Zastosowanie komórek macierzystych w terapii chorób

170
Alergia Astma Immunologia 2013, 18 (3): 000-000
Zastosowanie komórek macierzystych w terapii chorób
układu oddechowego – możliwości i nadzieje
The use of stem cells in the treatment of respiratory diseases
– Chances and hopes
DARIUSZ BORUCZKOWSKI1, AGNIESZKA KORYTOWSKA-NIKLAS2, ANNA BRĘBOROWICZ2
1
2
NZOZ – Polski Bank Komórek Macierzystych w Warszawie
Klinika Pneumonologii, Alergologii Dziecięcej i Immunologii Klinicznej Uniwersytetu Medycznego
w Poznaniu
Streszczenie
Summary
Obecnie, w XXI wieku, oprócz używanych już standardowo krwiotwórczych komórek macierzystych, coraz częściej zaczyna się stosować mezenchymalne komórki macierzyste.
Nowadays, in XXI century, in parallel with haematopoietic stem cells
used as a standard therapy, also mesenchymal stem cells have been
increasingly used for therapeutic purposes. Many medical reports which
describe medical applications of the mesenchymal stem cells more and
more often confirm a lot of possibilities of using them for the treatment
of diseases which have not been treated in that way heretofore. This applies also to the respiratory diseases. This paper reports some preliminary
examples of stem cells therapy in pulmonology.
Liczne artykuły medyczne, które opisują wyniki zastosowania powyższych komórek, coraz częściej potwierdzają możliwości ich zastosowania
również w chorobach do dzisiaj nimi nieleczonych.
Dotyczy to również chorób układu oddechowego.
W poniższym artykule zebrano klika przykładów wstępnych zastosowań
komórek macierzystych w pneumonologii.
Jednak dzisiaj, jeszcze na początku rozwoju terapii komórkami mezenchymalnymi, dalsze próby i badania są potrzebne, aby jednoznacznie
potwierdzić nowe możliwości tej metody leczenia.
Słowa kluczowe: krwiotwórcze komórki macierzyste, mezenchymalne
komórki macierzyste, choroby układu oddechowego
© Alergia Astma Immunologia 2013, 18 (3): 170-174
www.alergia-astma-immunologia.eu
Przyjęto do druku: 27.03.2013
Krwiotwórcze komórki macierzyste będące częścią
multipotencjalnych komórek macierzystych są stosowane
w standardowym leczeniu chorób krwi i nowotworów
u dzieci, zarówno w świecie jak i w Polsce. Mogą pochodzić
z jednego z następujących trzech źródeł: ze szpiku kostnego
(wykorzystywanego od grudnia 1989 roku), z mobilizowanej
farmakologicznie krwi obwodowej (wykorzystywanej od
1994) oraz od 2000 roku – z krwi pępowinowej.
Natomiast kwestią całkowicie otwartą pozostają jeszcze
możliwości wykorzystania powyższych źródeł komórek macierzystych w leczeniu chorób płuc. Na świecie prowadzi się
już takie badania i poniższy artykuł ma za zadanie je przybliżyć.
Yet today, still at the development phase of mesenchymal cells therapy,
further studies and clinical trials are needed to confirm this new option
of treatment.
Keywords: haematopoietic stem cells, mesenchymal stem cells,
respiratory diseases
Adres do korespondencji / Address for correspondence
Dr n. med. Dariusz Boruczkowski
NZOZ – Polski Bank Komórek Macierzystych
Ulica Grzybowska 2 / 41, 00-131 Warszawa
tel. 602 256 600
fax: 224364050
e-mail: [email protected]
Mezenchymalne komórki macierzyste
Badania szpiku kostnego przeprowadzone ponad 40 lat
temu [1] wykazały obecność populacji pochodzącej ze zrębu,
opisanej początkowo w 1976 roku jako „fibroblastic colonyforming units” [2] a następnie już jako pluripotencyjna mezenchymalna komórka macierzysta (Mesenchymal Stem Cell,
MSC) [3]. W latach 1999-2001, przy pomocy cytometrii przepływowej dla komórek tych jako typowe ustalono antygeny
CD73, CD 105, CD166, CD90 i CD29 oraz stwierdzono, że
w przeciwieństwie do komórek układu krwiotwórczego nie
posiadają antygenów CD34, CD 45, CD14 [4-6]. Późniejsze
i potwierdzone obecne badania porównawcze szpiku kostnego i krwi pępowinowej [7] wykazały, że komórki różniące
Boruczkowski D i wsp. Zastosowanie komórek macierzystych w terapii chorób układu...
171
się od KKM potrafią różnicować się w kolejne tkanki [5,8,9].
W badaniach doświadczalnych wykazano, że mezenchymalne
komórki macierzyste wspomagają wszczepienie, namnażanie
i różnicowanie przeszczepionych komórek krwiotwórczych.
Ponadto wykazują działanie immunosupresyjne, wpływając
na limfocyty T, komórki prezentujące antygen, komórki NK,
limfocyty B [10-12]. Dokładny mechanizm działania immunosupresyjnego nie został jak dotąd w pełni wyjaśniony,
prawdopodobnie ma on złożony charakter i jest wynikiem
wydzielania cytokin przeciwzapalnych, powodujących hamowanie proliferacji limfocytów T, indukcji komórek regulatorowych oraz procesów naprawczych w obrębie uszkodzonych
tkanek [13-15].
W przypadku innego uszkodzenia płuc, spowodowanego
śmiertelną dawką promieniowania uzyskano efekt wszczepienia się mysich, męskich MSC (transdukowanych przez
retrowirusa), pomiędzy komórki nabłonka płuc samic myszy.
Pozytywny efekt leczniczy został potwierdzony 3-4 tygodnie
po przeszczepieniu, poprzez ekspresję odpowiedniego białka
(spowodowaną przez powyższe wprowadzenie genu), nawet
11 miesięcy po podaniu komórek [28]. Pozostało jednak nadal
pytanie, dlaczego do naprawy uszkodzonego nabłonka płuc
potrzeba najpierw zróżnicowania się krążących w łożysku
naczyniowym komórek mezenchymalnych dawcy w komórki
nabłonka typu II, które dopiero po tym procesie wszczepiają
się pomiędzy nabłonek biorcy.
Obecnie dla celów klinicznych poszukuje się nowych źródeł
MSC. Kryteria ustalone przez International Society for Cellular
Therapy (ISCT) jakie musi spełniać populacja, żeby można ją
było uznać za populację macierzystych komórek mezenchymalnych są następujące:
Powyższe doniesienia dotyczące modeli zwierzęcych,
a przytoczone tylko w niewielkiej liczbie sugerują, że MSC
mogą mieć korzystny wpływ na płuca, chociaż mechanizmy
powodujące procesy naprawcze pozostają w większości jeszcze nieznane. Możliwe, że to jest właśnie główną przyczyną
ograniczonej ilości badań dotyczących pacjentów z chorobami płuc. Aktualnie w samych tylko Stanach Zjednoczonych
są prowadzone 224 granty naukowe dotyczące komórek
mezenchymalnych. Z tego jednak tylko pięć programów klinicznych dotyczyło lub dotyczy nadal, bezpośrednio klinicznej
pneumonologii [29]. Przedstawiono je poniżej.
1. przyleganie do tworzywa sztucznego w standardowych
warunkach hodowli,
2. ekspresja charakterystycznych antygenów (CD 105, CD73,
CD90) i brak antygenów CD45, CD34, CD14,
3. samopowielanie, różnicowanie w tkankę kostną, chrzęstna, mięśniową czy nerwową,
4. ułatwianie wszczepienia przeszczepionych komórek hematopoetycznych oraz działanie immunomodulujące [16].
Kryteria te spełniają nie tylko MSC pochodzące ze szpiku
kostnego, krwi pępowinowej ale również pozyskane z łożyska lub z galarety Whartona [17-20], które posiadają znacznie
większy potencjał proliferacyjny niż komórki pochodzące ze
szpiku [21]. Ostatnio (2007) MSC zostały wyizolowane nie
tylko z płuc dorosłych myszy [22], ale również z płuc noworodków (urodzonych przed 30 tygodniem życia) [23] oraz
z płynu uzyskanego po płukaniu drzewa oskrzelowego (bronchoalveolar lavage, BAL) u biorców przeszczepionych płuc.
Wyizolowane z organizmu biorcy komórki, w przypadku niezgodności płci pomiędzy biorcą i dawcą w 97% odpowiadały
płci biorcy [24].
Rośnie liczba prac demonstrujących na modelach zwierzęcych rolę MSC w leczeniu ostrych stanów zapalnych i włóknienia płuc. Podanie dotchawicze lub dożylne MSC myszom,
które otrzymały bezpośrednio wcześniej (grupa 1) lub 7 dni
wcześniej (grupa 2) dotchawiczo bleomycynę (BLM), zmniejszało kumulację kolagenu oraz stopień zwłóknienia płuc
[25]. Takie samo podanie MSC 4 godziny po dotchawiczym
podaniu endotoksyny E. coli w dawce 5 mg/kg, powodowało, w porównaniu z myszami nieleczonymi MSC, zmniejszenie
śmiertelności, zmniejszenie stanu zapalnego tkanek oraz stężenia mediatorów zapalnych (TNF-alfa) w płynie uzyskanym
z BAL-u. Efekt leczniczy nie zdołał być powtórzony w przypadku takiego samego podania fibroblastów lub MSC, które
znajdowały się w fazie apoptozy [26]. W kolejnym zwierzęcym modelu uszkodzenia płuc (spowodowanym przez wcześniejsze podanie monocrotaline), dotchawicze podanie MSC
uzyskanych ze szpiku kostnego obniżało nadciśnienie płucne
(pulmonary hypertension, HP), inne objawy uszkodzenia naczyń płucnych oraz hipertrofię prawego serca [27].
1. PROCHYMAL™ (Human Adult Stem Cells) for the Treatment of Moderate to Severe Chronic Obstructive Pulmonary Disease. W powyższym programie (NCT00683722)
trwają badania nad bezpieczeństwem wielokrotnych
podań „dorosłych” MSC, pacjentom w wieku 40-80 lat,
z umiarkowaną lub ciężką POChP, która jest uważana za
czwartą przyczynę zgonów w Stanach Zjednoczonych.
Kryteriami włączenia do tego programu są (wartości uzyskane po leku rozszerzającym oskrzela): FEV1/FVC<0,7;
FEV1% >30% i <70%, aktualne, minimum 10-letnie
palenie papierosów lub długotrwałe palenie papierosów
w przeszłości.
2. A Study to Evaluate the Potential Role of Mesenchymal
Stem Cells in the Treatment of Idiopathic Pulmonary Fibrosis (NCT01385644). Podstawowym celem tego badania
jest określenie możliwości leczniczych i bezpieczeństwa
MSC pochodzących z łożyska niespokrewnionego lub
spokrewnionego dawcy, niezgodnego lub zgodnego
w HLA. Ocenie po 6 miesiącach od podania MSC podlegają
parametry czynnościowe płuc, wyniki testu 6-minutowego
marszu (6MWD), parametry wymiany gazowej oraz obraz
radiologiczny.
3. Safety and Feasibility Study of Administration of Mesenchymal Stem Cells for Treatment of Emphysema
(NCT01306513). Zadaniem niniejszego programu jest
wykazanie bezpieczeństwa i możliwości w przypadku podawania pacjentom z rozedmą ich własnych (autologicznych) mezenchymalnych komórek macierzystych celem
naprawy tkanki płucnej.
4. Intratracheal Umbilical Cord-derived Mesenchymal
Stem Cells for Severe Bronchopulmonary Dysplasia
(NCT01207869). Celem programu jest ustalenie czy podawanie dotchawicze pochodzących ze sznura pępowiny
MSC przedwcześnie urodzonym noworodkom i niemow-
172
lętom (do 6 miesiąca życia) z ciężką dysplazją oskrzelowopłucną (bronchopulmonary dysplasia, BPD) jest bezpieczne
i efektywne.
Do programu włączone może być każde dziecko
z ciężką BPD, u którego konwencjonalna terapia: furosemid, teofilina, wentylacja oscylacyjna (High Frequency
Oscilation, HFO) zawiodła. Nie można włączyć do programu leczenia dzieci z wadami wrodzonymi oraz z objawami
ciężkiego krwawienia do komór mózgu.
5. Safety and Efficacy Evaluation of Pneumostem Treatment
in Premature Infants With Bronchopulmonary Dysplasia
(NCT01297205). Lek jest preparatem MSC pochodzących
z krwi pępowinowej. Badanie ocenia bezpieczeństwo
i skuteczność terapii. Leczone mogą być dzieci z ciężarem
urodzeniowym pomiędzy 500g i 1250g, urodzone pomiędzy 23 a 29 tygodniem życia płodowego, które nie mogą
samodzielnie oddychać, ale częstotliwość oddechu wspomaganego wynosi poniżej 12/minutę, a zawartość tlenu
w mieszaninie oddechowej poniżej 25%, z pogarszającą
się systematycznie wydolnością oddechową.
Przeciwwskazaniami do włączenia powyższego leczenia
są między innymi:
– wrodzone wady serca (z wyjątkiem przetrwałego przewodu tętniczego)
– ciężkie wady rozwojowe płuc (hipoplazja płuc, wrodzona przepuklina przeponowa)
– zespoły genetyczne (z. Patau’a, z. Downa) lub ciężkie
wady wrodzone
– wrodzone zakażenie
– CRP > 30 mg/dl; posocznica
– operacja chirurgiczna 72 godziny przed lub po podaniu
leku
– objawy ciężkiego krwawienia do komór mózgu
– czynne krwawienie z płuc.
Dysplazja oskrzelowo-płucna
Podstawą powyższych programów klinicznych stały się
o wiele wcześniejsze badania na modelach zwierzęcych. Dysplazja oskrzelowo-płucna jest przewlekłą chorobą płuc, która
występuje u przedwcześnie urodzonych noworodków i niemowląt, które wymagają wentylacji mechanicznej i tlenoterapii z powodu ostrej niewydolności oddechowej [30]. Choć
od pierwszego opisu ponad 40 lat temu, przebieg kliniczny
dysplazji zmienił charakter między innymi ze względu na
rosnące wykorzystanie prenatalnej kortykoidosteroidoterapii,
terapii surfaktantem oraz nowych strategii wentylacji mechanicznej [31] to jednak nadal choroba ta pozostaje istotnym
problemem klinicznym w neonatologii i pediatrii.
Dwie prace dotyczące pozytywnych skutków terapii MSC
donoszą o zmniejszeniu nasilenia zmian zapalnych w płucach
i o poprawie struktury płuc w modelach eksperymentalnych
BPD, wywołanej u gryzoni.
Van Haaften i wsp. (2009) wykazali pozytywny wpływ dotchawiczego podania MSC w postaci ochrony naczyń krwionośnych płuc i struktury pęcherzyków płucnych, poprawy wy-
Alergia Astma Immunologia 2013, 18 (3): 170-174
dolności wysiłkowej i zapobiegania nadciśnieniu płucnemu.
Co ważne, autorzy wykazali również, że hiperoksja zmniejsza
liczbę MSC w płucach i we krwi, co sugeruje, że zmniejszenie liczby endogennych MSC może być jedną z podstaw
mechanizmu BPD [32]. Podczas badania zaobserwowano,
że liczba wszczepionych komórek była nieproporcjonalnie
mała w stosunku do liczby podanych komórek. Pozwoliło to
na stwierdzenie, że nie mechanizm różnicowania komórek
i ich anatomiczna wymiana jest podstawą korzystnych wyników doświadczenia, lecz uwalnianie odpowiednich mediatorów z MSC jest najbardziej prawdopodobnym mechanizmem
ochrony płuc w tym modelu. Stosując podobny model uszkodzenia płuc (hiperoksja) Aslam i wsp. (2009) opisali nie tylko
podobny mechanizm ochrony płuc, ale dodatkowo przedstawili nowe wyniki dotyczące potencjalnych mechanizmów
tych zjawisk [33]. Po pierwsze badania wykazały, że dożylne
podanie MSC wkrótce po urodzeniu chroniło noworodki
myszy przed nasileniem zmian w wywołanym przez nadmiar tlenu uszkodzeniu płuc, co skutkowało zmniejszeniem
ogólnego stanu zapalnego, poprawą struktury pęcherzyków
płucnych i zmniejszeniem nadciśnienia płucnego. Po drugie
sugerowały, że parakrynne działania MSC poprzez uwolnienie
czynników immunomodulujących mają najważniejszy wpływ
na zmniejszenie uszkodzenia płuc i zachowanie ich struktury
w krytycznym okresie. Wykazując w powyższych artykułach
profilaktyczne działanie terapii MSC, autorzy postawili sobie
kolejne pytanie: czy ten sposób postępowania terapeutycznego będzie skutkował regeneracją płuc lub kontynuacją fizjologicznego dalszego ich rozwoju również w przypadku „późnego” leczenia BPD? Musi to zostać jeszcze sprawdzone.
Przeszczepienia tchawicy, oskrzeli, płuc
W nieodwracalnym uszkodzeniu układu oddechowego nie
zawsze lekarze decydowali się na procedurę przeszczepienia
całego płuca. W 2008 roku, lecząc pacjentkę Claudię Castillo,
matkę dwójki dzieci chorującą na zaawansowaną gruźlicę,
wykorzystując właściwości komórek macierzystych, zaplanowano wymianę części tchawicy oraz fragmentu głównego
oskrzela. Pierwszym etapem procedury było wyodrębnienie
kolagenowego rusztowania tchawicy, pobranej od dawcy.
Drugim – oklejenie rusztowania komórkami macierzystymi
pacjentki. Trzecim – operacyjna wymiana zniszczonego przez
gruźlicę fragmentu tchawicy i głównego oskrzela na nową
część układu oddechowego [36]. W przypadku o podobnej
lokalizacji zmian chorobowych, międzynarodowy zespół ze
Szwecji, Wielkiej Brytanii i Włoch poinformował o przeprowadzonej 9 czerwca 2011 transplantacji tchawicy wyhodowanej
w warunkach laboratoryjnych. 36-letni pacjent miał zaawansowany nowotwór tchawicy, który powodował nasilone
kłopoty z oddychaniem. Tym razem pierwszym etapem było
stworzenie całkowicie syntetycznego rusztowania w University College London (zespół profesora A. Seifaliana). Drugim
etapem (trwającym około 7 dni) było „oklejenie” rusztowania
komórkami macierzystymi pochodzącymi ze szpiku kostnego
pacjenta w Karolinska Instytut (zespół profesora P. Macchiariniego). Trzeci etap – operacyjny - polegał na usunięciu guza
w zakresie zdrowych tkanek i wszczepieniu nowego fragmentu tchawicy i oskrzela [37]. W leczeniu raka płuca interesujące
Boruczkowski D i wsp. Zastosowanie komórek macierzystych w terapii chorób układu...
wydają się inne badania (przeprowadzone na owcach), dotyczące zastąpienia oskrzela pośredniego przez naczynie krwionośne wzmocnione silikonowym stentem. Pozytywne wyniki
potwierdzają nowe możliwości leczenia pozwalające uniknąć
pneumonektomii [38].
Według Krajowej Listy Oczekujących na Przeszczepienie
prowadzonej przez Centrum Organizacyjno-Koordynacyjne
do spraw Transplantacji – Poltransplant, w roku 2011 na
transplantację płuc, pomimo przeprowadzonych do końca
listopada 14 przeszczepień, czekało od 27 do 31 osób,
a na transplantację płuc i serca od 4 do 7 osób w każdym
miesiącu [39]. Pierwsza na świecie transplantacja płuc została przeprowadzona już w 1963 roku [40). Pierwszego
udanego jednoczesnego przeszczepu serca i płuc w Polsce
dokonał w 2001 roku prof. Marian Zembala. Dwa lata później, w 2003r. w Zabrzu przeszczepiono pojedyncze płuco,
a w 2005r. dokonano pierwszego przeszczepienia obu płuc.
W styczniu 2011 roku, lekarze ze Śląskiego Centrum Chorób
Serca w Zabrzu, przeszczepili jako pierwsi w Polsce, płuca
choremu na mukowiscydozę. Wśród pacjentów kwalifikujących się do przeszczepienia płuc chorzy na mukowiscydozę
stanowią najtrudniejszą grupę. Dlatego alternatywą wydają
się być badania dotyczące terapii komórkami charakteryzującymi się ekspresją białka CFTR (cystic fibrosis transmem-
173
brane conductance regulator) [41-44] lub badania dotyczące budowy in vitro sztucznych płuc. Jak dotąd badano
tylko czy zwierzęca tkanka płucna może być regenerowana
w warunkach in vitro. Płuca dorosłych szczurów poddano procedurze, która usunęła składniki komórkowe, ale
pozostawiła po sobie rusztowanie macierzy zewnątrzkomórkowej, która zachowała struktury i rozgałęzienia dróg
oddechowych i układu naczyniowego. Następnie użyto
bioreaktora do hodowli komórek nabłonka płuc i komórek
śródbłonka naczyniowego. Wszystkie materiały biologiczne
odpowiednio połączono uzyskując sztuczne płuca, które
zostały wszczepione szczurom in vivo, na krótki czas – od
45 do 120 min. Wszczepione płuca brały udział w wymianie gazowej. Chociaż powyższe badania stanowią dopiero
pierwszy krok w kierunku ostatecznego utworzenia w pełni
funkcjonalnych płuc in vitro, wyniki te sugerują, że połączenie komórek macierzystych ze strukturą zewnątrzkomórkową może być realną strategią dla regeneracji płuc [45].
Niniejsza praca jest jedynie fragmentarycznym przedstawieniem tematu i próbą zwrócenia uwagi na kierunki
rozwoju nauki zmierzającej do wykorzystania nowych
możliwości, jakie dają komórki macierzyste w rekonstrukcji
i terapii schorzeń układu oddechowego.
Piśmiennictwo
1.
Friedenstein AJ, Petrakova KV, Kurolesova AI i wsp. Heterotopic
of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and
hematopoietic tissues. Transplantation 1968; 6: 230-47.
2.
Friedenstein AJ, Gorskaja JF, Kulagina NN. Fibroblast precursors
in normal and irradiated mouse hematopoietic organs. Exp Hematol 1976; 4: 267-74.
3.
Caplan AI. Osteogenesis imperfecta, rehabilitation medicine,
fundamental research and mesenchymal stem cells. Connect
Tissue Res 1995; 31: S9-S14.
4.
Barry FP, Boynton RE, Haynesworth S i wsp. The monoclonal
antibody SH-2, raised against human mesenchymal stem cells,
recognize an epitope on endoglin (CD105). Biochem Biophys
Res Commun 1999; 265: 134-9.
12.
Maitra B, Szekely E, Gjini K i wsp. Human mesenchymal stem
cells support unrelated donor hematopoietic stem cells and
suppress T-cell activation. Bone Marrow Transplant 2004; 33:
597-604.
13.
Meisel R, Zibert A, Laryea M i wsp. Human bone marrow stromal cells inhibit allogeneic T-cell responses by indoleamine 2,3dioxygenase-mediated tryptophan degradation. Blood 2004;
103: 4619-21.
14.
Aggarwal S, Pittenger MF. Human mesenchymal stem cells
modulate allogeneic immune cell responses. Blood 2005; 105:
1815-22.
15.
Le Blanc K, Ringden O. Immunobiology of human mesenchymal
stem cells and future use in hematopoietic stem cell transplantation. Biol Blood Marrow Transplant 2005; 11: 321-34.
16.
Dominici M, Le Blanc K, Mueller I i wsp. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International
Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy
2006; 8: 315-17.
5.
Deans RJ, Moseley AM. Mesenchymal stem cells: biology and
potential clinical uses. Exp Hematol 2000; 28: 875-84.
6.
Barry F, Boynton R, Murphy I i wsp. SH-3 and SH-4 antibodies recognized distinct epitopes on CD73 from human mesenchymal
stem cells. Biochem Biophys Res Commun 2001; 289: 519-24.
7.
Kögler G, Sensken S, Airey J i wsp. A new Human Somatic Stem
Cell from Placental Cord Blood with Intrinsic Pluripotent Differentiation Potential. J Exp Med 2004; 200: 123-35.
17.
Wang HS, Hung SC, Peng ST i wsp. Mesenchymal stem cells in
the Wharton’s jelly of the human umbilical cord. Stem Cells
2004; 22: 1330-7.
8.
Koc ON, Lazarus HM. Mesenchymal Stem Cells : heading into
the clinic. Bone Marrow Transplant 2001; 27: 235-9.
18.
9.
Mc Guckin CP, Forraz N, Alouard Q i wsp. Umbilical cord blood
stem cells can expand hematopoietic and neuroglial progenitors in vitro. Exp Cell Res 2004; 295: 350-9.
Fukuchi Y, Nakajima H, Sugiyama D i wsp. Human placentaderived cells have mesenchymal stem/progenitor cell potential.
Stem Cells 2004; 22: 649-58.
19.
10.
Tse WT, Pendleton JD, Beyer WM i wsp. Suppression of allogeneic T-cell proliferation by human marrow stromal cells: implications in transplantation. Transplantation 2003; 75: 389-97.
Bieback K, Kern S, Kluter H i wsp. Critical parameters for the
isolation of mesenchymal stem cells from umbilical cord blood.
Stem Cells 2004; 22: 625-34.
20.
11.
Krampera M, Glennie S, Dyson J i wsp. Bone marrow mesenchymal stem cells inhibit the response of naive and memory
antigen-specific T cells to their cognate peptide. Blood 2003;
101: 3722-9.
Klopp AH, Gupta A, Spaeth E i wsp. Concise review: Dissecting
a discrepancy in the literature: do mesenchymal stem cells support or suppress tumor growth? Stem Cells 2011; 29: 11-19.
21.
Mitchell KE, Weiss ML, Mitchell BM i wsp. Matrix cells from
Wharton’s jelly form neurons and glia. Stem Cells 2003; 21: 5060.
174
Alergia Astma Immunologia 2013, 18 (3): 170-174
22.
Summer R, Fitzsimmons K, Dwyer D i wsp. Isolation of an adult
mouse lung mesenchymal progenitor cell population. Am J Respir Cell Mol Biol 2007; 37: 152-9.
33.
Aslam M, Baveja R, Liang OD i wsp. Bone marrow stromal cells
attenuate lung injury in a murine model of neonatal chronic
lung disesase. Am J Respir Crit Care Med 2009; 180: 1122-30.
23.
Hennrick KT, Keeton AG, Nanua S i wsp. Lung cells from neonates show a mesenchymal stem cell phenotype. Am J Respir Crit
Care Med 2007; 175: 1158-64.
34.
Abman SH, Matthay MA. Mesenchymal Stem Cells for the Prevention of Bronchopulmonary Dysplasia. Delivering the Secretome. Am J Respir Crit Care Med 2009; 180: 1039-41.
24.
Lama VN, Smith L, Badri L i wsp. Evidence for tissue-resident
mesenchymal stem cells in human adult lung from studies of
transplanted allografts. J Clin Invest 2007; 117: 989-96.
35.
Polak DJ. The use of stem cells to repair the injured lung. Br Med
Bull 2011; 99: 189-97.
36.
25.
Ortiz LA, Gambelli F, McBride C i wsp. Mesenchymal stem cell
engraftment in lung is enhanced in response to bleomycin
exposure and ameliorates its fibrotic effects. Proc Natl Acad Sci
USA 2003; 100: 8407-11.
Machiarini P, Junnebluth P, Go T i wsp. Clinical transplantation
of a tissue-engineered airway. The Lancet 2008; 372: 2023-30.
37.
Jungebluth P, Alici E, Baiguera S i wsp. Tracheobronchial transplantation with a stem-cell-seeded bioartificial nanocomposite:
a proof-of-concept study. The Lancet 2011; 378: 1997-2004.
38.
Radu DM, Sequin A, Bruneval P i wsp. Bronchial Replacement
with arterial allografts. Ann Thorac Surg 2010; 90: 252-8.
39.
http://www.poltransplant.org.pl/statystyka_2011.html.
40.
Kotloff RM, Thabut G. Lung transplantation. Am J Resp Crit Care
Med 2011; 184: 159-71.
41.
Weiss DJ, Berberich MA, Borok Z i wsp. Adult stem cells, lung
biology and lung disease. Proc Am Thorac Soc 2006; 3: 193207.
42.
Loi R, Beckett T, Goncz K i wsp. Limited Restoration of Cystic Fibrosis Lung Epithelium In Vivo with Adult Bone Marrow-derived
Cells. Am J Respir Crit Care Med 2006; 173: 171-9.
43.
Sueblinvong V, Loi R, Eisenhauer P. Derivation of Lung Epithelium from Human Cord Blood–derived Mesenchymal Stem Cells.
Am J Respir Crit Care Med 2008; 177: 701-11.
44.
Weiss DJ, Kolls JK, Ortiz LA i wsp. Stem Cells and Cell Therapies
in Lung Biology and Lung Diseases, Proc Am Thorac Soc 2008;
5: 637-67.
45.
Petersen TH, Calle EA, Zhao L i wsp. Tissue-engineered lungs for
in vivo implantation. Science 2010; 329: 538-41.
26.
27.
Gupta N, Su X, Popov B i wsp. Intrapulmonary delivery of bone
marrow-derived mesenchymal stem cells improves survival and
attenuates endotoxin-induced acute lung injury in mice. J Immunol 2007; 179: 1855-63.
Baber SR, Deng W, Master RG i wsp. Intratracheal mesenchymal
stem cell administration attenuates monocrotaline-induced
pulmonary hypertension and endothelial dysfunction. Am
J Physiol Heart Circ Physiol 2007; 292: H1120-H1128.
28.
Grove JE, Lutzko C, Priller J i wsp. Marrow-derived cells as vehicles for delivery of gene therapy to pulmonary epithelium. Am
J Respir Cell Mol Biol 2002; 27: 645-51.
29.
www.clinicaltrials.gov
30.
Northway WH Jr, Rosan RC, Porter DY. Pulmonary disease following respiratory therapy of hyaline membrane disease. N Engl J
Med 1967; 276: 357-68.
31.
Jobe AH, Bancalari E. Bronchopulmonary dysplasia. Am J Respir
Crit Care Med 2001; 163: 1723-9.
32.
van Haaften T, Bryne R, Bonnet S i wsp. Airway delivery of
mesenchymal stem cells prevents arrested alveolar growth in
neonatal lung injury in rats. Am J Respir Crit Care Med 2009;
180: 1131-42.