Świat podwójnej helisy — „Nie uszło naszej uwadze”
advertisement
Świat podwójnej helisy — „Nie uszło naszej uwadze” Marta M. Gabryelska Jan Barciszewski Instytut Chemii Bioorganicznej Polskiej Akademii Nauk, Poznań Instytut Chemii Bioorganicznej Polskiej Akademii Nauk, ul. Z. Noskowskiego 12/14, 61-704 Poznań; tel.: (61) 85 28 503 wew. 132, faks: (61) 85 20 532, e-mail: Jan.Barciszewski@ ibch.poznan.pl * Artykuł otrzymano 25 lutego 2013 r. Artykuł zaakceptowano 4 czerwca 2013 r. Słowa kluczowe: kwas deoksyrybonukleinowy, podwójna helisa, epigenetyka, nanotechnologia Wykaz skrótów: m5C — 5-metylocytozyna; hmC — 5-hydroksymetylocytozyna; fC — 5-formylocytozyna; caC — 5-karboksycytozyna; ON — oligonukleotyd; HEP — projekt poznania epigenomu człowieka; DNA CT — migracja ładunku elektrycznego przez DNA Streszczenie J ednym z kluczowych zagadnień biologii jest natura oraz mechanizmy funkcjonowania genów. Mija 60 lat od zaproponowania w 1953 roku modelu struktury DNA w postaci podwójnej prawoskrętnej helisy. Odkrycie to uhonorowane Nagrodą Nobla w 1962 roku, stało się przełomem w poznaniu i zrozumieniu mechanizmów dziedziczenia oraz kodu genetycznego. Od tamtego czasu zgromadzono ogromną ilość informacji o funkcjach, strukturze i zastosowaniach DNA, co stało się podstawą nowych dyscyplin jak biologia molekularna, biologia chemiczna i biotechnologia. Dziś wiadomo, że podwójna helisa wykazuje wysoką dynamikę i plastyczność. Są one funkcją sekwencji nukleotydowej. Pojawiają się nowe informacje na temat struktury chromatyny oraz przewodnictwa prądu przez dupleks DNA, co ma istotne znaczenie w zrozumieniu mechanizmów uszkodzeń i naprawy tej cząsteczki. Zidentyfikowano nowe epigenetyczne zasady azotowe w DNA, jak 5-metylocytozyna, 5-hydroksymetylocytozyna, 5-formylocytozyna i 5-karboksycytozyna. Projektowanie nowych katalitycznych kwasów nukleinowych oraz nanotechnologia tzw. DNA origiami ujawniają drzemiący w podwójnej helisie potencjał aplikacyjny. Wprowadzenie Wielokierunkowe badania genetyczne i biochemiczne doprowadziły do rozpoznania kwasu deoksyrybonukleinowego (DNA) jako materiału genetycznego w 1944 roku oraz zaproponowania modelu jego budowy w postaci podwójnej prawoskrętnej helisy w 1953 roku [1]. W 2013 roku obchodzimy diamentowy jubileusz tego wydarzenia. Odkrycia te stały się przełomem w poznaniu i zrozumieniu mechanizmów dziedziczenia oraz kodu genetycznego. U źródeł tego osiągnięcia leżą wczesne doświadczenia szwajcarskiego lekarza, Friedricha Mieschera, który w 1869 roku po raz pierwszy wyizolował DNA (nazwany „nukleiną”) [2]. Od tamtego czasu zgromadzono ogromną ilość informacji o funkcjach, strukturze i zastosowaniach „nukleiny”. Dały one podstawy do przełomowych osiągnięć w biologii molekularnej, biologii chemicznej i biotechnologii [3]. Nie uszło naszej uwadze, napisali w 1953 roku J. Watson i F. Crick, że tworzenie par zasad niesie w sobie bezpośrednie wskazówki, co do możliwego mechanizmu kopiowania materiału genetycznego i konsekwencji tego zjawiska [1]. Dzisiaj wiadomo, że właśnie ta uwaga okazała się nie tylko prawdziwa, ale też niezwykle inspirująca, z ciągle nie do końca poznanymi konsekwencjami dla biologii i medycyny. Cząsteczka DNA nadal skrywa wiele tajemnic, o czym wyraźnie przypomina przytoczona poezja o DNA i wiązaniu wodorowym (Ryc. 1). W ni- Rycina 1. Wiersze pt.: DNA i Wiązanie wodorowe. 246www.postepybiochemii.pl kins pokazał, że włókna DNA analizowane w świetle spolaryzowanym są zbudowane z długich uporządkowanych cząsteczek ułożonych równolegle do siebie. Wczesne wyniki badań dyfrakcji promieni X na DNA zachęciły wiele grup badawczych do głębokich analiz i budowania modeli jego struktury [4]. Rosalind Franklin uzyskała bardzo dobre obrazy dyfrakcyjne dla dwóch form DNA, które później nazwała A i B oraz zdefiniowała warunki przejścia między nimi [4]. Niewątpliwie te obserwacje przyczyniły się do zbudowania przez J. Watsona i F. Cricka 28 lutego 1953 roku pierwszego, jak się później okazało, prawidłowego modelu struktury przestrzennej DNA w postaci podwójnej helisy (Ryc. 2) [1]. Dwa miesiące później, 25 kwietnia 1953 roku w czasopiśmie Nature pojawiły się trzy publikacje dotyczące struktury DNA: pierwsza J. Watsona i F. Cricka [1], druga M. Wilkinsa, O. Stokesa i O. Wilsona [5], oraz trzecia R. Franklin i R. Goslinga [6]. W 1962 roku, 9 lat po zaproponowaniu struktury DNA, Francis Crick, James Watson i Maurice Wilkins otrzymali Nagrodę Nobla za odkrycie molekularnej struktury kwasów nukleinowych i jej znaczenia dla przekazywania informacji w organizmach żywych. Odkrycie innych form DNA, krzyżowej (ang. cruciform), trójniciowego H-DNA i czteroniciowych G-kwartetów (G-kwadrupleksów, ang. quadruplex, G4 DNA) nastąpiło w następnych latach [7]. Kwadrupleksy guanozyny występują w DNA jak i RNA i są stabilizowane oddziaływaniami czterech reszt guaniny (tzw. tetrada) poprzez wiązania wodorowe typu Hoogsteen’a [8]. Sekwencje tworzące takie struktury znaleziono między innymi w telomerach i regionach promotorowych, gdzie prawdopodobnie mogą uczestniczyć w regulacji ekspresji genów, w oddziaływaniu z ligandami i Rycina 2. Helikalna oś czasu wraz z wydarzeniami mającymi związek z odkryciami kwasów nukleinowych. białkami [9,10]. Znane są związki np. pirydostatyna (ang. pyridostatin), które niejszym artykule chcemy krótko przedstawić znane włastabilizują kwadrupleksy powodując ściwości i opisać nowopoznane, wielce interesujące cechy zahamowanie aktywności telomerazy w komórkach nowopodwójnej helisy DNA, które zdecydowanie wzbogacają tworowych, a także uszkodzenia DNA podczas replikacji i obraz i charakter tej cząsteczki. transkrypcji [11]. Zidentyfikowano helikazy DNA, które powodują rozplatanie kwadrupleksów w warunkach in vitro Odkrycie struktury DNA [12,13]. Na Konferencji Dużych Cząsteczek (ang. Conference on Large Molecules) w Neapolu w maju 1951 roku Maurice WilPostępy Biochemii 59 (3) 2013 Wiele alternatywnych struktur DNA powstaje przejściowo w trakcie dekodowania informacji genetycznej, ale 247 nie wydaje się, że są to stabilne elementy genomu. Wśród helikalnych struktur DNA zidentyfikowano m.in. A-DNA, A’-DNA, B-DNA, B’-DNA, C-DNA, D-DNA, E-DNA, H-DNA, P-DNA [14-20]. Odkryto również alternatywną formę DNA, lewoskrętny DNA (Z-DNA) [21]. Przełom w badaniach kwasów nukleinowych nastąpił wraz z automatyzacją sekwencjonowania z wykorzystaniem znaczników fluorescencyjnych zamiast radioaktywnych izotopów [22]. Pojawienie się nowych technologii umożliwiło redukcję kosztów i przyspieszenie procesu uzyskiwania danych. W 2008 roku Nature ogłosiło grupę kilku, rozwiniętych niezależnie od siebie technik sekwencjonowania jako „Metodę Roku 2007”, głównie ze względu na szeroki zakres ich zastosowań oraz fakt, że wykroczyły one już poza swoje oryginalne zastosowanie. Istnieje wiele implementacji cyklicznego sekwencjonowania, które zostały w ostatnich latach skomercjalizowane, takie jak metoda 454, technologia Solexa, platforma SOLiD, IonTorrent i inne [23]. Metoda IonTorrent wykorzystuje pomiar zmian pH jako wyznacznik reakcji polimeryzacji. Wszystkie technologie (ang. next generation) charakteryzują się wysoką czułością i szybkością odczytu sekwencji oraz niższymi kosztami. Helikalny biopolimer Nukleozydy DNA połączone są wiązaniem fosfodiestrowym, o czasie półtrwania 521 lat [24]. Taka budowa pozwala na tworzenie liniowych polimerów o nieograniczonej możliwości kodowania informacji. Dla polimeru zbudowanego z n podjednostek, liczba możliwych liniowych kombinacji wynosi 4n = 100.6n. Nawet przy niewielkiej liczbie jednostek (np. 200), wielkość 10120 przekracza liczbę atomów z obserwowalnej części wszechświata, oszacowaną na 1080 [25]. mi [30], które stanowią potencjalnie miejsca zginania helisy [20]. Odstępstwa te charakteryzują lokalna struktura helisy A zniekształcona od strony głębokiej bruzdy oraz prosta helisa typu B. DNA jest cząsteczką niezwykle dynamiczną, a występujące zmiany strukturalne opisywane są jako: i) deformacje DNA, czyli wszelkie lokalne lub globalne odchylenia od kanonicznych form A lub B-DNA; ii) struktury mieszczące się w zakresie rozkładu Boltzmanna dla określonej temperatury; iii) krzywizna globalna lub lokalna; iv) elastyczność oraz termiczna fluktuacja struktury; v) zginanie DNA, wynikające z tworzenia kompleksów DNA z białkami lub innymi ligandami; vi) giętkość DNA, definiowana jako podatność struktury na deformacje indukowane przyłączeniem liganda [20]. W odróżnieniu od ogromnej liczby rozwiązanych struktur trzeciorzędowych białek (81009), ilość struktur kwasów nukleinowych w bazie danych PDB jest niewielka (1403 — DNA, 962 — RNA; styczeń 2013). Stanowi to podstawowe ograniczenie w zrozumieniu aspektów strukturalno-funkcjonalnych kwasów nukleinowych. Biorąc pod uwagę dostępne dane strukturalne na temat DNA w porównaniu do olbrzymiej ilości możliwych konformacji, niezwykle ważnym narzędziem do badań jest dynamika molekularna (MD, ang. molecular dynamics) [31]. Kluczowe jest, aby prowadzić symulacje w biologicznie istotnej skali czasu (mikrosekundy), pomijając szybkie nieistotne ruchy cząsteczki oraz stosować odpowiedni rodzaj pola siłowego [32]. Metoda ta pozwoliła między innymi na analizę przejść pomiędzy A-B oraz B-Z DNA oraz różnic pomiędzy parowaniem typu Watsona-Cricka a Hoogsteen w B-DNA [33-35]. Wpływ sekwencji nukleotydowej na strukturę dupleksu głęboko analizowano poprzez właściwości dwóch par zasad, tripletów, tetrad lub oktamerów [36-40]. Geometria łańcucha fosforo-cukrowego kwasów nukleinowych opisana jest za pomocą 11 torsyjnych stopni swobody w porównaniu do 2 charakteryzujących łańcuch peptydowy [26]. Różnorodne możliwości upakowania, elementy struktury drugorzędowej oraz 46 możliwych konformacji nukleotydów stanowią ogromne wyzwanie dla biologii teoretycznej i obliczeniowej. Szkielet fosforo-cukrowy DNA można opisać przy pomocy trzech stopni swobody. Pierwszy opiera się o kąty torsyjne χ, δ, ζ oraz fazy pseudorotacji P, a dwa pozostałe obejmują kąty β, ε, α, γ [27]. Oddziaływania warstwowe zasad charakteryzują również trzy stopnie swobody: uskok-zwój-skręt (SRT, ang. slide-roll-twist), przesunięcie–odchylenie (ST, ang. shift-tilt) oraz spiętrzenie (R, ang. rise), wykazujące niską zmienność [27]. Specyficzna konformacja szkieletu fosforo-cukrowego DNA oraz jego oddziaływania są istotne dla własności katalitycznych kwasów nukleinowych, wiązania cząsteczek przez aptamery oraz oddziaływania z białkami [28]. STRUKTURA DNA w komórce Elastyczność oraz krzywizna osi DNA (ang. helix phasing) zależą od sekwencji nukleotydowej i mają istotne znaczenie dla właściwości podwójnej helisy oraz jej oddziaływań z białkami [20]. Prowadzą do lokalnych zaburzeń występujących tylko po jednej stronie helisy. Są to najczęściej powtórzenia adenozyny (ang. A-tracts), które indukują krzywiznę osi [29] oraz sekwencje pirymidyna-puryna (YpR), znajdujące się często w miejscach oddziaływania DNA z białka- W roztworach wodnych makrocząsteczki otoczone są warstwą cząsteczek wody, określaną jako powłoka hydratacyjna (ang. hydration shell) [44]. Ma to istotne znaczenie szczególnie dla kwasów nukleinowych, których hydratacja warunkuje tworzenie helis A, B, Z oraz wpływa na konformację szkieletu fosforo-cukrowego [43]. W otoczce hydratacyjnej DNA zidentyfikowano cząsteczki wody związane z DNA oraz przemieszczające się na zasadzie dyfuzji [45]. Można wyróżnić trzy rodzaje kompleksów DNA-białko: i) nie zaburzające struktury DNA; ii) zawierające zakrzywioną helisę z zachowaniem jej integralności; iii) nie posiadające cech dupleksu lokalnego lub globalnego [41]. W tym kontekście specyficzność oddziaływań DNA-białko może wynikać z oddziaływań wodorowych pomiędzy aminokwasami a zasadami azotowymi, interakcji elektrostatycznych z bruzdami (rowkami) helisy, których geometria jest zależna od sekwencji lub zniekształceń DNA [32]. Rozpoznawanie głębokiego rowka DNA przez białka może odbywać się bezpośrednio oraz za pośrednictwem cząsteczek wody [42]. Konsekwencją wiązania peptydów do DNA jest możliwość allosterycznej regulacji rozpoznawanych miejsc oraz kondensacji DNA [43]. 248www.postepybiochemii.pl Pomiędzy fazą wodną a powierzchnią B-DNA o określonej konformacji istnieje dynamiczna sieć wiązań wodorowych [43]. Hydratacja DNA zależy głównie od środowiska oraz czynników determinujących tzw. stłoczenie cząsteczkowe (ang. molecular crowding), które mogą wywołać stres osmotyczny [46]. Analiza oddziaływań pomiędzy zasadami azotowymi wskazuje, że oddziaływania warstwowe mają większe znaczenie dla stabilności struktury DNA w środowisku wodnym, natomiast wiązania wodorowe odgrywają przeważającą rolę w rozpuszczalnikach niepolarnych (jak np. czterochlorek węgla) oraz w pobliżu powierzchni takich jak grafit [47,48]. Ponadto puryny wykazują silniejsze oddziaływania warstwowe niż pirymidyny [49]. Ich stabilność maleje w roztworze wodnym w następującym porządku Gua-Gua > Ade-Gua > Ade-Ade > Gua-Thy > Gua-Cyt > Ade-Thy > Ade-Cyt > Thy-Thy > Cyt-Thy > Cyt-Cyt [48]. Oznacza to, że sekwencja nukleotydów ma istotne znaczenie dla właściwości podwójnej helisy. Struktura przestrzenna kwasów nukleinowych determinowana jest przez maksymalizację oddziaływań warstwowych zasad, które zapewniają odseparowanie większości pierścieni hydrofobowych zasad od roztworu oraz stabilizację elektrostatyczną związaną z konformacją łańcucha fosforo-cukrowego i jego oddziaływania z jonami metali [50]. Proces upakowywania DNA w jądrze komórkowym jest procesem hierarchicznym i prowadzi do wielokrotnego zmniejszenia wielkości cząsteczki, która w przypadku diploidalnej komórki człowieka w stanie rozwiniętym miałaby całkowitą długość około 2 metrów. W trakcie tego procesu powstają superhelikalne skręty DNA, czyli tzw. plektonemy (ang. plectonemes) [51]. Przemieszczają się one po nici DNA wolno na zasadzie dyfuzji, szybko lub skokowo, poprzez zanik skrętu helisy w jednym miejscu i pojawienie się w innym [52]. Obserwacje te pokazują, że zmiany struktury genomu następują w czasie milisekund i mogą wpływać na transkrypcję i wiązanie białek [53]. Umożliwia to również zbliżanie do siebie odległych regionów DNA, co jest związane ze zmniejszeniem rozmiarów DNA oraz procesem rekombinacji [54]. DNA w komórce występuje w postaci kompleksów z białkami, tworząc chromatynę. Podstawową jej jednostką jest nukleosom utworzony z ~145–147 par zasad DNA oplatających oktamer histonów [55]. Sekwencja DNA wiążąca się do histonów nie jest przypadkowa i jest możliwa do przewidzenia [56]. Nukleosomy związane łącznikowym DNA (ang. linker DNA) tworzą skondensowane włókna chromatyny [57]. Są to kompleksy białkowe, na których nić DNA jest nawinięta lewoskrętnie, kompensując prawoskrętność helisy. Postuluje się, że w regionach centromerowych, nukleosomy oplatane są DNA prawoskrętnie, determinując powstawanie dodatnich superskrętów [58]. Chromatyna tworzy strukturę drugorzędową w postaci 30 nm włókna. Proponowane są jego dwie alternatywne struktury: typ solenoidu, w którym łącznikowy DNA ulega zgięciu oraz model „zigzag”, gdzie dwa ciągi nukleosomów mają możliwość wzajemnych oddziaływań, a łącznikowy DNA jest względnie prosty [59,60]. Można również obserwować tzw. oddychanie DNA w nukleosomie (ang. transient DNA Postępy Biochemii 59 (3) 2013 breathing), polegające na przejściowej dysocjacji 10–20 par zasad DNA od histonowego oktameru [61]. Plastyczność kwasów nukleinowych DNA jest dużym i elastycznym polimerem, łatwo zmieniającym konformację [40]. Sekwencja zasad wpływa na strukturę dupleksu, a przez to determinuje stabilność kompleksów DNA-białko, kondensację DNA, naprawę, replikację, ekspresję genów i lokalizację nukleosomów [31]. Z kolei zmiany struktury chromatyny wpływają na lokalną budowę sekwencji promotorowych, globalne uporządkowanie DNA w centromerach czy chromatynie konstytutywnej [55]. Allosteryczne zmiany białek i kwasów nukleinowych są postrzegane jako podstawowy mechanizm warunkujący regulację i komunikację makrocząsteczek w komórce [62,63]. Orientacja i topologia (rozwinięcie, wydłużenie i usztywnienie) fragmentów helikalnych są istotne dla funkcji biologicznych cząsteczki DNA [64]. O rozplataniu DNA (tzw. topnienie, ang. melting) w środowisku przypominającym warunki komórkowe decydują zmiany entropii i entalpii [65]. W procesie tym następuje zerwanie wiązań wodorowych między zasadami oraz oddziaływań warstwowych w helisie. Temperatura topnienia (Tm) zależy od sekwencji nukleotydów, długości helisy i siły jonowej roztworu [66,67]. W latach 70-tych XX wieku wykazano, że rozplatanie określonego regionu DNA zależy od sekwencji oddalonych o 35 lub więcej par zasad oraz przyłączania dodatkowych czynników do DNA [68,69]. Zjawisko to nazwano telestabilnością. Pokazano np., że wprowadzenie 16 par zasad do fragmentu DNA o długości ponad tysiąca par zasad powoduje zmiany strukturalne w regionach oddalonych nawet o 330–550 par zasad. Jest to tzw. efekt dalekiego zasięgu [70]. Z kolei do inicjacji procesu tzw. inwazji oligonukleotydów (ON) do helisy DNA wystarczy utworzenie zaledwie kilku par zasad lub wiązań wodorowych. W ten sposób można doprowadzić do inwazji oligonukleotydu w kształcie litery Z (tzw. ssZorro) na dupleks DNA [71]. Taki ON posiada dwa fragmenty komplementarne do DNA oraz element łączący. elektrochemiA PODWÓJNEJ helisy Pierwsze sugestie dotyczące przewodzenia prądu przez DNA pojawiły się już w latach 60-tych ubiegłego wieku [72]. Proces ten polega na reakcji redoks pomiędzy donorem i akceptorem elektronów, przebiegającej dzięki oddziaływaniom nachodzących na siebie orbitali π aromatycznych zasad kwasów nukleinowych tworząc oddziaływania warstwowe (tzw. stos π; ang. π-stack) [73]. Zjawisko to występuje na dużych odległościach, co najmniej 100 par zasad (34 nm) w czasie rzędu pikosekund [74,75] zależy od ścisłego uporządkowania i warstwowego oddziaływania par zasad w helisie. Migrację ładunku elektrycznego wzdłuż dupleksu DNA (ang. DNA mediated charge transport, DNA CT) można obserwować metodami spektroskopowymi, elektrochemicznymi i genetycznymi [74]. Zaburzenia struktury, jak błędne pary zasad, uszkodzenia, wiązanie białek powodujących zgięcia helisy, ograniczają efekt CT [74]. 249 one przenoszone poprzez efekt CT do miejsc GG, gdzie zachodzi utlenianie, prowadząc do uszkodzeń [77]. W aktywacji transkrypcji uczestniczą białka zawierające skupienia [2Fe-2S], z różnym potencjałem redox. Jest to przełącznik wrażliwy na właściwości utleniające nici DNA, z którą oddziałują [78]. Chemia CT pozwala odróżniać zwartą strukturę helisy od miejsc, gdzie występują błędne pary zasad lub uszkodzenia. Ponadto białka uczestniczące w naprawie DNA poprzez wycięcie zasady (BER, ang. base excition repair), posiadają zgrupowania [4Fe-4S] [79]. Podobne elementy znajduje się również w innych białkach zaangażowanych w utrzymanie spójności genomu: prymaza, Dna2 czy polimerazy DNA [80,81]. Epigenetyka Rycina 3. Przekazywanie ładunku elektrycznego wzdłuż helisy DNA. Uszkodzenia struktury helisy zaburzają transport ładunku (A), co jest sygnałem do przyłączania białek naprawczych i przekierowania deficytu elektronowego do miejsc o niskim potencjale oksydoredukcyjnym, jak sekwencje GG, gdzie dochodzi do reakcji utleniania, prowadząc do powstania uszkodzeń (na podstawie [134]). Wydaje się, że biologiczna rola DNA CT może polegać na przekierowaniu zmian strukturalnych (uszkodzeń) do odległych miejsc w genomie, aktywacji transkrypcji genów odpowiedzi komórkowej na stres lub stanowić platformę sygnalizacyjną dla białek naprawy DNA (Ryc. 3) [74]. Jest to zależne od występowania w DNA miejsc o niskim potencjale utleniająco-redukcyjnym, jak dinukleotyd GG [76]. Pojawienie się reaktywnych form tlenu powoduje powstanie dziur elektronowych (rodników) w DNA. Mogą być Epigenetyka zajmuje się zmianami dziedzicznymi, które wpływają na ekspresję genów, ale nie są zawarte w sekwencji nukleotydów DNA [82-84]. Początków tej nowej dziedziny można upatrywać w identyfikacji 5-metylocytozyny (5mC) przez Treata Johnsona i Roberta Coghilla w 1925 roku [85]. Pośród produktów hydrolizy DNA prątków gruźlicy znaleźli i wykrystalizowali specyficzną pirymidynę. Sugestia, że metylacja DNA może mieć wpływ na ekspresję genów pojawiła się jednak dopiero w latach 70-tych [86,87]. Częstość występowania 5mC w genomach eukariontów była powodem nazwania jej piątą zasadą DNA [88]. Nieco później odkryto kolejne jej modyfikacje: 5-hydroksymetylocytozynę (hmC), 5-formylocytozynę (fC) i 5-karboksycytozynę (caC), określane jako szóstą, siódmą i ósmą zasadę występującą w DNA (Ryc. 4) [89,90]. Rycina 4. Cytozyna oraz jej pochodne: 5-metylocytozyna (5mC), 5-hydroksymetylocytozyna (hmC) oraz produkty jej przemian chemicznych — 5-formylocytozyna (fC) i 5-karboksycytozyna (caC), które określone są jako piąta, szósta, siódma i ósma zasada występująca w DNA. DNMT — metylotransferaza I DNA. 250www.postepybiochemii.pl epigenomu człowieka (HEP, ang. human epigenome project). Celem HEP jest identyfikacja zmian chemicznych oraz zależności pomiędzy elementami chromatyny, determinujących kod DNA. Pozwoli to na pełniejsze zrozumienie rozwoju fizjologicznego, starzenia, niekontrolowanej ekspresji genów w nowotworach oraz innych chorobach, a także wpływu środowiska na zdrowie człowieka [96]. Rozwijane technologie, takie jak określanie profilu metylacji w oparciu o mikromacierze, Rycina 5. Informacje zawarte w bazie danych NCBI Epigenomics. (A) Udział procentowy informacji epigenetycznej dotyczącej sekwencjonowanie, a poszczególnych gatunków. (B) Podział ze względu na typ uzyskiwanej informacji [94]. także bisulfidowy PCR dają nadzieję na szybkie Metylotransferazy 5-cytozyny DNA (DNMT, ang. DNA poznanie pierwszego metylomu [97]. W 2007 roku uru5-cytosine methyltransferase) katalizują przeniesienie reszty chomiono projekt Roadmap Epigenomics Project, którego metylowej z S-adenozylometioniny na określoną cytozynę jednym z celów jest wykorzystanie metod wysokoprzew pozycji 5. Następuje precyzyjne i skoordynowane przepustowego sekwencjonowania oraz globalnej analizy epirwanie parowania zasad, co prowadzi do oddzielenia dogenomu do utworzenia serii map epigenomowych [98]. celowej cytozyny i jej przemieszczenia z helisy do miejsca W bazie danych NCBI (ang. National Center for Biotechnoaktywnego enzymu [91]. W genomach ssaków metylacja cylogy Information) utworzono bazę epigenomiczną w celu tozyny występuje w dinukleotydach CpG, natomiast 5mC gromadzenia informacji dostarczanych przez różne laboniezwiązana z miejscami CG występuje w komórkach emratoria (Ryc. 5) [94]. brionalnych [92]. Zmiany epigenetyczne chromatyny obejmują oprócz metylacji DNA także modyfikacje histonów. Mechanizmy epigenetyczne odgrywają istotną rolę w regulacji struktury chromatyny, wpływając przez to na ekspresję genów, naprawę DNA i rekombinację. Kod epigenetyczny może podlegać modyfikacji, wymazywaniu i ponownemu odtworzeniu, a odstępstwa od niego są przyczyną zaburzeń rozwoju, chorób psychicznych, metabolicznych i nowotworowych [93,94]. Wzorzec metylacji stanowi własny system kodowania w postaci epigenotypu, zróżnicowanego dla komórek oraz tkanek w kontekście czasu i przestrzeni. Ten dodatkowy sposób zapisu informacji kieruje unikalnym programem transkrypcyjnym, geometrią i właściwościami podwójnej helisy. Metylacja nie zmienia specyficzności kodowania (parowanie zasad) informacji w DNA, ponieważ modyfikacje przy węglu C5 cytozyny występują w obrębie głębokiej bruzdy helisy [95]. W ten sposób stają się one przestrzennie dostępne i mogą być rozpoznawane jako specyficzne sygnały dla wyspecjalizowanych białek, enzymów czy kompleksów. Nowe technologie pozwalają na analizę wzorów metylacji cytozyny w DNA oraz modyfikacji histonów, zaangażowanych w strukturę i funkcję genomu człowieka [96]. W czerwcu 2005 rozpoczęto projekt poznania Postępy Biochemii 59 (3) 2013 Katalityczne kwasy nukleinowe Podstawą funkcjonowania katalitycznych kwasów nukleinowych jest rozpoznawanie substratu poprzez formowanie par zasad typu Watson-Crick oraz przyjmowania złożonej struktury trzeciorzędowej. W latach 90-tych XX wieku po raz pierwszy pokazano, że DNA uzyskany metodą selekcji in vitro może katalizować transestryfikację wiązania fosfodiestrowego w RNA pod wpływem jonów ołowiu [99]. Reakcja ta polega na ataku nukleofilowym grupy 2′-hydroksylowej na najbliższe wiązanie fosfodiestrowe z utworzeniem produktów posiadających 2′,3′-cykliczny fosforan oraz grupę 5′-hydroksylową [100]. Dwadzieścia lat badań zaowocowało odkryciem aptamerów DNA, aptazymów oraz DNAzymów katalizujących różnorodne reakcje chemiczne z wykorzystaniem jonów niektórych metali oraz histydyny jako kofaktorów [101]. Bardzo znanymi cząsteczkami są DNazymy 10–23 oraz 8–17, nazwane ze względu na indywidualne numery cyklu selekcji in vitro (pierwsza cyfra) oraz uzyskanych klonów (druga cyfra) (Ryc. 6) [102]. W porównaniu do rybozymów, wykazują wyższą stabilność chemiczną i biologiczną, a ich synteza jest prostsza i tańsza [100]. Deoksyrybozymy hydrolizujące RNA stanowią uniwersalne narzędzia biochemiczne i analityczne in vitro, jak i in vivo [100,103]. Stanowią one tzw. funkcjonalne kwasy nukleinowe (FNA, ang. functional nucleic acids), które można 251 bozy, izomery te są oporne na wewnątrzkomórkowe nukleazy, co zwiększa ich trwałość. Nanotechnologia kwasów nukleinowych Rycina 6. DNAzymy 10–23 oraz 8–17 (kolor zielony) katalizujące transestryfikację docelowego RNA (kolor czarny). Miejsce transestryfikacji zaznaczono czerwoną strzałką. R — puryna, Y — pirymidyna. wiązać do stałych podłoży, łatwo modyfikować oraz wykrywać różnorodnymi metodami, wykorzystując fakt, że mogą one działać zarówno in cis, jak i in trans [101]. Modułowe łączenie elementów kwasów nukleinowych posiadających zdefiniowane funkcje, jak percepcja sygnału, przekazywanie informacji oraz odpowiedzi na bodziec pozwala na zbudowanie większej platformy regulatorowej [104]. Związanie liganda w regionie odczytu indukuje zmiany strukturalne, które są przekazywane przez helikalny łącznik do aktywatora oddziałującego z maszynerią transkrypcyjną komórki. Aktywatorem takim może być DNAzym. Jego aktywność zależy od alternatywnych konformacji (aktywnej lub niekatywnej) [104]. Prowadzi to do zmiany poziomu ekspresji genu. Wiązanie liganda prowadzi do obniżenia energii swobodnej, promując wybraną konformację. W ostatnim czasie pokazano możliwość zastosowania izomerów optycznych DNA (L-DNA oparty na L-deoksyrybozie) do efektywnego obniżania ekspresji genów. Wykazano, że L-DNA może funkcjonować jako DNAzym prowadzący hydrolizę cząsteczki docelowej RNA, aptamer czy tzw. przynęta molekularna (ang. molecular beacon) [105-107]. Ze względu na zawartość L-deoksyry- Wyzwanie dla biologii molekularnej stanowi projektowanie cząsteczek in silico o sprecyzowanej strukturze i funkcji. Pierwsze doniesienia na temat możliwości tworzenia nanoobiektów kwasów nukleinowych pojawiły się w latach 80-tych XX wieku [108]. Nanotechnologia DNA to nowa dziedzina technologii umożliwiająca projektowanie i konstrukcję dwu- i trójwymiarowych obiektów, zbudowanych z DNA o rozmiarach w skali nanometrów i zdefiniowanej strukturze (tzw. DNA origami) [109]. Technika ta opiera się na komplementarności i wykorzystaniu matrycy jedno- lub dwuniciowej (najczęściej DNA faga M13mp18) [110]. Od roku 2006 stosuje się różnorodne pomocnicze i komplementarne oligonukleotydy w charakterze tzw. nici spinających [111]. Do tworzenia mechanicznie sztywnych nanoobiektów DNA zastosowano zasadę tzw. tensegralności (ang. tensegrity). Jest to cecha konstrukcji architektonicznych, które ulegają samo stabilizacji dzięki zrównoważeniu przeciwnie działających sił rozciągających i ściskających [112]. W projektowaniu wykorzystuje się łączenie sztywnych elementów za pomocą elastycznych łączników. W ten sposób uzyskano różne nanokształty, takie jak prostokąty, gwiazdy, trójkąty, a nawet uśmiechnięte twarze (Ryc. 7) [111]. Odmianę tej metody stanowi tzw. DNA kirigami, w której oprócz składania struktur wykorzystuje się możliwość wprowadzenia zmian poprzez hydrolizę nici [113]. Możliwe jest także tworzenie nanomotywów hybrydowych. W tym celu wykorzystuje się oddziaływania DNA z komplementarnym RNA [114], jonami cezu [115], żelaza [116], azobenzenem [117]. Duże zainteresowanie budzi zastosowanie kwasów nukleinowych do wykrywania cząsteczek. Wykorzystując specyficzne sekwencje oraz motywy można tworzyć konstrukty oparte na oddziaływaniach DNA z białkiem np. trombiną [118], kapsydem wirusa [119] czy streptawidyną [120]. W ten sposób można projektować systemy do jednoczesnej detekcji cząsteczek pochodzenia patogennego [121]. Kwasy nukleinowe można również zastosować jako pojemniki do przechowywania i transferu makroczasteczek. Udało się je wykorzystać do transportu cytochromu c [122], streptawidyny [123], czy kompleksów nukleoproteinowych z atomami złota [124]. Rycina 7. Graficzne projekty oraz zdjęcia z mikroskopu sił atomowych dwuwymiarowych nanoobiektów zbudowanych z DNA [125]. Nanomateriały oparte o DNA umożliwiają rozpoznawanie i rozdzielanie nanorurek węglowych o różnej chiralności, tworzenie bioczujników, mikromacierzy, dostarczanie genów i wiele innych [48]. Technologia origami DNA może znaleźć zastosowanie w mikroskopii sił atomowych (AFM, ang. atomic force microscopy) w postaci znaczników topograficznych lub nanoskopowej linijki, jako nanoczujniki DNA (ang. nanochips) do wykrywania reakcji jednocząsteczko- 252www.postepybiochemii.pl wych lub polimorfizmu pojedynczych nukleotydów oraz w spektoskopii NMR [109]. Funkcjonalne nanourządzenia oparte o kwasy nukleinowe mogą znaleźć zastosowanie w nanomedycynie i nanorobotyce [125]. Wiele nowych możliwości aplikacyjnych wymaga nie tylko organizacji kwasów nukleinowych w określone struktury 2D oraz 3D, ale także zdolności ruchu kierunkowego, obrotowego czy zmian strukturalnych [125]. W ten sposób zaprojektowano m. in. molekularne szczypce DNA (ang. DNA molecular tweezer) [126], wędrujące DNA (ang. DNA walker) [127], a nawet pająka DNA (ang. DNA spider) [128]. Urządzenia oparte o kwasy nukleinowe mogą wykazywać zmiany w odpowiedzi na pH [129], hydrolizę DNA [130], polimeryzację [131], bodziec świetlny [132] czy pole elektryczne [133]. Podsumowanie 13.Sanders CM (2010) Human Pif1 helicase is a G-quadruplex DNAbinding protein with G-quadruplex DNA-unwinding activity. Biochem J 430: 119-128 14.van Dam L, Levitt MH (2000) BII nucleotides in the B and C forms of natural-sequence polymeric DNA: A new model for the C form of DNA. J Mol Biol 304: 541-561 15.Vargason JM, Eichman BF, Ho PS (2000) The extended and eccentric EDNA structure induced by cytosine methylation or bromination. Nat Struct Biol 7: 758-761 16.Wang G, Vasquez KM (2006) Non-B DNA structure-induced genetic instability. Mutat Res 598: 103-119 17.Allemand JF, Bensimon D, Lavery R, Croquette V (1998) Stretched and overwound DNA forms a Pauling-like structure with exposed bases. Proc Natl Acad Sci USA 24: 14152-14157 18.Ghosh A, Bansal M (2003) A glossary of DNA structures from A to Z. Acta Crystallogr D Biol Crystallogr 59: 620-626 19.Palecek E (1991) Local supercoil-stabilized DNA structures. Crit Rev Biochem Mol Biol 26: 151-226 20.Beveridge DL, Dixit SB, Barreiro G, Thayer KM (2004) Molecular dynamics simulations of DNA curvature and flexibility: helix phasing and premelting. Biopolymers 73: 380-403 Podwójna helisa DNA oprócz gromadzenia i przenoszenia informacji genetycznej (komputery DNA) posiada olbrzymi potencjał technologiczny. Katalizatory DNA mogą być wykorzystane jako narzędzia terapeutyczne oraz diagnostyczne. Nanotechnologia DNA prowadzi do tworzenia unikalnych funkcjonalnych nanostruktur. Rozwój nowych technologii umożliwia badania konformacji DNA, jego hierarchicznej organizacji oraz dynamiki interakcji. Wiedza z zakresu epigenetyki daje wgląd w złożony i skomplikowany system dodatkowego zapisu informacji na nici DNA. Dane te uzupełnią i wzbogacą panoramę właściwości podwójnej helisy. 24.Allentoft ME, Collins M, Harker D, Haile J, Oskam CL, Hale ML, Campos PF, Samaniego JA, Gilbert MT, Willerslev E, Zhang G, Scofield RP, Holdaway RN, Bunce M (2012) The half-life of DNA in bone: measuring decay kinetics in 158 dated fossils. Proc Biol Sci 279: 4724-4733 PIŚMIENNICTWO 25.Knorre DG (2012) Physicochemical biology: conquered boundaries and new horizons. Acta Naturae 4: 36-43 1. Watson JD, Crick FHC (1953) A structure for deoxyribonucleic acid. Nature 171: 737-738 2. Gabryelska MM, Szymański M, Barciszewski J (2009) DNA: od Mieschera do Ventera i dalej. Postepy Biochem 55: 342-354 3. Dahm R (2005) Friedrich Miescher and the discovery of DNA. Dev Biol 278: 274-288 4. Arnott S (2006) Historical article: DNA polymorphism and the early history of the double helix. Trends Biochem Sci 31: 349-354 5. Wilkins MH, Stokes AR, Wilson HR (1953) Molecular structure of deoxypentose nucleic acids. Nature 171: 738-740 6. Franklin RE, Gosling RG (1953) Molecular configuration in sodium thymonucleate. Nature 171: 740-741 7. Mirkin SM (2008) Discovery of alternative DNA structures: a heroic decade (1979-1989). Front Biosci 13: 1064-1071 8. Chaires JB, Randazzo A, Mergny JL (2011) Targeting DNA. Biochimie 93: v-vi 9. Siddiqui-Jain A, Grand CL, Bearss DJ, Hurley LH (2002) Direct evidence for a G-quadruplex in a promoter region and its targeting with a small molecule to repress c-MYC transcription. Proc Natl Acad Sci USA 99: 11593-11598 10.Paeschke K, Simonsson T, Postberg J, Rhodes D, Lipps HJ (2005) Telomere end-binding proteins control the formation of G-quadruplex DNA structures in vivo. Nat Struct Mol Biol 12: 847-854 11.Rodriguez R, Miller KM, Forment JV, Bradshaw CR, Nikan M, Britton S, Oelschlaegel T, Xhemalce B, Balasubramanian S, Jackson SP (2012) Small-molecule-induced DNA damage identifies alternative DNA structures in human genes. Nat Chem Biol 8: 301-310 12.London TB, Barber LJ, Mosedale G, Kelly GP, Balasubramanian S, Hickson ID, Boulton SJ, Hiom K (2008) FANCJ is a structure-specific DNA helicase associated with the maintenance of genomic G/C tracts. J Biol Chem 283: 36132-36139 Postępy Biochemii 59 (3) 2013 21.Wang AH, Quigley GJ, Kolpak FJ, Crawford JL, van-Boom JH, van der Marel G, Rich A (1979) Molecular structure of a left-handed double helical DNA fragment at atomic resolution. Nature 282: 680-686 22.Smith LM, Sanders JZ, Kaiser RJ, Hughes P, Dodd C, Connell CR, Heiner C, Kent SB, Hood LE (1986) Fluorescence detection in automated DNA sequence analysis. Nature 321: 674-679 23.Henson J, Tischler G, Ning Z (2012) Next-generation sequencing and large genome assemblies. Pharmacogenomics 13: 901-915 26.Laing C, Schlick T (2011) Computational approaches to RNA structure prediction, analysis, and design. Curr Opin Struct Biol 21: 306-318 27.Packer MJ, Hunter CA (1998) Sequence-dependent DNA structure: the role of the sugar-phosphate backbone. J Mol Biol 280: 407-420 28.Richardson JS, Schneider B, Murray LW, Kapral GJ, Immormino RM, Headd JJ, Richardson DC, Ham D, Hershkovits E, Williams LD, Keating KS, Pyle AM, Micallef D, Westbrook J, Berman HM, RNA Ontology Consortium (2008) RNA backbone: consensus all-angle conformers and modular string nomenclature (an RNA Ontology Consortium contribution). RNA 14: 465-481 29.Hagerman PJ (1990) Pyrimidine 5-methyl groups influence the magnitude of DNA curvature. Biochemistry 29: 1980-1983 30.Olson WK, Gorin AA, Lu XJ, Hock LM, Zhurkin VB (1998) DNA sequence-dependent deformability deduced from protein-DNA crystal complexes. Proc Natl Acad Sci USA 95: 11163-11168 31.Lavery R, Zakrzewska K, Beveridge D, Bishop TC, Case DA, Cheatham T 3rd, Dixit S, Jayaram B, Lankas F, Laughton C, Maddocks JH, Michon A, Osman R, Orozco M, Perez A, Singh T, Spackova N, Sponer J (2010) A systematic molecular dynamics study of nearest-neighbor effects on base pair and base pair step conformations and fluctuations in B-DNA. Nucleic Acids Res 38: 299-313 32.Pérez A, Luque FJ, Orozco M (2012) Frontiers in molecular dynamics simulations of DNA. Acc Chem Res 45: 196-205 33.Noy A, Pérez A, Laughton CA, Orozco M (2007) Theoretical study of large conformational transitions in DNA: the B<->A conformational change in water and ethanol/water. Nucleic Acids Res 35: 3330-3338 34.Kastenholz MA, Schwartz TU, Hünenberger PH (2006) The transition between the B and Z conformations of DNA investigated by targeted molecular dynamics simulations with explicit solvation. Biophys J 91: 2976-2990 35.Cubero E, Luque FJ, Orozco M (2006) Theoretical study of the Hoogsteen-Watson-Crick junctions in DNA. Biophys J 90: 1000-1008 253 36.Shpigelman ES, Trifonov EN, Bolshoy A (1993) CURVATURE: software for the analysis of curved DNA. Comput Appl Biosci 9: 435-440 37.Brukner I, Sánchez R, Suck D, Pongor S (1995) Trinucleotide models for DNA bending propensity: comparison of models based on DNase I digestion and nucleosome packaging data. J Biomol Struct Dyn 13: 309-317 38.Packer MJ, Dauncey MP, Hunter CA (2000) Sequence-dependent DNA structure: dinucleotide conformational maps. J Mol Biol 295: 71-83 39.Gardiner EJ, Hunter CA, Packer MJ, Palmer DS, Willett P (2003) Sequence-dependent DNA structure: a database of octamer structural parameters. J Mol Biol 332: 1025-1035 40.Dans PD, Pérez A, Faustino I, Lavery R, Orozco M (2012) Exploring polymorphisms in B-DNA helical conformations. Nucleic Acids Res 40: 10668-10678 41.Zakrzewska K, Bouvier B, Michon A, Blanchet C, Lavery R (2009) Protein-DNA binding specificity: a grid-enabled computational approach applied to single and multiple protein assemblies. Phys Chem Chem Phys 11: 10712-10721 42.Maris AE, Kaczor-Grzeskowiak M, Ma Z, Kopka ML, Gunsalus RP, Dickerson RE (2005) Primary and secondary modes of DNA recognition by the NarL two-component response regulator. Biochemistry 44: 14538-14552 43.Khesbak H, Savchuk O, Tsushima S, Fahmy K (2011) The role of water H-bond imbalances in B-DNA substrate transitions and peptide recognition revealed by time-resolved FTIR spectroscopy. J Am Chem Soc 133: 5834-5842 44.Zhang L, Wang L, Kao YT, Qiu W, Yang Y, Okobiah O, Zhong D (2007) Mapping hydration dynamics around a protein surface. Proc Natl Acad Sci USA 104: 18461-18466 45.Bastos M, Castro V, Mrevlishvili G, Teixeira J (2004) Hydration of dsDNA and ss-DNA by neutron quasielastic scattering. Biophys J 86: 3822-3827 46.Nakano S, Yamaguchi D, Tateishi-Karimata H, Miyoshi D, Sugimoto N (2012) Hydration changes upon DNA folding studied by osmotic stress experiments. Biophys J 102: 2808-2817 47.Pohorille A, Pratt LR, Burt SK, MacElroy RD (1984) Solution influence on biomolecular equilibria: nucleic acid base associations. J Biomol Struct Dyn 1: 1257-1280 48.Shankar A, Jagota A, Mittal J (2012) DNA base dimers are stabilized by hydrogen-bonding interactions including non-watson-crick pairing near graphite surfaces. J Phys Chem B 116: 12088-12094 49.Mitchell PR, Sigel H (1978) A proton nuclear-magnetic-resonance study of self-stacking in purine and pyrimidine nucleosides and nucleotides. Eur J Biochem 88: 149-154 50.Butcher SE, Pyle AM (2011) The molecular interactions that stabilize RNA tertiary structure: RNA motifs, patterns, and networks. Acc Chem Res 44: 1302-1311 51.Roca J (2011) The torsional state of DNA within the chromosome. Chromosoma 120: 323-334 52.Van Loenhout MT, de Grunt MV, Dekker C (2012) Dynamics of DNA supercoils. Science 338: 94-97 53.De Vlaminck I, Vidic I, van Loenhout MT, Kanaar R, Lebbink JH, Dekker C (2010) Torsional regulation of hRPA-induced unwinding of double-stranded DNA. Nucleic Acids Res 38: 4133-4142 54.Kimura K, Hirano T (1997) ATP-dependent positive supercoiling of DNA by 13S condensin: a biochemical implication for chromosome condensation. Cell 90: 625-634 55.Luger K, Dechassa ML, Tremethick DJ (2012) New insights into nucleosome and chromatin structure: an ordered state or a disordered affair? Nat Rev Mol Cell Biol 13: 436-447 56.Kaplan N, Hughes TR, Lieb JD, Widom J, Segal E (2010) Contribution of histone sequence preferences to nucleosome organization: proposed definitions and methodology. Genome Biol 11: 140 57.Tremethick DJ (2007) Higher-order structures of chromatin: the elusive 30 nm fiber. Cell 128: 651-654 58.Furuyama T, Henikoff S (2009) Centromeric nucleosomes induce positive DNA supercoils. Cell 138: 104-113 59.Dorigo B, Schalch T, Kulangara A, Duda S, Schroeder RR, Richmond TJ (2004) Nucleosome arrays reveal the two-start organization of the chromatin fiber. Science 306: 1571-1573 60.Kruithof M, Chien FT, Routh A, Logie C, Rhodes D, van Noort J (2009) Single-molecule force spectroscopy reveals a highly compliant helical folding for the 30-nm chromatin fiber. Nat Struct Mol Biol 16: 534-540 61.Poirier MG, Bussiek M, Langowski J, Widom J (2008) Spontaneous access to DNA target sites in folded chromatin fibers. J Mol Biol 379: 772-786 62.Swain JF, Gierasch LM (2006) The changing landscape of protein allostery. Curr Opin Struct Biol 16: 102-108 63.Chaires JB (2008) Allostery: DNA does it, too. ACS Chem Biol 3: 207209 64.Montange RK, Batey RT (2008) Riboswitches: emerging themes in RNA structure and function. Annu Rev Biophys 37: 117-133 65.Liu Y, Shang Y, Liu H, Hu Y, Jiang J (2012) Crowding effect on DNA melting: a molecular thermodynamic model with explicit solvent. Phys Chem Chem Phys 14: 15400-15405 66.Petruska J, Goodman MF (1995) Enthalpy-entropy compensation in DNA melting thermodynamics. J Biol Chem 270: 746-750 67.Owczarzy R, You Y, Moreira BG, Manthey JA, Huang L, Behlke MA, Walder JA (2004) Effects of sodium ions on DNA duplex oligomers: improved predictions of melting temperatures. Biochemistry 43: 35373554 68.Burd JF, Wartell RM, Dodgson JB, Wells RD (1975) Transmission of stability (telestability) in deoxyribonucleic acid. Physical and enzymatic studies on the duplex block polymer d(C15A15) - d(T15G15). J Biol Chem 250: 5109-5113 69.Wells RD, Blakesley RW, Hardies SC, Horn GT, Larson JE, Selsing E, Burd JF, Chan HW, Dodgson JB, Jensen KF, Nes IF, Wartell RM (1977) The role of DNA structure in genetic regulation. CRC Crit Rev Biochem 4: 305-340 70.Kim US, Fujimoto BS, Furlong CE, Sundstrom JA, Humbert R, Teller DC, Schurr JM (1993) Dynamics and structures of DNA: long-range effects of a 16 base-pair (CG)8 sequence on secondary structure. Biopolymers 33: 1725-1745 71.Zaghloul EM, Madsen AS, Moreno PM, Oprea II, El-Andaloussi S, Bestas B, Gupta P, Pedersen EB, Lundin KE, Wengel J, Smith CI (2011) Optimizing anti-gene oligonucleotide ‘Zorro-LNA’ for improved strand invasion into duplex DNA. Nucleic Acids Res 39: 1142-1154 72.Eley DD, Spivey DI (1962) Semiconductivity of organic substances. Part 9. Nucleic acid in the dry state. Trans Faraday Soc 58: 411-415 73.Genereux JC, Barton JK (2010) Mechanisms for DNA charge transport. Chem Rev 110: 1642-1662 74.Sontz PA, Muren NB, Barton JK (2012) DNA Charge Transport for Sensing and Signaling. Acc Chem Res 45: 1792-1800 75.Slinker JD, Muren NB, Renfrew SE, Barton JK (2011) DNA charge transport over 34 nm. Nat Chem 3: 228-233 76.Merino EJ, Boal AK, Barton JK (2008) Biological contexts for DNA charge transport chemistry. Curr Opin Chem Biol 12: 229-237 77.Valko M, Izakovic M, Mazur M, Rhodes CJ, Telser J (2004) Role of oxygen radicals in DNA damage and cancer incidence. Mol Cell Biochem 266: 37-56 78.Gorodetsky AA, Dietrich LE, Lee PE, Demple B, Newman DK, Barton JK (2008) DNA binding shifts the redox potential of the transcription factor SoxR. Proc Natl Acad Sci USA 105: 3684-3689 79.David SS, Williams SD (1998) Chemistry of glycosylases and endonucleases involved in base-excision repair. Chem Rev 98: 1221-1262 80.White MF, Dillingham MS (2012) Iron-sulphur clusters in nucleic acid processing enzymes. Curr Opin Struct Biol 22: 94-100 81.Netz DJ, Stith CM, Stümpfig M, Köpf G, Vogel D, Genau HM, Stodola JL, Lill R, Burgers PM, Pierik AJ (2011) Eukaryotic DNA polymerases require an iron-sulfur cluster for the formation of active complexes. Nat Chem Biol 8: 125-132 82.Berger SL, Kouzarides T, Shiekhattar R, Shilatifard A (2009) An operational definition of epigenetics. Genes Dev 23: 781-783 254www.postepybiochemii.pl 83.Probst AV, Dunleavy E, Almouzni G (2009) Epigenetic inheritance during the cell cycle. Nat Rev Mol Cell Biol 10: 192-206 -RNA with mirror image hammerhead ribozymes and DNAzymes. PLoS One 8: e54741 84.Waddington CH (1939) Introduction to modern genetics. London: Allen and Unwin 1939 108.Ma RI, Kallenbach NR, Sheardy RD, Petrillo ML, Seeman NC (1986) Three-arm nucleic acid junctions are flexible. Nucleic Acids Res 14: 9745-9753 85.Johnson TB, Coghill RD (1925) Researches on pyrimidines. CIII. The discovery of 5-methyl-cytosine in tuberculinic acid, the nucleic acid of the Tubrcle bacillus. J Am Chem Soc 47: 2838-2844 109.Saccà B, Niemeyer CM (2012) DNA origami: the art of folding DNA. Angew Chem Int Ed Engl 51: 58-66 86.Riggs AD (1975) X inactivation, differentiation and DNA methylation. Cytogenet Cell Genet 14: 9-25 110.Yang Y, Han D, Nangreave J, Liu Y, Yan H (2012) DNA origami with double-stranded DNA as a unified scaffold. ACS Nano 6: 8209-8215 87.Holliday R, Pugh JE (1975) DNA modification mechanisms and gene activity during development. Science 187: 226-232 111.Rothemund PW (2006) Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns. Nature 440: 297-302 88.Caiafa P, Zampieri M (2005) DNA methylation and chromatin structure: the puzzling CpG islands. J Cell Biochem 94: 257-265 112.Goodman RP, Schaap IA, Tardin CF, Erben CM, Berry RM, Schmidt CF, Turberfield AJ (2005) Rapid chiral assembly of rigid DNA building blocks for molecular nanofabrication. Science 310: 1661-1665 89.Tahiliani M, Koh KP, Shen Y, Pastor WA, Bandukwala H, Brudno Y, Agarwal S, Iyer LM, Liu DR, Aravind L, Rao A (2009) Conversion of 5-methylcytosine to 5-hydroxymethylcytosine in mammalian DNA by MLL partner TET1. Science 324: 930-935 90.Ito S, Shen L, Dai Q, Wu SC, Collins LB, Swenberg JA, He C, Zhang Y (2011) Tet proteins can convert 5-methylcytosine to 5-formylcytosine and 5-carboxylcytosine. Science 333: 1300-1303 91.Didovyk A, Verdine GL (2012) Structural origins of DNA target selection and nucleobase extrusion by a DNA cytosine methyltransferase. J Biol Chem 287: 40099-40105 92.Lister R, Pelizzola M, Dowen RH, Hawkins RD, Hon G, Tonti-Filippini J, Nery JR, Lee L, Ye Z, Ngo QM, Edsall L, Antosiewicz-Bourget J, Stewart R, Ruotti V, Millar AH, Thomson JA, Ren B, Ecker JR (2009) Human DNA methylomes at base resolution show widespread epigenomic differences. Nature 462: 315-322 93.Esteller M (2008) Epigenetics in cancer. N Engl J Med 358: 1148-1159 94.Fingerman IM, Zhang X, Ratzat W, Husain N, Cohen RF, Schuler GD (2012) NCBI Epigenomics: What’s new for 2013. Nucleic Acids Res 41: D221-D225 113.Han D, Pal S, Liu Y, Yan H (2010) Folding and cutting DNA into reconfigurable topological nanostructures. Nat Nanotechnol 5: 712-717 114.Ko SH, Su M, Zhang C, Ribbe AE, Jiang W, Mao C (2010) Synergistic self-assembly of RNA and DNA molecules. Nat Chem 2: 1050-1055 115.Mayer G, Ackermann D, Kuhn N, Famulok M (2008) Construction of DNA architectures with RNA hairpins. Angew Chem Int Ed Engl 47: 971-973 116.Göritz M, Krämer R (2005) Allosteric control of oligonucleotide hybridization by metal-induced cyclization. J Am Chem Soc 127: 1801618017 117.Tanaka F, Mochizuki T, Liang X, Asanuma H, Tanaka S, Suzuki K, Kitamura S, Nishikawa A, Ui-Tei K, Hagiya M (2010) Robust and photocontrollable DNA capsules using azobenzenes. Nano Lett 10: 3560-3565 118.Lin C, Katilius E, Liu Y, Zhang J, Yan H (2006) Self-assembled signaling aptamer DNA arrays for protein detection. Angew Chem Int Ed Engl 45: 5296-5301 95.Kriukienė E, Liutkevičiūtė Z, Klimašauskas S (2012) 5-Hydroxymethylcytosine - the elusive epigenetic mark in mammalian DNA. Chem Soc Rev 41: 6916-6930 119.Stephanopoulos N, Liu M, Tong GJ, Li Z, Liu Y, Yan H, Francis MB (2010) Immobilization and one-dimensional arrangement of virus capsids with nanoscale precision using DNA origami. Nano Lett 10: 2714-2720 96.Jones PA, Martienssen R (2005) A blueprint for a human epigenome project: the AACR human epigenome workshop. Cancer Res 65: 11241-11246 120.Cohen JD, Sadowski JP, Dervan PB (2008) Programming multiple protein patterns on a single DNA nanostructure. J Am Chem Soc 130: 402-403 97.Beck S, Rakyan VK (2008) The methylome: approaches for global DNA methylation profiling. Trends Genet 24: 231-237 121.Lee JB, Roh YH, Um SH, Funabashi H, Cheng W, Cha JJ, Kiatwuthinon P, Muller DA, Luo D (2009) Multifunctional nanoarchitectures from DNA-based ABC monomers. Nat Nanotechnol 4: 430-436 98.Bernstein BE, Stamatoyannopoulos JA, Costello JF, Ren B, Milosavljevic A, Meissner A, Kellis M, Marra MA, Beaudet AL, Ecker JR, Farnham PJ, Hirst M, Lander ES, Mikkelsen TS, Thomson JA (2010) The NIH Roadmap Epigenomics Mapping Consortium. Nat Biotechnol 28: 1045-1048 99.Breaker RR, Joyce GF (1994) A DNA enzyme that cleaves RNA. Chem Biol 1: 223-229 100.Baum DA, Silverman SK (2008) Deoxyribozymes: useful DNA catalysts in vitro and in vivo. Cell Mol Life Sci 65: 2156-2174 101.Tram K, Kanda P, Li Y (2012) Lightingu RNA-cleaving DNAzymes for biosensing. J Nucleic Acids 2012: 958683 102.Santoro SW, Joyce GF (1997) A general purpose RNA-cleaving DNA enzyme. Proc Natl Acad Sci USA 94: 4262-4266 103.Höbartner C, Silverman SK (2007) Recent advances in DNA catalysis. Biopolymers 87: 279-292 104.Liang JC, Smolke CD (2012) Rational design and tuning of ribozyme-based devices. Methods Mol Biol 848: 439-544 105.Klussmann S, Nolte A, Bald R, Erdmann VA, Fürste JP (1996) Mirror-image RNA that binds D-adenosine. Nat Biotechnol 14: 1112–1115 106.Ke G, Wang C, Ge Y, Zheng N, Zhu Z, Yang CJ (2012) L-DNA molecular beacon: a safe, stable, and accurate intracellular nano-thermometer for temperature sensing in living cells. J Am Chem Soc 134: 18908-18911 107.Wyszko E, Szymański M, Zeichhardt H, Müller F, Barciszewski J, Erdmann VA (2013) Spiegelzymes: sequence specific hydrolysis of L- Postępy Biochemii 59 (3) 2013 122.Erben CM, Goodman RP, Turberfield AJ (2006) Single-molecule protein encapsulation in a rigid DNA cage. Angew Chem Int Ed Engl 45: 7414-7417 123.Kuzuya A, Kimura M, Numajiri K, Koshi N, Ohnishi T, Okada F, Komiyama M (2009) Precisely programmed and robust 2D streptavidin nanoarrays by using periodical nanometer-scale wells embedded in DNA origami assembly. Chembiochem 10: 1811-1815 124.Zhao Z, Jacovetty EL, Liu Y, Yan H (2011) Encapsulation of gold nanoparticles in a DNA origami cage. Angew Chem Int Ed Engl 50: 2041-2044 125.Li H, Labean TH, Leong KW (2011) Nucleic acid-based nanoengineering: novel structures for biomedical applications. Interface Focus 1: 702-724 126.Yurke B, Turberfield AJ, Mills AP Jr, Simmel FC, Neumann JL (2000) A DNA-fuelled molecular machine made of DNA. Nature 406: 605608 127.Shin JS, Pierce NA (2004) A synthetic DNA walker for molecular transport. J Am Chem Soc 126: 10834-10835 128.Lund K, Manzo AJ, Dabby N, Michelotti N, Johnson-Buck A, Nangreave J, Taylor S, Pei R, Stojanovic MN, Walter NG, Winfree E, Yan H (2010) Molecular robots guided by prescriptive landscapes. Nature 465: 206-210 129.Liedl T, Simmel FC (2005) Switching the conformation of a DNA molecule with a chemical oscillator. Nano Lett 5: 1894-1898 255 130.Chen Y, Wang M, Mao C (2004) An autonomous DNA nanomotor powered by a DNA enzyme. Angew Chem Int Ed Engl 43: 3554-3557 131.Sahu S, LaBean TH, Reif JH (2008) A DNA nanotransport device powered by polymerase phi29. Nano Lett 8: 3870-3878 132.Zhou M, Liang X, Mochizuki T, Asanuma H (2010) A light-driven DNA nanomachine for the efficient photoswitching of RNA digestion. Angew Chem Int Ed Engl 49: 2167-2170 133.Klapper Y, Sinha N, Ng TW, Lubrich D (2010) A rotational DNA nanomotor driven by an externally controlled electric field. Small 6: 44-47 134.Yavin E, Boal AK, Stemp ED, Boon EM, Livingston AL, O’Shea VL, David SS, Barton JK (2005) Protein-DNA charge transport: redox activation of a DNA repair protein by guanine radical. Proc Natl Acad Sci USA 102: 3546-3551 The world of double helix — “It did not escape our notice” Marta M. Gabryelska, Jan Barciszewski Institute of Bioorganic Chemistry, Polish Academy of Sciences, 12/14 Z. Noskowskiego St., 61-704 Poznań, Poland e-mail: [email protected] Key words: deoxyribonucleic acid, double helix, structure, epigenetics, nanotechnology ABSTRACT One of the key questions of biology is the nature and mechanisms of gene function. It has been 60 years since proposing the right-handed model of DNA double helix in 1953. This discovery was honored with Nobel Prize in 1962 and become a breakthrough in knowing and understanding mechanisms of heredity and genetic code. Since that time a great deal of data have been gathered considering functions, structure and DNA application. It became the basis of modern molecular biology, chemical biology and biotechnology. Today we know, that double helix is characterized by its dynamics and plasticity, which depend on its nucleotide sequence. Chromatin structure and DNA mediated charge transport have a crucial role in understanding mechanisms of its damage and repair. Progress in epigenetics allowed to identify new DNA bases, such as 5-methylcytosine, 5-hydroxymethylcytosine, 5-formylcytosine and 5-carboxycytosine. Design of new catalytic nucleic acids and the nanotechnology field of DNA origami reveal its application potential. 256www.postepybiochemii.pl
