Elementy strukturalne bakterii Gram−dodatnich i Gram−ujemnych
advertisement
PRACE POGLĄDOWE Adv Clin Exp Med 2006, 15, 1, 127–134 ISSN 1230−025X MAGDALENA MIERZCHAŁA, MAŁGORZATA LIPIŃSKA−GEDIGA, GRAŻYNA DUREK The Role of LBP in Transduction of Signal Induced by LPS and in Modulation of Immune System Response Rola LBP w transdukcji sygnału indukowanego LPS i w modulacji odpowiedzi układu immunologicznego* Katedra i Klinika Anestezjologii i Intensywnej Terapii AM we Wrocławiu Streszczenie Każdy czynnik infekcyjny i nieinfekcyjny (zabieg operacyjny, uraz) prowadzi do aktywacji układu immunologicz− nego, co powoduje uwalnianie do krążenia mediatorów zapalnych, takich jak: TNF−α (tumor necrosis factor alpha), IL−6 (interleukin−6), PCT (procalcitonin) oraz białek ostrej fazy, np. LBP (lipopolysaccharide−binding protein). Elementami bakteryjnymi odpowiedzialnymi za indukcję mechanizmów obronnych organizmu są: lipopolisacha− ryd – składnik ściany komórkowej bakterii Gram−ujemnych oraz peptydoglikan i kwas tejchojowy (składniki ścia− ny komórkowej bakterii Gram−dodatnich. Wszystkie te składniki reagują z białkami i receptorami, tj. z osoczowy− mi lipoproteinami, LBP, receptorami CD14 i Toll−like. Według aktualnych poglądów LBP jest białkiem ostrej fazy modulującym odpowiedź immunologiczną przez aktywację komórek fagocytujących i komórek prezentujących an− tygen. Obecnie rozważa się możliwość stosowania oznaczeń stężenia LBP w surowicy jako wskaźnika diagno− stycznego i monitorującego skuteczność terapii u pacjentów z rozpoznaniem rozległej infekcji na oddziałach inten− sywnej terapii (Adv Clin Exp Med 2006, 15, 1, 127–134). Słowa kluczowe: endotoksyna, białko wiążące lipopolisacharyd, receptor CD14, receptory Toll−like. Abstract Every factor infectious and noninfectious (surgery, trauma) contribute to immune system activation, which results in releasing of inflammatory mediators: TNF−α (tumor necrosis factor alpha), IL−6 (interleukin−6), PCT (procalci− tonin) and acute−phase proteins, i.e. LBP (lipopolysaccharide−binding protein), into circulation. The bacterial fac− tors, are being responsible for host defensive mechanisms induction, are lipopolysaccharide – Gram(–) bacteria cell wall component and peptidoglycan and teichoic acid – Gram(+) bacteria cell wall component. Each of these fac− tors interacts with proteins and receptors, i.e.: with plasma lipoproteins, LBP and CD14 and Toll−like receptors. Ac− cording to the current opinions LBP is the acute phase protein, which modulates immunological response by pha− gocytes and presenting antigen cells activation. It is considered that level LBP measurements can be used as diag− nostic parameter monitoring efficacy of intensive care patients therapy (Adv Clin Exp Med 2006, 15, 1, 127–134). Key words: endotoxin, lipopolysaccharide−binding protein, receptor CD14, Toll−like receptors. Każdy czynnik infekcyjny lub nieinfekcyjny (zabieg operacyjny, uraz) przyczynia się do akty− wacji układu immunologicznego, czego skutkiem jest uwalnianie mediatorów pro− i przeciwzapal− nych. Ich wzmożone i/lub niekontrolowane wy− dzielanie w odpowiedzi na zakażenie bakteryjne staje się przyczyną rozwoju sepsy i jej następstw. Elementy ściany komórkowej bakterii, takie jak: * Praca jest teoretyczną częścią grantu uczelnianego nr 486. lipopolisacharyd, peptydoglikan czy kwas tejcho− jowy, wiążąc się z białkami i receptorami, np.: osoczowymi lipoproteinami, białkiem wiążącym lipopolisacharyd (LBP – lipopolysaccharide−bin− ding protein) oraz receptorem CD14 stymulują układ immunologiczny do reakcji obronnych, a ich zakres i skuteczność są zależne między inny− mi od sposobu przekazania informacji o zaistnia− 128 M. MIERZCHAŁA, M. LIPIŃSKA−GEDIGA, G. DUREK łym zakażeniu. Jednym z istotnych elementów układu informacyjnego jest LBP – osoczowe biał− ko wiążące lipopolisacharyd. Elementy strukturalne bakterii Gram−dodatnich i Gram−ujemnych Budowa lipopolisacharydu (LPS) Lipopolisacharyd – składnik ściany komórko− wej bakterii Gram−ujemnych, jest zbudowany z 4 zasadniczych elementów (ryc. 1). Pierwszym i niezwykle istotnym jest lipid A – lipofilny skład− nik lipidowy LPS, w którym sześć lub więcej reszt kwasów tłuszczowych złożonych z 10–20 atomów węgla jest związanych z dwoma fosforylowanymi glukozaminami. Cztery z tych kwasów mają grupę hydroksylową przy trzecim atomie węgla, pozo− stałe dwa nie zawierają grupy hydroksylowej. Drugim elementem jest rdzeń wewnętrzny składa− jący się z dwóch lub więcej cukrów zawierających kwas 2−keto−3−deoksyoktonowy (KDO) połączo− nych z glukozaminami lipidu A oraz dwóch lub trzech cukrów heptozowych połączonych z KDO. Oba rodzaje cukrów są typowe dla bakterii. Trze− cia część to rdzeń zewnętrzny złożony z cukrów, jego struktura jest bardziej zróżnicowana niż rdze− nia wewnętrznego. Czwartym elementem LPS jest antygen O przyłączony do terminalnej cząsteczki cukru w rdzeniu zewnętrznym, sięga ponad po− wierzchnię bakterii i jest elementem silnie immu− nogennym. Cząsteczka lipopolisacharydu, gdy pozostaje związana ze ścianą komórki bakteryjnej, nie jest toksyczna, ale po odłączeniu jej toksyczna część – lipid A – w wyniku eksponowania komórkom im− munologicznym przyczynia się do rozwoju odpo− wiedzi zapalnej. Uwalnianie LPS ze ściany ko− mórki bakteryjnej następuje na skutek namnażania bakterii lub lizy ich komórek. Elementem spraw− lipid A lipid A rdzeń wewnętrzny inner core rdzeń zewnętrzny outer core Ryc. 1. Ogólny schemat struktury lipopolisacharydu (LPS) Fig. 1. The general structure of lipopolysaccharide (LPS) czym powodującym uwolnienie LPS są czynniki doprowadzające do dezintegracji komórek bakte− ryjnych – komplement, białka bakteriobójcze, nie− które antybiotyki [1]. Kwas lipotejchojowy Kwas lipotejchojowy (LTA) bakterii Gram− −dodatnich jest funkcjonalnym odpowiednikiem LPS. Zawiera część lipidową diacylglicerolową oraz powtarzające się jednostki glicerofosforano− we zamiast powtarzających się jednostek oligosa− charydowych występujących w strukturze LPS. Z powodu stożkowatego kształtu LTA nie ma zdol− ności formowania błon i dlatego musi być „włożo− ny” w błony utworzone przez inne związki lipido− we, np. te, które znajdują się w błonach komórek bakteryjnych. Odgrywa on istotną rolę we wzroś− cie bakterii [2], prawdopodobnie bierze udział w regulacji stężeń jonów Ca2+ i Mg2+ w bakteryj− nej ścianie komórkowej, regulacji aktywności en− zymów autolitycznych oraz może funkcjonować jako nośnik w procesie syntezy kwasu tejchojowe− go zachodzącej w ścianie komórkowej [3, 4]. Bak− terie Gram−dodatnie w ścianie komórkowej zawie− rają pojedynczą błonę komórkową, w którą jest wkomponowany LTA. Zewnętrzna część komórek bakterii Gram−dodatnich jest pokryta grubą war− stwą utworzoną z kwasu tejchojowego i peptydo− glikanów. Peptydoglikan Peptydoglikan (PGN) jest zasadniczym skład− nikiem ściany komórkowej bakterii Gram−dodat− nich, występuje w mniejszym zakresie w komór− kach bakterii Gram−ujemnych. Glikanowy łańcuch ściany komórkowej jest złożony z powtarzają− cych się jednostek disacharydu kwasu N−ace− tylomuraminowego (β−1−4)−N−acetyloglukozami− ny (MurNAc−GlcNAc) [5]. Łańcuchy różnią się długością – zawierają 5–30 podjednostek zależnie jednostka powtarzająca się repeating unit antygen O antigen O Rola LBP w transdukcji sygnału indukowanego LPS i w modulacji odpowiedzi układu immunologicznego od rodzaju bakterii. Tetrapeptydy, w skład których wchodzą L−alanina, D−glutamina, L−lizyna i D− alanina, są krzyżowo połączone z innymi peptyda− mi przyłączonymi do sąsiednich łańcuchów glika− nowych, tworząc w ten sposób trójwymiarową sieć molekularną otaczającą komórkę i funkcjonu− jącą jako egzoszkielet [6]. Odpowiedź organizmu na infekcję bakteryjną Inwazja bakteryjna indukuje mechanizmy od− porności nieswoistej i swoistej, zarówno humoral− nej, jak i komórkowej [1]. Zasadniczymi elemen− tami komórkowej linii immunologicznej są ko− mórki jednojądrzaste (monocyty i makrofagi) oraz neutrofile. Komórki te mają zdolność rozpozna− wania składników bakteryjnej ściany komórko− wej, bezpośrednio lub pośrednio (za pomocą ukła− du dopełniacza i przeciwciał), czego wynikiem jest opsonizacja i liza bakterii. Komórki fagocytu− jące (monocyty, makrofagi i granulocyty) rozpo− znają opsonizowaną komórkę bakteryjną dzięki receptorom dopełniacza oraz receptorom Fc, przy− łączającym immunoglobuliny klasy G (IgG) [7]. W odpowiedzi gospodarza na obecność bakterii istotną rolę odgrywają monocyty i makrofagi, które w wyniku stymulacji LPS stają się metabo− licznie aktywne, uwalniając mediatory zapalne, wolne rodniki tlenowe i inne czynniki bakteriobój− cze. Pierwszą uwalnianą cytokiną jest TNF−α (tu− mor necrosis factor−α), a kolejnymi: IL−1, IL−6, IL−8, IL−12 (interleukiny 1, 6, 8, 12), czynnik ak− tywujący płytki krwi (PAF), chemokiny i eikosa− noidy. Razem ze składnikami układu dopełniacza C3a i C5a powodują one aktywację i ekstrawasa− cję neutrofilów. Na powierzchni aktywowanych neutrofilów dochodzi do ekspresji receptorów CD14, CD11/CD18, kilku receptorów układu do− pełniacza i receptorów dla fragmentu Fc przeciw− ciał, w wyniku czego komórki te stają się zdolne do rozpoznawania i fagocytowania LPS, całych komórek bakteryjnych lub ich fragmentów, a tak− że uwalniają TNF−α, leukotrieny B4, PAF. Akty− wowane neutrofile, ulegając adhezji do komórek śródbłonka, prowadzą do ich destrukcji. Uwalnia− ne przez różne populacje komórek mediatory sty− mulują limfocyty T i B, w wyniku czego są uwal− niane: IL−2 (interleukina 2), IFN−γ (interferon γ) oraz GM−CSF (granulocyte−macrophage colony stimulating factor). GM−CSF wpływa na aktywa− cję i zwiększenie liczby neutrofili, a IFN−γ zwięk− sza oddziaływanie LPS na komórki jednojądrzaste. W przypadku bakterii Gram−dodatnich kwas lipotejchojowy, peptydoglikany i egzotoksyny są elementami wywołującymi odpowiedź immunolo− 129 giczną. LTA oraz PGNs stymulują uwalnianie tlen− ku azotu, TNF−α, IL−1, IL−6 przez monocyty i ma− krofagi, co wskazuje, że LTA i PGNs wywołują zarówno in vitro, jak in vivo efekt podobny jak LPS. Mimo tych podobieństw, obraz sepsy wywo− łanej przez bakterie Gram−dodatnie zależy w znacznym stopniu od wytwarzania przez nie sil− nych egzotoksyn działających jako bakteryjne su− perantygeny, które są cząsteczkami białkowymi potencjalnie stymulującymi limfocyty T. Superan− tygenowa aktywność egzotoksyn bakteryjnych może być przypisana ich zdolności do łączenia krzyżowego kompleksu cząsteczek klasy II zgod− ności tkankowej na komórkach prezentujących an− tygen z receptorami komórek T, czego skutkiem jest utworzenie kompleksu trójmolekularnego. Każdy superantygen ma zdolność oddziaływania ze swoistym V(beta) elementem receptora komór− ki T. Trójmolekularne współoddziaływanie prowa− dzi do uwalniania w sposób niekontrolowany licz− nych cytokin prozapalnych, a szczególnie IFN− γ i TNF−α, które są kluczowymi cytokinami wywołującymi syndrom wstrząsu toksycznego. Wyżej wymienione przyczyny powodują, że zaka− żenie bakteriami Gram−dodatnimi wymaga nie− zwykle złożonej odpowiedzi ze strony organizmu gospodarza z wewnątrzkomórkowym niszczeniem przez neutrofile i makrofagi. Tymczasem patogen Gram−ujemny często może być zniszczony już w przestrzeni pozakomórkowej w wyniku działa− nia przeciwciał i układu dopełniacza. Synteza i rola białek ostrej fazy – miejsce LBP W czasie zakażenia parenchymalne komórki wątrobowe (hepatocyty) w wyniku stymulacji przez TNF−α, IL−1 i IL−6 wytwarzają białka ostrej fazy. Należą do nich: białko C−reaktywne, osoczo− wy amyloid A, LBP, osoczowy amyloid P, hemo− peksyna, haptoglobina, komplement C3 i C9, α1−1 kwaśna glikoproteina, α2−makroglobulina i nie− które inhibitory proteinazowe [1]. Wyróżnia się dwie klasy białek ostrej fazy: pierwszą, której synteza jest indukowana przez IL−1 synergistycznie z IL−6, oraz drugą, której wytwa− rzanie jest zależne od IL−6, a IL−1 nie ma na ten proces żadnego wpływu lub jej działanie jest ha− mujące [8]. W 1986 r. Tobias et al. opisali nowe białko na− leżące do I klasy białek ostrej fazy – LBP, mające zdolność wiązania i przenoszenia LPS [9, 10]. Jest ono 58 kDa proteiną, której synteza zachodzi w wątrobie [11, 12]. Zawiera 456 reszt aminokwa− sowych poprzedzonych sygnałem hydrofobowym złożonym z 25 reszt [9]. Poza hepatocytami [13] 130 M. MIERZCHAŁA, M. LIPIŃSKA−GEDIGA, G. DUREK LBP może być wytwarzane w komórkach nabłon− kowych jelit [14] oraz płuc [15]. Według aktual− nych poglądów, LBP należy do białek ostrej fazy modulujących odpowiedź immunologiczną przez aktywację fagocytów i komórek prezentujących antygen [1]. Ludzkie LBP jest osoczową glikoproteiną na− leżącą do rodziny białek wiążących lipidy, do których należą również: BPI (bactericidal/perme− ability−increasing protein), białko przenoszące ester fosfolipidowy (PLTP – phospholipid transfer protein) oraz białko przenoszące ester cholestero− lu (CETP – cholesteryl ester transfer protein) [16–18]. LBP jest obecne w osoczu w stężeniu 5–10 µg/ml (tab. 1), wzrastającym do 200 µg/ml w 24 godziny po indukcji reakcji ostrej fazy [19]. Wzrost ten jest spowodowany aktywacją trans− krypcyjną genu LBP stymulowaną przez IL−1, IL−6 [20]. Uważa się, że LBP jest głównym czynnikiem prowadzącym do detoksykacji LPS w czasie odpo− wiedzi ostrej fazy. Obecne w surowicy amyloid A i P, albumina, transferyna i LDL (low−density lipo− protein) są również zdolne do wiązania LPS i jego neutralizacji [15]. Na podstawie licznych doniesień aktualnie uważa się, że in vivo LBP jest fizycznie związane z cząsteczką HDL (high−density lipopro− tein) [21]. W badaniach stwierdzono, że niemal ca− łe osoczowe LBP jest zlokalizowane na cząsteczce lipoproteiny zawierającej dodatkowo apoA−1 oraz proteinach 1 i 2 związanych z czynnikiem H (FHRP−1, FHRP−2 – factor H−related protein 1 and 2) i fosfolipidach. Stwierdza się, że CETP i PLTP wykazują homologię sekwencyjną z LBP i obie znajdują się na powierzchni HDL [22]. LBP uczestniczy w transferze cząsteczki LPS nie tylko do akceptora, jakim jest CD14, ale rów− Tabela 1. Zakres prawidłowych stężeń białka wiążącego lipopolisacharyd u osób zdrowych i w chorobach infek− cyjnych Table 1. The range of lipopolysaccharide−binding protein levels at the healthy people and at the patients with infec− tion diseases Normy LBP (The reference range of LBP) Wykluczenie zakażenia bakteryjnego (The reference range of LBP) < 15 µg/ml SIRS < 15 µg/ml Zakażenia miejscowe (zapalenie płuc, niewydolność zespolenia) (Local infection – pneumonia, anastomosis failure) > 15 µg/ml Uogólnione zakażenia bakteryjne (sepsa) lub translokacja (Systemic bacterial infection [sepsis] or translocation) > 15 µg/ml nież do cząsteczek lipoprotein osocza (HDL, LDL, VLDL – very low−density lipoprotein). Reakcja odbywa się dwuetapowo, również z włączeniem CD14 jako elementu pośredniego [21]. Ulevitch et al. po raz pierwszy potwierdzili zdolność wiąza− nia i neutralizowania LPS przez HDL [23, 24]. Podobne właściwości dla LDL wykazali van Len− ten et al., dokumentując, że cząsteczki VLDL i chylomikronów również mają poprzednio opisa− ne zdolności [25]. W wyniku transferowania LPS przez LBP docelowo do receptorów CD14 i lipo− protein uzyskuje się równowagę dynamiczną. W tego typu reakcjach zarówno ich kinetyka, jak i stężenie molarne obu reagentów determinują kie− runek transferu LPS. Przeprowadzono badania oceniające kinetykę neutralizacji LPS w wyniku przyłączania przez lipoproteiny w relacji do wią− zania LPS przez ludzkie monojądrzaste komórki krwi obwodowej i ich następowej stymulacji. Wy− kazano, że wiązanie LPS do lipoprotein jest istot− nie wolniejsze niż jego wiązanie do PBMC (hu− man peripheral blood mononuclear cells). Na podstawie tych danych stworzono hipotezę, że u pacjentów z dużym stężeniem LPS jego wiąza− nie z komórkami i stymulacja odpowiedzi immu− nologicznej pojawia się wcześniej niż neutraliza− cja przez lipoproteiny [26]. Białko wiążące LPS odgrywa podwójną, zależną od stężenia, rolę: w małych stężeniach zwiększa indukowaną przez LPS aktywację komórek jednojądrzastych, w du− żych natomiast stężeniach jest inhibitorem tej re− akcji [27]. Duże stężenia LBP w surowicy stwier− dzano u zdrowych ochotników z objawami uogól− nionego ciężkiego zakażenia bakteryjnego, występującymi po iniekcji endotoksyny [28] oraz u dorosłych z zakażeniami bakteryjnymi [29, 30], grzybiczymi [31], ale nie wirusowymi [32]. Opi− sano fizjologiczne zwiększenie stężenia LBP u zdrowych noworodków w ciągu dwóch pierw− szych dni życia [33]. Sugeruje się, że przenosząc LPS, LBP działa podobnie jak katalizator – 1 cząs− teczka LBP jest zdolna przenosić 100 cząsteczek LPS do receptora CD14, nie zużywając się w tej reakcji. Uważa się, że LBP nie jest stechiome− trycznym elementem kompleksu finalnego i we− dług wyliczeń liczba „przeniesień” dla LBP wyno− si 150 mmol LPS/min x LBP [34]. Wykazano, że łączenie i wprowadzanie do błon lipidowych cząsteczki LBP jest zwiększane przez ujemnie naładowane składniki błon, np.: li− pidy, a związane z błoną LBP może pośredniczyć w przyłączaniu do błony kolejnych cząsteczek LPS. Uważa się, że LBP jest silnie związane z bło− ną cytoplazmatyczną komórek jednojądrzastych, podobnie jak wykazano to dla BPI, oraz że oddzia− ływanie LPS z LBP związanym z błoną może być ważnym krokiem w aktywacji komórek jedno− Rola LBP w transdukcji sygnału indukowanego LPS i w modulacji odpowiedzi układu immunologicznego jądrzastych pośredniczonej przez LBP. Wcześniej− sze natomiast związanie osoczowego LBP z LPS hamuje przyłączenie tych kompleksów do błony komórkowej z powodu różnicy między wiązania− mi LBP i LPS oraz LBP i fosfolipidami błonowy− mi, w wyniku czego następuje wyprzedzająca neu− tralizacja LPS i w związku z tym zmniejszenie wytwarzania TNF, IL−1 i IL−6 przez komórki jedno− jądrzaste [35]. Uważa się, że katalizowanie ruchu monomerów LPS ze skupisk LPS (micelle) do czą− steczek HDL przez LBP jest jednym z mechani− zmów uczestniczących we wcześniej wzmianko− wanej reakcji (neutralizacja) [36]. Wykazano na modelu zwierzęcym (mysz), że w dużych stężeniach LBP hamuje uwalnianie cy− tokin stymulowane przez LPS w wyżej wzmianko− wanym mechanizmie, co zapobiega rozwojowi niewydolności wątroby i zmniejsza śmiertelność. LBP wiąże LPS (endotoksynę) różnych bakte− rii Gram−ujemnych, łącznie z lipidem A, czyli częś− cią lipidową LPS [37, 38]. Cząsteczki LPS – skład− niki zewnętrznej błony bakterii Gram−ujemnych, są istotnymi mediatorami w patogenezie Gram− −ujemnej sepsy i wstrząsu septycznego [39], a część lipidowa – elementem decydującym o bio− logicznej aktywności LPS [40]. LPS stymuluje monocyty i makrofagi do uwalniania cytokin i innych mediatorów prozapal− nych w wyniku wzmocnienia sygnału wewnątrz− komórkowego. W krążących monocytach reakcja ta odbywa się pod kontrolą dwóch białek: osoczo− wego LBP oraz błonowego receptora CD14 two− wniknięcie bakterii Gram(–) invasion of Gram(–) bacteria stymulacja makrofagów/monocytów stimulation of macrophages/monocytes monomeryzacja micelli LPS katalizowana przez LBP LPS micelles monomerisation by LBP uwalnianie LPS i powstawanie agregatów LPS w osoczu releasing of LPS and formation of aggregates in the plasma 131 rzącego wraz z receptorem TLR4 (Toll−like recep− tor 4) całość określaną jako komórkowy receptor LPS (ryc. 2) [15]. Receptor CD14 jest 55−kDa glikoproteiną do− łączoną do błony makrofagów i monocytów przez „kotwicę” zbudowaną z glikanu fosfatydyloinozy− tolu [41]. Wykazano in vitro i in vivo, że neutrali− zowanie przeciwciałami anty−CD14 i anty−LBP hamuje indukowaną przez LPS odpowiedź proza− palną. LBP istotnie zwiększa wrażliwość mono− cytów i granulocytów na lipopolisacharyd przez ułatwianie wiązania LPS z cząsteczką CD14 ich błony komórkowej [11, 12]. Gdy LPS zostaje przyłączony do LBP, wielokrotnie mniejsze stęże− nia LPS mogą aktywować monocyty przez recep− tor CD14. Ostatnie badania wykazały, że recepto− ry TLRs, a zwłaszcza TLR4, odpowiadają praw− dopodobnie za transmisję sygnału LPS z receptora CD14 do komórki [10, 42]. Transdukcja sygnału indukowanego LPS następuje w wyniku aktywacji białkowej kinazy tyrozynowej, białkowej kinazy aktywowanej mitogenem, kinazy białkowej C, ki− nazy białkowej A, kinazy białkowej aktywowanej ceramidem i białek G. Rozpuszczalna postać re− ceptora CD14 (sCD14) pośredniczy w aktywacji przez LPS komórek niemających własnych recep− torów CD14, np.: komórek śródbłonka. Stwier− dzono, że stężenie osoczowego rozpuszczalnego sCD14 (1,5–5 µg/ml) [43] i LBP (10 µg/ml) jest około 1000−krotnie większe niż stężenie LPS ob− serwowane u pacjentów z rozpoznaniem wstrząsu septycznego [44]. uwalnianie mediatorów prozapalnych TNF−α, IL−1, IL−6 releasing of proinflammatory mediatots TNF−α, IL−1, IL−6 synteza białek ostrej fazy w wątrobie (LBP) acute phase proteins synthesis in the liver stymulacja komórek niemających receptora CD14 stimulation of CD14−negative cells wiązanie kompleksu LBP−LPS przez sCD14 LBP−LPS complex binding by sCD14 receptors kompleks LBP−LPS LBP−LPS complex aktywacja komórek przez wiązanie kompleksu LBP−LPS do receptorów CD14 i TLR2/4 (złożony receptor LPS) obecnych na komórkach activation of the cells with CD14 and TLR2/4 receptors by LBP−LPS complex bez monomeryzacji without monomerisation neutralizacja LPS z udziałem BPI i ENP LPS neutralisation by BPI and ENP wiązanie kompleksu LBP−LPS przez osoczowe lipoproteiny LBP−LPS complex binding by plasma lipoproteins Ryc. 2. Rola LBP w rozwoju odpowiedzi immunologiczno−zapalnej BPI – białko o właściwościach bakteriobójczych zwiększające przepuszczalność, ENP – białko neutralizujące działa− nie endotoksyny, IL−1 – interleukina−1, IL−6 – interleukina−6, LBP – białko wiążące lipopolisacharyd, LPS – lipopoli− sacharyd, TNF−α – czynnik martwicy nowotworów, TLR2 – receptor Toll−like 2, TLR4 – receptor Toll−like 4. Fig. 2. The role of LBP in immune−inflammation response development BPI – bactericidal/permeability increasing protein, ENP – endotoxin neutralizing protein, IL−1 – interleukin−1, IL−6 – interleukin−6, LBP – lipopolysaccharide−binding protein, LPS – lipopolysaccharide, TNF−α – tumor necrosis factor, TLR2 – Toll−like receptor 2, TLR4 – Toll−like receptor 4 132 M. MIERZCHAŁA, M. LIPIŃSKA−GEDIGA, G. DUREK Wykazano również, że LBP pobudza wytwa− rzanie cytokin w obecności związków pochodzą− cych z bakterii Gram−dodatnich, takich jak: kwas lipotejchojowy i fragmenty peptydoglikanu [45], a zwłaszcza rdzenia glikanowego w peptydoglika− nie, który prawdopodobnie jest zasadniczą struk− turą rozpoznawaną przez LBP [46]. Obecnie uwa− ża się, że w reakcji tej pośredniczą receptory Toll−like 2 [42]. Według aktualnych poglądów, LBP moduluje syntezę cytokin przez makrofagi i monocyty w odpowiedzi na stymulację LPS [9, 19], a aktywność ta w wyniku uwolnienia kaskady cytokin jest ściśle związana z niepożądanymi na− stępstwami zakażenia [47]. Synergizm BPI−LBP BPI (bactericidal/permeability−increasing pro− tein) – jest białkiem kationowym (35–60 kDa), bo− gatym w lizynę, występującym w ziarnistościach azurofilnych neutrofilów, mającym silne właści− wości bakteriobójcze. Działa na wiele bakterii Gram−ujemnych, nie wpływa natomiast na bakte− rie Gram−dodatnie i grzyby. Obecność BPI stwier− dzano na powierzchni komórkowej ludzkich mo− nocytów we krwi obwodowej. Synergizm BPI−LBP oraz to, że LBP może opsonizować bakterie Gram−ujemne [48] sugeruje, że w stężeniu fizjologicznym LBP może odgrywać bezpośrednią rolę w ochronie gospodarza przeciw− ko zakażeniu bakteriami Gram−ujemnymi. Bakte− ria opsonizowana przez LBP jest efektywniej ni− szczona przez BPI występujące w wielojądrza− stych komórkach fagocytujących lub przez BPI obecne w osoczu krwi. Ta możliwość jest potwier− dzona obserwacją, że BPI występujące w stężeniu 0,2–2 ng/ml w osoczu zdrowych osobników [49] i wzrastające aż do > 200 ng/ml w osoczu pacjen− tów septycznych [47] jest bakteriobójcze w obe− cności fizjologicznych stężeń LBP. Porównania sekwencji aminokwasowej w cząsteczkach ludz− kich LBP i BPI wykazały 44% identyczności. W przeciwieństwie do BPI LBP nie ma wpływu na żywotność bakterii Gram−ujemnych w stężeniach, w których BPI jest bardzo skuteczne, a wpływ BPI i LBP na uwalnianie cytokin przez komórki fago− cytujące w wyniku stymulacji LPS jest przeciwny [35]. Istotną obserwacją jest fakt, że pozanaczy− niowe poziomy LBP rosną wraz ze wzrostem po− ziomu w surowicy [50]. W tych warunkach LBP zwiększa aktywność bakteriobójczą BPI uwalnia− nej w wyniku degranulacji wielojądrzastych ko− mórek fagocytujących, migrujących do miejsca lo− kalnego zakażenia [47]. Podsumowanie Powyższe informacje stały się podstawą roz− ważenia możliwości zastosowania oznaczeń stęże− nia LBP w surowicy jako wskaźnika diagnostycz− nego i monitorującego skuteczność terapii u pac− jentów OIT z rozpoznaniem rozległego zakażenia, w wyniku którego może rozwinąć się wstrząs sep− tyczny, zarówno u dorosłych, jak i dzieci [51]. Piśmiennictwo [1] Van Amersfoort ES, Van Berkel TJ, Kuiper J: Receptors, mediators, and mechanisms involved in bacterial se− psis and septic shock. Clin Microbiol Rev 2003, 16, 379–414. [2] Fischer W: Lipoteichoic acid and lipids in the membrane of Staphylococcus aureus. Med Microbiol Immunol 1994, 183, 61–76. [3] Fischer W, Koch HU: Alanyl lipoteichoic acid of Staphylococcus aureus: functional and dynamic aspects. Bio− chem Soc Trans 1985, 13, 984–986. [4] Rose RK, Hogg SD: Competitive binding of calcium and magnesium to streptococcal lipoteichoic acid. Biochim Biophys Acta 1995, 1245, 94–98. [5] Navarre WW, Schneewind O: Surface proteins of gram−positive bacteria and mechanism of their targeting to the cell wall envelope. Microbiol Mol Biol Rev 1999, 63, 174–229. [6] Giesbrecht P, Kersten T, Maidhof H, Wecke J: Staphylococcal cell wall: morphogenesis and fatal variations in the presence of penicilin. Microbiol Mol Biol Rev 1998, 62, 1371–1414. [7] Frank MM, Fries LS: The role of complement in inflammation and phagocytosis. Immunol Today 1991, 12, 322–331. [8] Kirschning CJ, Unbehaun A, Fiedler G, Hallatschek W, Lamping N, Pfeil D, Schumann RR: The Transcrip− tional Activation Pattern of Lipopolysaccharide Binding Protein (LBP) Involving Transcription Factors AP−1 and C/EBPβ. Immunobiol 1997, 198, 124–135. [9] Schumann RR, Leong SR, Flaggs GW, Gray GW, Wright SD, Mathison JC, Tobias PS, Ulevitch RJ: Struc− ture and function of lipopolysaccharide binding protein. Science 1990, 249, 1429–1431. [10] Schumann RR, Zweigner J: A novel acute− phase marker: lipopolysaccharide binding protein (LBP). Clin Chem Lab Med 1999, 37, 271–274. [11] Triantafilou M, Triantafilou K: Lipopolysaccharide recognition: CD14, TRLs and the LPS−activation cluster. Trends Immunol 2002, 23, 301–304. [12] Ulevitch RJ, Tobias PS: Recognition of gram−negative bacteria and endotoxin by the innate immune system. Curr Opin Immunol 1999, 11, 19–22. Rola LBP w transdukcji sygnału indukowanego LPS i w modulacji odpowiedzi układu immunologicznego 133 [13] Ramadori G, Meyer zum Buschenfelde KH, Tobias P S, Mathison JC, Ulevitch RJ: Biosynthesis of lipopo− lysaccharide – binding protein in rabbit hepatocytes. Pathobiology 1990, 58, 89–94. [14] Vreugdenhil AC, Dentener AM, Snoek AM, Greve JV, Buurman WA: Lipopolysaccharide – binding protein and serum amyloid A secretion by human intestinal epithelial cells during the acute phase response. J Immunol 1999, 163, 2792–2798. [15] Zweigner J, Gramm HJ, Singer OC, Wegscheider K, Schumann RR: High concentrations of lipopolysaccha− ride−binding protein in serum of patients with severe sepsis or septic shock inhibit the lipopolysaccharide respon− se in human monocytes. Blood 2001, 13, 3800–3808. [16] Agellon LB, Quinet EM, Gillette TG, Drayna DT, Brown ML, Tall AR: Organization of the human choleste− ryl ester transfer protein gene. Biochemistry 1990, 29, 1372–1376. [17] Kirschning CJ, Au−Young J, Lamping N, Reuter D, Pfeil D, Seilhamer J, Schumann RR: Similar organiza− tion of the lipopolysaccharide−binding protein (LBP) and phospholipid transfer protein (PLTP) genes suggests a common gene family of lipid−binding proteins. Genomics 1997, 46, 416–425. [18] Tobias PS, Mathison JC, Ulevitch RJ: A family of lipopolysaccharide – binding proteins involve in responses to gram−negative sepsis. J Biol Chem 1988, 263, 13479–13481. [19] Tobias PS, Mathison JC, Mintz D, Lee JD, Kravchenko V, Kato K, Pugin J, Ulevitch RJ: Participation of li− popolisaccharide binding protein in lipopolisaccharide−dependent macrophage activation. Am. J Respir. Cell Mol Biol 1992, 7 239–245. [20] Kirschning CJ, Unbehaun A, Lamping N, Pfeil D, Herrmann F, Schumann RR: Control of transcriptional ac− tivation of the lipopolysaccharide−binding protein (LBP) gene by proinflammatory cytokines. Cytokines Cell Mol Ther 1997, 3, 59–62. [21] Schumann RR, Latz E: Lipopolysaccharide−binding protein. Chem Immunol 2000, 74, 42–60. [22] Tall AR, Forester LR, Bongivanni GL: Facilitation of phosphatidylcholine transfer into high density lipoprote− ins by an apolipoprotein in the 1.20–1.26 g/ml fraction of plasma. J Lipid Res, 1983, 24, 277–289. [23] Ulevitch RJ, Johnston AR: The modification of biophysical and endotoxic properties of bacterial lipopolysac− charides by serum. J Clin Investig 1978, 62, 1313–1324. [24] Ulevitch RJ, Johnston AR, Weinstein DB: New function for high density lipoproteins. Isolation and characteri− zation of a bacterial lipopolysaccharide−high density lipoprotein complex formed in rabbit plasma. J Clin Investig 1981, 67, 827–837. [25] Van Lenten BJ, Fogelman AM, Haberland ME, Edwards PA: The role of lipoproteins and receptor−mediated endocytosis in the transport of bacterial lipopolysaccharide. Proc Natl Acad Sci USA 1986, 83, 2704–2708. [26] Netea MG, Demacker PN, Kullberg BJ, Jacobs LE, Verver−Jansen T, Boerman OC, Stalenhoef AF, Van der Meer JW: Bacterial lipopolysaccharide binds and stimulates cytokine−producing cells before neutralization by en− dogenous lipoproteins can occur. Cytokine 1998, 10, 766–772. [27] Lamping N, Dettmer R, Schroeder NWJ, Pfeil D, Hallatscheck W, Burger R, Schumann RR: LPS−binding protein protects mice from septic shock caused by LPS or Gram−negative bacteria. J Clin Investig 1998, 101, 2065–2071. [28] White ML, Ma JK, Mendoza NT, Dedrick RL, Carroll SF: Differential acute phase response between subjects with inflammatory, infectious and non−infectious disease. Abstracts of the 35th ICAAC 1995, 77. [29] Froon AHM, Dentener MA, Willem J, Greve M, Ramsay G, Buurman WA: Lipopolysaccharide toxicity−re− gulating proteins in bacteriemia. J Infect Dis 1995, 171, 1250–1257. [30] Opal SM, Scannon PJ, Vincent JL, White M, Carroll SF, Palardy JE, Parejo NA, Pribble JP, Lemke JH: Relationship between plasma levels of lipopolysaccharide (LPS) and LPS−binding protein in patients with severe sepsis and septic shock. J Infect. Dis 1999, 180, 1584–1589. [31] Blairon L, Wittebole X, Laterre PF: Lipopolysaccharide−binding protein serum levels in patients with severe se− psis due to Gram−positive and fungal infections. J Infect Dis 2003, 187, 287–291. [32] Kaden J, Zwerenz P, Lambrecht HG, Dostatni R: Lipopolysaccharide−binding protein as a new and reliable in− fection marker after kidney transplantation. Transpl Int 2002, 15, 163–172. [33] Orlikowsky T, Schumacher C, Deperschmidt N, Henkel C, Niethammer D, Goetz R: Lipopolysaccharid (LPS)−bindendes Protein (LBP) im Plasma von gesunden Neugeborenen und Neugeborenen mit neonataler bak− terieller Infektion. Z Geburtshilfe Neonatol 2001, 205 (Suppl. 1): S26–S27. [34] Yu B, Wright SD: Catalytic properties of lipopolysaccharide (LPS) binding protein (LBP): Transfer of LPS to so− luble CD14. J Biol Chem 1996, 271, 4100–4105. [35] Gutsmann T, Müller M, Carroll SF, MacKenzie RC, Wiese A, Seydel U: Dual role of lipopolysaccharide (LPS)−binding protein in neutralization of LPS and enhancement of LPS−induced activation of mononuclear cells. Infect Immun 2001, 69, 6942–6950. [36] Pruchal M, Herold I, Zazula R, Dubska L, Dostal M, Hildebrand T, Hyanek J: Significance of lipopolysac− charide−binding protein (an acute phase protein) in monitoring critically ill patients. Critical Care 2003, 7, R154–R159. [37] Tobias PS, Soldau K, Ulevitch RJ: Identification of a lipid A binding site in the acute phase reactant lipopoly− saccharide−binding protein. J Biol Chem 1989, 264, 10867–10871. [38] Tobias PS, Soldau K, Ulevitch RJ: Isolation of a lipopolysaccharide−binding acute phase reactant from rabbit se− rum. J Exp Med 1986, 164, 777–793. [39] Morrison DC, Ryan LJ: Endotoxins and disease mechanisms. Ann Rev Med 1987, 38, 417–432. 134 M. MIERZCHAŁA, M. LIPIŃSKA−GEDIGA, G. DUREK [40] Rietschel ET, Brade H, Brade L, Brandenburg K, Schade U, Seydel U, Zahringer U, Galanos C, Luderitz O, Westphal O: Lipid A, the endotoxic center of bacterial lipopolysaccharides: relation of chemical structure to bio− logical activity. Prog Clin Biol Res 1987, 231, 25–53. [41] Wright SD, Ramos RA, Tobias PS, Ulevitch RJ, Mathison JC: CD14, a receptor for complexes of lipopolysac− charide (LPS) and LPS binding protein. Science 1990, 249, 1431–1433. [42] Tapping RI, Akashi S, Miyake K, Godowski PJ, Tobias PS: Toll−like receptor 4, but not Toll−like receptor 2, is a signaling receptor for Escherichia and Salmonella lipopolysaccharides. J Immunol 2000, 165, 5780–5787. [43] Berner R, Fürll B, Stelter F, Dröse J, Müller H−P, Schütt C: Elevated Levels of Lipopolysaccharide Binding Protein and Soluble CD14 in Plasma in Neonatal Early−Onset Sepsis. Clin Diag Lab Immun 2002, 9, 440–445. [44] Wright SD: CD14 and immune response to lipopolysaccharide. Science (Wash. DC), 1991, 252, 1321–1322. [45] Schröder NW, Heine H, Alexander C, Manukyan M, Eckert J, Hamann L, Göbel UB, Schumann RR: Li− popolysaccharide binding protein binds to triacylated and diacylated lipopeptides and mediates innate immune re− sponses. J Immun 2004, 173, 2683–2691. [46] Weber JR, Freyer D, Alexander C, Schroder NWJ, Reiss A, Kuster C, Pfeil D, Tuomanen E, Schumann RR: Recognition of pneumococcal peptidoglycan: an expanded, pivotal role for LPS binding protein. Immunity 2003, 19, 269–279. [47] Horwitz AH, Williams RE, Nowakowski G: Human lipopolysaccharide−binding protein potentiates bactericidal activity of human bactericidal/permeability−increasing protein. Infect Immun 1995, 63, 522–527. [48] Wright SD, Tobias PS, Ulevitch RJ, Ramos RA: Lipopolysaccharide (LPS) binding protein opsonizes LPS−be− aring particles for recognition by novel receptor on macrophages. J Exp Med 1989, 170, 1231–1241. [49] White ML, Ma JK, Birr CA, Trown PW, Carroll SF: Measurement of bactericidal/permeability−increasing pro− tein in human body fluids by sandwich ELISA. J Immunol Methods 1994, 167, 227–236. [50] Martin TR, Mathison JC, Tobias PS, Leturcq DJ, Moriarty AM, Maunder RJ, Ulevitch RJ: Lipopolysac− charide binding protein enhances the reponsiveness of alveolar macrophages to bacterial lipopolysaccharide. J Clin Invest 1992, 90, 2209–2219. [51] Pavcnik−Arnol M, Hojker S, Derganc M: Lipopolysaccharide−binding protein in critically ill neonates and chil− dren with suspected infection: comparison with procalcitonin, interleukin−6 and C−reactive protein. Intensive Ca− re Med 2004, 30, 1454–1460. Adres do korespondencji: Magdalena Mierzchała Katedra i Klinika Anestezjologii i Intensywnej Terapii AM ul. Chałubińskiego 1a 50−368 Wrocław e−mail: [email protected] Praca wpłynęła do Redakcji: 15.04.2005 r. Po recenzji: 24.06.2005 r. Zaakceptowano do druku: 19.07.2005 r. Received: 15.04.2005 Revised: 24.06.2005 Accepted: 19.07.2005
