domeny hemopeksyny w pro-MMP-2. Związanie pro-MMP-2 przez TIMP-2 umożliwia odcięcie propeptydu przez MT1-MMP i aktywację MMP-2. Metaloproteinazy błonowe oraz MMP– 11 i MMP-23 aktywowane są wewnątrzkomórkowo przez konwertazę furyny [17]. Unieczynnione MMP podobnie jak wszystkie białka ulegają proteolizie. Aktywność i swoistość MMP mogą być regulowane przez proteolityczną degradację. Nie każde trawienie dezaktywuje MMP, może jedynie powodować utratę aktywności względem pewnych substratów podczas gdy zostaje zachowana możliwość trawienna względem innych. Zmiany ekspresji lub aktywności poszczególnych MMP przyczyniają się do zachwiania równowagi pomiędzy procesami degradacji, a syntezą składników macierzy zewnątrzkomórkowej. Konsekwencją zmiany aktywności MMP jest rozwój procesów patologicznych w narządach, układach, a szczególnie na wszystkich najważniejszych etapach rozwoju nowotworu [6, 14]. Diagn Lab 2015; 51(2): 131-138 Tabela I. Podział i funkcje metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej Grupa/Cechy charakterystyczne Metaloproteinazy Nazwa zwyczajowa Matrylizyny Substraty Najmniejsze cząsteczki, brak domeny hemopeksyny MMP-7 Matrylizyna Metaloendopeptydaza Kolagenazy Kolagen typ IV, glikoproteiny, żelatyna MMP-1 Kolagenaza śródmiąższowa (1) Kolagenaza neutrofilowa (2) Kolagenaza 3 Zawierają domenę hemopeksyny i giętki łącznik, który wiąże ją z domeną katalityczną MMP-8 MMP-13 Kolagen typu I, II, III, V, VII, VIII, X, żelatyna, IL-1β, MMP-2, MMP-9, fibronektyna Stromielizyny MMP-3 Proteinazy podścieliska W domenie katalitycznej występuje motyw złożony z trzech modułów typu II fibronektyny; duża swoistość substratowa względem zdenaturowanego kolagenu i żelatyny, dzięki wstawce fibronektyny, wiążącej się z żelatyną i lamininą MMP-10 MMP-11 Stromielizyna 1, proteoglikanaza Stromielizyna 2 Stromielizyna 3 Proteoglikany, fibronektyna, laminina, elastyna, żelatyna, witronektyna, plazminogen, fibrynogen, fibryna, kolagen typu III, IV, V, antytrombina III, MMP-1, MMP-2, MMP-8, MMP-9, MMP-13 MMP-18 Stromielizyna 4 Żelatynazy MMP-2 Żelatynaza A (72 KDa) Żelatyna, kolagen I, II, III, IV, V, VII, X, XI, fibronektyna, laminina, elastyna, proMMP-9, -13, α1-antyproteaza, IL-1β, TGF-β, troponina I MMP-9 Żelatynaza B (92 KDa) Żelatyna, kolagen III, IV, V, VII, X, XI, elastyna, laminina, fobronektyna, witronektyna, IL-1β, TGF-β, plazminogen Błonowe MMP Grupa I: makrocząsteczki należące do typu I białek błonowych. Są to MMP14, -15, -16 i 24. Grupa II: z glikofosfatydyloinozytolem MMP nieprzypisane do żadnej z wyminionych grup MMP-14 MT1-MMP MMP-15 MMP-16 MMP-17 MMP-24 MMP-25 MT2-MMP MT3-MMP MT4-MMP MT5-MMP MT6-MMP Inne MMP MMP-11 MMP-12 MMP-19 MMP-20 MMP-23 MMP-28 Stromielizyna Metaloelastaza makrofagowa Enamelizyna Epilizyna Rola metaloproteinaz w chorobach układu sercowo-naczyniowego Patologia wielonarządowa, jaka towarzyszy uogólnionej reakcji zapalnej rozwijającej się w wyniku sepsy i wstrząsu septycznego jest dobrze udokumentowana w literaturze. W wyniku reakcji zapalnej dochodzi do istotnego wzrostu stężenia cytokin w surowicy krwi oraz praktycznie we wszystkich narządach. Indukowane przez prozapalne czynniki zmiany mogą prowadzić do uszkodzenia lub zniszczenia komórek płuc, serca, wątroby, trzustki oraz nerek. Kolagen I, II, III, żelatyna, fibronektyna, laminina, proteoglikany, pro-MMP2 i pro-MMP13 pro-MMP2 pro-MMP2 pro-MMP2 pro-MMP2 Żelatyna Amelagenina, agrekany, elastyna Mechanizm uszkodzenia wielonarządowego jest bardzo złożony. Bierze w nim udział wiele czynników, w tym również enzymy z grupy metaloproteinaz. Do chwili obecnej spośród odkrytych 28 MMP, czternaście zlokalizowano w ścianie naczyń krwionośnych [18]. Ze względu na wielokierunkowe działanie MMP odgrywają ważną rolę w mechanizmie nieprawidłowego remodelingu tkanek. Uczestniczą m.in. w patogenezie zawału mięśnia sercowego oraz tętniaka aorty [19, 20, 21]. Może to sugerować, iż MMP mają wpływ na zmianę kształtu i funkcji naczyń krwionośnych, również 133 www.diagnostykalaboratoryjna.eu w powiązaniu z zaistniałą patologią w obrębie ich ściany (tabela II) [22]. Co więcej, uważa się, iż najczęstsze czynniki stymulujące przebudowę ściany naczyń: zaburzenia hemodynamiczne, urazy, stan zapalny czy stres oksydacyjny mogą również wpływać na regulację ekspresji i aktywacji MMP. Bassiouny i wsp. [23] w badaniach na królikach wykazali, że przepływ krwi może być istotniejszym czynnikiem regulującym ekspresję pro-MMP-2 tętnic niż uraz. Głównym stałym źródłem MMP są komórki mięśni gładkich naczyń oraz komórki śródbłonka, które w warunkach in vitro wydzielają konstytutywnie MMP-2 oraz TIMP-1 i TIMP-2 [24, 25]. MMPs i TIMPs prawdopodobnie znacząco wpływają na reorganizację budowy ściany naczyń. Potwierdzono, że migracja komórek mięśni gładkich jest zależna od aktywności MMP-2 oraz MMP-9 [26, 27, 28, 29]. Przeprowadzone badania immunocytochemiczne wskazały, że w obrębie ściany prawidłowych naczyń tętniczych występuje stała ekspresja MMP-2, TIMP-1 i TIMP-2 [27]. Tak więc równowaga między ekspresją i aktywnością MMP, a obecnością TIMP oraz innych inhibitorów MMP wydaje się podstawowa w zachowaniu integralności naczyń krwionośnych [27, 29]. Przewlekła ekspresja MMP-1 prowadzi do dynamicznych zmian w sercu i ostatecznie do powstania dysfunkcji skurczowej [15]. Na modelu zwierzęcym wykazano, że inhibicja MMP-1 hamuje powstawanie rozstrzeni lewej komory [15, 19, 29]. Podanie syntetycznych inhibitorów MMP w doświadczeniach na modelu zwierzęcym, opóźniało postęp zmian miażdżycowych, formację neointimy, remodeling lewej komory, dysfunkcję serca jako pompy oraz poprawiało leczenie zawału. MMP są obecne w miokardium i odpowiedzialne za rozkład wszystkich składników macierzy [15, 30]. Wśród licznych enzymów z rodziny metaloproteinaz istotną rolę w chorobach układu naczyniowego odgrywają MMP-2 i MMP-9 (nazywane też żelatynazami A i B), które biorą udział m.in. w rozwoju miażdżycy, patogenezie choroby wieńcowej, zawału serca, powstawaniu tętniaków serca oraz niewydolności serca [20, 25, 30]. MMP-2, mogą też mieć udział w procesach wewnątrzkomórkowych. Znajdują się w tych samych elementach miokardium co troponina I — w cienkich miofilamentach kardiomiocytów [15]. Troponina I jest wewnątrzkomórkowym substratem dla MMP-2, która ją rozszczepia. Zahamowanie aktywności MMP-2 chroni wywołaną niedokrwieniem i reperfuzją degradację troponiny I i poprawia powrót mechanicznej czynności serca do normy [15, 31, 32]. Doświadczenia przeprowadzone na modelu niedokrwienno-reperfuzyjnym (ischemia-reperfusion, I/R) dotyczące mechanicznego uszkodzenia mięśnia sercowego wywołanego stresem tlenowym dowiodły, że MMP-2 bierze udział w redukcji mechanicznej funkcji serca poprzez degradację jednego z białek aparatu kurczliwego, troponiny I (TnI) [32, 33, 34]. Ponadto, MMP2 odgrywa kluczową rolę w progresji miażdżycy. Dysregulacja tej proteinazy sprzyja patologicznej przebudowie naczyń i formowaniu tętniaków, niestabilności blaszki miażdżycowej oraz późnej restenozie. Istotny wpływ na aktywację MMP-2 wywiera stres oksydacyjny, poprzez wzrost wolnych rodników tlenowych generowanych przez oksydazę ksantynową [34]. Oksydowane LDL aktywują MMP-2 poprzez zwiększenie ekspresji i aktywacji błonowej MMP-1 (MT1-MMP typu 1) [35]. MMP-9 jest także włączona w proces miażdżycowy, a podwyższona jej wartość jest wykrywana w niestabilnych blaszkach. Podwyższone stężenia MMP-2 i MMP-9 odnotowano u pacjentów z ostrym zespołem wieńcowym, co nie było obserwowane u chorych ze stabilną postacią choroby wieńcowej [25, 30]. Wykazano również, że w zawale mięśnia sercowego następuje masywna stymulacja syntezy MMP-9 w monocytach i MMP-2 w komórkach mięśni gładkich, Tabela II. Udział MMP w chorobach naczyń Nazwa enzymu Kolagenaza śródmiąższowa Kolagenaza neutrofilowa Kolagenaza śródmiąższowa Żelatynaza A MMP-2 Żelatynaza B MMP-9 Stromielizyna 1 Stromielizyna 2 Stromielizyna 3 Matrilizyna 1 MT-1 MT-3 Metaloproteinaza 134 Klasyfikacja Kolagenazy MMP-1 MMP-8 MMP-13 Żelatynazy Stromielizyny MMP-3 Udział MMP w chorobach naczyń Tętniak aorty brzusznej, miażdżyca, aktywacja VEGF Tętniak aorty brzusznej, miażdżyca Tętniak aorty brzusznej, miażdżyca Tętniak aorty brzusznej, miażdżyca, restenoza tętnic, krytyczne niedokrwienie kończyn dolnych, aktywacja VEGF Tętniak aorty brzusznej, miażdżyca, restenoza tętnic, krytyczne niedokrwienie kończyn dolnych, choroba Kawasakiego, aktywacja VEGF Tętniak aorty brzusznej,miażdżyca, żylaki, aktywacja VEGF Miażdżyca Miażdżyca MMP-10 MMP-11 Matrilizyny MMP-7 Metaloproteinazy błonowe MMP-14 MMP-16 Metaloproteinazy niesklasyfikowane MMP-12 Miażdżyca, aktywacja VEGF Tętniak aorty brzusznej, miażdżyca miażdżyca Tętniak aorty brzusznej, aktywacja VEGF Diagn Lab 2015; 51(2): 131-138 a u pacjentów po interwencji wieńcowej występuje istotne podwyższenie wartości zarówno MMP-2, jak i MMP-9, przy czym poziom MMP-9 ma wartość predykcyjną dla restenozy [36, 37]. MMP-9 jest enzymem, którego ekspresję indukują komórki układu odpornościowego oraz aktywowane leukocyty i makrofagi w odpowiedzi na działanie cytokin prozapalnych. Ekspresję tej metaloproteinazy stwierdzano także w komórkach endotelium oraz kardiomiocytach zarodkowych [38, 39]. Rola metaloproteinaz w ośrodkowym układzie nerwowym Obecnie coraz więcej wiadomo o fizjologicznej roli, jaką odgrywają MMP w procesach przebiegających w obrębie ośrodkowego układu nerwowego (OUN). Uważa się, że źródłem aktywności MMP w OUN są zarówno komórki rezydentne, w tym astrocyty, oligodendrocyty, komórki mikrogleju oraz neurony, jak również napływowe limfocyty, granulocyty i makrofagi [40, 41, 42]. Potwierdzeniem tego faktu są przeprowadzone badania, które wskazują na to, iż MMP-2 jest silnie eksprymowana w astrocytach, natomiast MMP-9 w neuronach, z preferencją do lokalizacji w ciałach komórek nerwowych oraz dendrytach [43, 44]. Ponadto wykazano, że MMP zaangażowane są w poszczególne etapy rozwoju i dojrzewania układu nerwowego. Na podstawie badań wzoru ekspresji mRNA i białka enzymatycznego różnych MMP w rozwoju embrionalnym i postnatalnym można stwierdzić, iż ekspresja tych białek zmienia się w czasie rozwoju mózgu [45, 46]. Przeprowadzone badania wykazują również, iż MMP uczestniczą w procesach wewnątrzkomórkowego przekazu informacji. Dodatkowo MMP regulują wzrost, proliferację, programową śmierć komórki (apoptozę), jak również biorą udział w wydłużaniu i rozgałęzianiu wypustek nerwowych (MMP-9, MMP-2, MMP-3, MMP-7 i MT5-MMP) oraz w migracji komórek [47, 48, 49]. Ciekawych wyników dostarczyły badania nad regeneracją włókien nerwowych [50]. Jak się wydaje, regeneracja włókien po uszkodzeniu OUN jest związana z wzmożonym przeorganizowaniem środowiska na zewnątrz komórki. Przyczyniają się do tego MMP-2 i MMP-9 ze względu na zdolność do rozkładu dużej liczby komponentów ECM po uszkodzeniach. Dotychczas, spośród mnogości potencjalnych substratów, zidentyfikowano dwa białka, których degradacja może mieć związek z synaptyczną funkcją bądź funkcjami MMP-9: β-dystroglikan i telencefalinę (ICAM-5) [51, 52]. Rolę MMP w procesie mielinizacji potwierdziły badania in vitro dokumentujące obecność aktywnych form MMP-2 i MMP-9 w wypustkach oligodendrocytów oraz hamowanie ich wzrostu poprzez inhibicję enzymów TIMP [53]. Najbardziej rozpowszechnione MMP w OUN są: TIMP-4 oraz TIMP-2 i TIMP-3. Coraz więcej danych wskazuje na to, iż tkankowe inhibitory metaloproteinaz uczestniczą w procesach naprawczych w obrębie ośrodkowego układu nerwowego [54, 55]. Obecnie przyjmuje się kilka punktów wychwytu działania MMP w OUN. Są nimi: uszkodzenie bariery krew-mózg, degradacja białek wchodzących w skład mieliny, ułatwienie procesu demielinizacji, działanie na cytokiny oraz chemokiny [56]. Z wielu badań wynika, że MMP uczestniczą w procesach uszkadzających w obrębie OUN [56, 57]. Aktywacja MMP prowadzi do przerwania ciągłości bariery krew-mózg i przenikania do tkanki nerwowej elementów morfotycznych krwi, co ma podstawowe znaczenie w patogenezie procesów zapalnych zarówno infekcyjnych, jak i nieinfekcyjnych. Dodatkowo, istotnym elementem nadmiernej aktywacji MMP jest proteoliza białek ECM [58]. Z drugiej zaś strony zmiany struktury ECM w wyniku degradacji proteolitycznej uważane są za niezbędny element niektórych form plastyczności synaptycznej dorosłego mózgu. Nie można nie wspomnieć o tym, iż istnieją rejony OUN gdzie brak jest bariery krew-mózg i składniki osocza mają swobodny dostęp do parenchymy mózgu. Bariera nie istnieje w kilku strukturach mózgu biorących udział w regulacji wydzielania hormonów peptydowych. Dotyczy to narządów okołokomorowych: tylnego płata przysadki mózgowej, narządu naczyniowego blaszki krańcowej, narządu podsklepieniowego, narządu podspoidłowego, pola najdalszego oraz szyszynki i splotów naczyniowych komór. To właśnie w tych rejonach może dochodzić do aktywacji metaloproteinaz i napływu LPS bez przerwania ciągłości bariery krew-mózg oraz przenikania do tkanki nerwowej elementów morfotycznych krwi indukując procesy zapalne [59, 60]. MMP-9 prowadzi do uszkodzenia bariery krew-mózg poprzez degradację białek blaszki podstawnej, oddzielającej komórki endotelialne mózgu od przylegających perycytów i komórek astrogleju, co umożliwia dalszą penetrację bakterii i szerzenie się procesu zapalnego [61, 62]. Ponieważ degranulacja MMP-9 z granulocytów obojętnochłonnych jest procesem przebiegającym niezwykle szybko, jej aktywność proteolityczna jest wykrywalna już po 3-6 godzinach od momentu wniknięcia bakterii do OUN [63]. Jak się wydaje, OUN, będący miejscem częściowo „uprzywilejowanym” immunologicznie, charakteryzuje się obecnością stosunkowo małej ilości komórek odpornościowych, co może prowadzić do szybkiej replikacji patogenu, a w konsekwencji do uszkodzenia tkanek [43]. Kieseier i wsp. [63] przy użyciu testów immunoenzymatycznych, odnotowali podwyższone stężenie MMP-9 oraz TIMP-1 w płynie mózgowo-rdzeniowym pacjentów z bakteryjnym zapaleniem opon mózgowo-rdzeniowych i zespołem Guillian-Barre. Nie ma natomiast wątpliwości, że zastosowanie inhibitorów MMP lub przeciwciał blokujących ich aktywność zapobiegałoby przerwaniu bariery krew-mózg oraz zmniejszałoby rozległość udaru eksperymentalnego [64]. Warto zwrócić uwagę na to, iż MMP mogą również pośrednio wpływać na funkcję bariery krew-mózg. Stymulowanie komórek śródbłonka naczyniowego mózgu do wytwarzania tych enzymów powoduje uwalnianie rozpuszczalnej formy cząstki adhezyjnej VCAM-1, wpływając tym samym na napływ leukocytów [65]. Kolejnym punktem uchwytu działania MMP jest degradacja białek wchodzących w skład mieliny. Chandler i wsp. [66] wykazali, iż MMP-1, MMP-2, MMP-3, MMP-7 i MMP-9 powodują degradację podstawowego białka mielinowego (MBP; myelin basic protein), przy czym najsilniejszy efekt wywiera MMP-2. Nadto, degradacja białek wchodzących w skład osłonki mielinowej przyczynia się do jej rozkładu, a efektem tego działania są odsłonięte immunogenne epitopy, które wzmagają odpowiedź autoimmunologiczną napędzając tym samym spiralę destrukcji. Dotychczas prowadzone badania potwierdzają znaczącą rolę MMP w chorobach zakaźnych i zapalnych OUN [65, 66, 67, 68]. Faktem jest, iż zakażenia wywołane przez prątki chorobotwórcze indukują 135 www.diagnostykalaboratoryjna.eu aktywność MMP-9 i MMP-2 zarówno in vivo jak i in vitro, co umożliwia migrację limfocytów przez uszkodzoną barierę krew-mózg oraz przyczynia się do uszkodzenia tkanki nerwowej [69]. Ponadto, w zakażeniach OUN źródłem MMP-9 są zarówno neurony, komórki gleju jak i napływające makrofagi oraz granulocyty obojętnochłonne [37]. Z drugiej zaś strony, jak dowodzą badania Kurzepa i wsp. [56] przeprowadzone na modelu zwierzęcym wykazano, że podczas neuroinfekcji zaburzenie równowagi między ekspresją MMP oraz TIMP ma miejsce w określonych, ściśle ograniczonych obszarach mózgowia. Docelowo obszary te odpowiadają regionom, do których tropizm wykazuje wirusowy czynnik infekcyjny. Następstwem wyżej wymienionych procesów jest powstanie rozpuszczalnej formy TNF-α [70]. Uwolniony TNF-α za pośrednictwem działania MMP, ujawnia dużą toksyczność w stosunku do oligodendrocytów, a efektem tego procesu jest produkcja prozapalnych mediatorów, cząstek adhezyjnych jak również samych MMP [71]. Obserwuje się, iż MMP-3 oraz MMP-9 wykazują największą zdolność aktywacji TNF-α. TNF-α istnieje w dwóch biologicznie czynnych postaciach: rozpuszczalnej i błonowej. Konwertaza czynnika alfa martwicy nowotworu (TACE; tumor necrosis factor-alpha converting enzyme) jest enzymem o charakterze metaloproteinazy, który przekształca TNF-α błonowy w jego formę rozpuszczalną, zaś rozpuszczalny TNF-α uwalnia i aktywuje MMP w mózgu, działające proteolitycznie [40, 42]. Należy dodać, że MMP również wpływają na chemokiny. W odpowiedzi na stymulację IL-8 granulocyty obojętnochłonne wydzielają MMP-8 oraz MMP-9. Sugeruje się, że wzrost aktywności MMP powoduje degradację błony podstawnej i zwiększoną przepuszczalność naczyń, a w konsekwencji przechodzenie komórek zapalnych z krwi do mózgu [25, 35, 66]. Należy dodać, że niektóre MMP mają zdolność do proteolitycznego cięcia czynników prozapalnych takich jak czynnik martwicy nowotworu – proTNF, proTGF-α, IL-6 i przekształcania ich w formy aktywne [72]. Można wnioskować, że wyżej wymienione modyfikacje będące wynikiem stanu zapalnego powstałego w obrębie ośrodkowego układu nerwowego, sprzyjają dalszemu rozprzestrzenianiu się patogenów i szerzeniu zakażenia. czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF) powoduje burzliwą aktywację metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM), które poprzez degradację ścian komórkowych prowadzą do uszkodzenia komórek. Zablokowanie aktywności wyżej wymienionych enzymów może zatem znacznie ograniczyć patologię wynikającą z istotnego wzrostu czynników prozapalnych. Trudno jest jednak określić moment, w którym powinno się blokować aktywność metaloproteinaz. Wielu badaczy podkreśla wagę wcześniejszego zapobiegania zmianom prowadzącym do rozwoju wstrząsu septycznego u pacjentów leczonych z powodu urazu wielonarządowego, poddanych terapii onkologicznej lub leczonych z powodu zaostrzenia chorób ogólnoukładowych. Można zatem przypuszczać, że blokada aktywności enzymów odpowiedzialnych za uszkodzenie komórek powinna w istotnym stopniu ograniczyć rozwój sepsy i wstrząsu septycznego we wspomnianej grupie pacjentów. Piśmiennictwo 1. Dellinger RP, Levy MM, Rhodes A, et al. Surviving Sepsis Campaign: international guidelines for management of severe sepsis and septic shock, 2012. Intensive Care Med 2013; 39: 165-228. 2. Zielińska-Borkowska U, Wieczorek K. Diagnostyka laboratoryjna sepsy – biomarkery. Postępy Nauk Medycznych 2014; 5: 339-345. 3. Kołaczkowska E. Metalloproteinase 9 (MMP-9) as a unique member of the matrix metalloproteinase family: Role in influx of neutrophils and their apoptosis during inflammation. Postępy Biologii Komórki 2010; 37: 471-499. 4. Goetzl EJ, Banda MJ, Leppert D. Matrix metalloproteinases in immunity. J Immunol 1996; 156: 1-4. 5. Shubayev VI, Myers RR. Matrix metalloproteinase-9 promotes nerve growth factor-induced neurite elongation but not new sprout formation in vitro. J Neurosci Res 2004; 77: 229-239. 6. Groblewska M, Mroczko B, Szmitkowski M. The role of selected matrix metalloproteinases and their inhibitors in colorectal cancer development. Postepy Hig Med Dosw 2010; 64: 22-30. 7. Sternlicht MD, Werb Z. How matrix metalloproteinases regulate cell behavior. Annu Rev Cell Dev Biol 2001; 17: 463-516. 8. Woessner JF Jr. Matrix metalloproteinases and their inhibitors in connective tissue remodeling. FASEB J 1991; 5: 2145-2154. 9. Groblewska M, Tycińska A, Mroczko B, et al. The role of matrix metalloproteinases in cardiovascular diseases. Pol Merkuriusz Lekarski 2011; 30: 235-240. Podsumowanie Poznanie mechanizmów rozwoju niewydolności wielonarządowej stanowi główny temat badań prowadzonych w wielu renomowanych ośrodkach europejskich. Możliwość ograniczenia stopnia uszkodzenia komórek może skutkować szerokimi zmianami w powszechnie stosowanym leczeniu. Rozwój niewydolności wielonarządowej we wstrząsie septycznym jest jak dotąd jednym z największych problemów klinicznych. Pojawiające się w literaturze doniesienia coraz mocniej podkreślają wagę nie tylko właściwego leczenia, lecz również możliwości ograniczenia lub nawet zahamowania postępu uszkodzenia komórkowego. Obiecującym wydaje się być przy tym zahamowanie aktywności enzymów, które w bezpośrednim stopniu są odpowiedzialne za inicjację kaskad uszkodzenia komórkowego. Jednym z głównych czynników biorących udział we wspomnianej inicjacji są metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej. Aktywacja czynników prozapalnych takich jak czynnik martwicy nowotworów alfa (TNF-α), interleukina 1 IL-1, IL-6, IL-17 a także 136 10. Pastuszka E, Pabin A, Radkowski M. Metalloproteinases in meningoencephalitis. Przegl Epidemiol 2008; 62: 401-406. 11. Caterson B, Flannery CR, Hughes CE, Little CB. Mechanisms involved in cartilage proteoglycan catabolism. Matrix Biol 2000; 19: 333-344. 12. Cleutjens JP, Creemers EE. Integration of concepts: cardiac extracellular matrix remodeling after myocardial infarction. J Card Fail 2002; 8: S344-S348. 13. Martel-Pelletier J, McCollum R, Fujimoto N. Excess of metalloproteases over tissue inhibitor of metalloprotease may contribute to cartilage degradation in osteoarthritis and rheumatoid arthritis. Lab Invest 1994; 70: 807-815. 14. Su S, Grover J, Roughley PJ, et al. Expression of the tissue inhibitor of metalloproteinases (TIMP) gene family in normal and osteoarthritic joints. Rheumatol Int 1999; 18: 183-191. 15. Żebrowski M, Kierus-Gudaj A, Żebrowska A. The role of metalloproteinases in the pathomechanism of ischemic heart disease. Forum Kardiologów 2003; 8, 2: 53–57. 16. Recoules-Arche J. Importance du sandertarisme debout dans l’evolution et les complications des varices. Angiol 1965; 17: 17-20. 17. Strongin AY, Collier I, Bannikov G, et al. Mechanism of cell surface activation of 72-kDa type IV collagenase. Isolation of the activated form of the membrane metalloprotease. J Biol Chem 1995; 270: 5331-5338. 18. Newby AC. Dual role of matrix metalloproteinases (matrixins) in intimal thickening and atherosclerotic plaque rupture. Physiol Rev 2005; 85: 1-31. Diagn Lab 2015; 51(2): 131-138 19. Lee RT. Matrix metalloproteinase inhibition and the prevention of heart failure. Trends Cardiovasc Med 2001; 11: 202-205. 20. Spinale FG. Matrix metalloproteinases: regulation and dysregulation in the failing heart. Circ Res 2002; 22: 520-530. 45. Fager N, Jaworski DM. Differential spatial distribution and temporal regulation of tissue inhibitor of metalloproteinase mRNA expression during rat central nervous system development. Mech Dev 2000; 98: 105-109. 46. Rivera S, Tremblay E, Timsit S, et al. Tissue inhibitor of metalloproteinases-1 21. Wasilewska A, Taranta-Janusz K, Zoch-Zwierz W, et al. Role of matrix metallo- (TIMP-1) is differentially induced in neurons and astrocytes after seizures: evi- proteinases (MMP) and their tissue inhibitors (TIMP) in nephrology. Przegl Lek dence for developmental, immediate early gene, and lesion response. J Neurosci 2009; 66: 485-490. 22. Yu Y, Koike T, Kitajima S, Liu E. Temporal and quantitative analysis of expression of metalloproteinases (MMPs) and their endogenous inhibitors in atherosclerotic lesions. Histol Histopathol 2008; 23: 1503-1516. 23. Bassiouny HS, Song RH, Hong XF, et al. Flow regulation of 72-kD collagenase IV (MMP-2) after experimental arterial injury. Circulation 1998; 98: 157-163. 24. Busti C, Falcinelli E, Momi S, Gresele P. Matrix metalloproteinases and peripheral arterial disease. Intern Emerg Med 2010; 5: 13-25. 25. Kai H, Ikeda H, Yasukawa H, et al. Peripheral blood levels of matrix metalloproteases-2 and -9 are elevated in patients with acute coronary syndromes. J Am Coll Cardiol 1998; 32: 368-372. 26. Cho A, Reidy MA. Matrix metalloproteinase-9 is necessary for the regulation of smooth muscle cell replication and migration after arterial injury. Circ Res 2002; 91: 845-851. 27. Fic P, Zakrocka I, Kurzepa J, Stepulak A. Matrix metalloproteinases and atherosclerosis. Postepy Hig Med Dosw 2011; 65: 16-27. 1997; 17: 4223-4235. 47. Mannello F, Luchetti F, Falcieri E, Papa S. Multiple roles of matrix metalloproteinases during apoptosis. Apoptosis 2005; 10: 19-24. 48. Shubayev VI, Myers RR. Matrix metalloproteinase-9 promotes nerve growth factor-induced neurite elongation but not new sprout formation in vitro. J Neurosci Res 2004; 77: 229-239. 49. VanSaun MN, Matrisian LM. Matrix metalloproteinases and cellular motility in development and disease. Birth Defects Res C Embryo Today 2006; 78: 69-79. 50. Costanzo RM, Perrino LA, Kobayashi M. Response of matrix metalloproteinase-9 to olfactory nerve injury. Neuroreport 2006; 17: 1787-1791. 51. Michaluk P, Kolodziej L, Mioduszewska B, et al. Beta-dystroglycan as a target for MMP-9, in response to enhanced neuronal activity. J Biol Chem 2007; 282: 16036-16041. 52. Tian L, Stefanidakis M, Ning L, et al. Activation of NMDA receptors promotes dendritic spine development through MMP-mediated ICAM-5 cleavage. J Cell Biol 2007; 178: 687-700. 28. Galis ZS, Johnson C, Godin D, et al. Targeted disruption of the matrix metal- 53. Oh LY, Larsen PH, Krekoski CA, et al. Matrix metalloproteinase-9/gelatinase B loproteinase-9 gene impairs smooth muscle cell migration and geometrical is required for process outgrowth by oligodendrocytes. J Neurosci 1999; 19: arterial remodeling. Circ Res 2002; 91: 852-859. 29. Ho FM, Liu SH, Lin WW, Liau CS. Opposite effects of high glucose on MMP-2 and TIMP-2 in human endothelial cells. J Cell Biochem 2007; 101: 442-450. 30. Creemers EE, Cleutjens JP, Smits JF, Daemen MJ. Matrix metalloproteinase inhibition after myocardial infarction: a new approach to prevent heart failure? Circ Res 2001; 89: 201-210. 8464-8475. 54. Gardner J, Ghorpade A. Tissue inhibitor of metalloproteinase (TIMP)-1: the TIMPed balance of matrix metalloproteinases in the central nervous system. J Neurosci Res 2003; 74: 801-806. 55. Lee JM, Yin K, Hsin I, et al. Matrix metalloproteinase-9 in cerebral-amyloid-angiopathy-related hemorrhage. J Neurol Sci 2005; 229-230: 249-254. 31. Gao CQ, Sawicki G, Suarez-Pinzon WL, et al. Matrix metalloproteinase-2 me- 56. Kurzepa J, Bartosik-Psujek H, Suchozebrska-Jesionek D, et al. Role of matrix diates cytokine-induced myocardial contractile dysfunction. Cardiovasc Res metalloproteinases in the pathogenesis of multiple sclerosis. Neurol Neurochir 2003; 57: 426-433. Pol 2005; 39: 63-67. 32. Wang W, Schulze CJ, Suarez-Pinzon WL, et al. Intracellular action of matrix metal- 57. Lee SR, Tsuji K, Lee SR, Lo EH. Role of matrix metalloproteinases in delayed loproteinase-2 accounts for acute myocardial ischemia and reperfusion injury. neuronal damage after transient global cerebral ischemia. J Neurosc. 2004; Circulation 2002; 106: 1543-1549. 24: 671-678. 33. Cheung PY, Sawicki G, Wozniak M, et al. Matrix metalloproteinase-2 contributes 58. Zalewska T, Ziemka-Nalecz M, Sarnowska A, Domańska-Janik K. Transient fore- to ischemia-reperfusion injury in the heart. Circulation 2000; 101: 1833-1839. brain ischemia modulates signal transduction from extracellular matrix in gerbil 34. Urbanowicz I, Woźniak M, Sawicki G, Stacherzak-Pawlik J. Matrix metalloproteinase -2 in the disruption of the coronary endothelium in heart during ischemia-reperfusion. J Lab Diag 2011; 47: 317-321. 35. Hojo Y, Ikeda U, Katsuki Ta, et al. Matrix metalloproteinase expression in the coronary circulation induced by coronary angioplasty. Atherosclerosis 2002; 161: 185-192. 36. Ge J, Shen C, Liang C, et al. Elevated matrix metalloproteinase expression after hippocampus. Brain Res 2003; 977: 62-69. 59. Kaczmarek L, Lapinska-Dzwonek J, Szymczak S. Matrix metalloproteinases in the adult brain physiology: a link between c-Fos, AP-1 and remodeling of neuronal connections? EMBO J 2002; 21: 6643-6648. 60. Wright JW, Harding JW. The brain angiotensin system and extracellular matrix molecules in neural plasticity, learning, and memory. Prog Neurobiol 2004; 72: 263-293. stent implantation is associated with restenosis. Int J Cardiol 2006; 112: 85-90. 61. Laskowitz DT, Kasner SE, Saver J, Remmel KS. Clinical usefulness of a biomar- 37. Schmidt R, Bültmann A, Ungerer M, et al. Extracellular matrix metalloproteinase ker-based diagnostic test for acute stroke: the Biomarker Rapid Assessment in inducer regulates matrix metalloproteinase activity in cardiovascular cells: implications in acute myocardial infarction. Circulation 2006; 113: 834-841. 38. D’Armiento J. Matrix metalloproteinase disruption of the extracellular matrix and cardiac dysfunction. Trends Cardiovasc Med 2002; 12: 97-101. 39. Spallarossa P, Altieri P, Garibaldi S, et al. Matrix metalloproteinase-2 and -9 are induced differently by doxorubicin in H9c2 cells: The role of MAP kinases and NAD(P)H oxidase. Cardiovasc Res 2006; 69: 736-745. 40. Cross AK, Woodroofe MN. Chemokine modulation of matrix metalloproteinase and TIMP production in adult rat brain microglia and a human microglial cell line in vitro. Glia 1999; 28: 183-189. 41. Gottschall PE, Deb S. Regulation of matrix metalloproteinase expressions in astrocytes, microglia and neurons. Neuroimmunomodulation 1996; 3: 69-75. 42. Leib SL, Clements JM, Lindberg RL, et al. Inhibition of matrix metalloproteinases and tumour necrosis factor alpha converting enzyme as adjuvant therapy in pneumococcal meningitis. Brain 2001; 124: 1734-1742. 43. Stokłosa T. Psychoneuroimmunologia. W: Gołąb J, Jakubisiak M, Lasek W, (eds.). Immunologia. Wyd Nauk PWN, Warszawa, 2004: 326-337. Ischemic Injury (BRAIN) study. Stroke 2009; 40: 77-85. 62. Rosell A, Ortega-Aznar A, Alvarez-Sabín J, et al. Increased brain expression of matrix metalloproteinase-9 after ischemic and hemorrhagic human stroke. Stroke 2006; 37: 1399-1406. 63. Kieseier BC, Paul R, Koedel U, et al. Differential expression of matrix metalloproteinases in bacterial meningitis. Brain 1999; 122: 1579-1587. 64. Rosenberg GA, Estrada EY, Dencoff JE. Matrix metalloproteinases and TIMPs are associated with blood-brain barrier opening after reperfusion in rat brain. Stroke 1998; 29: 2189-2195. 65. Hummel V, Kallmann BA, Wagner S, et al. Production of MMPs in human cerebral endothelial cells and their role in shedding adhesion molecules. J Neuropathol Exp Neurol 2001; 60: 320-327. 66. Chandler S, Coates R, Gearing A, et al. Matrix metalloproteinases degrade myelin basic protein. Neurosci Lett 1995; 201: 223-226. 67. Leppert D, Lindberg RL, Kappos L, Leib SL. Matrix metalloproteinases: multifunctional effectors of inflammation in multiple sclerosis and bacterial meningitis. Brain Res Brain Res Rev 2001; 36: 249-257. 44. Sulik A, Ołdak E. Matrix metalloproteinases in the central nervous system: 68. Svedin P, Hagberg H, Sävman K, et al. Matrix metalloproteinase-9 gene knock- clinical significance and therapeutic prospects. Pol Merkuriusz Lek 2008; 24: -out protects the immature brain after cerebral hypoxia-ischemia. J Neurosci 278-280. 2007; 27: 1511-1518. 137 www.diagnostykalaboratoryjna.eu 69. Leppert D, Waubant E, Galardy R, et al. T cell gelatinases mediate basement membrane transmigration in vitro. J Immunol 1995; 154: 4379-4389. 70. Gearing AJ, Beckett P, Christodoulou M, et al. Processing of tumour necrosis factor-alpha precursor by metalloproteinases. Nature 1994; 370: 555-557. 71. Meighan SE, Meighan PC, Choudhury P, et al. Effects of extracellular matrix-degrading proteases matrix metalloproteinases 3 and 9 on spatial learning and synaptic plasticity. J Neurochem 2006; 96: 1227-1241. 72. Yong VW, Power C, Forsyth P, Edwards DR. Metalloproteinases in biology and pathology of the nervous system. Nat Rev Neurosci 2001; 2: 502-511. Adres do korespondencji: dr n. med. Jarosław Kuna Medyczne Laboratorium Diagnostyczne Centrum Onkologii Ziemi Lubelskiej im. św. Jana z Dukli 20-090 Lublin, ul. dr K. Jaczewskiego 7 Tel: +48 81 7477511 e-mail: [email protected] Zaakceptowano do publikacji: 29.06.2015 138
