Alfa-synukleina w chorobie Parkinsona
advertisement
PRACE POGLĄDOWE Anna Oczkowska1 Wojciech Kozubski2 Jolanta Dorszewska1 Alfa-synukleina w chorobie Parkinsona Pracownia Neurobiologii Katedry Neurologii, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Choroba Parkinsona (chP) jest chorobą zwyrodnieniową ośrodkowego układu nerwowego, której patomechanizm nie jest całkowicie wyjaśniony. Obecnie wiadomo, że w mózgu chorych z chP obserwuje się zwyrodnienie i zanik neuronów dopaminergicznych oraz z różnym nasileniem neuronów noradrenergicznych, serotoninergicznych i cholinergicznych. Przyczyny wystąpienia chP upatruje się zarówno w czynnikach środowiskowych, jak i genetycznych, związanych przede wszystkim z mutacjami w genach SNCA i PRKN, które mogą prowadzić do zmian w budowie białek: alfa-synukleiny (ASN) i parkiny. W obrębie komórek nerwowych zaburzenia w strukturze białek chP mogą prowadzić do ich agregacji i tworzenia rozpuszczalnych oligomerów, a następnie nierozpuszczalnych filamentów i złogów w postaci ciał i neurytów Lewy’ego. W chP proces agregacji ASN może być modulowany przez wiele czynników m. in. stres oksydacyjny, inne białka neuronalne, parkinę, neuroprzekaźniki katecholaminowe a szczególnie dopaminę oraz mutacje w genie odpowiedzialnym za jej produkcję (SNCA). Wydaje się również, że na proces agregacji ASN mogą wpływać czynniki odpowiedzialne za destabilizację tetramerów ASN. Czy zatem ASN może stać się w przyszłości nowym punktem uchwytu dla farmakoterapii w chP. Parkinson’s disease (PD) is a degenerative disease of the central nervous system, of which patomechanizm entirely is not clear. In the picture neuropathologically there is observed degeneration and loss of dopaminergic neurons, but also noradrenergic, serotonergic and cholinergic neurons in patients with PD. It is believed, that causes of PD are both environmental and genetic factors, associated mainly with mutations in the SNCA and PRKN genes, which may lead to changes in the structure of proteins such as alpha-synuclein (ASN) and Parkin. In neurons, disorders of the protein structure can lead to its aggregation and formation of soluble oligomers and insoluble filaments in the form of Lewy bodies and Lewy neuritis. In PD aggregation of ASN can be modulated by many factors like: oxidative stress, other neuronal proteins, Parkin, catecholamines especially dopamine, and mutations of SNCA gene. It also appears that some impact on the aggregation of ASN may have destabilizing factors of ASN tetramers. That, does ASN may become a new point for pharmacotherapy in PD. Wprowadzenie W drugiej połowie XX wieku nastąpiło wydłużenie średniej długości życia, czemu towarzyszyło pojawienie się większej liczby zachorowań na schorzenia typowe dla wieku starczego, w tym na chorobę Parkinsona (chP). Obecnie chP jest jedną z najczęściej występujących chorób zwyrodnieniowych ośrodkowego układu nerwowego (OUN) i dotyczy niemal 2% populacji w wieku powyżej 65 r.ż. oraz 5% w wieku powyżej 85 r.ż. [1,2]. Ponadto, jak wynika z danych statystycznych i prognostycznych WHO w starzejącym się społeczeństwie częstość zachorowania na tę chorobę zwyrodnieniową będzie nadal wzrastać. W zależności od czasu ujawnienia się choroby wyróżnia się chP: - późnym początku (PchP) przypadającym na wiek powyżej 40 r.ż. - o wczesnym początku (WchP) poniżej 40 r.ż - postać młodzieńczą (MchP) ujawniającą się poniżej 30 r.ż. Wiadomo również, że chP może występować zarówno u członków najbliższej rodziny (rodzinna postać chP, RchP) w około 10% przypadków, jak i u osób nie spokrewnionych w 90% przypadków (sporadyczna postać chP, SchP) [3,4]. Chociaż chP została opisana po raz pierwszy blisko 200 lat temu, nadal pozostaje chorobą nieuleczalną, a jej patomechanizm nie jest w pełni poznany. Obecnie wiadomo, że morfologiczną podstawą chP jest postępujące zwyrodnienie i zanik neuronów dopaminergicznych szlaku nigrostriatalnego oraz w mniejszym stopniu mezokortykolimbicznego i podwzgórzowego [5], a także z różnym nasileniem neuronów noradrenergicznych, serotoninergicznych i cholinergicznych, na skutek odkładania się w ich cytoplazmie nierozpuszczalnych złogów patologicznych białek takich jak: alfa-synukleina (ASN) i parkina, tworzących m. in. ciała Lewy’ego (LB, ang. Lewy body) [6]. Wiadomo również, że zaburzenia w strukturze ASN i parkiny mogą być wyni- 1 Katedra Neurologii, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Kierownik katedry: Prof. dr hab. Wojciech Kozubski 2 Dodatkowe słowa kluczowe: alfa-synukleina parkina mutacje genetyczne choroba Parkinsona Additional key words: alpha-synuclein parkin genetic mutations Parkinson’s disease Adres do korespondencji: Anna Oczkowska Przybyszewskiego 49, 60-355 Poznań Telefon: 61- 869-11-34, 61-869-14-39 Fax: 61-869-16-97 E-mail: [email protected] 26 Alpha-synuclein in Parkinson’s disease A. Oczkowska i wsp. kiem oddziaływania zarówno czynników środowiskowych jak i genetycznych [7,8]. Jak wynika z danych literaturowych, obecnie u chorych z chP najczęściej prowadzone są badania genetyczne dotyczące mutacji w genach SNCA (PARK1, PARK4) i PRKN (PARK2) związane ze zmianami w budowie i funkcjach ASN i parkiny [9-13]. W ostatnim czasie pojawiły się również doniesienia dotyczące wzajemnego oddziaływania tych patologicznych białek (parkiny, ASN) i neuroprzekaźników katecholaminowych a szczególnie dopaminy DA. Być może wyjaśnienie mechanizmu wzajemnego oddziaływania pomiędzy białkami i neuroprzekaźnikami katecholowymi pomoże w wyjaśnieniu nieznanych dróg selektywnego uszkodzenia neuronów dopaminergicznych w przebiegu chP. Alfa-synukleina – budowa i funkcje Alfa-synukleina została po raz pierwszy opisana w pęcherzykach synaptycznych Thorpedo California. Alfa-synukleina jest kodowana przez gen SNCA zlokalizowany na długim ramieniu chromosomu 4 (4q21.3-22). Alfa-synukleina jest białkiem zbudowanym ze 140 aminokwasów i należy do wspólnej rodziny białek wraz z β- i γ-synukleiną [14]. Przez wiele lat struktura ASN określana była jako ,,niezwinięty” łańcuch aminokwasów, przyjmujący postać heliakalną jedynie w połączeniu z lipidami błon komórkowych. Sądzono, że ASN występuje jedynie pod postacią monomerów, jednak najnowsze badania wykazały, że ASN w warunkach fizjologicznych w znacznej mierze przyjmuje postać tetramerów i może przyjmować postać heliakalną bez połączenia z lipidami błonowymi [15]. W badaniach immunohistochemicznych wykazano, że ASN zasadniczo występuje w postaci związanej zarówno z błoną jądrową, jak i w obrębie pęcherzyków synaptycznych [16]. Natomiast w mniejszym stopniu występuje ona w postaci wolnej w obrębie cytoplazmy. Funkcje ASN nie są w pełni poznane, jednak ze względu na jej lokalizację komórkową sugeruje się związek tego białka z transportem synaptycznym, a jej interakcje z białkami cytoszkieletu mogą wskazywać na udział w aksonalnym transporcie pęcherzyków synaptycznych [17,18]. Potwierdzają to badania Mak i wsp., w których wykazano postępujące obniżenie ekspresji ASN, na poziomie mRNA w istocie czarnej mózgu myszy w średnim wieku (10-m-czne) i myszy starych (20-m-czne) w porównaniu z młodymi zwierzętami (myszy 2-m-czne), wskazujące jednocześnie na zaburzenie przekaźnictwa synaptycznego przez to białko lub jej funkcję jako markera [19]. Ponadto wykazano, że ASN może wpływać na wielkość pęcherzyków synaptycznych poprzez modulację metabolizmu lipidów i zapobieganie ich hydrolizie do zasady i kwasu fosfatydowego, odpowiedzialnego za tworzenie pęcherzyków synaptycznych z błon komórkowych. Wykazano również, że ASN reguluje czynność pęcherzyków synaptycznych poprzez wiązanie i transport kwasów tłuszczowych [19-21], a także bierze udział w przemianach fosfolipidów błonowych poprzez hamowanie aktywności Przegląd Lekarski 2014 / 71 / 1 fosfolipazy D (PLD2) [20,21]. Jednocześnie dowiedziono, że ASN może wchodzić w interakcję z kwaśnymi fosfolipidami pęcherzyków synaptycznych za pośrednictwem domeny N-końcowej i zmieniać stabilność swojej struktury drugorzędowej [22]. Ponadto wiadomo, że ASN może ulegać degradacji przy udziale układu ubikwityna-proteasom lub alternatywnie na drodze lizosomalnej autofagii oraz rozkładowi przez cytoplazmatyczne proteazy m.in. kapaniny I [23]. Natomiast w niektórych stanach patologicznych m. in. w chP może dochodzić do jej agregacji. Czynniki wpływające na agregację alfa-synukleiny w chorobie Parkinsona Zaburzenia w strukturze ASN (β-harmonijka) obserwowane w przebiegu chP mogą prowadzić do jej agregacji i tworzenia rozpuszczalnych oligomerów, a następnie nierozpuszczalnych filamentów i złogów w obrębie komórek nerwowych w postaci ciał i neurytów Lewy’ego [24]. Nie ma wątpliwości, że proces agregacji ASN jest zjawiskiem niekorzystnym dla komórek nerwowych nie tylko ze względu na dużą toksyczność powstających agregatów, ale również na zaburzenie funkcji ASN spowodowane obniżeniem jej biodostępności [24]. Proces agregacji ASN w chP może być modulowany przez wiele czynników m. in. stres oksydacyjny, inne białka neuronalne, parkinę, neuroprzekaźniki katecholaminowe a szczególnie dopaminę (DA) oraz mutacje w genie kodującym alfa-synukleinę. Wydaje się również, że wpływ na proces agregacji ASN mogą mieć czynniki prowadzące do destabilizacji tetramerów ASN (Ryc. 1.). Patologiczne białka neuronalne a agregacja alfa-synukleiny Sugeruje się, że ASN ulega interakcji z białkiem tau oraz amyloidogennym białkiem β-amyloidu (Aβ - ang. amyloid beta). Jak wykazano w badaniach na modelu doświadczalnym chP - myszach transgenicznych z nadekspresją ASN, białko tau i ASN mogą na siebie wzajemnie oddziaływać prowadząc do synergistycznej indukcji fibrylizacji zarówno ASN, jak i białka tau [25]. Z kolei na modelach doświadczalnych zarówno chP, jak i choroby Alzheimera (chA) (myszy transgeniczne z ekspresją ludzkiej ASN i Aβ), wykazano, że ASN może działać jako ,,zarodek nukleacji” zarówno dla samej siebie, jak i dla Aβ [26]. Z drugiej strony białka nieamyloidogenne, takie jak β-synukleina (BSN – ang. beta-synuclein) najprawdopodobniej chronią ASN przed jej agregacją, co zostało potwierdzone w badaniach na myszach transgenicznych z ekspresją ludzkiej ASN i BSN [27]. Oddziaływanie dopaminy i alfa-synukleiny Wykazano, że ASN może modulować biosyntezę katecholamin (Ryc. 2.) na drodze obniżenia ekspresji HT na poziomie białka, obniżenia ekspresji czynnika transkrypcyjnego Nurr1 inicjującego transkrypcję genu HT, jak również obniżenia ekspresji innych genów zaangażowanych w syntezę DA, takich jak: gen cyklohydrolazy GTP oraz DAA [28]. Jak wskazują badania przeprowadzone in vitro oraz w komórkach mózgu myszy i szczurów, ASN może prowadzić do obniżenia aktywności HT, poprzez wiązanie się z nieufosforylowaną (nieaktywną) formą HT i zwiększenie jej stabilności a także pośrednio poprzez modulację aktywności fosfataz i kinaz odpowiedzialnych za ufosforylowanie HT, takich jak: ERK, kinazy zależne od wapnia i kalmoduliny oraz kinaza białkowa C (PKC). Z kolei obniżenie aktywności HT może wpływać na zahamowanie biosyntezy DA [29-31]. W mózgu poziom DA jest kontrolowany na drodze metabolizmu w obrębie przestrzeni synaptycznej. Jednakże dopamina może również wracać do komórki za pośrednictwem transportera dopaminy (DATang. Dopamine transporter), ,,zamknięta” w pęcherzykach synaptycznych [32,33]. Sugeruje się, że ASN hamuje aktywność transportera dopaminy wpływając na szyb- Rycina 1 Schemat czynników wpływających na proces agregacji ASN. Białymi strzałkami oznaczono wpływ czynników zapobiegających agregacji ASN, strzałkami czarnymi- wpływ czynników ułatwiających agregację. Schematic view of ASN aggregation modulating factors. White arrows indicated influence of factors prevent the aggregation of ASN, black arrow influences to promote aggregation. 27 Rycina 2 Schemat metabolizmu amin katecholowych: DA- dopomina; A- adrenalina, NA- noradrenalina; DOPA- 3,4dihydroksyfenyloalanina; DOPAL- aldehyd 3,4-dihydroksyfenylooctowy; DOPAC- kwas 3,4- dihydroksyfenylooctowy; DOPEGAL- aldehyd dihydroksyfenyloglikolowy; DHPG- dihydroksyfenyloglikol; MHPG- 4-hydroksy-3metoksyfenyloetyloglikol; MN- metanefryna; NMN- normetanefryna; HVA- kwas homowanilinowy; VMA- kwas wanilinomigdałowy; HT- hydroksylaza tyrozynowa; DAA- dekarboksylaza aminokwasów aromatycznych; DBH- β-hydroksylaza dopaminy; PNMT- N-metylotransferaza fenyloetyloaminowa; AR- reduktaza aldehydowa; AD- dehydrogenaza aldehydowa Schematic view of metabolism of catecholamine: DA- dopamine; A- adrenaline; NA- noradrenaline; DOPA- 3,4-dihydroxyphenylalanine; DOPAL- 3,4-dihydroxyphenylacetaldehyde; DOPAC- 3,4-dihydroxyphenylacetic acid; DOPEGALdihydroxyphenylglycolaldehyde; DHPG- dihydroxyphenylglycol; MHPG- 4-hydroxy-3-methoxyphenylethyleneglycol; MN- ; NMN- ; HVA- homovanillic acid; VMA- vanillylmandelic acid; HT- Tyrosine hydroxylase; DAA- amino acid decarboxylase; DBH - dopamine-β-hydroxylase; PNMT- phenylethanolamine-N-methyl transferase; AR- aldehyde reductase; AD- ldehyde dehydrogenase Rycina 3 Schemat kierowania ASN na drogę degradacji w proteasomie z udziałem parkiny: ubi, R1, ibr, R2 – domeny białka parkiny; add prot – białka dodatkowe tworzące kompleks z parking; U – ubikwityna, E2 – enzym E2 procesu ubikwitynacji Schematic view of pathway of the ASN degradation in the proteasome involving parkin: ubi, R1, ibr, R2 – parkin’s domain; add prot – additional proteins forming a complex with parkin; U – ubiquitin, E2 – enyme E2 of ubiquitination kość wychwytu DA nie zaś na powinowactwo DAT do DA [34]. Z drugiej strony katecholaminy, a szczególnie DA mogą modulować oligomeryzację ASN w komórkach linii PC12 z nadekspresją 28 ASN [35]. Wykazano także, iż produkty utleniania DA wpływają na agregację ASN in vitro oraz że proces ten zależy od pH środowiska [36]. Ponadto w badaniach Da Costa i wsp. przeprowadzonych na komórkach nerwowych linii TSM1, 6-hydroksydopamina wywołując nasiloną agregację ASN może na drodze zmniejszenia biodostępności tego białka hamować jej działanie antyapoptotyczne [37]. Natomiast badania prowadzone w komórkach linii PC12 z nadekspresją ASN wskazują, że DA i jej utlenione pochodne powodują zahamowanie agregacji ASN na poziomie oligomerów (protofibryli) i zapobiegają jej dalszej fibrylizacji [35]. Ponadto wykazano, że pomiędzy DA a ASN może dochodzić do interakcji prowadzącej do utleniania czterech metionin (Met) zawartych w regionach C- i N-końca ASN. Postuluje się, iż proces ten jest głównym mechanizmem generującym tworzenie oligomerów ASN zapobiegających łączeniu się monomerów ASN na zasadzie koniec do końca charakterystycznych dla procesu formowania się nierozpuszczalnych fibrylli [38,39]. Natomiast w badaniach prowadzonych zarówno na Drosophila, jak i na mysim i szczurzym modelu chP wykazano, że DA hamuje fibrylizację ASN także poprzez tworzenie adduktów i stabilizację protofibrylli niezdolnych do dalszej agregacji i tworzenia fibryli [40]. Ponadto wykazano, że dopaminochrom, produkt oksydacji DA in vitro hamuje fibrylizację ASN wchodząc w interakcję ze specyficznym regionem C-końca białka i indukując tworzenie sferycznych oligomerów ASN, które nie ulegają dalszej fibrylizacji na skutek zmian konformacji ASN [38]. Mimo, że przez wiele lat utrzymywał się pogląd, iż odkładanie się złogów ASN w postaci LB jest główną przyczyną zmian neurodegeneracyjnych m. in. w chP, obecnie postuluje się, iż LB są formą agresomów i mogą pełnić rolę neuroprotekcyjną poprzez odłączenie nieprawidłowych białek oraz zapobieganie ich interakcji z innymi składnikami komórek [41]. Co więcej obecnie raczej protofibryle uważa się za wysoce neurotoksyczne, gdyż posiadają one zwiększone powinowactwo do fosfolipidów błon pęcherzyków synaptycznych i w konsekwencji przyjmują strukturę β-harmonijki tworząc w ich błonie pory, przez które DA i związki toksyczne wydostają się do cytoplazmy [41]. Udział parkiny w agregacji alfa-synukleiny Obecnie uważa się, że istotny wpływ na proces fibrylizacji ASN może wywierać również sprawność funkcjonowania systemu ubikwityna-proteasom. Jak wykazano, zarówno w badaniach na hodowlach komórkowych neuronów, jak i in vivo w zwierzęcym modelu doświadczalnym chP u szczurów, zaburzenia w działaniu proteasomów prowadzą, do nasilenia agregacji ASN na skutek jej nieefektywnej eliminacji. Białkiem o kluczowym znaczeniu dla prawidłowego funkcjonowania systemu ubikwityna-proteasom jest parkina. Parkina jest białkiem cytoplazmatycznym zbudowanym z 465aa, kodowanym przez gen PRKN, zlokalizowany na długim ramieniu chromosomu 6 (6q25.2-27), zbudowany z 12 eksonów [42]. W budowie parkiny wyróżnia się N-końcową domenę homologiczną z ubikwityną (ang. N-terminal ubiquitin-like domain) oraz C-końcową domenę z dwoma motywami palca RING A. Oczkowska i wsp. (ang. RING finger motifs), których obecność może wskazywać na jej potencjalną funkcję regulatorową [43]. Wykazano, że parkina może regulować transkrypcję i replikację DNA mitochondrialnego w proliferujących komórkach. Jednak parkina funkcjonuje głównie jako ligaza ubikwytynowa E3 stymulując wiązanie białek (przeznaczonych do degradacji w proteasomie) z ubikwityną, w rezultacie zapobiegając także apoptozie komórek [13,43]. Jak wynika z pracy Zhang i wsp., parkina odpowiada również za własną ubikwitynację i degradację w proteasomie [43]. W 2001 r. Shimura i wsp. po raz pierwszy opisali występowanie w mózgu człowieka kompleksu zawierającego parkinę wraz z glikozylowaną formą ASN (alpha- Sp22), wskazując tym samym na zaangażowanie parkiny w procesy degradacji ASN w układzie ubikwityna-proteasom (Ryc. 3.) [44,45]. Wykazano, że dysfunkcja parkiny może prowadzić do nieefektywnej eliminacji ASN i do tworzenia się jej złogów [46]. Najnowsze badania wykazały, że parkina może odgrywać rolę decyzyjną w ,,wyborze” między dwoma systemami degradacji: aktywnością proteasomu (poprzez zdolność promowania związanej z proteasomem ubikwitynacji K48) i makroautofagią (poprzez ubikwitynację K63 związaną z sygnalizacją komórkową oraz tworzeniem LB) [47-49]. Ponadto, jak wynika z piśmiennictwa parkina może oddziaływać również z DA i pośrednio wpływać na agregację ASN w komórce nerwowej [50]. W badaniach na myszach transgenicznych z wyciszonym genem Gpr37 wykazano, że parkina może regulować stężenie DA zarówno przez modulację aktywności tyrozynazy, jak i regulację procesu degradacji DAT należącego do spektrum substratowego parkiny oraz poprzez oddziaływanie na receptor GPR37 [51]. Co ciekawe w badaniach prowadzonych na dopaminergicznych komórkach neuroblastomy z nadekspresją parkiny wykazano, że może ona również chronić neurony przed apoptozą indukowaną działaniem DA i jej pochodnymi [52]. Z drugiej strony udowodniono również, iż parkina w hodowlach komórkowych szczurzych neuronów podlega działaniu utlenionych pochodnych DA oraz kowalencyjnym modyfikacjom przez DA, prowadzącym do zahamowania jej aktywności [53,54]. Jednak główną przyczyną dysfunkcji parkiny wydają się być mutacje w genie kodującym to białko (PRKN). Po raz pierwszy mutację genu PRKN opisano w japońskiej rodzinie, w której występowała dziedziczona autosomalnie recesywnie MchP [55]. Jak do tej pory zidentyfikowano ponad 100 mutacji genu PRKN obejmujących zarówno delecje i insercje jednego lub kilku eksonów, jak i mutacje punktowe prowadzące do zmiany ramki odczytu, przedwczesnej terminacji translacji czy też substytucji aminokwasów, z czego prawie połowa opisanych mutacji to mutacje typu missence/nonsence [11,42,56]. Jak wykazano, mutacje w genie PRKN są najczęściej występującymi zaburzeniami genetycznymi w rodzinnych przypadkach MchP [21], chociaż ich obecność wykazano również w PchP, zarówno w RchP, jak i SchP [56-58]. Ponadto wykazano, Przegląd Lekarski 2014 / 71 / 1 że mutacje w genie PRKN w eksonach 2, 4, 7, 8, 10 i 11 występują z różną częstością zarówno w rasie kaukaskiej (w tym w 19% w SchP w populacji europejskiej), jak i wśród populacji krajów afrykańskich i azjatyckich [11,59]. W populacji polskiej jak do tej pory przeprowadzono badanie występowania mutacji (sekwecjonowano cały gen) w genie PRKN jedynie u chorych z WchP, które wskazywało na niewielki udział tych mutacji w patogenezie chP [60]. Natomiast wyniki wstępnych badań autorów artykułu obejmujących analizę mutacji w eksonach 4, 7 i 11 genu PRKN u chorych ze SchP wskazywały, że analizowane mutacje punktowe (G601A, C924T, G1281A) w populacji polskiej występują z podobną częstością jak w populacji Europejczyków, i stanowią 20,6 % przypadków SchP [61]. Jednocześnie badania prowadzone przez autorów artykułu w tej samej grupie osób na obecność delecji eksonów 2 i 4 genu PRKN, wskazały na niewielki udział tych mutacji w patogenezie chP w populacji polskiej w odróżnieniu od populacji niemieckiej, japońskiej oraz wyników uzyskanych w badaniach wielopopulacyjnych [11, 61-63]. Mimo, iż rola heterozygotycznych mutacji PRKN nie jest do końca poznana obecnie uważa się, że polimorfizmy genu PRKN mogą odgrywać rolę w rozwoju SchP [58, 62], m. in. poprzez zmianę rozpuszczalności parkiny prowadzącą do jego agregacji np. na skutek mutacji R275W [64], czy też obniżenie aktywności enzymatycznej parkiny, jak ma to miejsce w przypadku substytucji aminokwasu argininy (Arg) na tryptofan (Trp) w obrębie domeny R1 tego białka wywołanej mutacją PRKN C924T oraz akumulacji niezubikwitynizowanych białek, które wprawdzie tworzą agregaty, ale nie przybierają formy typowych LB [65]. W badaniach West i wsp. wykazano, że wariant promotora genu PRKN związany z niższą ekspresją parkiny występował istotnie częściej u chorych z chP w porównaniu z grupą kontrolną [66]. Wydaje się również, że zmniejszona wydajność parkiny, również w przypadku mutacji heterozygotycznych genu PRKN może prowadzić do zwiększonego ryzyka ujawnienia się chP. Jednocześnie wykazano, że zmutowana parkina może prowadzić do tworzenia złogów ASN, poprzez utrudnienie jej degradacji (brak zdolności wiązania parkiny z glikozylowaną ASN) [46]. Rola stresu oksydacyjnego w procesie agregacji alfa-synukleiny Uważa się, że stres oksydacyjny oraz zaburzenia funkcjonowania I kompleksu mitochondrialnego mogą modulować proces agregacji ASN. Jednocześnie, jak wykazano proces agregacji ASN może ulegać nasileniu na skutek generowania reaktywnych form tlenu (RFT), zwiększonego stężenia DA i jej utlenionych pochodnych, oraz dysfunkcji parkiny. Zmieniona strukturalnie parkina może wpływać na stężenia białek związanych ze stresem oksydacyjnym oraz funkcjonowaniem mitochondriów, a także prowadzić do wzrostu peroksydacji białek i lipidów w komórce [67,68]. Z drugiej strony wykazano, że ASN może prowadzić do wzrostu stresu oksydacyjnego poprzez zaburzenie aktywności DAT i aktywację syntetazy tlenku azotu, NO (NOS, ang. Nitric oxide synthase) [69]. Mutacje w genie kodującym alfa-synukleinę a proces agregacji Jednym z kluczowych czynników wpływających na modyfikacje strukturalne ASN są mutacje w genie SNCA obejmujące zarówno mutacje punktowe, multiplikacje genu, jak i polimorfizm w obrębie regionu promotorowego. Pierwszą z opisanych mutacji punktowych genu SNCA warunkujących ujawnienie się chP była transwersja G na A w pozycji 209 eksonu 4 powodująca zamianę alaniny (Ala) na treoninę (Thr) w pozycji 53 białka ASN [70]. Co ciekawe ewolucyjnie konserwowany gen SNCA, u myszy, szczura oraz kanarka, fizjologicznie zawiera Thr zamiast Ala w pozycji 53 kodonu, których zamiana u ludzi prowadzi do ujawnienia się chP [4]. Już pierwsze doniesienia literaturowe opisujące przypadek sycylijskiej rodziny Contrusi, w której występowała RchP wywołana mutacją A53T SNCA wskazywały na szybszy postęp choroby i wczesny jej początek [71]. Większość członków rodziny Contrusi z mutacją A53T SNCA dotkniętych chP przejawiała jednostronne drżenie spoczynkowe, zaburzenia postawy i chodu, spowolnienie ruchowe oraz sztywność mięśni. Często dochodziło do rozwoju cech otępienia (z różnym nasileniem). Chorzy dobrze reagowali na terapię lewodopą, ale występowały u nich liczne dyskinezy [71]. Kolejną mutacją punktową genu SNCA była zidentyfikowana w niemieckiej rodzinie transwersja G>C w pozycji 88 w eksonie 3 [72] prowadząca do zamiany Ala na prolinę (Pro) w pozycji 30. Jak wykazano, w wyniku tej mutacji ASN została pozbawiona zdolności łączenia się N-końcową domeną z błoną pęcherzyków synaptycznych przenoszonych szybkim transportem aksonalnym, prowadząc do zmiany lokalizacji ASN w komórce. Choroba Parkinsona wywołana mutacją A30P SNCA wiązała się ze stosunkowo wczesnym wiekiem ujawnienia choroby i charakteryzowała się nieco łagodniejszym przebiegiem w porównaniu z chorymi z mutacją A53T SNCA o przebiegu podobnym do SchP [72]. Niemniej jednak w przypadku obu mutacji opisywano dużą zmienność objawów w obrębie poszczególnych rodzin [71, 72]. Co istotne, wykazano, że mutacje A53T oraz A30P SNCA zwiększają zdolność do tworzenia oligomerów przez ASN nie zaś do dalszej fibrylizacji [41]. Z drugiej strony w badaniach na hodowlach komórkowych neuronów wykazano, że mutacja A53T SNCA zwiększa zdolność agregacji ASN i tworzenia filamentów w przeciwieństwie do mutacji A30P SNCA [73]. Wyniki te wydają się być zbieżne z danymi wskazującymi na wpływ mutacji A53T SNCA na zdolność hamowania aktywności DAT przez ASN. Jak wykazano, zmutowana ASN A30P zachowuje zdolność hamowania aktywności DAT w przeciwieństwie do wariantu A53T SNCA [38,41]. Wydaje się, iż zwiększony wychwyt zwrotny DA wywołany nieefektywnym hamowaniem DAT przez zmutowaną formę 29 ASN powoduje wzrost poziomu DA i może prowadzić do nasilenia agregacji ASN. Jednocześnie w badaniach in vitro wykazano, że zmutowana ASN (A53T, A30P) podobnie jak forma dzika, wpływa hamująco na aktywność HT [37,39]. Jednakże doniesienia te nie zostały dotychczas potwierdzone w warunkach in vivo. Wydaje się, że w przypadku nasilonej agregacji zmutowanych (A53T, A30P) form ASN na skutek zmniejszonego stężenia rozpuszczalnej puli tego białka może dochodzić do nieefektywnego hamowania aktywności HT. Opisano również trzecią mutację punktową genu SNCA wywołującą zamianę kwasu glutaminowego na lizynę w pozycji 46 białka (E46K) [74]. Jak wykazano, mutacja E46K SNCA zmieniając polaryzację ASN wpływa na występowanie znacznych zmian fizykochemicznych i molekularnych w obrębie tego białka. Sugeruje się również, iż mutacja E46K SNCA poprzez modyfikację wiązania z fosfolipidami błon komórkowych może zaburzać uwalnianie neurotransmiterów, również katecholamin, oraz powodować bardziej efektywną agregację ASN w porównaniu z mutacjami A53T i A30P [75]. W obrazie klinicznym chorych z mutacją E46K SNCA obserwowano nie tylko zaburzenia motoryczne i cechy otępienia, ale również halucynacje wzrokowe [74]. Jak wynika z najnowszych doniesień, u chorych z mutacją E46K SNCA zaburzenia neuropsychologiczne pojawiają się na wczesnym etapie choroby i mogą stanowić odrębną cechę zaburzeń poznawczych [76]. Agregacja ASN może być wywołana nie tylko mutacjami punktowymi genu SNCA, ale również duplikacją czy triplikacją tego genu. Ponadto wykazano, że triplikacja genu SNCA prowadzi do 2-krotnego zwiększenia poziomu ASN, natomiast duplikacja podnosi poziom tego białka 1,5-krotnie [37]. Obecnie wiadomo, że triplikacja genu SNCA związana jest z występowaniem WchP o szybkim postępie, w przebiegu której często dochodzi do rozwoju otępienia i zaburzeń układu autonomicznego [77]. Z kolei chP wywołana duplikacją genu SNCA ujawnia się nieco później, rozwija powoli, bez cech otępienia i charakteryzuje obrazem klinicznym podobnym do SchP [78]. Obecnie uważa się również, że występująca u chorych z chP warunkowaną triplikacją genu SNCA, hipotonia ortostatyczna, której nie opisywano w przypadkach duplikacji genu prawdopodobnie może być związana z zaburzeniami powstawania pęcherzyków synaptycznych i zachodzącej w nich biosyntezy noradrenaliny i adrenaliny wywołanej dysfunkcją ASN [77,78]. Hipoteza ta, wydaje się tłumaczyć wyniki szeregu badań patomorfologicznych, w których wykazano, iż w przebiegu chP dochodzi nie tylko do zaniku neuronów dopaminergicznych, ale także do utraty zakończeń noradrenergicznych, również w obrębie układu sympatycznego serca [79,80]. Z doniesień piśmiennictwa wynika, że, pojawienie się każdej dodatkowej kopi genu SNCA może wpływać na okres ujawnienia się chP i skutkować nasileniem objawów klinicznych, chociaż pojawiły się również doniesienia wskazujące na szybszy postęp chP u chorych z duplikacją genu SNCA z 30 włoskiej rodziny, u których obserwowano wcześniejszy początek choroby (ok. 40 r.ż.), jak również szybki postęp z wczesnymi fluktuacjami i dyskinezami oraz rozwijającymi się cechami otępienia [81]. W 2008 roku opisano również przypadek chorego z chP z duplikacją SNCA nie odpowiadającego na leczenie L-dopą, u którego choroba postępowała bardzo szybko (do stopnia V w skali Hoehna Yahra w ciągu kilku lat) [82]. Z drugiej strony w kilku rodzinach z duplikacją SNCA opisywano także przypadki bezobjawowych nosicieli mutacji, u których nie wykazano żadnych zmian przedklinicznych również w obrazie PET, czy zaburzeń węchu. Te doniesienia wskazują na zmienną penetrację duplikacji SNCA, dla której współczynnik wynosi ok. 30-40% [83]. Uważa się, że prawdopodobnie zmienna penetracja duplikacji SNCA może być związana z udziałem innych czynników genetycznych bądź środowiskowych [84]. Obecnie wiadomo, że nadekspresja ASN w komórce nerwowej ułatwia procesy agregacji tego białka nawet w przypadku obecności jego prawidłowej formy. Zaczęto więc podejrzewać, iż nie tylko mutacje w obrębie samego genu SNCA ale być może także inne czynniki wpływające na poziom ekspresji ASN mogą wpływać na ujawnienie się SchP. Badania prowadzone przez Chiba-Falek i wsp. wykazały, że w regionie NACP-Rep1 odcinka promotorowego genu SNCA, znajduje się miejsce polimorficzne różniące się liczbą powtórzeń dwunukleotydowych mające wpływ na poziom ekspresji ASN oraz ryzyko wystąpienia chP [85,86]. Region ten zawiera powtórzenia dwunukleotydowe (TC)x(T)2(TC)y(TA)2(CA)z mogące różnić się zarówno liczbą powtórzeń, jak i zawierać zamiany nukleotydów, przy czym udowodniono, iż zmiana długości regionu bardziej niż substytucje wpływa na regulację ekspresji ASN i odgrywa większą rolę w modulacji ryzyka wystąpienia chP [87-89]. Dotychczas opisano jako najczęściej występujące u człowieka pięć alleli NACP-Rep1 (-1, 0, +1, +2, +3) odcinka promotorowego genu SNCA, przy czym allel +1 regionu NACP-Rep1 promotora SNCA najczęściej występował w populacji Europejskiej [88,89]. Wykazano również, że allel 0 regionu NACP-Rep1 promotora SNCA jest o dwie pary zasad krótszy od allelu +1, odpowiednio allel -1, krótszy o 4pz, +2 i +3 dłuższe o 2 i 4pz. Ponadto allel +1 regionu NACP-Rep1 genu SNCA, zawierający 259pz w istotnym stopniu redukuje ryzyko wystąpienia chP w populacji Europejskiej i Australijskiej. Wykazano również, że obecność genotypu +1/+1 NACP-Rep1 SNCA związana jest z niższym poziomem ASN we krwi w porównaniu z genotypami +2/+2, +1/+2 oraz +1/+3 regionu NACP-Rep1 SNCA, które prawdopodobnie mogą być związane ze zjawiskiem nasilonej agregacji ASN [87,88]. Również w badaniach wstępnych autorów artykułu wykazano, że obecność allelu +1 NACP-Rep1 SNCA może mieć działanie ochronne przed zachorowaniem na chP, z kolei allele +2 oraz +3 NACP-Rep1 SNCA wydają się predysponować do zachorowania na tę chorobę zwyrodnieniową poprzez wpływ na poziom toksycznego ASN. Obecnie uważa się, że na proces agre- gacji ASN u chorych z chP mogą wpływać również czynniki takie jak: alternatywny splicing, fosforylacja czy czynniki modyfikujące ekspresję genu SNCA. Znaczenie wymienionych czynników nie zostało dotychczas w pełni poznane. Wydaje się, że dokładne zbadanie genotypów regionu NACP-Rep1 odcinka promotorowego genu SNCA może nie tylko pomóc w wyjaśnieniu patogenezy chP, ale również ułatwić wczesną diagnostykę i określić stopień ryzyka zachorowania na chP. Znaczenie destabilizacji tetramerów alfa-synukleiny w procesach agregacji Jak wykazali autorzy opublikowanego w 2011 roku w Nature rewolucyjnego odkrycia, proces agregacji ASN musi być poprzedzony rozpadem tetramerów do łatwo ulegających agregacji monomerów tego białka. Jednocześnie wykazano, że same tetramery ASN w ogóle lub też w niewielkim stopniu ulegają agregacji. Autorzy pracy sugerują również, że w proces agregacji ASN mogą być zaangażowane nowe, nieznane jeszcze czynniki wpływające m. in. na destabilizację struktury tetrameru ASN [15]. Alfa-synukleina- cel terapeutyczny w chorobie Parkinsona Od lat 60 XXw. podstawowym lekiem stosowanym w leczeniu chP jest L-dopa. Jednak terapia chorych z chP tym farmaceutykiem wiąże się z występowaniem licznych skutków ubocznych głównie zaburzeń motorycznych. Ponadto skuteczność terapii L-dopą u chorych z chP często maleje wraz z postępem choroby. Terapią alternatywną w chP jest podawanie agonistów receptorów dopaminowych, które w bezpośredni sposób pobudzają receptory dopaminowe (głównie receptory D2) wykazując jednocześnie dłuższy biologiczny okres półtrwania leku. Badania ostatnich lat wykazały, że agoniści receptorów dopaminowych poza działaniem pobudzającym na receptory dopaminergiczne komórek nerwowych prążkowia mogą wykazywać również działanie neuroprotekcyjne [90,91] oraz hamować proces agregacji ASN [92,93]. Jednakże niekiedy mogą one wykazywać mniejszą skuteczność w porównaniu do L-dopy oraz powodować więcej objawów ubocznych u chorych z chP. Ze względu na ograniczoną skuteczność stosowanej obecnie farmakoterapii w chP w ostatnim czasie nasilono poszukiwania nowych strategii terapeutycznych. Jeden z nurtów badań nad niedoborem dopaminy w chP obejmujący terapię genową przyniósł w fazie przedklinicznej obiecujące wyniki [94,95]. Jednak zastosowanie terapii genowej okazało się nie w pełni zadowalające, ponieważ nie prowadziła ona do poprawy dysfunkcji i regeneracji neuronów dopaminergicznych. Spośród wielu nowych koncepcji terapeutycznych ogromne nadzieje wiązano z zastosowaniem komórek macierzystych, które miały umożliwić regenerację uszkodzonych ośrodków w mózgu chorych z chP. Poza wątpliwościami etycznymi towarzyszącymi metodzie związanej ze stosowaniem komórek macierzystych, wykazano małą skuteczność tej terapii. Wprawdzie przeszczepienie chorym z chP ludzkich zarodkowych komórek śródmózgowia przynosiło czasową A. Oczkowska i wsp. poprawę stanu zdrowia, ale po upływie 1116 lat od zabiegu w obrębie pochodzących z przeszczepu komórek dopaminergicznych dochodziło do rozwoju LB [96-98]. Sugeruje się, że przyczyną powstawania LB w przeszczepionych komórkach była zdolność ,,przechodzenia” ASN z komórki chorego do komórki przeszczepu [99]. Obecnie uważa się, że ASN może stać się kluczowym punktem uchwytu dla przyszłych działań terapeutycznych w chP. Prowadzone są liczne badania zmierzające do obniżenia poziomu ekspresji ASN lub zahamowania jej agregacji. Jak wskazują doniesienia piśmiennictwa zostały podjęte próby obniżenia poziomu ASN poprzez kontrolę czynników transkrypcyjnych takich jak: rodzina czynników GATA [100] oraz zastosowanie zjawiska interferencji RNA. Celowość zastosowania zjawiska interferencji RNA w regulacji poziomu ASN potwierdziły badania przeprowadzone zarówno na hodowlach komórkowych, jak i w modelu zwierzęcym (szczury i myszy). Niemniej jednak kwestią kontrowersyjną pozostaje bezpieczeństwo zastosowania takiej terapii, ze względu na możliwość zaburzenia fizjologicznych funkcji ASN poprzez nadmierne obniżenie jej poziomu i możliwość dysfunkcji komórek nerwowych ,,pozbawionych” ASN [101-103]. Ponadto pojawiły się doniesienia wskazujące, że interferencja RNA może wywoływać śmierć komórek nerwowych [104]. Inną strategią potencjalnej terapii chP związanej z zapobieganiem formowania agregatów ASN jest zastosowanie małych peptydów hamujących proces agregacji lub zwiększających ekspresję białek opiekuńczych w komórkach nerwowych, jak również nasilenie procesu autofagii agregatów ASN [13]. Z kolei wspomniana zdolność do przekazywania nieprawidłowo pofałdowanej ASN z jednych neuronów do drugich w patogenezie chP stała się podstawą priono-podobnej (prion-like) hipotezy. Wydaje się, że ukierunkowanie działań terapeutycznych na zaburzenie międzykomórkowego transferu ASN poprzez hamowanie uwalniania tego białka do przestrzeni zewnątrzkomórkowej lub hamowanie jego wychwytu w sąsiednich neuronach może również prowadzić do zmniejszenia agregacji ASN. Jedną z metod obniżenia poziomu ASN wydaje się być także zastosowanie przeciwciał skierowanych przeciwko ASN. Badania na myszach transgenicznych z nadekspresją ASN, wykazały, że podanie przeciwciał przeciwko ASN opóźniało rozwój chP u zwierząt doświadczalnych [105]. Nadzieje na opracowanie skutecznej terapii w chP wiąże się również z możliwością zastosowania związków stabilizujących strukturę tetramerów ASN w celu zapobiegania jej agregacji a tym samym rozwojowi procesu neurodegeneracyjnego [15]. Obecnie planuje się podjęcie badań mających na celu poszukiwanie cząsteczek mających zdolność wbudowywania się w strukturę tetrameru i jej stabilizowania. Piśmiennictwo: 1. de Lau LM, Breteler MM: Epidemiology of Parkinson’s disease. Lancet Neurol. 2006; 5: 525-535. Przegląd Lekarski 2014 / 71 / 1 2. Van Den Eeden SK, Tanner CM, Bernstein AL. et al: Incidence of Parkinson’s disease: variation by age, gender, and race/ethnicity. Am J Epidemiol. 2003; 157: 1015-1522. 3. Mayeux R: Epidemiology of neurodegeneration. Annu Rev Neurosci. 2003; 26: 81-104. 4. Riess O, Jakes R, Krüger R. et al: Genetic dissection of familial Parkinson’s disease. Mol Med Today 1998; 4: 438-444. 5. Schapira AH: Present and future drug treatment for Parkinson’s disease, J Neurol Neurosurg Psychiatry 2005; 76: 1472-1478. 6. Del Tredici K, Rüb U, De Vos RA. et al: Where does parkinson disease pathology begin in the brain? J Neuropathol Exp Neurol. 2002; 61: 413-426. 7. Goldstein DS, Holmes C, Sharabi Y. et al: Plasma levels of catechols and metanephrines in neurogenic orthostatic hypotension. Neurology 2003; 60: 1327-1332. 8. Jenner P, Sheehy M, Marsden CD: Noradrenaline and 5-hydroxytryptamine modulation of brain dopamine function: implications for the treatment of Parkinson’s disease. Br J Clin Pharmacol. 1983; 15: 277-289. 9. Gasser T: Genetics of Parkinson’s disease. Curr Opin Neurol. 2005; 18: 363-369. 10. Gatto NM, Rhodes SL, Manthripragada AD. et al: α-Synuclein gene may interact with environmental factors in increasing risk of Parkinson’s disease. Neuroepidemiology 2010; 35: 191-195. 11. Kitada T, Asakawa S, Hattori N. et al: Mutations in the parkin gene cause autosomal recessive juvenile parkinsonism. Nature 1998; 392: 605-608. 12. Oksman M, Tanila H, Yavich L: Behavioural and neurochemical response of alpha-synuclein A30P transgenic mice to the effects of L-DOPA. Neuropharmacology 2009; 56: 647-652. 14. Clayton DF, George JM: The synucleins: a family of proteins involved in synaptic function, plasticity, neurodegeneration and disease. Trends Neurosci. 1998; 21: 249-254. 15. Bartels T, Choi JG, Selkoe DJ: α-Synuclein occurs physiologically as a helically folded tetramer that resists aggregation. Nature 2011; 14: 107-110. 16. Totterdell S, Meredith GE: Localization of alphasynuclein to identified fibers and synapses in the normal mouse brain. Neuroscience 2005; 135: 907-913. 17. Alim MA, Hossain MS, Arima K. et al: Tubulin seeds alpha-synuclein fibril formation. J Biol Chem. 2002; 277: 2112-2117. 18. Kahle PJ, Neumann M, Ozmen L. et al: Subcellular localization of wild-type and Parkinson’s disease-associated mutant α-synuclein in human and transgenic mouse brain. J Neurosci. 2000; 20: 6365-6373. 19. Mak SK, McCormack AL, Langston JW. et al: Decreased alpha-synuclein expression in the aging mouse substantia nigra. Exp Neurol. 2009; 220: 359-365. 20. Cole NB, Murphy DD, Grider T. et al: Lipid droplet binding and oligomerization properties of the Parkinson’s disease protein α-synuclein. J Biol Chem. 2002; 277: 6344-6352. 21. Liscovitch M, Czarny M, Fiucci G. et al: Phospholipase D: molecular and cell biology of a novel gene family. Biochem J. 2000; 345: 401-415. 22. Davidson WS, Jonas A, Clayton DF. et al: Stabilization of α-synuclein secondary structure upon binding to synthetic membranes. J Biol Chem. 1998; 273: 9443-9449. 23. Webb JL, Ravikumar B, Atkins J. et al: Alpha-Synuclein is degraded by both autophagy and the proteasome. J Biol Chem. 2003; 278: 25009-25013. 24. Conway KA, Lee SJ, Rochet JC. et al: Acceleration of oligomerization, not fibrillization, is a shared property of both α-synuclein mutations linked to early-onset Parkinson’s disease: implications for pathogenesis and therapy. Proc Natl Acad Sci. USA 2000; 97: 571-576. 25. Haggerty T, Credle J, Rodriguez O. et al: Hyperphosphorylated Tau in an α-synuclein-overexpressing transgenic model of Parkinson’s disease. Eur. J. Neurosci. 2011, 33, 1598-610. 26. Masliah E, Rockenstein E, Veinbergs I. et al: β-amyloid peptides enhance α-synuclein accumulation and neuronal deficits in a transgenic mouse model linking Alzheimer’s disease and Parkinson’s disease. Proc Natl Acad Sci USA 2001; 98: 12245- 12250. 27. Hashimoto M, Rockenstein E, Mante M. et al: β-synuclein inhibits α-synuclein aggregation: a possible role as an anti-parkinsonian factor. Neuron 2001; 32: 213-223. 28. Baptista MJ, O.Farrell C, Daya S: Co-ordinate transcriptional regulation of dopamine synthesis genes by alpha-synuclein in human neuroblastoma cell lines. J Neurochem. 2003; 85: 957-968. 29. Dai JG, Murakami K: Constitutively and autonomously active protein kinase C associated with 143-3 zeta in the rodent brain. J Neurochem. 2003; 84: 23-34. 30. Lee D, Lee SY, Lee EN. et al: Alpha-Synuclein exhibits competitive interaction between calmodulin and synthetic membranes. J Neurochem. 2002; 82: 1007-1017. 31. Maguire-Zeiss KA, Short DW, Federoff HJ: Synuclein, dopamine and oxidative stress: coconspirators in Parkinson.s disease? Brain Res Mol Brain Res. 2005; 134: 18-23. 32. Eisenhofer G, Kopin IJ, Goldstein DS. et al: Catecholamine metabolism: a contemporary view with implications for physiology and medicine. Pharmacol Rev. 2004; 56: 331-349. 33. Januszewicz W, Wocial B, Sznajderman M. i wsp: Guz chromochłonny. Wyd. II. Warszawa: Wydawnictwo Lekarskie PZWL, 2000 34. Lotharius J, Brundin P: Impaired dopamine storage resulting from alpha-synuclein mutations may contribute to the pathogenesis of Parkinson’s disease. Hum Mol Genet. 2002; 11: 2395-2407. 35. Ito S, Nakaso K, Imamura K. et al: Endogenous catecholamine enhances the dysfunction of unfolded protein response and alpha-synuclein oligomerization in PC12 cells overexpressing human alpha-synuclein. Neurosci Res. 2010; 66: 124-130. 36. Pham CL, Leong SL, Ali FE. et al: Dopamine and the dopamine oxidation product 5,6-dihydroxylindole promote distinct on-pathway and off-pathway aggregation of alpha-synuclein in a pH-dependent manner. J Mol Biol. 2009; 387: 771-785. 37. da Costa CA, Ancolio K, Checler F: Wild-type but not Parkinson’s disease-related Ala53Thr mutant alpha -synuclein protects neuronal cells from apoptotic stimuli. J Biol Chem. 2000; 275: 24065-24069. 38. Lashuel HA, Petre BM, Wall J. et al: Alphasynuclein, especially the Parkinson.s disease-associated mutants, forms pore-like annular and tubular protofibrils. J Mol Biol. 2002; 322: 1089-1102. 39. Lotharius J, Barg S, Wiekop P. et al: Effect of mutant α-synuclein on dopamine homeostasis in a new human mesencephalic cell line. J Biol Chem. 2002; 277: 38884-38894. 40. Conway KA, Rochet JC, Bieganski RM: Kinetic stabilization of the α-synuclein protofibril by a dopamine-α-synuclein adduct. Science 2001; 294: 1346-1349. 41. Lucking CB, Briece A: Alpha-synuclein and Parkinson’s disease. Cell Mol Life Sci. 2000; 57: 1894-1908. 42. Mata IF, Lockhart PJ, Farrer MJ: Parkin genetics: one model for Parkinson’s disease. Hum Mol Genet. 2004; 13: 127-133. 43. Zhang Y, Gao J, Chung KK. et al: Parkin functions as an E2-dependent ubiquitin-protein ligase and promotes the degradation of the synaptic vesicleassociated protein, CDCrel-1. Proc Natl Acad Sci. USA 2000; 97: 13354-13359. 44. Chung KK, Thomas B, Li X. et al: S-nitrosylation of parkin regulates ubiquitination and compromises parkin’s protective function. Science 2004; 304: 1328-1331. 45. Shimura H, Schlossmacher MG, Hattori N. et al: Ubiquitination of a new form of α-synuclein by parkin from human brain: implications for Parkinson’s disease. Science 2001; 293: 263-169. 46. Haass C, Kahle PJ: Neuroscience. Parkin and its substrates. Science 2001; 293: 224-225. 47. Lim KL, Dawson VL, Dawson TM: Parkin-mediated lysine 63-linked polyubiquitination: a link to protein inclusions formation in Parkinson’s and other conformational diseases? Neurobiol Aging 2006; 27: 524-529. 48. Henn IH, Bouman L, Schlehe JS. et al: Parkin mediates neuroprotection through activation of IkappaB kinase/nu clear factor-kappaB signaling. J Neurosci. 2007; 27: 1868-1878. 31 49. Kopito RR: Aggresomes, inclusion bodies and protein aggregation. Trends Cell Biol. 2000; 10: 524-530. 50. Oyama G, Yoshimi K, Natori S. et al: Impaired in vivo dopamine release in parkin knockout mice. Brain Res. 2010; 1352: 214-222. 51. Marazziti D, Mandillo S, Di Pietro C. et al: GPR37 associates with the dopamine transporter to modulate dopamine uptake and behavioral responses to dopaminergic drugs. Proc Natl Acad Sci U S A 2007; 104: 9846-9851. 52. Hasegawa T, Treis A, Patenge N. et al: Parkin protects against tyrosinase-mediated dopamine neurotoxicity by suppressing stress-activated protein kinase pathways. J Neurochem. 2008; 105: 1700-1715. 53. LaVoie MJ, Cortese GP, Ostaszewski BL. et al: The effects of oxidative stress on parkin and other E3 ligases. J Neurochem. 2007; 103: 2354-2368. 54. Wong ES, Tan JM, Wang C. et al: Relative sensitivity of parkin and other cysteine-containing enzymes to stress-induced solubility alterations. J Biol Chem. 2007; 282: 12310-12318. 55. Matsumine H, Saito M, Shimoda-Matsubayashi S. et al: Localization of a gene for an autosomal recessive form of juvenile Parkinsonism to chromosome 6q25.2-27. Am J Hum Genet. 1997; 60: 588-596. 56. Scott WK, Nance MA, Watts RL et al: Complete genomic screen in Parkinson disease: evidence for multiple genes. JAMA 2001; 286: 2239-2244. 57. Foroud T, Uniacke SK, Liu L. et al: Heterozygosity for a mutation in the parkin gene leads to later onset Parkinson disease. Conneally PM, Nichols WC; Parkinson Study Group. Neurology 2003; 60: 796-801. 58. Wang C, Ma H, Feng X. et al: Parkin dosage mutations in patients with early-onset sporadic and familial Parkinson’s disease in Chinese: an independent pathogenic role. Brain Res. 2010; 1358: 30-38. 59. Lucking CB, Abbas N, Durr A. et al: Homozygous deletions in parkin gene in European and North African families with autosomal recessive juvenile parkinsonism. The European Consortium on Genetic Susceptibility in Parkinson’s Disease and the French Parkinson’s Disease Genetics Study Group. Lancet 1998; 352: 1355-1356. 60. Koziorowski D, Hoffman-Zacharska D, Sławek J: Low frequency of the PARK2 gene mutations in Polish patients with the early-onset form of Parkinson disease. Parkinsonism Relat Disord. 2010; 16: 136-138. 61. Polrolniczak A, Dorszewska J, Florczak J et al: Analysis of SNCA and PARK2 mutations in sporadic Parkinson’s disease. Neurodegener Dis. 2011; 8 S1: CD-ROM 62. Abbas N, Lücking CB, Ricard S. et al: A wide variety of mutations in the parkin gene are responsible for autosomal recessive parkinsonism in Europe. French Parkinson’s Disease Genetics Study Group and the European Consortium on Genetic Susceptibility in Parkinson’s Disease. Hum Mol Genet. 1999; 4: 567-574. 63. Hedrich K, Marder K, Harris J. et al: Evaluation of 50 probands with early-onset Parkinson’s disease for Parkin mutations. Neurology. 2002; 58: 1239-1246. 64. Schlehe JS, Lutz AK, Pilsl A. et al: Aberrant folding of pathogenic Parkin mutants: aggregation versus degradation. J Biol Chem. 2008; 283: 13771-13779. 65. Farrer M, Chan P, Chen R. et al: Lewy bodies and parkinsonism in families with parkin mutations. Ann Neurol. 2001; 50: 293-300. 66. West AB, Maraganore D, Crook J. et al: Functional association of the parkin gene promoter with idiopathic Parkinson’s disease. Hum Mol Genet. 2002; 11: 2787-2792. 67. Sherer TB, Betarbet R, Stout AK. et al: An in vitro 32 model of Parkinson’s disease: linking mitochondrial impairment to altered α-synuclein metabolism and oxidative damage. J Neurosci. 2002; 22: 70067015. 68. Ren JP, Zhao YW, Sun XJ. et al: Toxic influence of chronic oral administration of paraquat on nigrostriatal dopaminergic neurons in C57BL/6 mice. Chin Med J. 2009; 122: 2366-2371. 69. Wersinger C, Vernier P, Sidhu A: Trypsin disrupts the trafficking of the human dopamine transporter by alpha-synuclein and its A30P mutant. Biochemistry 2004; 43: 1242-1253. 70. Golbe LI, Lazzarini AM, Schwarz KO. et al: Autosomal dominant parkinsonism with benign course and typical Lewy-body pathology. Neurology 1993; 43: 2222-2227. 71. Golbe LI, Di Ioro G, Bonavita V. et al: A large kindred with autosomal dominant Parkinson’s disease. Ann Neurol. 1990; 27: 276-282. 72. Krüger R, Kuhn W, Müller T. et al: Ala30Pro mutation in the gene encoding alpha-synuclein in Parkinson’s disease. Nat. Genet. 1998; 18: 106-108. 73. Narhi L, Wood SJ, Steavenson S. et al: Both familial Parkinson’s disease mutations accelerate alpha-synuclein aggregation. J Biol Chem. 1999; 274: 9843-9846. 74. Zarranz JJ, Alegre J, Gómez-Esteban JC. et al: The new mutation, E46K, of alpha-synuclein causes Parkinson and Lewy body dementia. Ann Neurol. 2004; 55: 164-173. 75. Pandey N, Schmidt RE, Galvin JE: The alphasynuclein mutation E46K promotes aggregation in cultured cells. Exper Neurol. 2006; 197: 515-520. 76. Somme JH, Gomez-Esteban JC, Molano A. et al: Initial neuropsychological impairments in patients with the E46K mutation of the α-synuclein gene (PARK 1). J Neurol Sci. 2011; 310: 86-89. 77. Singleton AB, Farrer M, Johnson J. et al: AlphaSynuclein locus triplication causes Parkinson’s disease. Science 2003; 302: 841. 78. Mutez E, Leprêtre F, Le Rhun E. et al: SNCA locus duplication carriers: from genetics to Parkinson disease phenotypes. Hum Mutat. 2011; 32: E20792090. 79. Goldstein DS, Eisenhofer G, Kopin IJ: Clinical catecholamine neurochemistry: a legacy of Julius Axelrod. Cell Mol Neurobiol. 2006; 26: 695-702. 80. Goldstein DS, Holmes C, Li ST. et al: Cardiac sympathetic denervation in Parkinson disease. Ann Intern Med. 2000; 133: 338-347. 81. Sironi F, Trotta L, Antonini A. et al: Alpha-Synuclein multiplication analysis in Italian familial Parkinson disease. Parkinsonism. Relat Disord. 2010; 16: 228-231. 82. Obi T, Nishioka K, Ross OA. et al: Clinicopathologic study of a SNCA gene duplication patient with Parkinson disease and dementia. Neurology. 2008; 70: 238-241. 83. Nishioka K, Wider C, Vilarino-Guell C. et al: Association of alpha-, beta-, and gamma-Synuclein with diffuse lewy body disease. Arch Neur. 2010; 67: 970-975. 84. Nishioka K, Ross OA, Ishii K. et al: Expanding the clinical phenotype of SNCA duplication carriers. Mov Disord. 2009; 24: 1811-1819. 85. Chiba-Falek O, Lopez GJ, Nussbaum RL: Levels of alpha-synuclein mRNA in sporadic Parkinson disease patients. Mov Disord. 2006; 21: 1703-1708. 86. Chiba-Falek O, Nussbaum RL: Effect of allelic variation at the NACP-Rep1 repeat upstream of the alpha-synuclein gene (SNCA) on transcription in a cell culture luciferase reporter system. Hum Mol Genet. 2001; 10: 3101-3109. 87. Fuchs J, Tichopad A, Golub Y. et al: Genetic variability in the SNCA gene influences alpha-synuclein levels in the blood and brain. FASEB J. 2008; 5: 1327-1334. 88. Mellick GD, Maraganore DM, Silburn PA. et al: Australian data and meta-analysis lend support for alpha-synuclein (NACP-Rep1) as a risk factor for Parkinson’s disease. Neurosci Lett. 2005; 375: 112-116. 89. Tan EK, Tan C, Shen H. et al: Alpha synuclein promoter and risk of Parkinson’s disease: microsatellite and allelic size variability. Neurosci Lett. 2003; 336: 70-72. 90. Le WD, Jankovic J: Are dopamine receptor agonists neuroprotective in Parkinson’s disease? Drugs Aging 2001; 18: 389-396. 91. Schapira AH: Dopamine agonists and neuroprotection in Parkinson’s disease. Eur J Neurol. 2002; 9: 7-14. 92. Bellucci A, Collo G, Sarnico I: Alpha-synuclein aggregation and cell death triggered by energy deprivation and dopamine overload are counteracted by D2/D3 receptor activation. J Neurochem. 2008; 106: 560-577. 93. Ono K, Hirohata M, Yamada M: Anti-fibrillogenic and fibril-destabilizing activities of anti-Parkinsonian agents for alpha-synuclein fibrils in vitro. J Neurosci Res. 2007; 85: 1547-1557. 94. Azzouz M, Martin-Rendon E, Barber RD. et al: Multicistronic lentiviral vector-mediated striatal gene transfer of aromatic L-amino acid decarboxylase, tyrosine hydroxylase and GTP cyclohydrolase I induces sustained transgene expression, dopamine production, and functional improvement in a rat model of Parkinson’s disease. J Neurosci. 2002; 22: 10302-10312. 95. Jarraya B, Boulet S, Ralph GS. et al: Dopamine gene therapy for Parkinson’s disease in a nonhuman primate without associated dyskinesia. Sci Transl Med. 2009; 1: 2-4 96. Kordower JH, Chu Y, Hauser RA. et al: Lewy body-like pathology in long-term embryonic nigral transplants in Parkinson’s disease. Nat Med. 2008; 14: 504-506. 97. Li JY, Englund E, Holton JL. et al: Lewy bodies in grafted neurons in subjects with Parkinson’s disease suggest host-to-graft disease propagation. Nat Med. 2008; 14: 501-503. 98. Piccini P, Brooks DJ, Bjorklund A: Dopamine release from nigral transplants visualized in vivo in a Parkinson’s patient. Nat Neurosci. 1999; 2: 1137-1140. 99. Desplats P, Lee HJ, Bae EJ. et al: Inclusion formation and neuronal cell death through neuron-to-neuron transmission of alpha-synuclein. Proc Natl Acad Sci USA 2009; 106: 13010-13015. 100. Scherzer CR, Grass JA, Liao Z. et al: GATA transcription factors directly regulate the Parkinson’s disease-linked gene a-synuclein. Proc Natl Acad Sci USA 2008; 105: 10907-10912. 101. Fountaine TM, Venda LL, Warrick N. et al: The effect of a-synuclein knockdown on MPP+ toxicity in models of human neurons. Eur J Neurosci. 2008; 28: 2459-2473. 102. Mccormack AL, Mak SK, Henderson JM, et al: a-synuclein suppression by targeted small interfering RNA in the primate substantia nigra. PloS One 2009; 5: e12122. 103. Sapru MK, Yates JW, Hogan S: Silencing of human a-synuclein in vitro and in rat brain using lentiviralmediated RNAi. Exp Neurol. 2006; 198: 382-390. 104. Gorbatyuk OS, Li S, Nash K. et al: In vivo RNAimediated a-synuclein silencing induces nigrostriatal degeneration. Mol Ther. 2010; 18: 1450-1457. 105. Masliah E, Rockenstein E, Adame A. et al: Effects of a-synuclein immunization in a mouse model of Parkinson’s disease. Neuron 2005; 46: 857-868. A. Oczkowska i wsp.
