Występowanie genu kodującego alginian u szczepów

MED. DOŚW. MIKROBIOL., 2011, 63: 145 - 153
Tomasz Bogiel, Joanna Kwiecińska-Piróg, Sylwia Kożuszko, Eugenia Gospodarek
Występowanie genu kodującego alginian u szczepów Pseudomonas
aeruginosa opornych na karbapenemy
Katedra i Zakład Mikrobiologii
Collegium Medicum im. L. Rydygiera w Bydgoszczy
Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Toruniu
Kierownik: dr hab. n. med. E. Gospodarek, prof. UMK
Techniką PCR dokonano oceny występowania genu algD, związanego z wytwarzaniem otoczki alginianowej, u 120 szczepów Pseudomonas aeruginosa
opornych na karbapenemy. Stwierdzono występowanie genu algD, kodującego dehydrogenazę GDP-mannozy u 112 (93,3%) szczepów badanych.
Potwierdza to możliwość występowania tego czynnika chorobotwórczości
u większości szczepów pałeczki ropy błękitnej, również opornych na imipenem i meropenem.
Otoczka bakteryjna jest jednym z czynników wirulencji pałeczek Pseudomonas aeruginosa (4, 19). Jest zbudowana z polisacharydowego związku – alginianu. Jej obecność
stwierdza się głównie u szczepów chorobotwórczych. Otoczka P. aeruginosa wykazuje
szczególne powinowactwo do komórek nabłonkowych płuc. Jej podstawową funkcją jest
ochrona komórki bakteryjnej przed fagocytozą (5, 19). P. aeruginosa odpowiedzialna jest
za powodowanie przewlekłych chorób układu oddechowego i przewlekłych odczynów
zapalnych w płucach (4, 15). Ponadto, alginian ułatwia szczepom pałeczki ropy błękitnej
tworzenie biofilmu (4, 16). Jego zwiększone wytwarzanie może towarzyszyć rozwojowi
zakażeń płuc, co wykazano doświadczalnie na modelu mysim (11). Do wytwarzania otoczki
niezbędna jest obecność grupy genów kodujących enzymy szlaku biosyntezy alginianu oraz
mechanizmy ich kontroli (4). Znajdują się one w liczącym 12 genów operonie, kodującym
również enzym, który rozkłada alginian (7). Jak wykazały badania Gacesa (4) oraz Jain
i Ohman (7) do wytworzenia otoczki niezbędne są różne białka biorące udział w jej syntezie i transporcie przez błonę cytoplazmatyczną. Zaliczane jest do nich, między innymi,
zewnętrzne białko błonowe AlgE (6).
Składowe otoczki kodowane są przez geny w większości umiejscowione we fragmencie 3962825–3964135 operonu algD w genomie w pełni zsekwencjonowanego szczepu
P. aeruginosa – PAO1, zajmując locus PA3540 (18). Stąd, fragment ten wykorzystywany
jest przez różnych badaczy (1, 8) do oceny występowania genu umożliwiającego pałeczkom
P. aeruginosa wytwarzanie otoczki alginianowej.
146
Nr 2
T. Bogiel i inni
Celem niniejszej pracy była ocena występowania genu algD, uczestniczącego w wytwarzaniu otoczki alginianowej, u 120 szczepów P. aeruginosa opornych na karbapenemy.
MATERIAŁ I METODY
Materiał do badań stanowiło 120 szczepów pałeczek P. aeruginosa opornych na
imipenem i meropenem, wyosobnionych w latach 2003-2010 w Zakładzie Mikrobiologii
Klinicznej Szpitala Uniwersyteckiego nr 1 im. dr. A. Jurasza Collegium Medicum im. L.
Rydygiera w Bydgoszczy Uniwersytetu Mikołaja Kopernika w Toruniu. Pochodzenie tych
szczepów przedstawia tabela I.
Tabela I. Pochodzenie badanych szczepów P. aeruginosa (n=120)
Jednostka, z której izolowano szczepy
Klinika Anestezjologii i Intensywnej Terapii
Klinika Rehabilitacji
Klinika Chirurgii Ogólnej i Endokrynologicznej
Klinika Neurochirurgii i Neurotraumatologii
Oddział Kliniczny Anestezjologii i Intensywnej Terapii z Pododdziałem
Kardioanestezjologii
Klinika Kardiologii
Klinika Chirurgii Dziecięcej
Klinika Transplantologii i Chirurgii Ogólnej
Klinika Chirurgii Ogólnej i Naczyń
Oddział Kliniczny Anestezjologii i Intensywnej Terapii dla Dzieci
Klinika Urologii Ogólnej, Onkologicznej i Dziecięcej
Klinika Nefrologii, Nadciśnienia Tętniczego i Chorób Wewnętrznych
Klinika Ortopedii i Traumatologii Narządu Ruchu z Oddziałem Wczesnej
Rehabilitacji w Schorzeniach Ortopedyczno-Urazowych
Poradnia Chirurgii Naczyniowej
Klinika Pediatrii, Hematologii i Onkologii
Klinika Endokrynologii i Diabetologii z Pracownią Medycyny Nuklearnej
Klinika Pediatrii, Alergologii i Gastroenterologii
Poradnia Alergologiczna
Poradnia Otolaryngologiczna
Poradnia Urologiczna
Szpital Ministerstwa Spraw Wewnętrznych i Administracji w Bydgoszczy
Wojewódzki Szpital Obserwacyjno-Zakaźny w Bydgoszczy
Liczba
Odsetek
szczepów szczepów
42
35,0
16
13,3
8
6,7
7
5,8
7
5,8
6
5
5
3
3
3
2
5,0
4,2
4,2
2,5
2,5
2,5
1,7
2
1,7
2
2
1
1
1
1
1
1
1
1,7
1,7
0,8
0,8
0,8
0,8
0,8
0,8
0,8
Na rycinie 1 wyszczególniono rodzaj materiału klinicznego, z którego izolowano poddane badaniu szczepy P. aeruginosa.
Identyfikację szczepów przeprowadzono uwzględniając następujące cechy: morfologia
kolonii na agarze z 5% krwią baranią (Tryptase Soy Agar, Becton Dickinson), zdolność
do wzrostu na podłożu z cetrymidem (PseudoSel Agar, Becton Dickinson), wytwarzanie
barwników i oksydazy. W identyfikacji szczepów wykorzystano również wyniki reakcji
Nr 2
Gen kodujący alginian u P. aeruginosa
22,5
147
Popłuczyny oskrzelowo-pęcherzykowe (n=27)
Wymaz z rany (n=20)
Mocz z cewnika i nefrostomii (n=14)
10,0
Mocz (n=12)
16,7
1,7
Wydzielina z dróg oddechowych (n=9)
1,7
Kał (n=4)
1,7
Wymaz z odleżyny (n=3)
1,7
2,5
Krew i krew z cewnika (n=11)
Wymaz z odbytu (n=2)
3,3
11,7
Wymaz z jamy otrzewnej (n=2)
Wymaz z gastrostomii (n=2)
Wymaz z otworu tracheostomijnego (n=2)
7,5
9,2
10,0
Inne* (n=12)
* po jednym szczepie izolowano z wymazów z: gardła, przedsionka nosowego, owrzodzenia i cewki
moczowej oraz tkanki, plwociny, ropy, wkłucia centralnego, wydzieliny z rurki tracheostomijnej,
płynu konserwującego nerkę, cewnika naczyniowego, nici chirurgicznej
Ryc. 1.
Rodzaj materiału klinicznego, z którego izolowano badane szczepy P. aeruginosa (n=120)
biochemicznych ujętych w testach ID 32 GN lub ID 32 E (bioMérieux), które wykonano
zgodnie z zaleceniami producenta. Wyniki reakcji odczytywano w systemie komputerowym
ATB Expression V 2.8.8 (bioMérieux).
Lekowrażliwość badanych szczepów oceniano metodą krążkowo-dyfuzyjną oraz z użyciem Etestów (AB Biodisk) dla kolistyny na podłożu Mueller-Hinton II Agar (Mueller-Hinton
II Agar, MHA, Becton Dickinson), zgodnie z zaleceniami Krajowego Ośrodka Referencyjnego ds. Lekowrażliwości Drobnoustrojów (KORLD) (14). Z 18-20 godzinnych hodowli
na agarze krwawym, sporządzano zawiesinę o gęstości 0,5 według skali MacFarlanda
w 0,9% roztworze NaCl. Stosowano krążki z: karbenicyliną (100 µg), tikarcyliną (75 µg),
piperacyliną (100 µg), tikarcyliną z kwasem klawulanowym (75/10 µg), piperacyliną z tazobaktamem (100/10 µg), cefotaksymem (30 µg), ceftazydymem (30 µg), cefepimem (30 µg),
aztreonamem (30 µg), imipenemem (10 µg), meropenemem (10 µg), gentamicyną (10 µg),
tobramycyną (10 µg), amikacyną (30 µg), netilmicyną (30 µg), norfloksacyną (10 µg) oraz
ciprofloksacyną (5 µg) (Becton Dickinson). Krążki dobierano na podstawie zaleceń KORLD.
Odczytu wyników dokonywano po 16-18 godzinach inkubacji w temperaturze 35°C. Wyniki
interpretowano zgodnie z obowiązującymi zaleceniami Clinical and Laboratory Standards
Institute (CLSI) (10). W celu kontroli poprawności oznaczenia lekowrażliwości stosowano
szczepy wzorcowe z kolekcji ATCC: P. aeruginosa 27853 i Escherichia coli 25922.
W celu izolacji DNA szczepów badanych oraz wzorcowych wykorzystano zestaw
Genomic Mini (A&A Biotechnology, DNA Gdańsk) postępując zgodnie z instrukcją producenta. W celu stwierdzenia poprawności procesu izolacji i uniknięcia fałszywie ujemnych
wyników, próbki wyizolowanego DNA bakteryjnego obciążano roztworem Loading Buffer
DNA IV (AppliChem) i rozdzielano elektroforetycznie w 1% żelu agarozowym (Bio-Rad)
w 1xTBE (Tris-Borate/EDTA, Bio-Rad) pod napięciem 9 V/cm przez jedną godzinę w apa-
148
T. Bogiel i inni
1 2
3
4
5
6
7
8
Nr 2
M* 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18
*M - wzorzec wielkości od 100 do 3000 par zasad; 1-16 numery badanych szczepów; 17 - kontrola
dodatnia reakcji
PCR;
18 - kontrola
ujemna
reakcji amplifikacji
PCR; strzałka DNA
wskazuje
obecność/brak
produktu
Ryc. 2.
Przykład
rozdziału
produktu
badanych
szczepów
P. aeruginosa
amplifikacji wielkości 1310 par zasad
*M - wzorzec wielkości od 100 do 3000 par zasad; 1-16 numery badanych szczepów; 17 Przykład rozdziału produktu amplifikacji DNA badanych szczepów P. aeruginosa
dodatnia
reakcji PCR; 18 - kontrola ujemna reakcji PCR; strzałka wskazuje obecność/brak p
amplifikacji wielkości 1310 par zasad
racie do elektroforezy MINI SUB™ DNA CELL (Bio-Rad) i po wybarwieniu przez 30 minut
bromkiem etydyny i płukaniu przez 20 minut wodą dejonizowaną oglądano i rejestrowano
w świetle UV korzystając z systemu dokumentacji żeli Quantity One (Bio-Rad). Do czasu
analiz DNA przechowywano w temperaturze 4°C.
Reakcję amplifikacji przeprowadzano według metody opracowanej przez Lanotte i wsp.
(8) w probówkach 0,2 ml (Eppendorf) w końcowej objętości 20 μl. Stosowano polimerazę
Taq w ilości 1 U/reakcję w jednokrotnie stężonym buforze BD, MgCl2 w stężeniu końcowym
1,5 mM (FirePol DNA Polymerase, Solis Biodyne) oraz zestaw dNTP w stężeniu 200 μM
(Solis Biodyne). Starterów algD F i algD R (Integrated DNA Technologies), o sekwencjach
5’→3’, odpowiednio: – ATG CGA ATC AGC ATC TTT GGT – i – CTA CCA GCA GAT
GCC CTC GGC – użyto w ilości 12,5 pmol/reakcję. Dodawano następnie wyizolowanego
DNA bakteryjnego i do końcowej objętości dopełniano wodą do aplikacji biologii molekularnej Molecular Biology Grade Water (Eppendorf). Równolegle wykonywano oznaczenie
z wykorzystaniem DNA wyizolowanego z sekwencjonowanego wzorcowego szczepu P.
aeruginosa PAO1.
W technice PCR wykorzystano termocykler GeneAmp® PCR System 2700 (Applied
Biosystems) oraz następujące warunki reakcji: pre-amplifikacja 94°C – 3 minuty; amplifikacja właściwa – 30 cykli: 94°C – 0,5 minuty, 50°C – jedna minuta, 72°C – 1,5 minuty;
końcowy etap wydłużania 72°C – 5 minut. Otrzymane produkty amplifikacji w ilości 6 μl
obciążano roztworem Loading Buffer DNA IV (AppliChem), rozdzielano elektroforetycznie w 1,5% żelu agarozowym (Bio-Rad) w 1xTBE (Bio-Rad) pod napięciem 9 V/cm przez
1,5 godziny w aparacie do elektroforezy MINI SUB™ DNA CELL (Bio-Rad) lub SUB-CELL® GT (Bio-Rad). W związku z wielkością generowanego produktu (1310 par zasad)
Ryc. 2. Nr 2
149
Gen kodujący alginian u P. aeruginosa
wykorzystano wzorzec wielkości 100-3000 par zasad (Solis Biodyne). Po zakończeniu
elektroforezy żel wybarwiano przez 30 minut roztworem bromku etydyny, odbarwiano 20
minut wodą dejonizowaną i oglądano w świetle UV korzystając z systemu dokumentacji
żeli GEL DOC 2000 (Bio-Rad). Dokonywano oceny obecności i wielkości powstającego
fragmentu DNA, który porównywano do produktu amplifikacji szczepu PAO1. Za wynik
dodatni uznawano występowanie fragmentu DNA wielkości 1310 par zasad, na tej samej
wysokości, jak w przypadku szczepu wzorcowego, co zostało przedstawione na rycinie 2
Testem χ2 oceniono statystycznie różnice w częstości występowania genu algD u szczepów izolowanych z różnego materiału klinicznego.
WYNIKI
Najwięcej szczepów objętych badaniem izolowano z próbek materiału pobranego od
pacjentów Kliniki Anestezjologii i Intensywnej Terapii (35,0%) oraz Kliniki Rehabilitacji
Karbenicylina
T ikarcylina
Piperacylina
Piperacylina/tazobaktam
T ikarcylina/kwas
klawulanowy
Cefotaksym
Antybiotyk
Ceftazydym
Oporne
Cefepim
Średniowrażliwe
Wrażliwe
Aztreonam
Gentamycyna
T obramycyna
Amikacyna
Netilmycyna
Norfloksacyna
Ciprofloksacyna
Kolistyna
0,0%
Ryc. 3. 20,0%
40,0%
60,0%
80,0%
100,0%
Lekowrażliwość badanych szczepów P. aeruginosa (n=120)
150
T. Bogiel i inni
Nr 2
(13,3%). Były to w większości izolaty wyodrębnione z popłuczyn oskrzelowo-pęcherzykowych (22,5%), moczu (21,7%) oraz wymazów z ran (16,7%).
Lekowrażliwość badanych szczepów została przedstawiona na rycinie 3. Wszystkie
szczepy były wrażliwe na kolistynę. Najniższy odsetek szczepów opornych stwierdzono
w stosunku do aztreonamu (22,5%), natomiast najwyższe wobec: karbenicyliny (90,0%),
tikarcyliny (89,2%) oraz połączenia tikarcyliny z kwasem klawulanowym (86,7%). W najwyższych odsetkach szczepy pozostawały wrażliwe na ceftazydym i cefepim (po 40,8%)
oraz norfloksacynę (37,5%).
Obecność genu algD stwierdzono u 112 (93,3%) spośród badanych 120 szczepów.
Przykładowe zdjęcie rozdziału produktu amplifikacji DNA badanych szczepów w żelu
agarozowym przedstawiono na rycinie 2. Częstość wykrycia genów wśród szczepów
pochodzących z różnego materiału przedstawia tabela II. Wynosiła ona między 72,7% dla
szczepów izolowanych z krwi, a 100,0% u szczepów wyosobnionych z wymazów z ran
i wydzieliny z dróg oddechowych. Nie stwierdzono istotnych statystycznie różnic pomiędzy
częstością występowania genu algD a rodzajem materiału, z którego został wyodrębniony
posiadający go szczep.
Tab ela I I . Porównanie częstości występowania genu algD u szczepów izolowanych z wybranego
materiału klinicznego
Obecność genu algD
Rodzaj materiału klinicznego (n)
n
Odsetek szczepów
Popłuczyny oskrzelowo-pęcherzykowe (n=27)
26
96,3
Wymaz z rany (n=20)
20
100,0
Mocz z cewnika i nefrostomii (n=14)
13
92,9
Mocz (n=12)
11
91,7
Krew i krew z cewnika (n=11)
8
72,7
Wydzielina z dróg oddechowych (n=9)
9
100,0
Ogółem (n=120)
112
93,3
DYSKUSJA
Od kilku lat pojawiają się w piśmiennictwie informacje o obniżonym poziomie zjadliwości szczepów P. aeruginosa opornych na antybiotyki (3, 13). Istotą takiego procesu
mogłoby być zastępowanie genów kodujących czynniki wirulencji, genami oporności na
antybiotyki/chemioterapeutyki. Z punktu widzenia zdolności bakterii do adaptacji i utrzymania się/przetrwania w zmieniającym się środowisku, takie „zarządzanie” genomem
wydawałoby się uzasadnione.
Geny kodujące otoczkę alginianową są rozpowszechnione wśród szczepów rodzaju
Pseudomonas (9), a alginian wchodzący w jej skład należy do najczęściej wytwarzanych
przez pałeczki P. aeruginosa czynników wirulencji w zakażeniach układu oddechowego
(2). Poziom jego wytwarzania jest porównywalny niezależnie od miejsca, z którego pobierany jest materiał w czasie toczącego się procesu zakażenia (2). Dowiedziono, że zarówno
w warunkach laboratoryjnych, jak i podczas zakażenia może nastąpić konwersja szczepu
z formy bezotoczkowej do wytwarzającej alginian (15).
Nr 2
Gen kodujący alginian u P. aeruginosa
151
W dostępnym piśmiennictwie brak jest informacji na temat występowania genów
kodujących czynniki wirulencji u szczepów P. aeruginosa opornych na karbapenemy.
Na podstawie badań własnych wykazano występowanie genu algD u 93,3% szczepów
badanych. Stehling i wsp. (17) w badaniach nad szczepami P. aeruginosa uwzględnili tyle
samo szczepów, co w niniejszej pracy i stwierdzili występowanie genu algD u wszystkich
badanych izolatów. Nie zawarli jednak w swej pracy wyników lekowrażliwości badanych
szczepów, a jedynie schorzenia pacjentów, w których pałeczki P. aeruginosa zostały uznane
za czynnik etiologiczny, co z kolei nie było przedmiotem badań w niniejszej pracy. Lanotte
i wsp. (8) również wykazali u wszystkich 162 badanych szczepów P. aeruginosa obecność
genu dehydrogenazy GDP-mannozy.
Częstość występowania genu algD na podstawie niniejszej pracy nie zależała od rodzaju
materiału, z którego wyosobniono szczepy i nie stwierdzono statystycznie istotnych różnic
między izolatami z układu oddechowego i innego materiału.
Qin i wsp. (12) wykorzystując amplifikację techniką PCR DNA szczepów P. aeruginosa wykazali, że gen algD występuje u 92% szczepów, co stanowi wartość zbliżoną do
wyników badań własnych. W tym samym badaniu nad wytwarzaniem wykrytych genów
techniką real-time PCR, notowano ekspresję genu alginianu u wszystkich szczepów posiadających gen algD. Sugerowałoby to, że zdolność wytwarzania otoczki alginianowej
występuje u wszystkich szczepów dysponujących genami i determinowana jest wyłącznie
ich obecnością.
WNIOSKI
1. Większość szczepów P. aeruginosa opornych na karbapenemy posiada geny kodujące
składowe otoczki alginianowej i ma możliwość jej wytwarzania.
2. Występowanie genu algD u szczepów P. aeruginosa opornych na karbapenemy nie
zależy od rodzaju materiału klinicznego, z którego są izolowane.
T. B o g ie l, J . K wi e c i ńska -Pi róg, S. Koż usz k o, E. G os podarek
Incidence of alginate-coding gene in carbapenem-resistant Pseudomonas aeruginosa
strains
SUMMARY
Pseudomonas aeruginosa rods are one of the most common isolated opportunistic nosocomial
pathogens. Strains usually are capable to secret a capsule-like polysaccharide called alginate important for evasion of host defenses, especially during chronic pulmonary disease of patients with cystic
fibrosis. Most genes for alginate biosynthesis and lysis are encoded by the operon. The aim of our study
was to evaluate the incidence of algD sequence, generally use for alginate-coding gene detection, in
120 P. aeruginosa strains resistant to carbapenems. All isolates were obtained in the Department of
Clinical Microbiology University Hospital no. 1 of dr A. Jurasz Collegium Medicum of L. Rydygier
in Bydgoszcz Nicolaus Copernicus University in Toruń. Examined strains demonstrated resistance to
carbenicillin (90,0%), ticarcillin (89,2%) and ticarcillin clavulanate (86,7%). All strains were susceptible
152
T. Bogiel i inni
Nr 2
to colistin. The majority of examined strains was susceptible to ceftazidime and cefepime (40,8% each)
and norfloxacin (37,5%). Presence of algD gene - noted in 112 (93,3%) strains proves that not every
strain is capable to produce alginate. It was also found out that differences in algD genes incidence
in case of different clinical material that strains were isolated from were not statistically important.
PIŚMIENNICTWO
1. Antonov VA, Altukhova VV, Savchenko SS i inni. Molecular genetic analysis of Pseudomonas
aeruginosa strains isolated from environment and patients in health care facilities. Zh Mikrobiol
Epidemiol Immunobiol 2010; 2: 8-13.
2. Ciragil P, Söyletir G. Alginate, elastase and alkaline protease production of Pseudomonas aeruginosa strains isolated from various body sites. Mikrobiyol Bul 2004; 38: 341-7.
3. Deptuła A, Gospodarek E. Reduced expression of virulence factors in multidrug-resistant Pseudomonas aeruginosa strains. Arch Microbiol 2010; 192: 79-84.
4. Gacesa P. Bacterial alginate biosynthesis-recent progress and future prospects. Microbiology
1998; 144: 1133-43.
5. Govan JR, Deretic V. Microbial pathogenesis in cystic fibrosis: mucoid Pseudomonas aeruginosa
and Burkholderia cepacia. Microbiol Rev 1996; 60: 539-74.
6. Hay ID, Rehman ZU, Rehm BH. Membrane topology of outer membrane protein AlgE, which
is required for alginate production in Pseudomonas aeruginosa. Appl Environ Microbiol 2010;
76: 1806-12.
7. Jain S, Ohman DE. Role of an alginate lyase for alginate transport in mucoid Pseudomonas
aeruginosa. Infect Immun 2005; 73: 6429-36.
8. Lanotte P, Watt S, Mereghetti L i inni. Genetic features of Pseudomonas aeruginosa isolates from
cystic fibrosis patients compared with those of isolates from other origins. J Med Microbiol 2004;
53: 73-81.
9. Muhammadi, Ahmed N. Genetics of bacterial alginate: alginate genes distribution, organization
and biosynthesis in bacteria. Curr Genomics 2007; 8: 191-202.
10. Perfomance standards for antimicrobial susceptibility testing. Eighteenth informational supplement (M100-S18). CLSI Wayne, Pa 2008. Clinical and Laboratory Standards Institute.
11. Pierre M, Le Berre R, Tiesset H i inni. Kinetics of Pseudomonas aeruginosa virulence gene
expression during chronic lung infection in the murine model. Med Mal Infect 2008; 38: 318-23.
12. Qin X, Emerson J, Stapp J i inni. Use of real-time PCR with multiple targets to identify Pseudomonas aeruginosa and other nonfermenting Gram-negative bacilli from patients with cystic
fibrosis. J Clin Microbiol 2003; 41: 4312-7.
13. Ramisse F, van Delden C, Gidenne S i inni. Decreased virulence of a strain of Pseudomonas
aeruginosa O12 overexpressing a chromosomal type 1 beta-lactamase could be due to reduced
expression of cell-to-cell signaling dependent virulence factors. FEMS Immunol Med Microbiol
2000; 28: 41-5.
14. Rekomendacje doboru testów do oznaczania wrażliwości bakterii na antybiotyki i chemioterapeutyki 2009. Oznaczanie wrażliwości pałeczek Gram-ujemnych. Gniadkowski M, Żabicka D,
Hryniewicz W. Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Lekowrażliwości Drobnoustrojów. Narodowy
Instytut Leków.
15. Schurr MJ, Martin DW, Mudd MH i inni. The algD promoter: regulation of alginate production
by Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis. Cell Mol Biol Res 1993; 39: 371-6.
16. Stapper AP, Narasimhan G, Ohman DE i inni. Alginate production affects Pseudomonas aeruginosa biofilm development and architecture, but is not essential for biofilm formation. J Med
Microbiol 2004; 53: 679-90.
Nr 2
Gen kodujący alginian u P. aeruginosa
153
17. Stehling EG, Silveira WD, Leite Dda S. Study of biological characteristics of Pseudomonas aeruginosa strains isolated from patients with cystic fibrosis and from patients with extra-pulmonary
infections. Braz J Infect Dis 2008; 12: 86-8.
18. Stover CK, Pham XQ, Erwin AL i inni. Complete genome sequence of Pseudomonas aeruginosa
PAO1, an opportunistic pathogen. Nature 2000; 406: 959-64.
19. Szewczyk E. Diagnostyka bakteriologiczna. Wydawnictwo Naukowe PWN. Warszawa 2009.
Otrzymano: 16 V 2011 r.
Adres Autora: 85-094 Bydgoszcz, ul. M. Skłodowskiej-Curie 9, Katedra i Zakład Mikrobiologii
Collegium Medium im. Rydygiera w Bydgoszczy, UMK w Toruniu