Mechanizmy związane z immunosupresją indukowaną
advertisement
26 Alergia Astma Immunologia 2010, 15 (1): 26-34 Mechanizmy związane z immunosupresją indukowaną promieniowaniem UV Mechanisms of UV-induced immunosuppression AGNIESZKA WOLNICKA-GŁUBISZ1, MARTA SMEJDA2 1 2 Uniwersytet Jagielloński, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Zakład Biofizyki studentka IV roku biotechnologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, UJ Streszczenie Summary Skóra ludzka jest często eksponowana na działanie promieniowania UV, (część promieniowania słonecznego), które hamuje funkcje układu immunologicznego, indukując wiele zmian na poziomie molekularnym i komórkowym, co w efekcie powoduje wzrost wrażliwości na różnego typu infekcje i obniżenie efektywności układu immunologicznego w zwalczaniu nowotworów, które mogą powstać w skórze w wyniku mutacji wywołanych promieniami UV. W niniejszej pracy omówiono modele zwierzęce wykorzystywane w badaniach fotoimmunosupresji, jak i mechanizmy prowadzące do tego zjawiska. Human skin is often exposed to ultraviolet light which is a part of solar radiation. UV radiation inhibits the function of immune system, and induces many changes on molecular and cellular level. This increases organism’s sensitivity to various infections, and decreases the efficiency of the immune system to defend tumors that can arise due to mutations caused by UV radiation. In this work the authors describe the animal models used in photoimmune suppression studies and mechanisms that lead to this phenomena. Słowa kluczowe: immunosupresja, UVA, UVB, nadwrażliwość kontaktowa (CHS), kwas urokanowy UCA, limfocyty Treg © Alergia Astma Immunologia 2010, 15 (1): 26-34 www.alergia-astma-immunologia.eu Przyjęto do druku: 15.02.2010 Key words: immunosuppression, UVA, UVB, contact hypersensitivity (CHS), urocanic acid UCA, lymphocytes Treg Adres do korespondencji / Address for correspondence Agnieszka Wolnicka-Głubisz ul. Gronostajowa 7 30-356 Kraków tel. (12) 664 65 26, fax: 012-664 69 02 e-mail: [email protected] Wykaz skrótów: APC (z ang. antigen presenting cell) – komórka prezentująca antygen CHS (z ang. contact hypersensitivity) – nadwrażliwość kontaktowa COX-2 (z ang. cyclooxygenase 2) – cyklooksygenaza 2 CPD (z ang. cyclobutane pyrimidine dimer) – cyklobutanowe dimery pirymidynowe CTLA-4 (z ang. cytotoxic T-lymphocyte antigen 4) – antygen 4 związany z limfocytem T cytotoksycznym DHT (z ang. delayed-type hypersensitivity) – nadwrażliwość opóźnionego typu DNCB (z ang. dinitrochlorobenzene) – 2,4-dinitrochlorobenzen DNFB (z ang. dinitrofluorobenzene) – 2,4-dinitrofluorobenzen FITC (z ang. fluorescein isothiocyanate) – izotiocyjanian fluoresceiny ICAM-1 (z ang. intercellular adhesion molecule 1) – cząsteczka adhezji międzykomórkowej KD – komórki dendrytyczne KL – komórki Langerhansa MED (z ang. minimal erythema dose) – minimalna dawka rumieniowa MHC (z ang. major histocompatibility complex) – główny układ antygenów zgodności tkankowej NER (z ang. nucleotide excision repair) – naprawa przez wycinanie nukleotydu OX (z ang. oxazolone) – oksazolon PAF (z ang. platelet-activating factor) – czynnik aktywujący płytki PGE2 (z ang. prostaglandin E2) – prostaglandyna E2 ROS (z ang. reactive oxygen species) – reaktywne formy tlenu ssUV (z ang. solar-simulated UV) – mieszanina UVB i UVA symulująca spektrum UV w promieniowaniu słonecznym TCR (z ang. T cell receptor) – receptor limfocytów T TNCB (z ang. trinitrochlorobenzene) – trinitrochlorobenzen TNF-α (z ang. tumor necrosis factor) – czynnik martwicy nowotworów alfa Treg (z ang. regulatory T cells) – limfocyt T regulatorowy UCA (z ang. urocanic acid) – kwas urokanowy Wolnicka-Głubisz A i wsp. 27 Mechanizmy związane z immunosupresją indukowaną... Modele zwierzęce w badaniach fotoimmunosupresji W 1963 r. Hanisko i Suskind zaobserwowali, że reakcja nadwrażliwości kontaktowej (CHS) na DNCB jest obniżona, jeśli skórę uprzednio naświetli się suberytermalną dawką UVB [1]. Dodatkowych dowodów świadczących o immunosupresyjnym działaniu promieniowania UV dostarczyły badania nad fotocarcinogenezą. Indukowane przez UVB nowotwory skóry są wysoce immunogenne, ponieważ po przeszczepie do naiwnej myszy syngenicznej następuje ich odrzut. Jeśli jednak biorca zostanie uprzednio napromieniowany MED (minimal erythema dose, minimalna dawka rumieniowa) lub poddany działaniu leków immunosupresyjnych, to nowotwory takie nie są odrzucane [2]. Te pierwsze ważne obserwacje zapoczątkowały szereg kolejnych badań nad wpływem promieniowania UV na funkcje układu immunologicznego. W badaniach tych wykorzystano model zwierzęcy CHS. W tym modelu zwierzę, najczęściej mysz, uczula się poprzez miejscową aplikację związkiem chemicznym, haptenem, najczęściej na ogoloną skórę brzucha lub grzbietu. Do stosowanych uczulaczy zalicza się 2,4 dinitrochlorobenzen (DNCB; 0,15-0,5%), 2,4 dinitrofluorobenzen (DNFB; 0,15-0,5%), trinitrochlorobenzen (TNCB; 1-7%) i oksazolon (OX; 0,5-3%). Związki te rozpuszcza się w acetonie lub mieszaninie aceton-oliwa w stosunku 4:1 i aplikuje w ilości ok. 100 µl na grzbiet, lub 5-10 µl na ucho. Po 5-7 dniach mysz uczulana jest ponownie tym samym haptenem, ale w innym miejscu, np. na łapie. Stan zapalny, któremu towarzyszy obrzęk, pojawia się w ciągu kilku godzin. Maksimum reakcji zależy od szczepu myszy i uczulacza, dlatego metodę należy optymalizować, np. u myszy SKH maksimum obrzęku po uczulaniu OX przypada na 18 godz., a DNFB na 24-26 godz. Pomiar grubości ucha jest miarą skuteczności odpowiedzi nadwrażliwości kontaktowej (CHS) [3] (ryc. 1). Reakcja CHS zależy od aktywności KL, które po wychwyceniu haptenu i jego przetworzeniu wędrują do regionalnych węzłów chłonnych, w których prezentują antygen limfocytom T i uruchamiają komórkową odpowiedź immunologiczną. Reakcja CHS u myszy jest wskaźnikiem statusu immunologicznego regulowanego przez T komórki [3]. Hamowanie reakcji CHS jest miarą zaburzeń stanu immunologicznego wywołanego promieniowaniem UV. W badaniach fotoimmunosupresji zaleca się zakrywanie uszu zwierząt w trakcie napromieniowywania, najlepiej za pomocą folii aluminiowej. Maksimum reakcji hamowania odpowiedzi immunologicznej w CHS przypada na 270-300 nm, czyli zakres promieniowania UVB (260-320nm). Dawki promieniowania UVB nie powinny przekraczać 1-3 MED i mogą być aplikowane jednorazowo lub w ciągu 3 dni. Należy szczególnie uważać, aby przypadkowo nie oparzyć zwierzęcia, ponieważ reakcja immunosupresji zostałaby wtedy zaburzona przez patologie oparzenia. Immunosupresję u uczulonych uprzednio zwierząt można badać miejscowo poprzez ponowną aplikację uczulacza bezpośrednio po zakończeniu naświetlania (ryc. 2a) lub układowo – wtedy uczulacz aplikuje się 5-7 dni po zakończeniu naświetlania (ryc. 2b) [3]. Również u ludzi wykazano, że subrumieniotwórcze dawki promieniowania UV hamują reakcje CHS, a efekt ten zależy od dawki kumulacyjnej [4]. Chromofory odpowiedzialne za indukcję immunosupresji przez UV DNA W wyniku penetracji naskórka przez promieniowanie UVB energia fotonów absorbowana jest przez chromofory skóry. UVB uszkadza m.in. DNA komórkowe, tworząc najczęściej cyklobutanowe dimery pirymidynowe (CPD, 60%) i 6,4- fotoprodukty (FP 40%). Pierwszymi badaniami sugerującymi, że DNA komórkowe może być chromoforem odpowiedzialnym za indukowaną promieniowaniem UVB immunosupresję, były obserwacje Kripeke i wsp. [5]. Wykazali oni, że naprawa CDP u Monodelphus domestica blokuje reakcję fotoimmunosupresji a uszkodzenia wywołane promieniowaniem UVB naprawiane są przez fotoliazę w wyniku aktywacji tego enzymu światłem widzialnym. Światło widzialne nie tylko usuwa uszkodzenia DNA, ale i odwraca efekt fotoimmunosupresji [6]. Ponadto aplikacja liposomów (T4N5), zawierających enzym: endonukleazę T4, który inicjuje usuwanie CPD z uszkodzonego DNA, chroni przed lokalną i systemową fotoimmunosuppresją w CHS i DTH u myszy. Okazuje się, że aplikacja fotoliazy i liposomów T4N5 jest również efektywna w hamowaniu reakcji immunosupresji przez UVB u ludzi [7,8]. Z kolei utrzymujące się uszkodzenia DNA w wyniku braku systemu naprawczego (NER) u myszy Xpa-/- potęguje efekt immunosupresji indukowanej UV [9]. UCZULENIE DNFB PROWOKACJA L, DNFB P, DNFB DNFB 2. pomiar grubości ucha po 24 h 1. pomiar grubości ucha po 24 h Ryc. 1. Model CHS. IMMUNOSUPRESJA MIEJSCOWA CHS DNFB a P, DNFB pomiar grubości ucha po 24 h IMMUNOSUPRESJA SYSTEMOWA DTH DNFB P, DNFB b pomiar grubości ucha po 24 h Ryc. 2. Schemat typów fotoimmunosupresji: a) immunosupresja miejscowa (CHS), b) immunosupresja układowa, systemowa (DHT) 28 Alergia Astma Immunologia 2010, 15 (1): 26-34 Vink i wsp. wykazali obecność epidermalnych komórek APC (antigen presenting cells) z DNA zawierającym CPD i niezdolnych do prezentacji antygenu w węzłach chłonnych myszy naświetlonej promieniami UV [10]. Powyższe obserwacje sugerują, że uszkodzenia DNA typu CPD ogrywają ważną rolę w fotoimmunosupresji. Naprawa 6,4 fotoproduktów nie wywiera wpływu na reakcję fotoimmunosupresji oraz, wcale lub w niewielkim stopniu, na fotokarcinogenezę [11]. Kwas urokanowy Wiele badań wskazuje na istotną rolę kwasu urokanowego (UCA, urocanic acid) w UV-indukowanej immunosupresji. Związek ten powstaje w wyniku reakcji dezaminacji histydyny przez histidazę, a ponieważ keratynocyty nie mają enzymu rozkładającego UCA – urokanazy, to akumuluje się on w naskórku. Wysokie stężenie trans-UCA obecne jest zarówno w warstwie rogowej skóry mysiej, jak i ludzkiej. UCA absorbuje promieniowanie ultrafioletowe, pod wpływem którego ulega fotoizomeryzacji z formy trans (E) do cis (Z) izomeru (ryc. 3) [12]. Usunięcie UCA z naskórka, za pomocą taśmy, chroni przed indukowaną przez UV immunosupresją w modelu CHS. Ponadto widmo absorpcji UCA pokrywa się z widmem działania indukowanej UV-immunosupresji [12]. Aplikacja cis-UCA częściowo hamuje odpowiedz immunologiczną, z kolei aplikacja przeciwciał przeciwko cis-UCA utrzymuje aktywność immunologiczną po naświetlaniu UV. Powyższe obserwacje wskazują, że UCA jest chromoforem odpowiedzialnym za indukcję immunosupresji przez promieniowanie UV [13]. Lipidy błonowe Promieniowanie UV może być również zaabsorbowane przez nienasycone lipidy błonowe, takie jak cholesterol czy fosfolipidy, w wyniku czego powstają ich wolne rodniki, a w konsekwencji następuje peroksydacja lipidów. Yamazaki i wsp. wykazali in vivo, że w skórze szczurów naświetlonych promieniowaniem UVB wzrasta stężenie wodoronadtlenków cholesterolu (7α-OOH i 7β-OOH) proporcjonalnie do czasu naświetlania [14]. 7α-OOH i 7β-OOH są specy- ficznymi produktami reakcji cholesterolu z rodnikami [15]. Proces ten jest hamowany po podaniu tokoferolu (witaminy E), znanego antyutleniacza [14]. Produkty peroksydacji lipidów modyfikują właściwości fizyczne błon komórkowych oraz mogą prowadzić do zahamowania aktywności enzymów błonowych i białek transportujących. Utlenianie fosfatydylocholiny, znajdującej się w błonie keratynocytów, powoduje powstawanie strukturalnych analogów PAF (PAF-like lipids), które wiążą się i aktywują receptor dla PAF (platelet-activating factor). Jest to czynnik aktywujący płytki, uwalniany głównie pod wpływem stresu przez komórki śródbłonka i leukocyty i napromieniowane keratynocyty. Zarówno UV, jak i PAF aktywują cyclogenazę COX-2 i interleukinę IL-10. PAF naśladuje wpływ UV in vivo i hamuje DHT. Niewątpliwie PAF odgrywa istotną rolę w indukcji fotoimmunosupresji, ponieważ podanie antagonisty receptora PAF to zjawisko [16]. Wpływ promieniowania UV na aferentną (indukcyjną) fazę odpowiedzi immunologicznej Komórki Langerhansa (KL) są głównymi komórkami prezentującymi antygen w naskórku. W wyniku naświetlania skóry promieniowaniem UV dochodzi do zwiększonej deplecji KL z naskórka. Zubożenie skóry z epidermalnych KL jest wynikiem migracji zmienionych strukturalnie i upośledzonych funkcjonalnie KL do regionalnych węzłów chłonnych. Skutkuje to zahamowaniem rozwoju reakcji CHS [17]. Wykazano ponadto, że UV tłumi ekspresję MHC klasy II i aktywność ATP-azy oraz cząsteczek kostymulujących: B7 (CD80/86) i ICAM-1 na KL, przez co napromienione KL mają osłabioną zdolność prezentowania antygenów limfocytom T. W warunkach normalnych KL prezentują antygen komórkom Th1, jak i Th2, a po promieniowaniu UV – głównie komórkom Th2. Stąd po ekspozycji na UV funkcja LC APC jest zmieniona z Th1/Th2 w kierunku faworyzującym funkcje komórek Th2. Wyższe dawki UV prowadzą do apoptozy KL. Do innych komórek prezentujących antygen, których funkcja prezentowania antygenu limfocytom T jest upośledzona w wyniku naświetlania UV, należą komórki dendrytyczne pochodzące z krwi i komórki dendrytyczne śledziony [18]. Histydyna Kwas trans-urokanowy Ryc. 3. Fotoizomeryzacja trans-UCA pod wpływem promieniowania UVB Kwas cis-urokanowy Wolnicka-Głubisz A i wsp. Mechanizmy związane z immunosupresją indukowaną... Wpływ promieniowania UV na eferentną fazę odpowiedzi immunologicznej Ekspozycja na promieniowanie UV powoduje nie tylko inhibicję reakcji CHS, ale może również indukować specyficzną antygenowo tolerancję, ponieważ podanie haptenu na uprzednio naświetloną UV skórę hamuje reakcję CHS na ten hapten, nawet jeśli poda się go ponownie po dwóch tygodniach na nieeksponowaną na UV skórę, np. brzucha. Natomiast zastosowanie innego haptenu wywołuje reakcję CHS [19]. Elmets [23] wykazał, że wstrzyknięcie biorcy splenocytów, pochodzących od myszy eksponowanych na UV i uczulanych haptenem, powoduje uniewrażliwienie biorcy na ten hapten, ale dopiero Shreedar potwierdził, że antygenowo-specyficzna tolerancja indukowana przez promieniowanie UV kierowana jest przez populację komórek T o właściwościach hamująco-tłumiących (Treg) [20]. Komórki Treg, wyizolowane z myszy eksponowanej na niską dawkę UVB i uczulanej izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC), miały fenotypy: CD4+, CD8-, TCR-a/b+, podlegały restrykcji MHC i były specyficzne dla FITC. Komórki te produkowały IL-10, ale nie IL-4 czy INF-γ. Ponadto blokowały funkcje komórek prezentujących antygen i produkcję IL-12 a po iniekcji do naiwnego biorcy hamowały indukcję CHS przeciwko FITC [20]. Wydaje się, że w zależności od modelu tolerancji (lokalna, ogólnoustrojowa, małych i dużych dawek) mają w niej udział różne regulatorowe komórki T z unikalnymi fenotypami. Dotychczas najlepiej scharakteryzowano komórki Treg związane z niską dawką supresji CHS. Komórki te wykazują ekspresję CD4, CD25, CTLA-4, a po specyficznej antygenowo aktywacji uwalniają dużą ilość IL-10. Łączą więc cechy naturalnych limfocytów regulatorowych oraz komórek Th1 [21,22]. Dożylne wstrzyknięcie komórek T z myszy uczulanej haptenem do zwierząt naiwnych uniewrażliwia biorców na dany hapten, natomiast wstrzyknięcie tych samych komórek T do uczulanej myszy nie hamuje reakcji CHS u biorców [23]. Wydaje się zatem, że limfocyty Treg po dożylnej iniekcji są zdolne do zahamowania inicjacji, ale nie fazy efektorowej reakcji CHS. Natomiast śródskórne wstrzyknięcie komórek Treg, specyficznych dla DNFB, do eksponowanego na UV obszaru mysiej skóry uczulanej na DNFB powodowało hamowanie fazy efektorowej. Ta inhibicja była hapteno-specyficzna, ponieważ komórki Treg nie wykazywały hamującego działania, gdy mysz była uczulana oksalononem. Ciekawe zjawisko zaobserwowano, kiedy do uszu uczulanej OX myszy wstrzykiwano komórki Treg specyficzne dla DNFB i podawano z DNFB przed ekspozycją na OX. Następowała wówczas inhibicja CHS skorelowana z lokalną ekspresją IL-10 [22]. Komórki Treg są więc zdolne nie tylko do swoistego rozpoznawania antygenu, który pobudził ich powstanie, ale mogą również hamować nieswoiście odpowiedź na inne antygeny. Zjawisko to nosi nazwę supresji „przypadkowego przechodnia”. Wykazano, że limfocyty Treg mają ekspresję pochodzącego z węzłów chłonnych receptora zasiedlania L-selektyny, ale nie mają ligandów dla E-selektyn i P-selektyny [22]. Po dożylnym wstrzyknięciu komórki te nie migrują do 29 skóry, więc nie są w stanie hamować fazy efektorowej CHS. Jak się okazuje, migracja Treg zależy od rodzaju komórek APC, z którymi limfocyty się kontaktują: jeśli limfocyty Treg, pochodzące od myszy napromieniowanej i uczulonej DNFB, inkubowano z epidermalnymi LC przed dożylnym podaniem do uczulanej na DNFB myszy, to blokowano fazę efektorową CHS; jeśli z komórkami dendrytycznymi ze szpiku kostnego, śledziony lub węzłów chłonnych – to nie wywoływano inhibicji [24]. Mediatory biorące udział w fotoimmunosupresji IL-10 IL-10 jest głównym czynnikiem związanym z immunosupresją indukowaną przez UV. Cytokina ta jest uwalniana z keratynocytów pod wpływem UV, a jej dodatkowym źródłem są naciekające naskórek makrofagi, które charakteryzują się wysoką ekspresją IL-10, a niską IL-12 [25]. Cytokina IL-10 tłumi zdolność KL do prezentacji antygenów dla komórek Th1, a nawet czyni je tolerancyjnymi. Iniekcja IL-10 haptenu chroni przed reakcją CHS, a nawet indukuje specyficzną tolerancję na ten hapten [26]. IL-4 i PGE2 Interleukina 4 (IL-4) jest głównym sygnałem do rozwoju odpowiedzi Th2. Produkują ją aktywowane limfocyty Th, głównie Th2, i komórki tuczne [27]. UV powoduje wzrost stężenia IL-4 w osoczu, w wyniku uwalnianej z napromieniowanych keratynocytów prostanglandyny E2 (PGE2), która stymuluje leukocyty krwi obwodowej do produkcji IL-4. Wykazano to, hamując wyżej wspomnianą reakcję poprzez podanie cyclooxygenazy-2 (COX-2). Podanie PGE2 nienaświetlanej myszy podnosi poziom IL-4 i IL-10 w osoczu zwierzęcia [28]. Iniekcja przeciwciał anty-IL-4 do naświetlonej UV myszy obniża poziom IL-10 w osoczu i hamuje fotoimmunosupresję. U myszy z knock-out IL-4 promieniowanie UV nie hamuje reakcji DHT [29]. TNF-α Czynnik martwicy nowotworów (TNF-α) jest produkowany przez keratynocyty, komórki tuczne, fibroblasty oraz komórki Langerhansa. TNF-α bierze udział w migracji KL, stymuluje syntezę prostaglandyn (PG), wprowadza zmiany w ekspresji cząsteczek adhezyjnych. Produkowany przez keratynocyty TNF-α, jest odpowiedzialny za indukowaną UV miejscową supresję, a nie supresję ogólnoustrojową [28]. Histamina Histamina, produkowana przez komórki tuczne, stymuluje keratynocyty do produkcji PGE2, a monocyty do sekrecji IL-10. Hamuje ponadto wydzielanie IL-12 [30]. U myszy pozbawionych komórek tucznych nie dochodzi do immunosupresji ani po naświetlaniu UV, ani po podaniu cis-UCA. Podanie antagonisty receptora histaminy o 60% redukuje supresję wywołaną UVB i cis-UCA. Podanie myszom indometacyny wywołuje podobny efekt. Histamina i PGE2 promują rozwój odpowiedzi Th2, a redukują odpowiedź Th1, która przeważa w reakcji CHS [31]. 30 Alergia Astma Immunologia 2010, 15 (1): 26-34 IL-12 Interleukina 12 (IL-12) o masie cząsteczkowej 70-kDa jest heterodimerem składającym się z dwóch podjednostek p40 i p35. Chociaż wyłącznie heterodimer posiada aktywność biologiczną, Mattner wykazał, że homodimer łańcucha IL-12p40 może mieć własności hamujące [32,33]. IL-12, produkowana głównie przez komórki prezentujące antygen (APC), stymuluje cytotoksyczne T komórki, różnicuje CD4+ limfocytów i odgrywa istotną rolę w utrzymaniu homeostazy pomiędzy Th1 i Th2 [34]. Promieniowanie UVB hamuje wydzielanie IL-12p70 przez LC, podczas gdy promuje produkcję IL-12p40. Supresja produkcji IL-12p70 połączona z indukcją IL-12p40 może wyjaśnić, dlaczego KL nie są w stanie prezentować antygenów klonom Th1 [33]. Iniekcja anty-IL-12 mAb przed podaniem alergenu chroni przed uczuleniem in vivo oraz znosi indukowaną przez UV tolerancję u myszy [35,36]. Badania z wykorzystaniem myszy knock-out IL-12 w porównaniu z dzikimi myszami wykazały, że: bezpośrednio po działaniu UV w obu typach skóry występuje porównywalna ilość uszkodzeń typu CPD, ale 24 godziny później jedynie u myszy dzikich uszkodzenia te ulegały naprawie [37]. Co ciekawe, w węzłach chłonnych myszy knock-out IL-12 było 4 razy więcej komórek CPD+ niż u osobników dzikich. Również mysz Xpa-/-, u której nie występuje sprawnie działający system NER, podanie IL-12 nie jest w stanie usuwać uszkodzeń DNA wywołanych UVB. Mysz Xpa-/-, nie była więc chroniona przed immunosupresją ani przed deplecją KL w przeciwieństwie do myszy dzikiej [38]. Wielu badaczy potwierdziło, że IL-12 chroni przed fotoimmunosupresją w CHS, a iniekcja IL-12 przed lub po naświetlaniu UV wywołuje reakcję CHS, nawet jeśli hapten został podany na naświetloną skórę. Ochronna rola IL-12 związana jest z redukcją uszkodzeń DNA wywołanych promieniowaniem UVB, ponieważ takiego efektu nie zaobserwowano u myszy Xpa-/- [9]. Zmniejszona ilość uszkodzeń DNA w KL znajdujących się w regionalnym węźle chłonnym KL w wyniku podania IL-12 chroni również przed powstaniem komórek Treg u myszy dzikich, ale nie myszy Xpa-/[38] (ryc. 4). UVA a immunosupresja Promieniowanie UVA (320-400nm) wywołuje również reakcję immunosupresji zarówno u myszy, jak i ludzi, choć w dużo wyższych dawkach niż UVB. Należy jednak pamiętać, że w widmie emisji promieniowania słonecznego docierającego do powierzchni Ziemi jest ok. 20 razy więcej składowej pasma UVA niż UVB. Ryc. 4. Mechanizmy immunosupresji; legenda: K – keratynocyt KL – komórka Langarhansa KT – komórka tuczna (mastocyt) L – leukocyt Mf – makrofag LT – limfocyt T Th2 – limfocyt Th1 Th1 – limfocyt Th2 Wolnicka-Głubisz A i wsp. Mechanizmy związane z immunosupresją indukowaną... Wykazano, że naświetlanie UVA dawką 1,9 J/cm2 hamuje reakcje na nikiel u ludzi [39], co odpowiada mniej więcej 0,5 MED zawartego w promieniowaniu słonecznym. Co ciekawe, immunosupresja indukowana przez UVA wzrasta wraz z liczbą ekspozycji na to promieniowanie w ciągu pierwszych trzech dni, ale po pięciu dniach – już nie. Prawdopodobnie można to tłumaczyć rozwinięciem się mechanizmów obronnych. Dodatkowych dowodów na to, że UVA indukuje immunosupresję, dostarczyły badania z użyciem kosmetyków promieniochronnych. Dobrą ochronę przed indukowaną immunosupresją przez ssUV (solar-simulated UV), zapewniały tylko kosmetyki o szerokim spektrum działania, które absorbowały lub odbijały zarówno promieniowanie UVB, jak i UVA [40,41]. Również u myszy wykazano, że UVA hamuje CHS, jeśli zwierzęta naświetla się przez 3 kolejne dni niską dawką UVA 1,68J/cm2. Natomiast wyższe dawki 3,36J/cm2 nie indukują immunosupresji [42,43]. W przeciwieństwie do UVB, dla którego obserwuje się zależność liniową wzrostu reakcji immunosupresji wraz ze wzrastającą dawką tego promieniowania, dla UVA krzywa ta przybiera postać, tzw. „dzwonu”. Stąd też przez dłuższy czas wątpliwości budziła kwestia, czy UVA indukuje immunosupresję, czy też nie. Do tej pory nie wyjaśniono, dlaczego tak się dzieje. Można jedynie przypuszczać, że wyższe dawki UVA aktywują mechanizmy ochronne lub uszkadzają specyficzny chromofor dla tego promieniowania. Przypuszcza się, że w wyniku bezpośredniej absorpcji kwantów promieniowania UVA przez porfiryny dochodzi do ich wzbudzenia, a następnie – na skutek przejścia interkombinacyjnego – do przejścia do dłużej żyjącego wzbudzonego stanu trypletowego, który może oddziaływać z tlenem cząsteczkowym lub biocząsteczkami, w wyniku czego powstają reaktywne formy tlenu (ROS, reactive oxygen species), takie jak anionorodnik ponadtlenkowy (O2-.), tlen singletowy (1O2) czy nadtlenek wodoru (H2O2). Ponadto UVA wzmaga aktywność syntazy tlenku azotu, enzymu katalizującego produkcję tlenku azotu (NO) z L-argininy. Te reaktywne formy mogą wejść w reakcje z białkami, lipidami a nawet DNA, uszkadzając ich strukturę i funkcje. Podobnie jak UVB, także UVA powoduje zmniejszenie liczby KL w naskórku, wywołanej przez produkcję ROS i NO. Podanie inhibitorów NO, np. L-NMMA lub miejscowo tokoferolu chroni przed indukowaną immunosupresją przez UVA i deplecją KL [44,45]. Badania sugerują, że immunosupresja indukowana przez UVA wymaga obecności innych niż dla UVB chromoforów, a ROS odgrywają w niej istotną rolę, ale wymagane są jeszcze dalsze badania na ten temat. Mieszanina promieniowania UV (ok. 90% UVA i 10% UVB) wywołuje u ludzi immunosupresję [46]. Porównując efekt immunosupresji indukowany ssUV z UVB i UVA zauważono, że ssUV jest bardziej efektywne niż samo UVB odpowiadające składowej w ssUV. Promieniowanie słoneczne działa immunosupresyjnie nawet w dawkach podprogowych dla samego promieniowania UVB czy UVA. Co ciekawe, interakcja pomiędzy mechanizmami indukowanymi przez UVB i UVA wymaga 3 dni, aby wywołać immunosupresję, podczas gdy samo UVB – 24 godzin a UVA – 48 31 godzin. Wyniki badań sugerują, że interakcje pomiędzy molekularnymi zmianami indukowanymi przez UVB i UVA wymagają czasu. Efekt ten jest obserwowany tylko wtedy, gdy składowa dawka promieniowania UVA jest zbyt niska lub zbyt wysoka, aby samodzielnie wywołać immunosupresję [47]. Reeve i wsp. pierwsi wykazali, że interaktywne efekty indukowane UVB i UVA, mogą w rezultacie chronić przed immunosuppresją [48]. Podobne wyniki uzyskano, badając myszy: UVB i niskie dawki UVA indukowały immunosupresję, a wysokie przed nią chroniły [49]. UV i immunosupresja a choroby zakaźne Infekcje wirusowe Do powszechnie występujących infekcji wirusowych należy opryszczka (herpes simplex virus, HSV). Z powodu tendencji do częstych nawrotów bywa wyjątkowo dokuczliwa. Jedną z przyczyn ciągle nawracającej opryszczki jest nadmierne przebywanie na słońcu. Osoby podatne na opryszczkę powinny zrezygnować z opalania, a przynajmniej je ograniczyć, aby nie dopuścić do poparzenia wrażliwych miejsc ciała. Wykazano, że ekspozycja na promieniowanie UV uaktywnia chorobę u myszy z latentnym wirusem, a także obniża DHT poprzez indukcję supresorowych komórek T skierowanych na HSV, co obniża odporność na wstępną fazę infekcji [50,51]. Badania na myszach sugerują również, że przebieg mysiego zaniku odporności (AIDS-like) pogarszał się w wyniku chronicznej ekspozycji zwierząt na promieniowanie UV [52]. Chociaż brakuje danych wskazujących, aby u ludzi HIV+ promieniowanie UV wpływało na ostrzejszy przebieg AIDS, niepokój budzi wpływ promieniowania UV na przebieg AIDS, ponieważ wirus HIV można wykryć w epidermalnych komórkach Langerhansa w skórze osób HIV+ [53]. Oprócz zmniejszającej się odporności na infekcje, w wyniku stłumionej odpowiedzi immunologicznej organizmu, dochodzi fakt, że UVB może aktywować latentne formy wirusa zawarte w komórkach eksponowanych na to promieniowanie. Zjawisko to zostało zademonstrowane in vitro [54,55]. Spodziewano się, że będzie ono dotyczyć wirusów obecnych w komórkach skóry, takich jak papillomaviruses, herpes simplex virus, i HIV, które mogą być obecne w naskórkowych epidermalnych komórkach Langerhansa [53]. Aktywacja HIV w skórze w badaniu in vivo została wykazana w transgenicznym modelu mysim, w którym UV włącza geny zaangażowane w aktywację i replikację [56,57]. Badania wskazały na zagrożenie wynikające z ekspozycji na UV dla osób zakażonych HIV we wczesnym stadium rozwoju choroby, kiedy wirus jest obecny w skórze, ze względu na akcelerację przebiegu AIDS. Nadal jednak wpływ UVB na rozwój tej infekcji nie jest znany. Infekcje pasożytnicze Immunosupresja indukowana UVB wpływa na rozwój i przebieg chorób pasożytniczych, takich jak: leiszmania [58], malaria i włośnica [59], ale pozostaje bez wpływu na przebieg schistosomatozy [60]. Leiszmania jest tropikalną chorobą pasożytniczą przenoszoną przez zainfekowane muchówki. Pasożyty te dostają się podskórnie, gdzie tworzą 32 Alergia Astma Immunologia 2010, 15 (1): 26-34 owrzodzenia i zmiany patologiczne skóry. Infekcja, występująca jedynie na skórze, może rozwinąć się w chorobę systemową o fatalnych skutkach. W modelu mysim wykazano, że przebieg tej infekcji może być różny w zależności od typu odpowiedzi immunologicznej: odpowiedź Th1 prowadzi do uodpornienia, natomiast odpowiedź Th2 – do rozwoju choroby i ostatecznie śmierci zwierzęcia. Na typ odpowiedzi układu odpornościowego wpływa rodzaj szczepu myszy. Giannini wykazał, że napromieniowanie ogona myszy przed i po infekcji polepsza wygląd skóry, ale obniża odpowiedź DHT (Th1) na pasożyt [61]. Naświetlanie promieniowaniem UV zainfekowanych myszy zwiększa śmiertelność wśród zwierząt, które również wykazują obniżoną oporność na reinfekcję tym pasożytem. Wprawdzie wykazano, że pod wpływem UV zmniejsza się ilość i rozmiary zmian skórnych u myszy, ale patogenność choroby się zwiększa. Podobne obserwacje poczyniono na modelu szczurzym dla włośnicy i malarii, ale nie dla schistosomiasis [59,60]. Infekcje bakteryjne Wpływ UVB na odporność na infekcje bakteryjne u myszy był badany na szeroką skalę. Zakażenie bakterią Mycobacterium bovis BCG lub M. lepraemurium myszy poprzednio naświetlanej UV opóźnia reakcję DHT i oczyszczenie się organów limfatycznych z bakterii [62]. Ponadto otrzewnowe i śledzionowe makrofagi z napromieniowanej myszy mają zmniejszoną zdolność wchłaniania M. bovis. Jednorazowe naświetlenie wysoką dawką UV na 3 dni przed infekcją zwiększa śmiertelność myszy zarażonych M. lepraemurium [62]. Podobne wyniki otrzymano w modelu mysim zakażonym boreliozą. Napromieniowane myszy zainfekowane Borrelia burgdorferi wykazywały zmniejszoną reakcję DHT i liczbę przeciwciał anti-Borrelia oraz zwiększoną łączną liczbę bakterii w porównaniu z myszami nienaświetlanymi UV [63]. Infekcje grzybicze Jedynym modelem infekcji grzybiczej badanej na myszach jest drożdżyca (Candida albicans). Grzyb ten powszechnie występuje na skórze zdrowych osób, dlatego obniżenie się odporności wywołuje infekcję systemową. Ekspozycja myszy na pojedynczą wysoką dawkę promieniowania UVB, na dzień przed iniekcją letalnej dawki grzyba dożylnie, znacząco zmniejsza czas przeżycia tych zwierząt względem osobników nienapromieniowywanych. Niższe dawki UV obniżają DHT, ale nie mają wpływu na przebieg choroby systemowej [60,62,64,65]. Genetyczne uwarunkowania immunosupresji Wrażliwość na immunosupresję indukowanę promieniowaniem UV uwarunkowana jest genetycznie. U ludzi występują dwa fenotypy – wrażliwy UVB-S (sensitive) i oporny UVB-R (resistant). Co ciekawe, fenotypy te nie są związane z fototypem skóry. Okazuje się, że 40% osób o ciemnej karnacji należy do typu UVB-S. Na istotną rolę immunosupresji indukowanej UV w przypadku raka skóry podstawnokomórkowego i kolczystokomórkowego wskazali Yoshikawa i Streilein, którzy stwierdzili, że 90% chorych stanowiły osoby UVB-S [66]. U myszy immunosupresja również kontrolowana jest genetycznie. Wyróżnia się u nich trzy loci: Uvs1, Uvs2 i Uvs3. Jeden z nich związany jest z płcią (chromosomem X), a dwa są autosomalne [67]. Ze względu na dawkę UV wywołującą 50% immunosupresji, myszy podzielono na trzy grupy (tab. I) [68]. Podsumowanie Działanie immunosupresyjne promieniowania UV jest ważnym mechanizmem promującym rozwój raka skóry, który może być indukowany w wyniku uszkodzeń i mutacji komórek skóry przez to samo promieniowanie. Wykorzystanie modeli zwierzęcych umożliwia nie tylko poznanie mechanizmów prowadzących do tego zjawiska, ale i bez wątpienia stwarza możliwości znalezienia nowych rozwiązań skutecznej ochrony przed UV. Tabela I. Typy wrażliwości myszy ze względu na indukowaną przez UVB immunosupresję Typ wrażliwości Symbol Odpowiednik Dawka wywołująca u ludzi 50% immunosupresji Szczep myszy (kJ/m2) niska wrażliwość LO umiarkowana wrażliwość IM UVB-R 9-12,3 BALB/c 4,7-6,9 C3H CBA wysoka wrażliwość HI UVB-S 0,7-2,3 C3H/HeN C57BL/6 SKH-1 LO (low susceptibility); IM (intermediate susceptibility); HI (high susceptibility); UVB-S (sensitive); UVB-R (resistant) Wolnicka-Głubisz A i wsp. Mechanizmy związane z immunosupresją indukowaną... 33 Piśmiennictwo 1. Hanisko J, Suskind RR. The effect of ultraviolet radiation on experimental cutaneous sensitization in guinea pigs. J Invest. Dermatol. 1963; 40: 183-191. 21. Schwarz A, Beissert S, Grosse-Heitmeyer K i wsp. Evidence for functional relevance of CTLA-4 in ultraviolet-radiation-induced tolerance. J Immunol. 2000; 165: 1824-1831 2. Kripke ML. Antigenicity of murine skin tumors induced by ultraviolet light. J. Natal. Cancer Inst. 1974; 53: 1333-1336. 22. 3. Reeve VE, Ultraviolet radiation and the contact hypersensitivity reaction in mice. Methods, 2002; 28: 20-24. Schwarz A, Maeda A, Wild M. K. i wsp. UV-induced regulatory T cells do not only inhibit the induction but can also suppress the effector phase of contact hypersensitivity. J. Immunol. 2004; 172: 1036-1043. 4. Narbutt J, Skibińska M, Lesiak A i wsp. Przydatność klinicznej oceny nadwrażliwości kontaktowej w określeniu stopnia zjawiska fotoimmunosupresji. Alergia Astma Immunologia, 2005; 10: 32-38. 23. Glass MJ, Bergstresser PR, Tigelaar RE i wsp. UVB radiation and DNFB skin painting induce suppressor cells universally in mice. J Invest Dermatol. 1990; 94: 273-278. 24. Schwarz A, Maeda A, Schwarz T. Alteration of the migratory behavior of UV-induced regulatory T cells by tissue-specific dendritic cells. J. Immunol. 2007; 178: 877-886. 25. Kang K, Gilliam AC, Chen G i wsp. In human skin, UVB initiates early induction of IL-10 over IL-12 preferentially in the expanding dermal monocytic/macrophagic population. J Invest Dermatol. 1998; 111: 31-38. 5. Applegate LA, Ley RD, Alcalay J, Kripke ML. Identification of the molecular target for the suppression of contact hypersensitivity by ultraviolet radiation. J Exp Med. 1989; 170: 1117-1131. 6. Kripke ML, Cox PA, Alas LG, Yarosh DB. Pyrimidine dimers in DNA initiate systemic immunosuppression in UV-irradiated mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 1992; 89: 7516-7520. 7. Stege H, Roza L, Vink AA i wsp. Enzyme plus light therapy to repair DNA damage in ultraviolet-B-irradiated human skin. Proc Natl Acad Sci U S A. 2000; 97: 1790-1795. 26. Enk AH, Saloga J, Becker D, Mohamadzadeh M, Knop J. Induction of hapten-specific tolerance by interleukin 10 in vivo. J Exp Med. 1994; 179: 1397-1402. 8. Kuchel JM, Barnetson RS, Halliday GM. Cyclobutane pyrimidine dimer formation is a molecular trigger for solar-simulated ultraviolet radiation-induced suppression of memory immunity in humans. Photochem Photobiol Sci. 2005; 4: 577-582. 27. Gołąb J, Jakóbisiak M. Immunologia. Wyd. 5 Wydawnictwo PWN, 2009 28. Rivas J.M, Ullrich SE. The role of IL-4, IL-10 and TNFα in the immune suppression induced by ultraviolet radiation. J Leukoc Biol. 1994; 56: 769-775. 29. el-Ghorr AA, Norval M. The role of interleukin-4 in ultraviolet B light-induced immunosuppression. Immunology. 1997; 92: 26-32. 30. Aubin F. Mechanisms involved in ultraviolet light-induced immunosuppression. Review. Eur J Dermatol. 2003; 13: 515-523. 31. Hart PH, Grimbaldeston MA, Swift GJ i wsp. Dermal mast cells determine susceptibility to ultraviolet B-induced systemic suppression of contact hypersensitivity responses in mice. J Exp Med. 1998; 187: 2045-2053. 32. Mattner F, Fischer S, Guckes S i wsp. The interleukin-12 subunit p40 specifically inhibits effects of the interleukin-12 heterodimer. Eur J Immunol. 1993; 23: 2202-2208. 33. Schmitt DA, Ullrich SE. Exposure to ultraviolet radiation causes dendritic cells/macrophages to secrete immune-suppressive IL12p40 homodimers. J Immunol. 2000; 165: 3162-3167. 34. Manetti R, Parronchi P, Giudizi MG i wsp. Natural killer cell stimulatory factor (interleukin 12 [IL-12]) induces T helper type 1 (Th1)-specific immune responses and inhibits the development of IL-4-producing Th cells. J Exp Med. 1993; 177: 1199-1204. 35. Müller G, Saloga J, Germann T i wsp. IL-12 as mediator and adjuvant for the induction of contact sensitivity in vivo. J Immunol. 1995; 155: 4661-4668. 9. 10. Miyauchi-Hashimoto H, Tanaka K, Horio T. Enhanced inflammation and immunosuppression by ultraviolet radiation in xeroderma pigmentosum group A (XPA) model mice. J Invest Dermatol. 1996; 107: 343-348. Vink AA, Strickland FM, Bucana C i wsp. Localization of DNA damage and its role in altered antigen-presenting cell function in ultraviolet-irradiated mice. J Exp Med. 1996; 183: 1491-1500. 11. de Gruijl FR. UV-induced immunosuppression in the balance. Review. Photochem Photobiol. 2008; 84: 2-9. 12. De Fabo EC, Noonan FP. Mechanism of immune suppression by ultraviolet irradiation in vivo. I. Evidence for the existence of a unique photoreceptor in skin and its role in photoimmunology. J Exp Med. 1983; 158: 84-98. 13. Norval M. Chromophore for UV-induced immunosuppression: urocanic acid. Review. Photochem Photobiol. 1996; 63: 386-390. 14. Yamazaki S, Ozawa N, Hiratsuka A i wsp. Cholesterol 7-hydroperoxides in rat skin as a marker for lipid peroxidation. Biochem Pharmacol. 1999; 58: 1415-1423. 15. Korytowski W, Geiger PG, Girotti AW. High-performance liquid chromatography with mercury cathode electrochemical detection: application to lipid hydroperoxide analysis. J Chromatogr B Biomed Appl. 1995; 670: 189-197. 16. Walterscheid JP, Ullrich SE, Nghiem DX. Platelet-activating factor, a molecular sensor for cellular damage, activates systemic immune suppression. J Exp Med. 2002; 195: 171-179. 36. Schmitt DA, Owen-Schaub L, Ullrich SE. Effect of IL-12 on immune suppression and suppressor cell induction by ultraviolet radiation. J Immunol. 1995; 154: 5114-5120. 17. Toews GB, Bergstresser PR, Streilein JW. Epidermal Langerhans cell density determines whether contact hypersensitivity or unresponsiveness follows skin painting with DNFB. J Immunol. 1980; 124: 445-453. 37. Maeda A, Schneider SW, Kojima M i wsp. Enhanced photocarcinogenesis in interleukin-12-deficient mice. Cancer Res. 2006; 66: 2962-2969. 38. 18. Schwarz T. Mechanisms of UV-induced immunosuppression. Review. Keio J Med. 2005; 54: 165-171. Schwarz A, Maeda A, Kernebeck K i wsp. Prevention of UV radiation-induced immunosuppression by IL-12 is dependent on DNA repair. J Exp Med. 2005; 201: 173-179. 19. Elmets CA, Bergstresser PR, Tigelaar RE i wsp. Analysis of the mechanism of unresponsiveness produced by haptens painted on skin exposed to low dose ultraviolet radiation. J Exp Med. 1983; 158: 781-794. 39. Damian DL, Barnetson RS, Halliday GM. Low-dose UVA and UVB have different time courses for suppression of contact hypersensitivity to a recall antigen in humans. J Invest Dermatol. 1999; 112: 939-944. 20. Shreedhar VK, Pride MW, Sun Y i wsp. Origin and characteristics of ultraviolet-B radiation-induced suppressor T lymphocytes. J Immunol. 1998; 161: 1327-1335. 40. Fourtanier A, Moyal D, Maccario J i wsp. Measurement of sunscreen immune protection factors in humans: a consensus paper. Review. J Invest Dermatol. 2005; 125: 403-409. 34 Alergia Astma Immunologia 2010, 15 (1): 26-34 41. Moyal DD, Fourtanier AM. Broad-spectrum sunscreens provide better protection from the suppression of the elicitation phase of delayed-type hypersensitivity response in humans. J Invest Dermatol. 2001; 117: 1186-1192. 55. Schmitt J, Schlehofer JR, Mergerer K, Gissman L, zur Hausen H. Amplification of bovine papillomavirus DNA by N-methyl-N'-nitro-N-nitrosoguanidine, ultraviolet irradiation, or infection with herpes simplex virus, Virology. 1989; 172: 73-81. 42. Bestak R, Halliday GM. Sunscreens protect from UV-promoted squamous cell carcinoma in mice chronically irradiated with doses of UV radiation insufficient to cause edema. Photochem Photobiol. 1996; 64: 188-193. 56. Morrey JD, Bourn SM, Bunch TD i wsp. In vivo activation of human immunodeficiency virus type 1 long terminal repeat by UV type A (UV-A) light plus psoralen and UV-B light in the skin of transgenic mice. J Virol. 1991; 65: 5045-5051. 43. Nghiem DX, Kazimi N, Clydesdale G i wsp. Ultraviolet a radiation suppresses an established immune response: implications for sunscreen design. J Invest Dermatol. 2001; 117: 1193-1199. 57. Vogel J, Cepeda M, Tschachler E i wsp. UV activation of human immunodeficiency virus gene expression in transgenic mice. J Virol. 1992; 66: 1-5 44. Yuen KS, Nearn MR, Halliday GM. Nitric oxide-mediated depletion of Langerhans cells from the epidermis may be involved in UVA radiation-induced immunosuppression. Nitric Oxide. 2002; 6: 313-318. 58. Giannini SH. Effects of ultraviolet B irradiation on cutaneous leishmaniasis.Parasitol Today. 1992; 8: 44-48. 59. Goettsch W, Garssen J, Deijns A i wsp. UV-B exposure impairs resistance to infection by Trichinella spiralis. Environ Health Perspect. 1994; 102: 298-301. 60. Jeevan A, Evans R, Brown EL i wsp. Effect of local ultraviolet irradiation on infections of mice with Candida albicans, Mycobacterium bovis BCG, and Schistosoma mansoni. J Invest Dermatol. 1992; 99: 59-64. 45. Yuen KS, Halliday GM. Alpha-Tocopherol, an inhibitor of epidermal lipid peroxidation, prevents ultraviolet radiation from suppressing the skin immune system. Photochem Photobiol. 1997; 65: 587-592. 46. Hersey P, Bradley M, Hasic E i wsp. Immunological effects of solarium exposure. Lancet. 1983; 1: 545-548. 61. 47. Halliday GM, Rana S. Waveband and dose dependency of sunlight-induced immunomodulation and cellular changes. Review. Photochem Photobiol. 2008; 84: 35-46. Giannini MS. Suppression of pathogenesis in cutaneous leishmaniasis by UV irradiation. Infect Immun. 1986; 51: 838-843. 62. Reeve VE, Bosnic M, Nishimura N. Interferon-gamma is involved in photoimmunoprotection by UVA (320-400 nm) radiation in mice. J Invest Dermatol. 1999; 112: 945-950. Jeevan A, Gilliam K, Heard H i wsp. Effects of ultraviolet radiation on the pathogenesis of Mycobacterium lepraemurium infection in mice. Exp Dermatol. 1992; 1: 152-160. 63. Byrne SN, Spinks N, Halliday GM. Ultraviolet a irradiation of C57BL/6 mice suppresses systemic contact hypersensitivity or enhances secondary immunity depending on dose. J Invest Dermatol. 2002; 119: 858-864. Brown RN, Lane RS. Natural and experimental Borrelia burgdorferi infections in woodrats and deer mice from California. J Wildl Dis. 1994; 30: 389-398. 64. Denkins YM, Kripke ML. Effect of UV irradiation on lethal infection of mice with Candida albicans. Photochem Photobiol. 1993; 57: 266-271. 48. 49. 50. Howie S, Norval M, Maingay J. Exposure to low-dose ultraviolet radiation suppress delayed-type hypersensitivity to herpes simplex virus in mice. J. Invest. Dermatol. 1986; 87: 630-633. 65. Denkins Y, Fidler IJ, Kripke ML. Exposure of mice to UV-B radiation suppresses delayed hypersensitivity to Candida albicans. Photochem Photobiol. 1989; 49: 615-619. 51. Norval M, el-Ghorr AA. UV radiation and mouse models of herpes simplex virus infection. Review. Photochem Photobiol. 1996; 64: 242-245. 66. 52. Brozek CM, Shopp GM, Ryan SL i wsp. In vivo exposure to ultraviolet radiation enhances pathogenic effects of murine leukemia virus, LP-BM5, in murine acquired immunodeficiency syndrome. Photochem Photobiol. 1992; 56: 287-295. Yoshikawa T, Streilein JW. Genetic basis of the effects of ultraviolet light B on cutaneous immunity. Evidence that polymorphism at the Tnfa and Lps loci governs susceptibility. Immunogenetics. 1990; 32: 398-405. 67. Noonan FP, Hoffman HA. Susceptibility to immunosuppression by ultraviolet B radiation in the mouse. Immunogenetics. 1994; 39: 29-39. 68. Noonan FP, Hoffman HA. Control of UVB immunosuppression in the mouse by autosomal and sex-linked genes. Immunogenetics. 1994; 40: 247-256. 53. Zmudzka BZ, Beer JZ. Activation of human immunodeficiency virus by ultraviolet radiation. Review. Photochem Photobiol. 1990; 52: 1153-1162. 54. Tschachler E, Groh V, Popovic M i wsp. Epidermal Langerhans cells: a target for HTLV-III/LAV infection. J Invest Dermatol. 1987; 88: 233-237.
