Wybrane aspekty budowy, taksonomii oraz biologii rozwoju

716
Med. Weter. 2013, 69 (12)
Artykuł przeglądowy
Review
Wybrane aspekty budowy, taksonomii oraz biologii
rozwoju mikrosporydiów z rodzaju Nosema
ANETA A. PTASZYŃSKA, WIESŁAW MUŁENKO
Zakład Botaniki i Mykologii, Instytut Biologii i Biochemii, Wydział Biologii i Biotechnologii,
Uniwersytet Marii Curie-Skłodowskiej w Lublinie, ul. Akademicka 19, 20-033 Lublin
Ptaszyńska A. A., Mułenko W.
Selected aspects of the structure, development, taxonomy and biology
of microsporidian parasites belonging to the genus Nosema
Summary
Nosemosis, is caused by two microsporidian species: Nosema apis and N. ceranae. In the last decade there has
been rapid development and spread of bee diseases, creating serious problems for bee keeping management. The
above situation requires a substantial increase in the intensity of research, which would result in a successful
means of combating the disease with no risk to the host organism.
In recent years, a number of studies were conducted providing new knowledge about the disease, dealing
with important issues related to the development, epidemiology and treatment of bees. However, despite this
it remains unclear as to the real nature of the organisms that cause nosemosis, nor what is their structure and
biology.
The issues raised above have obligated the authors to a brief summary of current knowledge both about
the disease, as well as its perpetrators. It has been proposed to amend certain terms that should be used when
describing the structures and phenomena associated with pathogenic species and the course of the process
of pathogenesis. The article draws attention to some important issues that summarize and organize existing
knowledge, also indicates problems which should be the subject of future research.
Keywords: Nosema apis, Nosema ceranae, nosemosis, structure, development, taxonomy, development and
spread of bee diseases
Mikrosporydiozy, czyli choroby powodowane przez
mikrosporydia, zaczęto intensywnie badać w latach
80. ubiegłego wieku, co związane było ze wzmożonymi badaniami dotyczącymi rozprzestrzeniania się
AIDS, przy prowadzeniu których zaczęto izolować
sprawców także innych chorób człowieka. Okazało
się, że zarówno gatunki z rodzaju Nosema, jak też
inne mikroorganizmy z grupy mikrosporydiów stwarzają poważne zagrożenie chorobowe nie tylko dla
bezkręgowców, w tym głównie owadów, ale także
skorupiaków i zwierząt kręgowych. Większość z nich
to organizmy wyspecjalizowane w kierunku pasożytowania na przedstawicielach określonego gatunku
lub na gatunkach spokrewnionych, należących do
określonego rodzaju lub rodziny. Część gatunków
należy jednak do pasożytów oportunistycznych, infekujących także człowieka (58). Jedyna syntetyczna
praca przeglądowa dotycząca mikrosporydiów ukazała
się w 1999 r. (102). Od tamtego czasu opublikowano
szereg artykułów i rozdziałów w większych opracowaniach dotyczących tej grupy organizmów, jednak na
pełną aktualizację wiedzy wciąż czekamy.
Nosemoza jest chorobą pszczół, której nazwa polska
pochodzi od łacińskiej nazwy rodzajowej organizmów
ją wywołujących, czyli grzybów z rodzaju Nosema.
Jest to groźna, szybko rozprzestrzeniająca się choroba
zakaźna o charakterze inwazyjnym. W epidemiologii
sytuację tego typu określa się mianem pandemii, co
oznacza niekontrolowany rozwój choroby obejmujący duże obszary, np. kraje lub nawet kontynenty.
W przypadku chorób zwierząt uściśleniem tego terminu jest nazwa panzoocja (lub epizoocja). Wyniki
badań wskazują, że z nosemozą należy wiązać „zespół
masowego ginięcia rodzin pszczelich” (CCD, Colony
Collapse Disorder).
Nosemoza, w rozumieniu choroby odnoszącej się
do pszczół, wywoływana jest przez dwa gatunki mikrosporydiów: Nosema apis i N. ceranae. W ostatniej
dekadzie nastąpił gwałtowny rozwój oraz rozprzestrzenienie chorób pszczół, stwarzając poważne problemy
związane z utrzymaniem zdrowych populacji tych
owadów. Sytuacja powyższa wymaga zdecydowanego
zwiększenia intensywności badań, których wynikiem
byłaby skuteczna walka z chorobą, przy braku zagrożenia dla samych organizmów żywicielskich.
W ostatnich latach wykonano wiele szczegółowych
badań dostarczających nowej wiedzy na temat omawianej choroby, powstały też liczne prace przeglądowe,
Med. Weter. 2013, 69 (12)
poruszające ważne zagadnienia związane z rozwojem,
epidemiologią i leczeniem zakażonych organizmów.
Pomimo to nie do końca wiadomo, czym są organizmy
powodujące nosemozę, jaka jest ich budowa i biologia. Poważnych trudności nastręcza m.in. uzyskanie
czystych kultur laboratoryjnych, które byłyby punktem wyjścia do rozpoczęcia bardziej precyzyjnych
badań. Nie do końca opracowane są także względnie
proste metody identyfikacji podstawowych gatunków
wywołujących tę chorobę. Ogranicza to lub wręcz
uniemożliwia prowadzenie skutecznej walki z chorobami pszczół.
Poruszona powyżej problematyka zobligowała autorów do krótkiego podsumowania dotychczasowej
wiedzy zarówno o samej chorobie, jak też o jej sprawcach. Przygotowując artykuł zaproponowano zmianę
niektórych określeń, które powinny być używane
podczas opisywania struktur i zjawisk związanych
z budową gatunków patogenicznych oraz przebiegiem
procesu patogenezy. W artykule nie poruszono kwestii,
które byłyby rozwiązaniem istniejących problemów.
Zwrócono raczej uwagę na kilka spraw podsumowujących lub porządkujących dotychczasową wiedzę oraz
wskazano problemy, które powinny stać się przedmiotem przyszłych badań.
Rozprzestrzenienie nosemoz
Pierwszy organizm należący do rodzaju Nosema
(i jednocześnie pierwszy gatunek z grupy mikrosporydiów) opisał Nägeli w 1857 r. jako Nosema bombycis,
wywołujący chorobę jedwabników zwaną pebryną
(lub chorobą pieprzową). W połowie XVII w. spowodowała ona duże straty w hodowlach we Francji oraz
Włoszech. Ówcześni badacze nie byli jednak w stanie
określić jej przyczyn i dopiero rozwój mikroskopii
pozwolił zaobserwować zarodniki oraz opisać nową
grupę organizmów. Nägeli uznał odkryty przez siebie
organizm za grzyb drożdżopodobny i przyporządkował
go do starej jednostki taksonomicznej będącej w randze klasy, zwanej Schizomycetes, w obrębie bakterii.
W późniejszym okresie uznano je jednak za najbardziej
pierwotne organizmy eukariotyczne w grupie Protozoa
(protozoans) (99). Dalsze badania, w tym głównie
molekularne, oparte na analizie sekwencji kilkunastu
genów wykazały, że zbliżone są raczej do grzybów (25,
49, 98). Odkryto u nich również organelle podobne do
mitochondriów (48, 50, 51).
Pierwszy opis nosemozy pszczół pochodzi z 1909 r.
(104). Początkowo choroba ta powodowana była
wyłącznie przez N. apis, jednakże w 1996 r. opisano
kolejny gatunek, N. ceranae (27) porażający pszczoły
gatunku Apis cerana, które występują endemiczne
w gorącym i wilgotnym klimacie Azji. Pierwsze naturalne zakażenie Apis mellifera powodowane przez
ten gatunek odnotowano wśród pszczół utrzymywanych na Tajwanie (46), a następnie w Europie (39).
Kolejne doniesienia dotyczyły USA (17, 18) oraz
Chin i Wietnamu (59). W Polsce pierwsze informacje
717
o chorobie opublikowali Topolska i wsp. (91, 92). Do
infekcji pszczół powodowanych przez N. ceranae
dochodziło w Europie już co najmniej od 10 lat, gdyż
po przebadaniu pszczół gromadzonych jako próby
do analiz laboratoryjnych okazało się, że patogen był
izolowany z osobników przechowywanych od 1995 r.
w Polsce (91) i od 1998 r. w Finlandii (75). Uważa
się, że N. ceranae w klimacie umiarkowanym atakuje
pszczoły miodne późnym latem i przyczynia się do ich
masowego ginięcia.
N. ceranae określana jest pasożytem „elastycznym”,
wykazującym dużą zdolność adaptacyjną zarówno do
warunków mikroklimatycznych, jakie panują w ciele
różnych gatunków żywicielskich, jak też do warunków
środowiskowych. Oprócz Apis cerana i A. mellifera
poraża on również inne gatunki pszczół – A. dorasta,
A. florea, A. koschevnikovi (11, 14) oraz kilka gatunków
trzmieli (76), u których nie zaobserwowano zakażeń
wywołanych Nosema apis.
Podczas badań genetycznych wykazano tylko niewielkie zróżnicowanie fragmentu SSUrRNA u N. ceranae, wyizolowanego z różnych gatunków zakażonych
pszczół, a także z różnych lokalizacji. Wskazuje to na
ważną właściwość, jaką jest brak barier w transmisji
tego patogena pomiędzy różnymi gatunkami pszczół
(14, 45). Fakt, że N. ceranae wykazuje wyższą kompetencję po wprowadzeniu do nowego środowiska,
może sugerować, że gatunek ten wykształcił lepsze
mechanizmy ucieczki przed układem odpornościowym
gospodarza oraz że rozwija się i rozmnaża szybciej
niż N. apis.
Istnieją też inne różnice pomiędzy tymi dwoma
gatunkami. Zakażenia wywoływane przez N. apis
wykazują wyraźne zwiększenie stopnia zakażenia
pszczół jesienią i wiosną (6, 44). N. ceranae natomiast
nie wykazuje podobnych tendencji, porażając pszczoły przez cały sezon z podobną intensywnością (31,
64, 88).
Niektóre wyniki badań wskazują, że N. ceranae wypiera N. apis w obrębie populacji pszczół europejskich (16, 56, 62). W Niemczech natomiast patogenem częściej wykrywanym wśród rodzimych rodzin
pszczelich jest ciągle N. apis (32). Sprawa jest więc
dyskusyjna i wymaga znacznie bardziej dokładnych
badań w zakresie konkurencji pomiędzy samymi
patogenami, w walce o żywiciela. Z jednej strony,
wypieranie jednej populacji patogena przez drugą jest
możliwe i być może proces ten obecnie się rozwija.
Jest to częsty przypadek w grupie pasożytów roślin,
gdzie zarówno gatunki azjatyckie, jak i amerykańskie
eliminują rodzime populacje środkowoeuropejskie
(68). Z drugiej strony, sprawa wymaga jednak dokładniejszych badań, gdyż nie jest wykluczone, że
istnieją populacje rodzime, które są oporne na obcy
gatunek lub też inne czynniki, które wzmagają konkurencyjność populacji lokalnych. Wydaje się, że
jest to jeden z ważniejszych, przyszłych problemów
badawczych.
718
Budowa, identyfikacja oraz klasyfikacja
taksonomiczna rodzaju Nosema
Gatunki należące do rodzaju Nosema to organizmy eukariotyczne, diploidalne w każdej fazie cyklu
życiowego i rozmnażające się w sposób bezpłciowy,
występujące w postaci pojedynczych zarodników
(spor) o specyficznej budowie (ryc. 1). Zarodnik jest
tu jedynym łatwo rozpoznawalnym stadium cyklu
życiowego. Z tego powodu nosemozę pszczół, jak
również choroby wywoływane przez inne mikrosporydia diagnozuje się głównie na podstawie obecności
zarodników w rozcierach.
Nie tylko gatunki z rodzaju Nosema, ale także cała
grupa mikrosporydiów to organizmy silnie wyspecjalizowane w kierunku obligatoryjnego, wewnętrznego
pasożytowania na innych eukariontach. Genomy
mikrosporydiów są najmniejsze spośród wszystkich
organizmów eukariotycznych i odpowiadają wielkością genomom bakterii, również ich rybosomy są typu
prokariotycznego (70S). Wielkość genomu mikrosporydiów wynosi średnio ok. 3000 kpz, w tym ok. 2000
to potencjalne regiony kodujące białka. W przypadku
N. ceranae wielkość genomu szacuje się na ok. 7800
kpz (21). U innych Eukaryota genomy są większe, np.
u Saccharomyces cerevisiae wynosi 12 800 kpz (w tym
ok. 6 tys. genów), natomiast u człowieka 3 000 000
kpz (30-35 tys. genów). Wśród Prokaryota organizmy
patogeniczne, jakimi są mykoplazmy (Mycoplasma
spp.), posiadają genom o wielkości 600 kpz (w tym
ok. 500 genów), natomiast genom Escherichia coli to
4700 kpz (4000 genów), a Mesorhizobium loti 8000
kpz (7000 genów).
Cechy te powodują, że Nosema spp. to grupa o niepewnym statusie taksonomicznym, a niektóre cechy
utrudniają poznanie ich pozycji filogenetycznej. Wyniki
najnowszych badań molekularnych wskazują na klasyfikację mikrosporydiów wśród grzybów (Fungi,
Mycota). Wiele starszych prac włączała je jednak do
królestwa Protozoa, jako kryptofity (Cryptophyta) czy
cercozoa (Cercozoa), do których zaliczane są ameby
i wiciowce oraz gatunki pasożytnicze z innych grup.
Budowa zarodników
Morfologia. Podstawową strukturą służącą identyfikacji gatunków z rodzaju Nosema, podobnie jak i innych organizmów zaliczanych do mikrosporydiów, są
zarodniki. Pod względem budowy zarodników obydwa
gatunki (N. apis i N. ceranae) różnią się jednak w niewielkim stopniu, zwłaszcza podczas standardowych
obserwacji pod mikroskopem optycznym. Zarodniki
N. apis mają wymiary 4-6 µm długości oraz 2-4 µm
szerokości, podczas gdy N. ceranae, odpowiednio,
3,3-5,5 µm i 2,3-3,0 µm (27, 41). Największe zarodniki N. ceranae mieszczą się w zakresie rozmiarów
mniejszych zarodników N. apis, tylko ich kształt jest
mniej symetryczny i bardziej zróżnicowany (38). To
w znacznym stopniu utrudnia identyfikację obydwu
gatunków tylko w oparciu o tę cechę. Ostatnio wy-
Med. Weter. 2013, 69 (12)
Ryc. 1. Schemat budowy zarodnika Nosema sp. wykonany na
podstawie ilustracji zawartych w książce „The Microsporidia
and Microsporidiosis” pod red. M. Wittner i L. M. Weiss (102)
(rys. E. Kozak):
Objaśnienia: 1 – dysk kotwiczący (anchoring disc; czasem,
przed wystrzeleniem nici biegunowej, nazywany jest workiem
biegunowym, polar sac); 2 – egzospora lub egzosporium (exospore, exosporium); 3 – endospora lub endosporium (endospore,
endosporium); 4 – błona cytoplazmatyczna (plasma membrane);
5 – polaroplast lameralny (lameral polaroplast); 6 – polaroplst
tubularny (tubular polaroplast); 7 – włókno biegunowe (polar
filament, po wystrzeleniu nazywane nicią biegunową, polar
tube); 8 – aparat jądrowy, złożony z dwu blisko siebie położonych jąder (diplokarya, binucleate); 9 – wakuola tylna (posterior
vacuole)
kazano jednak, że obraz morfologicznej struktury
zewnętrznej zarodników, tj. skulptura (urzeźbienie) ich
ściany komórkowej widoczna podczas analizy obrazu
w elektronowym mikroskopie skaningowym może być
przydatna do identyfikacji (79).
Ściana komórkowa. Zarodniki chronione są przez
sztywną dwuwarstwową ścianę komórkową, która jest
przyczyną wysokiej odporności zarodników na wiele
czynników środowiskowych, pozwalając przetrwać
tym organizmom w środowisku zewnętrznym nawet
kilka lat. Zewnętrzna warstwa nazywana jest „egzosporą” (exospore), wykazuje dużą gęstość elektronową,
natomiast warstwa wewnętrzna „endospora” (endospore) jest elektronowo rzadka. Ściana komórkowa
jest jednolita i proporcjonalnie dość gruba na całym
obwodzie zarodnika, z wyjątkiem części szczytowej,
gdzie mieści się aparat ekstruzyjny służący do wyrzucania nici biegunowej.
Med. Weter. 2013, 69 (12)
Omawiając budowę ściany komórkowej należałoby
zwrócić uwagę na pewne nieścisłości związane z informacjami podawanymi na temat ogólnej budowy
zarodników. Po pierwsze, ściana komórkowa zarodników składa się z dwóch warstw zwanych egzosporą
i endosporą. Nie są to nazwy błędne i często występują w literaturze, ale w chwili obecnej powinny być
raczej zmieniane na endosporium i egzosporium (55),
obydwa terminy (egzospora, endospora) odnoszą się
bowiem do sposobu powstawania zarodników, a nie do
budowy ścian komórkowych. Po drugie, opisy budowy ścian komórkowych gatunków z rodzaju Nosema
są w dalszym ciągu dość pobieżne, chociaż budowa
ścian innych przedstawicieli mikrosporydiów jest
względnie dobrze poznana. Biorąc pod uwagę dane,
które charakteryzują inne rodzaje organizmów z tej
grupy, można przyjąć, że grubość warstwy zewnętrznej
(egzosporium) wynosi ok. 200 nm i składa się głównie
z białek, natomiast grubości warstwy wewnętrznej
(endosporium) ok. 100 nm i jest ona zbudowana
z białek i α-chityny. Warstwa wewnętrzna tworzona
jest sukcesywnie podczas wzrostu zarodnika, aż do
jego dojrzałości (97).
Budowa ściany komórkowej powinna być poddana szczegółowym badaniom, gdyż nasuwają się
pewne wątpliwości i pytania dotyczące jej struktury.
Jeśli organizmy te zaliczamy do grzybów, to należy
pamiętać, że budowa ściany komórkowej grzybów
jest już bardzo dobrze poznana. Jest to ściana dość
cienka, ale wielowarstwowa, a każda warstwa składa
się ze ściśle określonych związków chemicznych (np.
chityny, chitozanu, glukanów itp.). Niektóre grupy, np.
obligatoryjnie symbiotyczne Glomeromycota mają
wyjątkowo skomplikowaną budowę ściany zarodnika, ale przy tym także doskonale zbadaną, dlatego
podobne badania powinny być wykonane także dla tej
grupy organizmów. Ważne jest przy tym, czy ściana
komórkowa jest rzeczywiście wielowarstwowa (czyli
podobna do komórki grzybowej, do której to grupy
zalicza się te organizmy), czy może jednak tworzy
osłonę protoplastu na kształt grubego, białkowo-chitynowego pancerza, co sugerowałoby przynależność
do jakiejś innej grupy organizmów, chociaż obecnie
nieokreślonej. Doświadczenia laboratoryjne związane
z miażdżeniem zarodników (w tym ścian komórkowych) w niskich temperaturach wskazują na jej warstwowy rozpad (97).
Dokładne badania biochemiczne ścian komórkowych są ważne nie tylko ze względów poznawczych,
ale także praktycznych. Mogą być punktem wyjścia do
stworzenia prostych, ale czułych testów identyfikacyjnych (diagnostycznych), mających na celu rozpoznawanie poszczególnych gatunków patogenów, a tym
samym lepsze zgłębienie samego procesu patogenezy,
walki z chorobami, a być może także zrozumienie
zróżnicowanego zachowania się pszczół porażonych
różnymi gatunkami pasożytów.
Ściana komórkowa sama w sobie nie jest materią
martwą, lecz miejscem lokalizacji wielu różnych
719
związków organicznych (białek, enzymów) oraz
nieorganicznych. Pierwsze reakcje rozpoznawcze,
jakie zachodzą pomiędzy patogenem i żywicielem,
dotyczą związków zlokalizowanych w zewnętrznych
warstwach komórki, m.in. właśnie w ścianach komórkowych. W tym względzie dobrze rozpoznane
są tzw. elicytory roślinne (elicitors), które wzbudzają
reakcje odpornościowe roślin podczas infekcji patogenem grzybowym (89). Obligatoryjność związku
patogenicznego czy specjalizacja względem żywiciela
związana jest m.in. z wybiórczością, czyli reakcjami
eliminującymi diaspory innych gatunków powszechnie
występujących w środowisku. Jak się wydaje, powodzenie procesu zakażenia organizmów żywicielskich
także zależy od „rozpoznania” środowiska, w którym
w danym momencie znajdują się zarodniki gotowe
do infekcji.
Protoplast. Pod endosporium znajduje się jednolita
błona komórkowa (plazmalemma), która otacza wnętrze zarodnika, czyli protoplast. Można go podzielić
na dwie funkcjonalne części:
1. Pierwsza część protoplastu to tzw. sporoplazma
(sporoplasm), której głównym elementem jest aparat
jądrowy, składający się z dwóch ściśle do siebie przylegających jąder. W niektórych artykułach publikowanych w języku polskim określa się je mianem jąder
sprzężonych, czyli dikariotycznych. Budowa jądra
komórkowego to kolejna, nie do końca poznana cecha
omawianej grupy mikrosporydiów, ale określenie „dikariotyczny” nie jest tutaj odpowiednie. Jądra dikariotyczne są charakterystyczne dla grzybów właściwych
(wyższych), czyli dla podstawczaków (Basidiomycota)
oraz workowców (Ascomycota). Dikariofaza tworzy
się w wyniku procesu płciowego, u podstawczaków
w procesie somatogamii, a u workowców w procesie gametangiogamii. Po plazmogamii nie następuje
jednak kariogamia, lecz dwa jądra ustawiają się obok
i po kolejnych podziałach mitotycznych przekazywane są do powstających komórek. Oba jądra (do czasu
kariogamii) są haploidalne. Jest to stadium, którego
dotychczas nie stwierdzono u żadnej innej grupy
organizmów. Z powyższych powodów wymienione
grupy grzybów zalicza się w obecnej systematyce do
podkrólestwa Dikarya w królestwie Fungi (37).
U gatunków z rodzaju Nosema komórki są diploidalne, ale procesu płciowego dotychczas nie stwierdzono,
więc nie jest to „prawdziwe” stadium dikariotyczne
(dikarya), właściwe grzybom. Skąd się biorą dwa zespolone ze sobą jądra i jak się tworzą, dokładnie nie
wyjaśniono. Gisder i wsp. (32) podają, że w czasie
procesu merogonii i sporogonii Nosema apis i Nosema
ceranae posiadają fazę zwaną „diplokaryotic stage”,
a jądra określają mianem „diplokarya”. Oba pojęcia
określają więc to stadium jako dwujądrowe, ale nie
dikariotyczne. Odpowiednim określeniem jest tu
również użycie słowa „binucleate”, czyli dosłownie
„dwujądrowy”. Obecność dwóch jąder sugeruje ważną
właściwość komórki, jaką jest utrzymanie podwójnych
720
zasobów genowych. Jądra te szybko się namnażają,
a duplikacja chromatyny zachodzi kilkanaście razy
przed kariokinezą. To pozwala tym organizmom na
szybką reprodukcję w organizmie żywiciela.
2. Drugą część protoplastu stanowi tzw. aparat ekstruzyjny (extrusion apparatus), czasami nazywany
aparatem inwazyjnym (invasive apparatus). Wysoko
wyspecjalizowany aparat ekstruzyjny służy do wystrzelenia nici biegunowej (polar tube) w kierunku
komórki gospodarza. Składa się on z bardzo długiej cylindrycznej struktury określanej jako włókno biegunowe (polar filament), które w przednim końcu zarodnika
(anterior) jest przyczepione do dysku kotwiczącego
(anchoring disk lub rzadziej polar sac), a w jego części
tylnej (posterior) jest okręcone dokoła wakuoli oraz
polaroplastu. Podczas zakażenia sporoplazma wraz
z zawartością jest wstrzykiwana przez nić biegunową
do komórki gospodarza (52, 101, 103).
W komórce zarodnika występują ponadto rybosomy
i błony retikulum endoplazmatycznego, natomiast brak
jest diktiosomów i aparatów Golgiego.
Pozycja taksonomiczna
Opisane powyżej cechy, pomimo pewnych wątpliwości, wskazują na dość dobre poznanie budowy
zarodników Nosema spp. pod względem strukturalnym
oraz funkcjonalnym, natomiast braki dotyczą wiedzy
na temat ich właściwości biochemicznych oraz genetycznych. Kolejna trudność, to ogromna jednorodność
budowy struktur wegetatywnych organizmów mikroskopijnych. Dokładniejsze poznanie cech w zakresie
morfologii może być użytecznym elementem uzupełniającym diagnostykę gatunków oraz ustalenie ich
pozycji taksonomicznej.
W znanej światowej bazie danych (Index Fungorum)
wyszczególniono dotychczas 83 gatunki należące do
rodzaju Nosema (http://www.indexfungorum.org/
Names 2013), nie jest więc to grupa liczna, ważne jest
jednak, że zaledwie 49 gatunków zostało poprawnie
opisanych pod względem taksonomicznym. Pozostałe
34 gatunki nie mają formalnie uznanych opisów (diagnoz) gatunkowych, a przy nazwach brak nazwisk
osób, które je opisały. Co ciekawsze, do gatunków
takich należy m.in. Nosema ceranae, gatunek często
opisywany w aktualnej literaturze. Wyniki otrzymane
z analizy molekularnych wskazują, że Nosema to rodzaj polifiletyczny. Część gatunków zaliczana wcześniej do rodzaju Nosema obecnie klasyfikowana jest
pod innymi nazwami rodzajowymi. Dotyczy to m.in.
takich gatunków, jak: Antonospora locustae, Brachiola
algerae, Paranosema grylli czy Vittaforma corneae.
Klasyfikacja podana w pracy Sprague i Becnel (86,
87) dotycząca większości gatunków z rodzaju Nosema
przedstawia się następująco:
Królestwo: Fungi – Protozoa
Typ: Microsporidia (Balbiani 1882)
Podrząd: Apansporoblastina
Rodzina – Nosemidae
Rodzaj – Nosema
Med. Weter. 2013, 69 (12)
Według Index Fungorum przynależność poszczególnych gatunków do określonych jednostek taksonomicznych nie jest jednak jasno zdefiniowana
i pewna. W omawianym systemie przy jednostkach
niepewnych spotykamy często nazwę Incertae sedis,
czyli takson niepewny. Poniżej podano przykłady klasyfikacji dwóch różnych gatunków oraz zaznaczone
wątpliwości.
Vittaforma corneae (= Nosema corneum)
Incertae sedis, Microsporida, Incertae sedis, Microsporea, Incertae sedis, Microsporidia, Protozoa
Nosema apis
Nosematidae, Microsporida, Incertae sedis, Microsporea, Incertae sedis, Microsporidia, Protozoa
W klasyfikacji stosowanej w Index Fungorum zwraca uwagę przynależność Nosema spp. do królestwa
Protozoa. W jednostce tej zgrupowane są organizmy
zaliczane do grzybów (w szerokim rozumieniu tego
słowa), ale bez przynależności do grzybów właściwych (true fungi). Grupa grzybów klasyfikowana
w obrębie Protozoa określana jest mianem organizmów
grzybopodobnych (lub pseudogrzybów; fungus-like
organisms).
Na uwagę zasługuje natomiast najnowszy system
zaprezentowany w pracy Hibbetta i wsp. (37). W systemie tym zdecydowano się wydzielić Microsporidia
jako takson wysokiej rangi (typ = gromada) w obrębie grzybów właściwych (królestwo Fungi). Autorzy
mają jednak co do tego poważne wątpliwości. Nie
przedstawiają więc szerszego uzasadnienia tej decyzji,
sugerując, że pozycja taksonomiczna może ulec zmianie. Nie podają też żadnych danych, co do wewnętrznego podziału tej jednostki na taksony niższe rangą.
Główną przyczyną jest brak dokładnych wyników
badań.
Ważna i obowiązująca jest też klasyfikacja podawana w kolejnych wydaniach słownika mykologicznego
„Dictionary of fungi”. W dziewiątym wydaniu stwierdza się dość enigmatycznie, że mikrosporydia należą
„albo do Protozoa, albo do Fungi” (54). W ostatnim,
obowiązującym do chwili obecnej dziesiątym wydaniu (55) stwierdza się natomiast, że organizmy te
„wcześniej klasyfikowane były jako Protozoa, obecnie
zazwyczaj jako Fungi”.
Problemy taksonomii tych organizmów są jednym
z ważniejszych aktualnych tematów badawczych.
Cała grupa mikrosporydiów liczy obecnie ok. 1300
gatunków (55), ale zapewne jest znacznie większa.
Ze względu na fakt, że są to organizmy obligatoryjnie
biotroficzne, potencjalnie każde zwierzę może być
żywicielem odrębnego, „własnego” gatunku patogena. Przypuszcza się więc, że liczba gatunków mikrosporydiów przekracza liczbę wszystkich zwierząt
(ok. 1 miliona) i może osiągnąć nawet 1,5 miliona.
Obecnie liczba ta przypisywana jest liczbie wszystkich gatunków grzybów możliwych do odkrycia na
świecie (35).
Med. Weter. 2013, 69 (12)
Zarys biologii rozwoju
Sposób zakażenia. Zakażenie żywiciela oraz rozwój biologiczny gatunków z rodzaju Nosema jest dość
skomplikowany. W warunkach naturalnych (poza laboratorium) po dojrzeniu zarodników proces zakażenia
zaczyna się od wystrzelenia nici biegunowej, a następnie transferu materiału genetycznego do wnętrza
komórek gospodarza. Proces ten możemy podzielić
na 4 etapy:
a) aktywacja wystrzelenia nici biegunowej przez
odpowiednie stymulanty,
b) wzrost ciśnienia wewnątrz zarodnika,
c) wystrzelenie nici biegunowej przez wywinięcie
jej na zewnątrz,
d) przepływ sporoplazmy przez nić infekcyjną do
komórki gospodarza.
Aktywacja dojrzewania zarodników in vitro może
być reakcją na zmianę pH, dodanie różnych kationów
i anionów, H2O2 czy małe dawki UV. Pierwszą oznaką
aktywacji zarodników (przed wystrzeleniem nici biegunowej) jest pojawienie się uwypuklenia (protrusion)
ściany zarodnika na jego przednim, cieńszym biegunie.
Następnie nić biegunowa gwałtownie wyrzucana jest
na zewnątrz na zasadzie wywinięcia (porównywalnego
do „wywinięcia palców w rękawiczce”) (97).
Wystrzelona nić biegunowa ma różną długość (od
50 do 500 µm), a tym samym może być nawet 100
razy dłuższa od samego zarodnika. Kiełkowanie zarodnika trwa krócej niż 2 s, a koniec nici biegunowej
może poruszać się z szybkością osiągającą 100 µm/s.
Kiedy nić biegunowa jest całkowicie rozwinięta, ciśnienie wewnątrz zarodnika przepycha sporoplazmę
przez całą długość nici. Ciśnienie to wywoływane
jest przez rozprężającą się gwałtownie strukturę wakuolarną (posterior vacuole) znajdującą się na tylnym
biegunie zarodnika, która początkowo niewielka,
w efekcie końcowym wypełnia niemal całe wnętrze
zarodnika (ryc. 1) (102). Chociaż nić biegunowa jest
dosyć wąska (0,1-0,25 µm średnicy), to sporoplazma
przechodzi przez nią bardzo szybko i można ją zaobserwować na końcu nici już po 15-200 ms. Po przebiciu
komórki gospodarza przez nić biegunową sporoplazma
kierowana jest wprost do
cytoplazmy. Błona plazmatyczna natomiast zostaje w pustym zarodniku
(ryc. 2) (29, 95, 96, 101).
C y k l ż y c i o w y. P o
wstrzyknięciu do komórki gospodarza infekcyjnej
sporoplazmy, przekształca się ona w meronta,
a Nosema wchodzi w fazę Ryc. 2. Zarodniki Nosema sp.
w kontraście
merogonii (proliferacji obserwowane
interferencyjnym (DIC)
komórek). Kształt meron- Objaśnienie: * – wygląd zatów jest najczęściej wrze- rodnika po wystrzeleniu nici
cionowaty, przy czym biegunowej
721
u Nosema apis spotkane są również komórki o kształtach okrągłych lub owalnych. W trakcie namnażania
wewnątrz komórek gospodarza meronty nie tworzą
żadnej błony (ani parazytoforusa, ani sporoforusa)
i lokalizują się bezpośrednio w cytoplazmie komórek
żywiciela (47). Następny etap rozwoju to faza sporogonii, w której meronty przekształcają się w sporonty
otoczone gęstą błoną komórkową. Po podziałach sporonty przekształcają się w tzw. sporoblasty, w których
następuje formowanie grubej ściany komórkowej, co
jest jednocześnie połączone ze stopniowym tworzeniem się aparatu ekstruzyjnego. Końcowy etap rozwoju
to przekształcenie sporoblastów w dojrzałe zarodniki,
które są uwalniane do światła jelita. Zarodniki kiełkują
i mogą infekować nowe komórki jelita, kontynuując
cykl wewnątrz ciała tego samego osobnika żywicielskiego lub są wydalane z kałem (24, 28). Cykl życiowy
Nosema ceranae jest dosyć krótki i trwa ok. 3-4 dni,
podczas gdy u N. apis jest prawdopodobnie nieznacznie dłuższy (32, 41).
Zakażenie chorobą następuje po zjedzeniu zarodników Nosema, które znajdują się w dużych ilościach
w odchodach wydalanych przez chore pszczoły. Kał
chorych pszczół zawiera wiele niestrawionych cukrów,
dlatego jest chętnie zlizywany przez pszczoły zdrowe.
Zakażenie może również przenosić się w wyniku karmienia zdrowych larw przez osobniki chore. Możliwe
jest, że ta właśnie droga transmisji patogena przyspiesza rozprzestrzenianie się nosemozy (85), zwłaszcza
w przypadku N. ceranae, która nie wywołuje biegunki
u pszczół. Pszczoły silnie porażone umierają bardzo
szybko, w zależności od rasy w ciągu 8-10 dni (73).
Wpływ zakażenia na funkcje życiowe Apis mellifera
Rozprzestrzenianie się choroby. Nosema apis
i N. ceranae rozwijają się u trzech kast pszczół, tj.
u robotnic, matek i trutni. Wiele badań wskazuje na to,
że w obrębie rodziny pszczelej zbieraczki są bardziej
narażone na zakażenie niż pszczoły ulowe (10, 40, 57,
62, 67, 84), chociaż wyniki badań prowadzonych przez
Traver i wsp. (94) nie wykazały żadnych znaczących
różnic w zakresie zakażenia między poszczególnymi
pszczołami.
Nosema apis i N. ceranae rozwijają się głównie
wewnątrz komórek nabłonka jelita środkowego dorosłych pszczół, ale mogą też mieć inną lokalizację,
rozprzestrzeniając się w ciele żywiciela. Zakażenie
wywoływane przez N. apis ogranicza się w zasadzie
do nabłonka jelita środkowego pszczół dorosłych (26,
33), natomiast obecność N. ceranae stwierdzano także
w innych tkankach lub gruczołach, np. w cewkach
Malpighiego, w gruczołach gardzielowych, śliniankach
czy ciele tłuszczowym (16, 32, 78).
Podczas namnażania patogen uszkadza komórki
nabłonka jelita, co ogranicza wchłanianie składników
pokarmowych, zwiększa zapotrzebowanie energetyczne oraz może powodować biegunkę i spadek
produkcji czerwiu (27, 65). Choroba powoduje także
722
spadek poziomu białka w organizmie pszczół, co
prowadzi do atropii gruczołów gardzielowych (100),
a jednocześnie zmienia skład kwasów tłuszczowych
w hemolimfie (80).
Choroba wywoływana przez N. ceranae nazywana
jest nosemozą typu „C” (tzw. suchą) i jest bardziej
wyniszczająca zarówno dla pojedynczych pszczół, jak
i dla całych rodzin pszczelich, podczas gdy nosemoza
typu „A” powodowana przez N. apis ma przebieg
łagodniejszy (38, 40, 64, 75). Mimo to pszczoły zakażone N. apis mają zmniejszoną efektywność metaboliczną ze względu na degenerację nabłonka jelita,
co wiąże się z mniejszym wydzielaniem enzymów
trawiennych oraz słabszym wchłanianiem substancji
odżywczych. Wykazano również, że wole i jelito środkowe zakażonych pszczół są mniejsze w porównaniu
z pszczołami zdrowymi (65).
Część zarodników nie jest wydalana z ciała pszczół
w sposób bezpośredni, lecz pozostaje w gruczołach.
Wówczas są one potencjalnym rezerwuarem kolejnych
zakażeń (20, 78). W tym przypadku choroba przenoszona jest w sposób horyzontalny w rodzinie pszczelej
i może prowadzić do infekcji matki i trutni. Taki sposób
przenoszenia został potwierdzony dla chorób wirusowych (np. 5, 6, 15, 83), więc najprawdopodobniej
zachodzi również w przypadku nosemozy.
Rodzina pszczela może prawidłowo funkcjonować
tylko wtedy, gdy matka jest zdrowa i zdolna do składania dużej liczby zapłodnionych jaj (9). Porażenie
N. ceranae prowadzi do zmian w produkcji feromonów, których skutkiem jest najprawdopodobniej
wymiana matki (2). U matki, oprócz zmian w jelicie,
porażenie powoduje też zmiany anatomiczne jajników,
które tracą swoje funkcje, a matka staje się bezpłodna.
Obniżeniu ulega m.in. zdolność do przeprowadzania
plemników do zbiorniczka nasiennego. Jaja składane
przez matkę także mogą ulec zakażeniu, tracąc zdolność do rozwoju. Wówczas dochodzi do ich zamierania
i zjadania przez inne pszczoły. W rodzinie pszczelej
obserwujemy wówczas tzw. czerw rozstrzelony.
Matka może być zarażona także przez kontakt
z chorymi robotnicami, stając się nosicielką choroby
(23). Istotny jest przy tym tzw. próg infekcyjny, który
określa minimalną liczbę zarodników, które są w stanie
przełamać barierę odporności żywiciela. Minimalna
liczba zarodników powodująca nosemozę u matek wynosi ok. 1000, nie jest to więc liczba zbyt wysoka, biorąc pod uwagę bardzo małe rozmiary patogena i jego
szybki rozwój. Przy zwiększeniu liczby zarodników do
2000 matki wykazują kliniczne objawy choroby (22,
30, 60, 105). Robotnice są znacznie bardziej podatne
na infekcję i ulegają zakażeniu po spożyciu znacznie
mniejszej liczby, bo od 20 do 90 zarodników (7, 26).
Zarodniki N. ceranae odnajdowano w stanie naturalnym zarówno u niedojrzałych, jak i dojrzałych
trutni (93). Po eksperymentalnym zakażeniu trutni
przez N. apis nie stwierdzono jednak, by przebieg
choroby wpływał na wcześniejsze dojrzewanie i szyb-
Med. Weter. 2013, 69 (12)
sze podejmowanie lotów godowych przez te osobniki
(90). Zakażone trutnie, które często przemieszczają
się pomiędzy rodzinami, sprawiają, że nosemoza rozprzestrzenia się pomiędzy różnymi rodzinami w jednej
pasiece, a nawet pomiędzy pasiekami (93).
Wzajemne oddziaływania między patogenem
a żywicielem
Mikrosporydia, w tym gatunki z rodzaju Nosema,
podobnie jak inne obligatoryjne pasożyty, konkurują
ze swoim gospodarzem o pożywienie, wywierając
na niego silny stres energetyczny. Wyróżnia się dwa
mechanizmy wywołujące taki stres. Pierwszy polega
na tym, że patogen w sposób bezpośredni pobiera
energię zgromadzoną w ATP gospodarza. W drugim
przypadku ogromną stratą energii (czyli procesem
wysokoenergetycznym) jest sam proces obrony przed
pasożytem, polegający na wytworzeniu odpowiedzi
immunologicznej na zakażenie (81). Niektórzy badacze uważają, że gatunki z rodzaju Nosema mogą
również przyswajać cukry bezpośrednio z komórek
nabłonka jelita gospodarza (38).
Mikrosporydia są całkowicie uzależnione od energii
wytwarzanej przez gospodarza ze względu na brak
własnych funkcjonalnych mitochondriów, a jedynie
obecność struktur do nich podobnych (1). W zakażanych komórkach są więc otaczane przez mitochondria
gospodarza, co ułatwia pobór energii z ATP wytworzonej podczas metabolizmu komórkowego żywiciela.
Pobór przez pasożyta energii gospodarza wyraża się
zwiększeniem pobierania pokarmu przez zakażone
owady przy niższym zużyciu przez nie tlenu (63).
Większa wirulencja N. ceranae, której skutkiem
jest wzmożona śmiertelność pszczół, jest wywołana stresem energetycznym, spowodowanym przez
zmniejszone lub też zahamowane wchłanianie substancji odżywczych z powodu silniejszej degradacji
komórek jelita (38, 63). Wyższy stres energetyczny
powodowany przez Nosema ceranae wykazano też
podczas badań prowadzonych w testach klatkowych
na zbieraczkach (65). Bardziej agresywne niszczenie
komórek jelita przez ten gatunek zostało również
stwierdzone w procesie zakażeń robotnic i matek
występujących w warunkach naturalnych. Przy braku
leczenia skutkowało to czasami wymieraniem całych
rodzin (40).
Silniejszy stres energetyczny powodowany przez
N. ceranae w porównaniu do N. apis może być związany z obniżeniem odporności zakażonych pszczół.
Krótkoterminowe okresy niedożywienia powodują
osłabienie systemu immunologicznego, czego rezultatem jest zmniejszona odporność widoczna podczas
walki z chorobą. Interesujące jest to, że gdy N. apis
powoduje aktywację systemu odpornościowego, N. ceranae jest przyczyną immunosupresji (4). Podobne
właściwości immunosupresyjne obserwuje się także
podczas porażenia pszczół przez pajęczaki z rodzaju
Varroa (8, 34, 74).
Med. Weter. 2013, 69 (12)
Zwiększony poziom stresu energetycznego może
wyjaśniać zmiany w sposobie zachowania porażonych
pszczół spowodowane niedożywieniem, brakiem zdolności termoregulacyjnych oraz wyższym stopieniem
trofalaksji, czyli wymiany pokarmu pomiędzy osobnikami. Obserwacje dotyczące trofalaksji nie są jednak
jednoznaczne, gdyż – z jednej strony – głodne pszczoły
częściej proszą o jedzenie, z drugiej strony – ten sam
głód powoduje, że niechętnie dzielą się jedzeniem
z innymi osobnikami (70). Mechanizm ten może być
jednak jednym ze sposobów transmisji patogenów,
a tym samym wzmożonej śmiertelności pszczół.
Warto podkreślić, że stres energetyczny obserwowano u chorych pszczół utrzymanych w idealnych
warunkach temperaturowych i wilgotnościowych.
W warunkach naturalnych kombinacja różnych czynników środowiskowych bardziej negatywnie wpływa na
pszczoły. W dni chłodne i wietrzne zbieraczki potrzebują więcej energii, by utrzymać loty po pyłek i nektar. Również subletalne dawki pestycydów powodują
dalsze podwyższenie stresu energetycznego u pszczół
porażonych N. ceranae (2). Szczególne znaczenie ma
to dla zbieraczek, które mają zwiększone zapotrzebowanie energetyczne ze względu na wydatki energii
podczas latania. Stres energetyczny ponadto jest
przyczyną słabej termoregulacji u zakażonych pszczół,
które szybciej się wyziębiają i częściej szukają ciepłej
lokalizacji wewnątrz rodziny pszczelej. To osłabienie
zdolności termoregulacyjnych zwiększa prawdopodobieństwo hipotermii u zbieraczek i może prowadzić do
ich śmierci poza ulem (13). Badania zmian w poziomie
cukrów u pszczół zdrowych i chorych, wykazały, że
zakażone zbieraczki mogą latać tylko ⅔ tego dystansu,
co pszczoły zdrowe (66). Środowisko życia powoduje
dodatkowy stres energetyczny u zbieraczek, wpływając
na dalsze zmniejszanie odległości ich lotów (70).
Zakażenie nosemozą ma wpływ nie tylko na poszczególne zbieraczki, ale na całą rodzinę. U pszczół,
podobnie jak u innych owadów społecznych, zbieranie
pokarmu jest regulowane nie tylko przez wymagania
rodziny, ale również przez poziom głodu poszczególnych osobników. Silniejszy głód osobniczy powoduje
wzmożone zbieranie pyłku i nektaru, przez co pośrednio przyczynia się do horyzontalnej transmisji choroby,
poprzez pozostawianie zarodników Nosema spp. na
kwiatach w obrębie większego areału, co wykazano
w badaniach dotyczących trzmieli (19). Stres pokarmowy najprawdopodobniej reguluje również poziom
witelogeniny, powodując, że zakażone pszczoły wcześniej rozpoczynają loty po pożytek (3). Możliwe jest
też umieranie zbieraczek z głodu poza ulem w sytuacji,
gdy nie są zdolne do powrotu (65, 70). Potwierdzają
to badania Higes i wsp. (40), podczas których silnie
zakażone zbieraczki były odnajdowane martwe daleko
od rodziny pszczelej.
Gdy młode pszczoły zaczynają wcześniej zbieranie
pożytku w celu zrekompensowania utraty dostępnych zbieraczek, modyfikowany jest cały polietyzm
723
wiekowy pszczół w rodzinie (100). Rekompensata
tego typu skraca ogólny czas życia dorosłych pszczół
(82), ich skuteczność jako zbieraczek, a także powoduje skrócenie czasu, jaki pszczoły poświęcają na
wzrost rodziny pszczelej. Poprzez takie przesunięcia
pogorszeniu ulega opieka nad czerwiem ze względu
na zmniejszenie dostępności pszczół pielęgnujących
czerw, co z kolei zwiększa ryzyko jego chorób (36).
Gdy rodzina pszczela osiąga punkt, w którym nie da się
utrzymać wymiany pszczół starych (zakażonych nosemozą) młodymi, czyli gdy powstają braki w kolejnych
pokoleniach pszczół, dochodzi do depopulacji rodziny
pszczelej i jej zamierania (10, 12, 40, 42, 43, 53).
Leczenie pszczół porażonych nosemozą
Zwalczanie zarodników Nosema spp. jest wyjątkowo
utrudnione. Po zanurzeniu w miodzie zarodniki zachowują swoją żywotność do 4 miesięcy, w pszczelim kale
do ok. 1 roku, natomiast w martwych pszczołach ponad
4 lata (72). Zanieczyszczony kałem wosk, zwłaszcza
w plastrach wykorzystywanych do wychowu czerwiu
oraz inne zanieczyszczone powierzchnie wnętrza ula
zapewniają wystarczające warunki dla zachowania
długiej żywotności zarodników Nosema spp.
W chwili obecnej jedynym skutecznym lekarstwem
w zwalczaniu nosemozy jest fumagilin wytwarzany
przez Aspergillus fumigatus, gatunek należący do
grzybów (Fungi). Powoduje on nieodwracalną inaktywację aktywności enzymatycznej MetAP2 (aminopeptydaza metioninowa-2) i jest silnym inhibitorem
proliferacji. Podczas podawania leku jesienią i zimą
nie obserwowano przechodzenia jego metabolitów do
miodu zebranego wiosną i latem (71). Nie jest to jednak proces jednoznacznie potwierdzony, dlatego Unia
Europejska zabroniła używania tego leku. Od tego
czasu prowadzone są intensywne badania nad alternatywnymi sposobami zwalczania nosemozy. Badaniom
poddaje się m.in. suplementy diety (np. resveratrol),
olejki eteryczne (np. tymol) oraz ekstrakty roślinne,
których dodatek do syropu cukrowego łagodzi przebieg
nosemozy (np. 61, 69, 77). Nie jest jednak wykluczone, że badania powinny pójść ponownie w kierunku
analizy związków wytwarzanych przez inne grzyby, ze
względu na wysoki stopień relacji antagonistycznych
pomiędzy tymi organizmami.
Na uwagę zasługuje fakt, że stopień zakażeń nosemozą jest dużo niższy wśród pszczół dziko żyjących
w porównaniu z pszczołami utrzymywanymi w pasiekach. Nie jest wykluczone, że błędy w gospodarce
pasiecznej i handel pszczołami w znaczącym stopniu
wpływają na rozprzestrzenienie nosemozy (62), dlatego w ograniczaniu choroby niezmiernie ważne jest
higieniczne utrzymywanie rodzin pszczelich, ale także
znajomość całego procesu chorobowego i czynników
ją wywołujących. Skutkiem bezpośrednim choroby jest
oczywiście masowe ginięcie pszczół. Skutki pośrednie to – z jednej strony – ogromne straty materialne
w gospodarce, jak spadek wytwarzania miodu i innych
724
Med. Weter. 2013, 69 (12)
produktów pszczelich, a także żywności, środków
medycznych, kosmetyków itp. Straty tego typu da się
jednak ocenić w sposób wymierny, przynajmniej szacunkowy. Z drugiej strony natomiast – są to niedające
się ocenić straty w przyrodzie ożywionej związane
z brakiem zapylaczy. Tu wystarczy przytoczyć znane
i wciąż aktualne powiedzenie Alberta Einsteina: „jeśli
pszczoły znikną, wkrótce to samo stanie się z ludźmi”.
Piśmiennictwo
1.Agnew P., Koella J. C.: Virulence, parasite mode of transmission, and host
fluctuating asymmetry. Proceed. Royal Soc. London B: Biological Sciences
1997, 264, 9-15.
2.Alaux C., Brunet J. L., Dussaubat C., Mondet F., Tchamitchan S., Cousin M.,
et al.: Interactions between Nosema microspores and a neonicotinoid weaken
honeybees (Apis mellifera). Environ. Microbiol. 2010, 12, 774-782.
3.Amdam G. V., Omholt W.: The hive bee to forager transition in honeybee
colonies: the double repressor hypothesis. J. Theor. Biol. 2003, 223, 451-464.
4.Antúnez K., Martín-Hernández R., Prieto L., Meana A., Zunino P., Higes M.:
Immune-suppression in the honey bee (Apis mellifera) following infection by
Nosema ceranae (Microsporidia). Environ. Microbiol. 2009, 11, 2284-2290.
5.Bailey L.: Honey bee pathology. Annu. Rev. Entomol. 1968, 13, 191-212.
6.Bailey L.: The epidemiology and control of Nosema disease of the honeybee.
Ann. Appl. Biol. 1955, 43, 379-389.
7.Bailey L.: The preservation of infective microsporidian spores. J. Invert.
Pathol. 1972, 20, 252-254.
8.Borsuk G., Olszewski K., Strachecka A., Paleolog J., Kasperek K.: Genetic
and morphometric variation of the Varroa destructor developing in standard
and small comb cells. Vet. Med. – Science and Practice. 2012, 68, 599-602.
9.Borsuk G.: Przegląd wybranych zagadnień z badań etologicznych
w pszczelarstwie. Kosmos 2011, 60, 401-413.
10.Botías C., Martín-Hernández R., Días J., García-Palencia P., Matabuena M.,
Juarranz A., et al.: The effect of induced queen replacement on Nosema spp.
infection in honey bee (Apis mellifera iberiensis) colonies. Environ. Microbiol.
2012, 14, 845-859.
11.Botías C., Martín-Hernández R., Garrido-Bailón E., Higes M., Anderson D. L.:
Nosema ceranae is able to infect different Apis species, Proc. 41st Congress
Apimondia, Montepellier 2009, s. 161.
12.Botías C., Martín-Hernández R., Meana A., Higes M.: Negative effects of
Nosema infection in honey production and vitality of honey bee (Apis mellifera) colonies in Spain. EURBEE, 4th European Conference of Apidilogy.
(Edited by Meral Kence), 7-9 September 2010, Ankara, Turkey.
13.Campbell J., Kessler B., Mayack C., Naug D.: Behavioural fever in infected
honeybees: parasitic manipulation or coincidental benefit? Parasitology 2010,
137, 1487-1491.
14.Chaimanee V., Waritt N., Chantawannakul P.: Infection of Nosema ceranae
in four different honeybee species. J. Invert. Pathol. 2010, 105, 207-210.
15.Chen Y., Evans J., Feldlaufer M.: Horizontal and vertical transmission of
viruses in the honey bee, Apis mellifera. J. Invert. Pathol. 2006, 92, 152-159.
16.Chen Y. P., Evans J. D., Murphy C., Gutell R., Zuker M., Gundensen-Rindal D.,
Pettis J. S.: Morphological, molecular, and phylogenetic characterization of
Nosema ceranae, a microsporidian parasite isolated from the European honey
bee, Apis mellifera. J. Eukaryot. Microbiol. 2009, 56, 142-147.
17.Chen Y. P., Hen Y., Evans J. D, Smith I. B., Pettis J. S.: Nosema ceranae is
a long-present and wide-spread microsporidian infection of the European
honey bee (Apis mellifera) in the United States. J. Invert. Pathol. 2008, 97,
186-188. DOI: 10.1016/j.jip.2007.07.010.
18.Chen Y. P., Huang Z. Y.: Nosema ceranae, a newly identified pathogen of Apis
mellifera in the USA and Asia. Apidologie 2010, 41, 364-374.
19.Colla S. R., Otterstatter M. C., Gegear R. J., Thomson J. D.: Plight of the bumblebee: Pathogen spillover from commercial to wild populations. Biological
Conservation. 2006, 129, 461-467.
20.Copley T. R., Jabaji S. H.: Honeybee glands as possible infection reservoirs of
Nosema ceranae and Nosema apis in naturally infected forager bees. J. Appl.
Microbiol. 2012, 112, 15-24.
21.Cornman R. S., Chen Y. P., Schatz M. C., Street C., Zhao Y., et al.: Genomic
analyses of the microsporidian Nosema ceranae, an emergent pathogen of
honey bees. PLoS Pathog. 2009, 5, e1000466.
22.Czekońska K.: Ocena ryzyka inwazji pasożyta Nosema apis u matek pszczoły
miodnej (Apis mellifera L.) izolowanych w klateczkach. Rozprawa habilitacyjna. Zeszyty Naukowe Akademii Rolniczej w Krakowie 2003, 291, 1-52.
23.Czekońska K.: The influence of Nosema apis on young honeybee queens and
transmission of the disease from queens to workers. Apidologie 2000, 31,
701-706.
24.Delbac F., Polonais V.: The Microsporidian Polar Tube and Its Role in Invasion,
[w:] Burleigh B. A., Soldati-Favre D. (eds.): Molecular Mechanisms of Parasite
Invasion. 2008, 208-220.
25.Edlind T. D., Li J., Visversvara G. S., Vodkin M. H., McLaughlin G. L., et
al.: Phylogenetic analysis of the b-tubulin sequences from amitochondriate
protozoa. Molecular Phylogenetics and Evolution. 1996, 5, 359-367.
26.Fries I.: Infectivity and multiplication of Nosema apis Z. in the ventriculus
of the honey bee. Apidologie 1988, 19, 319-328.
27.Fries I., Feng F., da Silva A., Slemenda S. B., Pieniazek N. J.: Nosema ceranae
n sp (Microspora, Nosematidae), morphological and molecular characterization
of a microsporidian parasite of the Asian honey bee Apis cerana (Hymenoptera,
Apidae). Eur. J. Protistol. 1996, 32, 356-365.
28.Fries I., Granados R. R., Morse R. A.: Intracellular germination of spores of
Nosema apis Z. Apidologie 1992, 23, 61-71.
29.Frixione E., Ruiz L., Santillan M., de Vargas L. V., Tejero J. M., Undeen
A. H.: Dynamics of polar filament discharge and sporoplasm expulsion by
microsporidian spores. Cell Motil. Cytoskelet. 1992, 22, 38-50.
30.Fyg W.: Anomalies and diseases of the queen honey bee. Annu. Rev. Entomol.
1964, 9, 207-224.
31.Giersch T., Berg T., Galea F., Hornitzky M.: Nosema ceranae infects honey
bees (Apis mellifera) and contaminates honey in Australia, Apidologie 2009,
40, 117-123.
32.Gisder S., Hedtke K., Möckel N., Frielitz M. C., Linde A., Genersch E.: Five-year cohort study of Nosema spp. in Germany: does climate shape virulence
and assertiveness of Nosema ceranae? Appl. Environ. Microbiol. 2010, 76,
3032-3038.
33.Graaf D. de, Jacobs F. J.: Tissue specificity of Nosema apis. J. Invert. Pathol.
1991, 58, 277-278.
34.Gregory P. G., Evans J. D., Rinderer T., de Guzman L.: Conditional immune-gene suppression of honey bees parasitized by Varroa mites. J. Insect.
Sci. 2005, 5-7.
35.Hawksworth D. L.: The fungal dimension of biodiversity: magnitude, significans, and conservation. Mycological Research. 1991, 95, 641-655.
36.Hedtke K., Jensen P. M., Jensen A. B., Genersch E.: Evidence for emerging
parasites and pathogens influencing outbreaks of stress-related diseases like
chalkbrood. J. Invert. Pathol. 2011, 108, 167-173.
37.Hibbett D. S., Binder M., Bischoff J. F., Blackwell M., Cannon P. F., Eriksson
O. E., Huhndorf S., James T., Kirk P. M., et al: A higher-level phylogenetic
classification of the Fungi. Mycolog. Research. 2007, 111, 509-547.
38.Higes M., Garcia-Palencia P., Martin-Hernandez R., Meana A.: Experimental
infection of Apis mellifera honeybees with Nosema ceranae (Microsporidia).
J. Invert. Pathol. 2007, 94, 211-217.
39.Higes M., Martín R., Meana A.: Nosema ceranae, a new microsporidian parasite
in honey bees in Europe. J. Invert. Pathol. 2006, 92, 93-95.
40.Higes M., Martín-Hernández R., Botías C., Garrido Bailón E., González-Port
A. V., Barrios L., et al.: How natural infection by Nosema ceranae causes
honeybee colony collapse. Environ. Microbiol. 2008, 10, 2659-2669.
41.Higes M., Martín-Hernández R., Meana A.: Nosema ceranae in Europe: an
emergent type C nosemosis. Apidologie 2010, 41, 375-392.
42.Higes M., Meana A., Bartolomé C., Botías C., Martín-Hernánde R.: Nosema
ceranae (Microsporidia), a controversial 21st century honey bee pathogen.
Environ. Microb. Rep. 2013, 5, 17-29.
43.Higes M., Nozal M. J., Álvaro A., Barrios L., Meana A., Martín-Hernández R.,
et al.: The stability and effectiveness of fumagillin in controlling Nosema ceranae (Microsporidia) infection in honey bees (Apis mellifera) under laboratory
and field conditions. Apidologie 2011, 42, 364-377.
44.Hornitzky M.: A report for the Rural Industries Research and Development
Corporations, Kingston, Australia, 2005, 1-16. http:/www.rirdc.gov.au/reports/
HBE/05-055.pdf
45.Huang W. F., Bocquet M., Lee K. C., Sung I. H., Jiang J. H., Chen Y. W., Wang
C. H.: The comparison of rDNA spacer regions of Nosema ceranae isolates
from different hosts and locations. J. Invert. Pathol. 2008, 97, 9-13.
46.Huang W. F., Jiang J. H., Wang C. H.: Nosema ceranae infection in Apis
mellifera. 38th Ann. Meeting Soc. Invert. Pathol. Anchorage, Alaska 2005.
47.Ironside J. E.: Multiple losses of sex within a single genus of Microsporidia.
BMC Evol. Biol. 2007, 7, 48.
48.Keeling P.: Five Questions about Microsporidia. PLoS Pathog. 2009, 5,
e1000489. doi:10.1371/journal.ppat.1000489
49.Keeling P. J., Doolittle W. F.: Alpha-tubulin from early-diverging eukaryotic
lineages and the evolution of the tubulin family. Mol. Biol. Evol. 1996, 13,
1297-1305.
50.Keeling P. J., Fast N. M.: Microsporidia: Biology and evolution of highly
reduced intracellular parasites. Ann. Rev. Microbiol. 2002, 56, 93-116.
51.Keeling P. J., McFadden G. I.: Origins of microsporidia. Trends Microbiol.
1998, 6, 19-23.
52.Keohane E. M., Weiss L. M.: The structure, function, and composition of
the microsporidian polar tube, [w:] Wittnerv M., Weiss L. M. (eds.): The
Microsporidia and Microsporidiosis. ASM Press, Washington, D.C. 1999,
196-224.
Med. Weter. 2013, 69 (12)
53.Khoury D. S., Myerscough M. R., Barron A. B.: A quantitative model of honey
bee colony population dynamics. PLoS ONE 2011, 6, e18491.
54.Kirk P. M., Cannon P. F., David J. C., Stalpers J. A. (eds.): Ainsworth&Bisby’s
Dictionary of the Fungi, 9th Edition. CABI Publishing 2001.
55.Kirk P. M., Cannon P. F., Minter D. W., Stalpers J. A. (eds.): Ainsworth&Bisby’s
Dictionary of the Fungi. 10th Edition. CAB International, Wallingford, UK
2008.
56.Klee J., Besana A. M., Genersch E., Gisder S., Nanetti A., Tam D. Q., Chinh
T. X., Puerta F., Ruz J. M., Kryger P., Message D., Hatjina F., Korpela S.,
Fries I., Paxton R.: Widespread dispersal of the microsporidian Nosema
ceranae, an emergent pathogen of the western honey bee, Apis mellifera,
J. Invert. Pathol. 2007, 96, 1-10.
57.L’Arrivée J. C. M.: The effect of sampling sites on Nosema determination.
J. Insect. Pathol. 1963, 5, 349-355.
58.Lindsay D. S., Weiss L. M.: Opportunistic infections: Toxoplasma, Sarcocystis,
and Microsporydia. Kluwer Academ. Publish. Boston 2004, s. 245.
59.Liu F., Wang Q., Dai P. L., Wu Y. Y., Song H. K., Zhou T.: Natural stripe of
Microsporidia of honeybee in China. Chinese Bull. Entomol. 2008, 45, 963-966.
60.Liu T. P.: Oocytes degeneration in the queen honey bee after infection by
Nosema apis. Tissue and Cell 1992, 24, 131-138.
61.Maistrello L., Lodesani M., Costa C., Leonardi F., Marani G., Caldon M.,
Mutinelli F., Granato A.: Screening of natural compounds for the control of
Nosema disease in honeybees (Apis mellifera). Apidologie 2008, 39, 436-445.
62.Martín-Hernández R., Botías C., Bailón E. G., Martínez-Salvador A., Prieto L.,
Meana A., Higes M.: Microsporidia infecting Apis mellifera: coexistence or
competition. Is Nosema ceranae replacing Nosema apis? Environ. Microbiol.
2012, 14, 2127-2138.
63.Martín-Hernández R., Botías C., Barrios L., Martínez-Salvador A., Meana A.,
Mayack C., Higes M.: Comparison of the energetic stress associated with
experimental Nosema ceranae and Nosema apis infection of honeybees (Apis
mellifera). Parasitol. Res. 2011, 3, 605-612.
64.Martin-Hernandez R., Meana A., Prieto L., Salvador A. M., Garrido-Bailon E.,
Higes M.: Outcome of colonization of Apis mellifera by Nosema ceranae.
Appl. Environ. Microbiol. 2007, 73, 6331-6338.
65.Mayack C., Naug D.: Energetic stress in the honeybee Apis mellifera from
Nosema ceranae infection. J. Invert. Pathol. 2009, 100, 185-188.
66.Mayack C., Naug D.: Parasitic infection leads to decline in hemolymph sugar
levels in honeybee foragers. J. Insect. Physiol. 2010, 56, 1572-1575.
67.Meana A., Martín-Hernández R., Higes M.: The reliability of spore counts to
diagnose Nosema ceranae infections in honey bees. J. Apic. Res. Bee World.
2010, 49, 212-214.
68.Mułenko W., Piątek M., Wołczańska A., Kozłowska M., Ruszkiewicz-Michalska M.: Plant parasitic fungi introduced to Poland in modern times. Alien and
invasive species. Biological Invasions in Poland 2010, 1, 49-71.
69.Nanetti A.: ApiHerb as an alternative product to treat Nosema infection. Proc.
Workshop “Nosema disease: lack of knowledge and work standardization”
(COST Action FA0803) Guadalajara, 2009, http://www.coloss.org/news/
nosema-workshop-proceedings-online
70.Naug D., Gibbs A.: Behavioral changes mediated by hunger in honeybees
infected with Nosema ceranae. Apidologie 2009, 40, 595-599.
71.Nozal M. J., Berna J. L., Martín M. T., Bernal J., Alvaro A., Martín-Hernández R., Higes M.: Trace analysis of fumagillin in honey by liquid chromatography-DAD-electrospray ionization mass spectrometry. J. Chromatogr. A.
2008, 1190, 224-231.
72.OIE: Manual For Terrestrial Animals, Chapter 2. 2. 4.: Nosemosis of honeybees
2008.
73.Olszewski K.: Winter-hardiness of Buckfast bees under specific weather
conditions of areas with alternating influences of maritime and continental
climate. J. Apic. Sci. 2007, 1, 27-36.
74.Paleolog J., Strachecka A., Burzyński S., Olszewski K., Borsuk G.: The larval
diet supplemented with the low-molecular epigenetic switch sodium phenylacetylglutaminate influences the worker cuticle proteolytic system in Apis
mellifera L. J. Apicul. Scien. 2011, 55, 73-83.
75.Paxton R. J., Klee J., Korpela S., Fries I.: Nosema ceranae has infected Apis
mellifera in Europe since at least 1998 and may be more virulent than Nosema
apis. Apidologie 2007, 38, 558-565.
76.Plischuk S., Martín-Hernández R., Lucía M., Prieto L., Botías C., Meana A.,
Abrahamovich A. H., Lange C., Higes M.: South American native bumblebees
(Hymenoptera: Apidae) infected by Nosema ceranae (Microsporidia), an
emerging pathogen of honeybees (Apis mellifera). Environ. Microbiol. Rep.
2009, 1, 131-135.
77.Porrini M. P., Audisio M. C., Sabaté D. S., Ibarguren C., Medici S. K., Sarlo
E. G., Garrido P. M., Eguaras M. J.: Effect of bacterial metabolites on
microsporidian Nosema ceranae and on its host Apis mellifera. Parasitology
Research 2010, 107, 381-388.
78.Ptaszyńska A. A., Borsuk G., Anusiewicz M., Mułenko W.: Location of Nosema
spp. spores within body of honey bee. Vet. Med. – Science and Practice 2012,
68, 618-621.
725
79.Ptaszyńska A. A., Borsuk G., Mułenko W.: Identyfikacja grzybów z rodzaju
Nosema za pomocą technik biologii molekularnej i przy użyciu SEM. 47.
Ogólnopolska Konferencja Naukowa, „Mikroorganizmy – roślina – środowisko w warunkach zmieniającego się klimatu”, Puławy – Lublin, 12-15 maja,
2013, s. 51.
80.Roberts M. D.: Fatty acids in honey bees (Apis mellifera) infected with the
protozoan Nosema apis. J. Invert. Pathol. 1968, 11, 234-236.
81.Schmid-Hempel P.: Evolutionary ecology of insect immune defenses. Ann.
Rev. Entomol. 2005, 50, 529-551.
82.Schmid-Hempel P., Wolf R. J.: Foraging effort and life span in workers of
social insects. J. Anim. Ecol. 1988, 57, 509-522.
83.Shen M., Cui L., Ostiguy N., Cox-Foster D.: Intricate transmission routes and
interactions between picornalike viruses (Kashmir bee virus and sacbrood
virus) with the honeybee host and the parasitic varroa mite. J. Gen. Virol.
2005, 86, 2281-2289.
84.Smart M. D., Sheppard W. S.: Nosema ceranae in age cohorts of the western
honey bee (Apis mellifera). J. Invert. Pathol. 2012, 109, 148-151.
85.Smith M. L.: The honey bee parasite Nosema ceranae: Transmissible via food
exchange? PLoS ONE 2012, 7, e43319.
86.Sprague V., Becnel J. J.: Note on the name-author-date combination for the
taxon “Microsporidies” Balbiani, 1882, when ranked as a phylum. J. Invert.
Pathol. 1998, 71, 91-94.
87.Sprague V., Becnel J. J.: Appendix: checklist of available generic names for
Microsporidia with type species and type hosts, [w:]: Wittner M., Weiss L. M.
(eds.): Microsporidia and Microsporidiosis. ASM Press, Washington, D.C.
1999, 517-530.
88.Tapaszti Z., Forgách P., Kövágó C., Békési L., Bakonyi T., Rusvai M.: First
detection and dominance of Nosema ceranae in Hungarian honeybee colonies.
Acta Vet. Hung. 2009, 57, 383-388.
89.Thakur M., Sohal B. S.: Role of Elicitors in Inducing Resistance in Plants
against Pathogen Infection: A Review. ISRN Biochemistry, vol. 2013, Article
ID 762412, 10 pages, 2013. doi:10.1155/2013/762412
90.Tofilski A., Kopel J.: The influence of Nosema apis on maturation and flight
activity of honey bee drones. Pszczel. Zesz. Nauk. 1996, 40, 55-60.
91.Topolska G., Gajda A.: Presence of Nosema apis in honeybee colonies in
Poland. Proc. COLOSS Workshop: New Molecular Tools, Bern, May 2009.
92.Topolska G., Gajda A., Hartwing A.: Polish honey bee colony. loss during the
winter 2007/2008. J. Apic. Sci. 2008, 52, 2, 95-104.
93.Traver B. E., Fell R. D.: Nosema ceranae in drone honey bees (Apis mellifera).
J. Invert. Pathol. 2011, 107, 234-236.
94.Traver B. E., Williams M. R., Fell R. D.: Comparison of within hive sampling
and seasonal activity of Nosema ceranae in honey bee colonies. J. Invert.
Pathol. 2012, 109, 187-193.
95.Undeen A. H., Frixione E.: Structural alteration of the plasma membrane in
spores of the microsporidium Nosema algerae on germination. J. Protozool.
1991, 38, 511-518.
96.Undeen A. H., Frixione E.: The role of osmotic pressure in the germination
of Nosema algerae spores. J. Protozool. 1990, 37, 561-567.
97.Vávra J., Larsson J. I. R.: Structure of the microsporidia, [w]: Wittner M.,
Weiss L. M. (eds.): The Microsporidia and Microsporidiosis, ASM Press,
Washington, D.C. 1999, 7-84.
98.Vossbrinck C. R., Andreadis T. G., Weiss L. M.: Phylogenetics: taxonomy and
the microsporidia as derived fungi. p. 189-213, [w:] Lindsay D. S., Weiss L. M.
(eds.): Opportunistic infections: Toxoplasma, Sarcocystis, and microsporidia.
Kluwer Academic Publishers, Boston, Mass 2004.
99.Vossbrinck C. R., Maddox J. V., Friedman S., Debrunner-Vossbrinck B. A.,
Woese C. R.: Ribosomal RNA sequence suggests microsporidia are extremely
ancient eukaryotes. Nature 1987, 326, 411-414.
100. Wang D. I., Moeller F. E.: The division of labor and queen attendance
behaviour of Nosema infected worker honeybees. J. Econ. Entomol. 1970,
63, 1539-1541.
101. Weidner E., Byrd W., Scarbourough A., Pleshinger J., Sibley D.: Microsporidian spore discharge and the transfer of polaroplast organelle into plasma
membrane. J. Protozool. 1984, 31, 195-198.
102. Wittner M., Weiss L. M.: The Microsporidia and Microsporidiosis. ASM
Press, Washington, D.C. 1999.
103. Xu Y., Weiss L. M.: The microsporidian polar tube: a highly specialised
invasion organelle. Int. J. Parasitol. 2005, 35, 941-953.
104. Zander E.: Tierische Parasiten als Krankheitserreger bei der Biene. Münch.
Bienenzeitung. 1909, 31, 196-204.
105. Zawilski A., Skonieczna-Zawilska L.: Negatywny wpływ Nosema apis Z. na
efektywność przenikania plemników do zbiorniczków sztucznie unasiennianych matek pszczelich. Pszczel. Zesz. Nauk. 1995, 39, 71-77.
Adres autora: dr Aneta A. Ptaszyńska, Akademicka 19, 20-033 Lublin,
e-mail: [email protected]